Efecto-del-peroxido-de-hidrogeno-y-quitosan-en-semillas-de-maz-expuestas-a-hongos-patogenos

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
CUAUTITLÁN 
 
EFECTO DEL PERÓXIDO DE HIDRÓGENO Y 
QUITOSÁN EN SEMILLAS DE MAÍZ EXPUESTAS 
A HONGOS PATÓGENOS 
 
 
TESIS 
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE: 
INGENIERA EN ALIMENTOS 
PRESENTAN: 
MARIA FERNANDA DE LA MORA VALENCIA 
NELLY ABIGAIL MORALES PÉREZ 
 
 
 ASESORA: DRA. SUSANA PATRICIA MIRANDA CASTRO 
 COASESORA: M. en C. EVA GUADALUPE LIZÁRRAGA PAULÍN 
 
 
CUAUTITLAN IZCALLI, EDO. DE MEX. 2013 
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UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN 
UNIDAD DE ADMINISTRACIÓN ESCOLAR 
DEPARTAMENTO DE EXÁMENES PRO~lP~ALES 
~'lNlUESn ::. 
ASUNTO: V\':j , RE> · -'ORIO 
DRA. SUEMI RODRÍGUEZ ROMO 
DIRECTORA DE LA FES CUAUTITLÁN 
PRESENTE 
~ . .tI.; ; .... 
~~'_'-7-. ~:~"" .... J:",,: .. 
~"~~~.~. "::&11, •• l."";J ' J.r.-.~ _ r : _ ;.o 
ATN: L.A. ARACELI HE~ÁNDEZ 
Jefa del De~e~~'!!tmenes 
Profesionales de la FES Cuautitlán 
Con base en el Art. 28 del Reglamento de Exámenes Profesionales nos pennitimos comunicar a 
usted que revisamos la: TESIS 
Efecto del peróxido de hidrógeno y quitosán en semillas de maíz expuestas a hongos 
patógenos 
Que presenta la pasante: Maria Femanda De la Mora Valencia 
Con número de cuenta: 40809241-6 para obtener el Título de: Ingeniera en Alimentos 
Considerando que dicho trabajo reúne los requisitos necesarios para ser discutido en el EXAMEN 
PROFESIONAL correspondiente, otorgamos nuestro VOTO APROBATORIO. 
ATENTAMENTE 
"POR MI RAZA HABLARA EL ESPÍRITU" 
Cuautitlán Izcalli, Méx. a 19 de Septiembre de 2012. 
PROFESORES QUE INTEGRAN EL JURADO 
NOMBRE 
PRESIDENTE Ora. Susana Patricia Miranda Castro 
VOCAL Dra. Sara Esther Valdés Martínez 
SECRETARIO Dra. Ma de los Angeles Cornejo Villegas 
ler SUPLENTE M. en C. Ma. Guadalupe Amaya León 
2do SUPLENTE lA. Dulce Maria Oliver Hernández Zl~' 
NOTA: los sinodales suplentes est!n Obligados a presenta"" el dla y hora del Examen Profesional (art. 120: 
HHA/pm 
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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN 
UNIDAD DE ADMINISTRACIÓN ESCOLAR 
DEPARTAMENTO DE EXÁMENES PROFESIONALES 
DRA. SUEMI RODRÍGUEZ ROMO 
DIRECTORA DE LA FES CUAUTITLÁN 
PRESENTE 
ASUNTO:VO[~4rg9BATORIO 
ffiClJt't'.D1)!ESt\.'i;l1OS 
S'J!%1\Or'S MUTffiI.N 
ATN: L.A. ARACELI HE.L~R~~::B~ 
Jefa del Depa ~ _ Exámenes 
Profesional~~uautitlán 
EXA~ENES ?RUtt:;,\);·!;:,J.o::: 
Con base en el Art. 28 del Reglamento de Exámenes Profesionales nos pennitimos comunicar a 
usted que revisamos la: TESIS ' 
Efecto del peróxido de hidrógeno y quitosán en semillas de maíz expuestas a hongos 
patógenos 
Que presenta la pasante: Nelly Abigail Morales Pérez 
Con número de cuenta: 40804475-2 para obtener el Título de: Ingeniera en Alimentos 
Considerando que dicho trabajo reúne los requisitos necesarios para ser discutido en el EXAMEN 
PROFESIONAL correspondiente, otorgamos nuestro VOTO APROBATORIO. 
ATENTAMENTE 
"POR MI RAZA HABLARA EL ESPÍRITU" 
Cuautitlán Izcalli , Méx. a 19 de Septiembre de 2012 . 
. PROFESORES QUE INTEGRAN EL JURADO 
NOMBRE 
PRESIDENTE Dra. Susana Patricia Miranda Castro 
VOCAL Dra. Sara Esther Valdés Martínez 
SECRETARIO Dra.Ma. De los Angeles Cornejo Villegas 
ter SUPLENTE M .en C. Ma. Guadalupe Amaya León 
2do SUPLENTE Ik Dulce María Oliver Hernández 
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María Fernanda 
Agradecimientos 
A Dios: 
Le agradezco por haberme acompañado y guiado a lo largo de mi carrera, por ser mi 
fortaleza en los momentos de debilidad y por brindarme una vida llena de aprendizajes, 
experiencias y tanta felicidad. 
A mis padres y familia 
A mis padres, Héctor de la Mora Tirado y Ma. Esther Valencia Guerrero, tanto que 
agradecerles pero sobre todo por su apoyo incondicional, a ellos les debo este triunfo 
profesional, por todo su trabajo y dedicación para darme una formación académica y 
formar a la persona que ahora soy. De ellos es este triunfo y para ellos es todo mi 
agradecimiento y amor. Agradezco hoy y siempre a mis hermanos, sobrinos que me 
brindan el apoyo, la alegría, el cariño y la fortaleza necesaria para seguir adelante. Los 
Amo con toda mi alma. 
A Abi: 
A mi querida amiga, hermana, cómplice y compañera de tesis, por todo el tiempo 
compartido a lo largo de la carrera, por su comprensión y paciencia para superar 
tantos momentos difíciles y sobre todo por hacer de su familia, una familia para mí. Te 
quiero amiga. 
A mis profesores 
A todos mis profesores de la carrera, gracias por su tiempo, por su apoyo así como por 
la sabiduría que me transmitieron en el desarrollo de mi formación profesional, en 
especial a la Dra. Paty y a Eva, por su apoyo, confianza, experiencia y orientación que 
me brindaron para culminar este paso tan importante de mi carrera profesional. Fue un 
gran placer haber compartido este tiempo con personas tan exitosas como ustedes. 
También agradezco a la Profa. Julieta, Saturnino y Paco por apoyo recibido durante la 
experimentación de este proyecto así como a los laboratoristas de ciencia básica 3 q 
nos hacían tan agradable cada mañana compartida, como olvidar los cafés de cada 
mañana 
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A mis amigos 
Por pasar a mi lado los momentos de mi vida universitaria y estar siempre en las 
buenas y en la malas, a Beto por siempre estar cuando lo necesite y siempre tener unas 
palabras de aliento o un chiste para hacer esto tan divertido. 
A la UNAM 
Y por último pero no menos importante, a la UNAM, y a la Facultad de Estudios 
Superiores Cuautitlán por darme la oportunidad de pertenecer a la máxima casa de 
estudios en México y sentir el enorme orgullo de ser sangre azul y piel dorada. 
A todos mi mayor reconocimiento y gratitud. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Abigail 
A Dios 
Por permitirme estar aquí, por ser parte de la familia Morales Pérez porque él me da la 
fuerza cuando más la necesito y llena mi vida de amor y felicidad. 
A mis padres 
Por brindarme todo su apoyo porque hicieron todo por darme la mejor educación, por 
darme valores y por enseñarme que la familia es la base para una vida feliz y por ser el 
mejor ejemplo a seguir. Los amo. 
A mis hermanas 
Por enseñarme que la vida no es fácil pero que juntos podemos superarlo todo, por llenar 
mi vida de alegría y porque siempre están cuando las necesito y por compartir conmigo 
sus experiencias de vida. Las amo. También a mí cuñado “Deivid” por ayudarme desde 
que tome la decisión de estudiar Ingeniería en Alimentos y darme su opinión y ayuda 
siempre que se lo pedí. A mis sobrinos por llenar mi vida de alegría y ternura, los amo.A mi compañera y amiga 
Fernanda por ser una excelente compañera porque a pesar de todo siempre supiste 
apoyarme para sacar este proyecto tan importante de nuestras vidas, nuestra tesis, pero 
sobre todo por ser una gran amiga. 
A mi asesora 
Dra. Patricia Miranda por compartir con nosotras experiencias inolvidables y brindarnos 
todo el apoyo para desarrollar este trabajo profesional que marca una parte muy 
importante en nuestra vida y ser parte de ella. 
A mi coasesora 
M. en C. Eva Lizárraga por motivarnos en los momentos de debilidad y desesperación 
ayudándonos al máximo y en todo tiempo, por ser un gran ejemplo de superación y 
persistencia y enseñarnos que la ciencia no está peleada con la diversión, gracias por 
además de todo ser una buena amiga. 
 
 
 
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A mis maestros 
A todos los maestros que me enseñaron durante esta etapa, por compartir experiencias 
formativas no solo profesionales sino también de vida, a la maestra Julieta y el profesor 
Saturnino por apoyarnos en el desarrollo experimental de nuestra tesis, al maestro 
Francisco Javier y a la Dra. Sara por ayudarme siempre que lo necesite. 
A mis amigos 
Por ver siempre el lado positivo en los peores momentos, por darle alegría a los 
momentos de estrés a lo largo de esta carrera, por llenar mi vida de diversión y felicidad. 
A Beto y a Manolo por desvelarse conmigo y ayudarme siempre que lo necesité, los 
quiero. A “Jan” por siempre sacarnos una sonrisa y a Carlos Eduardo por salvar mi 
computadora (para mi salvarme la vida) siempre que fue necesario. 
A mi familia 
A quienes me dieron palabras de aliento y ánimo para seguir, a mis tíos y primos que 
siempre me motivaron a ser una profesionista y a buscar superarme cada día de mi vida, a 
quien me apoyo durante esta etapa. Los quiero. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TAMBIEN AGRADECEMOS EL APOYO A LOS PROGRAMAS PAPIIT IT 220411 
"ESTUDIO FITOPATOLÒGICO, BIOQUÍMICO Y MOLECULAR DE LA RESPUESTA 
CONTRA ESTRESES BIÓTICOS Y ABIÓTICOS EN PLÁNTULAS DE MAÍZ. Y AL 
PROGRAMA PAPIME PE 203211 "INNOVACIÓN Y FORTALECIMIENTO DE LA 
ENSEÑANZA TEÓRICO -PRÁCTICA DE LA BIOTECNOLOGÍA PARA ASIGNATURAS 
TERMINALES DE LAS CIENCIAS BIOLÓGICAS". 
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I 
 
ÍNDICE GENERAL 
 
 
Índice general I 
Índice de figuras IV 
Índice de tablas VI 
Resumen 1 
Introducción 2 
 
CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES 
 
3 
 1.1 Importancia nutricional del maíz 4 
 1.1.1 Maíz de alta calidad proteica (QPM) 5 
 1.2 Producción 6 
 1.3 Factores que afectan al maíz 8 
 1.3.1 Factores de naturaleza biótica 8 
 1.3.1.1 Aspergillus flavus 9 
 1.3.1.2 Fusarium moniliforme 10 
 1.4 Consecuencias de los daños al maíz 11 
 1.5 Alternativas para disminuir el daño por A. flavus y F. moniliforme 11 
 1.6 Recubrimientos 12 
 1.6.1 El Quitosán 12 
 1.6.2 Peróxido de Hidrógeno 13 
 1.7 Valor nutritivo del maíz 13 
 
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II 
 
CAPITULO 2. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL 18 
Objetivos 19 
Cuadro Metodológico 20 
Descripción metodológica 21 
 2.1 Diseño del experimento 21 
 2.2 Caracterización del quitosán 23 
 2.2.1 Determinación del Peso Molecular 23 
 2.2.2 Grado de desacetilación 24 
 2.3 Preparación de soluciones para recubrimiento 24 
 2.3.1 Solución de Quitosán 2% 24 
 2.3.2 Solución de Peróxido de Hidrógeno 8Mm 24 
 2.3.3 Solución de QN 2%-H2O2 8mM 24 
 2.4 Preparación de soluciones para aspersión 25 
 2.4.1 Solución de Quitosán 0.2% 25 
 2.4.2 Solución de Peróxido de Hidrógeno 8mM 25 
 2.4.3 Solución de QN 0.2%-H2O2 8mM 25 
 2.5 Recubrimiento de las semillas con las soluciones correspondientes 25 
 2.6 Preparación de la solución de esporas para la inoculación de semillas 25 
 2.7 Siembra de las semillas de maíz 26 
 2.8 Aspersión de las plántulas con las soluciones correspondientes 26 
 2.9 Respuestas sobre el desarrollo de las plántulas 26 
 2.9.1 Evaluación del porcentaje de germinación 26 
 2.9.2 Evaluación del crecimiento de la plántula bajo la influencia de los 
microorganismos inoculados 
26 
 2.9.3 Evaluación fenológica de la plántula 27 
 2.10 Evaluación fitopatológica 27 
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III 
 
 2.10.1 Evaluación cualitativa de la severidad del daño 27 
 2.11 Evaluación microbiológica de las plántulas 29 
 2.12 Evaluación de la composición química de las plántulas 29 
 
CAPITULO 3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
31 
 3.1 Caracterización del quitosán 32 
 3.1.1 Determinación del Peso Molecular 32 
 3.1.2 Grado de desacetilación 33 
 3.2 Respuestas sobre el desarrollo de las plántulas 33 
 3.2.1 Evaluación del porcentaje de germinación in vivo 33 
 3.2.2 Evaluación del crecimiento de la plántula bajo la influencia de los 
microorganismos inoculados 
35 
 3.2.3 Evaluación Fenológica 37 
 3.3 Evaluación cualitativa de la severidad del daño 55 
 3.4 Evaluación Microbiológica cualitativa 60 
 3.5 Evaluación de la composición química de las plántulas 67 
 3.5.1 Contenido de Humedad 67 
 3.5.2 Contenido de Proteína 67 
 3.5.3 Contenido de Fibra Cruda 69 
 3.5.4 Contenido de Cenizas 70 
 Conclusiones 71 
 Anexos 72 
 Referencias 88 
 
 
 
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IV 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1 Principales países productores de maíz en 2009 6 
Figura 2 Producción anual de maíz en México 7 
Figura 3 Principales estados productores de maíz en México 7 
Figura 4 Formula química del quitosán 12 
Figura 5 Fotografía tomada en el invernadero (CAT) que muestra macetas 
con 5 unidades experimentales 
23 
Figura 6 Fotografía que muestra las mediciones fenológicas ( altura total, 
altura de la hoja, altura y grosor del tallo) 
27 
Figura 7 Fotografía que muestra la evaluación microbiológica de la 
muestras 
29 
Figura 8 Viscosidad específica reducida vs concentración de Quitosán 32 
Figura 9 Altura total de la plántula al día 14 después de la siembra 38 
Figura 10 Altura del tallo al día 14 después de la siembra 39 
Figura 11 Altura de la hoja al día 14 después de la siembra 40 
Figura 12 Grosor de la plántula al día 14 después de la siembra 41 
Figura 13 Altura total de la plántula al día 21 después de la siembra 42 
Figura 14 Altura del tallo al día 21 después de la siembra 43 
Figura 15 Altura de la hoja al día 21 después de la siembra 44 
Figura 16 Grosor de la plántula al día 21 después de la siembra 45 
Figura 17 Altura total de la plántula al día 28 después de la siembra 46 
Figura 18 Altura del tallo al día 28 después de la siembra 47 
Figura 19 Altura de la hoja al día 28 después de la siembra 48 
Figura 20 Grosor de la plántula al día 28 después de la siembra 49 
Figura 21 Altura total de la plántula al día 38 después de la siembra 51 
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V 
 
Figura 22 Altura del tallo al día 38 después de la siembra 52 
Figura 23 Altura de la hoja al día 38 después de la siembra 53 
Figura 24 Grosor de la plántula al día 38 después de la siembra 54 
Figura 25 Crecimiento de A. flavus y F. moniliformeen maíz de variedad 
normal y QPM 
65 
Figura 26 Contenido de Proteína en plántulas de maíz base seca 68 
Figura 27 Contenido de Fibra en plántulas de maíz base seca 69 
Figura 28 Contenido de cenizas en plántulas de maíz base seca 70 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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VI 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Tabla 1 Composición química proximal de las partes principales de los granos de 
maíz 
14 
Tabla 2 Contenido de nutrientes del ensilaje de maíz 17 
Tabla 3 Diseño global del experimento 21 
Tabla 4 Efectos principales del experimento 22 
Tabla 5 Tratamiento para variedad de maíz Normal y QPM 22 
Tabla 6 Criterios para la evaluación del crecimiento de las plántulas 26 
Tabla 7 Análisis de la composición química de la plántulas 30 
Tabla 8 Peso molecular del Quitosán 33 
Tabla 9 Porcentaje de germinación 33 
Tabla 10 Porcentaje de germinación en variedad Normal y QPM para cada 
tratamiento 
34 
Tabla 11 Evaluación del crecimiento de las plántulas bajo la influencia de los 
microorganismos inoculados 
36 
Tabla 12 Valor de probabilidad en mediciones fenológicas 37 
Tabla 13 Porcentaje visible de daño en plántulas de variedad Normal al día 17 56 
Tabla 14 Porcentaje visible de daño en plántulas de variedad Normal al día 26 57 
Tabla 15 Porcentaje visible de daño en plántulas de variedad QPM al día 17 58 
Tabla 16 Porcentaje visible de daño en plántulas de variedad QPM al día 26 59 
Tabla 17 Evaluación microbiológica variedad normal 60 
Tabla 18 Evaluación microbiológica variedad QPM 63 
Tabla 19 Valores de probabilidad en el análisis bromatológico 67 
Tabla 20 Registro de tiempo para cada solución para la determinación de peso 
molecular del quitosán 
72 
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VII 
 
Tabla 21 Análisis de varianza de grosor de tallo al día 14 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
74 
Tabla 22 Análisis de varianza de grosor de tallo al día 14 después de la siembra 
(QPM). 
74 
Tabla 23 Análisis de varianza de altura de tallo al día 14 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
75 
Tabla 24 Análisis de varianza de altura de tallo al día 14 después de la siembra 
(Variedad QPM 
75 
Tabla 25 Análisis de varianza de altura de hoja al día 14 después de la siembra 
(Variedad Normal 
75 
Tabla 26 Análisis de varianza de altura de hoja al día 14 después de la siembra 
(Variedad QPM). 
75 
Tabla 27 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 14 después de la 
siembra (Variedad Normal) 
75 
Tabla 28 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 14 después de la 
siembra (Variedad QPM) 
75 
Tabla 29 Análisis de varianza de grosor de tallo al día 21 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
75 
Tabla 30 Análisis de varianza de grosor de tallo al día 21 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
76 
Tabla 31 Análisis de varianza de altura de tallo al día 21 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
76 
Tabla 32 Análisis de varianza de altura de tallo al día 21 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
76 
Tabla 33 Análisis de varianza de altura de hoja al día 21 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
 
76 
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VIII 
 
Tabla 34 Análisis de varianza de altura de hoja al día 21 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
 76 
Tabla 35 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 21 después de la 
siembra (Variedad Normal) 
76 
Tabla 36 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 21 después de la 
siembra (Variedad QPM) 
76 
Tabla 37 Análisis de varianza de grosor del tallo al día 28 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
77 
Tabla 38 Análisis de varianza de grosor del tallo al día 28 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
77 
Tabla 39 Análisis de varianza de altura del tallo al día 28 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
77 
Tabla 40 Análisis de varianza de altura del tallo al día 28 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
77 
Tabla 41 Análisis de varianza de altura de la hoja al día 28 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
77 
Tabla 42 Análisis de varianza de altura de la hoja al día 28 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
77 
Tabla 43 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 28 después de la 
siembra (Variedad Normal) 
77 
Tabla 44 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 28 después de la 
siembra (QPM) 
78 
Tabla 45 Análisis de varianza de grosor del tallo al día 38 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
78 
Tabla 46 Análisis de varianza de grosor del tallo al día 38 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
 
78 
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IX 
 
Tabla 47 Análisis de varianza de altura del tallo al día 38 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
78 
Tabla 48 Análisis de varianza de altura del tallo al día 38 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
78 
Tabla 49 Análisis de varianza de altura de hoja al día 38 después de la siembra 
(Variedad Normal) 
78 
Tabla 50 Análisis de varianza de altura de hoja al día 38 después de la siembra 
(Variedad QPM) 
78 
Tabla 51 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 38 después de la 
siembra (Variedad Normal) 
79 
Tabla 52 Análisis de varianza de altura total de la plántula al día 38 después de la 
siembra (Variedad QPM) 
79 
Tabla 53 Resultados del contenido de humedad de plántulas de maíz variedad 
Normal 
83 
Tabla 54 Resultados del contenido de humedad de plántulas de maíz variedad 
QPM 
84 
Tabla 55 Resultados del contenido de Proteína de plántulas de maíz variedad 
Normal 
84 
Tabla 56 Resultados del contenido de Proteína de plántulas de maíz variedad 
QPM 
85 
Tabla 57 Resultados del contenido de fibra cruda de plántulas de maíz variedad 
Normal 
85 
Tabla 58 Resultados del contenido de fibra cruda de plántulas de maíz variedad 
QPM 
86 
Tabla 59 Resultados del contenido de cenizas de plántulas de maíz variedad 
Normal 
86 
Tabla 60 Resultados del contenido de cenizas de plántulas de maíz QPM 87 
 
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1 
 
RESUMEN 
El maíz es de gran importancia económica a nivel mundial ya sea como alimento humano, para 
ganado o como fuente de un gran número de productos industriales, por ello el objetivo de este 
trabajo fue evaluar la composición química del maíz criollo y QPM tratado con recubrimiento de 
quitosán y peróxido de hidrógeno sometido a hongos patógenos. Las semillas fueron sumergidas 
en soluciones de quitosán (2%) y peróxido de hidrógeno (8mM) e inoculadas con los hongos 
Aspergillus flavus y Fusarium moniliforme. Durante 5-6 semanas, las plántulas fueron asperjadas 
con quitosán e infectadas con soluciones de esporas y modificando las condiciones de riego para 
simular condiciones de sequía; su crecimiento fue evaluado mediante la medición de su longitud 
total, la longitud de sus hojas y el grosor y la longitud de los tallos y se realizó una evaluación 
cualitativa del porcentaje visual de daño causado por hongos. Transcurrido el periodo de 
crecimiento, las plantas fueron extraídas para identificar la presencia de hongos en las mismas y 
mediante análisis bromatológicos (contenido de materia seca, proteína, cenizas y fibra bruta) se 
evaluó la influencia del quitosán y del peróxido de hidrógeno sobre la variación de la 
composición química de las plántulas de maíz. 
Para la variedad normal las plántulas en las que la semilla fue recubierta con H2O2 presentan uncrecimiento normal comparado con el control. Con lo que se refiere a la variedad QPM, en 
general el uso de los 2 aditivos favorece el crecimiento de la plántula siendo la aspersión de QN 
la que da mayor crecimiento a la misma. En la evaluación fitopatológica los tallos y estructuras 
foliares de las plántulas sometidas a los hongos A. flavus y F. moniliforme presentaron daños 
mínimos comparados con el resto de los tratamientos. Estos resultados sugieren que si se utilizan 
recubrimientos de quitosán y H2O2 en solución, se obtendrá una plántula de mejores 
características. Para evaluar cualitativamente el posible efecto fungicida del quitosán y el H2O2 
sobre las plántulas y determinar si se desencadenan mecanismos de defensa contra A. flavus y F. 
moniliforme se llevó a cabo una prueba in vitro en donde se sembraron en agar PDA sus 
estructuras foliares, lográndose observar resultados prometedores, ya que en la mayoría de los 
casos, las plántulas provenientes de semillas recubiertas con quitosán presentaron un escaso 
crecimiento microbiano comparado con aquellas carentes de recubrimiento. 
Estos resultados sugieren un posible efecto fungicida del quitosán y H2O2 sobre los cultivos de 
maíz. Además la presencia de nitrógeno en la estructura química del quitosán permite un posible 
aumento de proteínas, obteniendo un mayor contenido de nitrógeno total en las plántulas tratadas 
con este aditivo. 
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2 
 
INTRODUCCIÓN 
El maíz pertenece a la familia de las gramíneas, su nombre científico es Zea mays, es el cereal 
más abundante en el mundo. Su importancia a nivel nacional y mundial radica en las grandes 
áreas de tierra cultivada y la gran cantidad de empleos directos e indirectos generados por la 
cadena de producción, procesamiento industrial y comercialización de dicho cereal, desde su 
cultivo hasta su consumo (Jeglay, 2006). Existen varios factores externos que ejercen una 
influencia negativa sobre el maíz (Lizárraga, 2010). En particular los granos y las semillas son 
infectados por diversos hongos en el campo, entre ellos Fusarium sp., Alternaria sp. y 
Helminthosporium sp. Por otra parte, los granos también pueden ser invadidos por hongos de 
almacén, siendo Aspergillus sp. y Penicillium sp. los principales géneros de hongos que se 
presentan (Moreno, 1988). 
En México, los cultivos de maíz son mayormente afectados por la presencia de Aspergillus flavus 
y Fusarium moniliforme, además existe una gran diversidad de factores medioambientales que 
afectan a los cultivos y el crecimiento de estos hongos tales como la contaminación atmosférica, 
el calentamiento global y la sequía. Existen varios métodos de control de plagas, pero 
desgraciadamente las sustancias químicas empleadas han provocado el desarrollo de resistencia, 
contaminación ambiental y riesgos de salud pública (Sauer, 1992; Arenas, 1995). Así mismo, 
actualmente no existe ningún método de control de hongos, sólo medidas preventivas como 
monitorear la temperatura y la humedad del grano. Por esta razón, el objetivo de esta 
investigación fue evaluar el efecto fungicida del uso de recubrimientos a base de quitosán y 
peróxido de hidrógeno que permitan que los mecanismos de defensa en plantas de maíz se 
activen durante su crecimiento y se mantengan después de la cosecha durante su almacenamiento, 
y así obtener un mayor rendimiento, resistencia a hongos y estrés hídrico. También es importante 
analizar sus parámetros de calidad tales como el contenido de materia seca, el contenido de 
cenizas, proteína bruta y fibra bruta, buscando un mayor contenido y calidad de estos nutrientes, 
ya que este cereal forma parte importante en la dieta de los mexicanos y se tiene que producir en 
grandes cantidades (Mangado et al., 2010). 
El maíz es muy susceptible al ataque de microorganismos que degradan su calidad en diversas 
formas como la modificación en la calidad de las proteínas, cambios de la digestibilidad, la 
pérdida total del grano y los efectos tóxicos que los subproductos metabólicos de algunos 
microorganismos tienen sobre la salud de los seres humanos y de los animales (Ramírez, 1991; 
FAO, 2003). 
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3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CAPITULO I 
ANTECEDENTES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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4 
 
1.1 Importancia nutricional del maíz 
El maíz es una planta que tiene múltiples usos y que puede ser utilizada en varias etapas de su 
desarrollo, desde las mazorcas muy jóvenes hasta los granos ya maduros. El maíz es de gran 
importancia económica a nivel mundial ya sea como alimento humano, para ganado o como 
fuente de un gran número de productos industriales (Ripusudan et al., 2001). 
El consumo de maíz puede proporcionar en promedio el 59% de la energía (1363 kilocalorías) y 
39% de la proteína (29 gramos) de las necesidades diarias de un individuo adulto (Espinosa et al., 
2006). 
Algunas de las propiedades hacen del maíz una fuente de salud son su alto contenido en hidratos 
de carbono de fácil digestión, que lo convierten en un alimento ideal para los niños, siendo 
idóneo cuando existe intolerancia al gluten. El mineral que más abunda es el fósforo en forma de 
fosfato de potasio y magnesio y se encuentra en su totalidad en el embrión. El magnesio es 
aconsejable cuando existe carencia de este elemento en la persona. Después de los hidratos de 
carbono (principalmente almidón) y las proteínas, la fibra dietética es el componente químico del 
maíz que se halla en cantidades mayores; esta favorece la digestión y reduce el colesterol. 
Además el maíz ofrece cantidades importantes de vitaminas del grupo B (específicamente B1, B3 
y B9) que actúan sobre el sistema nervioso; también proporciona el antioxidante β-caroteno, muy 
recomendado en la prevención del cáncer. El aceite del grano de maíz está fundamentalmente en 
el germen, tiene bajo nivel de ácidos grasos saturados; en cambio, contiene niveles relativamente 
elevados de ácidos grasos poliinsaturados. Además el aceite de maíz es relativamente estable 
porque contiene únicamente pequeñas cantidades de ácido linolénico y niveles naturales de 
antioxidantes (Espinosa et al., 2006). 
El maíz aporta a la nutrición humana los aminoácidos siguientes: Lisina, Triptófano, Histidina, 
Arginina, Ácido aspártico, Treonina, Serina, Ácido glutámico, Prolina, Glicina, Alalina, Cistina, 
Valina, Metionina, Isoleucina, Leucina, Tirosina y Fenilalanina (Abad, 2006). 
El grano es un excelente alimento para el hombre en diversas regiones del mundo y sobre todo en 
América. Se consume como plato ocasional, ya sea tierno o seco, en forma de harina, almidón, 
tamales en hojas o cazuela, pinoles, panes, empanadas, pudines, pasteles, sopas, bebidas y otros, 
denominaciones que pueden variar de un país a otro, llegando a definirse que existen más de 160 
preparaciones de platos diferentes elaborados con maíz (Abad, 2006). 
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5 
 
Actualmente el maíz es la base de la alimentación en los países en vías de desarrollo. La fibra 
soluble que se encuentra en el maíz tierno contribuye a disminuir el peso corporal y a controlar 
los niveles de colesterol en la sangre, evita el estreñimiento y participa en la prevención de ciertos 
tipos de cáncer. El consumo de maíz es recomendable para aquellos que realizan un gran esfuerzo 
mental; hoy en día se busca mejorar el valor nutritivo del maíz agregándole suplementos 
proteicos (Abad, 2006). 
1.1.1 Maíz de alta calidad proteica (QPM) 
Comoalternativa a la desnutrición y baja producción del maíz, en los últimos años y en diversos 
países se ha trabajado con los llamados “maíces de alta calidad proteica” (QPM, del inglés 
Quality Protein Maize). Estos trabajos, encabezados por el Centro Internacional de Mejoramiento 
de Maíz y Trigo (CIMMyT), se han conducido desde 1996 en México, en colaboración con el 
Instituto Nacional de Investigaciones Forestales y Agropecuarias (INIFAP). En este tiempo se 
han generado, evaluado e incrementado semillas de híbridos y variedades de maíz con alta 
calidad de proteína (Espinosa et al., 2006) 
La proteína de maíz contiene 1.6% de lisina y 0.47% de triptófano, mientras que los maíces 
QPM, contienen en promedio 3.1% de lisina y 1.0% de triptófano (SACSA, 2011). Además la 
textura y dureza del grano QPM es similar a la de maíces normales con rendimientos 
competitivos similares o superiores, mayor digestibilidad aparente de la proteína y buen balance 
de nitrógeno (Espinosa et al. 2006). 
Si se logra aumentar el consumo de los maíces QPM en la población, especialmente la rural, se 
podría mejorar el nivel nutricional en México, de manera especial en niños, mujeres 
embarazadas, lactantes y ancianos (Espinosa et al, 2006). 
El aprovechamiento de los maíces QPM en la alimentación humana es de 90%, mientras que con 
los maíces comunes sólo se aprovecha el 39%. Estos maíces también pueden utilizarse en la 
alimentación animal (principalmente en aves y cerdos), donde se ha encontrado que se necesita 
menor cantidad de alimento para incrementar el peso de los mismos. Además de ser un excelente 
producto para el consumo humano, en el ámbito forrajero aumentan considerablemente los 
nutrientes, dando como resultado inigualables rendimientos e importantes ahorros en la 
producción. (Espinosa et al., 2006). 
 
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1.2 Producción 
La producción mundial de este cereal alcanzó los 880 millones de toneladas en el año 2001. Si lo 
comparamos con los 670 millones de toneladas de trigo o los 400 millones de arroz, se 
comprende la importancia básica a nivel mundial del maíz, no sólo económicamente sino también 
en el aspecto nutricional (SIAP, 2011). 
Principales países productores en 2009 
La producción mundial en el 2009 fue de 818 823 434 toneladas, de las cuales los principales 
productores fueron Estados Unidos, China y Brasil seguidos de México que ocupa el cuarto lugar 
en la producción mundial (SIAP, 2011) (Figura 1). 
 
 
Figura 1. Principales países productores de maíz en 2009 (SIAP, 2011). 
Estadística básica de maíz 
El volumen de importación de México de maíz corresponde casi de forma exclusiva al maíz 
amarillo, variedad que se usa para alimentar ganado y producir sustancias derivadas como 
jarabes, aceites, etc. (SIAP, 2011). 
Producción anual en México 
En México el volumen de producción en 2010 alcanzó 23 301 879 toneladas con un valor de 65 
629 millones de pesos (Figura 2). Cinco entidades federativas (Guerrero, Jalisco, México, 
Michoacán y Sinaloa) generan 6 de cada diez kilogramos de maíz que se consumen en México. 
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Durante 2010, el estado de Sinaloa ocupó el primer lugar en la producción nacional de maíz al 
representar el 22.4% de la producción nacional, seguido por Jalisco con el 14.6% (Figura 3) 
(SIAP, 2011). 
 
Figura 2. Producción anual de maíz en México (SIAP, 2011) 
 
 
 
Figura 3. Principales estados productores de maíz en México (SIAP, 2011) 
 
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1.3 Factores que afectan al maíz 
El maíz es un cereal que puede cultivarse prácticamente en cualquier sitio, ya que es altamente 
resistente y no es exigente en cuanto a las condiciones climáticas se refiere (Hernández et al., 
2007). 
A pesar de que el potencial productivo del maíz es mayor al consignado en las estadísticas de 
producción de México, una serie de factores adversos de naturaleza biótica (enfermedades, 
plagas, malezas) y abiótica (sequía, salinidad, altas temperaturas) afectan constantemente dicha 
producción (Hernández et al., 2007). 
Se registra comúnmente la incidencia de hongos fitopatógenos que principalmente invaden al 
grano. En el caso del maíz destacan los géneros Aspergillus, Fusarium y Penicillium, mismos que 
ocasionan efectos nocivos en el cultivo y en los consumidores. 
Los tres géneros presentan especies productoras de micotoxinas; los efectos en el corto y largo 
plazo después del consumo de micotoxinas se traducen en desórdenes fisiológicos, citotóxicos e 
inmunosupresivos; así como por sus efectos teratogénicos, mutágenos y cancerígenos (Hernandez 
et al., 2007). 
En México sólo se cuenta con la norma NOM-188- SSA1-2002 ( Diario Oficial de la Federación, 
2002) para la regulación del contenido de aflatoxinas totales en cereales de origen nacional o 
importado para el consumo humano y animal. Sin embargo, en dicha norma no se considera que 
las aflatoxinas presentan diferente toxicidad, y además, que los cereales pueden estar 
contaminados por otras micotoxinas. De lo anterior se infiere que en México, los cereales están 
sujetos a un control parcial en cuanto al límite en el contenido de micotoxinas, y se desconoce el 
grado de exposición de los consumidores de maíz a las aflatoxinas (Hernandez et al., 2007). 
1.3.1 Factores de naturaleza biótica 
Se entiende por factores de naturaleza biótica a todas aquellas condiciones biológicas o 
microbiológicas que involucran la presencia de seres vivos que afectan al cultivo. 
Existe una gran cantidad de agentes bióticos que pueden dañar al maíz, destacando no solo los 
hongos sino también algunas especies de insectos, siendo el Sitophilus zeamais (“gorgojo del 
maíz”) el que mayor daño le causa a la planta. Debido a su gran capacidad de vuelo, infesta los 
cereales desde el campo, por lo que es extraordinariamente destructivo (Salvadores et al., 2007). 
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9 
 
En México, los cultivos de maíz son mayormente afectados por la presencia de Aspergillus flavus 
y Fusarium moniliforme. Estos hongos crecen produciendo deterioro al vegetal y generando 
metabolitos secundarios tóxicos para las plantas y sus consumidores (tanto humanos como 
animales), pudiendo tener efectos graves sobre la salud, y provocando incluso hasta la muerte 
(Lizárraga et al., 2011). 
1.3.1.1 Aspergillus flavus 
Es un hongo filamentoso, saprobio y común del suelo que contribuye a los procesos de 
descomposición de la materia orgánica, especialmente en sitios de alta humedad, pues superan los 
niveles tolerados por otros grupos de hongos. Los miembros de este género se encuentran 
ampliamente distribuidos en la naturaleza. Frecuentemente son aislados del suelo, especialmente 
de áreas tropicales y subtropicales, de forrajes y vegetación en descomposición, de semillas y 
granos almacenados y de varios tipos de productos comestibles. Se ha encontrado también la 
presencia de este hongo en trigo, avena, cebada, maíz, arroz, algodón, caña de azúcar, café, 
tomate, cebolla, rábano, chícharo y cacahuate entre otras (Bean, 1989). Se encuentra a menudo en 
las semillas o en los productos de la planta después de la cosecha y durante el almacenamiento, 
por lo que también se encuentra en la harina, los granos del cereal y otros productos vegetales 
procesados. Es un patógeno de plantas y es un hongo oportunista que causa enfermedades a 
humanos y animales debido a la producción de algunas micotoxinas llamadas aflatoxinas 
(Lizarraga et al., 2011). 
Las aflatoxinasson metabolitos secundarios producidos por hongos filamentosos presentes en el 
suelo, el aire y en todas las partes de las plantas, y pueden ser tóxicos para las personas y los 
animales a través del consumo de alimentos o piensos contaminados que ingresan en la cadena 
alimenticia (CODEX, 2008). Las aflatoxinas son químicamente estables en los alimentos y 
resistentes a la degradación bajo procedimientos de cocción normales, es difícil eliminarlas una 
vez que se producen (Urrego, 2006). 
Actualmente, la toxicidad aguda por aflatoxinas en humanos presenta baja incidencia. Los 
síntomas pueden incluir fiebre, vómito e ictericia. El daño agudo del hígado puede ser fatal en 
casos severos. A. flavus es una de las principales especies de Aspergillus que producen 
aflatoxinas. Las aflatoxinas de la serie 1 son en general mucho más tóxicas que las de la serie 2. 
La aflatoxina B1 (AFB1) ha sido clasificada en el grupo 1 por la IARC (Agencia Internacional de 
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10 
 
investigación de Cáncer) como carcinógeno cuyo órgano blanco es el hígado. La AFB1 es más 
frecuente en maíz, cacahuates, nueces, arroz, cereales y algodón (Díaz, 1995). 
La acumulación de aflatoxinas depende de las condiciones del medio ambiente. Antes de la 
cosecha, el riesgo para el desarrollo de aflatoxinas es más grande durante los periodos de sequía. 
Cuando la humedad está debajo del valor normal y la temperatura es alta, el número de esporas 
de Aspergillus en el aire se incrementa. Estas esporas infectan las cosechas a través los insectos. 
Una vez infectada una planta, la producción de aflatoxinas se favorece. Durante la fase de post-
cosecha, la proliferación de hongos y producción de aflatoxinas puede exacerbarse en sitios 
calientes y húmedos de almacenamiento (Christensen, 1987). 
 
1.3.1.2 Fusarium moniliforme 
Es un hongo facultativo de distribución cosmopolita en todos los tipos de climas y posee un 
amplio ámbito de hospedantes. Este hongo produce sustancias tóxicas como las zearalenonas, 
tricotecenos, fusarinas, moniliforminas y fumaginas que al ser ingeridas por humanos y animales 
en alimentos contaminados tienen efectos cancerígenos, teratógenos, mutágenos, eméticos y 
estrogénicos (Bravo et al., 2000). 
Las fumonisinas son un nuevo grupo de micotoxinas producidas en la naturaleza 
fundamentalmente por F. moniliforme y F. proliferatum y han despertado una inquietud igual o 
mayor a las aflatoxinas producidas por A. flavus. La presencia de estas especies y sus toxinas en 
los granos representa un problema de primer orden para la industria del maíz en el mundo por las 
enormes implicaciones que tienen tanto en la calidad del grano como en la salud pública y animal 
(Mazzani et al, 2000). 
Aunque las semillas que se vayan a cultivar tengan una apariencia totalmente sana, es importante 
almacenarlas a bajas temperaturas porque a pesar de pasar por rigurosos controles de calidad, 
pueden traer consigo esporas de F. moniliforme que pueden germinar fácilmente aún en 
condiciones de almacenamiento a temperatura ambiente (ya que su crecimiento se da a 28°C), 
causando la podredumbre de los granos infectados y contagiando a los sanos (Lizárraga, 2010). 
Este patógeno se destaca como el agente causal de las enfermedades de mayor importancia 
económica que producen pudrición de la mazorca y la germinación prematura del maíz; en los 
estados de Tlaxcala, Puebla y México provocan reducciones en la producción entre 25% y 35% 
(Bravo et al, 2000). 
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11 
 
1.4 Consecuencia de los daños al maíz 
Desde la domesticación de las plantas por el hombre, las enfermedades han causado enormes 
pérdidas en la producción. El uso intensivo de monocultivos con baja diversidad genética en la 
agricultura moderna ha redundado en una elevada susceptibilidad a algunas enfermedades y en un 
incremento de la agresividad de algunos patógenos. Con excepción de las enfermedades 
epidémicas, que llegan a destruir cultivos completos, se estima que las pérdidas ocasionadas por 
patógenos en el plano mundial representan un 12% del potencial de producción, teniendo mayor 
incidencia en hortalizas, frutas y arroz. Además de causar pérdidas en la producción, algunos 
patógenos también reducen la calidad de los alimentos, como es el caso de algunas especies de 
Fusarium y Aspergillus, que dejan en los tejidos infectados toxinas que afectan la salud humana y 
animal (Zappacosta, 2004). 
Las enfermedades de las plantas son uno de los principales problemas que se tienen que afrontar 
en la agricultura porque reducen las cosechas, desmejoran la calidad del producto, limitan al 
mismo tiempo la disponibilidad de alimentos y materias primas para una serie de industrias. Las 
enfermedades infecciosas en la planta causadas por hongos se clasifican en: pre-necróticos, 
necróticos, atróficos, hipertróficos, complejos y especiales. (Cadenas, 2001). 
Sumando todos los factores ya mencionados, se tiene una pérdida total aproximada del 20% en 
una cosecha anual, lo cual es una cifra realmente alarmante considerando la capacidad productiva 
de nuestro país. Este decremento se ve reflejado en la Industria Alimentaria y en los precios al 
consumidor, encareciendo el producto de manera considerable para poder recuperar las pérdidas. 
Debido a esta grave problemática, se buscan alternativas viables para mejorar la producción del 
maíz, incluyendo nuevas opciones de manejo del cereal para disminuir los decrementos en la 
producción y con ello obtener granos con alta calidad y al más bajo costo (Lizárraga, 2010). 
1.5 Alternativas para disminuir el daño por A. flavus y F. moniliforme. 
No sólo el maíz, sino muchos otros productos alimenticios se desperdician diariamente por el 
inadecuado manejo que reciben en el campo y en el almacén. 
Los hongos que se producen y encuentran alojo en los granos y en las semillas causan graves 
daños como la interrupción de la germinación, la pérdida del vigor y la longevidad de la planta o 
la infertilidad del embrión; daños que con frecuencia, se ven reflejados en las pérdidas 
económicas registradas por los productores debido a que los granos dañados no pasan las pruebas 
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de control de calidad, motivo por el cual la productividad disminuye y el grano se encarece 
(Radman et. al. 2003). De ahí la importancia de llevar a cabo alternativas biotecnológicas viables 
como el empleo de aditivos en la agricultura, pues con ello se estará favoreciendo la producción 
de granos sanos, evitando ataques por patógenos, además de incrementar la productividad 
económica del país, al generar productos de mayor calidad al alcance del consumidor (Lizárraga, 
2009). 
1.6 Recubrimiento 
El uso de sustancias de origen biótico induce respuestas de protección en las plantas y éstas crean 
mecanismos de defensa contra agentes externos nocivos. En algunos casos el uso de estas 
sustancias no solamente permite que los mecanismos de defensa en plantas se activen durante su 
crecimiento, sino que también se mantienen después de la cosecha durante su almacenamiento 
(Lizárraga, 2009). 
1.6.1 El Quitosán 
Dentro de los aditivos correspondientes al grupo de los oligosacáridos, destaca por su 
importancia el quitosán, también llamado quitosano. El quitosán, es un polisacárido lineal 
compuesto de cadenas distribuidas aleatoriamente de β-(1-4) D-glucosamina (unidades 
deacetiladas) y N-acetil-D-glucosamina (unidad acetilatada) (figura 4). El quitosán es un 
biopolímero que se encuentra en estado natural en las paredes celulares de algunos hongos; sin 
embargo, su principal fuente deproducción es la hidrólisis de la quitina en medio alcalino a altas 
temperaturas (Lárez, 2003). 
 
 
Figura 4. Formula química del quitosán. (http://es.wikipedia.org/wiki/Quitosano) 
 
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http://es.wikipedia.org/wiki/Polisac%C3%A1rido
http://es.wikipedia.org/wiki/Glucosamina
http://es.wikipedia.org/wiki/N-Acetilglucosamina
13 
 
El quitosán se caracteriza por sus propiedades antifúngicas y antimicrobianas, además puede 
utilizarse en solución, en forma de película, esferas, hidrogeles, nanopartículas, fibras y 
recubrimientos, lo cual lo hace útil para gran diversidad de usos en distintas áreas (Miranda, 
2000). En una propuesta del mecanismo de acción del quitosán se dice que interactúa con las 
macromoléculas de la superficie de la célula y altera su permeabilidad (Garnica, 2001). 
La actividad fungicida del quitosán se ha estudiado tanto in vitro como in vivo. El quitosán inhibe 
una gran variedad de especies de hongos siendo menos efectivo con aquellas que lo poseen en sus 
paredes celulares. Desde hace tiempo se ha comprobado que el quitosán induce reacciones de 
defensa en algunas plantas como el maíz, sensibilizándolas para responder más rápidamente al 
ataque de patógenos. Se considera que el quitosán puede inducir la acumulación masiva de 
sustancias fungitóxicas en los lugares de aplicación y/o constituirse en una barrera que impida el 
flujo de nutrimentos hacia el patógeno; esta última consideración se soporta en señales de 
deterioro que a menudo muestran las células fúngicas expuestas a quitosán, como por ejemplo la 
formación anormal de depósitos enriquecidos en quitina entre la membrana plasmática y la pared 
celular (Lárez, 2008). 
1.6.2 Peróxido de hidrógeno 
El peróxido de hidrógeno (H2O2) inhibe el crecimiento de patógenos y activa ciertas vías de 
trasmisión de señales que inducen respuestas de defensa. La expresión de niveles elevados de 
H2O2 en plantas transgénicas a través de la expresión de la glucosa oxidasa reduce los efectos 
causados por patógenos como Rhizoctonia, Verticillium, Phytophthora y Alternaria en varias 
especies cultivadas. Sin embargo hay que tener en cuenta que niveles elevados de H2O2 son 
fitotóxicos (Zappacosta, 2004). 
1.7 Valor nutritivo del maíz 
El maíz originario de México, donde hay 45 diferentes razas, ha tenido un proceso de selección y 
mejoramiento que ha generado muchas variedades. Los programas de mejoramiento genético del 
maíz buscan mayor rendimiento por hectárea, resistencia a plagas y estrés hídrico así como 
mayor contenido y calidad de las proteínas del grano. Debido a su gran diversidad genética los 
maíces no tienen la misma composición química, presentan diferencias en sus propiedades y en 
su uso final (FAO, 2003). 
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14 
 
Existe un número considerable de datos sobre la composición química del maíz (Tabla 1) y 
múltiples estudios han sido llevados a cabo para tratar de comprender y evaluar las repercusiones 
de la estructura genética del número relativamente elevado de variedades de maíz existentes en su 
composición química, así como la influencia de los factores ambientales y las prácticas 
agronómicas en los elementos constitutivos químicos y en el valor nutritivo del grano y sus partes 
anatómicas. La composición química tras la elaboración para el consumo es un aspecto 
importante del valor nutritivo, y en ella influyen la estructura física del grano, factores genéticos 
y ambientales, la elaboración y otros eslabones de la cadena alimenticia (FAO, 2003). 
Componente químico Pericarpio Endospermo Germen 
Proteínas (%) 3,7 8;0 18,4 
Extracto etéreo (%) 1,0 0,8 33,2 
Fibra cruda (%) 86,7 2,7 8,8 
Cenizas (%) 0,8 0,3 10,5 
Almidón (%) 7,3 87,6 8,3 
Azúcar (%) 0,34 0,62 10,8 
Tabla 1 .Composición química proximal de las partes principales de los granos de maíz (%) (FAO, 2003) 
Almidón 
El componente químico principal del grano de maíz es el almidón, al que corresponde hasta el 
72-73% del peso del grano. Otros hidratos de carbono son azúcares sencillos en forma de 
glucosa, sacarosa y fructosa, en cantidades que varían del 1-3% del grano. El almidón está 
formado por dos polímeros de glucosa: amilosa y amilopectina. La amilosa es una molécula 
esencialmente lineal de unidades de glucosa, que constituye hasta el 25-30% del almidón. El 
polímero amilopectina también consiste de unidades de glucosa, pero en forma ramificada y 
constituye hasta el 70-75% del almidón (FAO, 2003). 
Proteínas 
Después del almidón, las proteínas constituyen el componente químico del grano en orden de 
importancia. 
En las variedades comunes, el contenido de proteínas puede oscilar entre el 8-11% del peso del 
grano, y se encuentra principalmente en el endospermo. Conforme a su descripción, las 
albúminas, las globulinas y el nitrógeno no proteico totalizan aproximadamente el 1-8% del total 
de nitrógeno, con proporciones del 7%, 5% y 6%, respectivamente (FAO, 2003). 
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15 
 
Aceite y ácidos grasos 
El aceite del grano de maíz está fundamentalmente en el germen y viene determinado 
genéticamente, con valores que van del 3-18%. Dichos valores difieren en alguna medida, y cabe 
suponer que los aceites de distintas variedades tengan composiciones diferentes. El aceite de 
maíz tiene un bajo nivel de ácidos grasos saturados: ácido palmítico y esteárico, con valores 
medios del 11% y el 2% respectivamente. En cambio, contiene niveles relativamente elevados de 
ácidos grasos poliinsaturados, fundamentalmente ácido linoléico, con un valor medio de cerca del 
24%. Sólo se han encontrado cantidades menores de ácidos linolénico y araquidónico. Además, 
el aceite de maíz es relativamente estable, por contener únicamente pequeñas cantidades de ácido 
linolénico (0,7%) y niveles elevados de antioxidantes naturales. El aceite de maíz goza de gran 
reputación a causa de la distribución de sus ácidos grasos, fundamentalmente ácido oleico y 
linoléico (FAO, 2003). 
Fibra dietética 
Después de los hidratos de carbono, las proteínas y las grasas, la fibra dietética es el componente 
químico del maíz que se halla en cantidades mayores. Los hidratos de carbono complejos del 
grano de maíz se encuentran en el pericarpio y la pilorriza, aunque también en las paredes 
celulares del endospermo y, en menor medida, en las del germen. Sandstead et. al., 1978 
encontraron que el salvado de maíz está formado por un 75% de hemicelulosa, un 25% de 
celulosa y 0,1% de lignina, en peso en seco. El contenido de fibra dietética de los granos 
descascarados es evidentemente menor que el de los granos enteros (FAO, 2003). 
Minerales 
La concentración de cenizas en el grano de maíz es aproximadamente del 1,3%, sólo ligeramente 
menor que el contenido de fibra cruda. Los factores ambientales influyen probablemente en dicho 
contenido. El germen es relativamente rico en minerales, con un valor medio del 11%, frente a 
menos del 1% en el endospermo. El germen proporciona cerca del 78% de todos los minerales 
del grano. El mineral que más abunda en el maíz es el fósforo, se encuentra en forma de fitato de 
potasio y magnesio, encontrándose en su totalidad en el embrión con valores de 
aproximadamente 0,90% en el maíz común y cerca del 0,92% en el maíz opaco-2. Como sucede 
con la mayoría de los granos de cereal, el maíz tiene un bajo contenido de calcio y de 
oligoelementos (FAO, 2003). 
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Vitaminas 
El grano de maíz contiene dos vitaminas solubles en grasa, la provitaminaA, o carotenoide, y la 
vitamina E. Se han encontrado cantidades variables de tiamina y riboflavina en el grano del maíz; 
su contenido está determinado en mayor medida por el medio ambiente y las prácticas de cultivo 
que por la estructura genética, aunque se han encontrado diferencias en el contenido de estas 
vitaminas entre las distintas variedades. La vitamina soluble en agua a la cual se han dedicado 
más investigaciones es el ácido nicotínico, a causa de su asociación con la deficiencia de niacina, 
o pelagra, fenómeno muy difundido en las poblaciones que consumen grandes cantidades de 
maíz. Al igual que sucede con otras vitaminas, el contenido de niacina es distinto según las 
variedades, con valores medios de aproximadamente 20 µg/g. Una característica propia de la 
niacina es que está ligada y por lo tanto, el organismo animal no la puede asimilar; sin embargo 
existen algunas técnicas de elaboración que hidrolizan la niacina, permitiendo su asimilación. La 
asociación de la ingesta de maíz con la pelagra se debe a los bajos niveles de niacina del grano, 
aunque se ha demostrado experimentalmente que también son importantes los desequilibrios de 
aminoácidos, por ejemplo la proporción entre la leucina y la isoleucina, y la cantidad de 
triptófano asimilable (FAO, 2003). 
La importancia de los cereales en la nutrición de millones de personas de todo el mundo es 
ampliamente reconocida. Debido a su ingesta relativamente elevada en los países en desarrollo, 
no se les puede considerar sólo una fuente de energía, sino que además suministran cantidades 
notables de proteínas. Los granos de cereal tienen una baja concentración de proteínas y la 
calidad de éstas se halla limitada por la deficiencia de algunos aminoácidos esenciales, sobre todo 
lisina. Un hecho mucho menos conocido es que algunos cereales contienen un exceso de ciertos 
aminoácidos esenciales que influye en la eficiencia de la asimilación de las proteínas (FAO, 
2003). 
La planta del maíz se puede definir como un sistema metabólico cuyo producto final es almidón 
depositado en los granos; que además forman parte esencial en la dieta del ser humano por su 
aporte en proteína y que se comercializan en gran diversidad de productos derivados del mismo. 
Por ello, uno de los objetivos de este trabajo que fue evaluar la calidad nutricional del maíz desde 
la planta (Tabla 2) con el uso de recubrimientos a base de quitosán y peróxido de hidrógeno y 
poder ser una alternativa para garantizar rendimiento y calidad de los nutrientes en el grano, así 
como disminuir la pérdida de grandes producciones de maíz ocasionadas, a causa de los efectos 
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tóxicos que los subproductos metabólicos de algunos microorganismos tienen sobre la salud de 
los seres humanos y de los animales. 
Nutriente Valor Promedio (%) 
Proteína cruda 8 
Fibra detergente ácido 28 
Fibra detergente neutro 48 
Total de nutrientes digestibles 67 
Calcio 0.26 
Fósforo 0.30 
Tabla 2. Contenido de nutrientes del ensilaje de maíz (Flores Ortiz & Figueroa Viramontes, 2010) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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CAPITULO II 
METODOLOGÍA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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OBJETIVOS 
 OBJETIVO GENERAL 
Evaluar la influencia y la capacidad antimicrobiana de un recubrimiento a base de quitosán y 
peróxido de hidrógeno sobre la composición química del maíz y los hongos patógenos 
característicos del mismo. 
 
OBJETIVOS PARTICULARES 
 Determinar el efecto del recubrimiento a base de quitosán y peróxido de hidrógeno 
sobre la germinación y el crecimiento (grosor de los tallos, longitud total, longitud 
de las hojas y de los tallos) de las plántulas de maíz in vivo. 
 Determinar el efecto antimicrobiano del recubrimiento a base de quitosán y 
peróxido de hidrógeno sobre plántulas de maíz sometidas a estrés durante su 
crecimiento, para observar si el cultivo permite el crecimiento y desarrollo de 
Aspergillus flavus y Fusarium moniliforme bajo condiciones de sequía. 
 Determinar mediante análisis bromatológicos la influencia del quitosán y del 
peróxido de hidrógeno sobre la composición química de las plántulas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 CUADRO METODOLÓGICO 
 
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DESCRIPCIÓN METODOLÓGICA 
En este trabajo se evaluó la composición química del maíz criollo (normal) y QPM tratado con 
quitosán y peróxido de hidrogeno para modificar su atmósfera externa y así determinar su efecto 
sobre los hongos patógenos a los cuales fue sometido este cereal así como la calidad nutricional 
de la semilla. Las semillas fueron sumergidas en soluciones de quitosán (2%) y peróxido de 
hidrógeno (8mM) y las plantas fueron asperjadas con soluciones de quitosán (0.2%) y peróxido 
de hidrógeno (8mM), sometidas al ataque de los hongos Aspergillus flavus y Fusarium 
moniliforme y modificando las condiciones de riego para simular condiciones de sequía en la 
planta. Durante 5-6 semanas, se evaluó el crecimiento de la plántula mediante la medición de su 
longitud total, la longitud de sus hojas y el grosor y la longitud de los tallos. Transcurrido el 
periodo de crecimiento, las plantas fueron extraídas para evaluar la severidad del daño causadopor el ataque de los hongos patógenos antes mencionados y mediante análisis bromatológicos 
(contenido de materia seca, proteína, cenizas y fibra bruta) se evaluó la influencia del quitosán y 
del peróxido de hidrógeno sobre la calidad nutricional del producto. El experimento se realizó por 
duplicado. Las diferencias entre tratamientos se analizaron mediante ANOVA para experimentos 
con un factor y diseño completamente aleatorio empleando el programa estadístico JMP. 
 2.1 Diseño del experimento 
La Tabla 3 muestra el diseño global del experimento para determinar el comportamiento de los 
recubrimientos aplicados a las semillas y en las plántulas de maíz. Por otra parte, la Tabla 4 
muestra los principales efectos del experimento. 
 Normal QPM 
Unidades Experimentales 160 160 
Repeticiones por Experimento 2 2 
Semillas por Experimento 5 5 
Número de Experimentos 16 16 
Tabla 3. Diseño global del Experimento. 
 
 
 
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FACTOR NIVEL 
Recubrimientos 
H2O2 
QN 
QN-H2O2 
Aplicación inicial No Si 
Aplicación continua No Si 
Hongo A. flavus F.moniliforme 
Condición Normal Sequía 
Tabla 4. Efectos principales del experimento. QN: Quitosán; H2O2: Peroxido de hidrógeno. 
 
A raíz de este diseño se generaron 32 tratamientos, 16 para variedad normal y 16 para QPM 
(Tabla 5) 
Tratamiento Hongo Condición Recubrimiento Semilla 
Recubrimiento 
Foliar 
1 ninguno sequía H2O2-QN Ninguno 
2 ninguno sequía H2O2-QN QN 
3 ninguno sequía H2O2-QN H2O2 
4 ninguno sequía H2O2-QN H2O2-QN 
5 A.flavus normal H2O2-QN Ninguno 
6 A.flavus normal H2O2-QN QN 
7 A.flavus normal H2O2-QN H2O2 
8 A.flavus normal H2O2-QN H2O2-QN 
9 Ninguno normal H2O2-QN Ninguno 
10 Ninguno sequía H2O2 Ninguno 
11 Ninguno sequía QN Ninguno 
12 F.moniliforme normal H2O2-QN H2O2-QN 
13 A.flavus normal H2O2 H2O2-QN 
14 A.flavus normal QN H2O2-QN 
15 A.flavus sequía H2O2-QN H2O2-QN 
16 ninguno normal ninguno Ninguno 
Tabla 5. Tratamientos para variedad Normal y QPM. 
 
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SEMILLAS 
Se usaron semillas de variedad normal de maíz y de alta calidad proteica con un 100% de 
germinación. Se seleccionaron 320 semillas en total de las cuales 160 fueron de variedad normal 
y 160 QPM, en cada maceta se sembraron 5 unidades experimentales (figura 5). 
 
Figura 5. Fotografía tomada en el invernadero CAT que muestra macetas con 5 unidades experimentales. 
 
 
2.2 Caracterización del Quitosán 
El Quitosán utilizado en este proyecto fue proporcionado en el Laboratorio de Biotecnología de 
la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán el cual fue obtenido bajo la patente de dicho 
laboratorio (Miranda, 2000). 
 2.2.1 Determinación del peso molecular 
Para determinar el peso molecular del quitosán se realizó por viscosimetría intrínseca utilizando 
un viscosímetro de Ostwald, equipado con un baño termostático controlado con capacidad de 
regular la temperatura en 25°C ± 1ºC. Las muestras de quitosán se prepararon por disolución en 
una mezcla compuesta de ácido acético 0,3M y acetato de sodio 0,2M. La concentración inicial 
del polímero fue 0.20g/dL en todos los casos. Una vez establecidas las condiciones de trabajo se 
procedió a determinar el tiempo de caída de la disolución polimérica, primeramente se determinó 
la viscosidad relativa, posteriormente se determinó la viscosidad específica y la viscosidad 
específica reducida. A partir de los cálculos realizados anteriormente, se graficó la viscosidad 
específica reducida en función de la concentración de quitosán. El peso molecular se determinó a 
partir de la ecuación matemática de Mark-Houwink. Dicho procedimiento se repitió para otras 4 
soluciones con concentraciones de 0.12, 0.08, 0.04 y 0.02g/dL (Rinaudo, 1993). 
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Se determinó el peso molecular del quitosán a partir de la ecuación de Mark-Houwink: 
[ ] = 
Donde K y a son constantes que dependen del solvente, es la viscosidad intrínseca y M es el 
peso molecular (KDa). 
2.2.2 Grado de desacetilación 
Se evaluó mediante una titulación potenciométrica (ácido-base) de los grupos NH3+ de la muestra 
del polímero (quitosán) disuelta en un exceso de ácido, utilizando un potenciómetro para 
determinar el cambio de pH de la muestra (Rinaudo, 1993). 
% =
203
+ 42
 
Donde Meq es masa en equivalentes, 203 representa el peso molecular de la quitina y 42 es el 
peso molecular del grupo acetilo. 
2.3 Preparación de las soluciones para el recubrimiento 
 2.3.1 Solución de Quitosán al 2%. 
Se preparó una solución de quitosán (QN) al 2%, disolviendo 10g del biopolímero en 500mL de 
agua destilada acidificada con 5mL de ácido acético, manteniéndose en agitación constante a 
temperatura ambiente durante 24 horas (Lizárraga, 2009). 
 2.3.2 Solución de Peróxido de Hidrógeno 8 milimolar 
Se preparó una solución 8mM de peróxido de hidrógeno (H2O2), diluyendo 453µL de reactivo 
concentrado a 8820.9mM en 500mL de agua destilada. Esta solución se preparó aislada de la luz. 
2.3.3 Solución de Quitosán 2%- Peróxido de Hidrógeno 8 milimolar 
Se disolvieron 10g de quitosán en solución de peróxido de hidrógeno 8mM acidificada con ácido 
acético, obteniendo una solución con pH de 5. 
 
 
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25 
 
2.4 Preparación de las soluciones para la aspersión 
 2.4.1Solución de Quitosán al 0.2% 
Se preparó una solución de quitosán (QN) al 0.2% a partir de una solución concentrada al 2% 
diluyendo 100mL de solución al 2% en 900mL de agua destilada manteniéndose en agitación 
constante a temperatura ambiente hasta obtener una solución homogénea. 
 2.4.2 Solución de Peróxido de Hidrógeno 8 milimolar 
Se preparó una solución 8mM de peróxido de hidrógeno (H2O2), diluyendo 453µL de reactivo 
concentrado a 8820.9mM en 500mL de agua destilada. Esta solución se preparó aislada de la luz. 
2.4.3 Solución de Quitosán 0.2%- Peróxido de Hidrógeno 8 milimolar 
Se diluyeron 100mL de solución de quitosán concentrado al 2% en 900mL de solución de 
peróxido de hidrógeno 8mM manteniéndose en agitación hasta obtener una solución homogénea. 
 2.5 Recubrimiento de las semillas con las soluciones correspondientes 
Las semillas seleccionadas (Normal y QPM) se sumergieron por separado en las soluciones de 
los diferentes aditivos: QN, peróxido de hidrógeno y QN-peróxido de hidrógeno durante 12 
horas, y luego fueron retiradas de la solución justo antes de la siembra para ser introducidas en la 
tierra de cultivo. 
 2.6 Preparación de la solución de esporas para la inoculación de las semillas 
De acuerdo al Anexo 2 se preparararon la suspensión de esporas utilizando: 
 Fusarium moniliforme: Especie fúngica: UNIGRAS FUS 44. Especie productora de 
fumonisinas, obtenida de mazorca de maíz del estado de Michoacán. 
Se prepararon 426mL de solución a una concentración de 30 000esporas/mL a partir de 5mL de 
solución a 2 558 000esporas/mL y agua estéril. 
 Aspergillus flavus: Especie fúngica: UNIGRAS ASP 28. Cepa productora de aflatoxinas, 
obtenida de mazorcas de maíz de la zona del bajío. 
Se prepararon 644mL de solución a una concentración de 30 000esporas/mL a partir de 10mL de 
solución concentrada a1 932 000esporas/mL y agua estéril. 
 
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2.7 Siembra de las semillas de maíz 
Se realizó una limpieza exhaustiva del área de trabajo (invernadero) para asegurar ausencia de 
contaminación por patógenosambientales. Las semillas (control y tratamientos) fueron 
sembradas en la tierra, 5 semillas por maceta a una profundidad de 3cm y en el caso de los 
tratamientos se adicionó 1mL de solución de esporas a una concentración de 30 000 esporas/mL 
de A. flavus o F. moniliforme según fuera el caso. 
2.8 Aspersión de las plántulas con las soluciones correspondientes 
Las plántulas de maíz fueron asperjadas con las soluciones de Quitosán 0.2%, Peróxido de 
hidrógenos 8mM y la mezcla de las 2 soluciones anteriores según el tratamiento. La aspersión se 
llevó a cabo con atomizaciones finas, mojando todo el dosel de la plántula hasta escurrir, 
evitando estresar a la plántula con un manejo poco cuidadoso de la misma. 
 2.9 Respuestas sobre el desarrollo de las plántulas 
 2.9.1 Evaluación del porcentaje de germinación 
La evaluación de la germinación se hizo hasta que las semillas alcanzaron su fase final de 
germinación. En esta fase la plántula emerge de cuatro a cinco días después de la siembra, se 
observa la aparición de una punta blanca llamada comúnmente clavo y técnicamente coléptilo en 
la superficie del suelo (Monasterio et al, 2007). 
 2.9.2 Evaluación del crecimiento de la plántula bajo la influencia de los 
microorganismos inoculados 
Se realizó después de 10 días de haber sido plantadas las semillas asignándose diferentes valores 
numéricos a los estadíos correspondientes (Tabla 6). 
Fase de emergencia Estadío de la plántula 
0 Semilla no germinada 
1 Coléptilo (Clavo) 
2 Plúmula 
3 Plántula de 1 hoja 
4 Plántula de 2 hojas 
5 Plántula de 3 hojas 
Tabla 6.Criterio para la evaluación del crecimiento de la plántula. 
 
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 2.9.3 Evaluación fenológica de la plántula 
Se realizaron 2 mediciones: Día 14 y 21 después de la siembra, en donde las semillas habían sido 
recubiertas pero las plántulas aún no eran asperjadas con las soluciones correspondientes y 2 
mediciones los días 28 y 38 ya con el tratamiento de aspersión en las plántulas. Las mediciones 
realizadas fueron la altura de los tallos, la altura de las hojas, la altura total de las plántulas 
(empleando un flexómetro) y el diámetro de los tallos (empleando un vernier), como se muestra 
en la figura 6. 
 
Figura 6. Fotografia como se realizaron las mediciones fenologicas ( altura total, altura del tallo, altura de 
la hoja y grosor del tallo). 
 
 2.10 Evaluación fitopatológica 
Se realizó una evaluación cualitativa de la severidad del daño en plántulas de maíz causadas por 
hongos bajo condiciones de sequía de acuerdo a lo reportado por Stubbs (1986), determinando el 
porcentaje visualmente observable para cada tratamiento según el daño causado por el hongo, ya 
sean daños pre-necróticos, necróticos o atróficos. 
 2.10.1 Evaluación cualitativa de la severidad del daño 
Se realizaron 2 evaluaciones visuales de las plántulas durante su desarrollo tomando en cuenta 
según con lo reportado por Cadenas (2001) los siguientes daños: 
- Amarillamiento 
Es la destrucción de la clorofila de los tejidos verdes. Normalmente aparece previa, simultánea o 
después de la marchitez y muchas veces rodean tejidos necróticos. 
 
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- Quemadura 
Necrosis de las puntas y bordes de las de las hojas. También necrosis de las zonas internervales. 
Se produce por causas ambientales como falta de agua en el suelo, exceso de temperaturas, 
problemas de sales; toxicidad por plaguicidas, por contaminantes ambientales, etc. 
- Perforaciones 
Cuando el tejido necrosado en las hojas se desprende y cae. Roya 
- Arrosetamiento 
Cuando los entrenudos tienen una longitud menor de lo normal. El brote o planta adquiere forma 
arrosetada 
- Estrías necróticas 
Común en gramíneas y especies con hojas de venación paralela. En este caso la necrosis forma 
líneas o bandas paralelas a las nervaduras 
- Estrías cloróticas 
Se presentan en gramíneas y otras plantas con hojas de venación paralela. Son líneas o bandas 
cloróticas paralelas a las nervaduras 
- Manchas cloróticas 
Son zonas cloróticas definidas de diversas formas que se ubican en el tejido verde. 
- Manchas necróticas 
Son áreas necróticas redondeadas a irregulares dentro e un tejido vivo y que se presentan 
generalmente en las hojas (manchas foliares). Muchas veces estas manchas presentan 
concentricidades (anillos necróticos) 
- Pudrición 
Es la destrucción completa del tejido atacado. Puede ser dura o blanda, seca o húmeda, fragante o 
fétida. 
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Se hizo un registro del porcentaje de la planta afectado según el tipo de daño y para cada variedad 
de maíz, la evaluación se realizó el día 17 y 26 después de la siembra, con el objetivo de evaluar 
la eficiencia de los recubrimientos 
 2.11 Evaluaciòn microbiológica de las plántulas 
Además se realizó una prueba in vitro para la evaluación microbiológica de la presencia de 
hongos en las muestras de las plántulas secas después de 5 semanas de su corte. La prueba se 
realizó en cajas Petri con agar dextrosa papa (PDA) por triplicado y permanecieron en incubadora 
durante 9 días a 27°C para observar el crecimiento de los hongos (figura 7). 
 
Figura 7. Fotografía que muestra la evaluación microbiológica de las muestras. 
2.12 Evaluación de la compocisión química del producto 
Se realizó el análisis bromatológico de las plántulas de maíz con diferentes tratamientos para 
evaluar su composición química, se determinaron el peso seco, el porcentaje de cenizas, el 
contenido de nitrógeno total y la fibra cruda. 
Para llevar a cabo dicho análisis se usaron muestras secas. Las plántulas despues de su corte se 
sometieron a un secado en una estufa Quincy Lab Inc. Modelo 30GC a una temperatura de 30- 
35ºC durante 15 días, posteriormente las muestras se trituraron en su totalidad (hojas y tallo) con 
un molino Braun Aromatic KSM2 y se mantuvieron almacenadas a temperatura ambiente hasta el 
momento del análisis. 
 
 
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30 
 
Análisis Método Características Referencia 
 
Humedad 
Termobalanza 
(Anexo 4) 
0.5g de muestra 
70°C 
20 minutos 
NMX-F-429, 
1983 
Proteína 
(Nitrógeno total) 
Microkjeldahl 
(Anexo 4) 
% 	 =
	 	 	[ ] 	14.007	 	100 A.O.A.C, 
1990 
Fibra Weende 
(Anexo 4) % = 	
( − )
(100) 
A.O.A.C, 
1990 
Cenizas Método 
general 
(Anexo 4) 
% =
( − )
∗ 100 
A.O.A.C, 
1990 
Tabla 7. Análisis de la composición química de las plántulas 
Análisis estadístico 
Los resultados obtenidos fueron analizados mediante un análisis de varianzas (ANOVA) para 
experimentos con un factor y diseño completamente aleatorio utilizando el programa estadístico 
JMP. Los valores de P<0.05 fueron considerados como significativos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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31 
 
 
 
 
 
 
 
CAPITULO III 
RESULTADOS 
Y 
DISCUSIÓN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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32 
 
 3.1 Caracterización del Quitosán 
 3.1.1 Determinación del peso molecular 
En este apartado se presentan los resultados obtenidos en la aplicación de la técnica de 
viscosimetría capilar para la determinación del peso molecular en muestras del quitosán. Para ello 
se procedió a determinar la viscosidad intrínseca (μ ), a partir de los cálculos realizados, 
se