0680113_A1

Vista previa del material en texto

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO
FACULTAD DE CIENCIAS
GENÉTICA DE POBLACIONES DE Furcraea 
parmentieri (AGAVACEAE): ESTIMACIONES DE 
VARIACIÓN Y ESTRUCTURA GENÉTICA USANDO 
ISSR'S
T E S I S
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
BIÓLOGA
P R E S E N T A :
ALICIA BARCEINAS CRUZ
DIRECTORA DE TESIS:
DRA. ERIKA AGUIRRE PLANTER 
2011
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
La presente tesis se realizó bajo la dirección de la Dra. Erika Aguirre Planter en el 
Laboratorio de Evolución Molecular y Experimental del Instituto de Ecología, 
Universidad Nacional Autónoma de México con el apoyo del proyecto Genética de 
poblaciones molecular y filogeografía de plantas mexicanas PAPIIT IN224309-3.
Resumen
Furcraea parmentieri es una especie perteneciente al género Furcraea de la familia Aga-
vaceae que produce una impresionante cantidad de bulbilos en la inflorescencia. Se dis-
tribuye a lo largo de la Faja Volcánica Transmexicana en los picos de las montañas más altas 
(a partir de los 2300 m s.n.m.). En este trabajo se describe la genética de poblaciones de-
terminando los patrones y niveles de variación genética, la estructura genética dentro y 
entre poblaciones y el grado de clonalidad en tres poblaciones. Se utilizaron ISSRs como 
marcador molecular. Se encontró que los niveles de variación genética son relativamente al-
tos (HE=0.332, %P=93) y que las poblaciones se encuentran altamente estructuradas 
(θ=0.37) con flujo génico moderado (Nm=0.34). Asimismo, se encontró una alta diversidad 
genotípica (G/N=0.98). Por otro lado, se construyó un modelo de distribución potencial en 
el presente que se proyectó al Pleistoceno, durante el Último Máximo Glacial (UMG; 
~22,000-18000 años antes del presente) encontrando que la especie presentaba una dis-
tribución continua a lo largo de la Faja Volcánica Transmexicana en el pasado, la cual se ha 
ido reduciendo hasta quedar únicamente en los picos de las montañas en el presente. Los 
resultados sugieren que el reclutamiento sexual es un mecanismo importante de regenera-
ción poblacional siempre y cuando la población sea saludable demográficamente y que el 
grado de estructuración entre las poblaciones se debe al patrón de distribución insular.
1
Índice
1. Introducción................................................................................................................................4
1.1. Genética de Poblaciones...................................................................................................... 4
1.2. La variación genética y sus estimadores............................................................................. 7
1.3. Estructura genética..............................................................................................................9
1.4. Distancias genéticas........................................................................................................... 12
1.5. Marcadores moleculares e Inter Simple Sequence Repeat (ISSR’s)................................13
1.6. Modelos de distribución de especies................................................................................. 17
1.7. Clonalidad...........................................................................................................................19
1.8. El género Furcraea.............................................................................................................21
1.8.1. Biología Reproductiva................................................................................................ 24
1.9. Furcraea parmentieri.........................................................................................................26
2. Justificación..............................................................................................................................29
3. Objetivos................................................................................................................................... 30
4. Hipótesis................................................................................................................................... 30
5. Material y Métodos....................................................................................................................31
5.1. Colecta de campo................................................................................................................31
5.2. Extracción de ADN............................................................................................................33
5.3. Amplificación de ADN por medio de Inter Simple Sequence Repeats............................34
5.4. Lectura de Geles................................................................................................................ 36
5.5. Análisis de datos................................................................................................................ 37
5.5.1. Obtención de frecuencias alélicas.............................................................................. 37
5.5.2. Variación genética......................................................................................................38
5.5.3. Estructura genética....................................................................................................39
5.5.4. Flujo génico................................................................................................................40
5.6. Estimación bayesiana del número de poblaciones...........................................................41
5.7. Modelo de distribución potencial..................................................................................... 42
5.8. Diversidad clonal...............................................................................................................43
2
6. Resultados.................................................................................................................................44
6.1. Extracción de ADN y loci polimóficos.............................................................................. 44
6.2. Variación genética ............................................................................................................46
6.3. Estructura genética............................................................................................................47
6.4. Distancias genéticas..........................................................................................................49
6.5. Estimación bayesiana del número de poblaciones..........................................................52
6.6. Simulaciones de modelos de distribución potencial........................................................53
6.7. Diversidad clonal...............................................................................................................55
7. Discusión................................................................................................................................... 57
7.1. Variación genética..............................................................................................................57
7.2. Estructuragenética y flujo génico..................................................................................... 61
7.3. Distancias genéticas.......................................................................................................... 63
7.4. Modelo de distribución potencial..................................................................................... 66
7.5. Diversidad clonal............................................................................................................... 67
7.6. Algunas consideraciones para su conservación............................................................... 69
8. Conclusiones.............................................................................................................................70
10. Literatura citada......................................................................................................................77
3
The thing about evolution is that if it hasn’t turned your brain inside out, 
you haven’t understood it. –Douglas Noel Adams-
1. Introducción
1.1. Genética de Poblaciones
La genética de poblaciones es la ciencia encargada de estudiar las bases genéticas de la 
evolución. Surge en los años 1920’s y 30’s a partir de las contribuciones de Ronald A. 
Fisher, J. B. S. Haldane y Sewall Wright como una síntesis de las leyes de Mendel sobre 
la herencia y la teoría de la evolución de Darwin (Eguiarte, 1999).
Entendiendo a la evolución como el cambio en las frecuencias alélicas a través del 
tiempo, la genética de poblaciones tiene por objetivo explicar los procesos y mecanismos 
mediante los cuales ocurre la evolución en las poblaciones naturales, tomando en cuenta 
los fenómenos genéticos y ecológicos que actúan sobre ellas (Hartl y Clark, 1989).
Para describir el cambio en las frecuencias alélicas, la genética de poblaciones se 
basa en un modelo nulo fundamental: el principio del equilibrio de Hardy-Weinberg. 
Este principio sostiene que en una población ideal, a partir de cualquier frecuencia 
genotípica inicial, después de una generación las frecuencias genotípicas de un locus con 
dos alelos pueden ser representadas como una función binomial de las frecuencias 
alélicas (Hedrick, 2005). Esta relación se mantiene durante todas las generaciones si se 
cumplen cuatro supuestos: que el tamaño poblacional sea muy grande, que todos los 
apareamientos sean al azar, que los alelos sean igualmente competentes para dejar 
descendencia y que no lleguen alelos externos (Eguiarte, 1999). 
Este modelo no es interesante por sí mismo, ya que si se cumple, no hay cambio 
en las frecuencias alélicas de una generación a otra y no hay evolución. Pero basta con 
que uno de los supuestos no se cumpla para que cambien las frecuencias alélicas. Así, lo 
interesante de la Ley del equilibrio de Hardy-Weinberg es encontrar las formas de violar 
cualquiera de los supuestos y observar el resultado. En este contexto las fuerzas 
evolutivas pueden ser vistas como transgresiones a los supuestos del equilibrio de 
Hardy-Weinberg (Eguiarte, 1999):
4
· Deriva génica
Es el cambio de manera azarosa en las frecuencias alélicas como resultado del muestreo 
de gametos de una generación a otra en una población finita (Hedrick, 2005). Ocurre 
cuando los tamaños poblacionales son pequeños, ya que al haber pocos individuos en la 
población se presentan errores de muestreo, es decir, algunos individuos dejan más 
descendientes que otros sin la intervención de la selección. Sus efectos serán más 
importantes entre más pequeña sea la población, cambiando rápidamente las 
frecuencias alélicas y promoviendo eventualmente la fijación de alguno de los alelos. 
(Eguiarte, 1999; González, 2005).
· Endogamia
Ocurre cuando los apareamientos no son al azar, sino que los individuos que se cruzan 
tienen mayor grado de consanguinidad que aquellos individuos que se tomarían al azar 
de la población (Hedrick, 2005). Como consecuencia, las frecuencias alélicas no 
cambian, pero sí las genotípicas, aumentando la frecuencia de individuos homócigos y 
reduciendo la de los heterócigos (Eguiarte, 1999, González, 2005). Cuanto más 
consanguineos sean los apareamientos, más rápidamente se perderá la heterocigosis 
(Eguiarte, 1999). 
· Selección natural
Es la sobrevivencia y reproducción diferencial de organismos, esta diferencia ocurre 
porque no todos los alelos son igualmente eficientes para dejar descendientes (Eguiarte, 
1999). La adecuación (w) es una medida de esta eficiencia e indica cuántos hijos en 
promedio deja el portador de un genotipo dado en una población. Es la fuerza evolutiva 
más importante ya que es el mecanismo principal para generar evolución adaptativa 
(Hedrick, 2005). 
· Migración o flujo génico
Es el movimiento entre poblaciones que tiene como resultado intercambio genético 
(Hedrick, 2005). Depende de la tasa de migración, definida como la proporción de 
5
individuos nuevos que llegan a la población, y de las frecuencias alélicas de los 
individuos migrantes. Tiene fuertes efectos en la estructura genética de las poblaciones 
ya que puede homogenizar las frecuencias alélicas y si continúa por mucho tiempo, 
eventualmente las dos poblaciones quedan idénticas (Eguiarte, 1999).
· Mutación
Es una fuerza muy importante, porque toda novedad y variación genética se origina a 
partir de ella. Es la fuente primaria del material de la evolución. Sin embargo es un 
mecanismo muy lento y se requieren de miles de generaciones para obtener un cambio 
en las frecuencias alélicas (Eguiarte, 1999). 
En las poblaciones naturales pueden estar actuando al mismo tiempo varias 
fuerzas evolutivas. Su interacción y la intensidad de cada una tendrá fuertes 
repercusiones en la variación y estructura genética presente en las poblaciones. En 
términos generales la mutación es la principal fuente de aumento de variación; la deriva 
génica y la endogamia disminuyen la variación y aumentan la diferenciación entre 
poblaciones; y la selección y el flujo génico pueden aumentar o disminuir los niveles de 
variación y estructura genética dependiendo de cada situación en particular.
El efecto de estas fuerzas evolutivas en términos del proceso adaptativo puede 
visualizarse por medio de la topografía adaptativa, propuesta inicialmente por Sewall 
Wright. La topografía puede tener varios picos y valles. Los picos adaptativos son los 
lugares con mayor adecuación promedio y la selección natural lleva a las poblaciones a 
uno de ellos. La mutación generalmente sacará a la población del pico adaptativo un 
poco en cada generación. La migración puede ayudar a la población a llegar a un pico si 
aumenta la variabilidad genética por la llegada de nuevos alelos que sean seleccionados 
positivamente, o bien bajar a la población de su pico adaptativo. También puede hacer 
que llegue a los pies de otro pico si los individuos que llegan tienen genes adaptados a 
otras condiciones. La deriva génica y la endogamia moverán al azar a la población en 
esta topografía y con mayor violencia cuánto más pequeña sea la población (Hartl y 
Clark, 1989; Eguiarte, 1999; González, 2005).
6
1.2. La variación genética y sus estimadores
Para entender cómo influyen las fuerzas evolutivas en las poblaciones naturales es 
necesario primero describir y cuantificar la cantidad de variación genética en una 
población y el patrón de variación genética entre poblaciones (Hedrick, 2005).
Aunque Fisher, Haldane y Wright sentaron las bases de la genética de poblaciones 
y formaron gran parte del paradigma usado actualmente,sus aportaciones fueron 
fundamentalmente teóricas. Fue hasta finales de los 1960’s que Lewontin y Hubby 
(1966) y Harris (1966) publicaron los primeros resultados experimentales para medir la 
variación genética usando la técnica de electroforesis de proteínas, iniciando así una 
intensa investigación de la variación en las poblaciones (Hedrick, 2005). 
Posteriormente la obtención de los primeros datos moleculares de las secuencias 
de alozimas y aminoácidos en los 1970’s y la secuenciación de ADN en los 1980’s 
permitieron documentar extensa información acerca de la variación genética 
“escondida” en las poblaciones. La secuenciación y el desarrollo de la técnica de la 
reacción en cadena de la polimerasa (PCR por sus siglas en inglés) permitieron el diseño 
y mejoramiento de los marcadores moleculares que actualmente se utilizan en todo 
estudio de genética de poblaciones. 
Existen varias medidas para cuantificar la variación genética en una población. La 
medida más usada es la heterocigosis esperada, también llamada diversidad genética, y 
es particularmente útil porque puede ser aplicada a genes con diferentes ploidías y a 
organismos con diferentes sistemas reproductivos (Nei, 1987). 
La heterocigosis esperada para un locus dado con n alelos en una población en 
equilibrio de Hardy-Weinberg puede ser calculada como
H E=1−∑
i=1
n
pi
2
Donde p es la frecuencia del alelo i
La heterocigosis esperada es el inverso de los homócigos esperados en Hardy-
Weinberg, es decir son todos los heterócigos esperados. 
7
Otra manera de medir la variación genética es estimar la proporción de loci 
polimórficos (P), la cual es la proporción de loci en los que el alelo más común se 
encuentra en una frecuencia menor o igual a 0.99 ó 0.95:
P= x
m
Donde x es el número de loci polimórficos en una muestra de m loci (Hedrick, 2005).
8
1.3. Estructura genética
Una población puede presentar subestructura, es decir diferencias en la variación 
genética entre las partes que la constituyen, por diferentes razones evolutivas y por 
factores geográficos, ecológicos o conductuales (Hedrick, 2005). Conocer la distribución 
de la variación genética dentro y entre las poblaciones nos permite medir las fuerzas 
evolutivas y reconstruir la historia de las especies.
Cuando una población está subdividida, la cantidad de conectividad genética 
entre sus partes puede ser diferente. Esta conexión genética depende principalmente de 
la cantidad de flujo génico efectivo que se establezca entre las subpoblaciones o 
subgrupos. Cuando la cantidad de flujo génico entre grupos es alta tendrá un efecto 
homogenizador sobre la variación genética en los grupos. Por otro lado, si el flujo génico 
es bajo, la deriva génica, la selección e incluso la mutación pueden conducir a una 
diferenciación genética entre los grupos (Hedrick, 2005).
Trabajando independientemente en los años 1940’s y 1950’s, Sewall Wright y 
Gustave Malécot, desarrollaron los estadísticos F como una herramienta para describir 
la partición de la variación genética dentro y entre poblaciones. Wright mostró que la 
cantidad de diferenciación genética entre poblaciones tiene una relación predecible con 
la intensidad con que actúan las fuerzas evolutivas en las poblaciones (Holsinger y Weir, 
2009).
La diferenciación genética de las poblaciones puede ocurrir en diferentes escalas 
espaciales o geográficas. Su representación jerárquica es útil para describir la totalidad 
de las relaciones entre las poblaciones y para documentar el patrón espacial de la 
variación genética (Hedrick, 2005). Debido a que la subdivisión poblacional implica un 
resultado parecido al de la endogamia en términos de exceso de homocigosis, es 
conveniente medir sus efectos a partir de la proporción de heterocigosis en tres niveles 
de complejidad: individuos (HI), subpoblaciones (HS) y la población total (HT) (Hartl y 
Clark, 1989).
Los estadísticos F de Wright son tres parámetros interrelacionados para describir 
la estructura genética de poblaciones diploides en los tres niveles. Estos tres parámetros 
9
son: FST, el cual es una medida de la diferenciación genética en las subpoblaciones y 
siempre es positivo; FIS, que mide la desviación de las proporciones de Hardy-Weinberg 
dentro de las subpoblaciones; y FIT, que mide esa misma desviación pero en la población 
total. Cuando los valores de FIS y FIT son positivos indican una deficiencia de 
heterócigos, y cuando son negativos un exceso de heterócigos (Hedrick, 2005). 
FIS también es llamado coeficiente de endogamia y mide la reducción de la 
heterocigosis en un individuo debido al apareamiento no azaroso dentro de su 
subpoblación (Hartl y Clark, 1989):
F IS=
 H S− H I 
H S
FIT mide la reducción de la heterocigosis en un individuo con respecto a la población 
total (Hartl y Clark, 1989):
F IT=
 H T− H I 
H T
FST también es llamado índice de fijación y mide los efectos de la subdivisión 
poblacional, es decir, la reducción de la heterocigosis de una subpoblación causado por 
deriva génica (Hartl y Clark, 1989):
F ST=
 H T− H S 
H T
Estos tres parámetros se relacionan de la siguiente manera
F ST=
F IT−F IS 
1−F IS 
FST está relacionado directamente con la varianza en las frecuencias alélicas entre 
las poblaciones y al grado de semejanza entre individuos dentro de las poblaciones. 
Cuando FST es pequeño, significa que las frecuencias alélicas dentro de cada población 
son similares; y cuando es grande, significa que las frecuencias alélicas son diferentes 
(Holsinger y Weir, 2009). Por ejemplo, si la selección natural favorece un alelo sobre los 
demás en un locus particular en alguna población, la FST en ese locus será más grande 
10
que en los loci en los que las diferencias entre poblaciones se deban únicamente a la 
deriva génica (Holsinger y Weir, 2009). 
Otros parámetros que se utilizan para medir la diferenciación genética entre 
poblaciones son GST, RST, ΦST y θ. De estos cuatro, GST está más relacionado con FST pero 
será apropiado únicamente cuando no interese la contribución de la deriva génica a las 
diferencias entre poblaciones (Holsinger y Weir, 2009). Por otro lado, RST (para datos de 
microsatélites) y ΦST (para datos de secuencias moleculares) serán útiles en contextos en 
los cuales sea importante tomar en cuenta las “distancias” mutacionales entre alelos 
(Holsinger y Weir, 2009). 
Por último, θ es el coeficiente de coancestría de Cockerham (1969) y representa la 
probabilidad de que al tomar dos genes al azar provenientes de diferentes individuos, 
éstos sean idénticos por descendencia. El índice de coancestría puede ser interpretado 
como la proporción de diversidad genética que se debe a las diferencias en las 
frecuencias alélicas entre poblaciones, de manera que indica el grado de diferenciación 
(Holsinger y Weir, 2009). 
11
1.4. Distancias genéticas
La distancia genética representa las diferencias en las frecuencias alélicas entre 
poblaciones. Nos permite analizar la cantidad y el patrón de variación compartida entre 
diferentes poblaciones. Cuando las distancias genéticas son pequeñas puede ser porque 
las poblaciones se separaron recientemente o porque el flujo génico es suficientemente 
alto para contrarrestar los efectos de la deriva génica. Por otro lado, cuando las 
distancias son grandes, es posible que las poblaciones se hayan separado hace mucho 
tiempo o que el flujo génico entre ellas sea limitado permitiendo que la deriva génica 
genere grandes diferencias entre las poblaciones(Hedrick, 2005).
El algoritmo más utilizado para calcular las distancias genéticas es la distancia 
genética estándar de Nei (1972, 1978). Cuando los loci son neutrales y aparecen 
mutaciones que generan nuevos alelos, la distancia genética calculada con este 
algoritmo aumenta linealmente con el tiempo (Hedrick, 2005).
Cuando la estructura genética está fuertemente influenciada por la distribución 
geográfica de las poblaciones, se espera que las poblaciones cercanas presenten menores 
distancias genéticas que las poblaciones alejadas geográficamente entre sí. A este 
principio se le llama aislamiento por distancia e indica que los individuos tienden a 
aparearse con aquellos más cercanos geográficamente de lo que se esperaría al azar. 
12
1.5. Marcadores moleculares e Inter Simple Sequence Repeat (ISSR’s)
Los marcadores moleculares son una herramienta muy útil en diversos campos de la 
biología. Son utilizados en estudios de evolución, ecología, conservación, agronomía, 
biomedicina, ciencias forenses, entre otros. Los diferentes tipos de marcadores se 
distinguen por su capacidad para detectar polimorfismos en uno o varios loci y son de 
tipo dominante o codominante (Rentería, 2007). 
La selección del marcador molecular debe ajustarse a la pregunta que se desea 
contestar en el estudio, porque dependiendo de la naturaleza del marcador podrán 
apreciarse aspectos particulares de los datos y de la historia de los organismos 
(Rentería, 2005).En estudios de genética de poblaciones es conveniente usar los 
marcadores moleculares no codificantes, ya que al no estar implicados en la codificación 
de caracteres “útiles” para los organismos, en ellos se puede acumular la variación 
genética (Eguiarte y Piñero, 1999; Conner y Hartl, 2004).
Existe un grupo de marcadores no codificantes que se basan en el uso de un 
primer aleatorio a partir del cual se amplifica una región completa de ADN. Estos 
marcadores presentan varias ventajas para el análisis de la variación genética: 
muestrean loci distribuidos aleatoriamente en el genoma, generan mucha información a 
partir de un bajo costo de realización, su naturaleza aleatoria permite obtener datos de 
regiones bajo selección, neutrales pero ligadas a regiones sujetas a selección o regiones 
estrictamente neutrales, y son aplicables a prácticamente todas las especies (Karl, 1996). 
Entre los marcadores moleculares más usados en estudios de genética de 
poblaciones se encuentran los RAPD’s, RFLP’s, AFLP’s, microsatélites, minisatélites, 
ISSR´s e isoenzimas. En la Tabla 1 se muestra una breve descripción así como las 
ventajas y desventajas de cada marcador. 
13
Tabla 1. Comparación de marcadores moleculares más usados en estudios de genética de 
poblaciones. 
Marcador Descripción Ventajas Desventajas
RAPD’s 
Randomly 
Amplified 
Polymorphic DNA
Amplifican ADN 
aleatoriamente. Se basan 
en la probabilidad de que 
se presenten sitios 
complementarios al 
oligonucleótido de 
aproximadamente 10pb a 
lo largo del genoma.
-Amplifican regiones 
codificantes y no 
codificantes, revelando 
niveles de variación muy 
altos.
-Son relativamente 
fáciles y no requieren 
conocimiento previo de 
la secuencia.
-Poca reproducibilidad y 
baja especificidad debido 
a bajas temperaturas de 
alineación.
-Al ser dominantes las 
frecuencias alélicas se 
deben estimar 
indirectamente.
RFLP’s 
Restriction 
Fragment Length 
Polymorphism
Son causados por 
rearreglos en el ADN que 
generan una ganancia o 
pérdida en los sitios de 
restricción. Esto se detecta 
por diferencias en el peso 
molecular de los 
fragmentos homólogos de 
restricción. 
-Son útiles para calcular 
valores de relaciones 
familiares.
-No es necesario conocer 
la secuencia 
previamente.
-Requiere grandes 
cantidades de ADN de 
buena calidad.
-Son necesarias muchas 
manipulaciones y detecta 
una fracción limitada de 
la variación de las 
secuencias en el genoma.
AFLP’s 
Amplified 
Fragment 
Length 
Polymorphism
Combina la digestión de 
dos enzimas de restricción 
con la unión de secuencias 
específicas al nucleótido 
ligado a los extremos de los 
fragmentos de restricción y 
dos amplificaciones de PCR 
usando primers marcados 
basados en las secuencias 
ligadas.
-Detecta múltiples loci y 
es útil para generar 
huellas genéticas y 
mapeo. 
-No requieren 
conocimiento previo de 
la secuencia.
-Son altamente 
reproducibles y existen 
kits estandarizados.
-Requieren de muchos 
pasos para producir 
resultados.
14
Microsatélites
SSR’s o Simple 
Sequence Repeats
Son secuencias de ADN 
nuclear o de organelos 
formadas de di, tri, tetra o 
pentanucleótidos. El 
polimorfismo 
probablemente se genera 
por eventos de 
rompimiento.
-Son útiles en estudios 
de variación genética 
intra e interespecífica, 
análisis de linajes y de 
sistemas reproductivos.
-Tienen altos niveles de 
polimorfismo.
-Son codominantes
-Es necesario conocer la 
secuencia de la región a 
analizar para diseñar los 
primers.
-Puede ser complicado 
diferenciar los tamaños 
exactos de los productos.
ISSR’s 
(Inter Simple 
Sequence Repeats)
Son amplificados por PCR 
a partir de la presencia de 
un primer complementario 
a un microsatélite, 
diseñado para unirse a los 
motivos repetidos de di o 
trinucléotidos.
-Se obtiene gran número 
de bandas polimórficas.
-Son relativamente 
fáciles de montar.
-Son altamente 
repetibles.
-Existen primers 
universales para plantas.
-Son dominantes.
-La homología de bandas 
es incierta.
Isoenzimas
Fue el primer método en 
desarrollarse. Son las 
distintas formas 
moleculares de las enzimas 
que tienen funciones 
idénticas o similares y 
están presentes en el 
mismo individuo. Las 
variantes son separadas 
mediante electroforesis. 
-Al ser codominantes 
pueden distinguirse los 
genotipos homócigos y 
heterócigos con mucha 
precisión.
-La mayoría son 
selectivamente neutras.
-La técnica es 
relativamente barata.
-Revelan poca variación.
-La técnica requiere de 
mucho tiempo y 
experiencia.
-Poco reproducibles 
entre laboratorios.
Los marcadores empleados en este estudio fueron los Inter Simple Sequence 
Repeat, o ISSR’s, los cuales consisten en la amplificación mediante PCR de secuencias 
de ADN delimitadas por dos microsatélites invertidos (Zietkiewicz et al., 1994). En 
contraste con los microsatélites, los ISSR’s son marcadores semiarbitrarios que son 
sencillos y rápidos de desarrollar y usar (Bornet y Branchard, 2001).
Los primers de ISSR’s (Figura 1) consisten en un motivo repetido de di o 
trinucleótidos complementarios a la secuencia del microsatélite con un par de 
nucleótidos extras arbitrarios en el extremo 3’ o en el 5’. Los nucleótidos extras sirven 
15
como anclas asegurando que la amplificación inicie en el extremo 5’ o en el 3’ del 
microsatélite, respectivamente (González y Aguirre, 2007). 
Cuando dos secuencias repetidas se presentan a una distancia amplificable y con 
una orientación invertida, el primer complementario a ellas puede inducir la 
amplificación del segmento de ADN intermedio, dando como resultado una molécula 
con un peso molecular particular, considerada como un locus (González y Aguirre, 
2007). La presencia o ausencia del elemento genómico reconocido por el primer y la 
longitud de la secuencia intermedia amplificada dan como resultado un polimorfismo 
detectable entre individuos de la misma población (Zietkiewicz et al., 1994).
Los productos de PCR finales pueden ser visualizados en geles de agarosa como 
un patrón variable de bandas que representan las regiones amplificadas. Este patrón 
característico se considerala “huella genética” de cada uno de los individuos. La 
presencia de la banda representa el genotipo dominante, ya sea homócigo o heterócigo, 
y su ausencia representa al genotipo homócigo recesivo (González y Aguirre, 2007). 
Debido a los ISSRs son marcadores dominantes, no se puede distinguir el homócigo 
dominante del heterócigo, y deber usarse la frecuencia del homócigo recesivo para 
determinar las frecuencias alélicas a partir de las proporciones de Hardy-Weinberg. 
Figura 1. Representación de la amplificación con ISSR's. Los primers de ISSR (en gris claro) se 
anclan a la secuencia de microsatélite en ambas cadenas de ADN y durante la PCR se extiende la 
región que se encuentra entre los microsatélites. 
16
1.6. Modelos de distribución de especies
Los modelos de distribución de especies son modelos empíricos que relacionan las 
observaciones de campo con variables ambientales predictoras, a partir de superficies de 
respuesta derivadas estadística o empíricamente (Guisan y Thuiller, 2005). Son una 
herramienta para resolver cuestiones en muy diversos campos de la biología, como 
ecología, evolución, epidemiología, problemas de conservación de especies, planeación 
de reservas ecológicas y manejo de especies invasoras (Phillips et al., 2006).
Los datos de las especies pueden ser de presencia, presencia-ausencia u 
observaciones de abundancia. Estos datos se pueden obtener en muestreos de campo, ya 
sean aleatorios o estratificados, o en colecciones de historia natural (Guisan y Thuiller, 
2005). 
Cuando se dispone de datos de presencia y ausencia para desarrollar el modelo, 
pueden usarse métodos estadísticos generales. No obstante, los datos de ausencia 
generalmente son difíciles de conseguir y, aún cuando se tienen, son de calidad 
cuestionable (es probable que al momento de hacer el muestreo de la especie no se 
encuentren ejemplares pero realmente la especie sí se encuentre en el área). Por lo 
anterior, las técnicas de modelación que requieren únicamente datos de presencia son 
muy valiosos (Phillips et al., 2006).
Los modelos de distribución de especies son la proyección en el espacio 
geográfico de los modelos de nicho ecológico (Phillips et al., 2006). Los modelos de 
nicho, a su vez, se derivan de datos de presencia y representan una aproximación al 
nicho ecológico de una especie en ciertas dimensiones ambientales (Phillips et al., 
2006). El nicho fundamental de una especie es el conjunto de todas las condiciones que 
permiten su supervivencia a largo plazo, mientras que el nicho efectivo es aquel 
subconjunto del nicho fundamental que realmente ocupa la especie (Hutchinson, 1957). 
El nicho efectivo de una especie puede ser más pequeño que su nicho 
fundamental, debido a la influencia humana, interacciones bióticas, o barreras 
geográficas que obstaculizan su dispersión y colonización; dichos factores pueden 
17
impedir que las especies habiten las condiciones que abarca todo su potencial ecológico 
(Anderson y Martinez-Meyer, 2004).
Por definición, las condiciones ambientales en las localidades de ocurrencia de 
una especie son muestras del nicho efectivo (Phillips et al., 2006). Entonces un modelo 
de nicho representa una aproximación del nicho efectivo de una especie, en el área de 
estudio y dimensiones ambientales estudiadas (Phillips et al., 2006).
Aunque los modelos de nicho describen la concordancia en el espacio ecológico, 
generalmente son proyectados en el espacio geográfico, obteniéndose como resultado un 
área geográfica con la presencia predicha para la especie (Phillips et al., 2006). Las 
áreas que satisfacen las condiciones del nicho fundamental de una especie representan 
su distribución potencial, mientras que las áreas geográficas que de hecho habita la 
especie constituyen su distribución real (Phillips et al., 2006). 
Debido a que las especies presentan conservacionismo de nicho durante largos 
periodos de tiempo (en algunas especies cercanas más del doble de tiempo desde su 
especiación) es posible predecir su distribución, aún antes y después de eventos de 
cambio climático fuertes (Martínez- Meyer y Peterson, 2006). Entonces, los modelos de 
distribución potencial pueden ser proyectados al futuro o al pasado si se cuenta con 
suficientes datos de las variables ambientales y de ocurrencia de la especie. Los modelos 
de distribución potencial proyectados al pasado nos ayudan a reconstruir la historia de 
las especies en tiempo evolutivo.
18
1.7. Clonalidad
La reproducción es una de las características que podría considerarse como definitoria 
de la vida, y durante millones de años han evolucionado diferentes estrategias para 
asegurar la reproducción de los seres vivos, ya sea de manera sexual o asexual. Las 
razones por las que los organismos presentan una u otra estrategia es muy interesante 
porque éstas son uno de los principales motores de la evolución de las especies.
Muchas plantas combinan la reproducción sexual y asexual y el balance entre las 
dos varía ampliamente inter e intraespecíficamente por factores ecológicos y genéticos 
que limitan alguno de los mecanismos de regeneración. La propagación vegetativa 
permite la supervivencia de la especies por el establecimiento del mismo genotipo, 
mientras que la reproducción sexual aún a bajos niveles permite la radiación adaptativa 
dentro de ambientes heterogéneos y contribuye a su evolución ya que proporciona a las 
especies nuevas combinaciones genéticas para explorar nuevos ambientes y tener 
“cartas para jugar” en la evolución (Arizaga y Ezcurra, 1995; 2002). 
Se ha propuesto que la reproducción vegetativa ayuda a la planta a establecerse 
en gran número y colonizar algún ambiente. De hecho, se ha estimado que 
aproximadamente el 70% de las angiospermas presentan crecimiento clonal 
(Mandujano, 2007).
Algunos autores consideran que la clonalidad es una forma de crecimiento 
mientras que otros la ven como una forma de producir progenie (Mandujano, 2007). 
Según Arizaga y Ezcurra (1995) la clonalidad es una estrategia que utilizan las especies 
para evitar un colapso demográfico cuando no existen las condiciones propicias para la 
reproducción sexual o cuando se encuentran en depresión por endogamia y la mayoría 
de los frutos resultantes de la reproducción sexual son abortados.
Existen diferentes mecanismos para producir clones. Por ejemplo en el género 
Agave puede llevarse a cabo mediante la formación de brotes en diferentes partes de la 
planta como: bulbilos aéreos producidos en el escapo floral, brotes laterales producidos 
en las partes axilares de las hojas, pequeños brotes basales producidos debajo de la 
roseta o grandes brotes producidos por estolones que emergen del suelo alejados de la 
planta parental (Arizaga y Ezcurra, 1995; 2002). La efectividad de cada uno de estos 
19
mecanismos para la propagación clonal es diferente; por ejemplo, en Agave 
macroacantha la formación de brotes basales a través de estolones es mucho más 
efectivo que la formación de bulbilos (Arizaga y Ezcurra, 2002).
Los bulbilos son pequeñas rosetas aéreas que presentan las inflorescencias de las 
plantas semélparas del género Agave y algunos géneros relacionados. Son capaces de 
actuar como clones de la planta parental (Arizaga y Ezcurra, 1995). Estas rosetas se 
desprenden frecuentemente mientras la inflorescencia se seca, o caen al suelo con la 
muerte del escapo si éste está dañado mecánicamente.En muchas especies de Agave se 
observan individuos con las inflorescencias cubiertas de bulbilos y muy pocas o ninguna 
cápsula, así como individuos con un alto número de cápsulas y muy pocos o ningún 
bulbilo (Arizaga y Ezcurra, 1995). Estos autores sugieren que la formación de bulbilos 
está inversamente relacionada con el éxito en la fructificación, actuando como un 
mecanismo de seguridad porque recupera los recursos metabólicos que se movilizaron 
para el evento reproductivo e incrementa la probabilidad del éxito reproductivo del 
genet.
Las especies clonales pueden presentar niveles altos de heterocigosis y se ha 
sugerido que la diversidad genética no difiere entre las especies que presentan 
reproducción sexual con respecto a las que presentan tanto sexual como clonal 
(Ellstrand y Roose, 1987; Hamrick y Godt, 1989). Sin embargo, en la mayoría de los 
estudios de genética de poblaciones los índices de variación y diversidad genética suelen 
estimarse con métodos que evitan muestrear individuos del mismo genet.
Ellstrand y Roose (1987) propusieron un índice de diversidad genética particular 
para las plantas clonales conocido como la “proporción de descubrimiento de nuevos 
genotipos”. Este índice se aboca a contestar cuál es la cantidad de genotipos que 
encontramos en una población. 
 
20
1.8. El género Furcraea
El género Furcraea pertenece a la familia Agavaceae. Está formado por 25 especies 
distribuidas en las regiones tropicales y templadas de América (Eguiarte et al., 2000). 
Este género presenta la distribución más sureña de la familia. Se ha calculado que surgió 
hace 7.74 millones de años (Flores- Abreu, 2007) y se cree que su morfología floral 
representa el carácter ancestral de síndrome de polinización de la familia Agavaceae 
(Eguiarte et al., 2000). 
Se distingue por sus flores campaniformes con tépalos elípticos u ovados, ovario 
ínfero, y estambres y estilo engrosados. Comparte con Beschorneria (su género 
hermano) los tépalos libres, las flores péndulas, fasciculadas y la dispersión del polen 
agrupado en forma de tétradas (García-Mendoza, 2001).
Las especies del género se consideran rosetas perennes, monocárpicas, con un 
tallo subterráneo o aéreo, en el ápice del cual se agrupan las hojas formando una roseta. 
Es monocaule y monoaxial (con un tronco simple y con un solo eje derivado de un 
meristemo primario único); las especies que tienen estas características nunca se 
ramifican (excepto algunos ejemplares de F. parmentieri y F. quicheensis, que pueden 
llegar a hacerlo cuando sufren daños físicos) y el meristemo vegetativo terminal se 
diferencia completamente en una inflorescencia, la cual siempre excede la longitud del 
tallo (García- Mendoza, 2001).
El género Furcraea se divide en dos subgéneros: Flexiles y Furcraea. El subgénero 
Flexiles, con cuatro especies, es endémico de México y Guatemala, mientras que el 
subgénero Furcraea, con 21 especies, se distribuye de México a Bolivia. México es el país 
con mayor riqueza y se considera el posible centro de origen ya que aquí se encuentran 
13 especies, el 52% del total, y 9 especies (36%) son endémicas del país (Eguiarte et al., 
2000; García-Mendoza, 2001; Rocha et al., 2006).
Las cuatro especies del subgénero Flexiles crecen en las montañas con clima 
templado, relativamente húmedo y con rocas volcánicas. El área de distribución de 
Furcraea parmentieri es discontinua a lo largo de la Faja Volcánica Transmexicana. En 
contraste, F. longaeva, F. quicheensis y F. martinezi muestran áreas únicas de 
21
crecimiento. La distribución de las cuatro especies no se sobrelapa, sino que son especies 
alopátricas y muestran un patrón de distribución disyunto, pues se hallan separadas por 
una distancia que excede su capacidad normal de dispersión (García-Mendoza, 2001). 
Esta disyunción es manifiesta por barreras geográficas que impiden su dispersión, en 
este caso producidas por las tierras bajas cálidas y secas. F. quicheensis se encuentra 
aislada de las otras especies por el Istmo de Tehuantepec, barrera que impide la 
dispersión hacia el norte de muchos taxa Centro y Sudamericanos. F. longaeva está 
separada de F. parmentieri por el Valle de Tehuacán-Cuicatlán y por la cuenca del río 
Balsas, última barrera que también la separa de F. martinezzi y que a su vez separa esta 
última especie de F. parmentieri (Figura 2). 
Figura 2. Especies Furcraea (subgénero Flexiles) de la Región Mesoamericana de Montaña, 
provincias de las Serranías Meridionales y Serranías Transísmicas (tomado de García-Mendoza, 
2001).
22
Finalmente, García-Mendoza (2001) propone las siguientes tendencias evolutivas dentro 
del género: 
1. Una progresión del hábito arborescente al acaule.
2. Reducción en la inflorescencia.
3. Pasar de bulbilos foliosos a bracteados.
4. Parece existir una tendencia de la reproducción sexual a la asexual, pasando por 
aquellas especies que tienen ambos tipos de reproducción
En este contexto, se considera que las especies del subgénero Flexiles presentan 
las características primitivas, mientras que las especies derivadas pertenecen al 
subgénero Furcraea. 
23
1.8.1. Biología Reproductiva
Todas las especies del género son monocárpicas o semélparas, es decir, presentan un 
único evento de reproducción en su vida, después del cual mueren (Eguiarte et al., 
2000). Presentan inflorescencias masivas con flores grandes, radialmente simétricas, 
campaniformes y de colores claros (de blancas a verde claro). Sus flores producen una 
fragancia dulce, abren y liberan el polen y el néctar al atardecer y durante la noche 
(Rocha et al., 2006). 
Dadas estas características, se sospecha que las flores pueden ser polinizadas por 
esfíngidos (Eguiarte et al., 2000; Rocha et al., 2006). Albarrán-Hernández (2011) 
reporta que Furcraea parmentieri es visitada por esfíngidos, colibríes y abejas aunque 
no pudo determinar si estos visitadores actuaban como polinizadores o no.
Las especies de Furcraea producen muchas flores pero tienen una baja 
producción de frutos (entre 4 y 30 por planta) y presentan una gran cantidad de bulbilos 
que son dispersados alrededor de la planta madre, contribuyendo a la formación de 
poblaciones clonales (García-Mendoza, 2001; Rocha et al., 2006). De las 25 especies de 
Furcraea, 23 producen bulbilos y en 15 la reproducción se lleva a cabo exclusivamente 
de esta manera (Rocha et al., 2006). García-Mendoza (2001) propone que el 
establecimiento de nuevas plantas se logra preferentemente a través de bulbilos, más 
que a través de semillas, provocando que las poblaciones de una misma especie tengan 
poca variación genética. Cada planta puede producir miles de bulbilos: F. macdougallii 
produce más de 15,000 bulbilos que persisten en la inflorescencia aún después de que la 
planta ha muerto; F. foetida en cultivo presenta flores anormales, no produce frutos y 
únicamente se propaga por bulbilos (García-Mendoza, 2001). No obstante, Hernández-
Pedrero (2009) encontró que en F. parmentieri aún con la alta producción de bulbilos el 
99% del reclutamiento se da por la vía sexual. 
Alvarez de Zayas y Köhler (1987) proponen que la formación de bulbilos en F. 
foetida está relacionada con formas poliploides que tienen aberraciones cromosómicas y 
que manifiestan esterilidad del polen. Sin embargo otros autores, basándose en la baja 
visita de polinizadores en observaciones de campo, creen que los polinizadores 
24
desaparecieron de las áreas de distribuciónde las especies, o bien que las poblaciones 
están muy reducidas en número, y que por lo tanto, las plantas sólo tienen como 
estrategia para perpetuarse a la reproducción vegetativa a través de la formación de 
bulbilos (García-Mendoza, 2001; Rocha et al., 2006, Albarrán, 2011). A diferencia de 
otros modos de reproducción vegetativa, los bulbilos crecen en las inflorescencias una 
vez que la planta almacenó nutrientes y los movilizó hacia su estructura reproductiva 
(Arizaga y Ezcurra, 1995). 
Aparentemente Furcraea longaeva es la única especie que se reproduce sólo de 
manera sexual, mientras que F. quicheensis, aunque no produce bulbilos, sí se 
reproduce por hijuelos que se originan sobre los tallos (García-Mendoza, 2001). Otras 
especies como F. cahum y F. macdougalli tienen una alta producción de cápsulas, 
mientras que F. guerrerensis, F. martinezi, F. niquivilensis y F. guatemalensis, forman 
pocas cápsulas y un gran número de bulbilos. F. parmentieri, F. foetida y F. tuberosa 
prácticamente no forman frutos y se reproducen casi exclusivamente por bulbilos 
(García-Mendoza, 2001). Las semillas fértiles de los pocos frutos que forman, germinan, 
pero producen plántulas débiles que mueren a los pocos días de emergidas (García-
Mendoza, 2001).
25
1.9. Furcraea parmentieri
Furcraea parmentieri (Roezl ex Ortegies) García-Mend. pertenece al subgénero 
Flexiles. Es una planta arborescente, monopodial, con un tronco simple que mide de 1.5 
a 4 (-8) m de altura, y de 0.2 a 0.5 m de diámetro (Figura 3). Cada planta presenta una 
roseta en el ápice (aunque a veces puede tener más) con hasta 150 hojas y un diámetro 
de 2 a 2.5 m (García- Mendoza, 2001). Las hojas son lanceoladas, erectas, semicóncavas, 
coriáceas, glaucas, persistentes, y cubren parte del tallo cuando se secan; el margen de 
las hojas está finamente denticulado (García-Mendoza, 2001). La inflorescencia es 
paniculada y de estructura racemosa, la cual surge del meristemo apical a través de un 
escapo; mide de (2.5-) 4 a 6 (-9) m de altura (García- Mendoza, 2001). Las flores miden 
4.5 a 5.5 cm de diámetro, son péndulas, campaniformes, amplias, de colores claros 
(blanco amarillento) y permanecen abiertas día y noche (García- Mendoza, 2001). Las 
cápsulas son ovoides y miden 4 a 4.5 × 3 a 3.5 cm (García- Mendoza, 2001). Cada 
cápsula contiene aproximadamente 200 semillas (Hernández- Pedrero, 2009). Las 
semillas son negras, brillantes, planas y miden 9 a 11 × 6 a 8 mm (García- Mendoza, 
2001). Los bulbilos son foliosos, ovoides, con base de 1.5 a 2 (-3) cm de alto, (0.7-) 1 a 2 
cm de ancho, y están cubiertos de brácteas deltoides, escariosas y caedizas (García- 
Mendoza, 2001). 
26
Figura 3. Ilustración de Furcraea parmentieri (tomado de García-Mendoza, 2000;2001) y 
fotografías de la planta, la inflorescencia y la infructescencia tomadas por María Albarrán.
Es una especie que se distribuye a lo largo de la Faja Volcánica Transmexicana 
(desde la Sierra de Manantlán, Jalisco, hasta las Sierras de Pachuca y Tulancingo, 
Hidalgo) en los picos de las montañas más altas (a partir de los 2300 m s.n.m.) sobre 
suelos volcánicos; por lo general, en sitios abiertos en laderas escarpadas y pedregosas 
de los bosques mesófilos de montaña, de Quercus-Pinus o Pinus-Abies (García- 
Mendoza, 2001). La gran altitud a la que se desarrollan permite que sus poblaciones 
adopten un patrón de distribución insular (García-Mendoza, 2001).
Furcraea parmentieri, como todas las especies del género Furcraea, es 
monocárpica (García- Mendoza, 2001). Los individuos se reproducen a una edad 
estimada de entre 50 y 90 años y es interesante que sus poblaciones parecen tener 
eventos de reproducción masiva, seguidos de varios años en los que no se observa una 
27
sola inflorescencia (Hernández-Pedrero, 2009). Estos eventos reproductivos inician en 
el mes de enero con la producción de escapos; la floración se da de marzo a mayo; los 
frutos maduran entre junio y octubre, y los frutos dispersan sus semillas entre 
noviembre y febrero del año siguiente (Albarrán-Hernández, 2011). Por lo general se 
observa que durante los años reproductivos hay una alta producción de bulbilos en los 
individuos reproductivos (de junio en adelante), y éstos parecen predominar sobre la 
producción de cápsulas en los individuos en fructificación (García-Mendoza, 2001; 
Albarrán-Hernández, 2011). 
Las flores de F. parmentieri producen muy poco néctar y son visitadas (en 
frecuencias bajas) por lepidópteros nocturnos de las familias Noctuidae, Geometridae y 
Sphingidae y en el día por dos especies de colibríes (Hylocaris leucotis y Cynantus 
latirostris), así como abejas (Apis mellifera), avispas y moscas. (Albarrán-Hernández, 
2011). Su polinización requiere de un vector para garantizar la fecundación de las flores 
y la mayor producción de frutos se da cuando es cruzada aunque se pueden formar 
frutos por geitonogamia (polinización entre distintas flores de la misma planta). Resulta 
notable que una vez iniciados los frutos, la cantidad de semillas no varía según el tipo de 
polinización y que las semillas alcanzan una germinación del 98% (Albarrán-Hernández, 
2011). 
Según García-Mendoza (2001) parece haber una tendencia de la reproducción 
sexual a la asexual. Sin embargo, Hernández-Pedrero (2009) realizó un estudio 
demográfico de una población de Furcraea parmentieri en el volcán El Xitle y encontró 
que el 99% de los reclutas provienen de la reproducción sexual, mientras que sólo el 1% 
proviene de la propagación vegetativa (establecimiento de bulbilos). Este mismo estudio 
reportó que en el Xitle la población se encuentra en crecimiento (λ= 1.03) y que el 
establecimiento de nuevos reclutas ocurre preferentemente por la vía sexual. El balance 
demográfico entre el reclutamiento sexual y vegetativo parece tener consecuencias 
importantes en la diversidad clonal y en la estructura genética de las poblaciones (Clark-
Tapia et al., 2005).
Furcraea parmentieri se considera una especie rara porque, a pesar de que llega a 
presentar altas densidades poblacionales en los manchones que ocupa, su distribución 
28
se limita a la Faja Volcánica Transmexicana con poblaciones localizadas por la alta 
especificidad de hábitat. Estas poblaciones son grandes alrededor del D.F. pero 
relativamente escasas en el resto de su distribución (García-Mendoza, 2001). Por esta 
razón se ha enlistado en la NOM-ECOL-059 (2001) bajo la categoría de “amenazada” y 
se considera que el mayor riesgo para su permanencia es la transformación y 
degradación de su hábitat por efectos antropogénicos (Hernández-Pedrero, 2009). 
 
29
2. Justificación
Furcraea parmentieri se encuentra dentro del subgénero Flexiles, el cual es considerado 
primitivo dentro del género. En estudios preliminares del estado genético de la especie 
se ha encontrado poca variación genética. Esto y la alta producción de bulbilos que se 
observa en las inflorescencias hacen suponer que la mayoría de las plantas podrían ser 
de origen clonal. Por otro lado, el patrón de distribución insular, con poblaciones densas 
pero en hábitats específicos (partes altas de las montañas) sugieren una alta 
diferenciación entre las poblaciones. 
El estudio de los cambios evolutivos a microescala, como los que ocurren en F. 
parmentieri, y su relación con los factores ecológicos pueden ayudar a entender 
procesos evolutivos en todo el género, sobre todo la tendencia que existe de la 
reproducción sexuala la asexual. Por esta razón, es importante hacer estudios 
detallados sobre la diversidad y estructura genética de las poblaciones de Furcraea y 
relacionar los resultados con la información demográfica y reproductiva disponible. 
30
3. Objetivos
3.1. Objetivo general
Describir la genética de poblaciones de Furcraea parmentieri determinando los 
patrones, niveles y distribución de la variación genética y estimando el grado de 
clonalidad presente en las poblaciones, con el fin de contribuir al conocimiento del 
género y brindar elementos que ayuden a la conservación de la especie. 
3.2. Objetivos particulares
· Obtener los patrones de variación genética mediante el uso del marcador 
molecular ISSR.
· Calcular los niveles de variación genética utilizando los estimadores de 
heterocigosis esperada (HE) y porcentaje de loci polimórficos (%P).
· Determinar la estructura genética y las distancias genéticas entre las poblaciones.
· Hacer un modelo de la distribución potencial de Furcraea parmentieri en el 
presente y en el Pleistoceno durante el Último Máximo Glacial.
· Estimar la diversidad clonal (G/N) y la distribución de las clonas dentro y entre 
las poblaciones.
4. Hipótesis
Se espera que Furcraea parmentieri presente una baja diversidad genética dentro de 
sus poblaciones debido a su alta producción de bulbilos, pero que éstas se encuentren 
muy estructuradas, aumentando la diversidad genética en promedio. Además se predice 
un alto grado de clonalidad. 
31
5. Material y Métodos
5.1. Colecta de campo
La colecta se llevó a cabo en tres poblaciones (Tabla 2 y figura 4) a partir de los datos de 
colecta de ejemplares de Furcraea parmentieri depositados en el herbario nacional 
(MEXU). Se colectaron de 48 a 65 individuos por localidad procurando no colectar 
individuos cercanos físicamente para evitar que pertenecieran al mismo genet. Los 
individuos fueron colectados cortando la hoja más joven de cada roseta para obtener 
ADN de buena calidad. Las muestras fueron etiquetadas y, una vez en el laboratorio, se 
cortó un pedazo de aproximadamente 6 X 6 cm que fue almacenado a -80°C.
Tabla 2. Poblaciones colectadas
Población N Estado Municipio
Altitud 
(m s.n.m.)
Coordenadas N Coordenadas W
Volcán El Xitle 
(X)
48
Distrito 
Federal
Del. Tlalpan 3444 19º 11’ 59.7’’ 99º 15’ 0.02’’
El Chico (CH) 65 Hidalgo
Mineral del 
Chico
2974 20º 11’ 24’’ 98º 44’ 24’’
Cerro El Burro 
(CB)
50 Michoacán San Gregorio 2768 19º 24’ 21.9’’ 101º 31’ 19.8’’
32
Figura 4. Localidades de colecta de Furcraea parmentieri. 
33
5.2. Extracción de ADN
Debido a la gran cantidad de polisacáridos que contienen las hojas de Furcraea 
parmentieri fue necesario implementar un protocolo de extracción que eliminara los 
polisacáridos, ya que impiden la amplificación de los fragmentos de ADN mediante la 
reacción en cadena la polimerasa (PCR) al inhibir la actividad de la Taq polimerasa. El 
protocolo ideal fue una modificación del protocolo de extracción CTAB (bromuro de 
cetiltrimetil amonio) de Doyle y Doyle reportado por Tel-Zur et al. (1999). En este 
protocolo se utiliza un detergente CTAB con alto contenido de sales que precipita los 
polisacáridos pero no el ADN. Básicamente el protocolo consiste en romper las paredes 
celulares al pulverizar el tejido con nitrógeno líquido y solubilizar las membranas 
celulares con detergentes catiónicos con alto contenido en sales. Después el ADN es 
purificado a través de una serie de pasos de centrifugación y extracción con solventes 
orgánicos. Por último se precipita el ADN con etanol y se rehidrata con agua ultrapura 
(ver Apéndice 1).
34
5.3. Amplificación de ADN por medio de Inter Simple Sequence Repeats
Fueron empleados tres primers u oligonucleótidos para la amplificación del ADN. Se 
probaron varios primers utilizados previamente en otros estudios de la familia 
Agavaceae realizados en el laboratorio (González, 2005; Trejo, 2006; Colín, 2006; 
Scheinvar, 2008; Rives, 2009) y se seleccionaron los primers con los que se obtuvo la 
mayor cantidad de polimorfismo y mejor resolución de bandas para la lectura de geles. 
La secuencias de los primers empleados en este estudio fueron
811 GAG AGA GAG AGA GAG AC
827 ACA CAC ACA CAC ACA CG
848 CAC ACA CAC ACA CAC ARG
R= A o G
Las amplificaciones se llevaron a cabo en termocicladores Applied Biosystems con 
las condiciones de reacción y los programas para cada primer que se muestran en las 
tablas 3 y 4. 
 Tabla 3. Condiciones de reacción para la amplificación de los primers de ISSR’s.
Reactivos 811 827 848
[inicial] [final]
Buffer 10 X 1 X
MgCl2 30 mM 2.5 mM 1.5 mM 1.0 mM
dNTPs 25 mM c/u 0.2 mM
Primer 10 μM 0.4 μM
Taq polimerasa 5 U/μL 1 U
ADN - 30 ng/μL
Para verificar que las amplificaciones estuvieran libres de contaminación por 
ADN, se empleó un control negativo en cada amplificación que consistía en sustituir el 
ADN por agua ultrapura en una mezcla de reacción.
35
Tabla 4. Programa de amplificación de PCR para los tres primers utilizados.
Paso
811
Temperatura (°C)
827 848
Tiempo
1. Desnaturalización 
inicial
94 4 min
2. Desnaturalización 94 1 min
3. Alineación 57 56 54 1 min
4. Extensión 72 1 min 35 ciclos 
de paso 2 a 
4
5. Extensión final 72 7 min
6. Final 4 -
Todos los productos de PCR resultantes fueron separados mediante electroforesis 
en geles de agarosa al 2% utilizando TAE 0.5X como buffer de corrida. A este último se 
le añadió bromuro de etidio a 1.0 mg/mL para teñir el gel durante la electroforesis y 
poder visualizarlo posteriormente con un transiluminador de luz ultravioleta (Bio-
imaging Systems) en el cual se tomó una fotografía digital a cada gel usando una cámara 
Gel Logic 100 (Imaging Systems). Para aproximar el tamaño en pares de bases de cada 
banda, se utilizó un marcador de peso molecular de 100 pares de bases (Invitrogen), que 
corría al lado de las muestras.
36
5.4. Lectura de geles
Una vez determinado el peso molecular de cada banda, se observó la presencia o 
ausencia de las bandas en cada individuo (cada banda representa un locus) y fue 
registrado en una matriz de presencia/ausencia para su posterior análisis. Para el 
análisis se eliminaron los individuos con los que no fue posible amplificar los tres 
primers. En los individuos que se logró amplificar dos, el tercero se denotó como 
missing data en la matriz de presencia/ausencia y fueron incluidos en los análisis como 
datos ausentes. 
Debido a que los ISSRs son marcadores dominantes, no fue posible determinar 
los individuos que eran heterócigos para un locus dado, sino que la presencia de la 
banda representa al alelo homócigo dominante o heterócigo y la ausencia representa al 
homócigo recesivo.
37
5.5. Análisis de datos
5.5.1. Obtención de frecuencias alélicas
Se utilizó el programa TFPGA (Tools for Population Genetic Analysis) para calcular las 
frecuencias alélicas a partir de la matriz de presencia/ausencia. Éstas se estimaron con 
la frecuencia de los alelos nulos (i.e. individuos sin banda), asumiendo que las 
poblaciones se encontraban en equilibrio de Hardy-Weinberg. La frecuencia del alelo 
nulo (q) en un locus dado es igual a la raíz cuadrada de la frecuencia de los individuos 
sin banda q= x1/2 y la frecuencia del alelo dominante (p) se calcula como p= 1-q. 
Se utilizó la corrección de Lynch y Milligan (1994) para marcadores dominantes 
en la que se recomienda restringir el análisis a bandas que tengan una frecuencia 
observada menor a 1- (3/N), evitar los loci que se presenten en menos de 3 individuos 
homócigos nulos(x<3/N) y usar tamaños de muestra grandes para evitar sesgos en la 
estimación de los parámetros genéticos. En esta corrección la frecuencia alélica de q se 
calcula como
q= x1 /21−
Var  x
8 x 2

−1
donde x es la proporción de los N individuos muestreados que no presentan banda y 
Var  x=x1−x / N es la varianza en la frecuencia de los homócigos nulos. 
Se llevó a cabo una prueba exacta de diferenciación (Raymond y Rousset, 1995) 
con todos los loci para saber si existen diferencias significativas en las frecuencias 
alélicas entre las poblaciones. Cuando los valores de probabilidad p son altos, es decir 
cercanos a 1, significa que las diferencias se deben al azar y cuando son de p<0.05, las 
frecuencias alélicas entre las poblaciones difieren estadísticamente. 
38
5.5.2. Variación genética
Para tener una idea de la cantidad de variación genética existente en las poblaciones, 
fueron estimados los valores de heterocigosis (HE) y porcentaje de loci polimórficos 
(%P). Ambos parámetros fueron calculados para cada locus, por población y para la 
especie. 
La heterocigosis esperada para el locus i en la población j se calculó mediante la 
fórmula propuesta por Lynch y Milligan (1994) con la cual se obtiene un estimador no 
sesgado y más apropiado para marcadores dominantes, de la siguiente manera:
H j i =2 q j i [1− q j i ]2⋅Var [ q j i]
Donde q j i es la frecuencia alélica del locus i en la población j y Var [ q j i ]=
1−x
4N
es 
la varianza en la frecuencia alélica de q. 
Promediando con todos los loci observados (L), la diversidad genética promedio 
observada en la población j es:
H j=
1
L∑i=1
L
[ H j i ]
Para obtener el porcentaje de loci polimórfico (%P) se utilizó el criterio del 95%, 
esto es que un loci se considera polimórfico cuando la frecuencia del alelo más común 
no exceda 0.95, y se calculó dividiendo el número de loci polimórficos x entre el número 
total de loci m , %P=x/m.
Se llevó a cabo un análisis de varianza (ANOVA) para evaluar la diferencia entre 
los valores promedio de la heterocigosis esperada (HE) entre poblaciones.
39
5.5.3. Estructura genética
Para estimar el grado de estructuración genética entre las poblaciones de Furcraea 
parmentieri se calculó el coeficiente de coancestría θ (Cockerham, 1969) como análogo 
a la FST de Wright. Este estimador se define como la probabilidad de que un par de genes 
situados en el mismo locus tomados al azar dentro de una población sean idénticos por 
descendencia. El estimador θ nos brinda una medida natural de la diferenciación entre 
las poblaciones ya que aumenta conforme se incrementa la divergencia (Reynolds et al., 
1983). El estimador θ se calculó utilizando el programa TFPGA, el cual emplea el 
algoritmo de Weir y Cockerham (1984) que consiste en hacer análisis de varianza de las 
frecuencias alélicas esperadas y su posterior correlación dentro de las poblaciones con 
respecto al total de la especie.
Este programa realiza los cálculos de θ para cada locus y por medio de un 
remuestreo jacknife obtiene un valor promedio de θ, además estima un intervalo de 
confianza asimétrico mediante bootstrap. En este caso se le indicaron 10,000 réplicas 
con un intervalo de confianza del 95% y se obtuvieron los valores de estructuración para 
los tres pares posibles de poblaciones. 
40
5.5.4. Flujo génico
El flujo génico se obtuvo indirectamente a partir del valor de θ estimado previamente. 
Según el modelo de islas (Wright, 1951) se puede calcular el número de migrantes por 
generación (Nm) mediante la siguiente fórmula con la corrección de Crow y Aoki (1984):
Nm=
 1
θ
−1
4
41
5.5.5. Distancias genéticas
Se calcularon las distancias genéticas entre las poblaciones utilizando el programa 
TFPGA, éste calcula las distancias mediante el algoritmo de Nei (1972, 1978). Esta 
distancia, D, considera dos poblaciones diploides tomadas al azar, X y Y, que segregan 
alelos múltiples para un locus ,y que xi y yi son las frecuencias del alelo i en X y Y, 
respectivamente. La probabilidad de identidad de dos genes tomados al azar en la 
población X es jx=Σxi2, en la población Y es jy=Σyi2 y la probabilidad de identidad para X 
y Y es jxy=Σxiyi. La identidad normalizada entre X y Y respecto de todos los loci se define 
como
I=
J xy
J x J y
1 /2
donde Jx, Jy y Jxy son las medias aritméticas de jx, jy y jxy respectivamente. La distancia 
genética entre las poblaciones X y Y se puede calcular como 
D=−ln  I 
D tiene un valor de 0 cuando las poblaciones tienen frecuencias alélicas idénticas 
y tiende a infinito cuando no comparten ningún alelo (Nei, 1972).
A partir de la matriz de distancias se reconstruyó un árbol con el método UPGMA 
(Unweighted pair-group method with arithmetic means) utilizando el programa 
TFPGA.
Para explorar si existe un patrón de aislamiento por distancia en las poblaciones, 
es decir, si existe una correlación entre las distancias genéticas y las distancias 
geográficas, se llevó a cabo una prueba de Mantel con el programa TFPGA.
42
5.6. Estimación bayesiana del número de poblaciones
Se calculó el número de poblaciones genéticamente diferentes más probables utilizando 
el programa Structure V. 2.2 (Pritchard et al., 2000; Falush et al., 2003, 2007). Este 
programa utiliza un método de agrupamiento bayesiano para identificar la estructura de 
una población y asignar probabilísticamente individuos a poblaciones a partir de sus 
genotipos (Pritchard et al., 2000). 
El programa funciona bajo dos supuestos: equilibrio de ligamiento completo entre 
los loci dentro de las poblaciones y equilibrio de Hardy-Weinberg dentro de las 
poblaciones. De manera general, el algoritmo consiste en asumir un modelo en el que 
hay K poblaciones, cada una de las cuales está caracterizada por un juego de frecuencias 
alélicas en cada locus. Teniendo los genotipos observados de cada individuo, es posible 
asignarlos probabilísticamente a una población. 
Para hacer el análisis se indicaron 35 000 corridas de “calentamiento” y 50 000 
cadenas de Markov-Monte Carlo. Se utilizó un modelo de no mezcla entre poblaciones 
con frecuencias alélicas correlacionadas entre poblaciones para calcular la probabilidad 
posterior de 1 a 6 agrupamientos con 25 iteraciones cada uno. Posteriormente se calculó 
el número de poblaciones más probable mediante el método de Evano et al (2005).
43
5.7. Modelo de distribución potencial
Para aproximar la distribución histórica de Furcraea parmentieri se hizo un modelo de 
distribución potencial. Primero se creó una base de datos con las coordenadas de latitud 
y longitud de todos los registros de F. parmentieri disponibles. Estos registros se 
obtuvieron de los ejemplares del herbario nacional (MEXU) y de las bases de datos de la 
Red Mundial de Información sobre Biodiversidad (REMIB), Jardín Botánico de 
Missouri (www.tropicos.org ) y Global Biodiversity Information Facility (GBIF). 
Con la finalidad de obtener localidades únicas, se depuró esta base de datos 
eliminando los registros repetidos. Para verificar que no hubiera registros con sesgos 
geográficos, las localidades únicas se proyectaron en el espacio geográfico utilizando el 
programa ArcView 3.2 (ESRI). La base de datos final contó con 51 registros de F. 
parmentieri en la República Mexicana, los cuales son considerados como muestras del 
nicho efectivo de la especie.
Se utilizaron las capas climáticas actuales y en el Pleistoceno durante el Último 
Máximo Glacial (UMG; ~22,000-18000 años antes del presente) de la base de datos de 
WordClim (www.wordclim.org ) para Norteamérica, las cuales cuentan con una 
resoluciónde un kilómetro cuadrado. 
Para comparar la distribución potencial en el pasado y en el presente primero se 
creó un modelo de distribución potencial de Furcraea parmentieri con las capas 
climáticas actuales utilizando el programa Maxent (Maximum Entropy). Este modelo 
fue proyectado al pasado con las capas climáticas del Último Máximo Glacial usando el 
mismo programa. 
El programa Maxent arroja como resultado un mapa con probabilidades de 
presencia de la especie que van de 0 a 1. Este mapa fue recortado con el programa 
ArcView 3.2 (ESRI) para obtener únicamente las localidades con una probabilidad de 
presencia mayor a 0.6, ya que estas son las áreas con el valor por arriba del que la tasa 
de omisión es menor que la predicha por el modelo. Debido a que el modelo predijo la 
distribución de todo el subgénero Flexiles, se hizo un segundo recorte utilizando un 
mapa de provincias biogeográficas de México (CONABIO, 1997). 
44
http://www.tropicos.org/
http://www.wordclim.org/
5.8. Diversidad clonal
Para hacer una aproximación del grado de clonalidad existente en las poblaciones 
estudiadas, se calcularon las distancias genéticas entre individuos. Estas distancias se 
obtuvieron mediante el coeficiente de similitud de Jaccard utilizando el programa 
FAMD (Fingerprint Analysis with Missing Data) (Schlüter y Harris, 2006). Con la 
matriz de distancias obtenida, se graficó un árbol de distancias Neighbour-Joining con 
el programa FigTree v 1.3.1 y se identificaron los grupos en los que la distancia fuera de 
0 (i.e. los grupos de individuos genéticamente iguales). 
Una vez identificados estos grupos se calculó la proporción de descubrimiento de 
nuevos genotipos de Ellstrand y Roose (1987). La proporción de genotipos distinguibles 
se denota como G/N, donde G es el número de genotipos distinguibles y N es el tamaño 
de muestra total. Esta proporción toma valores de 0 a 1. Si todos los genotipos son 
distintos (G=N) el valor de G/N es de 1 y significa que la población no es clonal y si, por 
el contrario G/N tiende a 0 significa que la población es muy clonal (Mandujano, 2007).
45
6. Resultados
6.1. Extracción de ADN y loci polimóficos
Se extrajo ADN de un total de 163 individuos pertenecientes a tres poblaciones de 
Furcraea parmentieri.
Se optimizaron las condiciones de amplificación de tres primers de ISSR’s: 811, 
827 y 848. Estos primers presentaron bandas definidas, repetibles y polimórficas 
(Figura 5). Se obtuvo un total de 45 bandas, cada una de las cuales representa un locus 
(Tabla 5). Las frecuencias alélicas de los 45 loci en las tres poblaciones pueden 
consultarse en el apéndice 2.
Tabla 5. Número de loci obtenidos para cada primer
primer No. de loci Tamaño (pares de bases)
811 15 550- 1120
827 15 490- 1200
848 15 540- 1300
No. total de loci 45 490-1300
La prueba exacta de diferenciación (Raymond y Rousset, 1995) mostró que 34 de los 45 
loci son significativamente diferentes entre las poblaciones (Apéndice 3). 
46
Figura 5. Geles de agarosa con los primers 811, 827 y 848
47
6.2. Variación genética 
Contrario a las predicciones, los valores de heterocigosis esperada (HE) y porcentaje de 
loci polimórficos (%P) fueron relativamente altos para cada una de las poblaciones y 
para el total (HE=0.332, %P=93) (Tabla 6) si se compara con otras especies de 
Agavaceae. 
Tabla 6. Resultados de heterocigosis esperada (HE) y porcentaje de loci polimórficos (%P) en 
cada población y para el total. 
Población HE %P(95%)
Xitle (N=46) 0.3661 91
El Chico (N=65) 0.2156 60
Cerro El Burro (N=49) 0.1202 38
Total (N= 160) 0.3322 93
La población que tuvo los estimados más altos de variación genética fue la 
población del Xitle (HE=0.3661, %P=91), seguida de la población El Chico (HE=0.2156, 
%P=60) y finalmente, la población con menor variación genética fue Cerro El Burro 
(HE=0.1202, %P=38). 
Mediante el análisis de varianza (ANOVA) se encontró que el promedio de las 
heterocigosis es significativamente distinto entre las poblaciones (F= 20.349, P<0.05). 
48
6.3. Estructura genética
Los valores obtenidos con el coeficiente de coancestría de Cockerham ( θ) indican que las 
poblaciones presentan un alto grado de diferenciación (θ=0.3698) (Tabla 7).
 Tabla 7. Valores pareados del coeficiente de coancestría de Cockerham (θ) entre poblaciones y 
para el total. 
θ Xitle El Chico Cerro El Burro
Xitle -
El Chico 0.2161 -
Cerro El Burro 0.3610 0.5307 -
Total 0.3698
Por otra parte, mediante el cálculo de los valores de θ pareados se encontró que 
las poblaciones de El Chico y Cerro El Burro son las que están más diferenciadas 
(θ=0.5307) y que Xitle y El Chico las que presentan menor estructuración ( θ=0.2161) 
(Tabla 8), sin embargo este valor sigue siendo alto cuando se compara con otras 
especies de la familia (Tabla 13).
El número de migrantes por generación calculado a partir de θ para las tres 
poblaciones fue de Nm= 0.3426 (Tabla 8). 
Tabla 8. Número de migrantes por generación (Nm) entre cada par de poblaciones.
Nm Xitle El Chico Cerro El Burro
Xitle -
El Chico 0.9069 -
Cerro El Burro 0.4425 0.2210 -
Total 0.3426
Entre las poblaciones Xitle y El Chico existe la mayor cantidad de flujo génico 
(Nm= 0.9096) y la población de Cerro El Burro presenta un flujo génico relativamente 
bajo con las poblaciones de Xitle y El Chico (Nm= 0.4425 y Nm= 0.2210, 
respectivamente) (Tabla 9). Todos los valores son menores a 1, por lo que se considera 
que prácticamente no existe flujo génico entre las poblaciones.
49
6.4. Distancias genéticas
Como se esperaba a partir de la FST pareada, la distancia genética promedio de Nei para 
los tres pares posibles de poblaciones fue de D= 0.1880 ± 0.081 D.E. Las poblaciones 
más cercanas genéticamente fueron Xitle y El Chico, mientras que las más lejanas 
fueron El Chico y Cerro El Burro (Tabla 9).
Tabla 9. Distancias genéticas entre poblaciones.
D Xitle El Chico Cerro El Burro
Xitle -
El Chico 0.1076 -
Cerro El Burro 0.1867 0.2696 -
Promedio 0.1880
A partir de esta matriz de distancias se construyó un dendrograma con el método 
UPGMA (Figura 6).
50
Figura 6. Dendrograma UPGMA de distancias genéticas de Nei entre las tres poblaciones. 
Arriba de cada nodo se muestran las distancias y abajo el valor de bootstrap que lo sostiene. 
Mediante la prueba de Mantel se encontró que las poblaciones siguen un patrón de 
aislamiento por distancia (r= 0.9889), aunque este valor no fue significativo por sólo 
tener tres datos, se puede observar que la pendiente es grande, marcando una tendencia 
(Figura 7).
51
Tabla 10. Distancias genéticas (en negritas), distancias geográficas y entre paréntesis el valor de 
θ entre poblaciones.
Población El Xitle El Chico Cerro El Burro
El Xitle -
El Chico
0.1076
122.58
(0.2161)
A -
Cerro El 
Burro
0.1867
239.61
(0.3610)
B
0.2696
307.25
(0.5307)
C -
Figura 7. Correlación entre las distancias geográficas y genéticas (Nei, 1972) entre poblaciones.
52
6.5. Estimación bayesiana del número de poblaciones
El algoritmo bayesiano del programa Structure separó los genotipos de los individuos en 
tres poblaciones que, salvo por un par de individuos de la población el Chico (48=CB2 y 
98=CB43), corresponden exactamente a las poblaciones delimitadas previamente por la 
localidad de colecta. En la Figura 8 se muestran las barras que corresponden al 
porcentaje de pertenencia de los individuos a cada una de las tres agrupaciones más 
probables; las barras rojas representan el genotipo de los individuos del grupo 1 
(población El Xitle) las verdes a los del grupo 2 (población El