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Acidos-grasos-de-cadena-impar-aislados-de-capsicum-annuum-l -inhibidores-de-la-fotofosforilacion

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
 
 ÁCIDOS GRASOS DE CADENA IMPAR AISLADOS DE Capsicum 
annuum L. INHIBIDORES DE LA FOTOFOSFORILACIÓN 
 
 
TESIS 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
 
 
QUÍMICA DE ALIMENTOS 
 
 
PRESENTA 
 
 
 
Mayleth Domínguez Hernández 
 
 
 
 
 
 
 
 MÉXICO, D.F. AÑO 2012
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
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del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
JURADO ASIGNADO: 
 
 
 
PRESIDENTE: Profesor: Dr. Blas Lotina Hennsen 
 
VOCAL: Profesora:Dra. María Isabel Aguilar Laurents 
 
SECRETARIO: Profesor: Dr. Jesús Fernando Montiel Aguirre 
 
1er. SUPLENTE: Profesora: Dra. Vanessa Rebeca Maya Ampudia 
 
2° SUPLENTE: Profesora: Dra. Isabel del Carmen Rivero Cruz 
 
 
 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: 
 
LABORATORIO 115, DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA, CONJUNTO E 
FACULTAD DE QUÍMICA, UNAM. 
 
 
 
ASESOR DEL TEMA: 
 
Dr. Blas Lotina Hennsen 
 Nombre Firma 
SUPERVISOR TÉCNICO: 
 
Mtra. en C. Beatriz King Díaz 
 Nombre Firma 
 
SUSTENTANTE: 
 
Mayleth Domínguez Hernández 
 Nombre Firma 
 
 
 
 
 
 
Agradecimientos 
 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México, por permitirme formar parte de su 
comunidad, gracias por la formación tanto personal como profesional que ahí 
encontré. 
 
A mi asesor, Dr. Blas Lotina Hennsen por darme la oportunidad de realizar mi tesis 
con usted, por sus consejos y su enseñanzas. 
 
A Mtra. Beatriz King Díaz, por sus asesorías, sus consejos, su alegría, porque siempre 
me alentó a seguir adelante, ¡gracias Maestra!. 
 
Al proyecto PAPIIT IT102012 por el apoyo otorgado para la realización de este 
trabajo. 
 
Al proyecto PAIP 4290-03 por el apoyo otorgado para la realización de este trabajo. 
 
A las asesorías de la Dra. Ma. Isabel Aguilar Laurents en la interpretación de espectros 
y la revisión de este trabajo. 
 
Al Dr. José Fausto Rivero Cruz, por sus asesorías a lo largo de este trabajo. 
 
Al personal académico de la Unidad de Servicios de Apoyo a la Investigación (USAI), 
de la Facultad de Química, UNAM. 
 
A los miembros del jurado por tomarse el tiempo de revisar este trabajo. 
 
 
 
 
 
 
 
Dedicatorias 
 
A mis padres, por darme la oportunidad de terminar una carrera universitaria, por tooodo su 
apoyo brindado, porque sin ustedes simplemente no sería lo que soy. A mi mamá Lucila 
Hernández, por todos sus desvelos, porque siempre se ha preocupado por mi bienestar, mi 
futuro, porque a pesar de todos los obstáculos a los que nos hemos enfrentado, ella siempre 
me decía, tu no mires las carencias, no mires hacia atrás, siempre con la frente en alto y hacia 
adelante. Gracias por todos tus consejos mami!. A mi papá Magdaleno Domínguez, porque 
siempre me has apoyado, porque si en algún momento no tenías los recursos para darme, tu 
decías, no te preocupes, tu dedícate y yo veré como le hago, gracias papá!. Gracias a los dos 
por la confianza que han depositado en mí, por todos los sacrificios. Este logro es más de 
ustedes. 
A mis queridas hermanas, mejores que ustedes nadie. A Jan porque desde pequeña me has 
cuidado, me has ayudado y apoyado siempre, perdona por todos los dolores de cabeza que te 
hicimos pasar, éramos niñas y no entendíamos que sólo lo hacías porque nos quieres. A mi 
hemana Ale, porque fuiste mi mejor amiga de la infancia, porque siempre me has ayudado, 
por tus consejos que aunque no quieras te los seguiré pidiendo. Las quiero mucho. 
 
A mis amigas del CCH, porque con ustedes conocí la amistad, gracias por todos los gratos 
momentos que pasé con ustedes, por todo lo que me enseñaron, que había un mundo allá 
afuera. A Anita Vázquez porque me enseñaste a decir esas dos palabras que muchas veces las 
sentimos, pero nos cuesta mucho decir, “Te quiero”. A Vero Vázquez, por todos tus consejos, 
por tu alegría, tu madurez, y claro “Gracias Vero por ayudarme con el chile y en la selección de 
los chiles”. A Monse Soto por esa chispa que te caracteriza, a las tres gracias, porque 
estuvieron conmigo en momentos difíciles. Cómo olvidar a Monse Hernández, a Monse 
Almaraz y a Gaby, gracias a todas. 
 
A mis amigos de la universidad, me alegra tanto haber estado en la Facultad de Química. A Pau 
Ollin, difícilmente alguien puede no quererte teniendo ese carisma, tu alegría, tu entusiasmo, 
gracias Pau!, por ser mi amiga, por estar conmigo siempre, por ser la voz de mi conciencia, te 
quiero mucho!. A Vero Camarillo, mi hermanita pequeña, porque con tu alegría por más difícil 
que se viera el panorama, siempre me sacaste una sonrisa, me cuidabas. A Marianne Pidal, 
gracias Marianne!, aunque te conocí casi al final de la carrera, llegaste en el momento justo, 
 
 
 
me alegra mucho ahora poder decirte amiga, gracias por preocuparte por mí, te quieroooo 
muchooo!!. A Soni Martínez, en primer semestre que te conocí jamás creí que serías mi amiga, 
gracias Soni por tus consejos, por tu alegría y tu amistad. A Eri Rodríguez, gracias por confiar 
en mí, por toda esa alegría que nos transmites, te quello!. A Kari Camacho, perdón Kari si al 
principio fui grosera, pero no te sientas, le hice lo mismo a Pau y Marianne, jajaja, sabes que te 
quiero mucho, conversar contigo siempre es divertido, siempre me sigues la corriente, gracias 
por tu apoyo. A Viry Calzada, mi compañera también del CCH, ese no era nuestro momento 
Viry, pero que bueno que nos encontramos después, gracias por todo. Gracias Kari y Viry, por 
todo lo que han hecho por mí, por su compañía en momentos de diversión. A Alicia Villaseñor, 
Chilis!, gracias por toda esa alegría y esa chispa que te caracteriza. A Lupita Larios, por tu 
entusiasmo y apoyo, gracias por tu amistad Lupita. Gracias chicas, con ustedes aprendí 
muchas cosas, no sólo la amistad, el compañerismo, gracias por todos esos días en los que me 
acompañaron, por creer en mí cuando yo llegué a dudar, como les he dicho, su amistad es de 
las cosas más importantes con las que me quedo. Debí haber hecho algo muuuy bueno para 
que la vida me premie con tan excelentes amigas. Gracias por los días de baile, y los que faltan. 
Y aunque seguramente no leerá esto, no puedo dejar de mencionar a Fer, porque siempre me 
hiciste ver que la vida puede ser mejor, me escuchaste cuando lo necesite, gracias Fer!. 
 
A las amigas QFB´s, Pao Zavala y Ale Crisanto porque a pesar de que no nos vemos tan 
seguido, siempre están en mis recuerdos, y por supuesto Karlita Ortíz, por tus consejos a lo 
largo de estos años, porque con tu sola compañía mejoras cualquier situación. 
 
A mis compañeros del Lab 115, mis amigos, gracias, hicieron que mi estancia en el lab fuesemuy grata. A Félix, por todos sus consejos tanto académicos como personales, tu alegría y 
sinceridad, son algo que siempre te agradeceré; a Nery porque siempre me escuchaste cuando 
perdía de vista la luz, gracias Nery, siempre me alentaste a seguir, por tu ayuda y apoyo 
incondicional; a Bryan, gracias por tus consejos, por confiar en mí, y tu alegría es algo que 
jamás se olvida. A Aidé y Natalia, porque siempre me dieron palabras de aliento. Gracias a 
todos, jamás olvidaré las tardes en el laboratorio, ir a comer y lo que le seguía, jajaja, por todo, 
muchas gracias, los quiero. 
 
A todas y cada una de las personas que he conocido a lo largo de mi vida, que se tomaron un 
momento para alentarme a seguir adelante. 
 Índice 
 
 
 
ÍNDICE 
 
PÁG. 
 
 Lista de abreviaturas……………………………………………………...……... i 
 Lista de Tablas………………………………………………………..………….. iv 
 Lista de Figuras………………………………………………………………….. v 
 Lista de Espectros.………………………………………………………..…….. vii 
 
1. RESUMEN………………………………………………………………...…... 1 
 
2. INTRODUCCIÓN………………………………………………………..……. 2 
 
3. ANTECEDENTES…………………………………………………………..… 3 
 3.1 Capsicum annuum L…………………………………………………..…... 3 
3.1.1 Historia…………………..…………………………………………..…. 3 
3.1.2 Clasificación Taxonómica……………………..……………………… 4 
3.1.3 Descripción de género Capsicum……………………………………. 4 
3.1.4 Origen y Distribución de Capsicum………………………………….. 5 
3.1.5 Producción Mundial………………………………………………….... 7 
3.1.6 Producción Nacional………………………………….……………….. 7 
3.1.7 Usos…………………………………………………………………….. 8 
3.2 Maleza….………………………………………………………………...… 8 
3.3 Herbicidas………………………………………………………………..… 9 
 Índice 
 
 
3.4 Fotosíntesis………………………………………………….…….……….. 11 
3.4.1 El cloroplasto…………………………………….………………......... 12 
3.4.1.1 Fotosistema II……………….………………………….……......... 14 
3.4.1.2 Fotosistema I……………….………………………….…………... 15 
3.4.1.3 Producción de ATP por un gradiente de protones....….……… 16 
3.4.1.4 Reacción de Hill…………………….……………………………... 17 
3.4.2 Desacoplantes……………………………….………………………… 18 
3.5 Alelopatía…………………………….……………………………………… 18 
3.6 Metabolitos secundarios…………………………………………………. 19 
3.7 Antecedentes previos de los efectos de C. annuum sobre otras 
plantas………………………………………………….………….…..……. 
 
20 
 
4. HIPÓTESIS…………………………………………………………………….. 22 
 
5. OBJETIVOS………………………………………………..…………………. 23 
5.1 Principal…………………………………………………………………….. 23 
5.2 Particulares………………………………………………………….……… 23 
 
6. DESARROLLO EXPERIMENTAL………………………………………...... 24 
6.1 Obtención del material vegetal………………………………………….. 24 
6.2 Obtención de los extractos……………………………………………….. 25 
6.3 Germinación………………………………………………………………... 26 
6.4 Aislamiento de cloroplastos de hoja de espinaca (Spinacea 
olereaceae L.)……………………………………………………………………... 
 
26 
6.5 Medición de la Síntesis de ATP……………………………………......... 27 
6.6 Medición de la velocidad del transporte de electrones……………….. 28 
 Índice 
 
 
6.7 Fraccionamiento del extracto hexánico por cromatografía de 
columna abierta……………………………………………….…..….…… 
 
28 
6.8 Obtención de la sales del extracto metanólico…………………………. 29 
6.9 Prueba de cloruros……………………………………………................. 29 
6.10 Perlas de Bórax…………………………………………………………... 30 
6.11 Caracterización de las muestras……………………………….………. 30 
6.12 Reacción de Metilación……………………………………………......... 30 
6.13 Reacción de Acetilación…………………………………………………. 31 
 
7. RESULTADOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS……………………........ 32 
7.1 Efecto de los extractos sobre la germinación y la elongación de 
tallos y raíces de L. perenne y P. ixocarpa……………………………. 
 
32 
7.1.1 Efecto en la Germinación de Lollium perenne……………………… 32 
7.1.2 Efecto en la Germinación de Physalis ixocarpa……………………. 33 
7.2 Efectos de los extractos sobre la Síntesis de ATP in vitro……………. 35 
7.3 Efectos de los extractos sobre transporte de electrones 
fosforilante…………………………………………………………………. 
 
36 
7.4 Fraccionamiento biodirigido del extracto hexánico de C. 
annuum…………………………………………………………………….. 
 
38 
7.5 Refraccionamiento de la Fracción 12…………………………………….. 39 
7.6 Efecto de los ác. tridecanoico y heptadecanoico sobre la Síntesis de 
ATP in vitro..…………………………………………………………........ 
 
43 
7.7 Efecto de los ác. tridecanoico y heptadecanoico sobre el transporte 
de electrones fosforilante……………………………………………….. 
 
44 
 Índice 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7.8 Efecto de los ác. tridecanoico y heptadecanoico sobre la 
germinación de L. perenne y P. ixocapa………………………………. 
 
46 
 7.8.1 Efecto de los ác. tridecanoico y heptadecanoico sobre la 
germinación de Lollium perenne………………………………………... 
 
46 
 7.8.2 Efecto de los ác. tridecanoico y heptadecanoico sobre la 
germinación de Physalis ixocapa……………………………………….. 
 
47 
7.9 Caracterización de los cristales del extracto metanólico………….….. 52 
 
8. CONCLUSIONES……………………………………………………………... 53 
 
9. PERSPECTIVAS……………………………………………..…………......... 54 
 
10. APÉNDICES…………………………………………………...…………….. 55 
10.1 Apéndice 1. Medios……………………………………………………… 55 
10.2 Apéndice 2 Espectros…………………………………………………… 56 
 
11. BIBLIOGRAFÍA………………………………..…..………………………... 63 
 Lista de Abreviaturas 
 
 i 
 
Lista de Abreviaturas 
 
 
A Absorbancia 
 
A0 Aceptor de electrones primario del Fotosistema I 
 
A1 FiloquinonaI 
 
AcOEt Acetato de etilo 
 
AgNO Nitrato de Plata 
 
ADP Adenosindifosfato 
 
ATP Adenosintrifosfato 
 
BF3 Trifloruro de Boro 
 
CCA Cromatografía en columna abierta 
 
CCF Cromatografía en capa fina 
 
CCL Complejo de Captación de Luz 
 
CF0 Porción lipofílica de la H+-ATPasa 
 
CF1 Porción hidrofílica de la H+-ATPasa 
 
CG-MS Espectrometría de Masas acoplado a Cromatografía de Gases 
 
CHCl3 Cloroformo 
 
Chl Clorofila 
 
CO2 Dióxido de Carbono 
 
Cyt b6f Complejo del citocromo b6f 
 
DMSO Dimetil Sulfóxido 
 
Fd Ferredoxina 
 
FSI Fotosistema I 
 
FSII Fotosistema II 
 Lista de Abreviaturas 
 
 ii 
 
HCl Ácido Clorhídrico 
 
Hex Hexano 
 
HRMN Resonancia magnética nuclear de hidrógeno 
 
I50 Concentración a la cual se inhibe el 50 % del parámetro 
estudiado 
 
KCl Cloruro de Potasio 
 
KOH Hidróxido de Potasio 
 
Λ Longitud de onda 
 
MeOH Metanol 
 
mL Mililitro 
 
M Micromolar 
 
mM Milimolar 
 
g Microgramo 
 
MV Metil Viológeno 
 
Na2SO4 Sulfato de Sodio 
 
Na2HCO4 Carbonato de Sodio 
 
NADP+ Nicotinadenindinucleótido fosfato oxidado 
 
NADPH Nicotinadenindinucleótido fosfato reducido 
 
NH4Cl Cloruro de Amonio 
 
Nm Nanómetro 
 
O2 Oxígeno molecular 
 
OEC Complejo liberador de oxígeno (Oxigen-envolving complex) 
 
P680 Centro de reacción del Fotosistema II 
 
P680* Centro de reacción excitado del Fotosistema II 
 Lista de Abreviaturasiii 
 
P680+ Centro de reacción oxidado del Fotosistema II 
 
P700 Centro de reacción del Fotosistema I 
 
P700* Centro de reacción excitado del Fotosistema I 
 
P700+ Centro de reacción oxidado del Fotosistema I 
 
PC Plastocianina 
 
Pheo Feofitina 
 
Pi Fosfato inorgánico 
 
Ppm Partes por millón 
 
PQA Aceptor de electrones primario del Fotosistema II 
(Plastoquinona A) 
 
PQB Aceptor de electrones primario del Fotosistema II 
(Plastoquinona B) 
 
PQH2 Plastoquinol 
 
RMN Resonancia magnética nuclear 
 
Rpm Revoluciones por minuto 
 
UV Ultravioleta 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Lista de Tablas 
 
 iv 
 
 
 
 
 
 
 
Lista de Tablas Pág. 
 
 
 
Tabla 1. Especies de Capsicum y Centro de Origen 3 
 
 
Tabla 2. Algunos herbicidas sintéticos así como su sitio de acción 9 
 
 
Tabla 3. Ejemplos de aleloquímicos usados como herbicidas 20 
 
 
Tabla 4. Fracciones obtenidas de la CCA del extracto de 
n- hexano de C. annuum, así como sus valores de I50 
obtenidos en el transporte de electrones fosforilante 
 
 
 
38 
Tabla 5. Componentes de la fracción Fr12-3 identificados por 
metilación y comparación con los datos presentes en la 
Biblioteca NIST MS Versión 2.0 (Espectro de masas 
LECO modelo PEGASUS) 
 
 
40 
Tabla 6. Cantidad de ácido heptadecanoico en diversos aceites y 
grasas 
 
42 
Tabla 7. Componentes probables de la fracción Fr6 identificados 
por comparación con los datos de la Biblioteca NIST MS 
Versión 2.0 (Espectro de masas LECO modelo 
PEGASUS) 
 
50 
 
 Lista de Figuras 
 
 v 
 
 
Lista de Figuras 
 
 
 
Pág. 
 
 
Figura 1. Capsicum annuum L. 4 
 
Figura 2. Distribución puntual de C. annuum en México 6 
 
Figura 3 (a). Diagrama esquemático del cloroplasto 13 
 
Figura 3 (b). Micrografía electrónica del cloroplasto 13 
 
Figura 4 (a). Estructura del complejo CF0F1 deducida a partir de 
estudios cristalográficos y bioquímicos. 
17 
 
 
Figura 4 (b). Modelo de unión y cambio en la síntesis de ATP para 
el complejo CF1 
17 
 
 
Figura 5. Estructura química de la capsaicina. 21 
 
Figura 6. Plantas de Capsicum anuum después de 25 días. 24 
 
Figura 7. Diagrama de obtención de los extractos. 25 
 
Figura 8. Efecto sobre la germinación, elongación de tallo y raíz 
de Lolium perenne con los distintos extractos 
analizados a dos concentraciones diferentes, 25 y 50 
ppm. 
 
33 
 
 
 
Figura 9. Efecto sobre la germinación y elongación de tallo y 
raíz de Physalis ixocarpa con los distintos extractos 
analizados a dos concentraciones diferentes, 25 y 50 
ppm. 
 
 
34 
 
 
 
Figura 10. Efecto de los extractos de C. annuum sobre la 
velocidad de síntesis de ATP. 
36 
 
 
Figura 11. Efecto de los extractos orgánicos de las partes 
aéreas de C. annuum sobre el transporte de 
electrones fosforilante. 
37 
 
 
 
Figura 12. Influencia de los ácidos tridecanoico y 
heptadecanoico sobre la Síntesis de ATP. 
43 
 
 
Figura 13. Influencia de los ácidos tridecanoico y 44 
 Lista de Figuras 
 
 vi 
heptadecanoico sobre el transporte de electrones 
fosforilante. 
 
 
Figura 14. Influencia de la mezcla de los ácidos grasos 
presentes en la fracción 12 sobre el transporte de 
electrones fosforilante. 
 
45 
Figura 15 Efecto sobre la germinación, elongación del tallo y la 
raíz de Lolium perenne debido a los ácidos 
tridecanoico y heptadecanoico analizados con cuatro 
concentraciones diferentes, 50, 100, 250 y 500 μM. 
 
 
47 
 
Figura 16 Efecto sobre la germinación, elongación del tallo y la 
raíz de Physalis ixocarpa debido a los ácidos 
tridecanoico y heptadecanoico analizados con cuatro 
concentraciones diferentes, 50, 100, 250 y 500 μM. 
 
48 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Lista de Espectros 
 
 vii 
 
 
 
 
Lista de Espectros 
 
 
Pág. 
Espectro 1. Cromatograma de Gases de la Fracción Fr12-3 56 
 
Espectro 2. Espectro de Infrarrojo de la Fracción Fr3 57 
 
 
 
Espectro 3. Espectro de Infrarrojo de la fracción Fr10 58 
 
 
 
Espectro 4. Espectro de RMN de hidrógeno de la Fracción Fr10 59 
 
 
 
Espectro 5. Cromatograma de Gases de la Fracción Fr10 60 
 
 
 
Espectro 6. Cromatograma de Gases de la Fracción Fr6 61 
 
 
 
Espectro 7. Espectro de RMN de hidrógeno de la Fracción Fr9 
 
 
 
62 
 Resumen 
 
 1 
 
 
 
 
 
 
 
RESUMEN 
 
En la búsqueda de metabolitos secundarios que afecten la fotosíntesis y el 
crecimiento de otras plantas, de las plantas de Capsicum annuum con 25 días de 
crecimiento en invernadero, se obtuvieron tres extractos orgánicos de polaridad 
ascendente (hexánico, clorofórmico y metanólico) de los cuales, a través de 
ensayos de cernimiento como el transporte de electrones fosforilante y síntesis de 
ATP, resultó el extracto orgánico hexánico con efecto desacoplante en la 
fotosíntesis de cloroplastos aislados de hoja de espinaca. De este extracto, se 
identificaron por primera vez en C. annuum diferentes ácidos grasos de cadena 
impar y alcoholes primarios, así como ç-tocoferol, vitamina E y fitonadiona 
(vitamina K) y el alquino 9-eicosino por medio de un fraccionamiento biodirigido. 
 
Los ácidos grasos de cadena impar tridecanoico y heptadecanoico obtenidos de 
manera comercial de Sigma ®, fueron probados en el transporte de electrones 
fosforilante mostrando actividad desacoplante y al ser probados en la germinación 
de plántulas de P. ixocarpa y L. perene no mostraron actividad significativa. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Introducción 
 
 2 
 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El constante aumento del uso de pesticidas incrementan la resistencia de las 
malezas a ellos y sus efectos tóxicos al medio ambiente (Lotina et al., 2006). Los 
biocidas desarrollados desde los aleloquímicos tienen importantes ventajas con 
respecto a los herbicidas, fungicidas o insecticidas comerciales. Los biocidas 
naturales tienen nuevos modos de acción, alta biodegradabilidad y bajo impacto al 
medio ambiente. (Rice, 1995). Se ha descubierto que los cereales tienen defensas 
químicas en contra de las infecciones a hongos, estas defensas también se han 
encontrado en maíz y arroz (Niemeyer, 1988). 
 
En 2003 Noguchi-Tanaka, observó el efecto de la capsaicina sobre la 
germinación y la elongación de la raíz y de los tallos de cinco semillas distintas; 
alfalfa (Medicago sativa L.), berro (Lepidium sativum L.), lechuga (Lactuca sativa 
L.), pasto (Digitaria sanguinalis L.), hierba timotea (Phleum pratense L.) y raigrás 
(Lolium multiflorum Lam.). Sus resultados mostraron que la capsaicina inhibió la 
germinación de pasto, hierba timotea y raigrás, así como la elongación de los 
tallos de todas las semillas (alfalfa, berro, lechuga, pasto, hierva timotea y 
raigrás), pero principalmente inhibió casi al 100% la elongación de la raíz de todas 
las semillas antes mencionadas, destacando su mayor efecto sobre las especies 
monocotiledóneas comparadas con las dicotiledóneas estudiadas. 
En este trabajo se estudiaron plantas de C. annuum de 25 días de crecimiento 
en invernadero para obtener metabolitos secundarios que mostraran efecto en la 
fotosíntesis y en la germinación y la elongaciónde las raíces y los tallos de P. 
ixocarpa y L. perenne con el objeto de obtener aleloquímicos diferentes a la 
capsaicina, que pudieran tener efectos biocidas. 
 Antecedentes 
 
 3 
 
3. ANTECEDENTES 
 
3.1 Capsicum annuum L. 
 
3.1.1Historia 
 
Capsicum annuum pertenece a la familia de las Solanaceas, su nombre común 
es “Chile” y su fruto es uno de los productos típicos dentro de la cocina mexicana, 
pues se estima que es el segundo vegetal consumido por la población Mexicana, 
sólo detrás del tomate (Álvarez et al., 2011). 
El chile es un producto que tiene su origen en América y fue distribuido a todo el 
mundo incluyendo África, cuando en 1492 Cristóbal Colón llegó a América 
creyendo haber llegado a la India. El género Capsicum comprende más de 200 
variedades, de las cuales cinco son las especies más importantes mencionadas 
por los taxónomos: Capsicum bacatum, Capsicum chinense, C. pubescens, C. 
frutescens y Capsicum annuum. C. annuum L. es la especie con mayor 
importancia comercial, dentro de la cual se encuentran diferentes variedades 
como los chiles jalapeño y serrano (longum), piquín (acuminatum), morrón 
(grossum cylíndricum Batum), entre otros. En la Tabla 1 se muestran las cinco 
principales especies de C. annuum y su origen. 
 
Tabla 1: Especies de Capsicum y Centro de Origen (Codex Alimentarius, 2008) 
Especies domesticadas Origen 
Capsicum annuum var. Annuum 
Capsicum frutescens 
Capsicum baccatum var. 
Pendulum 
Capsicum chinense 
Capsicum pubescens 
México y Guatemala 
Cuenca del Amazonas 
Zonas bajas de Bolivia 
 
Cuenca del Amazonas 
Los Andes (Perú-Bolivia) 
 
 
 Antecedentes 
 
 4 
 
 
 
3.1.2 Clasificación Taxonómica 
 
Reino: Plantae 
División: Magnoliophyta 
Clase: Magnoliopsida 
Familia: Solanaceae 
Género: Capsicum L., 1753 
Especie: C. annuum L., 1753 
 
 
 
 Figura 1: Capsicum annuum L. 
 
3.1.3 Descripción del género Capsicum 
 
Las características de las especies de Capsicum cultivadas y las de origen 
silvestre son parecidas entre sí, dado que para ambas su fruto es una cápsula o 
baya lustrosa y más o menos hueca, que generalmente se encuentran verdes en 
los mercados, pero que adquieren una coloración amarilla o roja si se dejan 
madurar en la planta. En el caso particular de Capsicum annuum, el fruto es el 
órgano más estudiado en donde se encontró una oleorresina con contenido de 
alcaloides como capsaicina, además de otros alcaloides como el metil tetradecil-
acetamida, dimetil-N-nitros-amina, N-nitroso-pilorridina, colina y acetil-colina. Otros 
compuestos encontrados son carotenos como capsantín, capsorubín, alfa, beta, y 
zeta-caroteno, fitoeno, critoxantín, fitoflueno, violaxantina y zeaxantina entre otros, 
el sesquiterperno capsidiol, los diterpenos capsianósido E, F, II y III y los 
triterpenos citostadienol, cicloartenol, ciclioeucalenol, lanosterol, lofenol y sus 
derivados metilado y etilado, lupeol y obstusifoliol, así como los compuestos 
 Antecedentes 
 
 5 
fenílicos ácido caféico, clorogénico y cumárico (Atlas de Medicina Tradicional 
Mexicana, 2009). 
La planta generalmente se cultiva una vez por año, y cuando crece en el 
campo el tallo tiene la suficiente fuerza para soportar las partes aéreas, pero en 
condiciones de invernadero, donde el crecimiento del fruto es más favorable y que 
muy probablemente crece con mayor tamaño, es necesario el uso de un soporte 
que ayude al tallo a mantenerse erguido y evitar que las ramas se quiebren. 
Después de la formación de la flor apical, el tallo se divide en dos o más 
ramas, parecidas al principal, y normalmente forma un arbusto. Las hojas son de 
color verde claro a oscuro, de forma oval o elíptica como una punta de lanza. De 
las hojas de Capsicum annuum, se han aislado el ácido clorogénico, capricósido, 
el alcaloide esteroidal solanina y tres glucósidos flavonoides de luteolina (Atlas de 
Medicina Tradicional Mexicana, 2009). Yang y col. en 2008 reportaron que en los 
tallos de Capsicum annuum el contenido total de flavonoides es 55.2 mg/ 100 g , 
de los cuales 53 mg son luteolina y 2.2 mg son apigenina (Yang y Lin 2008). Al 
igual que el tallo, el sistema radicular presenta una raíz principal y una gran 
cantidad de raíces laterales, la mayoría se encuentran entre los primeros 25 cm 
del suelo, aunque pueden llegar a una profundidad de 70 cm (FAO, 2002). De la 
raíz se han aislado las saponinas capsicósidas A-2, A-3, B-2, C-3, E y el 
funkiósido C. 
Las flores suelen tener cinco pétalos y pueden ser blancas o verdosas, crecen en 
la punta de las ramas aunque la mayor parte de las veces crecen en la parte axial 
de las hojas. 
 
3.1.4 Origen y distribución de Capsicum 
 
El chile representa uno de los productos característicos dentro de la 
gastronomía mexicana, se sabe que desde tiempos prehispánicos ya era de gran 
importancia económica, pues su consumo iba de la mano del frijol y el maíz. Al 
pasar de los años su consumo ha ido aumentando, a tal grado que difícilmente se 
encontrará un platillo mexicano que en su preparación no contenga chile. 
 Antecedentes 
 
 6 
En Mesoamérica el género Capsicum fue unas de las primeras especies 
cultivadas, si no es que podemos decir que la primera; esto lo sugieren los 
hallazgos de restos de chiles que datan de entre 7000 y 5000 años a.C. 
encontrados en Coxcatlán, Puebla y en Ocampo en Tamaulipas y que presentan 
características silvestres, mientras que la domesticación llegó en la época 
prehispánica. Es por esto que se puede afirmar que el género Capsicum es de 
origen Americano pues en ninguna otra parte del mundo existen evidencias del 
chile antes de la llegada de los europeos a América, pudo tener origen entre Perú 
y Bolivia, pero fue domesticado por primera vez en México. El nombre de este 
vegetal se deriva del náhuatl chilli, modificado por los españoles a chile; en otros 
países es conocido como pimiento, paprika o ají. 
 
En la Figura 2 se muestra la distribución puntual de C. annuum en México, de 
donde se puede observar que los estados con mayor presencia son Veracruz, 
Tabasco, Yucatán, Chiapas y el Sur de Tamaulipas. 
 
Figura 2: Distribución puntual de C. annuum en México tomada de: 
http://www.conabio.gob.mx/conocimiento/bioseguridad/SIOVM_Base/Informacion_Externa/Capsicum/cannuu
m_mdpun.jpg 
 Antecedentes 
 
 7 
 
3.1.5 Producción Mundial 
 
A pesar de que el chile tiene su origen en América, y que en México es donde 
se encuentra la mayor variedad genética de Capsicum, curiosamente a nivel 
mundial, México no es el mayor productor de chile en el mundo, sino el segundo 
después de China con una producción de aproximadamente el 12% del total de 
toneladas que China produce (datos de 2008). En 2007 China produjo 14,033,000 
toneladas de chile verde, mientras que México en ese año tuvo una producción de 
1,690,000toneladas, finalmente le siguen en producción Turquía, Indonesia, 
Estados Unidos y España 
 
3.1.6 Producción Nacional 
 
Para el caso específico de México, como se mencionó, aunque figura en la 
lista como el segundo productor a nivel mundial, su producción es poca para el 
consumo interno, la demanda de chile que se tiene en el país es muy grande, es 
por esto que México es obligado a importar chiles de otros países. 
Casi todos los tipos de chile cultivados en México, pertenecen a la especie 
Capsicum annuum, Var. annuum, las excepciones son el chile habanero (C. 
chinense) y el chile manzano (C. pubescens) (Aldama Rojas). 
En México el organismo encargado de la regulación de la producción del chile, 
es la Conaproch; según datos de este organismo, el principal estado productor de 
Capsicum annuum es Chihuahua, con más del 35% de la producción nacional. 
De los chiles de mayor producción son el chile jalapeño en primer lugar, 
seguido del serrano, morrón, poblano y chilaca. 
 
 
 
 
 
 Antecedentes 
 
 8 
3.1.7 Usos 
 
Sin lugar a dudas el principal uso que se le da al fruto del chile es para la 
elaboración directa de platillos, ya sea fresco o seco, es rico en vitamina C, sin 
embargo, existen otros usos poco menos comunes: 
En la industria de los aditivos, se utiliza para darle color a los alimentos, cuyo 
uso está menos restringido, por ser un producto natural. Se utiliza como colorante 
para la elaboración de salchichas, salamis, quesos, botanas, entre muchos otros. 
Por otra parte, la planta, en el Atlas de plantas de la Medicina Tradicional 
Mexicana, se describe su uso para tratar desde enfermedades culturales, hasta 
padecimientos más complejos. En Oaxaca y Veracruz, se utiliza para tratar “mal 
de ojo”, ojeaduras, vergüenza y tristeza, pero principalmente se utiliza para el “mal 
de aire”. 
Las hojas pueden hervirse con agua y después beberse para aliviar las 
enfermedades de los riñones. También se emplea en el tratamiento de la 
dispepsia, diarrea y dolor de oído, para atender padecimientos de la piel, como 
“chincual de criatura”, erisipela y heridas, además de utilizarse como antiséptico y 
analgésico En veterinaria se le emplea para atender el gabarro, aftas y estomatitis 
(Atlas de Medicina Tradicional Mexicana, 2009). 
 
3.2 Maleza 
 
Maleza se les denomina a todas aquellas plantas que crecen en sitios donde 
no son deseadas. En los cultivos compiten por los nutrientes, agua y luz, además 
de ser hospederos de plagas y enfermedades, reduciendo la calidad del producto 
e interfiriendo en las labores de cosecha (González, 2007). 
De manera general, se acepta que las malezas ocasionan una pérdida directa 
de 10 % de la producción agrícola. Los métodos empleados para el control de 
malezas o para reducir su infestación a un determinado nivel, son los siguientes 
(Labrada y Caseley, 1996): 
 
 Antecedentes 
 
 9 
 Métodos preventivos: Incluyen los procedimientos de cuarentena para 
minimizar la introducción, establecimiento y diseminación de malezas 
hacia nuevas áreas. 
 Métodos físicos: Arranque manual, corte con machete u otra herramienta 
y labores de cultivo. 
 Métodos culturales: Rotación de cultivos, preparación del terreno, uso de 
variedades competitivas, distancia de siembra o plantación, cultivos 
intercalados o policultivo y manejo del agua. 
 Control biológico: Empleo de enemigos naturales específicos para el 
control de especies de malezas. 
 Control químico: Uso de herbicidas. Se describe con mayor profundidad a 
continuación. 
 
3.3 Herbicidas 
La palabra herbicida se deriva del latín herba, planta y caedere, que significa 
matar. Por ello, son productos destinados a la destrucción de malezas que afectan 
a una gran variedad de cultivos en el mundo, alterando la fisiología y/o crecimiento 
de la planta llevándola a la muerte. 
En general, podemos clasificar a los herbicidas de acuerdo a su uso, sus 
propiedades químicas y su modo de acción. 
Dependiendo de su sitio de acción, los herbicidas se pueden clasificar como 
se muestra en la tabla 2. 
Tabla 2: Algunos herbicidas sintéticos así como su sitio de acción. 
Compuesto Sitio de acción 
Triazinas de azufre FS II (Esser et al., 1975). 
Diquat y Paraquat (MV) FS I (Calderback et al .,1976). 
Bijiridilo Compite con los aceptores de electrones del 
FSII (Campbell et al.,2004). 
Atrazina Oxidación de agua (Campbell et al.,2004). 
Diuron Transferencia de electrones a 
plastoquinona (Campbell et al.,2004). 
 Antecedentes 
 
 10 
Ariloxifenoxipropionatos Acetil-CoA carboxilasa (Cobb et al., 2000). 
Glifosfato EPSP sintasa (Franz et al., 1997). 
Sulfonil ureas Acetolactato sintasa (Beyer et al., 1998). 
Amit Biosíntesis de clorofila (Campbell et 
al.,2004). 
Leptospermona Síntesis de plastoquinonas (Campbell et 
al.,2004). 
Gabaculin Síntesis de carotenoides (Campbell et 
al.,2004). 
Tiolactomicin Síntesis de lípidos (Campbell et al.,2004). 
 
Dependiendo de la etapa en la cual se aplica el herbicida en el cultivo, los 
herbicidas se clasifican como: herbicida pre-siembra, que se refiere a su 
aplicación cuando aún no se ha sembrado el cultivo, herbicidas pre-emergentes, 
son aquellos que actúan una vez que se ha sembrado el cultivo pero este aún no 
emerge como tampoco la maleza, un ejemplo de ellos, son las Anilinas, las cuales 
generan una capa fina sobre el suelo y que al momento de que se lleve a cabo la 
germinación de la planta, ésta entra en contacto con dicho herbicida 
interrumpiendo su crecimiento así como el desarrollo del sistema radicular; estos 
herbicidas pueden persistir de 3 a 6 meses. Los herbicidas post-emergentes, se 
aplican sobre los cultivos y las malezas que ya brotaron, ejemplo: el Ioxinil, que se 
absorbe por vía foliar y también interfiere en la fotosíntesis. Se aplica contra 
malezas dicotiledóneas. 
Por su tipo de absorción, se pueden clasificar en herbicidas de contacto que 
son aquellos que actúan sobre el sitio en donde entran en contacto con las 
plantas, afectando así sólo las partes aéreas de ésta, observándose necrosis o 
clorosis que son características que se observan fácilmente, un ejemplo de ellos 
es el Bromoxini. Los herbicidas sistémicos, son aquellos que se aplican 
directamente a la tierra penetrando desde la raíz y tallo de la planta y que no sólo 
tendrán efecto sobre el primer cultivo, sino también tendrán efecto sobre cultivos 
posteriores, puesto que tienen un efecto residual como ejemplo, los Carbamatos.- 
 Antecedentes 
 
 11 
Esta es una familia de compuestos, se encuentran herbicidas como: Asulam, 
Desmedifam, Molinato y Prosulfocarb. que son compuestos que se absorben por 
vía radicular, además el Asulam también se absorbe a través de las hojas. Estos 
compuestos se transportan a través de la savia hacia los meristemos, provocando 
la muerte de la planta en un intervalo de 1 a 3 meses, en las especies sensibles a 
ellos, de las cuales destaca el grupo de las gramíneas. Sin embargo hasta hace 
algunos años esto era contraproducente, pues en el intento por lograrlo, también 
los cultivos se veían afectados, es ahora que se están utilizando herbicidas que 
sean selectivos con las plantas. 
 
3.4 Fotosíntesis 
El oxígeno (O2) es el principal elemento para que exista la vida en este 
planeta. Pero, ¿y de dónde se obtiene este preciado elemento? La respuesta es: Através de la fotosíntesis. Ese proceso lo llevan a cabo las plantas superiores, 
algunas algas y cianobacterias y dan como resultado la producción de O2 y 
carbohidratos, siendo éstos últimos la fuente de energía de las plantas y los 
animales. 
La fotosíntesis en plantas superiores se lleva a cabo en sus hojas, y es un 
proceso que exige la presencia de un fotón proporcionado por el sol para poder 
dar inicio. 
La reacción general de la fotosíntesis es: 
 
CO2 + H2O luz O2 + [CH2O] 
donde [CH2O] representa un carbohidrato en general. 
 
Sin embargo, la fotosíntesis engloba dos procesos importantes descritos en 
dos reacciones parciales (Horton, 1995). 
 
H2O + ADP + Pi + NADP+ luz O2 + ATP + NADPH + H+ 
 CO2 + ATP + NADPH + H+ [CH2O] + ADP + Pi + NADP+ 
 CO2 + H2O luz O2 + [CH2O] 
 Antecedentes 
 
 12 
 
El primer proceso comprende una serie de pasos denominados reacciones 
luminosas, que mediante la oxidación fotoquímica del H2O, debida a la energía de 
la luz solar, dará paso a dos cosas, la primera es la reducción del agente oxidante 
NADP+ a NADPH, produciéndose así equivalentes reductores y O2. Y por otro 
lado, la energía de la luz se captura y se transforma mediante la fosforilación del 
ADP a ATP. A este proceso se le denomina foto fosforilación. 
El segundo proceso, son las denominadas reacciones oscuras, que se 
denominan así porque no requieren la presencia de luz para poder llevarse a 
cabo, pero eso no implica que se lleven a cabo en la oscuridad, o que se lleven a 
cabo en la noche como se pensaba; de hecho ambas reacciones se llevan a cabo 
en todo momento pero se aceleran con la presencia de luz (Mathews, 2002). En 
las reacciones oscuras, el ATP y NADPH productos de las reacciones luminosas, 
se utilizan para la biosíntesis reductora de los hidratos de carbono a partir de CO2 
y H2O. El dióxido de carbono de la atmósfera se combina con un azúcar de cinco 
carbonos para producir, a través de un intermediario, dos azucares de tres 
carbonos y posteriormente la molécula de glucosa de seis carbonos. 
 
3.4.1 El Cloroplasto 
 
Tanto en las cianobacterias como en los procariontes, la fotosíntesis se lleva a 
cabo en los gránulos enlazados con la membrana plasmática, mientras que los 
eucariontes realizan la fortosíntesis en el cloroplasto (Figura 3). 
 
 Antecedentes 
 
 13 
 
Figura 3. Cloroplasto. (a) Diagrama esquemático. (b) Micrografía electrónica (Modificada de Nelson y Cox, 
2009). 
 
La estructura del cloroplasto consta de una membrana externa ligeramente 
permeable y una membrana interna con una permeabilidad selectiva. La 
membrana interna encierra un material denominado estroma, sitio en el cual se 
llevan a cabo las reacciones de la fase oscura de la fotosíntesis. 
En el estroma se encuentran inmersas múltiples estructuras membranosas, en 
forma de sacos planos llamados tilacoides, formados por una membrana, llamada 
membrana tilacoidal donde se llevan a cabo las reacciones de la fase luminosa de 
la fotosíntesis con la formación de ATP y NADPH; al espacio interno de esta 
membrana se le denomina luz del tilacoide o lumen tilacoidal. 
Los tilacoides se encuentran apilados uno sobre otro, formando estructuras 
llamadas grana. Las granas individuales se encuentran interconectadas a través 
de extensiones de los tilacoides llamadas lamelas. 
Para capturar la energía luminosa, los organismos fotosintéticos han 
desarrollado un conjunto de pigmentos que absorben de manera eficaz la luz 
visible e infrarroja próxima. Las partes de los pigmentos que absorben la luz, se 
denominan cromóforos y absorben a longitudes de onda específicos. Los 
pigmentos más abundantes en las plantas superiores son la clorofila a y la clorofila 
b. Dado que absorben la luz del azul oscuro y del rojo, la luz que no se absorbe y 
que por tanto se refleja por los cloroplastos es verde. La pérdida de clorofila de las 
hojas en otoño, hace que se observen los colores de los pigmentos accesorio, 
como el β-caroteno y la ficocianina (Mathews, 2002). 
(a) (b) 
 Antecedentes 
 
 14 
La clorofila y algunos pigmentos accesorios, están contenidos en las 
membranas tilacoidales del cloroplasto, además en estas membranas también se 
encuentran una gran cantidad de proteínas, y algunos de los pigmentos 
fotosintéticos están unidos a estas proteínas, sin embargo las clorofilas a y b, sólo 
presentan una interacción. 
Los ensamblajes de los pigmentos de captación de luz dentro de la 
membrana, así como sus proteínas asociadas, están organizadas en dos 
Fotosistemas, el Fotosistema I (FS I) y el Fotosistema II (FS II), que son las 
unidades funcionales de las reacciones dependientes de la luz de la fotosíntesis. 
La tarea de estos Fotosistemas es absorber fotones y transformarlos en energía 
química. 
Los primeros pasos de la fotosíntesis empiezan con la captación de la energía 
luminosa por los complejos de clorofila, enviándola a un par de moléculas 
especializadas de clorofila que actúan como centros de reacción atrapando los 
cuantos de energía excitados por la absorción de la luz. Los centros de reacción 
de los FSI y FSII se llaman P700 y P680 (P por pigmento y 700 y 680 son las 
longitudes de onda () a las que absorben al máximo la luz). 
 
3.4.1.1 Fotosistema II 
 
Al absorberse un fotón por el sistema de captación de la luz del FSII, este es 
conducido en forma de excitón a una clorofila del centro de reacción, P680. La 
excitación de P680 hace pasar a la molécula del estado basal a un estado 
excitado P680*, así P680* pasa a ser un excelente agente reductor transfiriendo 
rápidamente un electrón a un aceptor electrónico primario de menor energía, la 
feofitina a Pheo-. A este proceso se le conoce como separación de cargas. 
 
P680 + 1 excitón P680* Excitación 
P680* + Pheo P680+ + •Pheo- Separación de cargas 
 
 Antecedentes 
 
 15 
El electrón de la Pheo- se transfiere a continuación a una serie de moléculas 
de aceptores de electrones, plastoquinonas (PQA y PQB), asociadas con las 
proteínas del FSII. Finalmente, dos electrones y dos protones, estos últimos 
provenientes del estroma, son captados por la plastoquinona PQB, formando la 
plastoquinona reducida, PQH2 (plastoquinol) que se libera a la porción lipídica de 
la membrana tilacoidal. 
 
2(•Pheo-) + 2H+ + PQB 2Pheo + PQBH2. 
 
 La reacción global iniciada en el Fotosistema II, es por lo tanto: 
 
 4P680 + 4fotones + 4H+ + 2PQB 4P680+ + 2PQBH2 
 
El plastoquinol interacciona con el complejo citocromo b6f, que cataliza la 
transferencia de los electrones a una cuproproteína, la plastocianina (PC). Así, el 
complejo b6f realiza dos funciones, transferir electrones activados del Fotosistema 
II al Fotosistema I a través de la plastocianina, al mismo tiempo que se bombean 
protones del estroma a la luz del tilacoide, dejando a P680 con un déficit de 
electrones, P680+, que recupera del agua, que se fragmenta en presencia de un 
aceptor electrónico, liberando oxígeno. Este aceptor electrónico es una proteínaque contiene un grupo de cuatro átomos de manganeso puenteados con oxígeno, 
llamado también complejo liberador de oxígeno (OEC por sus siglas en inglés), lo 
que da como resultado que fluyan cuatro electrones de vuelta a P680 y se liberen 
los cuatro protones acompañantes a la luz del tilacoide. 
Sin embargo, los protones de las moléculas de agua aún no han alcanzado su 
destino final, que es la formación de NADPH. Este proceso es tarea del 
Fotosistema I. 
 
3.4.1.2 Fotosistema I 
 
Una vez reducida la plastocianina, P700 se energiza a P700*, por la excitación 
de un fotón absorbido por la clorofila antena y llevándolo a P700, así P700* libera 
 Antecedentes 
 
 16 
un electrón, una segunda separación de cargas. Este electrón pasa a través de 
una cadena de transporte electrónico; primero es captado por un aceptor 
clorofílico (denominado A0), luego se transfiere a una molécula de filoquinona (A1) 
y por último se transporta por una serie de tres proteínas hierro-azufre (FX, FB y 
FA) a una pequeña proteína de hierro-azufre que se denomina ferredoxina (Fd), la 
cual se encuentra en el estroma del cloroplasto. El bajo potencial de reducción de 
la ferredoxina le permite reducir con facilidad el NADP+ a NADPH. Esta reducción 
es catalizada por la ferredoxina-NADP+ oxidorreductasa. La formación del NADPH, 
completa la secuencia no cíclica del transporte de electrones. 
 
3.4.1.3 Producción de ATP por un gradiente de protones 
 
Tres etapas diferentes en la cadena fotosintética del transporte de electrones, 
cambian la distribución de los protones entre el estroma y el lumen del tilacoide. 
Primero, los protones del agua son liberados dentro del lumen del tilacoide por el 
complejo OEC. Segundo, los protones del estroma son liberados dentro del lumen 
durante la oxidación de PQH2 por el complejo del citocromo b6f (Cyt b6f). Tercero, la 
captación de un protón durante la reducción del NADP+ disminuye la concentración 
de protones en el estroma, generando un gradiente protónico a través de la 
membrana tilacoidal, de tal manera que el lumen pasa a ser más ácido que el 
estroma. 
 
La ATP sintasa fijada a la membrana tilacoidal y en presencia de un gradiente 
de protones transmembranal, cataliza la formación de ATP a partir de ADP y P i. 
Debido a que este proceso en las plantas es dependiente de la luz, la formación 
de ATP se denomina fotofosforilación. La ATP sintasa de los cloroplastos es un 
complejo multiproteico similar a su contraparte en las mitocondrias, en que ambas 
constan de dos componentes importantes, en el tilacoide son CF0 y CF1. CF0 es 
una proteína integral de membrana, enclavada en la membrana tilacoidal y forma 
un canal para los protones. CF1 es una proteína periférica del estroma, unida a 
CF0, y cataliza la formación de ATP a partir de ADP y Pi (Figura 4a) 
 Antecedentes 
 
 17 
 
El ADP y el Pi se condensan fácilmente para formar ATP en la superficie de la 
enzima, si bien la enzima requiere una fuerza protón motriz, la liberación del ATP 
ligado a la catálisis rotacional ocupa secuencialmente cada una de las tres 
subunidades de la ATP sintasa, la síntesis de ATP, la liberación de ATP y la unión 
de ADP y Pi (Figura 4b). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4: Estructura del complejo CF0F1 deducida a partir de estudios cristalográficos y bioquímicos (a). 
Modelo de unión y cambio en la síntesis de ATP para el complejo CF1 (b) ( 2009 Nelson y Cox 2009). 
 
 
El ATP y el NADPH que se producen en las reacciones luminosas son usados 
en las reacciones oscuras, que ocurren en el estroma de los cloroplastos, su 
función es fijar el CO2 atmosférico y transformarlo en carbohidratos. La fijación del 
CO2, se realiza mediante su unión a una molécula aceptora (ribulosa-5-fosfato) a 
través de una serie de reacciones cíclicas conocidas como ciclo de Calvin. 
 
3.4.1.4 Reacción de Hill 
 
En 1937, Robert Hill descubrió que al iluminar cloroplastos en ausencia de 
CO2 y en presencia de un aceptor de electrones artificial como puede ser 
 
(b) 
 
(a) 
CF1 
CF0 
 Antecedentes 
 
 18 
ferricianuro, se produce O2 con la reducción concomitante del aceptor a 
ferrocianuro. Con esta reacción se demuestra que el oxígeno producido en la 
fotosíntesis no proviene del CO2 aún cuando sí hay un proceso redox involucrado. 
La reacción de Hill, es la foto reducción de un aceptor de electrones a expensas 
de agua y es una herramienta experimental útil para encontrar nuevos o 
potenciales agentes herbicidas (Trebs, 1972). 
 
H2O + aceptoroxid ½ O2 + aceptorred 
 
3.4.2 Desacoplantes 
 
La mayoría de los desacoplantes son ácidos débiles, lipofílicos, los cuales en su 
forma iónica atraviesan la membrana tilacoidal tomando protones tanto del medio 
interno como externo. Una vez protonados, éstos pasan nuevamente a través de 
la membrana del tilacoide donde liberan el protón mediante disociación. Muchos 
desacoplantes, incluyendo el CCCP (carbonil cianuro m-clorofenilhidrazona), son 
ácidos débiles solubles en lípidos que disipan el gradiente de protones. Otros 
compuestos que disipan el gradiente de protones son los ionóforos como la 
gramicidina que forma un canal transmembranal acuoso, a través del cual pasan 
los protones y otros pequeños iones sin ser un acarreador (Mc Carty, 1980). 
 
3.5 Alelopatía 
 
Alelopatía comúnmente se define como aquellos efectos perjudiciales o 
benéficos, estimulatorios o inhibitorios, mediada por un compuesto químico 
liberada al medio ambiente por una planta o microorganismo dado (Rice, 1984). A 
estos compuestos también se les conoce como metabolitos secundarios. 
 
 
 
 
h
Cloroplastos
 Antecedentes 
 
 19 
3.6 Metabolitos secundarios 
 
Los metabolitos secundarios son aquellos compuestos que los organismos 
producen a través de diversas rutas biosintéticas, no son vitales para la 
supervivencia del organismo que los posee, sin embargo juegan un papel 
importante en su defensa, competencia y adecuación. Así el metabolito secundario 
surge de la necesidad intrínseca de los organismos para responder a las 
exigencias del medio ambiente ( Hartmann 2007). De acuerdo con Whittaker 
(1970) y Whitttaker y Finney (1971), muchos aleloquímicos son metabolitos 
secundarios, no todos están presentes en los organismos vivos ya que aparecen 
en forma esporádica. La producción de aleloquímicos es promovida por estrés 
biótico y abiótico. Los aleloquímicos son conocidos como metabolitos secundarios 
debido a que se obtienen a través de la derivación de las principales rutas 
metabólicas de carbohidratos, grasas y aminoácidos. 
 Es un hecho conocido que las sustancias alelopáticas son inducidas por 
estreses ambientales tales como el ataque de patógenos, heridas o alta luz/UV. 
Los compuestos alelopáticos pueden ser liberados de las plantas al ambiente por 
medio de la exudación de las raíces, lixiviación, volatilización y descomposición de 
los residuos de las plantas en el suelo. Estos compuestos son fenólicos, terpenos, 
ácidos grasos de cadena larga y ácidos simples (Kil-Ung y Dong-Hyun, 2004). 
Han sido de especial atención aquellos aleloquímicos que suprimen o eliminan 
especies de plantas competitivas, debido a su potencial como herbicidas naturales 
y selectivos. En la tabla 3, se muestran ejemplos de aleloquímicos usados como 
herbicidas,así como su origen, estructura y sitio de acción. 
 
 
 
 
 
 Antecedentes 
 
 20 
 
Tabla 3: Ejemplos de aleloquímicos usados como herbicidas 
Herbicida 
Referencia 
Origen Estructura Sitio de 
acción 
Sorgoleone 
(Benzoquinona) 
Vyvyan, 2002, 
Czarnota, M.A., et al., 
2001 
 
Shorgum 
sp. 
 
O
O
OH
O
CH3
O
CH2( ) 7
 
Síntesis de 
clorofila 
Transporte de 
electrones en 
FS II 
Brevionas A 
(Terpenoide) 
Vyvyan, 2002 
Penicillium 
brevicompact
um 
CH3
O
CH3CH3
O
O
CH3 CH3
O
CH3 CH3
 
Crecimiento 
de plántulas 
Triticum sp. 
Tambulina 
(Flavonoide) 
Vyvyan, 2002, 
Macías et al., 
1997 
 
 
Helianthus 
annus 
 
O
CH3
OOH
O
CH3 O
CH3 O
CH3
 
Crecimiento de 
raíz de 
plántulas 
Lycopersicon 
esculentum y 
Hordeum vul. 
 
 3.7 Antecedentes previos de los efectos alelopáticos de Capsicum annuum 
sobre otras plantas. 
La capsaicina (Figura 5) es el principal metabolito responsable de la 
pungencia del chile, es el capsaicinoide que se encuentra en mayor proporción en 
el fruto de C. annuum, y es un aleloquímico. Kato-Noguchi-Tanaka en 2003, 
observó la inhibición de la capsaicina sobre la germinación y elongación de raíz y 
tallos de cinco semillas distintas (alfalfa (Medicago sativa L.), berro (Lepidium 
sativum L.), lechuga (Lactuca sativa L.), pasto (Digitaria sanguinalis L.), hierba 
timotea (Phleum pratense L.) y raigrás (Lolium multiflorum Lam.)), el efecto mayor 
es la inhibición de la elongación de la raíz de todas las semillas; destacando su 
 Antecedentes 
 
 21 
mayor efecto sobre las especies monocotiledóneas comparadas con las 
dicotiledóneas estudiadas. 
 
Figura 5: Estructura química de la capsaicina 
 
No obstante, los capsaicinoides no son exclusivos del fruto de la planta de C. 
annuum, pues también se encuentran aunque en menor proporción en sus tallos y 
hojas, siendo que en estas últimas partes aéreas la dihidrocapsaicina es más 
abundante que la capsaicina, contrario a la proporción encontrada en fruto. Sin 
embargo también se observó que las plantas a las cuales se les removieron las 
flores para impedir que el fruto brotara, los capsaicinoides no se encontraban 
presentes, concluyendo entonces, que los capsaicinoides se producen a partir de 
la formación del fruto (Estrada et al., 2002). 
Tsuchiya y colaboradores en 1994, estudiaron los efectos de los extractos de 
las diferentes partes de la planta (tallo, hojas y raíz) del pimiento rojo sobre la 
germinación de este mismo, se analizaron los extractos metanólicos de raíz, tallo y 
hojas, así como los extractos acuosos, las fases cloroformo-agua y fenólicos de la 
raíz, encontrando que la germinación de las semillas no se afectaba, sin embargo 
las longitudes de las radículas e hipocotilos disminuyeron, por lo que sugirieron 
que los compuestos fenólicos como el ácido vinílico y el ácido p-hidroxibenzoico 
entre otros, presentes en los extractos de raíz fueran los responsables de dicha 
actividad. 
En el trabajo de Zamin y col., 2005), al analizar los efectos de lixiviados de 
Capsicum annuum sobre la germinación, crecimiento de las plántulas y la 
acumulación de la clorofila en Vigna radiata, observaron que estos lixiviados 
inhiben la germinación y el crecimiento de las plántulas, siendo más afectada la 
elongación de la raíz, además de observarse una disminución de la clorofila, 
debida a la inhibición de la biosíntesis de ésta. Cabe resaltar que los lixiviados se 
obtuvieron desde la etapa de crecimiento hasta la fructificación. 
 Hipótesis 
 
 22 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. HIPÓTESIS 
 
 
 
 
 
Si los extractos orgánicos de las partes aéreas de C. annuum cosechadas antes 
de la formación de la flor apical, inhiben la fotofosforilación y/o germinación de los 
tallos y las raíces de L. perenne y P. ixocarpa entonces será posible la obtención 
de metabolitos secundarios distintos a la capsaicina con posible actividad 
herbicida. 
 
 Objetivos 
 
 23 
 
4. OBJETIVOS 
 
4.1 OBJETIVO GENERAL 
 
Aislar metabolitos secundarios con posible actividad herbicida a partir de extractos 
obtenidos de Capsicum annuum a través de un fraccionamiento biodirigido. 
 
 
4.2 OBJETIVOS PARTICULARES 
 
 Obtención de los extractos, fracciones y/o compuestos de las partes aéreas 
de Capsicum annuum y evaluar en los mismos los siguientes efectos: 
 
 Actividad pre-emergente. Medición de la germinación, elongación de los 
tallos y las raíces de dos semillas mono y dicotiledóneas (P. ixocarpa y L. 
perenne). 
 
 Velocidad de transporte d electrones fotosintético. 
 
 Determinar la estructura química de los compuestos activos, mediante el 
uso de técnicas espectroscópicas y espectrométricas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Desarrollo Experimental 
 
 24 
 
6. DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
6.1 Obtención del material vegetal. 
 
Se compraron semillas de Capsicum annum de la marca Itsco (bajo licencia 
de: Lone Star Seed Co., Inc. 119 W. La Chapelle st. San Antonio, Tx. 78204-1944 
USA). El sustrato empleado fue una mezcla de tierra negra, agrolita y peat moss 
(fertilizante de origen orgánico) en una proporción 2:1:1, el cual se esterilizó en un 
autoclave a 120°C con una presión de 1.5 atm durante 20 min. 
 
Las semillas de Capsicum annuum se lavaron con una solución de hipoclorito 
de sodio al 10% durante 15 minutos y posteriormente fueron enjuagadas con agua 
desionizada y estéril tres veces. En 20 charolas de plástico de 40 x 25 cm se vertió 
la tierra y se esparcieron las semillas al azar, las cuales fueron cubiertas con más 
tierra. 
 
Las charolas permanecieron en un invernadero con una temperatura promedio 
de 25 °C, y con un sistema de irrigación cada tercer día durante 25 días, después 
de los cuales las plantas fueron cosechadas a nivel del suelo. El tamaño promedio 
de las plantas era de 10 cm (Figura 6). 
 
 
Figura 6: Plantas de Capsicum annuum después de 25 días. 
 
 Desarrollo Experimental 
 
 25 
 
6.2 Obtención de los extractos 
 
Las plantas se dejaron secar a temperatura ambiente durante 15 días, tras los 
cuales se pulverizaron con una licuadora (Modelo L-21, Osterizer). Se tomaron 2 g 
de pulverizado y se transfirieron a un matraz Erlenmeyer con 50 mL de hexano, se 
dejó macerar durante 48 horas y después se filtró el extracto y se concentró a 
presión reducida en un rotavapor Laborota 4002, el pulverizado restante se dejó 
secar. Una vez seco, se le agregaron 50 mL de cloroformo y se maceró por 48 h, 
se concentró y se repitió como con el extracto hexánico, nuevamente se dejó 
secar el pulverizado y por último se agregaron 50 mL de metanol repitiéndose el 
mismo procedimiento como con los dos extractos anteriores, obteniendo así tres 
extractos con diferente polaridad (Figura 7). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
De cada uno de los extractos obtenidos se pesaron 10 mg, se disolvieron en 1 
mL de dimetil sulfóxido (DMSO) y se almacenaron en refrigeración para las 
pruebas posteriores. 
 
2 g de material vegetal 
Extracto hexánico 
50 ml hexano (48h) 
Material vegetal 
50 ml metanol (48h) 
Material vegetal Extracto metanólico50 ml cloroformo (48h) 
Extracto clorofórmico Material vegetal 
Figura 7: Diagrama de obtención de los extractos. 
 Desarrollo Experimental 
 
 26 
6.3 Germinación 
 
Para medir el efecto de cada uno de los extractos sobre la germinación de 
semillas de tomate (P. ixocarpa) y pasto (L. perenne), 30 semillas de cada especie 
se seleccionaron manualmente descartando las dañadas, después, se lavaron con 
una solución de hipoclorito de sodio al 10% y se enjuagaron tres veces con agua 
desionizada y estéril. Se sembraron 30 semillas de cada especie en cajas petri de 
9cm de diámetro con papel filtro (previamente esterilizadas) y 10 ml de solución 
con diferentes concentraciones de los extractos (25, 50 y 75 ppm), usando una 
solución de DMSO como control. Las cajas se sellaron y se dejaron germinar 
durante 5 días (3 días para la germinación y dos más para el crecimiento del tallo 
y la radícula) a 27°C en una cámara de crecimiento marca WTC Binder en la 
oscuridad. Posteriormente se midió la elongación de tallo y raíz así como el índice 
de germinación (relación entre el número de semillas que muestran emergencia de 
la radícula y las semillas totales). 
 
6.4 Aislamiento de cloroplastos de hojas de espinaca (Spinacea olereaceae 
L.) 
Nota: La siguiente metodología se realizó en condiciones de obscuridad y a 4 ºC. 
 
Para hacer el aislamiento de cloroplastos de hojas de espinaca (Spinacea 
olereaceae L.), se seleccionaron las hojas que no estaban maltratadas, rotas o 
amarillas. Se les retiró la nervadura y el ápice, se cortaron en fragmentos 
pequeños y se colocaron en una licuadora con medio de aislamiento de 
cloroplastos (Apéndice 1), se trituraron a una velocidad baja no dañar los 
cloroplastos. Posteriormente el homogenizado se filtró a través de 8 capas de 
gasa simple y se recibió el filtrado en tubos de centrífuga. Se centrifugaron durante 
5 min a 4000 rpm, empleando una centrífuga de mesa con refrigeración, Modelo 
Sorval Super T21, DUPONT, se decantó el sobrenadante y el pellet de todos los 
tubos se resuspendió en 2 mL de medio de aislamiento, la suspensión se mantuvo 
en la oscuridad y a 4 °C. 
 Desarrollo Experimental 
 
 27 
 
Una vez aislados los cloroplastos, se llevó a cabo la cuantificación de clorofila. 
Para ello, en 2 matraces aforados de 5 mL, se colocaron 20 L de la suspensión 
de cloroplastos y se aforó con acetona al 80%. Los matraces se dejaron en hielo 
durante 5 min, transcurrido este tiempo, el sobrenadante se centrifugó en una 
centrifuga clínica (Modelo EBA 8S Hettich) a 4000 rpm por 5 minutos. El contenido 
de clorofila se cuantifico mediante el método de Arnon (Arnon, 1949) a dos 
longitudes de onda, 663 y 645 nm utilizando un espectrofotómetro Beckman 
modelo DU650. El blanco utilizado fue acetona al 80%. La concentración de la 
clorofila se calculó con la siguiente fórmula: 
 
 
 
Dónde: [Clorofila] = concentración de clorofila en µg por cada mL de suspensión de 
cloroplastos 
8.05 y 20.29 = Constantes establecidas de manera experimental a partir de los 
coeficientes de extinción para cada longitud de onda. 
A = Absorbancia. 
 
6.5 Medición de la Síntesis de ATP 
 
En una cubeta de reacción se colocan 3 mL de medio Bomba (Apendice 1), 1 
mM de ADP, 3 mM de fosfato inorgánico (Pi), se ajusta el pH entre 8.0 y 8.05 
empleando KOH y/o HCl, y se agregan los cloroplastos (20g de clorofila/mL de 
medio). La cubeta de reacción se ilumina durante 3 min empleando una lámpara 
de halógeno y un filtro de solución de sulfato de cobre al 2 %, control; los extractos 
se ensayan a diferentes concentraciones (25, 50, 100, 150 y 200 ppm), y se 
emplea como control negativo 6 mM de NH4Cl. La síntesis de ATP fue 
determinada por los cambios de pH medidos por un electrodo marca Orion Mod. 
Ross 8103 conectado a un potenciómetro Coming, Mod. 12. con escala expandida 
(Dilley 1972, Jiménez et al., 1998), y registrados por un aparato marca Kipp and 
Zone. 
 Desarrollo Experimental 
 
 28 
Los cambios de pH registrados son la medida indirecta de la síntesis de ATP 
de acuerdo a la siguiente ecuación: 
[Mg·ADP]ˉ + PO42+ +H+  [Mg·ATP·H]2- 
Éste es un método simple que provee una medida real de la síntesis o de la 
hidrólisis de ATP. La técnica es por lo tanto adecuada para determinar la velocidad 
de hidrólisis de ATP y para efectuar estudios cinéticos de este proceso (Hipkins y 
Baker, 1986). 
 
6.6 Medición de la velocidad del transporte de electrones 
 
Para medir la velocidad del transporte de electrones fotosintético no cíclico 
(transporte basal), se colocó en una cubeta de reacción 3 mL de medio de 
transporte de electrones con Metil Viológeno (Apendice 1), 60g de clorofila y los 
extractos a diferentes concentraciones (25, 50, 100, 150 y 200 ppm), empleando 
DMSO como control; la cubeta de reacción se ilumina durante 3 min con una 
lámpara de halógeno, y un filtro de solución de sulfato de cobre al 2 %. En esta 
metodología se monitorean los cambios en el consumo de oxígeno a través de un 
electrodo tipo Clark conectado a un oxímetro marca YSI Mod. 5300A 
Para la determinación del transporte de electrones fosforilante, se utilizó el 
mismo medio que para el transporte basal más 3 mM de ADP y 3mM de Pi. 
Para la medición del transporte de electrones desacoplado se midió de la 
misma forma que el transporte basal, con la diferencia de que se agregaron a la 
cubeta de reacción 6 mM de NH4Cl como desacoplante (Calera et al, 1995; Saha 
et al 1971). 
 
6.7 Fraccionamiento del extracto hexánico por cromatografía de columna 
abierta 
 
Las partes aéreas de las plantas de chile cosechadas (72g) fueron 
deshidratadas y pulverizadas y sometidas a maceración exhaustiva con hexano a 
 Desarrollo Experimental 
 
 29 
temperatura ambiente, el disolvente fue eliminado a presión reducida empleando 
un rotaevaporador Laborota 4002. 
 
Para eliminar la mayor cantidad de pigmentos posibles en el extracto de n-
hexano seco (1.6 g), se disolvió de nuevo en hexano, se le agregó carbón 
activado; esta suspensión se filtró a presión reducida empleando papel Whatman 
número 1 y una cama de celita, el filtrado se llevo nuevamente a sequedad. 
 
Se montó una columna de cromatografía empleando gel de sílice para 
columna 60 Merck tamaño de malla de 0.0063-0.200 nm y un sistema de elución 
con un gradiente de polaridad ascendente hex:AcOEt y finalmente acetona. Se 
tomaron eluatos de 100 mL, y el contenido fue monitoreado por medio de 
cromatografía en capa fina (CCF), utilizando placas de aluminio recubiertas con 
gel de sílice de 0.25 mL de espesor (sílice gel 60 F254, Merck), visualizadas con 
luz UV (onda corta 254 nm y onda larga 366 nm) y se revelaron utilizando sulfato 
cérico amoniacal como agente cromógeno (Apéndice 1); para el desarrollo de 
color, las placas se colocaron en una parrilla eléctrica (100 °C 5 minutos). Los 
eluatos con composición similar se mezclaron. 
 
6.8 Obtención de las sales del extracto metanólico 
 
El extracto de metanol seco (7g), se disolvió empleando la menor cantidad de 
metanol caliente (60°C), la suspensión resultante se filtró por gravedad empleando 
papel filtro. Los cristales obtenidos se lavaron con metanol caliente (60°C) y se 
dejaron secar. 
 
6.9 Prueba de cloruros 
 
Para esta prueba, se preparo una disolución 0.1 M de nitrato de plata; se 
colocó una pequeñamuestra de la sal en un tubo de ensaye, y se le agregaron 
 Desarrollo Experimental 
 
 30 
gotas de la disolución de AgNO3, la formación de un precipitado blanquecino es 
indicativo de la presencia de cloruros (Sierra et al., 2007). 
 
6.10 Perlas de Borax 
 
Se pesó 1 g de los cristales y se pulverizaron en un mortero. Para la formación 
de las perlas, se calentó un asa bacteriológica al rojo vivo empleando un mechero 
de Bunsen, posteriormente se sumergió en el polvo de bórax y se colocó 
nuevamente a la flama para la formación de la perla. Una vez formada la perla, 
ésta se sumergió en el pulverizado de la muestra y de inmediato se colocó 
nuevamente a la flama y se observó su color (Gómez, 2006). 
 
6.11 Caracterización de las muestras 
 
Las fracciones y cristales obtenidos se caracterizaron por métodos 
espectroscópicos y espectrométricos (RMN, CG-EM, IR) llevados a cabo en la 
Unidad de Servicios y Apoyo a la Investigación (USAI) Facultad de Química 
UNAM, además del análisis elemental y punto de fusión. 
 
6.12 Reacción de Metilación 
 
20 mg de la mezcla de ácidos grasos y 2 mL de KOH al 5% en metanol se 
colocaron en un tubo con tapón de rosca, agitándose durante un minuto en un 
vortex, luego se colocó en baño María a 80°C durante 1 h. La muestra se dejó 
enfriar y se agregaron al tubo 10 mL de HCl al 5% en Metanol y 100L de BF3 
(trifloruro de boro), se colocó nuevamente en baño María a 80 °C durante 1h. 
Al producto de la reacción se le agregaron 4 mL de agua destilada, 2 mL de 
una mezcla tolueno-hexano (80:20) y se agitó durante 1 min. La fase orgánica se 
extrajo con 4 mL de agua y 2 mL de la mezcla tolueno-hexano. El extracto 
orgánico se secó con Na2SO4 anhidro y por evaporación, obteniendo así la mezcla 
de ácidos grasos metilados (Calderón, 2007). 
 Desarrollo Experimental 
 
 31 
 
6.13 Reacción de Acetilación 
 
Para esta reacción, se pesaron 100 mg de la muestra, se colocaron en un 
matraz de tres bocas y se agregaron 1 mL de ácido acético y 0.3 mL de piridina. 
Esta mezcla se dejó reaccionar durante 24 h con agitación magnética y a 
temperatura ambiente, monitoreándose la reacción mediante cromatografía de 
capa fina. 
En un embudo de separación se colocaron 5 g de agua-hielo así como la 
mezcla de reacción, y se acidificó con una solución de HCl al 10%. La mezcla 
acuosa se extrajo con 15 mL de AcOEt por triplicado. La fase orgánica se extrajo 
con tres porciones de 5 mL de solución saturada de NaHCO3, posteriormente se 
lavó tres veces con 5 mL de agua. El extracto orgánico posteriormente se secó 
Na2SO4 anhidro y por evaporación para obtener el producto acetilado (Shriner et 
al., 1997). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Resultados y Análisis de Resultados 
 
 32 
 
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
 
7.1 Efecto de los extractos sobre la germinación y la elongación de 
tallos y raíces de L. perenne y P. ixocarpa. 
 
Los extractos orgánicos de las partes aéreas de C. annuum, se evaluaron 
sobre la germinación y la elongación de los tallos y las raíces de las plántulas 
mono y dicotiledóneas (P. ixocarpa y L. perenne), para determinar su posible 
efecto pre-emergente. 
 
7.1.1. Efecto en la germinación de Lollium perenne 
 
En la Figura 8 se observa el efecto de los extractos a 25 y 50 ppm en la 
germinación y elongación de las plántulas de L. perenne. El extracto de n-
hexano no presentó actividad inhibitoria significativa (valores de p mayores a 
0.05) en la elongación de la raíz y el tallo a ninguna de las dos 
concentraciones. En cuanto a la germinación, este extracto la inhibió 45 % a la 
concentración de 25 ppm. 
El extracto de cloroformo solamente presentó una ligera inhibición en el 
crecimiento del tallo (13 %) a 50 ppm, con un valor de significancia de p = 
0.032. 
El extracto metanólico a 25 ppm, disminuyó la elongación de la raíz en un 
30%, presentando un valor de significancia igual a 0.0064, y aunque a 25 ppm, 
la elongación del tallo así como de la germinación disminuyeron 15 y 10 % 
respectivamente, estos valores no fueron significativos (p > 0.05). Sin embargo 
a 50 ppm de este extracto, la germinación de las semillas de L. perenne se 
inhibió 30%. 
 
 
 
 Resultados y Análisis de Resultados 
 
 33 
 
0 25 50
0
20
40
60
80
100
 [%
]
Extracto Hexanico de C. annuum [ppm]
 
0 25 50
0
20
40
60
80
100
120
[%
]
Extracto CHCl3 de C. annuum [ppm]
 
0 25 50
0
20
40
60
80
100
 
[
 
%
 
]
Extracto MeOH de C. annuum [ppm]
 
Figura 8: Efecto sobre la germinación, la elongación del tallo y la raíz de Lolium perenne con los 
distintos extractos analizados a dos concentraciones diferentes, 25 y 50 ppm. El control representa el 
100%. 
 
 
7.1.2 Efecto en la germinación de Physalis ixocarpa 
 
En la germinación de Physalis ixocarpa, las actividades medidas bajo el 
efecto de los extractos aumentaron incluso hasta el doble más que el control. 
El extracto de n-hexano a 25 ppm incrementó el tamaño de la raíz y el tallo en 
20 y 130 % respectivamente, no así la germinación, la cual disminuyó 10 %. A 
50 ppm del extracto, el efecto se observó en la elongación de raíz, tallo así 
como en la germinación, disminuyendo 35, 33 y 7 % respectivamente; 
presentando valores de significancia para todas las actividades medidas, a las 
 Resultados y Análisis de Resultados 
 
 34 
diferentes concentraciones, valores de p menores de 0.05, lo que indica que 
estos efectos son significativos. 
Con respecto al extracto de cloroformo, los parámetros medidos 
aumentaron considerablemente, siendo este aumento de 240 y 90 % para la 
elongación de raíz a 25 y 50 ppm respectivamente. El tallo aumentó 180 y 10 
% a estas concentraciones, mientras que a 25 ppm la germinación aumentó 8 
% y a 50 ppm disminuyó 27%. Cabe mencionar que los valores de 
significancia de los parámetros medidos fueron menores a 0.05, a excepción 
para el aumento del tallo a 50 ppm, el cual presentó un valor mayor. 
 
0 25 50
0
50
100
150
200
250
[%
]
Extracto Hexánico de C. annuum [ppm]
0 25 50
0
50
100
150
200
250
300
350
 [
%
]
Extracto CHCl3 de C. annuum [ppm]
 
0 25 50
0
50
100
150
200
250
300
 [%
]
Extracto MeOH de C. annuum [ppm]
 
Figura 9: Efecto sobre la germinación y elongación de tallo y raíz de Physalis ixocarpa con los distintos 
extractos analizados a dos concentraciones diferentes, 25 y 50 ppm. El control representa el 100%. 
 
 Resultados y Análisis de Resultados 
 
 35 
Por último, el extracto de metanol a 25 ppm aumentó la elongación de la 
raíz y el tallo en 200 y 100 % respectivamente, pero disminuyó sólo en un 2% 
su germinación. A 50 ppm, la elongación de raíz disminuyó 20 %, así como la 
elongación del tallo en un 22 %, mientras que la germinación sólo disminuyó 
8%. Estos parámetros presentaron valores de significancia (p) menores a 
0.05. 
Los resultados muestran que solo el extracto de n-hexano presentó una 
inhibición

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