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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES ZARAGOZA 
INSTITUTO NACIONAL DE MEDICINA GENÓMICA 
Tesis de licenciatura: 
Análisis de alelos deficientes del gen Tiopurina 
S-Metiltransferasa (TPMT) en pacientes pediátricos 
con leucemia aguda linfoblástica 
 
Que para obtener el título de: 
Biólogo 
Presenta: 
Ramírez Florencio Mireya 
Directora de Tesis: 
Silvia Jiménez Morales 
Asesor Interno: 
José Misael Vicente Hernández Vázquez 
 
 
 
 
 
 
Ciudad de México, 2016 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
"ZARAGOZA" 
V~IV EP.'IDAD NAqONAl 
AvPN"MA D[ 
MrXlc:,o 
DIRECCiÓN 
JEFE DE LA UNIDAD DE ADMINISTRACiÓN ESCOLAR 
P R E S E N T E. 
Comunico a usted que la alumna RAMíREZ FLORENCIO MIREYA, con 
número de cuenta 308105641 , de la carrera de Biología, se le ha fijado el día 
12 de abril de 2016 a las 09:00 hrs. , para presentar examen profesional , el 
cual tendrá lugar en esta Facultad con el siguiente jurado: 
PRESIDENTE Dra. MARíA DEL CARMEN GARCíA RODRíGUEZ 
VOCAL Dra. SILVIA JIMÉNEZ MORALES' 
SECRETARIO M. en C. JOSÉ MISAEL VICENTE HERNANDEZ 
VAZQUEZ 
SUPLENTE Dr. HUGO LÓPEZ MUÑOZ 
SUPLENTE Bió l. REYNALDA ROLDAN PÉREZ 
El título de la tesis que presenta es: Análisis de alelos deficientes del gen 
Tiopurina S-Metiltransferasa (TPMn en pacientes pediátricos con 
leucemia aguda linfoblástica. 
Opción de titulación: Tesis 
Agradeceré por anticipado su aceptación y hago propia la ocasión para 
saludarle. 
ATENTAMEN 
"POR MI RAZA HAIBId~~r-F~iF'íF~1Tl -• .. 
DR. 
RECIBI 
OFICINA DE EXÁMENES 
PROFESIONALES Y DE GRADO 
DIRECTOR 
... 
'" -o 
'" '" .. 
.'REe?~ 
.,/ 
VO. BO. 
M. en C. ARMANDO CERVANTES SANDOVAL 
JEFE DE CARRERA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El presente trabajo se realizó bajo la dirección de la Dra. Silvia Jiménez Morales en el 
Laboratorio de Genómica del Cáncer, perteneciente al Instituto Nacional de Medicina 
Genómica (INMEGEN). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Agradecimientos 
 
Quisiera empezar por agradecer a mi directora de tesis, por permitirme la oportunidad 
de trabajar en su laboratorio. Gracias por su tiempo, amabilidad, motivación y apoyo. 
Además, por compartir de vez en cuando esas pequeñas reflexiones, nunca olvidare 
que hay que quitar esas grandes rocas, pues uno nunca sabe lo que podría encontrar… 
Asimismo, agradezco a mis compañeritos de laboratorio, por acompañarme en esta 
bonita experiencia, por su ayuda, y por recordarme siempre comenzar por el paso cero. 
Por otro lado, quisiera agradecer a la UNAM por brindarme la oportunidad de estudiar 
esta carrera, pues sin ello no sabría de este mundo tan maravilloso que es la biología y 
no hubiera conocido a esas personas que tanto iluminaron mi vida. 
Ahora, me gustaría destinar un espacio para agradecer a todos aquellos profesores que 
tal vez sin saberlo, me motivaron a superarme cada día. Y como en todo camino 
académico, además de buenos profesores, también nos encontramos con personas que 
comienzan siendo compañeros del aula y que más tarde, sin darnos cuenta, se vuelven 
grande amigos. Quiero agradecer a una de las personas que me motivaron a alcanzar 
mis metas, y aunque me desvié del camino que ambos queríamos compartir, Edgar te 
agradezco todo lo que has hecho por mí. Alan, gracias por compartir conmigo tus 
sueños, pues con ello también me has motivado a alcanzar los míos. 
No puedo dejar de mencionar a esas personitas que hicieron de mi estancia en la 
facultad un mundo mucho más interesante. A mis niñas, Miriam, Marlene y Adriana, 
gracias pequeñas porque con su apoyo todo siempre fue menos complicado, por 
animarme, por esas horas de risas, por sus consejos, pero sobre todo, por su 
comprensión. Agradezco haberlas conocido y espero sigamos compartiendo grandes 
experiencias juntas. Kike, gracias por escucharme, por tus palabras y por estar ahí 
siempre. Juanito, quiero darte las gracias porque en tan poco tiempo hayas sido tanto, 
por confiar siempre en mí, por todo tu apoyo y cariño. Gracias por compartir conmigo 
tantas aventuras, sueños, alegrías y tristezas pero sobre todo, gracias por estar a mi lado. 
No terminaría de agradecer a todos los que han estado conmigo y me han permitido 
robarles horas de su tiempo. Sabiendo que podría cometer algún olvido injusto, a todos 
ustedes, a los que aún están cerca, y a los que ya no lo están, gracias. 
Finalmente, quiero agradecer a la gran familia que me toco tener, pero en especial a 
mis padres, por estar conmigo y apoyarme incondicionalmente durante todos estos 
años. Mami, gracias por animarme, motivarme, por confiar en mí, por estar conmigo 
en los días difíciles, por todo. Papi, gracias por ser ese ejemplo a seguir, por enseñarme 
 
a ser perseverante y hacer de mí una mejor persona. A los dos, gracias por ayudarme a 
culminar esta etapa de mi vida. A ti hermanita, te agradezco por acompañarme en este 
camino, por escucharme, por alentarme, a ti hermanito, por no dejarnos solas, por tus 
palabras, por tus cuidados. Finalmente, quiero agradecer a mi pequeña Odette, gracias 
porque siendo tan chiquita, puedas dar tan grandes consejos. A todos, muchas gracias, 
los quiero con todo mi corazón. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE 
Abreviaturas ……………………..…………………………..........................................................i 
Índice de figuras …………………………………………………..................................................ii 
Índice de gráficas ………………………………………………..................................................ii 
Índice de tablas …………………………………………………..................................................iii 
Resumen ……………………………………….…………...........................................................iv 
1 MARCO TEÓRICO ................................................................................................ 1 
1.1.1 Antecedentes ....................................................................................................................... 1 
1.1.2 Cáncer infantil ..................................................................................................................... 2 
1.1.3 Leucemia ............................................................................................................................. 2 
1.2 Leucemia aguda linfoblástica ................................................................................. 3 
1.3 Factores de riesgo en la LAL ................................................................................. 4 
1.4 Manifestaciones clínicas ......................................................................................... 5 
1.5 Clasificación ............................................................................................................ 6 
1.5.1 Clasificación morfológica (FAB) ......................................................................................... 7 
1.5.2 Clasificación basada en inmunofenotipo ............................................................................ 7 
1.5.3 Clasificación citogenética y biología molecular ..................................................................8 
1.6 Tratamiento ............................................................................................................ 9 
1.6.1 Inducción ........................................................................................................................... 10 
1.6.2 Intensificación.................................................................................................................... 11 
1.6.3 Mantenimiento .................................................................................................................. 11 
1.6.4 6-MP en el tratamiento de la LAL .................................................................................... 12 
1.6.5 Toxicidad asociada a 6-MP ............................................................................................... 13 
1.7 Polimorfismos en el gen TPMT ......................................................................... 14 
1.8 Farmacogenética en el estudio de la LAL ........................................................... 17 
2 JUSTIFICACIÓN................................................................................................... 19 
3 HIPÓTESIS ............................................................................................................ 20 
4 OBJETIVOS ........................................................................................................... 20 
4.1 General ................................................................................................................. 20 
4.2 Particulares ........................................................................................................... 20 
5 MATERIAL y MÉTODO ..................................................................................... 21 
5.1 Población de estudio ............................................................................................ 21 
5.1.1 Criterios de inclusión ........................................................................................................ 21 
5.1.2 Criterios de exclusión ........................................................................................................ 21 
5.1.3 Criterios de eliminación .................................................................................................... 21 
5.2 Extracción de ADN .............................................................................................. 22 
5.2.1 Cuantificación del ADN ................................................................................................... 23 
5.2.2 Integridad del ADN .......................................................................................................... 23 
 
5.3 Genotipificación del gen TPMT ......................................................................... 23 
5.4 Validación por secuenciación .............................................................................. 27 
5.4.1 PCR y purificación de amplicones ................................................................................... 28 
5.4.2 Reacción de secuenciación ............................................................................................... 28 
5.5 Análisis estadístico ................................................................................................ 30 
6 RESULTADOS ...................................................................................................... 31 
6.1 Frecuencias alélicas .............................................................................................. 32 
6.2 Frecuencia de genotipos y fenotipos ................................................................... 33 
6.2.1 Población General ............................................................................................................. 33 
6.2.2 Población con LAL ........................................................................................................... 34 
6.3 Análisis comparativo entre poblaciones .............................................................. 37 
7 DISCUSIÓN ........................................................................................................... 39 
8 CONCLUSIÓN ...................................................................................................... 43 
9 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS .................................................................. 44 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
i 
ABREVIATURAS 
AD 
ADN 
dATP 
dCTP 
ddATP 
ddCTP 
ddGTP 
ddTTP 
dGTP 
dTTP 
EDTA 
EMR 
FAB 
GMPS 
HPRT 
IMDPH 
INMEGEN 
ITPA 
LAL 
LAM 
me-TIMP 
PCR 
6 metil-MP 
6-MP 
6-TG 
6-TGDP 
6-TGMP 
6-TGTP 
SIOP 
SNC 
SNP 
TBE 
TE 
TIMP 
TGN 
TPMT 
UV 
Alelos deficientes 
Ácido desoxirribonucleico 
Desoxiadenosina trifosfato 
Desoxicitidina trifosfato 
Dideoxiadenosina trifosfato 
Dideoxicitidina trifosfato 
Dideoxiguanosina trifosfato 
Dideoxitimidina trifosfato 
Desoxiguanosina trifosfato 
Desoxitimidina trifosfato 
Etildiaminotetraacético 
Enfermedad mínima residual 
Francés-Americano-Británico 
Guanosina monofosfato sintetasa 
Hipoxantina guanina fosforribosiltransferasa 
Inosina monofosfato deshidrogenasa 
Instituto Nacional de Medicina Genómica 
Inosina trifosfato pirofosfatasa 
Leucemia aguda linfoblástica 
Leucemia aguda mieloblastica 
Metil-tioinosina monofosfato 
Reacción en cadena de la polimerasa 
6-metil mercaptopurina 
6-mercaptopurina 
6-tioguanina 
6-tioguanosina difosfato 
6-tioguanosina monofosfato 
6-tioguanosina trifosfato 
Sociedad Internacional de Oncología Pediátrica 
Sistema nervioso central 
Polimorfismos de un solo nucleótido 
Tris-borato-EDTA 
Tris-EDTA 
Tioinosina monofosfato 
Nucleótidos de tioguanina 
Tiopurina S-Metiltransferasa 
Ultravioleta 
 
 
 
 
 
ii 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
 
 
Figura 1 
 
Figura 2 
 
 
Figura 3 
 
 
Figura 4 
 
Figura 5 
 
 
Figura 6 
 
 
Figura 7 
 
Figura 8 
 
Figura 9 
 
Figura 10 
 
Figura 11 
 
Figura 12 
Proceso de diferenciación de células sanguíneas. 
 
Niveles de diferenciación de células B y T con marcadores 
específicos para cada una de las etapas. 
 
Principales enzimas involucradas en el metabolismo de 
6-MP. 
 
Tiopurina-S-Metiltransferasa. 
 
Estructura del gen TPMT y sus 4 polimorfismos más 
representativos. 
 
Distribución poblacional de genotipos normal y mutados del gen 
TPMT y su relación con la actividad enzimática. 
 
Mecanismo de discriminación alélica por sondas Taqman. 
 
Fluorescencia emitida por sondas Taqman. 
 
Condiciones de termociclador para PCR punto final. 
 
Secuenciación automática del ADN. 
 
Electroferogramas de AD. 
 
Gel de integridad de muestras de LAL. 
 
 
ÍNDICE DE GRÁFICAS 
 
Gráfica 1 Frecuencia de genotipos con actividad enzimática normal, 
intermedia y nula del gen TPMT en población general y pacientes 
pediátricos con LAL de la Ciudad de México y Yucatán. 
 
Gráfica 2 Frecuencia de genotipos con actividad enzimática normal, 
intermedia y nula del gen TPMT en el total de individuos sanos y 
pacientes pediátricos con LAL. 
 
 
 
iii 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Tabla 1 
 
Tabla 2 
 
Tabla 3 
 
Tabla 4 
 
 
Tabla 5 
 
Tabla 6 
 
Tabla 7 
 
 
Tabla 8 
 
Tabla 9 
 
Tabla 10 
 
 
 
Tabla 11 
 
 
Tabla 12 
 
 
 
Tabla 13 
 
 
 
Tabla 14 
Translocaciones cromosómicas más frecuentes en la LAL. 
 
Estratificación de pacientes con LAL en grupos de riesgo. 
 
Polimorfismos del gen TPMT. 
 
Genotipos y fenotipos del gen TPMT asociado a la actividad 
metabólica de la enzima. 
 
Sondas empleadas para la discriminación alélica del gen TPMT. 
 
Mezcla de reacción para PCR punto final. 
 
Genotipos utilizados para la determinación de los fenotipos de la 
enzima TPMT. 
 
Secuencia de primers de los exones 5, 7 y 10 del gen TPMT. 
 
Características clínicas de los individuos. 
 
Frecuenciasalélicas de las variantes del gen TPMT en individuos 
sanos y pacientes pediátricos con LAL provenientes de la Ciudad 
de México y del estado de Yucatán. 
 
Frecuencias genotípicas de las variantes del gen TPMT en 
individuos sanos de la Ciudad de México y Yucatán. 
 
Frecuencias genotípicas de las variantes del gen TPMT en 
pacientes pediátricos con LAL de la Ciudad de México y 
Yucatán. 
 
Frecuencias genotípicas para las variantes del gen TPMT en 
individuos sanos y pacientes con LAL de la Ciudad de México y 
Yucatán. 
 
Análisis comparativo de las frecuencias del gen TPMT entre los 
resultados obtenidos en este estudio con lo ya reportado en 
población Mexicana y Guatemalteca. 
 
 
 
iv 
RESUMEN 
La leucemia aguda linfoblástica (LAL) es la neoplasia de mayor incidencia en población 
pediátrica. Con los esquemas actuales de tratamiento, los pacientes con LAL en países 
desarrollados han alcanzado una sobrevida mayor al 80%, sin embargo, en México la 
tasa de mortalidad sigue siendo alta. 
Uno de los factores que podrían estar asociados al alto número de decesos, es el hecho 
de que polimorfismos en el gen TPMT (Tiopurina S-Metiltransferasa), que codifica 
para una enzima que metaboliza fármacos tiopurínicos comúnmente utilizados en el 
tratamiento de la LAL, reducen considerablemente la actividad de la enzima. Esto 
ocasiona que altas concentraciones del fármaco se acumulen en la circulación si éste es 
administrado a dosis estándar, lo cual genera efectos adversos que podrían poner en 
peligro la vida de los pacientes. 
Para abatir el riesgo de toxicidad, existe la recomendación internacional de reducir la 
dosis de tiopurinas hasta en un 90% en pacientes homocigotos y heterocigotos 
compuestos para los alelos deficientes (AD) TPMT*2, TPMT*3A, TPMT*3B y 
TPMT*3C en el gen TPMT, y del 30 al 70% en pacientes heterocigotos para el alelo 
silvestre TPMT*1 y alguna de estas variantes. Sin embargo, en la mayoría de las 
instituciones de salud pública de México, estos polimorfismos no son evaluados antes 
de administrar fármacos tiopurínicos. 
El objetivo de este estudio fue conocer la frecuencia de AD en el gen TPMT en 
población pediátrica mexicana con LAL, y si estos son factores de riesgo para 
desarrollar la enfermedad. Pero además, se sabe que existen diferencias en la 
distribución de estas variantes relacionadas con el origen étnico, por lo que en este 
estudio también se evaluó la frecuencia de estos polimorfismos entre individuos de la 
Ciudad de México con respecto a los del estado de Yucatán. 
Para llevar a cabo lo anterior, fueron genotipificados los alelos TPMT*2, TPMT*3A, 
TPMT*3B y TPMT*3C, así como el alelo con actividad metabólica normal TPMT*1 
en 391 casos diagnosticados con LAL, de los cuales 331 fueron de la Ciudad de México 
y 60 del estado de Yucatán. Además se incluyeron en el estudio 421 individuos sanos, 
de ellos 342 fueron de la Ciudad de México y 79 de Yucatán. 
Del total de individuos analizados, 10.7% de casos con LAL y 9.5% de individuos sanos, 
fueron heterocigotos u homocigotos deficientes para una de las cuatro variantes alélicas 
analizadas. Las frecuencias genotípicas para TPMT*1/*2 en casos con LAL e 
individuos sanos fue de 0 y 0.7%, para TPMT*1/*3A de 8.5 y 7.9%, para 
 
v 
TPMT*1/*3B de 0.2 y 0.2%, y de 1.8 y 0% para TPMT*1/*3C, respectivamente. El 
0.2% de los casos con LAL y el 0.7% del total de individuos sanos fueron homocigotos 
deficientes para la variante TPMT*3A. No se encontraron diferencias estadísticamente 
significativas en las frecuencias de los polimorfismos del gen TPMT entre individuos 
sanos y pacientes pediátricos con LAL, así como entre individuos de población 
Yucateca respecto a la población de la Ciudad de México. Sin embargo, 15% de los 
casos con LAL de Yucatán fueron portadores de AD en el gen TPMT, observándose 
uno de los porcentajes más altos reportados a la fecha. El total de casos con LAL 
exhibió una frecuencia de alelos con actividad metabólica deficiente del 5.4% mientras 
que en la población de individuos sanos ésta fue del 5.1%. 
Con estos resultados podemos concluir que 10 de cada 100 mexicanos son portadores 
de AD en el gen TPMT. Pero además, debido a las implicaciones clínicas de estas 
variantes en la respuesta terapéutica a fármacos tiopurínicos, la genotipificación de este 
gen puede constituir un importante biomarcador para los pacientes con LAL, 
permitiendo definir la dosis de estos medicamentos, lo cual reducirá 
considerablemente los efectos adversos y a su vez mejorara la supervivencia de los 
mismos. 
 
 1 
1 MARCO TEÓRICO 
1.1.1 Antecedentes 
 
El cuerpo está compuesto por millones y millones de células vivas que crecen, se 
dividen y mueren de manera ordenada.
1
 Durante los primeros años de vida, éstas se 
dividen más rápidamente para permitir su crecimiento. Una vez llegada la edad adulta, 
la mayoría de las células sólo se dividen para remplazar a otras más antiguas, sustituir 
las que presentaron errores y para reponer aquellas que sufrieron lesiones.
2
 Sin 
embargo, en algún momento de la vida de un individuo, los procesos de regulación que 
llevan a cabo las células se pueden ver alterados.
3
 
El cáncer es un conjunto de enfermedades en las que células de alguna parte del cuerpo 
dejan de regular correctamente las señales de diferenciación, supervivencia, 
proliferación y muerte. Como resultado de ello, un gran número de errores son 
acumulados dentro de las células, ocasionando su rápida multiplicación y provocando 
que se extiendan más allá de sus límites habituales.
4
 Esta desregulación genera que 
puedan invadir partes adyacentes del tejido e incluso diseminarse a otros tejidos del 
cuerpo (proceso conocido como metástasis) cuyo resultado final es la muerte del 
individuo.
4, 5
 
A pesar de la gran cantidad de investigaciones y del rápido desarrollo durante la década 
pasada, el cáncer continúa siendo un asesino mundial.
6
 Acorde con las últimas 
estadísticas sobre la incidencia del cáncer y sus tasas de mortalidad en un informe 
realizado por GLOBOCAN donde participaron 184 países del mundo, se estimaron 
14.1 millones de casos nuevos y 8.2 millones de muertes relacionadas con el cáncer en 
2012, una cifra que se prevé aumente hasta los 22 millones anuales en los próximos 
dos decenios. 
7
 
Del total de los casos, los países
 
que se encuentran en vías de desarrollo son los que se 
han visto desproporcionadamente afectados por el incremento de la incidencia del 
cáncer. Más del 60% de todos los casos del mundo se producen en África, Asia, 
América Central y América del Sur, mismos en los que se registran aproximadamente 
el 70% de las defunciones por cáncer en el mundo, una situación que se agrava por la 
falta de mecanismos de detección precoz y de acceso a tratamientos.
8 
 
 
 
 2 
1.1.2 Cáncer infantil 
 
El cáncer infantil ha tomado creciente importancia en países en vías de desarrollo por 
el incremento del número de niños en la población. A nivel mundial la SIOP reporta 
que 250,000 niños en el mundo presentan cáncer cada año.
 9
 Desafortunadamente, 
México también contribuye a esta población, ya que se estima existen anualmente entre 
5,000 y 6,000 casos nuevos de cáncer infantil, siendo ésta la primer causa de muerte 
por enfermedad en mexicanos de entre 5 y 14 años de edad.
10
 
Entre los principales tipos de cáncer que destacan en población pediátrica podemos 
mencionar a los tumores del sistema nervioso central (SNC), los linfomas y las 
leucemias,
 11
 siendo ésta última el tipo más frecuente de cáncer, representando el 52% 
de los casos.
10 
1.1.3 Leucemia 
 
La leucemia es un tipo de cáncer que se origina en las células inmaduras productoras 
de sangre. Este tipo de cáncer afecta con mayor frecuencia a glóbulos blancos y en 
menor medida a glóbulos rojos y plaquetas, todos formados en la médula osea.
2
 Lascélulas afectadas tienen la capacidad de suprimir el crecimiento normal de células de 
linaje linfoide y mieloide y según la velocidad en que esta enfermedad se desarrolle 
puede ser aguda o crónica. En la primera hay una progresión rápida de la enfermedad 
por la proliferación acelerada de los blastos leucémicos, mientras que en la segunda, 
las células anormales se acumulan lentamente con el tiempo.
12
 En la Figura 1 se 
esquematiza el proceso de diferenciación normal de una célula madre sanguínea. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Proceso de diferenciación de células sanguíneas. (Modificado de Winslow, 2008). 
 
 3 
La gran mayoría de los casos de leucemias son agudas. De éstas, el subtipo más común 
que presenta la población pediátrica es la leucemia aguda linfoblástica (LAL), 
constituyendo del 75 al 80% de los casos, mientras que la leucemia mieloblástica aguda 
(LAM) representa del 15 al 20%.
14,15
 
1.2 Leucemia aguda linfoblástica 
 
La LAL, comprende un enorme y heterogéneo desorden hematológico que se 
presenta durante el desarrollo de la estirpe linfoide (linfocitos T y B) (Fig. 2).
16 
 Estos 
precursores linfoides presentan una alta tasa de proliferación y de reordenamientos 
genéticos que favorecen la aparición de mutaciones espontáneas y de otras alteraciones 
citogenéticas que facilitan la transformación maligna.
15
 
 
Figura 2. Niveles de diferenciación de células B y T con marcadores específicos para cada una de las etapas. 
(Tomado de Lassaletta, 2012).
 
 
De la estirpe linfoide, la LAL-B representa el 80% de los casos.
17 
 Se ha reportado que 
el pico de incidencia de este padecimiento en los Estados Unidos es de 2 a 5 años, 
afectando ligeramente más al género masculino,
16 
y cuya incidencia más alta se ha 
observado en niños de población hispana.
18
 
Mientras que la supervivencia de pacientes pediátricos con LAL-B ha mejorado 
dramáticamente en los últimos años con una sobrevida mayor al 80% en países 
desarrollados,
 16 
en México los estudios indican que no sólo existen dos picos de 
incidencia de esta enfermedad en la población infantil,
19 
sino que además presenta una 
 
 4 
de las incidencias más altas en el mundo
20
 con rangos de mortalidad mayores 
comparados con otros paises.
21 
1.3 Factores de riesgo en la LAL 
 
Como en toda enfermedad neoplásica, la LAL tiene un origen multifactorial, 
incluyendo factores genéticos y ambientales.
15,22
 
 
La observación de que los factores genéticos tienen un papel importante en la etiología 
de las leucemias agudas, se basa en las evidencias de la asociación entre la entidad y 
algunos síndromes genéticos y variantes en la secuencia de algunos genes.
15
 Cabe 
mencionar que dentro de estos, se encuentran algunos que participan en importantes 
procesos celulares como proliferación, diferenciación y apoptosis. 
Dentro de las enfermedades genéticas conocidas como factor de riesgo para leucemia, 
se encuentran las entidades asociadas con inestabilidad cromosómica como son el 
síndrome de Bloom, la anemia de Fanconi y la ataxia-telangiectasia que se asocian con 
un mayor riesgo de padecer leucemia, incluyendo a la LAL.
23
 Así mismo, los individuos 
con síndrome de Down tienen al menos 10 veces mayor riesgo de padecer esta 
enfermedad, un riesgo atribuible a la presencia del cromosoma 21 adicional.
24, 25
 
Por otro lado, las interacciones entre el ambiente y el ADN favorecen la formación de 
translocaciones y mutaciones que al no ser adecuadamente reparadas, llevan a 
apoptosis o permiten la acumulación de mutaciones que son la base para la 
transformación leucémica.
26 
Dentro de los factores ambientales involucrados en el desarrollo de la leucemia, se 
encuentra la exposición a radiación ionizante.
15 
Se sabe que un aumento en la incidencia 
de leucemia entre los supervivientes del ataque en Hiroshima y Nagasaki se vio 
asociado a la exposición de la radioactividad. 
15 
 En 1990, se documentó que los hijos 
de trabajadores de una planta nuclear tuvieron mayor riesgo de presentar leucemia y 
linfoma por la exposición a la radiación preconcepcional de las células germinales 
paternas. Basándose en esta información, Gardner formuló la hipótesis que asocia la 
radiación en células germinales paternas con un mayor riesgo de desarrollar leucemia 
y linfoma en la descendencia;
27
 aunque existen hallazgos controvertibles.
28, 29
 
El desarrollo de leucemia también se ha asociado con la exposición de radiación 
ionizante con fines diagnósticos; de hecho se sugiere que el 1% de las leucemias en el 
adulto son secundarias a pruebas radiológicas realizadas durante la vida.
15
 
 
 5 
Existe controversia sobre si los campos electromagnéticos (teléfonos móviles, torres de 
alta tensión, etc.) incrementan o no el riesgo de leucemia. De momento, los estudios 
realizados no han encontrado una clara asociación.
15,27
 
Por otro lado, la quimioterapia utilizada para el tratamiento de distintos tumores, puede 
tener efectos leucemógenos. Los agentes alquilantes o los inhibidores de la 
topoisomerasa II son algunos ejemplos.
15 
 Respecto a estos últimos, debemos destacar 
la actividad de la topoisomerasa II puesto que es una enzima que modifica 
transitoriamente la topología del ADN para permitir la replicación, recombinación y 
reparación de las células. Su función consiste en realizar rupturas y realineamiento de 
dobles cadenas transitorias.
30 
Inhibidores de esta enzima se encuentran en la dieta como 
flavonoides (rutina y quercetina) y en medicamentos como el irinotecan y el etopósido.
31
 
Se sugiere que si la célula se expone ante estos inhibidores, la capacidad de la enzima 
para unir una cadena de ADN fragmentada es interrumpida. Esta situación genera la 
acumulación de rupturas de doble cadena que conllevan a la muerte celular o pueden 
promover alteraciones en la recombinación no homóloga del ADN, favoreciendo la 
formación de translocaciones. Un ejemplo de esto último, son las translocaciones que 
involucran a la banda 11q23 y al gen MLL. Estos rearreglos resultan en la génesis de 
proteínas quiméricas que interrumpen la hematopoyesis y pueden causar la leucemia.
32 
 
Se ha dado mucha importancia al papel de los virus en el estudio de la etiología de las 
leucemias. Esto es debido a que la mayoría de las LAL se producen en un periodo de 
la vida en que el sistema inmune está en desarrollo y podría ser más susceptible a los 
efectos oncogénicos de determinados agentes virales.
33
 Sin embargo, hasta ahora sólo 
se ha reportado una asociación entre el desarrollo de linfoma de Burkitt y la presencia 
del virus de Epstein-Barr así como la presencia del virus HTLV I y II con la leucemia 
de células T2.
15, 33 
1.4 Manifestaciones clínicas 
 
La mayoría de las señales y los síntomas de la LAL son el resultado de la disminución 
excesiva de células sanguíneas normales, lo que sucede cuando en la médula ósea, las 
células leucémicas desplazan a las células productoras sanguíneas normales. Estos 
síntomas también son resultado de la infiltración extramedular de la enfermedad.
15
 
Entre las manifestaciones clínicas más frecuentes en pacientes diagnosticados con LAL 
generadas por una grave afección de la médula ósea debido a la presencia de células 
leucémicas, podemos mencionar las siguientes. 
 
 6 
 Anemia. Disminución del número de glóbulos rojos. Esta genera síntomas de 
astenia y adinamia. 
 Fiebre. Casi la mitad de los casos cursan con fiebre. 
 Neutropenia o leucopenia. Disminución del número de granulocitos. Se 
encuentran en 20 a 40% de los casos con alto riesgo de infección. 
 Leucocitosis. Aumento en el número de leucocitos. La aparición de la cuenta 
leucocitaria alta ocurre en el 10 al 16% de los casos. 
 Trombocitopenia. Disminución de número de plaquetas. Se ha visto que del 33 
al 43% de los pacientes presentan sangradopor trombocitopenia cuyos signos 
pueden ser observados en la piel y mucosas a través de petequias y equimosis 
(A menudo la trombocitopenia desencadena sangrados graves con cuentas 
plaquetarias por debajo de 20,000/l). 
 Dolor articular u óseo. El 25% refiere dolor debido a la infiltración leucémica 
del periostio, hueso o articulación 
 Hepatoesplenomegalia. El 65% de los pacientes con LAL presentan algún grado 
de hepatoesplenomegalia, que suele ser asintomática.
34, 35, 15 
 
 
Otras manifestaciones clínicas que aparecen en pacientes con LAL son masa 
mediastínica observada en 7 a 10% de los casos en niños, la cual se localiza en el 
mediastino anterior como resultado de infiltración del timo.
34 
 
Raras veces las LAL se presentan con pancitopenia severa. En este caso, siempre se 
debe realizar un diagnóstico diferencial con la aplasia de médula ósea.
15
 
La duración de los síntomas en los pacientes puede ser de días e incluso meses.
15 
1.5 Clasificación 
 
A la mayoría de los tipos de cáncer se les asignan etapas para describir el grado de 
propagación de la enfermedad. Esto se realiza en función del tamaño del tumor y hasta 
qué punto el cáncer se ha diseminado a otras partes del cuerpo. Sin embargo, 
usualmente al no formar masas tumorales, la LAL requiere de otro tipo de información 
como lo es el subtipo de la LAL para así poder determinar el panorama de los 
pacientes.
36
 
Diferentes sistemas han sido utilizados para clasificar a la LAL en subtipos, basándose 
en la morfología, el inmunofenotipo y la citogenética de las células leucémicas como 
criterios generales. 
15 
 A continuación se describen cada uno de ellos. 
 
 7 
1.5.1 Clasificación morfológica (FAB) 
 
Se han realizado múltiples clasificaciones morfológicas en las células de LAL, sin 
embargo, solo la realizada por el grupo de trabajo Francés-Americano-Británico (FAB), 
tiene una aceptación universal, aunque en la actualidad se utiliza poco. 
15
 
Esta consiste en clasificar a la LAL con base en el tamaño, las características del 
citoplasma y los nucléolos de las células.
17
 Mediante estos criterios podemos distinguir 
los siguientes subtipos: 
 L1: Células pequeñas con cromatina homogénea y citoplasma escaso. Se 
presenta en el 75% de los casos de células B y las anomalías citogenéticas más 
comunes son: t (9:22), t (4:11) y t (1:19). 
 
 L2: Células grandes y heterogéneas, con núcleos irregulares y citoplasma 
variable. Representa el 20% de los casos, y está asociada a células de linaje T así 
como a anomalías citogenéticas en 14q11 o 7q34. 
 
 L3: Células más grandes y homogéneas con más del 5% de mitosis y por lo 
menos 25% de vacuolas. En células B en el 95% de los casos, y células similares 
al linfoma de Burkitt que presentan t (8:14), t (8:22), t (2:8).
37
 
 
Sin embargo, si se utiliza la morfología como medio único para clasificar las leucemias 
agudas puede haber margen de error al momento del diagnóstico, y por lo tanto de 
tratamiento en casi 20% de los casos. Por lo tanto, el uso de las clasificaciones 
inmunológicas, citogenéticas, y en ocasiones de microscopia electrónica, permite 
establecer un diagnóstico más certero y a su vez de un tratamiento más adecuado.
34
 
1.5.2 Clasificación basada en inmunofenotipo 
 
Como la LAL carece de hallazgos morfológicos y citoquímicos específicos para la 
evaluación diagnóstica, es esencial determinar el inmunofenotipo de las células.
34
 
 Mediante este sistema se ha permitido clasificar a la LAL en distintos tipos según el 
estadio madurativo de sus linfoblastos. Ésta clasificación se basa en el uso de 
anticuerpos monoclonales dirigidos a reconocer marcadores de superficie de las 
células hematopoyéticas y permitir la identificación de su linaje.
15,34 
 
 8 
De acuerdo con los marcadores identificados, las LAL se clasifican en leucemias de 
células B (pre-B tempranas o pro-B, pre-B, pre-B transicionales o pre-B tardías y 
linfocitos B maduros) y de precursores de células T (Fig. 2). 
38
 
El 80% de los casos de LAL son de precursores B y típicamente expresan CD10+, 
CD19+, y 50% expresan CD20+.
17, 34 
Mientras que las leucemias de precursores T 
representan del 15 a 17% de los casos. Esta última se considera muy agresiva y suele 
expresar CD2, CD5 y CD7 (Fig. 2). Cuando aparecen CD4
-
 y CD8
-
 tienen mal 
pronóstico. 
37, 17
 La clasificación inmunológica es la más utilizada en la actualidad y tiene 
implicaciones pronósticas y terapéuticas
15, 34
 ya que mediante este método se puede 
confirmar el diagnóstico del 99% de los casos.
34
 
1.5.3 Clasificación citogenética y biología molecular 
 
Por último, las características citogenéticas y moleculares de las células leucémicas son 
útiles para la clasificación de riesgo, de hecho en los últimos años se han identificado 
alteraciones cromosómicas numéricas y estructurales en casi todos los cromosomas 
humanos.
15,35
 
Las hiperdiploidias mayores a 51 cromosomas, son las alteraciones numéricas más 
comunes en los linfoblastos de LAL, ocurren en el 25% de los casos y están asociadas 
a buen pronóstico.
15, 35 
Por el contrario, las hipodiploidias, con menos de 45 
cromosomas, son menos comunes pero tienen una gran relevancia clínica, ya que es un 
genotipo considerado de mal pronóstico. En la actualidad se sabe que el buen 
pronóstico de las células hiperdiploides es debido a que estas acumulan mayores 
concentraciones de metabolitos activos de metotrexato (poliglutamatos) lo que favorece 
la apoptosis en estas células. 
17,34
 
De todas las anomalías cromosómicas estructurales, las translocaciones son las más 
frecuentes. 
17, 34
 Se estima que el 70% de niños pueden ser clasificados en subgrupos 
terapéuticos según los cromosomas dañados.
34 
 
Dentro de las translocaciones cromosómicas más comunes podemos mencionar a: 
t(12:21)(q13;p22) (TEL-AML), t(1:19)(q23;p13) (E2A-PBX1), t(9:22)(q34;p11) (BCR-ABL) y 
t(4:11)(q21;p23)(MLL-AF4) (Tabla 1).
15 
 
 
 
 
 9 
Tabla 1. Translocaciones cromosómicas más frecuentes en la LAL. 
Translocación Frecuencia 
Genes 
afectados 
Características 
t(1:19)(q23;p13) 5-6% E2A-PBX1 
Fenotipo pre-B 
Hiperleucocitosis 
Pronóstico reservado 
Necesario tratamiento 
intensivo 
t(9:22)(q34;p11) 3-5% BCR-ABL 
Cromosoma Philadelphia 
Hiperleucocitosis 
Pronostico pobre 
Tratamiento imanitib 
t(4:11)(q21;p23) 2% MLL-AF4 
Estirpe B 
Asociada a la LAL lactante. 
 Hiperleucocitosis. 
Pronostico pobre 
t(12:21)(q13;p22) 
25% de las 
LAL preB 
TEL-AML 
Fenotipo B. 
Buen pronostico 
Marcada sensibilidad a la 
asparraginasa 
 (Tomado de Lassaletta, 2012). 
1.6 Tratamiento 
 
El tratamiento de la LAL ha mejorado significativamente en las tres últimas décadas. 
Este avance es atribuido por un lado, a la intensificación de la terapia utilizando agentes 
que previamente mostraron tener una respuesta efectiva al tratamiento de LAL y por 
el otro a la estratificación de los pacientes en grupos de riesgo de recaída durante el 
diagnóstico. Esto último, con la finalidad de administrar tratamientos más intensivo a 
los pacientes que tienen un mayor riesgo de recaída y de no sobretratar a aquellos con 
riesgo estándar.
15, 39
 
Atendiendo a los factores pronósticos, los pacientes pueden ser clasificados en grupos 
de riesgo 
40, 41 
como se observa en la Tabla 2. 
 
 
 
 
 10 
Tabla 2. Estratificación de pacientes con LAL en grupos de riesgo. 
Grupo de riesgo Características 
Bajo riesgo 
LAL de estirpe celular tipo B. 
De 1 a 9 años. 
Recuento leucocitario inicial menor a 50x10
9
/l. 
Presencia de fusión TEL-AML1 y/o hiperploidia (trisomías 4, 10 y/o 17). 
Riesgo estándar 
LAL de estirpe celular tipo B. 
De 1 a 9 años. 
Recuento leucocitario inicial menor a 50x10
9
/l. 
Alto riesgo 
LAL de estirpe celular B o T. 
Pacientes mayores de 10 años. 
Enfermedadmínima residual (EMR) mayor a 0.01% durante los días 28 a 
36 de la terapia. 
Respuesta pobre a la terapia inicial. 
Positivos a EMR al término de la inducción. 
Muy alto riesgo 
Constituido por pacientes que no tienen una buena respuesta a la 
quimioterapia y que no alcanzan la remisión al término de la terapia de 
inducción (mayor a 5% de linfoblastos en la médula ósea en el día 28). 
Translocaciones t(9;22) BCR/ABL (Cromosoma Philadelphia) y rearreglo 
en MLL t(4;11). 
Amplificación de iAMP21. 
 (Modificado de Lassaletta, 2012 y Schultz, 2007). 
Independientemente de los grupos de riesgo, el tratamiento antileucémico que tiene 
una duración de 2 años se basa en una terapia combinada de fármacos 
quimioterapéuticos que comprenden tres etapas: inducción a la remisión, 
consolidación o intensificación y mantenimiento o continuación.
15, 17
 
1.6.1 Inducción 
 
El objetivo de la inducción es erradicar más del 99% de las células leucémicas para 
poner a la enfermedad en remisión, de modo que se pueda restaurar la hematopoyesis 
normal.
15, 42
 Se dice que un paciente está en remisión completa, cuando no existe 
evidencia de leucemia ni en su exploración física ni en el examen de sangre periférica 
y médula ósea. Los valores en sangre periférica deben ajustarse a los normales para la 
edad del paciente y la médula ósea debe tener una celularidad normal, con menos del 
5% de blastos. La remisión completa también incluye la ausencia de afectación 
extramedular y del SNC.
15
 Esta fase tiene una duración de 4 a 8 semanas,
43 
y 
 
 11 
frecuentemente incluye: L-asparaginasa, prednisona, vincristina, dexametasona, y/o 6-
mercaptopurina (6-MP).
34
 
1.6.2 Intensificación 
 
Con la recuperación de la hematopoyesis normal, se inicia la fase de intensificación que 
tiene una duración de 3 a 9 meses.
43 
Ésta consiste en administrar un tratamiento 
intensivo al término de la inducción, con el objetivo de erradicar las células leucémicas 
residuales que han sido resistentes al tratamiento de inducción, y que contribuyen al 
riesgo de recaída. En esta etapa se administran altas dosis de metotrexato, con o sin 6-
mercaptopurina, L-asparginasa y citarabina, o bien combinación de dexametasona, 
vincristina, L-asparginasa, doxorrubicina y tioguanina, con o sin ciclofosfamida. En 
ocasiones se realiza una reinducción, que consiste en la repetición del tratamiento de 
inducción con ligeras modificaciones a los tres meses de haber alcanzado la remisión 
completa. 
15, 34
 
1.6.3 Mantenimiento 
 
La etapa de mantenimiento es muy prolongada, ya que se ha comprobado que en 
algunos pacientes con aparente remisión completa, al momento de analizar sus células 
con técnicas de biología molecular, se puede encontrar enfermedad mínima residual 
(EMR), es decir la presencia de clonas leucémicas.
 44
 Por lo que en esta etapa, el 
tratamiento se mantiene por al menos durante dos años con reevaluaciones frecuentes 
para la detección de recaídas. El tratamiento estándar consiste en la administración 
semanal de metotrexato y de 6-MP diariamente,
15
 que aunque pueden ser tolerados 
adecuadamente, tienen un estrecho índice terapéutico.
34, 43
 
Con este esquema de tratamiento, hoy en día aproximadamente el 80% de los niños 
con LAL se recuperan. Este éxito se atribuye a los meses de mantenimiento para 
prolongar la remisión obtenida durante la etapa inicial del tratamiento,
45, 46 
pero además, 
un aumento en la tasa de supervivencia depende de la reducción de toxicidad asociada 
con los medicamentos
47
. 
Ejemplo de ello, es el fármaco 6-MP, que a pesar de los buenos resultados obtenido 
durante las últimas décadas, se le han asociado diversos efectos adversos,
48
 los cuales 
podrían causar la interrupción o suspensión de la quimioterapia, aumentar el riesgo de 
recaída, poniendo en riesgo la vida de los pacientes.
47
 
 
 12 
1.6.4 6-MP en el tratamiento de la LAL 
 
Como se ha visto, el fármaco 6-MP cumple un rol esencial durante todas las etapas del 
tratamiento.
45
 Éste corresponde a un análogo de purinas y puede ser metabolizado por 
tres vías.
49
 En el citoplasma celular es convertido en tioinosina monofosfato (TIMP) 
gracias a la enzima hipoxantina guanina fosforribosiltransferasa (HPRT). 
Subsecuentemente por acción de inosina monofosfato deshidrogenasa (IMDPH) y 
posteriormente por guanosina monofosfato sintetasa (GMPS) es transformado en 
moléculas de 6-tioguanosina monofosfato, difosfato y trifosfato (6-TGMP, 6-TGDP, 6-
TGTP).
 47,48
 Estos metabolitos, mejor conocidos como nucleótidos de tioguanina (TGN, 
por sus siglas en ingles), son antagonistas de purinas y ejercen efectos parcialmente 
citotóxicos por su directa incorporación en el material genético, llevando a la 
interrupción de la síntesis del ADN.
49
 
Otra reacción que compite por 6-MP es la que realiza la enzima xantina oxidasa (XO), 
misma que se encarga de oxidar a 6-MP y cuyo producto final es el ácido 6-tioúrico.
49, 50
 
Una enzima clave en el metabolismo de 6-MP es la enzima tiopurina-S-Metiltransferasa 
(TPMT) que mediante un proceso de metilación en 6-MP genera el metabolito inactivo 
6-metil-mercaptopurina (6 metil-MP). La enzima TPMT participa también en la 
metabolización de TIMP a metil-tioinosina monofosfato (me-TIMP), que inhibe la 
síntesis de novo de purinas (Fig. 3).
47, 48,50
 
El efecto antileucémico de 6-MP está relacionado con interferir en la actividad de las 
enzimas que se encargan del procesamiento del ADN debido a los cambios en la 
estructura de la cadena de ADN después de la incorporación de los TGN.
47
 
 
 
 13 
 
Figura 3. Principales enzimas involucradas en el metabolismo de 6-MP. (Modificado de Stocco, et al., 2009). 
 
1.6.5 Toxicidad asociada a 6-MP 
 
Los efectos adversos de este fármaco se han asociado a la presencia de niveles tóxicos 
de metabolitos de 6-MP circulantes, específicamente de TGN, que son responsables 
directos del efecto citotóxico del fármaco,
51
 generando mielosupresión y hepatoxicidad 
en los pacientes después del tratamiento.
49 
Altos niveles tóxicos de éstas moléculas se 
relacionan directamente con la actividad de la enzima TPMT (su principal vía 
metabólica de eliminación),
47 
puesto que genera un equilibrio entre estos metabolitos y 
6-metil-MP
46
 al disminuir la cantidad disponible de 6-MP para la conversión en TGN.
52
 
Se ha descrito que la variabilidad en este equilibrio está asociado principalmente a 
polimorfismos (alelos múltiples en un locus que afectan a >1% de la población) en el 
gen que codifica a la enzima TPMT, pues se sabe que estos permiten diferenciar a 
individuos con actividad enzimática normal, intermedia o nula.
46, 53
 Estos dos últimos al 
ser tratados con dosis estándares de 6-MP presentaran mayores concentraciones de 
TGN circulantes, lo que generará efectos adversos en estos individuos.
51
 
Por ello, al momento de administrar el tratamiento es importante disminuir la dosis de 
6-MP en los pacientes con actividad enzimática intermedia o nula respecto a los que 
presentan una actividad normal en la enzima, pues ello resulta de suma importancia 
para la eficacia y seguridad del tratamiento.
52
 
 
 14 
1.7 Polimorfismos en el gen TPMT 
 
El gen TPMT es un segmento de ADN de alrededor de 3000pb. Se localiza en el 
cromosoma 6p22 y consta de 10 exones y 9 intrones (Fig. 4). Este gen codifica para una 
enzima citoplasmática compuesta de 245 aminoácidos
53 
y su papel principal es la 
metilación de tiopurinas (6-mercaptopurina, 6-tioguanina y azatioprina) cuya finalidad 
es generar metabolitos inactivos.
54, 55 
 
Figura 4. Tiopurina-S-Metiltransferasa. a) Localización cromosómica (6p22). b) Disposición de los exones 
(cuadros) e intrones (líneas entre exones) en el gen. c) Estructura cristalizada de la proteína (Modificado de 
Genetic Home Reference). 
 
La actividad de la enzimaTPMT es altamente variable y polimórfica. Cerca del 90% 
de los individuos tienen una actividad enzimática normal, el 10% actividad intermedia 
y el 0.3% son de actividad nula, lo cual está directamente relacionado con la presencia 
de polimorfismos en el gen TPMT.
51
 
 
A la fecha, se han descrito 25 polimorfismos asociados a este gen cuyo alelo silvestre 
es representado como TPMT*1. Las variantes TPMT*2, TPMT*3A, TPMT*3B y 
TPMT*3C son las más frecuentes (Fig. 5), abarcando alrededor del 95% de todas las 
mutaciones descritas en el gen reportadas en población caucásica, asiática y 
afroamericana.
55, 57
 
La variante TPMT*2 implica un cambio del nucleótido guanina por citosina en la 
posición 238 del gen (G238C), que se traduce en la sustitución de una alanina por una 
prolina en el codón 80 (Ala80Pro). La variante TPMT*3A contiene dos cambios, 
G460A y A719G, que resultan en la sustitución de alanina por treonina en el codón 
154 (Ala154Thr) y de una tirosina por una cisteína en el codón 240 (Tyr240Cys), 
respectivamente. El alelo TPMT*3B implica el cambio de guanina por adenina en la 
posición 460 (G460A) y en el caso del alelo TPMT*3C existe el cambio A719G (Fig. 
a) b) c) 
 
 15 
5, Tabla 3).
58 
 
Figura 5. Estructura del gen TPMT y sus 4 variantes más representativas. Los cuadros representan los exones 
(azul: región no codificante, verde: región codificante, rosa: localización de AD) (Modificado de Cheok y Evans, 
2006). 
 
Tabla 3. Polimorfismos del gen TPMT. 
Alelos Polimorfismo Exones Cambio de nucleótido Proteína 
TPMT*2 rs1800462 5 G238C Ala80Pro 
TPMT*3A 
rs1800460 
rs1142345 
7 
 
10 
G460A 
 
A719G 
Ala154Thy 
 
Tyr240Cys 
TPMT*3B rs1800460 7 G460A Ala154Thr 
TPMP*3C rs1142345 10 A719G Tyr240Cys 
 
La presencia de los cinco alelos (TPMT*1, *2, *3A, *3B y *3C) es predictiva del 
fenotipo. Así y dado que se heredan de modo codominante, los individuos 
heterocigotos que posean un alelo silvestre y un alelo mutado, presentarán actividad 
intermedia en la enzima TPMT. Mientras tanto, los homocigotos deficientes (dos alelos 
mutados iguales) o heterocigotos compuestos (dos alelos mutados diferentes, ie: 
TPMT*3A/TPMT*3B) tendrán actividad enzimática nula (Tabla 4).
42, 60
 
 
 16 
 
Esto es debido a que las enzimas de TPMT polimórficas son sometidas rápidamente a 
proteólisis, lo que hace que pacientes heterocigotos sólo tengan la mitad del pool 
enzimático disponible para la desintoxicación celular de 6-MP. Así, los pacientes con 
uno o dos AD en el gen TPMT presentarán altos niveles plasmáticos de TGN al recibir 
terapia con tiopurinas, respecto a los pacientes con un genotipo silvestre.
42
 
 
Tabla 4. Genotipos y fenotipos del gen TPMT asociado a la actividad metabólica de 
la enzima. 
Genotipo Fenotipo metabolizador 
TPMT*1/TPMT*1 Actividad enzimática normal 
TPMT*1/TPMT*2 
TPMT*1/TPMT*3A 
TPMT*1/TPMT*3B 
TPMT*1/TPMT*3C 
 
Actividad enzimática intermedia 
 
 
TPMT*2/TPMT*2 
TPMT*2/TPMT*3A 
TPMT*2/TPMT*3B 
TPMT*2/TPMT*3C 
TPMT*3A/TPMT*3A 
TPMT*3A/TPMT*3B 
TPMT*3A/TPMT*3C 
TPMT*3B/TPMT*3B 
TPMT*3B/TPMT*3C 
TPMT*3C/TPMT*3C 
Actividad enzimática nula 
En negrita se observan los genotipos heterocigotos compuestos 
 (Modificado de DiPiero, et al., 2015). 
 
Esto se demostró en un estudio realizado por Relling et al., (1999), donde se observó 
que después de administrar terapia con tiopurinas, los pacientes heterocigotos toleraron 
dosis estándar en un 65% de las semanas previstas para el tratamiento, mientras que 
pacientes homocigotos para un alelo mutado o deficientes solo toleraron el tratamiento 
hasta el 7% de las semanas.
51 
Para abatir este riesgo de toxicidad, existe la recomendación de reducir la dosis de 
tiopurinas del 30 al 70% en pacientes heterocigotos y hasta del 90% en pacientes 
homocigotos y heterocigotos compuestos para AD en el gen TPMT. Con esta medida, 
lo pacientes portadores de AD, en particular los homocigotos y heterocigotos 
 
 17 
compuestos, podrán tolerar la 6-MP sin desarrollar toxicidad excesiva que pudiera 
poner en peligro su vida.
54
 La figura 6 representa la frecuencia de los genotipos silvestres 
y mutados en el gen TPMT y su efecto en la actividad enzimática. 
 
Figura 6. Distribución poblacional de genotipos con actividad enzimática normal, intermedia y nula del gen 
TPMT. wt (alelo silvestre), v (variante alélica) (Tomado de Cheok y Evans, 2006). 
 
Hoy en día se sabe que el gen TPMT exhibe diferencias en la frecuencia de estos 
polimorfismos entre las distintas poblaciones. Ejemplo de ello es el alelo deficiente 
TPMT*3A, el cual muestra una frecuencia mayor en población caucásica respecto a 
otras poblaciones. A su vez, la variante más común reportada en población africana y 
surasiática es TPMT*3C.
62 
1.8 Farmacogenética en el estudio de la LAL 
 
El estudio de las variantes genéticas y su asociación con el tratamiento farmacológico, 
ha permitido modificar y optimizar las terapias de acuerdo a los polimorfismos 
presentes en cada individuo.
63
 En este sentido, la farmacogenética ha mostrado un 
nuevo horizonte en el tratamiento del cáncer, ya que busca identificar la respuesta 
farmacológica individualizada según el genotipo, antes de la administración de un 
medicamento. El objetivo es guiar la individualización de la quimioterapia, reduciendo 
de esta forma la toxicidad y aumentando la eficacia del tratamiento.
59
 
A pesar de la relevancia de este conocimiento, en México, solo algunas instituciones de 
salud, evalúan polimorfismos asociados al metabolismo de fármacos antes de 
administrar un tratamiento. Ejemplo de ello, es la genotipificación del gen TPMT. 
Debido a las implicaciones de las variantes de éste gen en la toxicidad al fármaco 6-MP 
y otras tiopurinas, resulta relevante conocer la frecuencia de estos polimorfismos en la 
población, para saber qué porcentaje de la misma esta propensa a sufrir efectos 
adversos por la administración de éstos medicamentos. 
 
 18 
El primer análisis en donde se evaluó la presencia de polimorfismos del gen TPMT en 
población mexicana se publicó en 2008 por Taja-Chaveb et al., en donde se estudiaron 
38 pacientes adultos con LAL y 108 voluntarios sanos. En sus resultados se detalla que 
el alelo de mayor frecuencia fue TPMT*3A, pero también se reportó una frecuencia 
mayor de los alelos TPMT*2, TPMT*3A y TPMT*3C en los pacientes con LAL 
respecto al grupo de individuos sanos.
64
 
En el segundo trabajo, publicado por González-Del Ángel et al, (2009), se analizaron 
muestras de 360 recién nacidos de la Ciudad de México. En este se reportó que 
aproximadamente 1 de cada 180 personas nacidas en la Ciudad de México podrían 
presentar actividad de la enzima TPMT intermedia o baja. En este estudio, se encontró 
predominantemente a la variante TPMT*3A (5.69% )
65
 
Finalmente, el último estudio realizado en México reportó una frecuencia de AD de 
27.9%, mayor a la reportada en otras poblaciones, donde el alelo deficiente más 
frecuente fue TPMT*3B con un porcentaje de 7.5%, seguido de TPMT*3C con 7.1%, 
TPMT*2 con 6.7% y TPMT*3A con 5.8%.
58 
Debido a las inconsistencias que existen entre estos estudios, resulta relevante conocer 
con qué frecuencia se encuentran estas variantes en población mexicana, y si existen 
diferencias en la frecuencia de las mismas en individuos de población sana, con 
pacientes diagnosticados con LAL. 
Pero además, México al ser repositorio de una amplia diversidad genética humana, 
representada por diferentes grupos indígenas nativos, así como del originado por la 
mezcla con diversos grupos europeos, africanos, asiáticos, etc.,
 66 
podría exhibir 
variabilidad en la frecuencia de estospolimorfismos entre los diferentes grupos étnicos, 
por lo que resulta relevante evaluar la frecuencia de los mismos. 
 
 
 
 
 
 
 
 19 
2 JUSTIFICACIÓN 
 
La LAL es el tipo de cáncer que con mayor frecuencia afecta a la población pediátrica 
y cuya incidencia más alta se ha reportado en niños de población hispana. Aunque los 
países desarrollados han alcanzado una sobrevida mayor al 80%, en nuestro país la tasa 
de mortalidad sigue siendo alta. Uno de los factores que podría estar asociado al alto 
número de decesos, es el hecho de que polimorfismos en genes que codifican proteínas 
metabolizadoras de fármacos antileucémicos, sean más comunes en nuestra población 
respecto a otras. El gen TPMT el cual codifica para una enzima que metaboliza 
fármacos tiopurínicos comúnmente utilizados en el tratamiento de la LAL, es portador 
de SPN, que reducen considerablemente la actividad de su enzima, ocasionando 
efectos adversos en pacientes portadores de estos polimorfismos que podrían poner en 
peligro su vida. Para abatir este riesgo, existe la recomendación internacional de reducir 
la dosis de tiopurinas en pacientes homocigotos y heterocigotos para AD en el gen 
TPMT. Sin embargo, son pocas las instituciones en México que realizan la 
genotipificación de los pacientes antes de que estos fármacos les sean administrados. 
Por esta razón, resulta relevante conocer con qué frecuencia la población pediátrica 
con LAL es portadora de AD en el gen TPMT y si esta varía con respecto a la población 
sana. Pero además, debido a que existen diferencias en las frecuencias de estos 
polimorfismos en las distintas poblaciones y a que México es repositorio de una amplia 
diversidad genética, es de interés conocer si existe una distribución diferencial en la 
frecuencia de estas variantes en pacientes pediátricos mexicanos de dos regiones de 
México. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 20 
3 HIPÓTESIS 
 
Existe una distribución diferencial en la frecuencia de alelos deficientes del gen TPMT 
en pacientes pediátricos con LAL e individuos sanos de la Ciudad de México y 
Yucatán. 
4 OBJETIVOS 
4.1 General 
 
Conocer la frecuencia de alelos deficientes del gen TPMT en pacientes pediátricos con 
LAL e individuos sanos provenientes de la Ciudad de México y del estado de Yucatán. 
4.2 Particulares 
 
Evaluar la frecuencia de los alelos TPMT*2, TPMT*3A, TPMT*3B y TPMT*3C en 
niños con LAL y controles sanos de la Ciudad de México. 
Conocer la frecuencia de los alelos TPMT*2, TPMT*3A, TPMT*3B y TPMT*3C 
en pacientes pediátricos con LAL e individuos sanos del Estado de Yucatán. 
Determinar si existen diferencias en las frecuencias de AD del gen TPMT entre 
población sana de la Ciudad de México y Yucatán. 
Determinar si existen diferencias en las frecuencias de AD del gen TPMT entre 
nuestra población y otras poblaciones. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 21 
5 MATERIAL Y MÉTODO 
5.1 Población de estudio 
 
En el estudio se incluyeron 812 individuos provenientes de ocho Instituciones de Salud 
de la Ciudad de México y dos Instituciones del Estado de Yucatán. Seiscientos setenta 
y tres fueron de la Ciudad de México (331 pacientes pediátricos con diagnóstico clínico 
de LAL y 342 individuos sanos) y ciento treinta y nueve niños de Yucatán (60 casos 
con LAL y 79 niños sanos). El estudio contó con firma de carta de consentimiento 
informado de los padres o tutores de los pacientes. 
5.1.1 Criterios de inclusión 
 
Casos 
 Individuos menores de 17 años con diagnóstico clínico de LAL, que no 
recibieron tratamiento antileucémico antes de la toma de muestra. 
Controles 
 Individuos sanos, sin antecedentes de LAL y otras enfermedades neoplásicas, 
autoinmunes o crónico inflamatorias. 
5.1.2 Criterios de exclusión 
 
Casos 
 Pacientes con trasplante de médula ósea por otra causa y aquellos con 
diagnóstico de cualquier otra enfermedad crónica concomitante. 
Controles 
 Individuos que recibieron alguna transfusión sanguínea o que presentaban 
diabetes, enfermedades autoinmunes o inflamatorias. 
5.1.3 Criterios de eliminación 
 
Casos y controles 
 Muestras que no hayan cumplido con la integridad del ADN y cuya 
concentración haya sido menor a la requerida para el estudio. 
 
 22 
5.2 Extracción de ADN 
 
La extracción de ADN de los pacientes con LAL pediátricos provenientes de la Ciudad 
de México fue realizada a partir de muestras de saliva, mientras que la de los pacientes 
de Yucatán y el total de controles fue realizada utilizando sangre periférica (éstas últimas 
se mantuvieron con 3ml de anticoagulante EDTA). 
Para la extracción de ADN genómico a partir de saliva se utilizó el kit de purificación 
ORAGENE (DNA Genotek Inc. Ontario, Ca.). Mediante tubos colectores provistos 
de un líquido estabilizador, fueron colectados 2ml de saliva que fueron agitados por 
inversión durante 5s. Las muestras se incubaron por 3 horas a una temperatura de 
50
O
C. Posteriormente, y a temperatura ambiente, los tubos se agitaron con vórtex 
durante 30s. Un volumen de 500μl fue trasferido a un tubo de 2ml. Una vez realizado 
lo anterior, se adicionaron 35μl de precipitador de proteínas. Las muestras se agitaron 
en vortex vigorosamente y se incubaron en hielo durante 15min. Transcurrido ese 
tiempo, las muestras se centrifugaron a 13 000rpm durante 7min. Los microtubos 
fueron sacados de la centrifuga cuidando de no mezclar el precipitado con el 
sobrenadante. Éste último se traspasó a un tubo nuevo de 2ml al que se le adicionaron 
600μl de alcohol absoluto a 4OC. Para la precipitación del ADN el alcohol fue mezclado 
por inversión 20 veces y las muestras se incubaron a temperatura ambiente por 10min. 
Las muestras se centrifugar a 13 000rpm pero esta vez por 3min. El sobrenadante fue 
decantado y los tubos se dejaron secar en papel absorbente por 20min. Para lavar el 
ADN se añadieron 400μl de alcohol al 70% y los tubos se agitaron en vórtex por 15s. 
Las muestras se dejaron reposar por 3min y se llevaron a centrifugar a 13 000rpm por 
un min. El sobrenadante fue decantado y el ADN se dejó secar invirtiendo el microtubo 
en papel absorbente por 40min. Para hidratar, se añadieron 100μl de buffer TE. 
Para la extracción de ADN a partir de sangre periférica, se utilizó el Kit QIAGEN 
Blood (QIAGEN, GmbH d-40724, Hilden). La obtención de los leucocitos se realizó 
mediante centrifugación de las muestras a 3 000rpm durante 15min. El plasma fue 
separado y posteriormente los leucocitos se transfirieron a un tubo Falcón de 15ml. 
Las células fueron lavadas con 10ml de solución de lisis de eritrocitos y centrifugadas a 
3 000rpm por 15min para obtener el botón de leucocitos. Después de realizar de dos 
a tres lavados con esta solución y haber decantado el sobrenadante, se adicionaron 3ml 
de solución de lisis celular al botón de células blancas. Para la completa lisis celular se 
agitó vigorosamente en vórtex durante 1min. Se dejó reposar toda la noche y pasado el 
tiempo se agregaron 3ml de solución precipitadora de proteínas, y se agitó 
vigorosamente en el vórtex durante 1min. Esta fue llevada a centrifugar a 3 500rpm 
 
 23 
durante 10min y el sobrenadante fue transferido a un tubo nuevo. A este se le 
adicionaron 5ml de isopropanol. Las hebras de ADN se hicieron evidentes después de 
agitar el tubo por inversión. Se incubó por 15min y se centrifugó a 3 500rpm por 5min. 
Para su lavado se adicionó 1μl de etanol al 70% y nuevamente se centrifugó. El etanol 
fue decantado y el remanente se dejó evaporar durante 30min. Finalmente con ayuda 
de una pipeta se extrajo el ADN y este fue diluido en 500μl de buffer TE. 
5.2.1 Cuantificación del ADN 
 
La concentración y el grado de contaminación del ADN por proteínas y solventes 
orgánicos se obtuvo utilizando un espectrofotómetro (Nanodrop ND-1000), el cual 
midió las absorbancias a una longitud de onda de 260, 280 y 230nm respectivamente.5.2.2 Integridad del ADN 
 
La evaluación de la integridad del ADN se realizó mediante electroforesis con geles de 
agarosa al 1%. En los geles se cargaron 3μl de GelRed ™ como intercalador, 3μl de 
acarreador y 5μl de ADN de las muestras. La electroforesis se corrió a 120 volts por 40 
minutos en un buffer TBE al 1X. Finalmente con un transiluminador de luz UV se 
observaron las bandas de ADN genómico. 
5.3 Genotipificación del gen TPMT 
 
La técnica de discriminación alélica se basa en detectar variaciones de un solo 
nucleótido en la secuencia de ADN. Cada polimorfismo es detectado empleando dos 
sondas, cada una específica para cada alelo. Las sondas poseen un fluorocromo en el 
extremo 5’ (VIC para el alelo 1 y FAM para el alelo 2) y un quencher en el extremo 
3’. Cuando ambos fluorocromos están unidos a la sonda, el reportero no emite señal, 
pero si la sonda hibrida con la secuencia complementaria durante la reacción de PCR, 
la actividad exonucleasa de la Taq polimerasa corta al fluorocromo reportero del resto 
de la sonda, permitiendo la emisión de una señal fluorescente que se va acumulando 
en los sucesivos ciclos de PCR (Figura 7). Esta señal es detectada mediante un equipo. 
 
 24 
 
Figura 7. Mecanismo de discriminación alélica por sondas Taqman. 
 
Si la muestra es homocigota para el alelo 1, sólo se detectará la fluorescencia emitida por el 
fluorocromo VIC, mientras que si es homocigota para el alelo 2 se detectará la fluorescencia 
de FAM. Si la muestra es heterocigota, ambas sondas emitirán fluorescencia (Fig. 8). 
 
Figura 8. Fluorescencia emitida por sondas Taqman. 
 
 25 
Para llevar a cabo la genotipificación de los polimorfismo TPMT*1, TPMT*2, TPMT*3A, 
TPMT*3B y TPMT*3C se emplearon las sondas descritas en la Tabla 5 (Applied Biosystems 
Foster City, CA, USA). 
Tabla 5. Sondas empleadas para la discriminación alélica del gen TPMT. Se observan 
los alelos detectados por los fluorocromos y los cambios de aminoácidos. 
Sonda Polimorfismo Posición Vic/Fam 
Alelo 
mutado 
Cambio de 
aminoácido 
C__120991552_30 rs1800462 Chr.6: 18143955 C/G C Ala/Pro 
CC__30634116_20 rs1800460 Chr.6: 18139228 T/C T Ala/Thr 
C_____19567_20 rs1142345 Chr.6: 18130918 C/T C Tyr/Cys 
 
Para la preparación de las placas se realizaron diluciones de las muestras de ADN a 
6μg/μl. En placas de 96 pozos se adicionaron 5μl de cada dilución, por lo que cada 
pozo tuvo una concentración final de 30ng por muestra. Las placas se dejaron liofilizar 
a temperatura ambiente por un día. 
Para llevar a cabo las reacciones de PCR punto final se utilizaron 2.5μl de Master Mix 
(provista por el kit TaqMan® Universal PCR Appied Biosystems), 0.08μl de sonda y 
2.42μl de agua para cada muestra. Se realizó un mix de reacción para 96 muestras con 
las concentraciones que se observan en la Tabla 6. El mix fue mantenido en hielo hasta 
su uso. 
Tabla 6. Mezcla de reacción para PCR punto final. 
Reactivos 
Volumen 
1X 96X 
H2O grado Molecular 2.42μl 232.3μl 
Universal PCR Master Mix 2.50μl 240.0μl 
Sonda 0.08μl 7.7μl 
Volumen final 5μl 480μl 
 
La mezcla de reacción fue alicuotada en una tira de 8 tubos para PCR (60μl por tubo) 
para que posteriormente con ayuda de una pipeta multicanal se dispensaran 5ul de la 
 
 26 
mezcla reacción en cada pozo de una placa previamente etiquetada y colocada en un 
cooler. 
La placa fue sellada con una cubierta óptica y se llevó a centrifugar por unos segundos. 
Finalmente se colocó un pad sobre la placa y se metió a un termociclador GeneAmp 
PCR System 9700 cuyas condiciones de termociclado se observan en la Figura 9. 
 
Figura 9. Condiciones de termociclador para PCR punto final. 
 
La lectura de fluorescencia para la determinación de los genotipos se llevó a cabo en el 
equipo de tiempo real 7900HT Fast Real-Time PCR System. 
Para la obtención de los genotipos se utilizó el programa QuantStudio 6 Flex Real-
Time PCR. Se observó la fluorescencia de FAM cuando se trataba de alelos normales, 
y de VIC al ser alelos mutados. Si ambos emitían fluorescencia se trataba de individuos 
heterocigotos. 
Los fenotipos fueron asignados conforme se describe en la Tabla 7. 
 
 
 
 
 
 
 27 
Tabla 7. Genotipos utilizados para la determinación de los fenotipos de la enzima 
TPMT. 
 
Genotipo 
Exones con SNPs 
Fenotipo metabolizador 
5 7 10 
TPMT*1/TPMT*1 GG GG AA Actividad enzimática normal 
TPMT*1/TPMT*2 GC GG AA 
Actividad enzimática 
intermedia 
TPMT*1/TPMT*3A GG GA AG 
TPMT*1/TPMT*3B GG GA AA 
TPMT*1/TPMT*3C GG GG AG 
TPMT*2/ TPMT*2 CC GG AA 
 
Actividad enzimática nula 
 
TPMT*2/ TPMT*3A CG GA AG 
TPMT*2/TPMT*3B CG GA AA 
TPMT*2/TPMT*3C CG GG AG 
TPMT*3A/TPMT*3A GG AA GG 
TPMT*3A/TPMT*3B GG AA AG 
TPMT*3A/TPMT*3C GG GA GG 
TPMT*3B/TPMT*3B GG AA AA 
TPMT*3C/TPMT*3C GG GG GG 
 
5.4 Validación por secuenciación 
 
La validación de los genotipos se realizó por secuenciación capilar utilizando el Kit 
BigDye Terminator v3.1 bajo las especificaciones del proveedor (Applied Biosystems, 
Foster City, CA) utilizando el equipo ABI 3730XL. Para ello se diseñaron los primers 
de los exones 5, 7 y 10 (Tabla 8) del gen TPMT utilizando el programa Primer 3. 
Tabla 8. Secuencia de primers de los exones 5, 7 y 10 del gen TPMT. 
Exones Secuencias de oligonucleótidos 
5 
Forward: 5´ TGCATGTTCTTTGAAACCCTAT 
Reverse: 5´AATAGGAACCATCGGACACATG 
7 
Forward: 5´TGTTGAAGTACCAGCATGCAC 
Reverse: 5´ACTTTTTAGACAAAGCTAGTAT 
10 
Forward: 5´ACCGCACCCAGCCAATTTTGA 
Reverse: 5´ACAGGTAACACATGCTGATTGG 
 
 28 
5.4.1 PCR y purificación de amplicones 
 
Las reacciones de PCR (Touch Down) se llevaron a cabo utilizando 1μl de cada primer 
a 50ng/µl, 28µl de FastStart PCR Master Roche, 50µg de DNA y 18.5µl de agua. El 
programa PCR incluyo un paso inicial de desnaturalización a 95°C por 10min, seguido 
de 35 ciclos (desnaturalización a 95°C por 20s, alineación a 60°C por 30s y extensión a 
72°C por 30s). En el último ciclo la extensión fue de 7min. 
Los amplicones fueron purificados a través de columnas con el kit QIAquick PCR 
Purification (QUIAGEN). Se agregaron 200µl del Buffer PB al producto de PCR, 
mezclando y transfiriendo la solución a la columna del Kit. Posteriormente, se 
centrifugó la columna a 13 000rpm por 1min y se desechó el filtrado. Enseguida a la 
columna se le añadieron 750µl del buffer PE y ésta fue centrifugada a 13 000rpm por 
1min. Se eluyó el producto en 25µl de agua grado molecular. Los productos purificados 
fueron cuantificados en el NanoDrop y se diluyeron en agua a una concentración de 
15ng/µl en un volumen de 20µl para realizar las reacciones de secuenciación. 
5.4.2 Reacción de secuenciación 
 
La técnica de secuenciación consiste en incorporar nucleótidos modificados 
(dideoxinucleótidos) que no poseen el grupo hidroxilo (-OH) en el extremo 3'. El ADN 
se sintetiza in vitro utilizando el molde de la cadena que se desea secuenciar, un exceso 
de nucleótidos deoxi (dATP, dGTP, dCTP y dTTP), una pequeña cantidad de dideoxi 
específicos (ddATP, ddGTP, ddCTP o ddTTP), un cebador y la enzima polimerasa. 
La incorporación de un nucleótido dideoxi hará que termine el proceso de síntesis. 
Esto se debe a que la polimerasa necesita un grupo hidroxilo en la posición 3' para 
poder agregar el siguiente nucleótido. Así, el grupo hidroxilo evitará la formación del 
puente fosfodiéster con el siguiente nucleótido y la elongación de la cadena se termina 
en ese punto. Lo anterior genera fragmentos de distintos tamaños, los cuales serán 
utilizados para determinar la secuencia del templado. Las lecturas se hacen de manera 
automatizada con ayuda de un secuenciador (Fig. 10). Este indicara por la fluorescencia 
emitida si los alelos se encontraron de forma homocigota (viéndose una sola banda en 
la posición del alelo) o heterocigota (observándose traslapadas dos bandas). En la Figura 
11 se ejemplifican algunas secuencias. 
 
 29Figura 10. Secuenciación automática del ADN. 
 
a) 
 
b) 
 
c) 
 
Figura 11. Electroferograma de AD. a) rs1800462: heterocigoto GC; b) rs1800460: homocigoto TT; c) 
rs1800460: heterocigoto CT. 
 
 30 
5.5 Análisis estadístico 
 
Se estimaron las frecuencias genotípicas y alélicas por conteo directo. Las frecuencias 
alélicas se calcularon dividiendo el número de veces en que los alelos de un genotipo 
particular están presentes en la población de estudio, entre el número total de alelos de 
la población analizada. Para estimar las frecuencias genotípicas, se realizó el mismo 
procedimiento, pero en lugar de considerar alelos fueron considerados los genotipos. 
Se calculó el equilibrio de Hardy-Weinberg mediante el programa FINNETTI. 
Para evaluar si existían diferencias en las frecuencias alélicas entre grupos de casos e 
individuos sanos; así como en los grupos de la Ciudad de México y Estado de Yucatán 
se realizó la prueba de ji-cuadrada utilizando el programa STATCALC (EPIINFO 
2005 V.3.2; Centers of Disease and Prevention, Atlanta, GA, USA). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 31 
6 RESULTADOS 
 
Fueron analizados en este estudio un total de 812 individuos; de estos 391 casos 
diagnosticados con LAL (331 provenientes de la Ciudad de México y 60 del estado de 
Yucatán) y 421 individuos sanos (342 de la Ciudad de México y 79 niños de Yucatán). 
En la Tabla 9 se describen las características clínicas de los individuos incluidos en el 
estudio. 
Tabla 9. Características clínicas de los individuos. 
Características Clínicas 
Ciudad de México Yucatán 
Sanos 
n(%) 
Casos 
n(%) 
Sanos 
n(%) 
Casos 
n(%) 
Genero 
Masculino 149(44) 186(56) 46(58) 27(45) 
Femenino 193(56) 145(44) 33(42) 33(55) 
Edad promedio (sd) 42.7±13.4 8.5±4.8 7±4.9 6.4±3.7 
WCB (x10
9
/l) 
<10 … 129 (39) … … 
10-49.99 … 86 (26) … … 
50-99.99 … 23 (7) … … 
>100 … 93 (28) … … 
FAB 
L1 … 225 (68) … … 
L2 … 103 (31) … … 
L3 … 3 (1) … … 
Immunofenotipo 
Células B … 305 (92) … … 
Células T … 23 (7) … … 
Ambos fenotipos … 3 (1) … … 
Estratificación de riesgo 
Estándar … 152 (46) … … 
Alto riesgo … 179 (54) … … 
 
Una vez realizadas las extracciones de ADN de los pacientes según la metodología 
descrita, se verificó su integridad mediante geles de agarosa. En la Figura 12 se 
ejemplifica la integridad de muestras de ADN de pacientes con LAL. 
 
 32 
 
Figura 12. Gel de integridad de ADN de muestras de saliva. Gel de agarosa al 1% usando GelRed como 
intercalante. Carril 1: marcador de peso molecular, carril 2-7: LAL1-LAL7. 
 
Después de verificar que las muestras cumplieran con los criteritos establecidos, éstas 
fueron genotipificadas con la finalidad de obtener las frecuencias alélicas y genotípicas. 
Los resultados obtenidos fueron validados por secuenciación destacando que el total 
de muestras secuenciadas coincidieron con el genotipo establecido por el equipo punto 
final. 
6.1 Frecuencias alélicas 
 
En el total de muestras analizadas, el alelo silvestre TPMT*1 mostró una frecuencia 
alélica similar entre individuos sanos (94.9%) y casos con LAL (94.6% ). De la misma 
forma, los AD se encontraron en el 5.1 y 5.4%, respectivamente. Cabe mencionar que 
el AD más frecuente fue TPMT*3A (4.7 y 4.4% en población sana y casos con LAL, 
respectivamente), en comparación con los alelos TMPT*3B, TMPT*3C y TPMT*2, 
que en conjunto representaron menos del 1% (Tabla 10). 
Después de estratificar por estado de origen, la distribución de los AD revelo 
diferencias entre la población de casos de la Ciudad de México (5.1%) con respecto al 
estado Yucatán (7.5%). 
 
 
 
 33 
Tabla 10. Frecuencias alélicas de las variantes del gen TPMT en individuos sanos y 
pacientes pediátricos con LAL provenientes de la Ciudad de México y del estado de 
Yucatán. 
POBLACIÓN ANALIZADA 
ALELOS 
Ciudad de México Yucatán 
Total de 
individuos 
sanos 
Total de 
casos LAL 
Sanos n (%) LAL 
n (%) 
Sanos 
n (%) 
LAL 
n (%) 
Sanos 
n (%) 
LAL 
n (%) 
TMPT*1 649 (94.9) 628 (94.9) 150 (95) 111 (92.5) 799 (94.9) 739 (94.6) 
TMPT*3A 32 (4.7) 28 (4.2) 7 (4.4) 7 (5.9) 39 (4.7) 35 (4.4) 
TPMT*3B 1 (0.1) 0 0 1 (0.8) 1 (0.1) 1 (0.1) 
TMPT*3C 0 6 (0.9) 0 0 0 6 (0.8) 
TPMT*2 2 (0.3) 0 1 (0.6) 1 (0.8) 3 (0.3) 1 (0.1) 
AD total 35 (5.1) 34 (5.1) 8 (5) 9 (7.5) 43 (5.1) 43 (5.4) 
N total 684 (100) 662 (100) 158 (100) 120 (100) 842 (100) 782 (100) 
 
6.2 Frecuencia de genotipos y fenotipos 
6.2.1 Población General 
 
Los resultados del análisis de genotipos de individuos sanos, mostraron que la 
frecuencia del alelo TPMT*1 en condición homocigota, es decir, aquellos que 
presentaron ambos alelos que determinan una actividad enzimática normal 
(TMPT*1/TPMT*1) correspondió al 90.5% de todos los participantes. En términos 
de su distribución por entidad de origen, el grupo de la Ciudad de México se observó 
con una frecuencia del 90% y en el de Yucatán del 92.4%. 
Por otra parte, el genotipo TPMT*1/TPMT*3A, el cual define una actividad 
intermedia de la enzima, se encontró con mayor frecuencia en el grupo de la Ciudad 
de México (8.8%), en comparación con el grupo de Yucatán (3.8%). 
En cuanto a los demás genotipos asociados a fenotipos de actividad intermedia, el 
genotipo TPMT*1/TPMT*3B se encontró en un sólo individuo de la Ciudad de 
México, pero en ninguno de Yucatán. TPMT*1/TPMT*3C no fue detectado en 
ninguno de los grupos de individuos sanos analizados. Finalmente, el genotipo 
TPMT*1/TMPT*2 se encontró con una frecuencia de 0.6% de la población sana de 
la Ciudad de México y en 1.3% en Yucatán. 
En relación a los genotipos con actividad enzimática nula, se observó la presencia de la 
variante TPMT*3A en condición homocigota en 3(0.7%) del total de individuos sanos 
 
 34 
analizados, observándose una mayor frecuencia en población Yucateca en 
comparación con la de la Ciudad de México (2.5 y 0.3%, respectivamente) 
Cabe resaltar que no se encontraron heterocigotos compuestos en ninguno de los 
grupos sanos analizados (Tabla 11). 
Tabla 11. Frecuencias genotípicas de las variantes del gen TPMT en individuos sanos 
de la Ciudad de México y Yucatán. 
GENOTIPOS 
FRECUENCIAS GENOTÍPICAS 
Ciudad de 
México 
Yucatán Total 
n (%) n (%) n (%) 
TMPT*1/TPMT*1 308 (90.0) 73 (92.4) 381(90.5) 
TMPT*1/TPMT*3A 30 (8.8) 3 (3.8) 33 (7.9) 
TPMT*1/TPMT*3B 1 (0.3) 0 1 (0.2) 
TPMT*1/TPMT*3C 0 0 0 (0) 
TPMT*3A/TPMT*3A 1 (0.3) 2 (2.5) 3 (0.7) 
TPMT*1/TMPT*2 2 (0.6) 1 (1.3) 3 (0.7) 
Total de portadores de AD 34 (10.0) 6 (7.6) 40 (9.5) 
N total 342 (100) 79 (100) 421 (100) 
 
6.2.2 Población con LAL 
 
En el análisis del grupo de pacientes pediátricos con LAL, el genotipo 
TPMT*1/TPMT*3A, fue el más común, exhibiendo una frecuencia de 8.5%. El 
análisis estratificado por origen, revelo que 7.9% de los pacientes de la Ciudad de 
México y 11.6% de los pacientes del estado de Yucatán fueron portadores de esta 
variante genotípica (Tabla 12). 
Respecto al genotipo TPMT*1/TPMT*3B, este sólo fue observado en 1 de los 
pacientes del estado de Yucatán. La variante TPMT*1/TPMT*3C se encontró en 6 de 
los pacientes de la Ciudad de México y en 1 de los pacientes de Yucatán. En ninguno 
de los casos con LAL se encontró el genotipo TPMT*1/TPMT*2 (Tabla 12). La 
variante polimórfica TPMT*3A en condición homocigota se encontró en el 0.2% del 
total de los casos con LAL analizados. 
 
 
 
 35 
Tabla 12. Frecuencias genotípicas de las variantes del gen TPMT en pacientes 
pediátricos con LAL de la Ciudad de México y Yucatán. 
GENOTIPOS 
FRECUENCIAS GENOTÍPICAS 
Ciudad de 
México 
Yucatán Total 
LAL n (%) LAL n (%) LAL n (%) 
TMPT*1/TPMT*1 298 (90.0) 51 (85) 349 (89.3) 
TMPT*1/TPMT*3ª 26 (7.9) 7 (11.6) 33 (8.5) 
TPMT*1/TPMT*3B 0 1 (1.7) 1 (0.2) 
TPMT*1/TPMT*3C 6 (1.8) 1 (1.7) 7 (1.8) 
TPMT*3A/TPMT*3A 1 (0.3) 0 1 (0.2) 
TPMT*1/TMPT*2 0 0 0 
Total de