Analisis-de-polimorfismos-relacionados-con-infertilidad-idiopatica-en-pacientes-masculinos-mexicanos

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
 
 
 
 
 
UNAM IZTACALA 
 
 
 
“ANÁLISIS DE POLIMORFISMOS RELACIONADOS CON 
INFERTILIDAD IDIOPÁTICA EN PACIENTES 
MASCULINOS MEXICANOS” 
 
 
 
 
 
 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
B I Ó L O G O 
P R E S E N T A : 
R I C AR D O H E R N Á N D E Z C O R N E J O 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DIRECTORA DE TESIS: 
DRA. HAYDEÉ ROSAS VARGAS 
 
 
 
 
 
Los Reyes Iztacala, Tlalnepantla, México, Marzo 2010 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
DEDICATORIA 
 
 
 
 
A mis padres (Avelino y Minerva) por su apoyo y esfuerzo de toda la vida. 
A mi esposa (Rosa Elia) por su comprensión en todo momento. 
A mis hijas (Ilse e Ingrid) mi mayor orgullo y felicidad 
Y a mis hermanos Josué, Saúl y Elena 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
 
 A Dra. Haydeé Rosas por su apoyo, comprensión, paciencia y sus enseñanzas durante la 
realización de este proyecto. 
 
 
 
 Al Dr. Ramón Coral también mi director de tesis por sus contribuciones y observaciones 
durante mi instancia en laboratorio de genética humana, Centro Médico Siglo XXI. 
 
 
 
 Al Dr. Javier Estrada por sus enseñanzas y apoyo durante el análisis por GeneScan. 
 
 
 
 A mis sinodales: Dr. Elías Piedra, Dr. Sergio Vaca, M. en C. Irma Elena Dueñas y Dr. 
Diego Julio Arenas, por sus atinadas observaciones al manuscrito final. 
 
 
 
 A mis compañeros y amigos de laboratorio (Bladimir, Manuel, Rocío, Adrian, 
Alexandra, Gabriel, Liliana, Omar, Benjamín y Javier) por hacer grata mi instancia y por 
compartirme sus experiencias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo I 
 
ÍNDICE 
 Página 
Índice de Tablas. III 
Índice de Figuras. IV 
RESUMEN. V 
1 INTRODUCCIÓN. 1 
 1.1 Definición de Infertilidad. 1 
 1.2 Etiología y Epidemiología. 1 
 1.2.1 Trastornos Endocrinos del Eje Hipotálamo-Hipofisiario. 3 
 1.2.2 Trastornos Vasculares. 3 
 1.2.3 Procesos Infecciosos. 3 
 1.2.4 Trastornos Genéticos. 4 
 1.2.4.a Infertilidad Masculina con un Defecto Genético Único. 4 
 1.2.4.b Infertilidad Masculina con un Defecto Cromosómico. 5 
 1.2.5 Otras Causas de Infertilidad. 5 
 1.3 Receptor de Andrógenos. 6 
 1.3.1 Estructura y Organización 6 
 1.3.2 Función de los Andrógenos en el Sistema Reproductor Masculino. 8 
 1.4 Receptor de Estrógenos. 9 
 1.4.1 Estructura y Organización. 9 
 1.4.2 Función de los Estrógenos en el Sistema Reproductor Masculino. 12 
 1.5 Mecanismos de Acción de los Receptores Nucleares. 13 
 1.6 Definición de Polimorfismo Genético. 14 
 1.7 Polimorfismos en el Receptor de Andrógenos. 15 
 1.8 Polimorfismos en el Receptor de Estrógenos-α. 16 
 1.9 Expansión de Trinucleótidos repetidos. 17 
2 JUSTIFICACIÓN. 20 
3 OBJETIVOS. 21 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo II 
 
 3.1 Objetivo General. 21 
 3.2 Objetivos Particulares. 21 
4 MATERIAL Y MÉTODOS. 22 
 4.1 Grupo de Estudio. 22 
 4.2 Obtención de DNA Genómico. 22 
 4.3 Análisis de Trinucleótidos Repetidos (CAG)n en el Receptor de 
Andrógenos. 
23 
 4.3.1 PCR. 23 
 4.3.2 Análisis Mediante GeneScan. 24 
 4.3.3 Secuenciación de DNA. 24 
 4.4 Análisis de Polimorfismos en el Receptor de Estrógenos-α. 25 
 4.4.1 PCR. 25 
 4.4.2 Análisis de los Polimorfismos Pvu II y Xba I del RE- α. 26 
 4.5 Análisis Estadístico. 26 
5 RESULTADOS. 28 
 5.1 Análisis de Trinucleótidos Repetidos (CAG)n en el Receptor de 
Andrógenos. 
28 
 5.2 Análisis de Polimorfismos Pvu II y Xba I en el gen de Receptor de 
Estrógenos- α. 
31 
6 DISCUSIÓN. 36 
7 CONCLUSIONES. 43 
8 REFERENCIAS. 44 
ABREVIATURAS 53 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo III 
 
ÍNDICE DE TABLAS. 
 
 Página. 
Tabla 1 Valores normales de los parámetros de semen. 2 
Tabla 2 
Nomenclatura para las patologías descubiertas en el análisis del 
semen. 
2 
Tabla 3 Características principales del Receptor de Andrógenos. 8 
Tabla 4 
Características principales de las isoformas del Receptor de 
Estrógenos. 
11 
Tabla 5 Secuencia de oligonucleótidos utilizados para los ensayos de PCR. 25 
Tabla 6 
Promedio y rango de la longitud de tripletes repetidos (CAG)n en los 
grupos de estudio. 
29 
Tabla 7 
Distribución de frecuencias genotípicas y alélicas del polimorfismo 
Pvu II en el receptor de estrógenos-α. 
32 
Tabla 8 
Distribución de genotipos y frecuencias alélicas del polimorfismo 
Xba I en el receptor de estrógenos-α. 
33 
Tabla 9 
Distribución de genotipos y frecuencias alélicas del polimorfismo 
Pvu II en el Receptor de Estrógenos-α en diferentes poblaciones. 
34 
Tabla 10 
Distribución de genotipos y frecuencias alélicas del polimorfismo 
Xba I en el receptor de Estrógenos-α en diferentes poblaciones. 
34 
Tabla 11 Datos hormonales de pacientes azoospermicos y oligozoospermicos 35 
Tabla 12 
Estudios previos publicados de tripletes repetidos (CAG)n en gen RA 
entre hombres infértiles y hombres fértiles (control). 
40 
 
 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo IV 
 
ÍNDICE DE FIGURAS. 
 Página. 
Figura 1 Estructura del gen y proteína del RA. 7 
Figura 2 Estructura del gen y proteína del RE-α y RE-β. 10 
Figura 3 Mecanismo general de acción de los receptores nucleares. 14 
Figura 4 Mecanismo de formación de los trinucleótidos repetidos. 18 
Figura 5 
Localización y secuencia de los sitios de restricción de las enzimas 
Pvu II y Xba I. 
27 
Figura 6 Electroferograma de análisis por GeneScan. 28 
Figura 7 Secuenciación de trinucleótidos repetidos. 29 
Figura 8 
Grafico de distribución del número de tripletes repetidos en el RA 
en individuos mestizos fértiles y en pacientes infértiles 
30 
Figura 9 
Grafico de distribución del número de tripletes repetidos en el RA 
en individuos mestizos fértiles y en pacientes azoospermicos y 
oligozoospermicos. 
30 
Figura 10 Análisis de genotipos de los polimorfismos Xba I y Pvu II del RE-α 31 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
RESUMEN. 
 
 La infertilidad masculina es responsable de cerca del 40%de los problemas de 
infertilidad. Debido a su carácter multifactorial, se han estudiado las posibles causas de esta 
patología encontrando que un porcentaje considerable corresponde a un origen genético. 
Con base en el papel fundamental de los andrógenos y estrógenos sobre el desarrollo y 
mantenimiento del tracto reproductor masculino, se han realizado estudios encaminados a 
determinar si polimorfismos en los genes que codifican los receptores de estas hormonas 
contribuyen al desarrollo de la infertilidad idiopática masculina. Se ha descrito que la 
extensión o la contracción en el número de trinucleótidos repetidos CAG en el exón 1 del 
receptor de andrógenos se relaciona con el desarrollo de azoospermia y oligozoospermia en 
poblaciones de diversas etnias. Por otro lado, los polimorfismos Pvu II y Xba I en el intrón 
1 del receptor de estrógenos alfa, se han asociado con infertilidad masculina. Con base en 
estos antecedentes, en el presente estudio se analizó la asociación de estos polimorfismos 
en un grupo de 93 pacientes infértiles mestizos mexicanos, clínicamente diagnosticados con 
azoospermia u oligozoospermia idiopática y 141 mestizos sanos fértiles. El análisis de 
trinucleótidos repetidos CAG en el exón 1 del RA, el grupo fértil vs oligozoospermia 
muestra una tendencia asociativa entre un mayor número de trinucleótidos repetidos y esta 
patología, aún cuando el promedio de repetidos en el grupo fértil es mayor que el reportado 
para otras poblaciones. Por otra parte la frecuencia del polimorfismo Pvu II en el intrón 1 
del RE-α muestra deferencias significativas al comparar el grupo control con el grupo de 
pacientes azoospermicos (χ
2
α 0.05 = 21.2; P=0.001) y con el grupo oligozoospermico (χ
2
α 0.05 
= 12.78; P= 0.01). En relación al polimorfismo Xba I del mismo gen, no se encontraron 
diferencias significativas entre los diferentes grupos. Estos resultados nos indican que un 
número alto de repetidos CAG en el gen de RA y el polimorfismo Pvu II en el intrón 1 del 
gen de RE-α se asocian con un mayor riesgo de infertilidad masculina por 
azoospermia/oligozoospermia en población mexicana. 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
 
1 INTRODUCCIÓN 
 
1.1 Definición de Infertilidad 
 
La infertilidad es la incapacidad de una pareja para concebir un embarazo después de un 
año de tener relaciones sexuales sin ningún tipo de protección anticonceptiva (WHO., 2000; 
Rowe et al., 1993). Se ha clasificado en primaria cuando nunca se ha logrado un embarazo, 
y secundaria cuando previamente se han logrado otros (Pérez, 2002; Rowe et al., 2000). 
 
1.2 Etiología y Epidemiología 
 
 Se estima que el problema de la infertilidad afecta al 15% de las parejas en edad 
reproductiva, de las cuales solo el 15% acuden a un tratamiento médico. Cerca del 40% lo 
constituyen factores femeninos, otro porcentaje igual se le atribuye a factores masculinos, 
aproximadamente 5 al 10% lo constituyen factores en ambos miembros de la pareja y 5 al 
10% se le atribuye a factores de etiología desconocida (Comhaire, 1997; Forti et al., 1998). 
 
 La infertilidad masculina ha sido vinculada con una multitud de irregularidades 
incluyendo el número de espermatozoides, su motilidad y morfología. En la tabla 1 se 
definen los valores normales de parámetros de semen mientras que en la tabla 2 se enlistan 
las anormalidades regularmente identificadas en la infertilidad masculina. 
 
La reducción de la fertilidad puede ser resultado de problemas congénitos relacionados 
con anormalidades urogenitales, así como infecciones del tracto genital, incremento de la 
temperatura del escroto, disturbios endocrinos, anormalidades genéticas y factores 
inmunológicos. 
 
Debido a que no existen datos estadísticos a nivel mundial que nos permitan conocer el 
origen y la frecuencia de la infertilidad masculina, se hacen aproximaciones regionales 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
gracias a las evaluaciones de los pacientes que acuden a las unidades de medicina 
reproductiva. Con base a estos datos las alteraciones del factor masculino se han dividido 
en: Trastornos Endócrinos del eje Hipotálamo-Hipofisiario, trastornos vasculares, procesos 
infecciosos, trastornos genéticos, entre otras causas. 
 
 Tabla 1. Valores normales de los parámetros de semen (World Health Organization, 
1992). 
Parámetro Valor 
Volumen >2ml. 
pH 7.2-8.0 
Concentración de 
espermatozoides 
>20X10
6
 espermatozoides por ml. 
Conteo Total de 
espermatozoides 
>40X10
6
 espermatozoides por eyaculación. 
Motilidad >50% con progresión hacia adelante o >25% con una 
progresión rápida a 60 minutos después de la eyaculación. 
Morfología >30% con forma normal 
 
 Tabla 2. Nomenclatura para las patologías descubiertas en el análisis del semen. 
(World Health Organization, 1992). 
Anormalidad del Semen Descripción 
Azoospermia Eyaculación sin espermatozoides 
Oligozoospermia Concentración de espermas <20X10
6
 por ml. 
Astenozoospermia <50% exhiben una motilidad normal 
o <25% muestran motilidad 
Teratozoospermia <30% con forma normal 
Oligoastenoterazoospermia Disturbios en las tres variables 
Aspermia Sin eyaculación. 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
1.2.1 Trastornos Endocrinos del Eje Hipotálamo-Hipofisiario. 
 
Representan menos del 10% de las causas de infertilidad masculina, entre las más 
frecuentes encontramos las alteraciones tiroideas y de las suprarrenales, trastornos 
hipotalámicos e hipofisiarios y enfermedades agudas y crónicas asociadas a 
hipogonadismo. En general, el resultado de dichas alteraciones es la afección del 
funcionamiento testicular, alteración de la espermatogénesis y esteroidogénesis, así como la 
disminución de libido a causa de la disminución en la secreción de gonadotropinas 
(Seminara et al., 2000). 
 
1.2.2 Trastornos Vasculares. 
 
La principal alteración es el varicocele que es la presencia de varices en el plexo 
pampiniforme y en el cordón espermático, su incidencia varía entre el 20 y 30% en 
hombre infértiles. El mecanismo por el que el varicocele altera la espermatogénesis no se 
conoce con certeza, pero se señalan como factores incidentes el aumento en la temperatura 
testicular, el reflujo de sustancias tóxicas que el propio testículo elimina, la alta 
concentración de catecolaminas y el aumento de la presión intratesticular. (Seminara et al., 
2000). 
 
1.2.3 Procesos Infecciosos. 
 
Una causa frecuente de infertilidad es el daño provocado por infecciones locales o 
sistémicas. La más frecuente es la orquitis posparotiditis, que inicia alrededor de dos 
semanas después de un cuadro de parotiditis, por lo general el compromiso es unilateral, y 
aunque hay alteración de la espermatogénesis, ésta no se afecta notablemente en su cuenta 
total por la producción de testículo contralateral, aunque el 17% de los casos la orquitis es 
bilateral y en la mitad de ellos hay infertilidad. Otro factor de orquiepididimitis infecciosa 
son los gonococos, Mycobacterium y Treponema pallidum. Otros agentes infecciosos que 
producen infertilidad son Micoplasmas y Chlamydia que aunque no disminuyen la 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
producción espermática, se transmite a la mujer, en quien causa daño tubario grave. 
(Sigman y Howards, 1999). 
 
1.2.4 Trastornos Genéticos. 
 
Existen diferentes formas de clasificación de infertilidad masculina con bases 
genéticas, Pérez (2002) la clasifica en la siguiente manera: 
 
 Infertilidad masculina con un defectogenético único. 
 
 Infertilidad masculina con defectos cromosómicos (estructurales o numéricos). 
 
De acuerdo con esta clasificación, un trastorno genético o cromosómico (estructural o 
numérico) puede dañar la producción hormonal, y por ende, la estimulación de la 
espermatogénesis, siendo un evento pretesticular, o alterar el control del proceso 
espermatogénico (evento testicular) así como el transporte espermático (evento pos-
testicular). 
 
1.2.4.a Infertilidad Masculina con un Defecto Genético Único. 
 
Este tipo de defectos genéticos, también llamados trastornos mendelianos se deben a un 
alelo o a un par de alelos mutantes en un solo sitio, y su herencia puede ser dominante o 
recesiva. Las enfermedades más frecuentes para el defecto genético son: el síndrome de 
Kallman (gen KAL, locus p22.3) por mutaciones en el gen GcRH caracterizado por 
pubertad retrasada, testículos pequeños y paladar hendido; fibrosis quística (gen CFTR, 
locus 7q31.2) en la que se presentan los conductos Wollffianos mal desarrollados, ausencia 
congénita de vasos deferentes e insensibilidad a los andrógenos. 
 
La característica principal de los pacientes con fibrosis quística es azoospermia y 
oligozoospermia, así como también diferentes grados de feminización testicular. 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
1.2.4.b Infertilidad Masculina con un Defecto Cromosómico. 
 
La incidencia de las anormalidades cromosómicas en hombres infértiles varía entre el 2-
20%. Las anormalidades cromosómicas pueden ser numéricas o estructurales y resultan de 
mutaciones de novo en la línea de células germinales paternas. Entre los defectos numéricos 
encontramos las poliploidías o aneuploidías, como resultado de una no separación 
cromosómica (no disyunción) o por rezago de un cromosoma durante la anafase de la 
división celular. Estos defectos se pueden presentar tanto en la mitosis como en la meiosis. 
En el caso de que sea afectada la meiosis puede ocurrir en la meiosis I o II y por ende 
durante la espermatogénesis. Las anomalías estructurales son la consecuencia de una 
ruptura cromosómica (Mak et al., 1996). 
 
Se estima que alrededor del 15% de hombres azoospermicos y 5% de 
oligozoospermicos tienen un cariotipo anormal. Para los primeros la causa principal es el 
síndrome de Klinefelter (47, XXY), mientras que para el segundo caso se presentan con 
mayor frecuencia las anomalías cromosómicas Robertsonianas y translocaciones 
recíprocas. En ambos grupos de pacientes son frecuentes las deleciones causantes de 
azoospermia dentro de una región del cromosoma Y (región AZF). Esta región se encuentra 
en el locus Yq11.23 y las microdeleciones se pueden localizar en cualquiera de los tres 
sitios que conforman la región AZF; a, b ó c (Pryor et al., 1997). 
 
1.2.5 Otras Causas de Infertilidad. 
 
Entre otras causas menos comunes de infertilidad se encuentran los trastornos 
inmunológicos con la presencia de anticuerpos antiespermatozoides, factores neurológicos 
ocasionados por traumatismos, enfermedades degenerativas o procesos infecciosos que 
pueden desencadenar disfunción eyaculatoria, azoospermia y oligozoospermia a causa de 
alteraciones del epitelio germinal; factores ambientales como el estrés emocional o físico 
acentuados, alcohol, tabaquismo, dietas restrictivas, radiación diagnóstica o terapéutica y 
medicación que puede alterar la espermatogénesis, los trastornos idiopáticos son 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
alteraciones de naturaleza desconocida cuyo resultado principal es la azoospermia (Pérez, 
2002). 
 
En años recientes se han buscado causas que puedan representar un factor de riesgo o 
contribuyan al desarrollo de esta patología. Existen estudios en diversas poblaciones que 
apuntan por un lado hacia el gen del receptor de andrógenos y por otro al gen de receptor 
de estrógenos alfa como posibles causas que pueden explicar la infertilidad idiopática. 
 
1.3 Receptor de Andrógenos. 
 
1.3.1 Estructura y Organización. 
 
El receptor de Andrógenos (RA) es un factor de activación de la transcripción, 
perteneciente a la familia de receptores nucleares (Abdumaged et al., 2002; Mangelsdorf et 
al., 1995). El gen está localizado en el brazo largo del cromosoma X en el locus Xq11-12 
(Jenster et al., 1991), mide aproximadamente 90 kb, y contiene 8 exones (Lubahn et al., 
1988; Tilley et al., 1989; Marcelli et al., 1990). A través de un mRNA de 2757 bases que 
codifica una proteína de 910-919 aa. (Tabla 3) con un peso molecular aproximado de 110-
114 KDa (Abdumaged et al., 2002) que abarcan cuatro dominios funcionales (Figura 1). 
 
El exón 1 (parte amino terminal) mide aproximadamente 1586 pb y codifica el dominio 
de activación de la transcripción independiente del ligando (Lubanhn et al., 1989; Jenster et 
al., 1995), los exones 2 y 3 miden aproximadamente 152- 117 pb respectivamente y 
codifican el dominio de unión al DNA, el exón 4 mide 134 pb y codifica el dominio bisagra 
y los exones 5-8 codifican el dominio de unión al ligando, su tamaño es 134-288 pb 
aproximadamente (Lubahn et al., 1988; Quigley 1998). En el dominio de activación de la 
transcripción tiene dos sitios polimórficos de secuencias de DNA repetitivo consistentes de 
tripletes repetitivos (CAG)n y (GGC)n que codifican para glutamina y glicina, 
respectivamente (Figura 1). 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Figura 1. Representación esquemática de la estructura del gen y la proteína del Receptor de 
Andrógenos incluidas las secuencias de oligonucleótidos utilizados en el presente estudio. El gen 
consiste de ocho exones y codifica una proteína con cuatro dominios funcionales: región funcional 
de activación transcripcional independiente de ligando (A), sitio de unión al DNA (B), región 
bisagra (C) y dominio de unión al ligando (D). El exón 1 muestra dos regiones polimórficas 
consistentes de trinucleótidos repetidos, (CAG)n
 
 y (GGC)n que codifican para glutamina y glicina, 
respectivamente. 
 
 
El dominio de unión a la hormona se localiza cerca de la región carboxilo terminal e incluye 
una región hidrofóbica que constituye el sitio de unión a los andrógenos, los dos andrógenos 
que naturalmente se unen a este sitio son la testosterona y la 5α-dihidrotestosterona. Esta unión 
induce cambios conformacionales en la proteína que son determinantes para la interacción con 
factores de transcripción, coactivadores y correpresores que son ensamblados en el complejo de 
transcripción y determinan de esta manera qué genes son regulados por andrógenos, actuando 
como mecanismos de regulación transcripcional. 
 
El dominio de unión al DNA se compone de 68 aminoácidos, siendo esta región la más 
conservada entre los miembros de la familia de receptores nucleares. La estructura terciaria 
de esta región de la proteína resulta de la formación de dos dedos de Zinc, formados por 
cuatro residuos de cisteína asociados de forma coordinada a cada dedo de Zinc. El primer 
dedo de Zinc le confiere especificidad y el segundo dedo de Zinc contribuye a incrementar 
la afinidad durante la unión al DNA. El RA se une a una secuencia específica del DNA 
conocida como elemento de respuesta a Andrógenos. El dominio de activación de la 
8 7 6 5 4 3 2 1 
(Gln)n
 
(CAG)n
 
(GGC)n
 
(Gly)n
 
Gen 5´ 3´ 
B C D Proteína NH2 — — COOH 
Secuencia Sentido 5´-GCCTGTTGAACTCTTCTGAGC-3´ 
 
A 
Secuencia Antisentido 5´-GCTGTGAAGGTTGCTGTTCCTC-3´ 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejotranscripción localizado en la región amino terminal interactúa con factores de 
transcripción y factores accesorios como represores o coactivadores. Un segundo dominio 
funcional de transactivación, se localiza en la región de unión al ligando sobre células 
blanco, los andrógenos actúan de forma específica con el dominio de unión al ligando del 
RA. Esto inicia la activación en cascada de cambios conformacionales de RA y su 
translocación al núcleo celular. Antes de la unión del receptor al DNA blanco, ocurre la 
homodimerización de dos proteínas de RA de forma independiente del ligando. Esto es 
mediado por diferentes secuencias situadas en el segundo dedo de Zinc del dominio de 
unión al DNA. El homodímero de RA se une a los elementos de respuesta a andrógenos 
que usualmente consisten de dos secuencias palindrómicas cerca del promotor de genes 
regulados por andrógenos. Por medio de un rearreglo de la cromatina, es posible la 
interacción directa con otros factores de transcripción y coactivadores o corepresores; el 
resultado es la modulación de la transcripción de genes blanco dependientes de esta 
hormona (Hiort et al., 1998; Abdulmaged et al., 2002). 
 
El gen del Receptor de Andrógenos se expresa en próstata, testículo, huesos, laringe, 
células hematopoyéticas, cerebro y células del folículo piloso (Tabla3). 
 
 Tabla 3. Características principales del Receptor de Andrógenos. 
 Receptor de Andrógenos 
Locus Xq11-12 
Gen 90kb, 8 exones 
Proteína 110-114kDa, 910-919 a.a. 
Expresión 
Próstata, Testículos, Hueso, Laringe, Células 
 Hematopoyéticas, Cerebro, Células de Folículo Piloso 
 
1.3.2 Función de los Andrógenos en el Sistema Reproductor Masculino. 
 
Los andrógenos juegan un papel muy importante en el sistema reproductor masculino, 
en especial en la diferenciación sexual que se puede dividir en tres partes: la aparición del 
sexo genético, el desarrollo del sexo gonadal y finalmente el desarrollo del sexo somático 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
(Hughes, 2001). En el embrión masculino, el brazo corto del cromosoma Y, contiene un gen 
que se expresa en células gonadales justo antes de la diferenciación sexual y que es responsable 
de la producción del factor de diferenciación testicular (TDF). La presencia del TDF, 
contribuye a la diferenciación del testículo fetal, evento que inicia con la formación de 
cordones seminíferos, túbulos seminíferos, la aparición de células de Sertoli y las células de 
Leydig. 
 
El desarrollo del sexo gonadal finaliza con el descenso de los testículos desde la cavidad 
abdominal hacia el escroto por medio del canal inguinal. Hay dos secreciones testiculares 
importantes en el desarrollo del tracto reproductor masculino normal: la hormona anti-
mülleriana (AMH), sintetizada por las células de Sertoli, y la producción de andrógenos, 
testosterona y androstenediona, sintetizados por las células de Leydig. Por un lado la AMH 
produce regresión de los conductos müllerianos (Lane et al., 1998), estructuras internas del 
tracto reproductor femenino análogas a las existentes en el tracto reproductor del feto 
masculino, mientras que la integración de los conductos de Wolf y su posterior desarrollo a 
epidídimo, vasos deferentes, vesículas seminales, próstata, pene y escroto son consecuencia de 
los efectos producidos por los andrógenos, así como del desarrollo de caracteres secundarios en 
la pubertad como el alargamiento de la laringe y el oscurecimiento vocal, crecimiento y 
distribución de vello axilar y púbico y el mantenimiento del libido en el varón adulto. Otros 
efectos biológicos de los andrógenos en el varón son: la regulación del crecimiento óseo, del 
músculo esquelético, distribución del tejido adiposo, acciones sobre el sistema nervioso central 
como diferenciación del área preóptica, hipotálamo y corteza cerebral. 
 
1.4 Receptor de Estrógenos. 
 
1.4.1 Estructura y Organización. 
 
Los receptores de estrógenos (RE) fueron caracterizados durante la década de los 70’s 
(O´Donnel et al., 2001), pertenecen a la superfamilia de receptores nucleares en la que 
están agrupados además receptores de otras hormonas esteroides, hormonas tiroideas, 
vitamina D y retinoides, así como un gran número de receptores denominados huérfanos 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
A/B C D E COOH RE-α NH2 
A/B C D E F COOH RE-β NH2 
17 % 97 % 30 % 60 % 18 % 
RE gen 5´ 
1 8 7
| 
6 5 3 2 4 mRNA 
F 
3´ 
 
debido a que se desconoce su ligando especifico. Desde 1996 se describió una segunda 
forma de receptor de estrógeno reportada para varias especies incluyendo la rata, el ratón y 
el humano (Tremblay et al., 1997; Kuiper et al., 1996). Por lo que se le asignó el nombre 
receptor de estrógenos beta (RE-β) y receptor de estrógenos alfa (RE-α) al primero en haber 
sido descrito (O´Donnel et al., 2001). 
 
Los genes humanos del receptor de RE-α y RE-β se localizan en los loci 6q25.1 y 
14q22-24, respectivamente. El tamaño de ambos genes es de 140 kilobases (kb) dentro de 
los que se encuentran 8 exones de los cuales el exón 1 codifica el dominio de activación de 
la transcripción, los exones 2-3 codifican el dominio de unión al DNA y los exones 4-8 
codifican el dominio de unión al ligando (Susuki, et al., 2002). El gen humano de RE-α 
codifica una proteína de 595 aa. con un peso molecular aproximado de 66 KDa. El RE-β 
codifica una proteína de 485 aa. y tiene un peso aproximado de 54 KDa (Tabla 4). Ambos 
receptores constan de 6 dominios funcionales (Figura 2). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Figura 2. Estructura del RE-α y RE-β humanos. Ambos genes consisten de ocho exones. Se 
indica el porcentaje de homología entre los dominios funcionales de ambos receptores. El dominio 
N-terminal contiene la región funcional de activación transcripcional independiente del ligando; el 
dominio C sitio de unión al DNA; dominio D la región bisagra; dominio E contiene el sitio de 
unión al ligando y a la región funcional de activación transcripcional dependiente del ligando. 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
El dominio N-terminal (A/B), es el menos conservado entre ambas proteínas (17% de 
homología) y contiene una región crítica para las funciones de transactivación del receptor 
y varios sitios de fosforilación que son importantes en el proceso de activación de la 
proteína, especialmente en los procesos donde el receptor es activado en ausencia de 
hormona (Couse et al., 1997). El dominio C es el más altamente conservado entre ambos 
receptores de estrógeno (97% de homología), así como entre los diferentes receptores 
nucleares. Este dominio se compone de nueve residuos de cisteína conservados entre los 
diferente receptores esteroideos, de los cuales ocho están ordenados alrededor de dos iones 
de Zn
2+
 para formar dos dedos de Zinc que le confieren al receptor la capacidad de unirse 
específicamente al DNA. La unión a una secuencia específica en el DNA está determinada 
por la composición de aminoácidos localizada entre estos dos dedos de Zinc. 
 
El dominio D (30% de homología), no ha sido bien caracterizado pero se sabe que 
participa en la unión a la proteína chaperona de choque térmico hsp90, la cual permanece 
unida al receptor mientras este se encuentre en un estado inactivo y contiene señales de 
localización nuclear de los Receptores de Estrógenos. El dominio E (60% de homología) 
funciona como dominio de unión al ligando. Otras funciones de este dominio incluyen una 
función de activación de la transcripción, dimerización, interacción con otras proteínas 
coactivadoras o corepresoras de la transcripción, fosforilacióny localización nuclear 
(Michaela et al., 2000). 
 
 Tabla 4. Características principales de las isoformas del Receptor de Estrógenos. 
 RE- alfa RE- beta 
Locus 6q25.1 14q22-24 
Gen 140 Kb, 8 exones 140 Kb, 8 exones 
Proteína 66 KDa, 595 aa. 54 KDa, 485 aa. 
Expresión 
Hígado, Tejido Adiposo, Músculo 
Esquelético, Pituitaria, Hipotálamo, 
Conductos Deferentes, Epidídimo, 
Células de Leydig. 
Próstata, Cerebro, Cerebelo, 
Corteza Cerebral, Vejiga, Vesículas 
Seminales, Células de Sertoli y 
Testículos. 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
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1.4.2 Función de los Estrógenos en el Sistema Reproductor Masculino. 
 
 Los estrógenos han sido considerados como hormonas sexuales femeninas por 
excelencia y su papel en la regulación y mantenimiento del sistema reproductor masculino 
en años recientes ha sido objeto de estudio (Greco et al., 1993). Se sabe que los estrógenos 
tienen gran importancia al participar en procesos fisiológicos como mineralización y 
crecimiento óseo, regularización del tono vascular y comportamiento sexual, adhesión 
plaquetaria, adipogénesis, etc. (Sharpe et al., 1998). 
 
Los estrógenos son sintetizados en dos diferentes tipos celulares del sistema reproductor 
masculino, por una parte las células de Sertoli y por otra en las células de Leydig, en las 
que se expresa la enzima aromatasa P450, cuya función es catalizar la síntesis de 
estrógenos por medio de la aromatización de andrógenos. Se ha reportado que la 
concentración de estrógenos testicular es igual o mayor que la concentración sérica (Hess et 
al., 2000), por lo que se sugiere un rol fundamental en el funcionamiento del sistema 
reproductor masculino. 
 
Hess (2000) sugiere que los estrógenos regulan procesos de reabsorción de fluidos en el 
tracto reproductor masculino basándose en las siguientes observaciones: a) los estrógenos 
se encuentran en concentraciones altas en los fluidos del rete testicular, b) los conductos 
deferentes contienen la más alta concentración de RE-α que en cualquier otro órgano 
estudiado y c) en los conductos deferentes se reabsorbe cerca del 90% de los fluidos 
luminales (Lubahn et al., 1993). 
 
Ambos receptores de Estrógenos tienen una considerable especificidad tisular en su 
expresión. (Tabla 4). El RE-α tiene una mayor proporción de expresión en el útero, hígado, 
riñón, tejido adiposo, músculo esquelético, pituitaria e hipotálamo (Saunders et al., 2001). 
Mientras que RE-β se encuentra en ovario, glándulas mamarias, útero, así como en algunas 
regiones del cerebro, incluyendo el sistema límbico, cerebelo y corteza cerebral (Couse et 
al., 1997; Saunder et al., 2001). Además se encuentra muy difundido en órganos sexuales 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
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masculinos como próstata, vejiga, vesículas seminales y testículos. Ambos receptores se 
expresan en epidídimo y espermatogonias. 
 
Con el desarrollo del modelo knockout para el RE-α, se demostró que el ratón macho 
adulto es infértil y que la alteración o pérdida del RE-α afecta la función del sistema 
reproductor masculino, disminuyendo la concentración y motilidad de los espermatozoides 
en túbulos deferentes y epidídimo (Eddy et al., 1996). Se ha reportado que los estrógenos 
regulan la expresión de la proteína N-caderina, a nivel testicular (MacCalman et al., 1994), 
lo que sugiere que la alteración o pérdida de un RE-α funcional puede alterar su expresión, 
impidiendo el contacto célula-célula esencial para el mantenimiento apropiado de la 
distribución de fluidos. La acumulación paulatina de líquidos en este tejido provoca un 
incremento en la presión intratesticular y compromete gradualmente el flujo sanguíneo (Lee 
et al., 2000); como consecuencia la parte superior de los túbulos seminíferos se inflaman, 
causando primero un incremento en el volumen testicular y después una degeneración 
progresiva con drástica reducción de la espermatogénesis y engrosamiento testicular (Hess 
2003; Hess et al., 1997). 
 
1.5 Mecanismo de Acción de los Receptores Nucleares. 
 
El mecanismo de acción de los receptores nucleares establece que en ausencia del 
ligando, el receptor se encuentra secuestrado en un complejo multiproteico inhibitorio 
dentro del núcleo de células blanco (MacKena et al., 1999). La unión del ligando induce un 
cambio conformacional en el receptor y promueve la homodimerización y la unión 
altamente afín a secuencias especificas del DNA llamadas elementos de respuesta a 
hormonas (HRE), los cuáles actúan como potenciadores localizados dentro de regiones 
reguladoras de genes blanco (Robir et al., 2000). Se ha descrito que las interacciones 
receptor nuclear-coactivador, estabilizan la formación de un complejo de preiniciación de la 
transcripción y facilitan la relajación necesaria de la cromatina en los HRE. Dependiendo 
del contexto celular, el receptor nuclear unido al DNA, ejerce efectos represores o 
activadores en la expresión de genes involucrados (Julie et al., 2002) (Figura 3) 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
 
 
 
 Figura 3. Mecanismo general de acción de los receptores nucleares. A) ingreso del ligando 
especifico a través de la membrana, B) su asociación con el receptor nuclear (NR) y la 
homodimerización del complejo ligando-receptor; cambio conformacional y C) unión a los 
elementos de respuesta a hormonas (HRE), que permitirán la regulación en la transcripción de 
genes blanco. 
 
 
1.6 Definición de Polimorfismo Genético. 
 
Un polimorfismo genético se define como la presencia de variaciones alélicas a 
consecuencia de cambios en la secuencia de nucleótidos en el DNA, inserciones o 
deleciones o cambios en el número de repetidos dispuestos en tarden a lo largo de una 
secuencia especifica. A un alelo se le considera polimórfico si se encuentra presente en la 
población con una frecuencia igual o mayor al 1%. 
 
El estudio de los polimorfismos en poblaciones definidas nos permite conocer o 
encontrar genes que contribuyen a desarrollar enfermedades mediante varios mecanismos. 
Citoplasma 
Núcleo NR 
Proteínas NR NR RNA 
DNA HRE 
A) 
B) 
C ) 
C) 
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De aquí que encontremos genes que pueden producir diferencias en la función o regulación 
de proteínas y contribuir a procesos patológicos alterando sitios donadores de splicing, 
dando por resultado una proteína anormal o alterando la secuencia promotora de algún gen, 
que afecta su expresión. De esta manera los cambios en la secuencia de DNA promueven 
cambios fenotípicos, predisposición a enfermedades y la respuesta al medio ambiente 
 
1.7 Polimorfismos en el Receptor de Andrógenos. 
 
Dentro del exón 1, que forma parte del dominio de activación de la transcripción en la 
región amino terminal, se encuentran secuencias polimórficas de trinucleótidos repetidos 
(CAG)n y (GGC)n que producen residuos de glutamina y glicina respectivamente. La 
longitud de los tripletes repetidos CAG es diferente en cada grupo étnico (Casella et al., 
2001) y la expansión y contracción de estos repetidos se han asociado con diferentes 
enfermedades. A través de múltiples estudios se ha establecido que el rango normal varía 
de 8 a 37 tripletes de repetidos. No obstante se han encontrado diferencias significativas 
entre los grupos étnicos estudiados. 
 
En distintas poblaciones se ha descrito el rango de tripletes presentes en hombres 
sanos: para población caucásicos 9-26 (Erasmuson et al., 2003), en población hindú 12-33 
(Dhillon y Husain, 2003) , población de Hong Kong 16-30(Tse et al., 2003), población de 
Estados Unidos de Norte América 8-27 ( Casella et al., 2003), población española 15-34 
(Mengual et al., 2003), en población turca va de 16 a 29 (Tufan et al., 2005), etc.(Tabla 
12). 
 
El mecanismo propuesto para el desarrollo de una condición patológica causada por el 
aumento en el número de repetidos CAG, indica que los residuos de poliglutamina inhiben 
la actividad de transcripcional de genes blanco. En pacientes con enfermedad de Kennedy, 
enfermedad neuromuscular asociada con baja virilización, oligozoospermia o azoospermia 
y fertilidad reducida, se han encontrado más de 38 unidades de tripletes repetidos (CAG) en 
el RA (Lund et al., 2003). 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
Por el contrario un bajo número de tripletes repetidos facilita la activación de genes 
blanco, acelerando la proliferación de de células prostáticas e incrementando el riesgo de 
desarrollar condiciones patológicas como cáncer. Como en otras enfermedades causadas 
por repetición de tripletes de nucleótidos, la longitud de estas repeticiones tiende a 
expandirse en las siguientes generaciones, provocando un incremento en la gravedad del 
fenotipo y la anticipación de la enfermedad (Choong et al., 1998). 
 
 Se han reportado variaciones en sitios polimórficos del RA, sobre todo asociadas con 
insensibilidad a andrógenos. Cuatro variaciones en la región de unión a la hormona, en el 
primer exón han sido descritas. Uno de estos polimorfismos correspondiente a la 
sustitución Pro390Ser se encontró asociado con azoospermia, mientras que en otro caso, la 
variación Ala645Asp se asoció con hipospadias distales (Tsukada et al., 1994). Así mismo 
se ha reportado una deleción en el exón 4 en una persona con azoospermia. De todas las 
mutaciones reportadas, la infertilidad como resultado del desarrollo anormal de la 
espermatogénesis se presento en nueve sitios diferentes, entre los que destacan expansiones 
de glicinas en el exón 1 Asn233Lys, deleción completa del exón 4 y las sustituciones 
Asn727Lys y Gln798Glu en el exón 2 (Hiort et al., 2003). 
 
1.8 Polimorfismos en el Receptor de Estrógenos-α. 
 
Se han descrito polimorfismos en diferentes regiones del gen RE-α. En el intrón 1 se 
han encontrado polimorfismos que se asocian con osteoporosis (Han et al., 1997) e 
hipertensión arterial en población asiática (Leherer et al., 1994; Zuppan et al., 1992); en el 
exón 1de RE-α se han descrito polimorfismos en los codones 10 y 87, en el codón 243 del 
exón 3 y codón 325 del exón 4 reportados por Iwase y col. (1996) asociados con cáncer de 
mama. 
 
Suzuki y col. (2002) describieron el polimorfismo C325G en el exón 4 del RE-α 
relacionado con azoospermia en pacientes infértiles asiáticos. Kukuvitis y col. (2002) 
analizaron los polimorfismos Xba I y Pvu II en el intrón 1 RE-α en población griega, 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
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encontrando relación con infertilidad masculina, en pacientes oligozoospermicos y 
azoospermicos. 
 
1.9 Expansión de Trinucleótidos Repetidos. 
 
El incremento en el número de repeticiones de secuencias de DNA es la base molecular 
de una lista creciente de enfermedades genéticas humanas. Estas secuencias son muy 
inestables y su tasa de mutación está relacionada con el número de repeticiones, así, la 
mutabilidad de la secuencia después de un cambio en el número de repeticiones difiere de 
la de su predecesor. Por este motivo, a este incremento de frecuencia de mutación se 
denomina mutación dinámica. 
 
Los trinucleótidos repetidos que se asocian a alguna patología tienen características 
comunes (Richards y Sutherland, 1997). La población normal presenta un grado elevado de 
polimorfismos en estas secuencias, que siempre mantienen un número de repeticiones bajo de 
generación en generación. A partir de un determinado número de repeticiones la secuencia se 
vuelve inestable, tanto en células somáticas como germinales, observándose un mosaicismo 
somático y una variación intergeneracional típicos de la patología. Todos estos desórdenes 
genéticos presentan el fenómeno conocido como “anticipación” (Mitas et al., 1997; Ashley et 
al., 1995), que consiste en el incremento de la severidad de los síntomas y una disminución de 
la edad de aparición de la enfermedad con el paso de las generaciones. Este fenómeno está 
relacionado con la magnitud de la expansión, cuanto mayor sea el número de repeticiones más 
graves serán los síntomas y antes aparecerán, de este modo también cuantas más repeticiones 
tenga la secuencia más inestable será. Estos desordenes difieren en la secuencia de la unidad 
repetida y en la localización de la repetición con respecto al gen afectado. Las repeticiones se 
pueden encontrar tanto en el extremo 5´ del gen, dentro de la región codificante, dentro de un 
intrón o en el extremo 3´ del gen. 
 
En los últimos años se han propuesto numerosos modelos para explicar la expansión de 
trinucleótidos repetidos, pero por el momento, poco se conoce realmente sobre la dinámica 
de los mecanismos de inestabilidad de estas repeticiones. Cada vez parece más claro que 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
Ricardo Hernández Cornejo 
para generar el patrón de inestabilidad característico de los trinucleótidos repetidos 
asociados a desórdenes humanos deben actuar múltiples mecanismos (McMurray 1999). 
 
 Un modelo que explica la expansión de los trinucleótidos repetidos se basa el posible 
“resbalamiento” de la DNA polimerasa durante la replicación celular (Balakumaran et al., 
2000). La disociación del DNA que contiene secuencias repetitivas durante la replicación, 
está seguida por reasociación inadecuada o mal alineada de las dos cadenas (Figura 4), 
generando un “loop” no apareado. Si el loop no es separado, da como resultado la adición 
de nucleótidos (si el loop es generado en la cadena sentido) o deleción de nucleótidos (si el 
loop es generado en la cadena molde). 
 
 
 
 Figura 4. Mecanismo de formación de los trinucleótidos repetidos. A) durante la replicación 
de un segmento de trinucleótidos el cebador y la cadena templete se disocian (1). La reasociación 
ocurre con la formación de un “loop” en la cadena inicial (2), la síntesis continua con el “loop” 
sin reparar (3) lo que resulta en la adición de nucleótidos. B) desplazamiento de un fragmento de 
Okazaki. Se desplaza el extremo 5’ del fragmento de Okazaki vecino (1’), las dos cadenas 
desplazadas forman horquillas (2’) que al continuar la síntesis y la ligación resultan en la 
expansión de nucleótidos (3’) (More et al., 1999). 
 
1 
2’ 2 
3 
1’ 
3’ 
A B 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
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Un segundo modelo establece que las expansiones ocurren durante el desplazamiento en 
la síntesis de un fragmento de Okazaki (Richards et al., 1994; Gordenin et al., 1997; Wells 
et al., 1998). Estructuras secundarias formadas por los loop desalineados o por las cadenas 
sencillas desplazadas podrían aumentar la inestabilidad de los repetidos y predisponer a 
expansión o contracción, dependiendo de su orientación con respecto al origen de 
replicación de DNA. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
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2 JUSTIFICACIÓN. 
 
Debido a que existen múltiples causas de infertilidad masculina que incluyen diferentes 
etiologías y un gran porcentaje de casos se atribuye a factores genéticos: de aquí el interés 
por establecer sí los polimorfismo a estudiaren el RE-α y RA constituyen un factor de 
riesgo para el desarrollo de la infertilidad masculina en una muestra de población masculina 
mestiza. 
 
Los pacientes con oligozoospermia o azoospermia suelen ser candidatos en protocolos 
de reproducción asistida, como la inyección directa de un espermatozoide dentro del 
citoplasma de un óvulo (ICSI). El procedimiento de ICSI es una técnica de gran éxito aún 
en casos de una severa alteración en la espermatogénesis dañada, lo que les permite a los 
varones infértiles tener descendencia aún sin llegar a conocer la causa precisa de su 
infertilidad. Lo anterior hace necesario el estudio de posibles determinantes genéticos en el 
desarrollo de la infertilidad, ya que lleva consigo el riesgo potencial de transmitir las 
aberraciones genéticas a su descendencia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
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3 OBJETIVOS. 
 
3.1 Objetivo General. 
 
 Analizar los polimorfismos Xba I y Pvu II del intrón 1 del gen del Receptor de 
Estrógenos- y el número de trinucleótidos repetidos (CAG)n en el exón 1 del gen de 
Receptor de Andrógenos, y determinar su relación con infertilidad masculina en una 
población mexicana mestiza. 
 
 
3.2 Objetivos Particulares. 
 
 Determinar la frecuencia de los polimorfismos Xba I y Pvu II en el Receptor de 
Estrógenos- en una muestra de población masculina mexicana mestiza fértil y 
en hombres azoospermicos y oligozoospermicos. 
 
 Determinar el número de tripletes repetidos (CAG)n en el gen de Receptor de 
Andrógenos en población masculina mestiza mexicana fértil, así como en 
hombres azoospermicos y oligozoospermicos. 
 
 Establecer si la presencia de los polimorfismos estudiados representan un factor 
de riesgo para el desarrollo de infertilidad masculina. 
 
 
 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
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4 MATERIAL Y MÉTODOS. 
 
4.1 Grupos de Estudio. 
 
 Se analizó un grupo de 93 pacientes mestizos clínicamente diagnosticados con 
infertilidad idiopática, de los cuales 49 presentan azoospermia y 44 oligozoospermia, 
provenientes de la unidad de Andrología del Hospital de Especialidades del Centro Médico 
Nacional Siglo XXI. El rango de edad abarcó de los 21 a los 50 años de edad (33.25± 5.7), 
 
 Paralelamente se analizaron las muestras de 141 mestizos mexicanos sanos de entre 21 a 
62 años de edad (40.5± 9.8) y con por lo menos un hijo concebido de manera natural, sin 
técnicas de reproducción asistida. Las muestras fueron colectadas en el Hospital de 
Pediatría del Centro Médico Nacional Siglo XXI. 
 
 Para la toma de muestras de ambos grupos se requirió el consentimiento informado de 
cada individuo. Se excluyeron de este estudio todos aquellos pacientes que presentaran 
cuadro clínico de: hipogonadismo hipogonadotrófico, síndromes obstructivos del tracto 
urogenital y anormalidades cromosómicas. 
 
4.2 Obtención de DNA Genómico. 
 
 El DNA genómico se obtuvo de linfocitos de sangre periférica anticoagulada con 
EDTA, mediante el método de altas sales como se describe a continuación. 
 
 Se centrifugaron 5 ml de sangre a 3500 rpm durante 15 minutos, se separaron los 
glóbulos blancos de la interface con una pipeta Pasteur y se traspasaron a un tubo cónico 
nuevo. Los glóbulos rojos remanentes se eliminaron mediante lavados con solución de lisis 
RCBL (Tris-HCl 10mM pH = 7.6, MgCl2 5mM y NaCl 10mM). La pastilla de glóbulos 
blancos se resuspendió con 180 µl de NaCl 5mM y se agregaron 100 µl de SDS al 10%, 
habiendo agitado el tubo con su contenido se incubó durante 5 minutos a temperatura 
ambiente. Posteriormente se agregaron 600 µl de NaCl saturado, se agitó e incubó a 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo 
 
temperatura ambiente y se centrifugó durante 15 minutos a 1500rpm. El sobrenadante se 
transfirió a un tubo de 1.5 ml estéril y se precipitó el DNA con dos volúmenes de etanol 
absoluto. El DNA se separó mediante centrifugación de la solución alcohólica y se lavó con 
etanol al 70%. Posteriormente se dejó secar a temperatura ambiente por aproximadamente 5 
minutos y por último se resuspendió con 50 µl de agua desionizada estéril para entonces 
almacenar la muestra de DNA a 4 
0
C hasta su análisis. 
 
 Cada una de las muestras de DNA se cuantificó en un espectrofotómetro de luz UV, 
tomando las lecturas correspondientes a 260 y 280 nm. La concentración se calculó 
mediante la siguiente fórmula. 
 
 [DNA (ng/µl)] = (A260) (dilución
-1
) (500ng/µl) 
 
 Considerando que 1 es la densidad óptica a 260 nm equivalente a 50 ng/µl de DNA. La 
relación 260/280 indica la pureza del DNA obtenido. Se considera que las relaciones que 
comprenden entre 1.8 y 2.0 unidades de D.O260 son las más óptimas. 
 
 Para determinar la integridad de las muestras obtenidas de DNA se realizó un 
corrimiento electroforético de las muestras en gel de agarosa al 1% teñido con bromuro de 
etidio a una concentración de 0.5 µg/µl. 
 
4.3 Análisis de Trinucleótidos Repetidos (CAG)n en el Receptor de Andrógenos. 
 
4.3.1 PCR. 
 
 Se preparó la reacción con: 100 ng de DNA, 1 U de taq DNA Polimerasa Platinum, 
(Invitrogen), dNTP´s 0.2 mM, MgCl2 3 mM, KCl 50mM, Tris-HCl 20 mM pH =8.4, 10 
pmol de cada oligonucleótido (Tabla 5) (La Spada et al., 1991) 10 pmol de cada 
oligonucleótido marcado con fluorocromo FAM en el extremo 3’ (invitrogen) (Tabla 3), en 
relación 3:1 y agua destilada para un volumen final de 25 µl. Las condiciones para la 
reacción fueron: una etapa inicial de desnaturalización a 94 
0
C por un tiempo de 5 minutos, 
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32 ciclos consistentes de una desnaturalización a 94 
0
C por 1 minuto, un alineamiento a 65 
0
C por 1 minuto, una extensión a 72 
0
C durante 1 minuto y una etapa final de extensión por 
5 minutos. 
 
4.3.2 Análisis Mediante GeneScan. 
 
 El programa GeneScan V. 3.1 b3 (PE Applied Biosystems) nos sirve para determinar el 
tamaño de fragmentos de DNA separados electroforéticamente en un secuenciador 
automático de DNA. 
 
 Para el análisis de cada muestra se mezclaron 12 µl de formamida desionizada, 0.5 µl 
del estándar interno TAMRA 500 (PE Applied Biosystems) y 1 µl del producto de PCR. La 
mezcla se desnaturalizó en termoblock a 95 
0
C durante 3 minutos para después inyectarse al 
equipo de secuenciación automática ABI Prism™ 310 Genetic Analyzer.(PE Applied 
Biosystems), en un tiempo de corrida de 30 minutos. 
 
 El número de tripletes repetidos (CAG) de cada producto de PCR se obtuvo mediante 
la diferencia de tamaño de una muestra conocida por secuenciación automática y el tamaño 
obtenido de cada muestra en GeneScan. 
 
4.3.3 Secuenciación de DNA. 
 
 Para determinar el número de tripletes repetidos con el programa GeneScan, es 
necesario contar con un DNA de referencia del cual se conozca con exactitud el número de 
tripletes. Para ello se secuenciaron algunas muestras de DNA , específicamente en la región 
de nuestro interés. Para lo cual se realizó la amplificación de la región por PCR y se 
purificó la banda correspondiente con el reactivo Gel Extraction Kit (Marligen 
Biosciences). Se mezclaron 40 ng del producto purificado, 4 µl de dRhodamine Terminador 
Cycle Sequencing Kit (PE Applied Biosystems), 0.32 pmol de oligonucleótidos (Tabla 3) y 
agua destilada estéril en un volumen final de 20 µl. Las condiciones de reacción fueron: 
una etapa inicial de desnaturalización a98 
0
C por 5 minutos, seguido de 25 ciclos 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo 
 
consistentes en desnaturalización a 98 
0
C durante 10 segundos, alineamiento por 5 
segundos a 65 
0
C y una extensión a 60 
0
C por 4 minutos. 
 
 El producto resultante se purificó por columna (Qiagen) para después concentrarse a 
sequedad. Etapa seguida, se resuspendió en formamida para cargarse en gel de 
secuenciación (PE Applied Biosystems). Finalmente se analizó la muestra y se contaron el 
número de tripletes repetidos (CAG) en la muestra. 
 
4.4 Análisis de Polimorfismos en el Receptor de Estrógenos-α.
 
4.4.1 PCR. 
 
 Se mezclaron 200 ng de DNA, 10 pmol de cada oligonucleótido (Tabla 5), 4 U de 
enzima taq platinum (Invitrogen), dNTP´s 0.2 mM, MgCl2 3 mM, KCl 50mM, Tris-HCl 20 
mM pH = 8.4 y agua destilada a un volumen final de 50 µl. Las condiciones de reacción 
fueron: desnaturalización inicial a 94 
0
C durante 5 minutos, seguidos de 30 ciclos 
consistentes en desnaturalización a 94 
0
C en un tiempo de 30 segundos, un alineamiento a 
61 
0
C por 30 segundos, un paso de extensión a 72 
0
C por 2 minutos y finalmente una 
extensión por 5 minutos. 
 
 Tabla 5. Secuencia de oligonucleótidos utilizados para los ensayos de PCR. 
Localización Secuencia dirección 5’ 3’ Nombre 
Intrón 1 RE-α 
S: CTGCCACCCTATCTGTATCTTTTCCTATTCTCC ESTRO.F 
A:TCTTTCTCTGCCACCCTGGCGTCGATTATCTGA ESTRO.R 
Exón 1 RA 
S: GCCTGTTGAACTCTTCTGAGC ANDRO1.F 
A:GCTGTGAAGGTTGCTGTTCCTC ANDRO1.R 
S:GCCTGTTGAACTCTTCTGAGC* REAF.F 
A:GCTGTGAAGGTTGCTGTTCCTC* REAF.R 
 S: secuencia sentido; A: secuencia antisentido. 
 *Oligonucleótidos marcados con el Fluorocromo FAM en el extremo 3’. 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo 
 
 Los productos de PCR se purificaron por medio de columnas del reactivo Rapid PCR 
Purification System kit (Marligen Biosciences) siguiendo las recomendaciones del 
proveedor. 
 
4.4.2 Análisis de los Polimorfismos Pvu II y Xba I del RE-α. 
 
 Para analizar los polimorfismos Pvu II y Xba I se llevó a cabo un análisis por PCR 
restricción (Yaich et al., 1992; Ki Ok et al., 1997). El producto purificado de PCR (1372 
pb) se dividió en dos partes iguales para la digestión con las enzimas Xba I y Pvu II 
respectivamente (figura 5), para la primera se agregó 10 µl de DNA, 2 U de enzima XbaI 
(New England BioLabs), 2 .5 µl de buffer de dilución (NaCl 50 mM, Tris-HCl 10 mM, 
MgCl2 10 mM, DTT 1 mM), BSA y agua destilada estéril para un volumen final de 25 µl, 
en la cual se obtiene productos de 391 y 981 pb. Para la segunda reacción se agregaron 10 
µl de DNA, 4 U de enzima PvuII (New England BioLabs), 2.5 µl de buffer de dilución 
(NaCl 50 mM, Tris-HCl 10 mM, MgCl2 10 mM, DTT 1 mM) y agua destilada estéril para 
un volumen final de 25 µl, tras la cual se obtiene fragmentos de 436 y 936 pb. 
 
 Las reacciones de digestión se incubaron a 37 
0
C durante 12 horas, posteriormente se 
analizaron en gel de agarosa a 1.5% teñido con bromuro de etidio a una concentración de 
0.5 µg/µl. 
 
4.5 Análisis Estadístico. 
 
 Los resultados de los tripletes repetidos (CAG)n en el RA fueron evaluados 
estadísticamente por la prueba de t de student con un nivel de significancia de 95%. Los 
polimorfismos Pvu II y Xba I en el RE-α se evaluaron por la prueba de X
2
(Chi cuadrado) 
con un nivel de significancia de 95%. 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo 
 
Xba I 
A 
B 
Pvu II 
Exón 1 Exón 2 
45 pb 350 pb 
Sitio de corte 
 xx: 5’-CGGTTCCTTAAGGAAGTT-3’ Silvestre 
 XX: 5’-TGGTTCCTTGGGGAAGTT-3’ Mutante 
 
pp: 5’-TCCCCAAGGCCTGGTTT-3’ Silvestre 
PP: 5’-TCCCCAAGGCCCCGGTTT-3’ Mutante 
Intrón 1 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Figura 5. Representación (no a escala) de la localización y secuencia de los sitios de 
restricción de las enzimas Pvu II y Xba I en el intrón 1 del RE-α. A) Sitio de Restricción de Pvu II 
se localiza a 45 pb de distancia del sitio de restricción de Xba I y este a su vez a 350 pb antes del 
exón 2. B) Resaltado en negritas la secuencia de reconocimiento de las enzimas, la flecha indica el 
sitio de corte; XX muestra la ausencia de corte debido al cambio en una base (A>G) en la 
secuencia de reconocimiento de Xba I; PP ausencia de corte enzimático por el cambio de (T>C) en 
la secuencia de reconocimiento de Pvu II. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 RESULTADOS. 
 
5.1 Análisis de Trinucleótidos Repetidos (CAG)n en el Receptor de Andrógenos. 
 
 El número de trinucleótidos repetidos en el exón 1 del Receptor de Andrógenos 
analizado por medio de GeneScan nos indica el tamaño completo de cada producto de la 
reacción de PCR (Figura 6). Para conocer el número exacto de tripletes repetidos fue 
necesario secuenciar una de las muestras (Figura 7), que sirvió como referencia para el 
tamaño obtenido de cada uno de los alelos de los grupos de estudio. 
 
 El análisis muestra que el promedio de la longitud de tripletes repetidos (CAG)n en el 
exón 1 del RA en el grupo control fue de 26.39 ± 2.56, con un rango de 18 a 33 tripletes 
repetidos, en el grupo infértil el promedio es de 26.23±3.13 con rango de 18 a 34, en el 
grupo de pacientes azoospermicos su promedio es de 27.08 ± 3.33, con un rango de 18 a 34 
tripletes repetidos, mientras que para los pacientes oligozoospermicos se observa un 
promedio de 25.29 ± 2.63 con un rango de 19 a 29 trinucleótidos repetidos (Tabla 6). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Figura 6. Análisis por GeneScan de un alelo con 23 repetidos. A) Electroferograma que 
muestra un pico correspondiente al producto de PCR. B) Electroferograma obtenido de la 
separación del estándar interno TAMRA (marcador) de 500 pb. C) Tamaño del producto de PCR 
de 409 pb, resaltado en color. 
A 
B 
C 
 
 Figura 7. Secuenciación de trinucleótidos repetidos. Se muestra la secuencia de un alelo 
analizado mediante secuenciador automático en el que se observan 28 repetidos (CAG). 
 
 Tabla 6. Promedio y rango de la longitud de tripletes repetidos (CAG)n en los grupos de 
estudio. 
Grupo de Estudio n Edad 
Promedio ± D.S. de 
 (CAG)n 
Rango de (CAG)n 
Fértil (Control) 141 21-62 26.39 ± 2.56 18-33 
Infértil (acumulativo) 93 21-50 26.23 ± 3.13 18-34 
Azoospermicos 
Oligozoospermicos 
49 
44 
24-50 
21-46 
27.08 ± 3.33 
25.29 ± 2.63 
18-34 
19-29 
 
 En la figura 8 se observa que la mayor proporción de individuos del grupo control 
(Fértil), se concentró por igual proporción en los alelos con 26 y 27 tripletes repetidos 
(18.44 %), es notorio que solo un individuo presento el alelo de 18 tripletes repetidos y 
ninguno de ellos presento 19 y 20 tripletes repetidos. En los pacientes azoospermicos la 
mayor proporción la comparten los alelos con 28 y 29 tripletes repetidos (14.29 %), 
presentando un solo paciente con 18 y 34 tripletes repetidos, y ningún paciente con alelos 
de 19, 20 y 33 trinucleótidos repetidos. Finalmente en el grupo de pacientes 
oligozoospermicos presenta el rango más estrecho, por lo interesante del mismo es que su 
mayor proporción está solo un lugar por debajo del alelo con mayor trinucleótidos 
repetidos (29) concentrándose en 28 repetidos (25.0 %), (Figura 9). 
 
 
 Figura 8. Grafico de distribución del número de tripletes repetidos (CAG)n en el Receptor de 
Andrógenos en individuos mestizos fértiles y en pacientes infértiles. 
 
 
 
 
 Figura 9. Grafico de distribución del número de tripletes repetidos (CAG)n en el Receptor de 
Andrógenos en individuos mestizos fértiles y en pacientesazoospermicos y oligozoospermicos. 
 
 Al comparar estadísticamente el grupo control con el grupo de pacientes azoospermicos 
mediante la prueba de t de student, no se encontraron diferencias estadísticamente 
significativas (tα=0.05=1.32; p=0.19). Sin embargo el grupo fértil contra el grupo de 
pacientes con oligozoospermia si muestra diferencias estadísticamente significativas 
(tα=0.05=2.41; p=0.018). 
 
5.2 Análisis de Polimorfismos Pvu II y Xba I en el Gen de Receptor de Estrógenos-α. 
 
 El análisis de polimorfismos en el RE-α se realizó mediante la restricción de los 
productos obtenidos de PCR con las enzimas Pvu II y Xba I. Los productos de la 
restricción se observaron el gel de agarosa al 1.5 por ciento teñido con bromuro de etidio 
(Figura 10). 
 
 
 
 
 
 
 Figura 10. Análisis de genotipos en los polimorfismos Xba I y Pvu II en el receptor de 
estrógenos-α En el caso 1 se muestra un homocigoto para el alelo silvestre con Xba I (xx) y un 
heterocigoto al restringir con Pvu II (Pp). En el caso 2 y 3 se observa un homocigoto para el alelo 
silvestre (xx) al restringir con la enzima Xba I y un homocigoto para el alelo mutante con la enzima 
Pvu II (PP). M: marcador de 50 pb. 
 
500 pb 
M Xba I Pvu II Xba I Pvu II Xba I Pvu II 
2 1 3 
 
 Las frecuencias obtenidas del polimorfismo Pvu II en el grupo control (Fértil) fueron las 
siguientes: genotípicas (PP) 20.57 %, (Pp) 49.65 % y (pp) 29.78 %; para el alelo mutante 
(P) 0.454 y para el alelo silvestre (p) 0.546. Las frecuencias genotípicas para el grupo de 
pacientes azoospermicos son: (PP) 53 %, (Pp) 38.8 % y (pp) 8.2; las frecuencias alélicas 
fueron (P) 0.72 y (p) 0.28. Mientras que las frecuencias para el grupo oligozoospermico 
fueron las siguientes: genotípicas (PP) 40.0 %, (Pp) 53.0 % y (pp) 7.0 %; y las alélicas (P) 
0.67 y (p) 0.33 (Tabla 7). 
 
 Las frecuencias genotípicas y alélicas del polimorfismo Xba I en los grupos de estudio 
fueron las siguientes: para el grupo control las genotípicas son: (XX) 4.96 %, (Xx) 47.52 % 
y (xx) 47.52 %, las alélicas (X) 0.29 y (x) 0.71; para el grupo Azoospermico las frecuencias 
genotípicas son (XX) 12.2 %, (Xx) 55.1 % y (xx) 32.7 %, las alélicas (X) 0.4 y (x) 0.6; para 
el grupo de oligozoospermia las frecuencias genotípicas son: (XX) 6.7 %, (Xx) 66.0 % y 
(xx) 27.3 %, y las alélicas (X) 0.4 y (x) 0.6 (Tabla 8). 
 
 Tabla 7. Distribución de frecuencias genotípicas y alélicas del polimorfismo Pvu II en 
el receptor de estrógenos-α. 
 
 
Grupo 
Genotipo Pvu II (%) 
Total 
Alelo 
Total PP Pp pp P p 
Control (Fértil) 
29 
(20.57) 
 
70 
(49.65) 
 
42 
(29.78) 
 
141 
128 
(0.45) 
 
154 
(0.55) 
 
282 
Azoospermicos 
26 
(53.0) 
 
19 
(38.8) 
 
4 
(8.2) 
 
49 
71 
(0.72) 
 
27 
(0.28) 
 
98 
Oligozoospermicos 18 
(40) 
23 
(53) 
3 
(7) 
44 59 
(0.67) 
29 
(0.33) 
88 
Comparación de genotipos entre el grupo control y azoospermicos: χ
2
α 0.05 = 21.2; P=0.001 
Comparación de genotipos entre el grupo control y oligozoospermicos χ2α 0.05 = 12.78; P= 0.01 
 
 
 
 
 Tabla 8. Distribución de genotipos y frecuencias alélicas del polimorfismo Xba I en el 
receptor de estrógenos-α. 
 
Grupo 
Genotipo Xba I (%) 
Total 
Alelo 
Total XX Xx xx X x 
Control (Fértil) 
7 
(4.96) 
 
67 
(47.52) 
 
67 
(47.52) 
 
141 
81 
(0.29) 
 
201 
(0.71) 
 
282 
Azoospermicos 
6 
(12.2) 
 
27 
(55.1) 
 
16 
(32.7) 
 
49 
39 
(0.4) 
 
59 
(0.6) 
 
98 
Oligozoospermicos 3 
(6.7) 
29 
(66.0) 
12 
(27.3) 
44 35 
(0.4) 
53 
(0.6) 
88 
Comparación de genotipos entre el grupo control y azoospermicos: χ
2
α 0.05 = 5.07; P=0.1 
Comparación de genotipos entre el grupo control y oligozoospermicos: χ
2
α 0.05 = 5.61; P= 0.1 
 
 El análisis estadístico de las frecuencias genotípicas de los polimorfismos en los grupos de 
estudio se realizó mediante la prueba de X2. Al comparar el polimorfismo Pvu II del grupo 
control con el grupo de pacientes azoospermicos (χ2α 0.05 = 21.2; P=0.001) muestra diferencias 
estadísticamente significativas, así mismo al comparar el grupo control con el grupo 
oligozoospermico (χ2α 0.05 = 12.78; P= 0.01). Para el polimorfismo Xba I cuando se comparó el 
grupo control contra el grupo azoospermico (χ2α 0.05 = 5.07; P=0.1) no existen diferencias 
estadísticamente significativas, de igual forma cuando se compara el grupo control contra el 
grupo oligozoospermico (χ2α 0.05 = 5.61; P= 0.1) no se observan diferencias estadísticamente 
significativas. 
 
 Las frecuencias tanto genotípicas como alélicas obtenidas del grupo control se compararon 
con las reportadas en poblaciones Griega, Italiana y Coreana (Kukuvitis et al., 2002; Corbo et 
al., 2007; Jung-Min et al., 2002). En cuanto al polimorfismo Pvu II no se encontraron 
diferencias significativas entre el presente estudio y las poblaciones mencionadas (Tabla 9), ya 
que en las 4 poblaciones predomina el alelo silvestre sobre el mutante. Sin embargo, el 
polimorfismo Xba I en la población de estudio presentó diferencias significativas con cada una 
de las poblaciones comparadas (Tabla 10), por una parte observamos que en la población 
italiana el alelo mutante se observa con mayor frecuencia, por otra parte la población coreana el 
predominio del alelo silvestre es mucho mayor que en la población mestiza mexicana. 
 Tabla 9. Distribución de genotipos y frecuencias alélicas del polimorfismo Pvu II en el 
Receptor de Estrógenos-α en diferentes poblaciones. 
 
 Genotipo (%) Alelo 
Población PP Pp pp Total P p Total Referencia 
Mestiza 
Mexicana 
29 
(20.57) 
 
70 
(49.65) 
 
42 
(29.78) 
 
141 
128 
(0.45) 
 
154 
(0.55) 
 
282 
Presente 
estudio 
Griega 
18 
(28.2) 
 
25 
(39.0) 
 
21 
(32.8) 
 
64 
61 
(0.48) 
 
67 
(0.52) 
 
128 
Kukuvitis 
 et al., 2002 
Italiana 
18 
(21.0) 
 
49 
(56.9) 
 
19 
(22.1) 
 
86 
85 
(0.49) 
 
87 
(0.51) 
 
172 
Corbo 
et al., 2007 
Coreana 
36 
(16.4) 
98 
(44.7) 
85 
(38.8) 
219 
170 
(0.39) 
268 
(0.61) 
438 
Jung-Min 
et al., 2002 
 
Comparación de genotipos entre población Mestiza Mexicana y Griega: χ
2
α 0.05 = 2.29; P=0.31 
Comparación de genotipos entre población Mestiza Mexicana e Italiana: χ
2
α 0.05 = 1.72; P=0.42 
Comparación de genotipos entre población Mestiza Mexicana y Coreana: χ
2
α 0.05 = 3.23; P=0.19 
 
 Tabla 10. Distribución de genotipos y frecuencias alélicas del polimorfismo Xba I en el 
receptor de Estrógenos-α en diferentes poblaciones. 
 
 Genotipo (%) Alelo 
Población XX Xx xx Total X x Total Referencia 
Mestiza 
Mexicana 
7 
(4.96) 
 
67 
(47.52) 
 
67 
(47.52) 
 
141 
81 
(0.29) 
 
201 
(0.71) 
 
282 
Presente 
estudio 
Griega 
10 
(15.6) 
 
28 
(43.7) 
 
26 
(40.6) 
 
64 
48 
(0.37) 
 
80 
(0.63) 
 
128 
Kukuvitis 
et al., 2002 
Italiana 
19 
(22.4) 
 
54 
(63.5) 
 
12 
(14.1) 
 
85 
92 
(0.54 ) 
 
78 
(0.46) 
 
170 
Corbo 
et al., 2007 
Coreana 
11 
(5.0) 
75 
(34.2) 
133 
(60.7) 
219 
97 
(0.22) 
341 
(0.78) 
438 
Jung-Min 
et al., 2002 
 
Comparación de genotipos entre población Mestiza Mexicana y Griega: χ
2
α 0.05 = 6.62; P= 0.036 
Comparación de genotipos entre población Mestiza Mexicana e Italiana: χ
2
α 0.05 = 33.40; P=5.5
-8 
Comparación de genotipos entre población Mestiza Mexicana y Coreana: χ
2
α 0.05 = 6.52; P=0.03 
 
 Para el grupo azoospermico y oligozoospermico se determino la concentración sérica de 
las hormonas FSH, LH y testosterona (Tabla 11). En ninguno de los grupos de pacientes 
infértiles se encontraron valores anormales para estas determinaciones. 
 
 Tabla 11. Datos hormonales de pacientes azoospermicos y oligozoospermicos. 
Determinación Azoospermicos OligozoospermicosValores Normales* 
FSH (mUI/ml) 9.6 ± 4.8 5.49 ± 2.3 1.6-17.8 
LH (mUI/ml) 13.08 ±7.3 2.29 ±1.54 1.4-11.1 
Testosterona 
(ng/dL) 
552 ± 202.2 320.5 ± 89.7 270–1100 
* Kukuvitis et al., 2002. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo 
6 DISCUSIÓN. 
 
 La infertilidad afecta a una de cada seis parejas en edad reproductiva y la producción 
espermática se relaciona con aproximadamente 50% de los casos. Los andrógenos son 
requeridos para una normal espermatogénesis jugando un importante rol en el desarrollo de 
unión a las células de Sertoli y el desarrollo de las espermátidas (Van Roijen et al., 1995; 
McLachlan et al., 1996). Sin embargo muchos hombres con una espermatogénesis anormal 
tienen niveles de andrógeno normal, en cuyo caso se ha postulado que defectos en el gen 
del RA puede llevar a una espermatogénesis parcial o completamente fallida (Aiman et 
al.,1979; Aiman and Griffin, 1982) Un mal funcionamiento del RA induce a anormalidades 
en la acción de los andrógenos resultando condiciones anormales, así como el síndrome de 
insensibilidad a andrógenos (Androgen insensitivity síndrome) e infertilidad. 
 
 En pacientes afectados con defectos en la espermatogenesis se ha reportado mutaciones en el 
gen del RA, dentro de las que se incluyen deleciones en el exón 4 (Akin et al., 1991), puntos de 
mutación en el exón 6 (Tsukada et al., 1994) y en el exón 8 (Yong et al., 1996), mutaciones en 
el exón 8 (Knobe et al., 1999) así, como mutaciones en el exón 5 (Yong et al., 1994). 
Adicionalmente, a través de diversas investigaciones se ha demostrado que existen variaciones 
en la longitud de trinucleótidos repetidos CAGn del exón 1 que pueden causar oligozoospermia 
y/o azoospermia sin embargo, estos estudios de asociación arrojan resultados variables. 
 
 Con el objetivo de determinar si el numero trinucleótidos repetidos (CAG)n en el RA es un 
factor que contribuye al desarrollo de la infertilidad, se determinó el número de trinucleótidos 
repetidos en pacientes azoospermicos, oligozoospermicos y un grupo de hombres fértiles. Es 
interesante que la media de trinucleótidos repetidos obtenidos en el grupo control sea mayor 
que lo reportado en estudios de otras poblaciones (Tabla 12). Por ejemplo el promedio en 
población alemana es de 24 (Hiort et al. 1999), en población israelita 16.6 (Madgar et al. 
2002), en población estadounidense 22 (Patrizio et al. 2001), en población china 22.38 (Mifsud 
et al. 2001), en población australiana 19 (Yu y Handelsman 2001) etc., mientras que en la 
población mexicana el promedio es de 26.39 repetidos. 
 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo 
 En análisis de trinucleótidos repetidos al comparar el grupo fértil con el grupo 
azoospermico no muestra diferencia significativas (tα=0.05=1.32; p=0.19), sin embargo en la 
figura 9 se aprecia una tendencia hacia un mayor número de repetidos en los pacientes 
infértiles con 28, 29 y 30 CAG (14.3%, 14.3% y 12.2% respectivamente), en comparación 
con el grupo control en donde la mayor proporción se concentra en 26 y 27 repetidos 
(18.44% cada uno). Al comparar el grupo control contra el grupo oligozoospermico se 
detectan diferencias significativas (tα=0.05=2.41; p=0.018), lo interesante de esta asociación 
es que el grupo control tiene un rango de 18 a 33 repetidos mientras el grupo 
oligozoospermico presenta un rango más estrecho de 18 a 29 repetidos, aunado a esto las 
mayores proporciones se concentran en 28 trinucleótidos repetidos (25%) y en 27 repetidos 
(13.6%). No obstante, esto únicamente sugiere una tendencia de asociación entre 
oligozoospermia y un número alto de repetidos. 
 
 Estos resultados contrastan con los reportados por diversos estudios que analizan a 
hombres infértiles en el mundo: Mengual et al., (2003) encuentra en población española 
que más de 23 repetidos representa un factor de riesgo para desarrollar azoospermia y que 
27 repetidos incrementan 4 veces el riesgo de desarrollar esta patología. Dowsing et al., 
(1999) reporta que largas repeticiones (CAG) son asociadas con infertilidad masculina en 
hombres australianos. Mifsud et al., (2001) presenta que hombres infértiles de E.U.A. y 
Singapur que presentan 26 repeticiones o más se asocia con 7 veces el incremento de 
presentar azoospermia. Por el contrario, nuestros resultados son consistentes con los de Tut 
et al., (1997), quien sugiere que más de 28 repeticiones de CAG se asocian con el 
incremento 4 veces el riesgo de desarrollar infertilidad y Yoshida et al., (1999) quien 
reporta que en la población más de 31 repeticiones CAG se asocian con infertilidad. 
 
 Sin embargo, existen múltiples estudios que refutan los resultados anteriores 
demostrando que no existe una asociación entre el numero de repetidos y un mayor riesgo 
de infertilidad (Giwercman et al., 1998; Legius et al., 1999; Hiort et al., 1999; Dadze et 
al., 2000; Sasagawa et al., 2000; Sasagawa et al., 2001; Von Eckardstein et al., 2001; Yu 
and Handelsman, 2001; Kukuvitis et al., 2002; Rajpert-De et al., 2002; Thangararaj et al., 
“Análisis de Polimorfismos Relacionados con Infertilidad Idiopática en Pacientes Masculinos Mexicanos”. 
 
Ricardo Hernández Cornejo 
2002; Dhillon and Husain 2003; Erasmuson et al., 2003; Lund et al., 2003; Tse et al., 2003. 
Interesantemente, un estudio de Komori et al., (1999) ha sugerido que la reducción de los 
trinucleótidos repetidos CAG (<16 repetidos) está estrechamente relacionado con el 
deterioro de la producción de espermatozoides en población japonesa infértil. 
 
 El promedio de repetidos (CAG) para el grupo infértil (Azoospermia y oligozoospermia) 
es de los mayores reportados para otras poblaciones (26.2±3.13) (Tabla 12) de igual forma 
el obtenido en el grupo fértil (26.85 ± 2.56). Esto nos sugiere que el desarrollo de la 
infertilidad como causa de un número elevado de trinucleótidos repetidos es dependiente 
del grupo étnico y no independiente como sugiere Mifsud et al., (2001). Los resultados de 
investigaciones son ampliamente divergentes. Algunos reportes asocian la infertilidad y la 
expansión de trinucleótidos repetidos (CAG), mientras otros no. Es aún desconocido si 
diferencias de estos estudios incluyen raza/origen étnico de los pacientes en estudio y las 
inconsistencias de los criterios de inclusión en el caso y el grupo control, son responsables 
del conflicto de resultados. 
 
 Aún entre poblaciones del mismo origen étnico, los resultados son contrastantes. Al 
respecto existen tres estudios realizados en la población japonesa en los que se reportan 
resultados opuestos el uno del otro (Yoshida et al., 1999; Komori et al., 1999: Sasagawa et 
al., 2001). Yoshida et al., (1999) examina 41 azoospermicos con promedio 26.5±3.5 con 
rango 20 a 34 repetidos en comparación con 23.5±2.9 con rango 17 a 30 tripletes repetidos 
en hombres fértiles (p=0.0013) asociando las altas repeticiones >31 con infertilidad. 
Komori et al., (1999) examina 59 hombres infértiles con oligozoospermia, y reporta que el 
promedio de repetidos no difiere significativamente el grupo infértil con el grupo fértil 
(21.2±4.2 rango 14 a 32 vs 21.4±3.5 con rango 16 a 31, respectivamente). Sin embargo, 
reporta que la frecuencia en la reducción de los trinucleótidos repetidos CAG (<16 
repetidos) es significativamente alta en hombres infértiles (p<0.05). Ambos estudios 
sugieren que cualquier expansión (Yoshida et al., 1999) o reducción (Komori et al., 1999) 
en trinucleótidos repetidos se asocia con infertilidad idiopática. Opuesto a estos resultados 
Sasagawa et al., (2001) examina 30 japoneses azoospermicos, sin encontrar diferencias 
“Análisis de