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Analisis-del-efecto-de-acido-poli-galico-PGAL-sobre-la-migracion-celular

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
ANÁLISIS DEL EFECTO DE ÁCIDO POLI-GÁLICO (PGAL) SOBRE 
LA MIGRACIÓN CELULAR 
 
 
T E S I S 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 
 
 BIÓLOGO 
 
 
 
 P R E S E N T A : 
 MAXIMILIANO PADILLA ROMERO 
 
 
 
 
 
 DIRECTOR DE TESIS: 
 
DR. ROBERTO SÁNCHEZ SÁNCHEZ 
 
 
 Ciudad Universitaria, Cd. Mx., 2018 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
2 
 
Hoja de Datos del Jurado 
1. Datos del alumno 
Padilla 
Romero 
Maximiliano 
55 22 94 89 30 
Universidad Nacional 
Autónoma de México 
Facultad de Ciencias 
Biología 
309208659 
 
2. Datos del tutor 
Dr. 
Roberto 
Sánchez 
Sánchez 
 
3. Datos del sinodal 1 
Dra. 
María Cristina 
Velasquillo 
Martínez 
 
4. Datos del sinodal 2 
M. en C. 
Gina 
Prado 
Prone 
 
5. Datos del sinodal 3 
Dra. 
Yessica Eduviges 
Zamudio 
Cuevas 
 
6. Datos del sinodal 4 
Dr. 
Miquel 
Gimeno 
Seco 
 
7. Datos del trabajo escrito 
Análisis del efecto del ácido poli-gálico 
(PGAL) sobre la migración celular. 
66 p. 
2018 
 
3 
 
Este trabajo se realizó en el laboratorio de Biotecnología del Centro Nacional de 
Investigación y Atención a Quemados del Instituto Nacional de Rehabilitación "Luis Guillermo Ibarra 
Ibarra". 
 
Se agradece al Dr. Miquel Gimeno Seco, perteneciente al Departamento de Alimentos y 
Biotecnología, de la Facultad de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad 
Universitaria, por la donación del ácido poli-gálico para la realización de este trabajo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
RESUMEN 
La migración celular es un mecanismo crucial involucrado en distintos procesos celulares, 
como el desarrollo embrionario y, en el mantenimiento de la homeostasis en el organismo; sin 
embargo, la migración celular también es un mecanismo implicado en distintas enfermedades como 
el cáncer, el cual es una de las principales patologías que afectan a la población a nivel global. 
Actualmente, varios polifenoles han sido estudiados debido a sus múltiples propiedades benéficas 
para la salud; particularmente, el ácido gálico (AG) posee diversas propiedades biológicas y 
farmacológicas, entre ellas, la propiedad de actuar como una molécula anticancerígena 
(disminuyendo la invasión tumoral y la metástasis, y reduciendo la viabilidad y la proliferación en 
líneas celulares tumorales). Es por ello que el AG ha sido estudiado por diversos grupos de 
investigación para el desarrollo de terapias contra el cáncer; sin embargo, la poca solubilidad en agua 
del AG impide que sus actividades biológicas sean explotadas de una manera eficiente. Por lo 
anterior, se sintetizó el ácido poli-gálico (PGAL) a partir de la polimerización del AG, el cual es un 
polímero que funciona como material semiconductor, como biomaterial de andamiaje para el 
crecimiento tisular y celular, posee una capacidad citoprotectora y; presenta una elevada solubilidad 
en agua lo que amplía su campo de aplicación. 
El objetivo principal de este trabajo fue evaluar si el polímero PGAL presentaba propiedades 
anticancerígenas al igual que su precursor (el AG), particularmente en la disminución de la migración 
celular. Los resultados obtenidos a partir de un modelo in vitro de cicatrización de la herida mostraron 
una disminución en la migración de tres linajes celulares (fibroblastos dérmicos humanos y dos líneas 
celulares de cáncer de colon) después de someterlos a distintas concentraciones de PGAL y de una 
manera dosis/dependiente. Estos hallazgos sugieren que altas concentraciones de PGAL disminuyen 
la migración de líneas celulares de cáncer de colon en cultivos in vitro, lo que plantea la posibilidad 
de utilizar el PGAL como un biomaterial para suprimir la metástasis en algún tejido u órgano del 
cuerpo. 
 
 
 
 
 
6 
 
ÍNDICE DE CONTENIDOS 
I. Abreviaturas………………………………………………………………………… 08 
II. Introducción…………………………………………………………………………. 10 
1. El microambiente celular…………………………………………………………. 10 
1.1. Interacciones célula-matriz extracelular…………………………………...... 10 
2. Citoesqueleto de actina…………………………………………………………... 12 
2.1 Migración celular…………………………………………………………..... 14 
2.2 Migración celular individual………………………………………………… 15 
2.3 Migración celular colectiva………………………………………………….. 17 
2.4 Ensayo de cicatrización de la herida………………………………………….. 20 
3. Cáncer……………………………………………………………………………. 21 
3.1. Transición epitelio-mesénquima…………………………………………...... 21 
4. Polifenoles……………………………………………………………………….. 23 
4.1. Derivados fenólicos…………………………………………………………. 23 
5. Ácido gálico……………………………………………………………………… 24 
5.1. Propiedades del ácido gálico….…………………………………………….. 25 
5.2. Papel del ácido gálico en la migración celular………………………………. 26 
6. Ácido poli-gálico………………………………………………………………… 29 
6.1. Propiedades del ácido poli-gálico………..…………………………………. 29 
III. Hipótesis……………………………………………………………………………... 31 
IV. Objetivos…………………………………………………………………………….. 32 
V. Justificación…………………………………………………………………………. 33 
VI. Metodología………………………………………………………………………….. 34 
1. Descongelamiento, cultivo y expansión de los linajes celulares…………………. 34 
2. Cultivo de los linajes celulares en placas de 24 pozos…………………………… 34 
7 
 
2.1. Pre-tratamiento con mitomicina C………………………………………...... 36 
2.2. Preparación del PGAL a distintas concentraciones……………..................... 36 
2.3. Evaluación de la migración de los linajes celulares mediante el ensayo de 
cicatrización de la herida……………………………………………………... 37 
2.4. Estimulación de los cultivos con PGAL……………………………………… 38 
2.5. Adquisición de datos………………………………………………………..... 39 
2.6. Análisis estadístico…………………………………………………………... 39 
VII. Resultados…………………………………………………………………………… 40 
VIII. Discusión…………………………………………………………………………….. 54 
IX. Conclusión………………………………………………………………………….... 58 
X. Perspectivas………………………………………………………………………….. 59 
XI. Referencias…………………………………………………………………………... 60 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 
 
I. ABREVIATURAS 
 
A.A Antibiótico-Antimicótico 
Actina-F Actina Filamentosa 
Actina-G Actina Globular 
ADAMs Desintegrina y Metaloproteinasa (A Disintegrin And Metalloproteinases) 
AG Ácido Gálico 
AKT/p-AKT AKT/AKT Fosforilada (AKT/AKT Phosphorylated) 
 
α-SMA Actina de Músculo Liso Alfa (Alpha-Smooth Muscle Actin) 
Ca2+ Ión Calcio 
COX Ciclooxigenasa (Ciclooxygenase) 
CO2 Dióxido de Carbono 
DMEM Medio de Eagle Modificado por Dulbecco (Dulbecco's Modified Eagle Medium) 
DMSO Dimetilsulfóxido 
 
ECM Matriz Extracelular (Extra-Cellular Matrix) 
EGF/EGFR Factor de Crecimiento Epidérmico/Receptor del Factor de Crecimiento Epidérmico 
(Epidermal Growth Factor/Epidermal Growth Factor Receptor). 
EMT Transición Epitelio-Mesénquima (Epithelial–Mesenchymal Transition) 
ERK/p-ERK ERK/ERK Fosforilada (ERK/ERK Phosphorylated) 
FAK Cinasas de Adhesión Focal(Focal Adhesion Kinase) 
FGF Factor de Crecimiento de Fibroblastos (Fibroblast Growth Factor) 
 
HGF Factor de Crecimiento de Hepatocitos (Hepatocyte Growth Factor) 
IκB Proteína Inhibitoria IκB (IκB Inhibitory Protein) 
IKK IκB Cinasa (IκB Kinase) 
JNK Cinasa c-Jun N-terminal (c-jun N-terminal kinase) 
MAPK/ERK/JNK/P38 Proteínas Cinasas Activadas por Mitógenos (Mitogen-Activated Protein 
Kinases) 
MMPs Metaloproteinasas de Matriz (Matrix Metalloproteinases) 
 
 
https://en.wikipedia.org/wiki/Metalloproteinase
9 
 
NF-kβ Factor Nuclear Potenciador de las Cadenas Ligeras Kappa de las Células B Activadas 
(Nuclear Factor Kappa Light Chain Enhancer of Activated β Cells) 
OH Grupo Funcional Hidroxilo 
P.B.S Tampón Fosfato Salino (Phosphate Buffered Saline) 
PGAL Ácido Poli-Gálico 
PI3K Fosfatidilinositol-3-Cinasa (Phosphoinositide 3-Kinase) 
PKC Proteína Cinasa C (Protein Kinase C) 
 
ROCK Rho-cinasa (Rho- kinase) 
R.P.M Revoluciones por Minuto 
SAPK Proteínas Cinasas Activadas por Estrés (Stress-Activated Protein Kinase) 
S.F.B Suero Fetal Bovino (Fetal Bovine Serum) 
Src Proteínas Tirosina Cinasas de la Familia Src (SRC Family of Protein Tyrosine Kinases) 
TGF-β Factor de Crecimiento Transformante Beta (Transforming Growth Factor Beta) 
 
UGDH Uridina Difosfato Glucosa Deshidrogenasa (Uridine Diphosphate Glucose Dehydrogenase) 
VEGF/VEGFR Factor de Crecimiento Endotelial Vascular/Receptor del Factor de Crecimiento 
Endotelial Vascular (Vascular Endothelial Growth Factor/Vascular Endothelial Growth Factor 
Receptor) 
µg Microgramos 
µl Microlitros 
µm Micrómetros 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
II. INTRODUCCIÓN 
 
 
1. El microambiente celular 
En los últimos años, se ha hecho cada vez más evidente que las células deben integrarse y 
responder a una compleja interacción de señales biofísicas y bioquímicas durante muchos procesos 
celulares normales y patológicos (Bukoreshtliev et al., 2013). El microambiente celular es un 
escenario que está constituido por una plétora de señales, las cuales afectan directamente las 
condiciones alrededor de una célula o grupo de células, y tienen un efecto directo o indirecto sobre el 
comportamiento celular (Barthes et al., 2014). La interacción de la célula/s con su microambiente 
proporciona señales biofísicas y bioquímicas que contribuyen a la regulación de procesos celulares 
complejos e importantes en el organismo, como lo son el desarrollo embrionario, la cicatrización de 
heridas, la vigilancia inmunológica y la homeostasis tisular; mediante la modulación de una gran 
cantidad de funciones celulares, entre las que destacan la migración, la diferenciación y la 
proliferación celular (Deakin & Turner, 2008). 
1.1. Interacciones célula-matriz extracelular 
Las interacciones entre las células y la ECM son importantes en la citoarquitectura general y 
el mantenimiento de la integridad tisular. Durante el desarrollo embrionario estas interacciones juegan 
un papel clave en la morfogénesis de los tejidos, la polarización y la migración celular, y la unión de 
las células epiteliales. Las interacciones celulares con la ECM se basan en: (i) interacciones entre las 
proteínas de la ECM, (ii) los receptores de adhesión focal y, (iii) las moléculas de andamiaje y 
señalización, incluidas las del citoesqueleto (Smith et al., 2016). 
 La comunicación entre las células y la ECM está mediada por receptores de adhesión focal 
transmembranales (Smith et al., 2016). Las fuerzas mecánicas aplicadas en la interfase célula-ECM 
se detectan y se transmiten al interior de la célula mediante receptores de adhesión diméricos 
transmembranales, mejor conocidos como integrinas (DeMali et al., 2014). Las integrinas son una 
familia de receptores transmembranales compuestos por subunidades α y β (figura 1), y son 
considerados como los principales receptores de adhesión a la ECM, regulando las interacciones 
intracelulares y citoesqueléticas; con lo cual las células se adhieren o son capaces de migrar (Smith 
et al., 2016). 
 
 
11 
 
La respuesta de las integrinas a una determinada fuerza implica tres pasos mecanoquímicos 
esenciales: (i) las integrinas deben unirse primero a componentes de la ECM (o activarse); (ii) estas 
fuerzas tienen que ser transmitidas al interior de la célula, en donde se convierten en señales 
bioquímicas (mecanotransducción) y, finalmente; (iii) las integrinas se enlazan con el citoesqueleto 
de actina para transmitir las fuerzas a través de la célula, reforzando sus adhesiones para resistir la 
fuerza (DeMali et al., 2014). Entre los componentes de la ECM se encuentran los ligandos 
extracelulares que incluyen colágenos, lamininas o proteínas que contienen una secuencia de 
arginina-glicina y ácido aspártico (RGD) (Smith et al., 2016). Para facilitar su activación y respuesta 
a la fuerza, las integrinas reclutan (intracelularmente) grandes complejos moleculares de 
citoesqueleto y una plétora de proteínas de andamiaje y señalizadoras para formar un complejo 
conocido como adhesión focal (figura 1) (DeMali et al., 2014). 
 
Figura 1 | Las adhesiones focales proporcionan tanto un enlace estructural como un enlace de 
señalización entre la ECM y el citoesqueleto de actina. La adhesión de una célula a la ECM a través de los 
heterodímeros de αβ-integrina transmembranales, conduce a la activación de la integrina y al reclutamiento de 
numerosas proteínas intracelulares a la membrana plasmática. Las adhesiones focales comprenden más de 125 
especies de proteínas, que incluyen tanto proteínas estructurales como proteínas reguladoras (Tomada y 
modificada de: Deakin & Turner, 2008). 
 Las adhesiones focales no son sólo enlaces estructurales entre la ECM y el citoesqueleto de 
actina, sino que comprenden sitios importantes de vías de transducción de señales, dando lugar a 
diversos procesos biológicos (Yam et al., 2009). La formación del complejo de adhesión focal es 
importante en la señalización celular para dirigir la migración, la proliferación y la diferenciación 
(Ahmad Khalili & Ahmad, 2015). 
Las integrinas se agrupan en adhesiones célula-ECM, donde conectan los componentes de la 
ECM a la red del citoesqueleto de actina, a través del reclutamiento de proteínas de andamiaje, como 
talina, vinculina y paxilina (Danen et al., 2005). Muchos de los componentes citoplasmáticos de las 
adhesiones focales detectan, responden y soportan la fuerza aplicada a las integrinas (DeMali et al., 
2014). Las integrinas pueden señalar bidireccionalmente a través de la membrana celular. La 
12 
 
señalización intracelular de las integrinas es mediada a través de diferentes proteínas señalizadoras, 
incluyendo a FAK, MAPK, GTPasas de la familia Rho (Smith et al., 2016) y de la familia Src; las 
cuales pueden regular la dinámica local durante la migración celular (Danen et al., 2005), la cual es 
crítica en muchos procesos biológicos y patológicos. 
Para que la célula pueda migrar, requiere la organización de la red del citoesqueleto de actina, 
de los microtúbulos y de la formación de adhesiones célula-ECM en respuesta a señales 
extracelulares; estos procesos están controlados por las GTPasas de la familia Rho. En su estado unido 
a GTP, las Rho GTPasas pueden activar múltiples vías efectoras río abajo. En una célula que está en 
proceso de migración, las actividades de las diferentes Rho GTPasas y/o sus vías efectoras deben 
controlarse de forma espacial y temporal (Danen et al., 2005). 
Las ADAMs son proteasas de ectodominio, que se encuentran unidas a la membrana celular 
y escinden porciones extracelulares de proteínas transmembranales, liberando los ectodominios 
solubles de la superficie celular. La familia ADAM pertenece a la de las metaloproteinasas 
dependientes de zinc. La ADAM17 participa en la proteólisis del colágeno IV de la ECM y, en la 
liberación de la superficie de la membranacelular de varias integrinas, lo que sugiere que ADAM17 
influye en la actividad invasora de diferentes células (Locatelli et al., 2012), ya que la unión de la 
célula a la ECM por medio de las integrinas transmembranales se ve comprometida por su acción. 
2. Citoesqueleto de actina 
El citoesqueleto está compuesto de tres tipos principales de proteínas estructurales: (i) 
microtúbulos, (ii) filamentos intermedios y, (iii) microfilamentos. Los microfilamentos son polímeros 
de actina que junto con un gran número de proteínas asociadas y proteínas de unión a la actina 
constituyen el citoesqueleto de actina. El citoesqueleto de actina es un entramado dinámico de 
polímeros de actina y de una gran variedad de proteínas asociadas. Sus principales funciones están 
relacionadas con la migración celular y los cambios en la citoarquitectura de la célula durante las 
fases del ciclo celular. También, participa en la organización del citoplasma para generar fuerzas 
mecánicas dentro de la célula en respuesta a diversas señales extracelulares, es crucial para algunas 
actividades contráctiles y gobierna las interacciones celulares, la adhesión celular, y el tráfico 
intracelular de proteínas (Guirado et al., 2002). 
La actina está presente en dos formas, la actina-G, la cual se polimeriza en la otra forma que 
se llama actina-F. La actina-F se puede encontrar como haces llamados fibras de estrés o como una 
fina red debajo de la membrana plasmática llamada microfilamentos. También existe una tercera 
estructura filamentosa llamada anillo contráctil, la cual es crítica para la separación de la célula 
13 
 
durante la fase de la citocinesis. Cada microfilamento tiene dos extremos diferentes en los que la 
polimerización tiene lugar a diferentes velocidades, un extremo de crecimiento rápido o positivo (+) 
y un extremo de crecimiento lento o negativo (-). En las células, el extremo positivo de los filamentos 
está orientado hacia la membrana celular mientras que el extremo negativo hacia el citoplasma (figura 
2) (Papakonstanti & Stournaras, 2008). 
 
Figura 2 | Imagen representativa del ensamblaje de la actina-F. El ensamblaje de la actina del citoesqueleto 
es un proceso estrictamente regulado e incluye la organización monomérica de la actina (actina-G) dentro del 
polímero y la superorganización de los polímeros de actina en una red de filamentos (actina-F) (Tomada y 
modificada de: Selbach & Backert, 2005). 
El estado de polimerización de la actina, la longitud de los filamentos y sus propiedades en 
las células están regulados por las proteínas ligadas o asociadas a actina. Existen numerosas proteínas 
funcionalmente importantes asociadas a la actina, su unión a actina-G o actina-F sirve para controlar 
la longitud de los filamentos o para mantener los filamentos a una cierta longitud (ej., vilina, cofilina, 
gelsolina, fragmina y severina), para producir haces de filamentos de actina (ej., vilina, filamina y 
fimbrina), para reticular los filamentos de actina que forman una red tal como la que se encuentra en 
asociación con la membrana celular (ej., fibrina, vinculina, α-actinina y talina) o para controlar el 
conjunto de actina-G evitando la polimerización de actina (ej., profilina). Además, un tipo importante 
de proteína asociada a la actina es la familia de las miosinas, las cuales convierten la energía química 
en energía mecánica para producir el movimiento de los filamentos de actina. La miosina mejor 
caracterizada es la miosina II, y sirve para potenciar la contracción del anillo contráctil durante la 
citocinesis o para producir la contracción y la migración celular (Papakonstanti & Stournaras, 2008). 
En las células, el citoesqueleto de actina abarca una gran variedad de estructuras que son 
esenciales en distintos procesos involucrados en la fisiología celular. Para cada proceso, el 
citoesqueleto de actina-F adquiere una estructura y composición molecular específica, lo que sugiere 
que las propiedades mecánicas de estas redes de actina pueden ajustarse para un aspecto específico 
de la fisiología celular (Stricker et al., 2010). 
 
14 
 
2.1. Migración celular 
La célula es una unidad fundamental de los seres vivos, responsable de permitir funciones 
complejas y reguladas en los organismos. Su capacidad de migrar es crítica en el desarrollo 
embrionario, en las funciones fisiológicas normales y en enfermedades. La migración celular es 
impulsada por una organización bioquímica y biomecánica intracelular que es sensible a las señales 
extracelulares (Mak et al., 2016). La regulación espacial y temporal de las GTPasas de la familia Rho 
incluye a las proteínas Cdc42, Rac1 y RhoA, que cuando se activan interactúan con una amplia 
variedad de proteínas efectoras río abajo, esenciales para controlar la dinámica del citoesqueleto de 
actina y de las adhesiones asociadas a actina durante la migración polarizada de células (Deakin & 
Turner, 2008). 
La migración celular individual es el mecanismo que mejor ha sido estudiado sobre el 
movimiento celular in vitro y se sabe que contribuye en muchos procesos de motilidad celular in vivo, 
tales como el desarrollo embrionario, la vigilancia inmunológica y la metástasis del cáncer. La 
migración de una sola célula permite que las células se posicionen en tejidos (como lo hacen durante 
la morfogénesis), en crecimientos secundarios (metástasis en el cáncer), o para pasar transitoriamente 
a través del tejido (como lo muestran las células inmunológicas). La migración celular colectiva es el 
segundo modo principal del movimiento celular. En este modo, las células permanecen conectadas a 
medida que se mueven, lo que da lugar a cohortes de migración y diversos grados de organización en 
los tejidos. La migración colectiva de grupos celulares unidos cohesivamente in vivo es frecuente 
durante la embriogénesis y conduce a la formación de muchos tejidos y órganos (Friedl & Gilmour, 
2009). 
Los mecanismos de la regulación de la migración celular han sido estudiados 
exhaustivamente en modelos de cultivos celulares in vitro bidimensionales. Sin embargo, las 
discrepancias entre el comportamiento de las células en un modelo bidimensional in vitro y en uno in 
vivo, han llevado a un número creciente de investigadores a cambiar a modelos tridimensionales, los 
cuales representan mejor el microambiente tisular (Even-Ram & Yamada, 2005). La migración 
celular en una ECM tridimensional es un proceso de varios pasos, que involucra cambios en el 
citoesqueleto de actina, en adhesiones célula-sustrato y en componentes de la ECM. La migración 
celular se da como respuesta a estímulos extracelulares que pueden ser factores difusibles, señales en 
células vecinas y, señales de la ECM (Parri & Chiarugi, 2010). 
 
 
15 
 
2.2. Migración celular individual 
La migración de una sola célula es un proceso cíclico de cinco pasos, que comprende: (i) la 
polarización celular y la protrusión del borde delantero de la célula (impulsada por el citoesqueleto 
de actina), seguido por, (ii) la unión del borde delantero al sustrato (el cual puede ser la ECM 
circundante u otras células), (iii) la degradación proteolítica de los componentes tisulares que 
confinan físicamente el cuerpo celular, (iv) la contracción de la actomiosina (conduciendo a la tensión 
a lo largo del eje longitudinal) y, finalmente, (v) el deslizamiento hacia adelante de la parte trasera de 
la célula (Ilina & Friedl, 2009). 
Para migrar de una manera continua y dirigida en respuesta a estímulos externos, la célula 
requiere una maquinaria molecular interna que defina la direccionalidad de la migración. Esta 
maquinaria consiste en una interacción de factores bioquímicos y mecánicos que polarizan a la célula, 
de tal manera que se generan fuerzas en una dirección específica para mover la célula hacia delante 
(Mak et al., 2016). La migración de una célula se basa en el establecimientode un eje de polaridad 
de adelante hacia atrás (figura 3), incluyendo reordenamientos citoesqueléticos polarizados. Esta 
polarización, es una polarización funcional delantera-trasera de cascadas de señalización (Mayor & 
Etienne-Manneville, 2016). 
 
Figura 3 | Migración celular individual. El motor principal para el movimiento está en la parte frontal de la 
célula, donde ocurre la protrusión activa de la membrana y la célula se adhiere a la ECM. A medida que el 
lamelipodio se extiende, se forman adhesiones nacientes basadas en integrina; estas maduran finalmente en 
adhesiones focales, sobre las cuales se anclan los cables longitudinales de actomiosina. Las adhesiones focales 
maduras se mantienen durante la migración, hasta que alcanzan el borde de retracción de las células, donde se 
desmontan. Las fuerzas locomotoras aplicadas a las adhesiones focales impulsan el movimiento de la célula 
sobre o a través del sustrato. La red de microtúbulos y los componentes de la membrana intracelular también 
se organizan de manera polarizada a lo largo de la dirección de migración (Tomada y modificada de: Mayor & 
Etienne-Manneville, 2016). 
16 
 
En el frente de la célula, las proteínas Rac y Cdc42 inducen reordenamientos citoesqueléticos 
(Mayor & Etienne-Manneville, 2016). Posteriormente, la célula se expande haciendo protrusiones, 
generalmente impulsadas por la polimerización de la actina; estas protrusiones pueden ser grandes 
lamelipodios, filopodios pequeños, y combinaciones de los mismos (figura 3) (Rørth, 2009). 
Específicamente, se requiere Cdc42 para la polarización celular y la formación de filopodios (en el 
borde delantero de la célula), mientras que Rac promueve la extensión de láminas de membrana 
anchas o lamelipodios (también en el borde delantero de la célula) (Deakin & Turner, 2008). Se ha 
propuesto que los filopodios actúan como estructuras para detectar señales externas y así establecer 
la dirección de la migración celular. Por otra parte, se cree que los lamelipodios tienen un papel 
principal en impulsar la migración celular, uniéndose al sustrato y generando así la fuerza necesaria 
para empujar el cuerpo celular hacia delante (figura 3) (Yamaguchi & Condeelis, 2007). 
Las protuberancias celulares crecientes posteriormente tocan la ECM adyacente e inician la 
unión a través de moléculas de adhesión, especialmente integrinas (Friedl & Wolf, 2003). La célula 
necesita adhesión y tracción sobre el substrato. Las adhesiones focales basadas en integrinas pueden 
soportar la tracción; si el sustrato son otras células, las moléculas involucradas en la adhesión célula-
célula pueden mediar estos contactos (Rørth, 2009). Los dominios extracelulares de integrina se unen 
a motivos de secuencia específicos presentes en proteínas de la ECM, como fibronectinas, colágenos 
y otras proteínas. La unión de los dominios extracelulares de integrinas a sus ligandos de la ECM 
induce un cambio conformacional intracelular, el cual promueve la vinculación del dominio 
intracelular de la integrina al citoesqueleto de actina a través de proteínas adaptadoras (Parsons et al., 
2010). 
Las integrinas unidas al citoesqueleto de actina a través de proteínas adaptadoras se 
enriquecen localmente, se agrupan y se convierten en una pequeña adhesión focal inicial, que puede 
crecer y estabilizarse para formar un complejo de adhesión focal (figura 3). Antes y mientras se 
desarrollan las adhesiones focales, los filamentos de actina se alargan y ensamblan a través de la 
acción de proteínas reticuladas tales como la α-actinina, miosina II y otras (Friedl & Wolf, 2003). A 
su vez, Cdc42 y Rac también estimulan el ensamblaje de los complejos de adhesión nacientes, 
mientras que RhoA promueve tanto la maduración de las adhesiones en el borde delantero de la célula; 
como su desmontaje en la parte trasera (Deakin & Turner, 2008). La participación de las integrinas y 
otros receptores de adhesión conduce al reclutamiento de proteasas superficiales hacia sitios de unión, 
las cuales, a su vez degradan los componentes de la ECM que están muy cerca de la superficie celular, 
ya que las proteasas solubles pueden unirse directamente a las integrinas (Friedl & Wolf, 2003). 
17 
 
Finalmente, la célula ejerce una fuerza de tracción para trasladar el cuerpo celular hacia 
adelante y retraer su parte trasera. Ambos movimientos requieren generalmente contracciones 
basadas en actina y miosina (actomiosina). Estos procesos deben estar polarizados dentro de la célula 
de manera que haya al menos transitoriamente un frente y una parte trasera, de lo contrario, no ocurre 
ningún movimiento (Rørth, 2009). La RhoA estimula la formación de la fibra de estrés de actina, que 
es necesaria para la contractilidad y translocación celular (Deakin & Turner, 2008). La contracción 
de los filamentos de actina es proporcionada por la miosina II, la proteína motora principal en células 
eucariotas no musculares (Friedl & Wolf, 2003). 
En la parte trasera de la célula, una vía de señalización que involucra a las proteínas Rho 
promueve la contracción de la actomiosina (Mayor & Etienne-Manneville, 2016), la cual genera 
fuerzas de tracción sobre el sustrato. La contracción también favorece el desmontaje de adhesiones 
ubicadas en la parte trasera del cuerpo celular, para así, permitir que la célula se mueva hacia delante 
(Parsons et al., 2010). Tres factores cruciales contribuyen a la contracción celular incluyendo: (i) la 
expresión de α-SMA, (ii) el montaje de actina-F y, (iii) la fosforilación de la cadena ligera de miosina. 
La señalización de la vía RhoA/ROCK está implicada en una variedad de procesos celulares basados 
en actina, incluyendo la contracción del músculo liso, la migración celular y la formación de fibras 
de estrés. La RhoA actúa como un interruptor molecular, activando efectores río abajo para ejecutar 
sus efectos biológicos y ROCK es un importante efector de RhoA. La señalización RhoA/ROCK es 
un regulador crítico de la contracción celular, al aumentar la expresión de α-SMA, actina-F y el nivel 
de fosforilación de la cadena ligera de miosina (Hsieh et al., 2016). 
2.3. Migración celular colectiva 
El desarrollo de los organismos multicelulares implica movimientos morfogenéticos en los 
cuales grandes grupos de células migran de manera colectiva y coordinada para contribuir a la 
formación de tejidos y órganos. La migración colectiva también ocurre en el adulto durante la 
cicatrización de heridas, la renovación tisular y la angiogénesis, también ha estado implicada en la 
propagación de tumores. Este comportamiento colectivo implica la interacción física o química entre 
las células migratorias individuales (Mayor & Etienne-Manneville, 2016). 
Las células que migran colectivamente usan mecanismos similares a los que presentan las 
células individuales para migrar, como la polarización celular, la adhesión a la ECM circundante y la 
contracción. Sin embargo, su capacidad para interactuar entre sí, tanto química como mecánicamente, 
proporciona a las células dentro del grupo celular en movimiento mecanismos adicionales para migrar 
(Trepat et al., 2012). El movimiento celular colectivo ocurre cuando dos o más células que retienen 
18 
 
sus uniones célula-célula se mueven juntas a través de un espacio determinado, el cual podría ser una 
capa bidimensional de ECM, o a través de un andamio de tejido intersticial tridimensional (Ilina & 
Friedl, 2009). Durante la migración colectiva, un aglomerado de células migra en la misma dirección 
a una velocidad similar. Además, estas células coordinan su respuesta al medio ambiente, asegurando 
que las células que de otro modo estarían inmóviles o que migrarían en una dirección diferente 
también sigan el movimiento global (Mayor & Etienne-Manneville, 2016). 
La migración celular puede ser considerada como colectiva si las células cumplen el criterio 
de moverse juntas, haciendocontacto al menos una parte del tiempo y, que estén siendo afectadas 
mutuamente durante la migración. Si la célula 1 está físicamente acoplada a las células 2 y 3, entonces 
su movimiento dependerá de su propia actividad y de los comportamientos de las células 2 y 3 (que 
pueden cooperar para promover el movimiento o pueden impedirlo) (figura 4) (Rørth, 2009). 
 
Figura 4 | Elementos básicos de la migración celular colectiva. Si las células 1, 2 y 3 están conectadas 
mecánicamente y/o transmiten señales dependientes de contacto, entonces el movimiento de la célula 1 puede 
ser restringido o mejorado por los comportamientos de las células 2 y 3. Si las células 2 y 3 se estiran o se 
mueven hacia adelante, se intercalan, o se multiplican, el movimiento hacia delante de la célula 1 puede ser 
mejorado (Tomada y modificada de: Rørth, 2009). 
Existen tres propiedades que caracterizan la migración celular colectiva: (i) las células 
permanecen físicamente y funcionalmente conectadas, de tal manera que la integridad de las uniones 
célula-célula se conserva durante el movimiento, (ii) la polaridad multicelular y la organización 
supracelular del citoesqueleto de actina (es decir, la dinámica del citoesqueleto se comparte entre 
múltiples células para funcionar como una sola unidad) generan fuerza de tracción y protrusión para 
la migración y mantienen las uniones célula-célula y, (iii) en la mayoría de los modos de migración 
colectiva, los grupos celulares en movimiento modifican estructuralmente el tejido a lo largo del 
trayecto de migración, ya sea despejando el camino o causando una modificación secundaria de la 
ECM, incluyendo la deposición de una membrana basal (Friedl & Gilmour, 2009). 
19 
 
Dependiendo del contexto anatómico y fisiológico, la migración colectiva puede manifestarse 
como una locomoción bidimensional a través de una superficie de tejido (también conocida como 
migración laminar o sheet migration) donde las células migran como una monocapa laminar plana, o 
como una locomoción tridimensional a través de un andamio tisular donde las células están 
organizadas como una red de hebras multicelulares (Grada et al., 2017). 
El ensayo de cicatrización de la herida (Wound Healing Assay) es una técnica estandarizada 
para investigar la migración celular colectiva en dos dimensiones. En este ensayo, se crea un área 
libre de células en una monocapa celular confluente, ya sea por exclusión física o por eliminación de 
las células del área mediante daño mecánico, térmico o químico. El tipo de migración celular colectiva 
probado por el ensayo de cicatrización de heridas se conoce como migración laminar (sheet 
migration) (Jonkman et al., 2014). Este ensayo es adecuado para tipos de células tales como 
queratinocitos y fibroblastos de piel que exhiben migración colectiva (Grada et al., 2017). 
Una característica de la migración laminar es que las células mantienen contacto y una 
continuidad estrecha mientras la lámina se mueve hacia delante (Rørth, 2009). Esta migración es 
exhibida por monocapas celulares epiteliales y endoteliales que se mueven en dos dimensiones 
manteniendo sus uniones intercelulares. La migración laminar ocurre en diversos procesos, tales 
como la metástasis del cáncer, la morfogénesis embrionaria y en las lesiones tisulares. La migración 
laminar implica una interacción compleja entre las fuerzas mecánicas, las interacciones moleculares 
y las cascadas bioquímicas que se desencadenan por la exposición de la monocapa celular al espacio 
libre; tal como ocurre cuando las células están expuestas al área libre de células creada en el ensayo 
de cicatrización de la herida. Aunque una definición estricta de la migración laminar requiere que las 
células mantengan sus uniones intercelulares, hay evidencia de que las células que carecen de uniones 
intercelulares, como los fibroblastos, muestran algunas características de migración laminar 
(Jonkman et al., 2014). 
 
 
 
 
 
 
20 
 
2.4. Ensayo de cicatrización de la herida 
La técnica consiste en realizar un raspado lineal, delgado, creando una brecha (herida) en una 
monocapa de células confluentes (figura 5) (Grada et al., 2017). 
 
Figura 5 | Migración laminar en dos dimensiones. (a) Una monocapa confluente, no perturbada, de células 
(epiteliales), vista desde arriba. (b) Al raspar mecánicamente un sector de células, las células de los bordes 
pueden resultar heridas (asteriscos de color naranja) y están adyacentes al espacio libre (un hueco blanco). (c) 
Las láminas celulares se mueven para cerrar el hueco. Las pequeñas flechas rojas indican vectores de 
desplazamiento para células individuales en un punto del tiempo (Tomada y modificada: de Rørth, 2009). 
Un buen punto de partida es calcular la densidad de siembra y el tiempo de incubación 
requeridos para producir una monocapa confluente de células (Jonkman et al., 2014). Para 
posteriormente capturar a intervalos regulares de tiempo imágenes de las células que llenan el espacio 
creado. Se toman mediciones generalmente durante 24 horas en un intento de limitar el estudio a la 
migración y minimizar la contribución de la proliferación celular al relleno de huecos, sin embargo; 
el intervalo de tiempo de la medición debe ser ajustado de acuerdo con el tipo de célula a estudiar 
(Grada et al., 2017). 
Durante el curso del ensayo de cicatrización de heridas, las células migrarán hacia la brecha, 
y también proliferarán. En la mayoría de los estudios de cicatrización de heridas el resultado deseado 
es la medición de la migración, por lo que se sugiere suprimir la proliferación de manera que no 
interfiera con el resultado que se busca (Jonkman et al., 2014). Para reducir el riesgo de proliferación 
celular que confunde el estudio de la migración, se puede usar una dosis baja de un inhibidor de 
proliferación: la mitomicina C, el cual es un antibiótico antitumoral que inhibe la síntesis del ADN 
(Grada et al., 2017). 
 
21 
 
La reducción de suero es el método no farmacéutico más común para minimizar la 
proliferación en los ensayos de cicatrización de heridas. Las células primarias no toleran bajas 
concentraciones de suero, así como las líneas celulares establecidas, ya que a menudo requieren una 
concentración reducida de suero en lugar de su ausencia completa dentro del medio. Un informe 
reciente sugiere que la inanición de suero induce muchas respuestas complejas e impredecibles en 
diferentes líneas celulares (Jonkman et al., 2014). 
Algunas aplicaciones del ensayo de cicatrización de la herida son el análisis cuantitativo y 
cualitativo de la migración celular colectiva bajo diferentes condiciones experimentales; el estudio 
de los efectos de las interacciones célula-ECM y célula-célula sobre la migración celular y; la 
detección de genes implicados en la migración de células tumorales, la detección de moléculas 
pequeñas y el descubrimiento de fármacos (Grada et al., 2017). 
3. Cáncer 
El cáncer es una de las principales patologías que afectan a la población a nivel mundial. 
Según la Organización Mundial de la Salud (OMS), en el 2008 se diagnosticaron 12,7 millones de 
nuevos casos y 7,6 millones de personas murieron de cáncer, lo que representa un 13% de todas las 
defunciones a nivel mundial, convirtiéndolo así en uno de los principales problemas de salud a nivel 
global (Sánchez, 2013). 
Las metástasis cancerosas y las fallas en el tratamiento clínico de las metástasis son 
responsables de la mayoría de las muertes en pacientes afectados por tumores sólidos. La cascada 
metastásica es compleja y abarca los siguientes procesos: (i) la migración de células cancerosas lejos 
del tumor primario, (ii) intravasación en el torrente sanguíneo o sistema linfático, (iii) tránsito a través 
de la circulación, (iv) extravasación a tejidos secundarios y, (v) la formación de colonias tumorales 
metastásicasdistantes (Paul et al., 2017). Estos procesos son necesarios para la metástasis de 
adenocarcinomas, los cánceres humanos más comunes (Yamaguchi et al., 2005). Cada uno de los 
pasos necesarios para que se produzca la metástasis está dirigido por las alteraciones genéticas y/o 
epigenéticas adquiridas y acumuladas durante el curso de la progresión del tumor (Arvelo et al., 
2016). 
3.1. Transición epitelio-mesénquima 
En la etapa inicial de las metástasis se producen cambios en las células tumorales epiteliales, 
cuya consecuencia final es su migración a través de la membrana basal con la posterior invasión del 
microambiente circundante; a través de un proceso caracterizado por pérdida de las uniones 
intercelulares epiteliales, la reorganización del citoesqueleto de actina, pérdida de la polaridad apical-
22 
 
basal y la adquisición de una morfología mesenquimal en las células, todo esto asociado con una 
desregulación del patrón de expresión génica epitelial y un aumento en la expresión de genes que 
ayudan a definir el fenotipo mesenquimal. Este cambio de las células epiteliales hacia un fenotipo 
mesenquimal se conoce como EMT, el cual es esencial para el desarrollo embrionario normal y, 
también está implicado en la progresión del cáncer hacia un fenotipo invasivo, ya que confiere a las 
células tumorales una ventaja de supervivencia hacia los sitios de metástasis (Benedetti & Reyes, 
2015). 
La interacción de las células tumorales con el microambiente local induce la secreción 
autocrina o paracrina de factores de crecimiento, citocinas y compuestos de la ECM que pueden 
desencadenar la EMT. Se han asociado un gran número de vías de señalización y factores de 
crecimiento con la EMT, como los factores EGF, FGF o HGF. La vía Wnt/β-catenina está relacionada 
con la EMT, siendo también el factor TGF-β otro inductor de la EMT, ya que las señales activadas 
por este factor inhiben algunas proteínas epiteliales, tales como la E-cadherina y queratina (Arvelo et 
al., 2016). Este factor incluye tres isoformas altamente homólogas en mamíferos, TGF-β-1, 2 y 3. 
(Cernaro et al., 2012). El cambio del fenotipo epitelial a mesenquimal se ha asociado con la 
regulación de las GTPasas de la familia Rho, las cuales en su forma activa interactúan con sus 
efectores rio abajo, activando entre muchas otras vías, a la vía MAPK, y, por consiguiente, alterando 
la transcripción génica y moldeando el fenotipo celular durante la EMT. La regulación molecular de 
la EMT es muy compleja, involucra gran cantidad de vías de señalización actuando en forma 
independiente o interconectadas, la mayoría convergen en el control de la expresión de E-cadherina, 
cuya desregulación es el evento molecular clave en este proceso, ya que conduce a pérdida de uniones 
intercelulares y a desestabilización de la arquitectura epitelial (Benedetti & Reyes, 2015). 
Para propagarse dentro de los tejidos, las células tumorales utilizan mecanismos de migración 
que son similares a los que se producen en las células en condiciones fisiológicas normales e 
involucradas en procesos como la morfogénesis embrionaria, la cicatrización y el tráfico de células 
inmunes. Las observaciones in vitro e in vivo han demostrado que las células tumorales se infiltran 
en las matrices de tejidos vecinos en diversos patrones. Mientras que las leucemias, los linfomas y la 
mayoría de los tumores estromales sólidos, como los sarcomas, se difunden a través de células 
individuales, los tumores epiteliales (carcinomas y adenocarcinomas) utilizan comúnmente 
mecanismos de migración colectiva (Friedl & Wolf, 2003). 
 
 
23 
 
4. Polifenoles 
Los polifenoles de origen natural son compuestos provenientes del metabolismo secundario 
de las plantas y se encuentran naturalmente en alimentos y bebidas de origen vegetal. Son abundantes 
micronutrientes en nuestra dieta, y son constituyentes omnipresentes en frutas, verduras, legumbres 
y en bebidas, como té, café o vino. Químicamente, se caracterizan por la presencia de uno o más 
anillos fenólicos en su estructura (Padilla et al., 2008). La mayoría de los polifenoles están presentes 
en los alimentos en forma de ésteres, glucósidos o polímeros, formas que no se pueden absorber. 
Durante el proceso de absorción los polifenoles sufren diversas modificaciones y, como 
consecuencia, la estructura química que se encuentra en el plasma y en los tejidos es muy distinta de 
la presente en los alimentos, por lo que se dificulta la identificación de los metabolitos y la evaluación 
de su actividad biológica (Quiñones et al., 2012). 
4.1. Derivados fenólicos 
Son moléculas que tienen una estructura polifenólica, y se clasifican en diferentes grupos en 
función del número de sus anillos fenólicos, en donde tenemos a los: (i) ácidos fenólicos, (ii) 
flavonoides, (iii) estilbenos y, (iv) lignanos (figura 6) (Yoon et al., 2013). 
Figura 6 | Clasificación de polifenoles. Las clases de polifenoles incluyen ácidos fenólicos, flavonoides, 
estilbenos y lignanos. Se muestran ejemplos de subfamilias importantes de cada clase (Tomada y modificada 
de: Amawi et al., 2017). 
24 
 
Se distinguen dos clases de ácidos fenólicos, los derivados del ácido benzoico y los derivados 
del ácido cinámico. Dentro de los derivados del ácido benzoico están los ácidos hidroxibenzoicos, 
dentro de los cuales encontramos al AG, el ácido protocatecuico y el ácido p-hidroxibenzoico, los 
cuales son componentes de estructuras complejas tales como taninos hidrolizables (galotaninos en 
mangos y elagitaninos en frutas rojas como fresas, frambuesas y moras). El contenido de ácidos 
hidroxibenzoicos se encuentra sólo en pocas plantas consumidas por los seres humanos y, aunado a 
que generalmente se encuentra en muy bajos niveles, hace que todavía no hayan sido ampliamente 
estudiados (Yoon et al., 2013). 
Por otro lado, existen varios polifenoles conocidos por sus propiedades antioxidantes, anti-
inflamatorias y anticancerígenas, esta última merece atención en la investigación del desarrollo de 
fármacos contra el cáncer (Verma et al., 2013). No obstante, pese a los enormes esfuerzos para buscar 
una cura, el cáncer sigue siendo un reto para la salud pública a nivel global ya que, se espera que el 
número de muertes relacionadas con el cáncer pudieran duplicarse en los próximos 50 años. El cáncer 
es una enfermedad multifactorial. La dieta, las hormonas, los hábitos tóxicos, el medio ambiente o la 
infección por microorganismos constituyen puntos importantes que pueden influir en su aparición y 
desarrollo. Conociendo los factores predisponentes, se puede actuar sobre algunos de ellos para 
disminuir el riesgo de prevalencia de esta enfermedad (Sancho & Mach, 2015). 
5. Ácido gálico 
El AG (ácido 3, 4, 5-trihidroxibenzoico), es un miembro de los ácidos hidroxibenzoicos y es 
una sustancia natural que se encuentra en gran parte en forma libre o como derivado en diferentes 
fuentes alimenticias como nueces, té, uvas y zumaque (Rhus coriaria L.). Otras fuentes incluyen las 
agallas, la corteza de roble, miel, diferentes bayas, granada, mango y otras frutas, verduras y bebidas. 
El AG es una molécula planar, que consiste en un anillo aromático, tres grupos OH fenólicos y un 
grupo ácido carboxílico (figura 7) (Badhani et al., 2015). 
 
Figura 7 | Estructura química del AG. Es una molécula planar, que consiste en un anillo aromático, tres 
grupos hidroxilo (OH) fenólicos y un grupo ácido carboxílico (COOH) (Tomada y modificada de: 
Subramanian et al., 2016). 
25 
 
El AG se encuentra en los tejidos vegetales en forma de éster y se absorbe muy bien en 
comparación con otros polifenoles (Badhani et al., 2015), se obtiene directamente del alimento o por 
hidrólisis del ácido tánico mediante una reacción con la enzima tanasa, que cataliza la hidrólisis de 
los enlaces tipo éster presentes en los galotaninos (Govea et al., 2013).Una variedad de sustituyentes en la porción ácida del AG permite la obtención de ésteres con 
un número de análogos con propiedades farmacológicas distintas. La diferencia entre los derivados 
tipo éster es sólo en el número de átomos de carbono de la cadena lateral alifática, dándoles diferentes 
características fisicoquímicas. Los cambios químicos en la molécula de AG pueden modificar sus 
propiedades farmacocinéticas y farmacodinámicas, alterando la solubilidad y el grado de ionización 
(Locatelli et al., 2012). 
5.1. Propiedades del ácido gálico 
El AG posee diversas actividades biológicas y farmacológicas, incluyendo propiedades 
antioxidantes, anti-inflamatorias (puede suprimir las expresiones de citocinas pro-inflamatorias) 
(Yoon et al., 2013); antimicrobianas, anticancerígenas, antifibróticas (Hsieh et al., 2017), 
antialérgicas, antitumorales, (Hsieh et al., 2014), pro-apoptóticas (debido a la capacidad de inducir 
selectivamente la apoptosis en células tumorales pero no en células normales) (Yoon et al., 2013; 
Hsieh et al., 2014); antifúngicas, antipalúdicas, antiherpéticas (Lo et al., 2011), analgésicas y 
neuroprotectoras (Yang et al., 2016). Además, posee otras propiedades, como la producción de 
peróxido de hidrógeno en presencia de ciertos metales (Hsieh et al., 2014). 
El AG, inhibe la proliferación de fibroblastos derivados de cicatrices queloides y de 
fibroblastos derivados de cicatrices hipertróficas en cultivo celular, pudiendo inducir la detención del 
crecimiento celular, la apoptosis o la necrosis (Phan et al., 2003; Hsieh et al., 2017). El AG también 
atenúa la contracción, más no la viabilidad de fibroblastos derivados de cicatrices hipertróficas 
estimulados con TGF-β1, el cual, es un factor pro-fibrótico que juega un papel fundamental en la 
formación de la cicatriz hipertrófica. El TGF-β1 activa la cascada de señalización RhoA/ROCK para 
aumentar la expresión de factores de contracción y provocar la contracción celular. Por lo tanto, la 
contracción de la cicatriz puede ser inhibida por la disminución regulada (downregulation) de la 
actividad de RhoA/ROCK, tras la inhibición de la expresión de estos factores por el AG (Hsieh et al., 
2016). 
El AG, también ejerce efectos anticancerígenos a través de mecanismos moleculares 
pleiotrópicos de acción sobre el ciclo celular, procesos apoptóticos celulares, angiogénesis, invasión 
y metástasis. Estos efectos pueden deberse principalmente a un efecto específico sobre las vías de 
26 
 
señalización ATM cinasa, ADAM17, COX, ribonucleótido reductasa, UGDH, Bax/Bcl-2, NF-κB y 
VEGF/VEGFR. Sus acciones contra el cáncer hacen de este compuesto una biomolécula importante 
para ser explotada terapéuticamente (Verma et al., 2013). 
Existen estudios de distintos grupos de trabajo enfocados en el papel del AG en la invasión y 
la migración celular de linajes celulares tumorales, mostrando que el AG disminuye la capacidad 
invasiva y la migración, mediante la inhibición de moléculas clave en distintas vías de señalización 
que promueven la invasión tumoral, la metástasis y la reorganización del citoesqueleto. Estos estudios 
se abordan con más detalle en el siguiente punto del presente trabajo. Por lo tanto, estas propiedades 
sugieren que el AG podría ser un potencial terapéutico contra el cáncer. Sin embargo, esta molécula 
presenta una solubilidad en agua bastante baja (1.1 g/100 mL), lo cual impide que sus actividades 
biológicas sean explotadas de manera eficiente (Garduño, 2016). 
5.2. Papel del ácido gálico en la migración celular 
El AG ha sido ampliamente estudiado y es conocido por afectar varias vías farmacológicas y 
bioquímicas (Verma et al., 2013), entre ellas, vías involucradas la invasión tumoral, la metástasis y 
la reorganización del citoesqueleto. Los movimientos utilizados por las células que migran se pueden 
observar fácilmente empleando el ensayo de la cicatrización de la herida en cultivos celulares, así 
como el ensayo de migración e invasión transwell para analizar la capacidad de las células 
individuales para responder direccionalmente a diversos quimioatrayentes (Justus et al., 2014), por 
lo que ambos son ampliamente utilizados por la comunidad científica. Los grupos de trabajo que 
mencionaremos a continuación emplearon uno sólo o ambos tipos de estos ensayos sobre distintas 
líneas celulares tumorales sometidas a distintas dosis de AG, con el objetivo de evaluar la migración 
celular; también emplearon técnicas de biología molecular para evaluar la expresión de proteínas 
involucradas en la invasión y la migración celular. 
El grupo de Ho et al., 2010, basados en los efectos antimetastásicos del AG, encontraron que 
este tiene efectos inhibidores sobre la migración en una línea celular de adenocarcinoma gástrico 
(AGS), mediante la supresión de la expresión de las MMP-2/MMP-9 y de la actina-F. El efecto anti-
migratorio del AG sugiere la inhibición de la actividad de NF-kβ y múltiples proteínas relacionadas 
con la invasión, la metástasis y la reorganización del citoesqueleto, incluyendo a Ras, Cdc42, Rac1, 
RhoA, RhoB, PI3K y p38, proponiendo el siguiente esquema en el cual se muestra el efecto del AG 
en la supresión de la invasión tumoral y la metástasis en células de AGS (figura 8). 
27 
 
 
Figura 8 | La vía probable para la inhibición de la metástasis por el AG en células de AGS (Tomada y 
modificada de: Ho et al., 2010). 
La MMP-2 y la MMP-9 se correlacionan con los procesos de invasión de células tumorales 
y metástasis en cánceres humanos, ya que además de degradar la ECM, permiten la migración de 
células endoteliales, que con la posterior liberación de factores angiogénicos resultan en la infiltración 
de nuevos vasos sanguíneos, conduciendo a la angiogénesis y a la metástasis tumoral (Saavedra et 
al., 2015). 
La expresión del gen de MMP está principalmente regulado por factores transcripcionales 
como NF-kβ, a través de la vía PI3K/AKT. El factor NF-kβ en su estado inactivo se mantiene en el 
citoplasma formando un complejo con la proteína inhibitoria IκB. Cuando la enzima IKK es activada 
(por AKT), fosforila a la proteína inhibitoria IκB, y da lugar a su disociación de NF-kβ, induciendo 
que este factor transloque al núcleo y promueva la proliferación de células tumorales, la angiogénesis 
y la metástasis. Existen estudios que sugieren que la cantidad de IκB podría controlar la translocación 
nuclear de NF-kβ y, en consecuencia, influir en la expresión de MMP-2 en varios tipos de células 
humanas. Este hallazgo sugiere que el aumento de IκB citoplasmático podría facilitar su unión a NF-
kβ y luego inhibir la actividad de NF-kβ (Pinzón et al., 2009; Locatelli et al., 2013). Los niveles de 
PI3K, AKT-1 y p-AKT disminuyen de manera dependiente de la dosis de AG (Ho et al., 2010). Por 
lo que el AG puede suprimir la vía Ras/PI3K/AKT y así aumentar la formación del complejo IκB-
NF-kβ y, evitando así la metástasis de células de AGS. Estos hallazgos destacan el potencial 
terapéutico del AG para controlar la metástasis tumoral a través de la inhibición sobre la motilidad 
de las células de AGS. Un posible mecanismo de los efectos inhibidores del AG en las células de 
AGS podría ser a través de la vía de señalización Ras/PI3K/AKT. Los niveles incrementados de IκB 
citoplasmático, los cuales ejercen efectos inhibidores sobre NF-kβ, disminuyen las actividades de la 
MMP-2 y la MMP-9, aumentando así los efectos antimetastásicos (figura 8) (Locatelli et al., 2013). 
28 
 
Así mismo, el grupo de Lo et al., 2011, demostró que el AG disminuye la expresión génica y 
proteica de las MMPs y otras de vías de señalización asociadas, como Ras y p-ERK en una línea 
celular de melanoma humano. Lo que proporciona evidencia de que el AG puede ser empleado como 
un fármaco potencial para el tratamiento del cáncer y puede inhibir marcadamente la capacidadinvasiva de las células de melanoma. Adicionalmente, Liu et al., 2011 demostró que el AG tiene 
múltiples actividades antimetastásicas en una línea celular de cáncer de próstata, a través de la 
modulación y bloqueo de vías de señalización, como p38, JNK, PKC y PI3K/AKT, y reduciendo el 
nivel de NF-kβ, dando como resultado la inhibición de la MMP-2 y la MMP-9. De manera similar, 
Liao et al., 2012 probó que el AG suprime la capacidad invasiva y la migración en una línea celular 
de osteosarcoma humano, disminuyendo la expresión de MMP-2 y la MMP-9. Estos resultados 
sugieren que las posibles vías de señalización del AG para inhibir la invasión y la migración de estas 
células pueden deberse a la regulación negativa de la PKC, la inhibición de la vía MAPK y de 
PI3K/AKT. Posteriormente, Kuo et al., 2014 demostró que el AG inhibió significativamente la 
invasión y la migración de una línea celular de cáncer oral humano a través de la reducción 
significativa de la actividad de la MMP-2 y la MMP-9, mediante la inhibición de la expresión de NF-
kβ. Sugiriendo que el AG podría tener potencial como agente terapéutico para el tratamiento del 
cáncer oral. 
El grupo de trabajo de Lu et al., 2010 encontró que el AG puede reducir la invasividad 
tumoral y la migración a través de la supresión de ADAM17 en células de glioblastoma humano, 
adicionalmente, el AG puede ser responsable de la disminución de la invasividad tumoral a través de 
la regulación a la baja de las vías PI3K/AKT y Ras/MAPK. Posteriormente, Zhao & Hu et al., 2013 
demostraron que la expresión de ADAM17, EGFR, p-AKT y p-ERK fue suprimida por el AG en 
líneas celulares de cáncer cervical humano, indicando que la supresión de ADAM17 y la regulación 
a la baja de las vías de señalización: EGFR, AKT/p-AKT y ERK/p-ERK pueden contribuir a la 
disminución de la progresión del cáncer cervical por el AG. Finalmente, Liang et al., 2014 evaluó el 
efecto del AG en una línea celular de condrosarcoma humano. Aunque no emplearon técnicas de 
biología molecular, realizaron el ensayo de cicatrización de la herida. Los resultados sugieren que el 
AG tiene la capacidad de suprimir la migración celular. 
 
 
 
29 
 
Es importante señalar que todos los experimentos realizados por los grupos de trabajo 
mencionados anteriormente demostraron que el empleo del AG en los ensayos de la cicatrización de 
la herida y ensayos de migración e invasión transwel disminuyeron la invasión y la migración celular; 
al igual que los niveles de ciertas proteínas relacionadas a estos procesos de invasión tumoral, 
mestastásis y reorganización del citoesqueleto; todo esto de una manera dosis/dependiente de AG. 
6. Ácido poli-gálico 
El PGAL es el resultado de la polimerización del AG utilizando una enzima de tipo lacasa, 
expresada y producida por el hongo Trametes versicolor (López et al., 2013). Su síntesis se realiza a 
pH 5, temperatura ambiente y oxigenación. El PGAL tiene un peso molecular de aproximadamente 
6000 Daltons y presenta una alta solubilidad en agua (500 mg/mL), lo que potencializa su campo de 
aplicación (Romero-Montero, 2016). La propagación de la cadena polimérica se da mediante enlaces 
fenilo-fenilo (figura 9) (López et al., 2013). 
 
 
 Figura 9 | Esquema de la síntesis del PGAL. Crecimiento polimérico vía enlaces fenil-fenil 
(Tomada y modificada de: Romero-Montero, 2016). 
6.1. Propiedades del ácido poli-gálico 
 
El PGAL es un polímero que presenta características únicas que le permiten que sean 
explotadas en varios campos de investigación, funciona como material semiconductor eléctrico 
(López, 2014) y se ha probado que su entrecruzamiento con una matriz de carboximetil celulosa 
resulta en la formación de un copolímero el cual podría ser candidato para utilizarse como un posible 
biomaterial de andamiaje para la regeneración del tejido epidérmico, ya que las películas (films) 
formadas por este copolímero presentan propiedades antioxidantes y antimicrobianas (Romero-
Montero et al., 2017). Respecto a su solubilidad, el PGAL en solución acuosa probablemente 
presenta características de polianión. Adicionalmente, está reportado que el PGAL tiene un efecto 
citoprotector asociado a su capacidad antioxidante en células irradiadas con luz ultravioleta (Sánchez-
Sánchez et al., 2017). 
30 
 
Bajo esta perspectiva, el presente trabajo tiene como objetivo determinar el efecto del PGAL 
en la migración celular, mediante el empleo de varias concentraciones de PGAL sobre distintos linajes 
celulares, para de esta manera resaltar sus aplicaciones terapéuticas, y proponer a esta molécula como 
un biomaterial, el cual además de ser soluble en agua también pueda suprimir la metástasis en algún 
tejido u órgano del cuerpo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
31 
 
III. HIPÓTESIS 
 
Si el PGAL tiene una estructura macromolecular de unidades de repetición basadas en la 
propagación fenil-fenil del AG, entonces puede inhibir la migración de células tumorales al igual que 
su precursor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
32 
 
IV. OBJETIVOS 
General 
Determinar el efecto del PGAL en la migración celular in vitro. 
Particulares 
 Determinar el efecto del PGAL en la migración de fibroblastos dérmicos humanos. 
 Determinar el efecto del PGAL en la migración de las líneas celulares de cáncer de colon 
humano (HCT 116 y HT-29). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
33 
 
V. JUSTIFICACIÓN 
La migración celular es un proceso básico que puede estar involucrado en distintas patologías, 
como el cáncer, el cual, si no se trata a tiempo puede llegar a convertirse en metastásico, lo que 
conlleva a su diseminación de la parte del cuerpo en donde se formó originalmente, a otra parte del 
cuerpo. El cáncer, es una enfermedad multifactorial con un alto índice de mortalidad, lo que conlleva 
a complicaciones para buscar nuevos fármacos que contribuyan a generar terapias más efectivas que 
no comprometan la salud del paciente y que sean viables en términos económicos. Existen estudios 
que indican que el AG, entre sus muchas propiedades, también presenta la propiedad de ser una 
molécula anticancerígena, la cual, tiene el efecto de disminuir la capacidad invasiva y la migración 
celular en células tumorales, además de presentar una citotoxicidad selectiva en células cancerosas y 
una toxicidad menor en células normales; sin embargo, la desventaja de esta molécula es su escasa 
solubilidad en agua. La síntesis del PGAL, un polímero de origen natural resultado de la 
polimerización del AG ha sido reportada como una molécula con propiedades semiconductoras, 
antioxidantes, termo y foto-estable y con una elevada solubilidad en agua. La posibilidad de que el 
PGAL pueda conservar la propiedad anticancerígena de su precursor podría ejercer un efecto 
sinérgico que sería de gran relevancia médica, ya que podría ser empleado como una terapia en 
personas afectadas por las primeras etapas del cáncer y, que por su alta solubilidad en agua podría ser 
aplicado en la zona afectada, influyendo en la progresión de la enfermedad y reduciendo la mortalidad 
en los pacientes afectados. Esto resultaría de gran impacto clínico, para lo cual, es importante 
determinar el efecto que tiene el PGAL en la migración, así como en otros procesos biológicos 
celulares. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
VI. METODOLOGÍA. 
Los fibroblastos dérmicos humanos (obtenidos a través de cultivos primarios), la línea de 
carcinoma colorrectal HCT 116 (colon cancer cell line, ATCC® CCL-247™) y la línea de 
adenocarcinoma colorrectal HT-29 (colorectal adenocarcinoma cell line, ATCC® HTB-38™) 
utilizadas fueron descongeladas de nitrógeno líquido, siguiendo un protocolo estandarizado por el 
laboratorio de biotecnología del Instituto Nacional de Rehabilitación. 
 
1. Descongelamiento, cultivo y expansión de los linajes celularesLos tres linajes celulares (fibroblastos, HCT 116 y HT-29) que fueron utilizados se 
encontraban en tres crioviales (2 mL, Corning®) con 90% de S.F.B (Gibco® by life technologies™) 
y 10% de DMSO en un tanque de nitrógeno líquido a -176°C. Se procedió a sacar los crioviales 
correspondientes para ser descongelados en baño maría a 37°C. 
Una vez descongelados los crioviales se procedió a esterilizarlos con etanol al 70% para 
introducirlos en de la campana de flujo laminar (Thermo Scientific 1300 series A2). Dentro de la 
campana se abrieron los crioviales y se les agregó 1 mL de medio DMEM con 10% de S.F.B y 1% 
de A.A y se homogeneizó adecuadamente con la punta de la micropipeta. Después, el contenido de 
cada uno de los crioviales se pasó a un tubo de tipo falcon (Corning®) de 15 mL y se resuspendieron 
en 5 mL de DMEM con 10% de S.F.B y 1% de A.A. Posteriormente fueron centrifugados por cinco 
minutos a 1500 R.P.M., el sobrenadante fue retirado y el botón celular fue resuspendido en DMEM 
con 10% de S.F.B y 1% de A.A. 
El conteo celular se realizó en una cámara de Neubauer y bajo un microscopio invertido 
(AxioVision Observer A.1, Zeiss), utilizando el método de exclusión de azul tripano. Cada línea 
celular fue sembrada a una densidad de 10 000 células por cm2 en una caja de cultivo (Corning®) de 
175 cm2 con DMEM suplementado con 10% de S.F.B, 1% de A.A, 1% de Glutamato (GlutaMAX™-
I, 100X, Gibco® by life technologies™) y 1% de piruvato de sodio (Sodium Pyruvate, 100 mM, 
Gibco® by life technologies™), se incubaron a 37°C en una atmósfera al 5.0% de CO2 y se les cambio 
el medio cada tercer día por medio fresco DMEM suplementado hasta que formaran una monocapa 
confluente. 
2. Cultivo de los linajes celulares en placas de 24 pozos 
Los linajes celulares fueron monitoreados los días posteriores a su cultivo hasta que 
alcanzaron una confluencia del 90% aproximadamente. Posteriormente se procedió a cultivarlos en 
tres placas de cultivo de 24 pozos, para lo cual se les retiró el medio DMEM suplementado y se les 
35 
 
dieron dos lavados con P.B.S 1X pH 7.4 (Gibco® by life technologies™), posterior a los lavados se 
adicionó tripsina-EDTA 0.25% (1X, Gibco® by life technologies™) diluida 1:1 en PBS 1X pH 7.4, 
incubándolos durante ocho minutos a 37°C en una atmósfera al 5.0% de CO2, una vez que las células 
se encontraron desprendidas se les adicionó la misma cantidad de medio suplementado que 
anteriormente se añadió de tripsina-EDTA 0.25% y P.B.S 1X pH 7.4 para la inactivación de la 
enzima. Los linajes celulares en suspensión fueron pasados de sus cajas de cultivo de 175 cm2 a tres 
tubos de tipo falcon de 15 mL y se centrifugaron a 1500 R.P.M durante cinco minutos. El 
sobrenadante fue retirado, se resuspendió el botón celular de cada uno de los linajes en medio DMEM 
suplementado para proceder a realizar el conteo celular en la cámara de Neubauer y bajo un 
microscopio invertido (AxioVision Observer A.1, Zeiss), utilizando el método de exclusión de azul 
tripano. 
Para la suspensión de fibroblastos se tomaron un total de 39 000 células para ser cultivadas 
en cinco condiciones experimentales (control, l, 10, 100 y 200 μg/mL de PGAL) y por triplicado en 
una placa de cultivo de 24 pozos. Para la siembra de las 15 condiciones experimentales (figura 11) se 
tomaron 585 000 células de la suspensión celular, las cuales se centrifugaron a 1500 R.P.M durante 
cinco minutos, se retiró el sobrenadante y se resuspendió el botón celular en un volumen de 150 µl 
de medio DMEM suplementado, para cultivar cada una de las 15 condiciones experimentales se 
tomaron 10 µl de la suspensión celular y posteriormente se les agregó 600 µl de medio DMEM 
suplementado. Las células fueron incubadas a 37°C en una atmósfera al 5.0% de CO2 y se les cambió 
el medio cada tercer día por medio fresco suplementado hasta que las células formaran una monocapa 
confluente. 
Para la suspensión de la línea HCT 116 se tomaron un total de 58 500 células para ser 
cultivadas en las cinco condiciones experimentales anteriormente descritas y por triplicado en una 
placa de cultivo de 24 pozos. Para el cultivo de las 15 condiciones experimentales (figura 11) se 
tomaron 877 500 células de la suspensión celular, las cuales se centrifugaron a 1500 R.P.M durante 
cinco minutos, se retiró el sobrenadante y se resuspendieron en un volumen de 150 µl de DMEM 
suplementado, para cultivar cada una de las 15 condiciones experimentales se tomaron 10 µl de la 
suspensión celular y posteriormente se les agregó 600 µl de medio DMEM suplementado. Fueron 
incubadas bajo las mismas condiciones que los fibroblastos hasta que las células formaran una 
monocapa confluente para su posterior pre-tratamiento con mitomicina C. Para la suspensión y 
cultivo de la línea HT-29 se tomaron las mismas condiciones anteriormente descritas para las células 
HCT 116. 
 
36 
 
Previo al cultivo en la placa de 24 pozos se realizó una estandarización para cada uno de los 
linajes celulares, ya que los fibroblastos son una línea celular finita y las dos líneas tumorales son 
continuas o inmortales. Las dos líneas celulares tumorales a la misma densidad que los fibroblastos 
se despegaban de la superficie de los pozos y al momento del pre-tratamiento con mitomicina C y de 
los lavados correspondientes con P.B.S 1X pH 7.4 las células se despegaban completamente de la 
superficie de la placa, característica que no sucedía con los fibroblastos. Por lo tanto, se procedió a 
cultivar a una mayor densidad las dos líneas celulares tumorales con el fin de reducir el tiempo para 
la formación de la monocapa confluente y que con ello la adhesión celular no se perdiera con el paso 
de los días, ya que las líneas celulares continuas presentan alteraciones citomorfológicas 
características, entre ellas, una menor adherencia. 
2.1. Pre-tratamiento con mitomicina C 
Las tres placas de 24 pozos con el cultivo de los tres linajes celulares por triplicado fueron 
monitoreadas cinco días posteriores al cultivo hasta que estuvieran confluentes al 90%. Una vez que 
las células formaron una monocapa confluente se procedió a pre-tratarlas con mitomicina C (10 
μg/mL). El medio DMEM suplementado fue retirado de las células y se les dieron dos lavados con 
P.B.S 1X pH 7.4, posteriormente se les adicionó 500 µl de mitomicina C protegidas de la luz y las 
placas fueron incubadas a 37°C en una atmósfera al 5.0% de CO2 durante cuatro horas. Pasado el 
tiempo de incubación la mitomicina C fue retirada de las células y se lavaron tres veces con P.B.S 1X 
pH 7.4, después se procedió al tratamiento con las distintas concentraciones experimentales de PGAL. 
2.2. Preparación del PGAL a distintas concentraciones 
El PGAL fue proporcionado en estado sólido liofilizado por el grupo de trabajo del Dr. 
Miquel Gimeno Seco, perteneciente al Departamento de Alimentos y Biotecnología, de la Facultad 
de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad Universitaria. 
Fue preparado partiendo de un stock inicial de 10 mg/mL de PGAL, formado por 0.1g de 
PGAL y 10 mL de P.B.S 1X pH 7.4 dentro de la campana de flujo laminar y posteriormente 
homogeneizado en un vortex. Las concentraciones de PGAL que se prepararon fueron de 1 µg/mL, 
en donde se tomó 1 µl del stock inicial de PGAL y 10 mL de DMEM suplementado; 10 µg/mL, en 
donde se tomó 10 µl del stock inicial y 10 mL de DMEM suplementado; 100 µg/mL, en donde se 
tomó 100 µl del stock inicial y 10 mL de DMEM suplementado; y 200 µg/mL, en donde se tomó 200 
µl del stock inicial y 10 mL de DMEM suplementado. Todas estas concentraciones de PGAL fueron 
preparadas dentro de la campana de flujo laminar, homogeneizadas en un vortex y almacenadas y 
rotuladas en tubos de tipo falcon de 15 mL. 
37 
 
2.3. Evaluación de la migración de los linajes celulares mediante el ensayo de 
cicatrización de la herida 
Para evaluar la migración celular se realizó el ensayode cicatrización de la herida en las tres 
placas de 24 pozos conteniendo los tres linajes celulares previamente cultivados, en confluencia y 
tratados con mitomicina C para inhibir la proliferación celular. Se realizó un raspado por la mitad de 
la superficie del pozo de cultivo usando una punta de micropipeta de 10 μl. Posteriormente, las células 
se estimularon a las distintas concentraciones experimentales de PGAL y se comparó con una 
condición control sin tratamiento, es decir, células sin PGAL. Se realizó un registro fotográfico con 
un microscopio invertido (AxioVision Observer A.1, Zeiss) y en un lapso de: 0, 1, 2 y 3 días. En estos 
días, los cultivos estuvieron incubados a 37°C en una atmósfera al 5.0% de CO2, sólo fueron retirados 
de este ambiente para el registro fotográfico. La distancia de la migración celular entre los bordes del 
área dañada mecánicamente de la monocapa celular confluente se calculó utilizando el software 
AxioVision. Posterior a la adquisición de los datos se realizó el análisis estadístico (figura 10). 
 
Figura 10 | Ensayo de cicatrización de la herida. La técnica implica pasos básicos aplicables a casi todos los 
tipos de células. (1) Preparar los cultivos y cultivar las células; (2) Realizar un raspado lineal delgado creando 
una brecha (herida) en una monocapa de células confluentes; (3) La adquisición de datos mediante la captura 
de imágenes con el microscopio y la medición de las brechas en varios puntos de tiempo; y (4) Análisis 
estadístico de los datos (Tomada y modificada de: Grada et al., 2017). 
 
 
38 
 
2.4. Estimulación de los cultivos con PGAL 
Una vez que a los cultivos (en placas de 24 pozos) se les retiró la mitomicina C, se les dieron 
tres lavados con P.B.S 1X pH 7.4 y se procedió tratar cada uno de los pozos con las distintas 
concentraciones experimentales de PGAL anteriormente descritas durante el tiempo que duró el 
ensayo de la cicatrización de la herida (0, 1, 2 y 3 días). 
Las células del pozo A1 fueron el grupo control, y se les añadió únicamente 600 µl de DMEM 
suplementado; a las células del pozo A2 se les añadió 600 µl de DMEM con la concentración de 1 
µg/mL de PGAL; a las células del pozo A3 se le añadió 600µl de la concentración de 10 µg/mL de 
PGAL; a las células del pozo A4 600 µl de la concentración de 100 µg/mL de PGAL y a las células 
del pozo A5 600 µl de la concentración de 200 µg/mL de PGAL. Esto se hizo por triplicado y para 
cada línea celular en su respectiva placa de cultivo de 24 pozos (figura 11). 
 
Figura 11 | Imagen representativa del cultivo de los linajes celulares en una placa de 24 pozos bajo las 
distintas condiciones experimentales. Los fibroblastos dérmicos humanos y las líneas HCT 116 y HT-29 
fueron cultivados en una placa de 24 pozos. Se cultivaron en cinco condiciones experimentales: control (sin 
PGAL), 1, 10, 100 y 200 µg/mL de PGAL y por triplicado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
39 
 
2.5. Adquisición de datos 
La adquisición de los datos consistió en tomar cinco medidas al azar de la distancia existente 
entre los bordes de la monocapa celular. Las medidas fueron tomadas de las imágenes capturadas en 
el registro fotográfico y el cálculo de la distancia se realizó utilizando el software AxioVision. Fueron 
tomadas cinco medidas de cada una de nuestras condiciones por triplicado, y de los días 0, 1, 2 y 3 
en los cuales se llevó a cabo el registro fotográfico del ensayo (figura 12). 
 
Figura 12 | Imagen representativa de la adquisición de datos para la medición del ensayo de cicatrización 
de la herida. Se muestra un diagrama de una monocapa celular, el espacio en blanco representa la herida creada 
mecánicamente en el ensayo de la cicatrización de la herida. Esto se hizo para cada condición: control (sin 
PGAL), 1, 10, 100 y 200 µg/mL de PGAL, por triplicado, y para cada uno de los días que duró el ensayo. 
 
2.6. Análisis estadístico 
 
Para el análisis estadístico de todas las condiciones experimentales se utilizó el software 
GraphPad Prism 6 (GraphPad Software, Inc., USA). Para determinar si entre las distintas condiciones 
experimentales existían diferencias significativas se realizó un ANOVA de una vía (intervalo de 
confianza del 95%) seguido de un análisis post-hoc de Tukey. Un valor de P menor a 0.05 (P <0.05) 
se consideró significativo. 
Los resultados se muestran en gráficas de barras que indican la distancia recorrida de las 
células entre los bordes del área dañada mecánicamente de la monocapa celular confluente en relación 
a las condiciones experimentales y el tiempo de estimulación celular. 
 
 
 
 
40 
 
VII. RESULTADOS 
 
Descongelamiento, cultivo y expansión de los linajes celulares 
De los tres crioviales descongelados con los respectivos linajes celulares (fibroblastos, 
HCT 116 y HT-29) se obtuvieron aproximadamente entre 1 000 000-1 200 000 células de cada 
linaje al momento de su conteo en la cámara de Neubauer. Después del conteo se realizó la 
expansión de los linajes celulares tal como fue descrito en el apartado de la metodología del 
presente trabajo. De las poblaciones celulares de los linajes que se expandieron se observó que 
los fibroblastos y las líneas celulares de cáncer de colon se adhirieron a la superficie de la caja de 
cultivo de 175 cm2a las 24 horas posteriores al cultivo, lo cual podemos observar en los incisos 
(A), (D) y (G) (figura 13); 72 horas después del cultivo los linajes celulares comenzaron a 
proliferar, esto se puede observar en los incisos (B), (E) y (H) (figura 13) y; finalmente, lograron 
formar una monocapa confluente 96 horas posteriores al cultivo, como se observa en los incisos 
(C), (F) e (I) (figura 13). 
 
Figura 13 | Adherencia y expansión de los tres linajes celulares. Las tres microfotografías de la fila 
superior muestran los fibroblastos dérmicos humanos. El inciso (A) muestra la adhesión de los fibroblastos 
a la caja de cultivo de 175 cm2 24 horas después del cultivo. El inciso (B) muestra la proliferación 72 horas 
posteriores al cultivo y el inciso (C) muestra la monocapa celular confluente a las 96 horas. Las tres 
microfotografías de la fila media muestran la línea celular HCT 116. El inciso (D) muestra la adhesión de 
la línea HCT 116 a la caja de cultivo 24 horas después del cultivo. El inciso (E) muestra la proliferación a 
72 horas (F) 96 horas posteriores al cultivo. Las tres microfotografías de la fila inferior corresponden a la 
línea celular HT-29. El inciso (G) muestra la adhesión de la línea HT-29 a la caja de cultivo 24 horas 
después del cultivo. El inciso (H) muestra la proliferación a 72 horas (I) a 96 horas. Las fotos se realizaron 
utilizando contraste de fases y un aumento de 10X. Las barras de escala representan 100 µm para cada 
imagen. 
41 
 
Determinación de la migración celular con distintas concentraciones de PGAL mediante el 
ensayo de cicatrización de la herida. 
Linaje celular de fibroblastos dérmicos humanos 
La herida creada en la condición sin tratamiento con PGAL (control) fue cerrada al primer 
día después de haber hecho el ensayo de cicatrización de la herida. Las condiciones de 1 y 10 µg/mL 
de PGAL no afectaron la migración celular, ya que al tercer día la herida fue cerrada en ambas 
condiciones, sin embargo, los tratamientos con 100 y 200 μg/mL de PGAL disminuyeron la migración 
celular, incluso al tercer día (figura 14). 
Figura 14 | Ensayo de cicatrización de la herida en fibroblastos dérmicos humanos. Microfotografías 
representativas a distintas concentraciones de PGAL (1 µg/mL, 10 µg/mL, 100 µg/mL y 200 µg/mL), un control 
sin tratamiento con PGAL y a distintos intervalos de tiempo (0, 1, 2 y 3 días). Las fotos se realizaron utilizando 
contraste de fases y un aumento de 10X. Las barras de escala representan 100 µm para cada imagen. 
 
 
 
 
 
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Línea celular HCT 116

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