Analisis-genomico-comparado-en-poblaciones-simpatricas-de-Rhizobium

Vista previa del material en texto

1	
  
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
Maestría y Doctorado en Ciencias Bioquímicas 
 
ANÁLISIS GENÓMICO COMPARADO EN POBLACIONES SIMPÁTRICAS DE 
RHIZOBIUM 
 
TESIS 
 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
 
Doctor en Ciencias 
 
PRESENTA: 
M. en C. OLGA MARÍA PÉREZ CARRASCAL 
 
TUTOR PRINCIPAL 
DR. VÍCTOR MANUEL GONZÁLEZ ZÚÑIGA 
CENTRO DE CIENCIAS GENÓMICAS 
 
MIEMBROS DEL COMITÉ TUTOR 
DR. LORENZO SEGOVIA FORCELLA 
INSTITUTO DE BIOTECNOLOGÍA 
DR. PABLO VINUESA FLEISCHMANN 
CENTRO DE CIENCIAS GENÓMICAS 
 
CUERNAVACA, MORELOS. Septiembre, 2016 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
	
  
	
  
	
  
2	
  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Esta tesis se realizó en el Programa de Genómica Evolutiva en el Centro de Ciencias 
Genómicas, UNAM, campus Morelos, bajo la dirección del Doctor Víctor Manuel 
González Zúñiga y la supervisión del comité tutor integrado por el Dr. Pablo Vinuesa 
Fleischmann y el Dr. Lorenzo Segovia Forcella. El trabajo de doctorado contó con el apoyo 
financiero de los proyectos CONACYT-Ciencia básica (13499), PAPIIT-UNAM 
(IN2084143), MISTI-MIT-CONACyT (1838992), la beca doctoral CONACYT (487593), y 
el Programa de Apoyo a los Estudios de Posgrado (PAEP). 
 
 
 
 
	
  
	
  
	
  
3	
  
AGRADECIMIENTOS 
 
A mis padres Marlene y Hugo, por enseñarme el valor de su esfuerzo. Gracias por su 
amor, compañía y calidez, aún en la distancia; por no dejarme desfallecer ante situaciones 
que en su momento parecían imposibles; por enseñarme a creer y también a dudar. Gracias 
por ayudarme a materializar este sueño. 
 
A mis hermanos Carlos, Hugo y Francisco, a quienes admiro y aprecio mucho. Gracias 
por motivarme y servir como modelos de perseverancia y trabajo duro. 
 
Al Doctor Víctor Manuel González por su apoyo, buenos consejos, confianza y amistad, 
durante mi formación en el posgrado. 
 
A Patricia Bustos, Irma Martínez, Rosa Santamaría, Gabriela Guerrero y Soledad 
Juárez por su apoyo en todo momento, en el laboratorio y fuera de él; por sus valiosos 
comentarios y sugerencias acerca de este trabajo y por su amistad. Gracias por el afecto y 
las incontables pláticas motivacionales. 
 
Al Doctor Miguel Cevallos por su apoyo, comentarios, y críticas durante todo este proceso 
de formación. 
 
A los Doctores Pablo Vinuesa y Lorenzo Segovia por sus observaciones, sugerencias y 
críticas durante mi formación como estudiante de Doctorado. 
 
A los Doctores Edmundo Calva Mercado, José Luis Puente García, David Rene 
Romero Camarena, Santiago Castillo y Enrique Merino, por sus aportaciones técnicas y 
conceptuales para la mejora de este manuscrito. 
 
A José Espíritu, Ofelia Carreón, Ángeles Pérez, José Luis Fuentes, César Rodríguez y 
América Rivera por su amistad y apoyo durante estos años. 
 
	
  
	
  
	
  
4	
  
A Antonio Bolaños, Gloria Villa y Jalil Saab por todo su apoyo, disposición y amabilidad 
en la unidad de Docencia. 
 
A los compañeros del Laboratorio de Genómica Evolutiva: Luis Lozano, Arun, Lupita, 
Ara, José Luis, Paco, Oscar, Semiramis, Daniel, Abraham, Jannick, Orlando, Gama, 
Julio, Paty y Lucia. 
 
A los pequeños: Daniel, Karen, Isabel, Samuel, José, Francisco, Carlos, Pedro y 
Sebastián por compartir un poco su felicidad, tranquilidad e inocencia; espero que algún 
día ustedes también construyan su propio sueño. 
 
A mi familia paterna y materna, especialmente a mis tíos Orlando y Rosario; a mis 
abuelos Olga y Rafael, gracias por apoyarme y animarme siempre. 
 
A mis amigos y amigas: Saida, Diana, Rosario, Dianita, Olguita, Fanny, Yenis y 
Alvaro, gracias por alentarme en todo momento. 
 
A todos los compañeros del básquet (Los Panquesitos). 
 
A esas personitas que dejaron una huella a su paso y que hoy ya no se encuentran. 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México. 
 
Al centro de Ciencias Genómicas y al Instituto de Biotecnología. 
 
Al Concejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT), y al Programa de Apoyo a los 
Estudios de Posgrado (PAEP). 
 
Por último, a todas esas personas que de alguna u otra manera han formado parte de mi vida 
y me han hecho una mejor persona. 
 
	
  
	
  
	
  
5	
  
 
	
  
 
 
“All biology and its evolution should be considered in light of microbial evolution” 
Maureen O'Malley	
  
	
  
“Do all the good you can, by all the means you can, in all the ways you can, in all the 
places you can, at all the times you can, to all the people you can, as long as ever you 
can” 
John Wesley 
 	
  
	
  
	
  
	
  
6	
  
TABLA DE CONTENIDO 
 
LISTA DE TABLAS .............................................................................................................. 8 
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................................ 9 
RESUMEN ........................................................................................................................... 11 
ABSTRACT ......................................................................................................................... 14 
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................ 16 
2. ANTECEDENTES ........................................................................................................... 19 
2.1 El concepto de especies en bacterias .............................................................................. 19 
2.2 Genómica de poblaciones en bacterias ........................................................................... 20 
2.2.1 Modelos de evolución y diferenciación de especies bacterianas ................................. 21 
2.2.2 El estudio del genoma conservado y accesorio en poblaciones bacterianas ............... 24 
2.2.3 Transferencia horizontal y migración en poblaciones de bacterias ............................. 27 
2.3 Genética y genómica de poblaciones en Rhizobium y géneros relacionados ................. 28 
2.3.1 El género Rhizobium y su estructura genómica ........................................................... 28 
2.3.2 Genética y genómica de poblaciones en Rhizobium .................................................... 31 
2.3.3 Genoma conservado y accesorio en Rhizobium y géneros relacionados ..................... 33 
2.4 El plásmido de simbiosis y su estructura genómica ....................................................... 34 
2.4.5 Sistemas de secreción en Rhizobium y el pSym .......................................................... 38 
2.5 Rhizobium simbiontes de P. vulgaris ............................................................................. 39 
3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN ....................................... 41 
4. HIPÓTESIS ...................................................................................................................... 43 
5. OBJETIVOS ..................................................................................................................... 44 
5.1 OBJETIVO GENERAL ................................................................................................. 44 
5.2 OBJETIVOS PARTICULARES ....................................................................................44 
6. MATERIALES Y MÉTODOS ......................................................................................... 45 
6.1 Aislamiento de bacterias del género Rhizobium ............................................................. 45 
6.2 Caracterización y selección de los aislados tipo Rhizobium por perfiles de plásmidos, 
PCR y secuenciación de los genes 16S rRNA, dnaB, glyA, nodC y nifH. ........................... 46 
	
  
	
  
	
  
7	
  
6.3 Secuenciación de novo, ensamble y finalizado de los genomas ..................................... 47 
6.4 Análisis genómicos comparados .................................................................................... 48 
6.5 Análisis filo-genómicos .................................................................................................. 49 
6.6 Análisis genómico comparado entre replicones de DNA ............................................... 49 
6.7 Construcción y análisis del pan-genoma ........................................................................ 51 
6.8 Análisis de la recombinación y mutación en los genomas ............................................. 51 
7. RESULTADOS ................................................................................................................ 53 
7.1 Caracterización de aislados tipo Rhizobium ................................................................... 53 
7.1.1 Caracterización microbiológica de los aislados tipo Rhizobium. ................................ 53 
7.1.2 Análisis filogenéticos y Análisis de los perfiles de plásmidos .................................... 53 
7.2 Análisis genómico comparado ........................................................................................ 58 
7.2.1 Análisis filo-genómico y conservación genómica inter e intra clústeres .................... 58 
7.2.2 Genoma conservado y accesorio (cromosomas y plásmidos accesorios) .................... 62 
7.3 Estructura y conservación del plásmido de simbiosis en Rhizobium ............................. 69 
8. DISCUSIÓN ..................................................................................................................... 72 
9. CONCLUSIONES ............................................................................................................ 78 
10. PERSPECTIVAS ............................................................................................................ 79 
10. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................ 80 
APÉNDICE .......................................................................................................................... 91 
 
 
 
	
  
	
  
	
  
8	
  
LISTA DE TABLAS 
 
Tabla 1. Características de los 33 genomas secuenciados .................................................... 60 
Tabla 2. Bloques colineares conservados en los replicones de DNA ................................... 65 
 
 
	
  
	
  
	
  
9	
  
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1. Modelos de especiación bacteriana ....................................................................... 23 
Figura 2. La transferencia horizontal da origen a múltiples ecologías en un genoma 
microbiano .................................................................................................................... 27 
Figura 3. Simbiosis entre Rizobios y leguminosas.. ............................................................. 29 
Figura 4. Estructura genómica multi-partita en el género Rhizobium. ................................. 30 
Figura 5. Modelo de evolución de cromosoma y plásmidos en genomas multi-partitos ..... 30 
Figura 6. Estructura genómica del plásmido de simbiosis de R. etli CFN42 ....................... 36 
Figura 7. Modelo de conservación del pSym en diferentes fondos genómicos ................... 36 
Figura 8. Modelo de distribución epidémica del plásmido de simbiosis en diferentes fondos 
cromosómicos ............................................................................................................... 37 
Figura 9. Selección negativa de los aislados tipo Rhizobium en agar LB ............................ 53 
Figura 10. Filogenia basada en la secuencia parcial del gen dnaB (542b bp) de los aislados 
de Rhizobium recuperados de nódulos (N) y la rizósfera (R) ....................................... 54 
Figura 11. Perfiles de plásmidos de los aislados recuperados de los nódulos (N) de plantas 
de P. Vulgaris ............................................................................................................... 54 
Figura 12. Clasificación de los pérfiles de plásmidos de los aislados recuperados de nódulos 
(N) ................................................................................................................................. 55 
Figura 13. Perfiles de plásmidos de los aislados recuperados de la rizósfera de P. vulgaris55 
Figura 14. Filogenia basada en las secuencias de los genes nifH y nodC ............................ 57 
Figura 15. Árbol filogenético o network .............................................................................. 59 
Figura 16. Análisis de clusterización jerárquico .................................................................. 61 
Figura 17. Promedios de identidad nucleotídica por MUMmer y coberturas genómicas .... 62 
Figura 18. Tamaños (bp) y números de los compartimentos genómicos (cromosomas, 
plásmidos accesorios y plásmidos de simbiosis en Rhizobium .................................... 63 
Figura 19. Frecuencia de los bloques colineares conservados en cromosomas intra e inter 
clústeres. ....................................................................................................................... 64 
Figura 20. Conservación genómica de los cromosomas intra e inter clústeres .................... 67 
Figura 21. Organización de los genes en el pan-genoma en tres categorías: shell, cloud y 
core ............................................................................................................................... 68 
	
  
	
  
	
  
10	
  
Figura 22. Pan-genoma ......................................................................................................... 68 
Figura 23. Clasificación de los genes del genoma accesorio y el genoma core con base en 
las categorías del COG (Clusters of Orthologous Groups) .......................................... 69 
Figura 24. Estructura y conservación genómica del plásmido de simbiosis ........................ 71 
 
	
   	
  
	
  
	
  
	
  
11	
  
RESUMEN 
 
Muchas cepas del género Rhizobium son capaces de fijar nitrógeno y nodular las raíces de 
plantas leguminosas, incluyendo especies de gran importancia agrícola y nutricional. 
Múltiples especies de Rhizobium coexisten en simpatría en el suelo y pueden compartir un 
huésped. Sin embargo, aún es poco claro cómo estas especies permanecen aisladas en el 
mismo contexto ecológico (simpatría), considerando la transferencia horizontal de genes y 
la recombinación. Estudios previos en genética de poblaciones en Rhizobium han estimado 
la diversidad y el grado de recombinación; concluyendo que este último parámetro es alto 
en intra poblaciones. Sin embargo, en muchos de esos estudios las muestras de las cepas 
están compuestas por una mezcla de varias especies de Rhizobium, con una taxonomía, en 
ocasiones, restringida a analizar individuos que son aislados de los nódulos. En este 
estudio, nos enfocamos en los análisis genómicos, comparados y poblacionales, de varias 
poblaciones de Rhizobium recuperadas de los nódulos y de las rizósferas, de 6 plantas de 
frijol (Phaseolus vulgaris) cultivadas en la misma parcela agrícola. Se compararon 33 
genomas completos secuenciados por Illumina. En este análisis encontramos una 
comunidad diversa de Rhizobium compuesta por cinco poblaciones bien definidas (i.e. 
especies; definidas por valores deANI >95%); con bajos niveles de recombinación en el 
genoma core entre ellas (r/m <2), evidenciando el limitado intercambio genético entre las 
poblaciones. Una de estas especies es R. phaseoli (clúster A); mientras que las otras 
probablemente representan nuevas especies filogenéticamente cercanas a R. etli (clúster B); 
R. leguminosarum (clúster C); R. vallis (clúster D); y R. mesoamericanum (clúster E). 
 
En este trabajo también se describe la estructura genómica y la conservación de los 
plásmidos simbióticos y accesorios en las poblaciones de Rhizobium. En los plásmidos 
accesorios hay regiones conservadas y parecen representar un grupo de regiones genéticas 
comunes a las especies de Rhizobium agrupadas en el clado R. etli-R. leguminosarum-R. 
phaseoli (clúster A-C). Estas regiones conservadas tienen niveles de diversidad y 
aislamiento genético similares a los encontrados en los cromosomas; sin embargo, los 
plásmidos simbióticos son muy similares, y tienen bajos niveles de diversidad entre 
poblaciones (valores modales de π entre 0.044 y 0.095). La transferencia horizontal de los 
	
  
	
  
	
  
12	
  
plásmidos de simbiosis en el género Rhizobium, y en géneros relacionados, se conoce desde 
hace más de 20 años. En este trabajo observamos que este plásmido se intercambia 
frecuentemente entre poblaciones simpátricas. Nosotros demostramos que el plásmido de 
simbiosis es altamente conservado; además, descubrimos tres regiones hiper-variables, un 
nuevo hallazgo que puede estar vinculado a las interacciones entre Rhizobium y la planta 
hospedera; sin embargo, éste es un tema que debe ser investigado. La alta frecuencia con la 
que se transfiere el plásmido simbiótico, así como también la selección impuesta por la 
planta hospedera, puede explicar por qué algunas poblaciones comparten un plásmido 
simbiótico similar. 
 
Éste es el primer estudio genómico poblacional y comparado usando genomas completos de 
cepas Rhizobium recuperadas de un mismo campo de cultivo. Muchos de los análisis 
genómicos comparados pudieron ser llevados a cabo debido a que los genomas estaban 
finalizados. Sin embargo, es importante destacar que la muestra que estudiamos proviene 
de una parcela agrícola y, por lo tanto, las poblaciones que ahí se encuentran están 
moldeadas de alguna manera por las prácticas agrícolas (las especies y variedades de 
plantas cultivadas, la rotación de cultivos, entre otras). 
 
En general, nuestros resultados revelan que diversas especies de Rhizobium (clústeres A-C) 
que nodulan frijol, coexisten en un mismo campo de cultivo y ganan acceso a la raíz de las 
plantas leguminosas debido a la presencia de un plásmido de simbiosis que es 
intercambiado con frecuencia, mientras que la cohesión y diferenciación en las especies es 
conservada en otros replicones (genoma core). Las cepas del clústeres A, B y C se 
recuperaron de los nódulos y rizósferas de frijol y la mayoría tienen un plásmido de 
simbiosis, mientras que las cepas de los clúster D y E se aislaron de las rizósferas y carecen 
del plásmido de simbiosis. Los clústeres A-C pertenecen a linajes cercanos agrupados en el 
clado R. phaseoli-R. etli-R. leguminosarum, mientras que los clústeres D y E son linajes 
alejados (R. vallis and mesoamericanum). Esto sugiere que la transferencia del plásmido de 
simbiosis puede ocurrir entre especies cercanas de Rhizobium (clústeres A-C), pero no 
entre especies alejadas (clústeres D y E). Con el propósito de aclarar la naturaleza de las 
	
  
	
  
	
  
13	
  
barreras potenciales para la transferencia o incompatibilidad del plásmido de simbiosis 
entre estos dos grupos de Rhizobium, se requieren experimentos adicionales. 
 
Estudios experimentales y de evolución son requeridos para entender mejor la dinámica co-
evolutiva observada entre regiones conservadas en los plásmidos y los cromosomas, así 
como también, el efecto de estas regiones en la eficacia biológica y en la eficiencia 
simbiótica de los Rhizobium. 
	
  
 
 
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
 
	
  
	
  
	
  
14	
  
ABSTRACT 
 
Many Rhizobium strains have the capacity to fix nitrogen and to nodulate the roots of 
legume plants, including species of great agronomical and nutritional relevance. Multiples 
species of Rhizobium coexist sympatrically in soils and can share a common host; however, 
it is unclear how these species remain genetically isolated, despite co-existing in the same 
ecological context, considering the horizontal gene transfer and recombination. Early 
reports on population genetics of Rhizobium measured diversity and concluded that 
recombination is high within populations. Nevertheless, in many of those studies, the 
samples of Rhizobium strains consist of a mixture of several species and their taxonomic 
diversity is restricted to the analysis of individual nodule isolates. In this study, we focus on 
the comparative and population genomics analyses, of Rhizobium populations, recovered 
from the nodules and rhizospheres of six common bean plants (Phaseolus vulgaris), 
growing in the same agricultural plot. We compared of Illumina whole-genome sequences 
of 33 strains. In this analysis, we found a diverse community of Rhizobium comprised by 
five well-defined populations (i.e. species; defined by ANI >95%); with low levels of 
recombination in the core regions between them (r/m < 2), evidencing limited genetic 
exchange across populations. One of these species is R. phaseoli (cluster A), whereas the 
others seem to represent new species, related to R. etli (cluster B); R. leguminosarum 
(cluster C); R. vallis (cluster D); and R. mesoamericanum (cluster E). 
 
In this work, we also address the genomic structure and the conservation of the accessory 
and symbiotic plasmids, in the Rhizobium populations. Regions in the accessory plasmids 
are conserved across populations; they appear to represent a pool of common genetic 
regions from Rhizobium species grouped in the R. etli-R. leguminosarum-R. phaseoli clade 
(clusters A-C). These regions in the plasmids show levels of diversity and genetic isolation 
similar to that of chromosomes; however, the symbiotic plasmids are highly similar, with 
low levels of diversity between populations (π modal values ranging from 0.044 to 0.095). 
The transfer of symbiotic plasmids has been known over the past twenty years in the 
Rhizobium genus and related bacteria. Now, in this work, we observed that this plasmid is 
exchanged frequently across sympatric populations. We demonstrate that it is highly 
	
  
	
  
	
  
15	
  
conserved, and recognized three hyper-variable regions; these novel findings might be 
related to the interaction between Rhizobium and the host plant, but this is a subject, which 
remain to be investigated. The high and successful symbiotic plasmid transfer, as well as, 
the selection exerted by the plant might explain why different populations could share a 
common symbiotic plasmid. 
 
This is the first comparative and genomic population study, using complete genome of 
Rhizobium strains from a single agricultural plot. Most of the comparative genomes 
analyses were achieved due to their finished status; otherwise it would not have been 
possible. But, it is very important to remark that the sample studied in this work came from 
an agricultural plot; therefore, the populations found there are shaped in some ways by the 
agricultural practices (legume species and varieties sown, crop rotation, among other). 
 
Taken together, our results show that diverse Rhizobium species (clusters A-C), with the 
ability to nodulate the same hosts, coexist in the same agricultural plot and gain access to 
the bean nodules by readily exchanging a highly conserved Sym plasmid; while 
maintaining species cohesion and differentiation for the other replicons (core genome).Strains in the clusters A, B and C were recovered from nodule and rhizospheres of bean and 
most of them have a symbiotic plasmid; while the strains in the cluster D and C were only 
recovered from rhizospheres, and lack of the symbiotic plasmids. The clusters A-C are 
closely related lineages grouped in the R. phaseoli-R. etli-R. leguminosarum clade, while 
the clusters D and E are distantly related lineages (R. vallis and mesoamericanum species). 
This suggests that Sym plasmid transfer might occur only between the closely related 
Rhizobium species in clusters A-C, but not with the distantly related ones (clusters D and 
E). Future experiments will need to clarify the nature of potential barriers to Sym plasmid 
transfer or incompatibility between these two groups of Rhizobium lineages. 
 
Moreover, evolutionary and experimental studies are required to better understand the co-
evolutionary dynamics observed between the conserved regions in the plasmids and 
chromosomal backgrounds and their effects on the fitness and symbiotic efficiency of the 
Rhizobium. 
	
  
	
  
	
  
16	
  
1. INTRODUCCIÓN 
 
Las bacterias del género Rhizobium pertenecen a la clase de las α-Proteobacterias; como 
simbiontes participan, en asociación con plantas leguminosas, en la fijación biótica de 
nitrógeno. Estas bacterias se han estudiado durante décadas en función de su diversidad 
genética, ecología, simbiosis con leguminosas y la estructura de sus genomas. 
 
La diversidad genética en el género Rhizobium es amplia con un número de especies que se 
estima en más 60. Entre estas especies se encuentran R. leguminosarum, R. phaseoli, R. etli, 
R. gallicum y R. grahamii, todas ellas con la capacidad de formar interacciones simbióticas 
con las raíces de Phaseolus vulgaris (frijol) (Silva et al., 1999; Silva et al., 2003). Los 
Rhizobium se agrupan en dos categorías generales: simbiontes y no-simbiontes; las 
comunidades simbiontes poseen un plásmido simbiótico con los determinantes genéticos 
que les permiten inducir nódulos y fijar nitrógeno. En contraste, los no-simbiontes carecen 
del plásmido de simbiosis y por ello son incapaces de inducir nódulos. Los simbiontes, a 
diferencia de los no simbiontes, se sub-dividen en simbio-variedades dependiendo del 
genotipo y de las características fisiológicas y metabólicas de la planta huésped que 
colonizan (Rogel et al., 2011). 
 
Los genomas de Rhizobium poseen varios compartimientos genómicos: un cromosoma y un 
número variable de plásmidos (plásmidos accesorios y de simbiosis) y es por ello que a 
estos genomas se les considera como multi-partitos (González et al., 2006; Young et al., 
2006). Los cromosomas de las especies cercanas conservan la estructura y el orden de sus 
genes. En este compartimento se encuentran localizados gran parte de los genes que 
codifican para funciones celulares básicas (replicación, transcripción y regulación). No 
obstante, en los plásmidos accesorios también se han descrito genes relacionados con 
algunas funciones celulares básicas importantes como lo son el metabolismo de cobalamina 
(vitamina B12) y la división celular (Harrison et al., 2010; Landeta et al., 2011). En estos 
plásmidos accesorios también se localizan genes relacionados con la adecuación a la 
rizósfera, la adaptación a diferentes condiciones físico-químicas, a la resistencia a los 
antibióticos, la respuesta a estrés y la quimiotaxis y algunos genes cuya función se 
	
  
	
  
	
  
17	
  
desconoce. La estructura genómica de los plásmidos accesorios es más diversa que la de los 
cromosomas. Estos plásmidos tienen regiones conservadas que se pueden considerar como 
módulos independientes que se pueden rearreglar de diferentes modos en las especies, 
característica que invita a pensar que la estructura de estos plásmidos se asemeja a un 
mosaico. En cuanto al plásmido de simbiosis su estructura también se asemeja a la de un 
mosaico con numerosas familias de secuencias repetidas y secuencias de inserción, 
importantes tanto para la formación de rearreglos (inversiones y remociones) como para 
que ocurra la recombinación (González et al., 2003; Lozano et al., 2010). En el plásmido de 
simbiosis se localizan algunos operones y familias de genes relacionados con el 
metabolismo de nitrógeno y la infección e interacción con las plantas leguminosas, que se 
encuentran muy conservados entre las diferentes especies (López-Guerrero et al., 2012). 
Una característica notable de los plásmidos de simbiosis es que pueden transferirse por 
conjugación a diferentes fondos genómicos confiriendo al receptor la capacidad para 
interactuar y hacer simbiosis con una leguminosa (Segovia et al., 1991; Souza et al., 1992; 
Sullivan et al., 1995). Gracias a ello, una planta leguminosa como P. vulgaris la pueden 
colonizar diferentes especies que conservan el mismo juego de genes para la simbiosis. A 
estas especies que comparten módulos para la simbiosis en común se les denomina simbio-
variedades. 
 
Los estudios de genómica comparada, complementados con estudios de genética de 
poblaciones se utilizan para entender los procesos evolutivos que favorecen la conservación 
o diversificación de los cromosomas y los replicones adicionales en genomas multi-partitos 
como los de Rhizobium y Burkholderia. Estudios previos en genética de poblaciones en 
Rhizobium permitieron elucidar comunidades con estructuras diversas. Silva describió a las 
poblaciones de Rhizobium como epidémicas o clonales de acuerdo con uno de los modelos 
sugeridos por Maynard y colaboradores (Smith et al., 2000; Silva et al., 2003). En las 
poblaciones el intercambio de material genético es posible entre aislados que pertenecen a 
la misma especie y los genotipos dominantes pueden convertirse en clonales. En genética 
de poblaciones, diferentes parámetros como la razón r/m (la probabilidad de que un sitio 
sea afectado por la recombinación versus mutación) y el desequilibrio de ligamiento se han 
usado para establecer el nivel de aislamiento genético entre especies (Rashid et al., 2014). 
	
  
	
  
	
  
18	
  
Los estudios realizados en poblaciones de Rhizobium de la simbio-variedad phaseoli 
revelaron el aislamiento genético de estas poblaciones de acuerdo a la distribución 
biogeográfica de los aislamientos, pero también indicaban que la cohesión genética dada 
por la recombinación se mantenía entre aislados filogenéticamente muy cercanos o 
pertenecientes a una misma especie (Souza et al., 1994; Silva et al., 2003; Lozano et al., 
2010; Acosta et al., 2011). En estos estudios la definición del nivel de aislamiento genético 
inter e intra poblaciones puede estar sesgada, ya sea por el uso de genomas de Rhizobium 
recuperados de diferentes contextos ecológicos, o por la ausencia de un consenso sobre la 
definición y delimitación de especies. Para lograr una mejor aproximación se ha sugerido el 
estudio de poblaciones ecológicas de individuos agrupados genotípica y fenotípicamente 
que coexisten en un mismo lugar (Cordero and Polz, 2014). 
 
Cuando se analizan, mediante principios de la genómica comparada y de poblaciones, los 
genomas de individuos que pertenecen a especies simpátricas es posible entender con más 
detalle la estructura y conservación de los genomas (el genoma conservado y el genoma 
accesorio), los eventos que favorecen la transferencia de material genético o el aislamiento 
genético, y el efecto de fuerzas cohesivas como la selección negativa y la recombinación 
homóloga en bacterias en un mismo contexto ecológico relacionadas o no 
filogenéticamente. 
 
En este estudio genómico comparado y poblacional secuenciamos y caracterizamos 33 
genomas simpátricos de Rhizobium (21 recuperados de nódulos y 12 de la rizósfera de 
plantas de frijol P. vulgaris) que pudimos posteriormente agrupar en 5 poblaciones, con 
base en las identidades nucleotídicas entre pares de genomas, los análisis filogenéticos yfilogenómicos. Con ello obtuvimos información sobre la estructuras genómicas y el nivel 
de aislamiento genético en las poblaciones. Las poblaciones estudiadas conservan cierto 
grado de aislamiento genético con un núcleo ancestral de elementos extra cromosómicos y 
un plásmido simbiótico muy conservado y compartido por las especies o poblaciones 
simbiontes, con lo que demostramos que las especies de Rhizobium existen por sí mismas 
con límites de intercambio genético, donde la recombinación tiene un mayor efecto que las 
mutaciones en la diversificación de los genomas. 
	
  
	
  
	
  
19	
  
2. ANTECEDENTES 
 
 
2.1 El concepto de especies en bacterias 
 
La especies bacterianas se han descrito como unidades genómicas y ecológicas cohesivas 
(Cordero and Polz, 2014). Las bacterias que coexisten localmente y que pertenecen a una 
misma especie constituyen a una población. Una población bacteriana puede cohabitar con 
otras e intercambiar recursos y material genético, lo cual hace complicado definir los 
verdaderos límites del intercambio en especies. Actualmente los datos genómicos permiten 
establecer con mayor precisión los límites inter especies así como también reconocer a las 
especies que se encuentran en estadios tempranos de especiación o de aquellas especies 
bien estructuradas y diferenciadas (Shapiro et al., 2012). 
 
La asignación a diferentes especies actualmente puede basarse en la estima de los 
Promedios de Identidad Nucleotídica (ANI, por sus siglas en inglés) entre pares de 
genomas. Se ha establecido que los genomas con al menos el 70% de hibridación de DNA-
DNA (DDH, por sus siglas en inglés), límite que se utiliza para establecer especies 
diferentes, por lo general registran valores de ANI superiores al 95%. Es decir, los 
individuos cuyos genomas tengan valores de ANI mayores al 95% deben incluirse dentro 
de la misma especie o unidad genómica, mientras que aquellos con valores menores al 
valor de corte pertenecerían a diferentes especies (Konstantinidis and Tiedje, 2005; Richter 
and Rosselló-Mora, 2009; López-Guerrero et al., 2012; Kumar et al., 2015). No obstante, 
este criterio no se aplica universalmente en la delimitación de especies. Algunos parámetros 
adicionales basados en los porcentajes de hibridación entre genomas, o el MLEE 
(Multilocus Enzyme Electrophoresis) se usaron inicialmente para la identificación y 
delimitación de especies. Sin embargo, estas técnicas actualmente se utilizan poco debido a 
que son extremadamente laboriosas y poco reproducibles, lo que impone barreras a la 
estandarización de estas metodologías entre laboratorios. Como consecuencia, las 
metodologías que se usan actualmente en la delimitación e identificación de especies son 
más rápidas y reproducibles y se basan en la secuenciación de un grupo de alelos (MLSA, 
	
  
	
  
	
  
20	
  
Multilocus Sequence Analysis), apoyadas inicialmente en la secuencia completa o parcial 
del gen ribosomal 16S y la estima posterior de los valores de ANI entre pares de genomas. 
 
Otro aspecto importante en la definición de las especies es el poder evaluar adicionalmente 
el efecto de las fuerzas cohesivas como la recombinación homóloga y selección negativa en 
la delimitación y cohesión de las especies. Criterios basados en la estima conjunta de la 
conservación nucleotídica, la selección y la recombinación permitirían definir mejor a las 
especies. 
 
 
2.2 Genómica de poblaciones en bacterias 
 
La genómica de poblaciones implementa e integra los conceptos de la genética de 
poblaciones para estudiar los procesos evolutivos que determinan el aislamiento y la 
diversidad genómica en poblaciones, usando como información la secuencia de genomas 
completos (Gulcher and Stefansson, 1998). La genómica de poblaciones microbianas 
permite explicar eventos como la transferencia horizontal, la recombinación y el efecto de 
la selección natural en la delimitación y formación de especies bacterianas (Tian et al., 
2012; Sugawara et al., 2013). Se han propuesto varios modelos para explicar la evolución y 
la diferenciación de los microorganismos (Fraser et al., 2009); algunos de estos modelos 
están basados en la contribución de la recombinación a la cohesión o diversificación de las 
especies (Figura 1A) (Fraser et al., 2007), mientras que otros enfatizan en la importancia de 
la selección y la deriva génica (reducción de la diversidad de alelos) en los procesos que 
tienen que ver con la diferenciación de especies y la formación de nuevos ecotipos 
(agrupaciones de individuos genéticamente relacionados pero ecológicamente 
diferenciados). En estos últimos modelos la recombinación es mucho menos frecuente que 
la selección (Figura 2A) (Cohan, 2006; Kopac et al., 2014). Se ha observado que la 
recombinación y la selección actúan en la diferenciación de las especies, y dependiendo del 
microorganismo estudiado, alguna de las dos prevalece (Shapiro et al., 2009), por lo tanto 
ambas deben tenerse en cuenta con el fin de entender el aislamiento genético en 
poblaciones. 
	
  
	
  
	
  
21	
  
2.2.1 Modelos de evolución y diferenciación de especies bacterianas 
	
  
El material genético adquirido por transferencia horizontal puede integrarse en el genoma 
mediante recombinación homóloga (legítima) o recombinación no homóloga (ilegítima) 
(Gogarten et al., 2002; Jensen et al., 2003). La recombinación homóloga ocurre con 
frecuencia entre linajes cercanos, lo que favorece la cohesión de las especies. La 
probabilidad de estos eventos se reduce en la medida en que se pierde la identidad entre los 
genotipos. En contraste, la recombinación no homóloga favorece el intercambio de material 
genético entre linajes separados y la adquisición de genes raros, lo que afecta la diversidad 
genómica y fenotípica de las poblaciones implicadas. 
 
En los modelos de evolución de especies basados en la recombinación, las barreras de 
intercambio genético son indispensables para que se originen nuevas poblaciones. En una 
población donde la recombinación ocurre con frecuencia, la separación de los individuos de 
esa población, en sub-grupos, por barreras físicas o ecológicas suele dar origen a la 
diferenciación hacia nuevas especies (especiación alopátrica). El modelo de especiación 
alopátrica se ha descrito en eucariotas y, con menos frecuencia, en bacterias, ya que es más 
difícil definir las barreras físicas en el mundo bacteriano y separar éstas del efecto que tiene 
el ambiente en la especiación (Whitaker et al., 2003; Whitaker, 2006). En ambos casos, 
tanto el aislamiento geográfico como la presión selectiva del ambiente conducen a cambios 
en el set de genes del componente flexible (genoma accesorio) y del core (genoma 
conservado) lo que en última instancia causa la reducción final del flujo genético entre las 
sub-poblaciones (Shapiro et al., 2012). 
 
Los métodos como los Split networks que se basan en el alineamiento de secuencias de 
genomas, en filogenias múltiples y matrices de presencia y ausencia de genes descritos por 
Huson y Bryant, se usan para inferir recombinación (Huson and Bryant, 2006). A diferencia 
de los métodos convencionales para reconstruir filogenias (Métodos basados en Neighbor 
joining, Máxima verosimilitud, entre otros), los métodos tipo Split networks representan 
árboles filogenéticos cuyas ramas pueden interconectarse más de una vez (múltiples 
conexiones) situaciones que son indicativas de conflictos entre las filogenias y, por ende, de 
	
  
	
  
	
  
22	
  
los efectos de la recombinación sobre las poblaciones comparadas. Los resultados 
obtenidos con este tipo de análisis no son concluyentes así que para obtener una mayor 
certidumbre estos estudios sobre el papel de la recombinación y la mutación deben 
complementarse con el análisis de los sitios polimórficos (SNPs) y de la longitud de los 
sitios de recombinación (Didelot and Falush, 2007; Didelot et al., 2012).La estima de las 
razones de recombinación versus mutación en los genomas alineados así como también la 
medición de los cambios causados por la recombinación como fuerza generadora de 
diversidad son medidas importantes en los estudios genómicos de poblaciones que tienen 
que ver con la definición de especies o clústeres genómicos de individuos. 
 
Los modelos de evolución de especies basados en el efecto de la selección sobre los 
genotipos en poblaciones microbianas, establecen que en una población la deriva génica y 
la selección periódica se encargan de purgar la diversidad genética, como lo explica el 
modelo del ecotipo (Cohan, 2001, 2006). Cuando en una población se originan dos sub-
poblaciones ecológicamente diferenciadas (dos ecotipos), la deriva y la selección actúan de 
forma independiente sobre las sub-poblaciones y estas pueden llegar a convertirse en 
nuevas especies (Fraser et al., 2009). 
 
La selección se estima a través de determinar la tasa entre el número de cambios no 
sinónimos (dN) y sinónimos (dS) en los genomas o en genes de interés. Estas estimas se 
interpretan como evidencia de selección positiva cuando el número de cambios no 
sinónimos es mayor (dN/dS >1). Los cambios no sinónimos pueden favorecerse por la 
selección y fijarse en la población con modificaciones en el genoma y en el fenotipo. Por el 
contrario, existen indicios de que la selección negativa está actuando con el fin de remover 
los cambios que puedan llegar a ser deletéreos en la población, cuando el número de 
cambios sinónimos es mayor (dN/dS <1) (Pond and Frost, 2005; Delport et al., 2010). Si el 
número de cambios sinónimos y no sinónimos es igual, se interpreta como que los genes 
evolucionan neutralmente (dN/dS =1). 
 
Otros modelos de evolución y diferenciación de especies, adicionales a los descritos 
previamente son los modelos de las meta-poblaciones y la dinámica de la depredación por 
	
  
	
  
	
  
23	
  
fagos en una población. En el modelo de las meta-poblaciones, la población se divide en 
zonas con gradientes de recursos diferentes. Las poblaciones migran hacia otras zonas en 
función de la disponibilidad de recursos y al mismo tiempo pueden evolucionar y adaptarse 
sin que ocurran barridos por selección (selective sweeps) (Figura 1C) (Un tipo de selección 
en la que los alelos vecinos al alelo seleccionado se afectan por la selección removiendo su 
diversidad). En el modelo de depredación por fagos el tamaño efectivo de la población 
huésped cambia drásticamente, originando cuellos de botella e incrementando las clonas de 
un individuo en la población (Figura 1D) (Fraser et al., 2009). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Modelos de especiación bacteriana. Panel A. El modelo de la recombinación. En él diferentes 
genotipos (puntos de diferentes colores) surgen por recombinación, el número de genotipos incrementa o 
disminuye a causa de la deriva génica. Panel B. El modelo del ecotipo. El árbol muestra una especie 
bacteriana que se sub-divide en dos sub-linajes (E1 y E2) que difieren entre sí en aspectos de sus ecologías, 
los eventos de selección periódica (asteriscos) en un sub-linaje no afectan la diversidad en el otro y viceversa, 
así que cada ecotipo diverge independiente hasta convertirse en una nueva especie. Panel C. El modelo de las 
meta-poblaciones. Los círculos en gris representa nichos previamente colonizados y los blancos nichos aún no 
colonizados, un nuevo nicho puede ser colonizado por un individuo de una población (puntos) que migra 
desde un espacio colonizado por varias poblaciones. Panel D. El modelo de depredación por fagos 
(depredador-presa). En él las poblaciones pueden fluctuar originando cuellos de botella como consecuencia de 
la dinámica entre el depredador y la presa (Tomado de Fraser et al., 2009). 
 
En las poblaciones de Rhizobium, por ejemplo, se conoce muy poco sobre la dinámica de 
depredador presa, como lo es el efecto que tienen las poblaciones de fagos sobre las 
poblaciones naturales de Rhizobium que coexisten en el suelo. Se han descrito poblaciones 
de fagos que infectan Rhizobium (Santamaría et al., 2014); sin embargo, necesitamos 
profundizar sobre la naturaleza de las interacciones y de los mecanismos que promueven la 
permanencia de los fagos en el suelo y la célula hospedera. Explorar las poblaciones del 
suelo no es fácil dada la complejidad de sus estructuras, sus propiedades físico-químicas y 
E1
stable ecotype
concept
E2
*
*
*
*
**
*
new and empty
colonization
colonization
old and void
A B
C
15
20
Po
pu
la
tio
n 
siz
e
Bacteria Phage
5
10
0
0 20 40 60 80 100
Time
D
	
  
	
  
	
  
24	
  
biológicas. Por otra parte, los modelos evolutivos basados en recombinación se han 
estudiado con más detalle en poblaciones de Rhizobium. La recombinación parece 
favorecer la cohesión o la diversificación de las especies en Rhizobium y géneros 
relacionados como Bradyrhizobium y Sinorhizobium (Vinuesa et al., 2005; Bailly et al., 
2011; Kumar et al., 2015; Klinger et al., 2016). 
 
 
2.2.2 El estudio del genoma conservado y accesorio en poblaciones bacterianas 
 
La genómica de poblaciones también comprende el estudio de los genes únicos y de los 
genes compartidos por una población. En un estudio genómico poblacional de la especie 
Streptococcus agalactiae desarrollado por Tettelin y colaboradores se incorporaron los 
conceptos seminales como los de el pan genoma, el genoma nuclear y el genoma accesorio, 
con el propósito de explicar la conservación y la variación en el contenido genético entre 
aislamientos de la misma especie (Tettelin et al., 2005). Definir el conjunto de genes 
ortólogos en una especie (genes relacionados por un evento de especiación y que conservan 
por lo general la misma función) es decisivo en los estudios de genómica comparada que 
tienen que ver con la construcción del pan-genoma (el total de los genes en una especie), el 
estudio de la sintenia (la conservación en el orden de los genes a lo largo de genomas 
cercanos) y la evolución de los genes en los genomas (Kristensen et al., 2011). El core o 
genoma nuclear se define como el grupo genes compartidos por todos los miembros de una 
especie y que sumado al resto de los genes únicos o parcialmente compartidos (genoma 
accesorio) representan el pan-genoma (Koonin and Wolf, 2008). A los genes del genoma 
nuclear se le atribuyen funciones celulares básicas, mientras que a los genes accesorios 
funciones no esenciales, pero importantes para el desplazamiento de una población hacia 
nuevos nichos y su éxito en condiciones bióticas y abióticas propias del entorno que 
colonizan. En cepas de Streptococcus pneumoniae el 74% de sus genes conforman, en 
promedio, su genoma nuclear (Donati et al., 2010). El 26% restante corresponde al genoma 
accesorio o flexible, el cuál confiere características únicas a cada individuo. Los genes 
accesorios, como los genes que codifican para proteínas de membranas con propiedades 
antigénicas, pueden perderse o ganarse con facilidad durante el curso de la evolución. Se ha 
	
  
	
  
	
  
25	
  
estimado el genoma nuclear y accesorio (pan-genoma) para una misma especie y para 
múltiples poblaciones. Sin embargo, la interpretación de los resultados del pan-genoma es 
complicada debido a que su estima puede estar sesgada por los criterios de selección de los 
individuos que se usan en el análisis; especialmente cuando en los análisis se comparan 
individuos que pertenecen a poblaciones y nichos distintos. Para estudios con fines 
ecológicos que tienen que ver con procesos de diferenciación de especies, las variables 
ambientales y la agrupación genotípica en unidades genómicas y ecológicas cohesivas, 
(individuos que pertenecen a una misma especie y están relacionados por sus ecologías) 
deben tenerse en cuenta en la selección de los genomas que se usaran en el modelado del 
pan-genoma; esto con el propósito de reducir los efectosdel posible sesgo en las estimas, 
debido a los criterios usados en la selección de los individuos. Uno de los estudios que 
resalta el efecto de los criterios de selección en la interpretación de los resultados del pan-
genoma es el de la cianobacteria Prochlorococcus. En esta cianobacteria, se han descrito 
dos poblaciones ecológicamente diferenciadas: las que habitan el océano Atlántico y las del 
Pacífico; los genes relacionados con la adquisición de nutrientes en estos dos lugares hacen 
parte del genoma core de cada población. Si las poblaciones del Atlántico y del Pacifico se 
unen y se analizan en conjunto, los genes relacionados con su adecuación a cada ambiente 
harán parte del genoma accesorio; demostrando con este tipo de comparaciones que los 
criterios de selección de las poblaciones son un factor importante en la definición del pan-
genoma (Cordero and Polz, 2014). 
 
Con el propósito de tener una mejor estima sobre las frecuencias de los genes, las historias 
evolutivas, los aspectos ecológicos y el grado de diferenciación en cuanto a genes en los 
genomas, varios autores basan la clasificación de los genes en los genomas bajo diferentes 
enfoques. Kislyuk y colaboradores (Kislyuk et al., 2011) sugieren criterios adicionales al 
enfoque tradicional basado en la estima del pan-genoma y genoma nuclear. Estos autores 
discuten una serie de problemas aplicados y conceptuales como: el efecto de la 
transferencia horizontal y la pérdida y ganancia de material genético en una especie que 
conllevan a cambios importantes en el fenotipo y la ausencia de una definición consenso de 
especies. Para evitar esta serie de problemas asociados, plantearon un enfoque basado en la 
medición de la fluidez genómica, que estima que tan disímiles son los genomas cuando se 
	
  
	
  
	
  
26	
  
evalúan a nivel de genes. Una fluidez genómica del 0.1% significa que un par de genomas 
comparten al menos el 90% de sus genes en promedio. Por otra parte, Cordero y 
colaboradores proponen la división de los genes del genoma en alta, mediana y baja 
frecuencia. Cuando estas categorías de genes son abordadas por separado, pueden 
estudiarse con más facilidad fenómenos evolutivos como la selección impuesta sobre los 
genes. Los genes de alta frecuencia o más representados en los genomas se heredan 
verticalmente o por recombinación homóloga (genes con funciones comunes 
independientes o dependientes de hábitats); los de baja frecuencia se ganan o se pierden con 
mucha facilidad por recombinación (genes con alto recambio y esenciales para las 
interacciones biológicas) (Wildschutte et al., 2010); y los de mediana frecuencia se 
adquieren por recombinación y son específicos de hábitat, y a diferencia de los de baja 
frecuencia están sometidos a otros tipos de fuerzas selectivas (selección positiva y 
purificadora) (Cordero and Polz, 2014). Haegeman y Weitz (Haegeman and Weitz, 2012) 
propusieron un modelo que describe un genoma nuclear flexible con genes raros, muy 
comunes y de frecuencia intermedia (distribución desigual en los genes en los genomas), 
considerando además que la ganancia de genes puede conducir a la pérdida de otros y por 
ende a un tamaño de genes constante en el genoma (Haegeman and Weitz, 2012). Mientras 
que Medini y colaboradores señalan que las diferencias en las estimas de los pan-genomas 
obedecen a varios factores entre ellos: las variaciones en los estilos de vida de los 
microorganismos comparados y la frecuencia con que ocurren los rearreglos estructurales 
en los genomas a causa de su capacidad para perder o incorporar nuevo material genético 
(Medini et al., 2008). A pesar de que se describen distintas metodologías que persiguen 
definir el core y el genoma accesorio en una población, la robustez de sus medidas depende 
de las variables tenidas en cuenta para la selección de los genomas a comparar. La 
agrupación de los genomas en unidades genómicas basados en las identidades nucleotídicas 
entre genomas y en la cohesión dada por mecanismos evolutivos, como la recombinación, 
ayudaría a una mejor estima de los genes del genoma nuclear, los genes del genoma 
accesorio y por tanto del pan-genoma. 
 
 
	
  
	
  
	
  
27	
  
2.2.3 Transferencia horizontal y migración en poblaciones de bacterias 
 
Adicional a los factores explicados con anterioridad que afectan la estructura de las 
poblaciones, la transferencia horizontal también juega un papel importante sobre la 
estructura y la diversidad de las poblaciones bacterianas. La transferencia horizontal de 
genes (HGT, por sus siglas en inglés) es un evento común entre los individuos de una 
misma especie e incluso entre especies poco relacionadas en los se pueden adquirir 
regiones con más de un gen y plásmidos (Welch et al., 2002; Wiedenbeck and Cohan, 
2011; Niehus et al., 2015). La ganancia de material genético o genes que se encuentran bajo 
selección positiva convierte a individuos genómicamente distintos en individuos con 
fenotipos y ecologías similares. El alelo ganado es idéntico y seleccionado positivamente 
como ocurre en genes que tienen que ver con la resistencia a antibióticos, toxinas y fijación 
de nitrógeno (Cordero et al., 2012; Shapiro and Polz, 2015). La migración por factores 
diversos (geológicos, climáticos, entre otros) permite la introgresión de nuevos alelos o de 
nuevos individuos a una comunidad. Cuando la migración está presente, la probabilidad de 
que ocurra un evento de transferencia horizontal se incrementa, lo que favorece la presencia 
de genotipos diversos que comparten un mismo alelo (Figura 2) (Niehus et al., 2015). 
	
  
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. La transferencia horizontal da origen a múltiples ecologías en un genoma microbiano. Los 
genotipos migrantes ganan por transferencia horizontal un alelo o característica que es seleccionado, como 
consecuencia la característica seleccionada ahora es encontrada en múltiples backgrounds o fondos 
genómicos con ecologías distintas (Tomado y adaptado de Niehus et al., 2015). 
 
 
 
 
	
  
	
  
	
  
28	
  
2.3 Genética y genómica de poblaciones en Rhizobium y géneros relacionados 
 
2.3.1 El género Rhizobium y su estructura genómica 
 
Las bacterias del género Rhizobium pertenecen a la clase de las α-Proteobacterias y al 
orden de los rhizobiales; son habitantes naturales del suelo donde existen como organismos 
de vida libre, aunque también se caracterizan por colonizar las raíces de plantas en su 
mayoría leguminosas, muchas de ellas de importancia agronómica. La colonización de las 
raíces ocurre a través de un intercambio de señales entre la planta y la bacteria. La bacteria 
percibe los flavonoides liberados por la planta leguminosa en la rizósfera; cuando la 
bacteria gana acceso a la raíz se inicia una respuesta por parte de la planta que da inicio a la 
formación de un hilo de infección en la raíz seguido por el desarrollo de estructuras 
nodulares (múltiples simbiosomas) en donde la bacteria convertida en bacteroide lleva a 
cabo la fijación biótica de nitrógeno (Figura 3). 
 
En el genero Rhizobium, la diferenciación del bacteroide hacia bacteria de vida libre puede 
ocurrir posterior a la senescencia del nódulo (Masson-Boivin et al., 2009). El nódulo es un 
nicho diferente a la rizósfera con niveles bajos de oxígeno y con un número restringido de 
variantes genómicas de Rhizobium, menores a las descritas en la rizósfera y en el suelo 
(Segovia et al., 1991; Miranda-Sánchez et al., 2015). La planta selecciona los Rhizobium 
imponiendo sanciones a los Rhizobium parásitos, limitando de ésta manera el número de 
poblaciones de Rhizobium que se establecen en los nódulos (Kiers et al., 2003; Oono et al., 
2010). Las interacciones entre Rhizobium y P. vulgaris dependen mayormente del plásmido 
simbiótico ya que éste contiene los determinantes genéticos necesarios para el 
reconocimiento de los productos secretados por la planta, el iniciode la infección, la 
formación del nódulo y la fijación de nitrógeno. El plásmido de simbiosis hace parte del 
genoma accesorio por lo tanto, no está presente en todos los rhizobiales. En bacterias 
simbiontes del género Bradyrhizobium los genes necesarios para la simbiosis están 
localizados en islas genómicas ubicadas en el cromosoma (Kaneko et al., 2002). 
 
	
  
	
  
	
  
29	
  
	
  
Figura 3. Simbiosis entre Rizobios y leguminosas. En este modelo dependiente de los factores nod, los 
flavonoides liberados por la planta se unen y activan la proteína reguladora (NodD) de la síntesis de factores 
nod en rizobios (nodA, nodB, nodC), estos factores inducen el encorvamiento de la raíz formando un hilo de 
infección a través del cual los rizobios ganan el acceso a las células corticales de la raíz estimulado la 
formación del nódulo (Figura Tomada de Deakin y Broughton, 2009). 
 
La estructura de los genomas de Rhizobium es multi-partita con un número variable de 
replicones de DNA (un cromosoma, plásmidos accesorios y el plásmido de simbiosis 
(Figura 4) (González et al., 2006; Young et al., 2006). El éxito de Rhizobium en la rizósfera 
y en el nódulo no sólo depende de los genes localizados en el cromosoma y en el plásmido 
de simbiosis. Por ejemplo, se ha determinado en Rhizobium etli CFN42 que la presencia de 
dos genes en uno de sus plásmidos (plásmido p42e) es esencial para el crecimiento 
(Landeta et al., 2011), mientras que algunos genes localizados en plásmidos proporcionan 
la maquinaria metabólica necesaria para utilizar y aprovechar los sustratos presentes en la 
rizósfera. En un estudio de co-evolución entre cromosomas y los plásmidos en el género 
Sinorhizobium se observó, que uno de los plásmidos (pSymB) contiene tanto a ciertos 
genes que son parte del genoma nuclear como a genes con funciones especializadas 
necesarias para la colonización de la rizósfera y la interacción con la planta (diCenzo et al., 
2014). Los plásmidos con genes esenciales del genoma nuclear y con una composición 
nucleotídica similar a los cromosomas huéspedes se han definido como cromosomas 
secundarios o crómidos (González et al., 2010; Harrison et al., 2010). Estos replicones han 
adquirido genes del cromosoma y han estado co-evolucionando con la célula huésped 
(Figura 5). Se han encontrado equivalencias genómicas de algunos plásmidos accesorios 
(genes y regiones con múltiples genes y operones) de R. etli en otras poblaciones de 
Rhizobiales como R. phaseoli, R. leguminosarum y S. meliloti (Young et al., 2006; 
González et al., 2010; Harrison et al., 2010; Landeta et al., 2011). Con el propósito de 
Rhizobia
Nature Reviews | Microbiology
Root hair 
curling
Flavonoids
Root hair 
Nod
factors
Rhizobia
a Root hair-independent (intercellular) entry by rhizobia
b Invasion of legume root hairs by rhizobia
Infection 
thread
facilitate pathogen nutrition and dispersal), 
resulting in effector-triggered susceptibility 
(ETS; phase two). Then, certain effectors 
are recognized by NB-LRR proteins, result-
ing in effector-triggered immunity (ETI; 
phase three). ETI is a faster-acting, more 
robust version of PTI that usually results 
in hypersensitive cell death and thus resist-
ance to the disease. Finally, in phase four, 
evolutionary pressures drive pathogens to 
avoid ETI either by modifying (or shedding) 
recognized effectors or by acquiring new, 
pioneer ones.
Protein secretion systems
Many different bacterial pathogens inject 
proteins called effectors into plants. Protein 
secretion systems derived from flagella 
(type III secretion systems (T3SSs)) or 
conjugation apparatuses (type IV secretion 
systems (T4SSs)) conduct effectors from the 
bacterial cytoplasm to the plant cytoplasm 
(BOX 1). Wide-spread application of genom-
ics to bacteria that interact with plants has 
revealed that some, but not all, rhizobia have 
similar secretion systems (TABLE 1). The pres-
ence of these conserved secretion systems in 
bacteria that have profoundly different effects 
on plants suggests that subtle differences in 
signals that induce T3SSs or T4SSs and/or 
in their effectors leads to either symbiosis or 
disease. Below, we review what is known of 
the induction and functionality of these 
protein secretion systems in rhizobia.
Rhizobial secretion systems
Our knowledge of symbiotic protein 
secretion systems that resemble those of 
pathogens stems from the observation that 
Sinorhizobium fredii USDA257 secretes five 
proteins into supernatants of flavonoid-
induced cell cultures24. A mutant in the 
nolXWBTUV ‘cultivar-specificity locus’ that 
was unable to secrete proteins into the super-
natant also had an altered ability to nodulate 
soybean cultivars25,26. The promiscuous 
microsymbiont Rhizobium sp. NGR234, 
which can nodulate >112 genera of leg-
umes, as well as the non-legume Parasponia 
andersonii27, contains a symbiotic plasmid 
(pNGR234a), and sequencing of this 
plasmid revealed that nolXWBTUV is part 
of a cluster of genes that encode a T3SS. 
Unexpectedly, three different phenotypes 
that depended on the host plant were 
observed when this T3SS was rendered inac-
tive in Rhizobium sp. NGR234: positive, in 
which effective nodulation required secreted 
proteins (for example, Tephrosia vogelii); 
neutral, in which symbioses were unaffected 
by the mutant (for example, L. japonicus and 
Vigna unguiculata); and negative, in which 
nodules aborted during development (for 
example, Pachyrhizus tuberosus and Phaseolus 
vulgaris)28,29. Lack of a unique phenotype 
suggests that local environmental constraints 
drive evolution of PRRs and NB-LRRs in 
divergent ways. For example, Tephrosia spp. 
come from tropical Africa, Lotus spp. are 
northern temperate, Vigna spp. are 
Old World tropical, Pachyrhizus spp. 
are New World tropical and common beans 
(P. vulgaris) have centres of origin 
in Mexico and the northern Andes27,30,31.
It is obvious that propinquity is essen-
tial for protein secretion systems to inject 
effectors into their eukaryotic hosts. As 
rhizobia enter root hairs, intimacy with the 
plant cell is guaranteed from the moment 
when the bacteria become entrapped in 
profoundly curled ‘shepherd’s crooks’. It 
continues through infection thread and 
nodule development. Transcriptional 
studies have shown expression of T3SS 
genes at all of these stages: the T3SS of 
Bradyrhizobium japonicum USDA110 
was expressed in infection threads and 
Figure 1 | Nodule development processes. Rhizobia naturally colo-
nize the rhizosphere, metabolizing organic compounds secreted by 
roots. Signals released from a compatible host trigger a chain of events 
that lead to the invasion of plant root cells by rhizobia. Successful signal-
ling leads to cortical cell divisions and the development of a new root 
organ, the nodule. Penetration of the root tissue can occur by two dif-
ferent strategies. In root hair-independent (intercellular) entry (a), dis-
ruption of the epidermal cell layer allows rhizobia to enter the root. 
Rhizobia multiply within these infection pockets and eventually invade 
plant cells. Note that in some (but not all) cases, Nod factors are 
required for this colonization strategy7. This contrasts with the classic 
model of root hair invasion (b). In this model, flavonoids released by 
legume roots trigger the synthesis of rhizobial Nod factors, which 
induce root hair curling, bacterial penetration at the centre of the 
infection pocket and division of cortical cells. Infection threads extend 
through root hairs towards the cortical cells of the root. Infection 
threads ramify in nodule primordia (which are formed by dividing cortical 
cells), into which rhizobia are released.
PERSPECT IVES
NATURE REVIEWS | MICROBIOLOGY VOLUME 7 | APRIL 2009 | 313
Rhizobia
Nature Reviews | Microbiology
Root hair 
curling
Flavonoids
Root hair 
Nod
factors
Rhizobia
a Root hair-independent (intercellular) entry by rhizobia
b Invasion of legume root hairsby rhizobia
Infection 
thread
facilitate pathogen nutrition and dispersal), 
resulting in effector-triggered susceptibility 
(ETS; phase two). Then, certain effectors 
are recognized by NB-LRR proteins, result-
ing in effector-triggered immunity (ETI; 
phase three). ETI is a faster-acting, more 
robust version of PTI that usually results 
in hypersensitive cell death and thus resist-
ance to the disease. Finally, in phase four, 
evolutionary pressures drive pathogens to 
avoid ETI either by modifying (or shedding) 
recognized effectors or by acquiring new, 
pioneer ones.
Protein secretion systems
Many different bacterial pathogens inject 
proteins called effectors into plants. Protein 
secretion systems derived from flagella 
(type III secretion systems (T3SSs)) or 
conjugation apparatuses (type IV secretion 
systems (T4SSs)) conduct effectors from the 
bacterial cytoplasm to the plant cytoplasm 
(BOX 1). Wide-spread application of genom-
ics to bacteria that interact with plants has 
revealed that some, but not all, rhizobia have 
similar secretion systems (TABLE 1). The pres-
ence of these conserved secretion systems in 
bacteria that have profoundly different effects 
on plants suggests that subtle differences in 
signals that induce T3SSs or T4SSs and/or 
in their effectors leads to either symbiosis or 
disease. Below, we review what is known of 
the induction and functionality of these 
protein secretion systems in rhizobia.
Rhizobial secretion systems
Our knowledge of symbiotic protein 
secretion systems that resemble those of 
pathogens stems from the observation that 
Sinorhizobium fredii USDA257 secretes five 
proteins into supernatants of flavonoid-
induced cell cultures24. A mutant in the 
nolXWBTUV ‘cultivar-specificity locus’ that 
was unable to secrete proteins into the super-
natant also had an altered ability to nodulate 
soybean cultivars25,26. The promiscuous 
microsymbiont Rhizobium sp. NGR234, 
which can nodulate >112 genera of leg-
umes, as well as the non-legume Parasponia 
andersonii27, contains a symbiotic plasmid 
(pNGR234a), and sequencing of this 
plasmid revealed that nolXWBTUV is part 
of a cluster of genes that encode a T3SS. 
Unexpectedly, three different phenotypes 
that depended on the host plant were 
observed when this T3SS was rendered inac-
tive in Rhizobium sp. NGR234: positive, in 
which effective nodulation required secreted 
proteins (for example, Tephrosia vogelii); 
neutral, in which symbioses were unaffected 
by the mutant (for example, L. japonicus and 
Vigna unguiculata); and negative, in which 
nodules aborted during development (for 
example, Pachyrhizus tuberosus and Phaseolus 
vulgaris)28,29. Lack of a unique phenotype 
suggests that local environmental constraints 
drive evolution of PRRs and NB-LRRs in 
divergent ways. For example, Tephrosia spp. 
come from tropical Africa, Lotus spp. are 
northern temperate, Vigna spp. are 
Old World tropical, Pachyrhizus spp. 
are New World tropical and common beans 
(P. vulgaris) have centres of origin 
in Mexico and the northern Andes27,30,31.
It is obvious that propinquity is essen-
tial for protein secretion systems to inject 
effectors into their eukaryotic hosts. As 
rhizobia enter root hairs, intimacy with the 
plant cell is guaranteed from the moment 
when the bacteria become entrapped in 
profoundly curled ‘shepherd’s crooks’. It 
continues through infection thread and 
nodule development. Transcriptional 
studies have shown expression of T3SS 
genes at all of these stages: the T3SS of 
Bradyrhizobium japonicum USDA110 
was expressed in infection threads and 
Figure 1 | Nodule development processes. Rhizobia naturally colo-
nize the rhizosphere, metabolizing organic compounds secreted by 
roots. Signals released from a compatible host trigger a chain of events 
that lead to the invasion of plant root cells by rhizobia. Successful signal-
ling leads to cortical cell divisions and the development of a new root 
organ, the nodule. Penetration of the root tissue can occur by two dif-
ferent strategies. In root hair-independent (intercellular) entry (a), dis-
ruption of the epidermal cell layer allows rhizobia to enter the root. 
Rhizobia multiply within these infection pockets and eventually invade 
plant cells. Note that in some (but not all) cases, Nod factors are 
required for this colonization strategy7. This contrasts with the classic 
model of root hair invasion (b). In this model, flavonoids released by 
legume roots trigger the synthesis of rhizobial Nod factors, which 
induce root hair curling, bacterial penetration at the centre of the 
infection pocket and division of cortical cells. Infection threads extend 
through root hairs towards the cortical cells of the root. Infection 
threads ramify in nodule primordia (which are formed by dividing cortical 
cells), into which rhizobia are released.
PERSPECT IVES
NATURE REVIEWS | MICROBIOLOGY VOLUME 7 | APRIL 2009 | 313
Rhizobia
Nature Reviews | Microbiology
Root hair 
curling
Flavonoids
Root hair 
Nod
factors
Rhizobia
a Root hair-independent (intercellular) entry by rhizobia
b Invasion of legume root hairs by rhizobia
Infection 
thread
facilitate pathogen nutrition and dispersal), 
resulting in effector-triggered susceptibility 
(ETS; phase two). Then, certain effectors 
are recognized by NB-LRR proteins, result-
ing in effector-triggered immunity (ETI; 
phase three). ETI is a faster-acting, more 
robust version of PTI that usually results 
in hypersensitive cell death and thus resist-
ance to the disease. Finally, in phase four, 
evolutionary pressures drive pathogens to 
avoid ETI either by modifying (or shedding) 
recognized effectors or by acquiring new, 
pioneer ones.
Protein secretion systems
Many different bacterial pathogens inject 
proteins called effectors into plants. Protein 
secretion systems derived from flagella 
(type III secretion systems (T3SSs)) or 
conjugation apparatuses (type IV secretion 
systems (T4SSs)) conduct effectors from the 
bacterial cytoplasm to the plant cytoplasm 
(BOX 1). Wide-spread application of genom-
ics to bacteria that interact with plants has 
revealed that some, but not all, rhizobia have 
similar secretion systems (TABLE 1). The pres-
ence of these conserved secretion systems in 
bacteria that have profoundly different effects 
on plants suggests that subtle differences in 
signals that induce T3SSs or T4SSs and/or 
in their effectors leads to either symbiosis or 
disease. Below, we review what is known of 
the induction and functionality of these 
protein secretion systems in rhizobia.
Rhizobial secretion systems
Our knowledge of symbiotic protein 
secretion systems that resemble those of 
pathogens stems from the observation that 
Sinorhizobium fredii USDA257 secretes five 
proteins into supernatants of flavonoid-
induced cell cultures24. A mutant in the 
nolXWBTUV ‘cultivar-specificity locus’ that 
was unable to secrete proteins into the super-
natant also had an altered ability to nodulate 
soybean cultivars25,26. The promiscuous 
microsymbiont Rhizobium sp. NGR234, 
which can nodulate >112 genera of leg-
umes, as well as the non-legume Parasponia 
andersonii27, contains a symbiotic plasmid 
(pNGR234a), and sequencing of this 
plasmid revealed that nolXWBTUV is part 
of a cluster of genes that encode a T3SS. 
Unexpectedly, three different phenotypes 
that depended on the host plant were 
observed when this T3SS was rendered inac-
tive in Rhizobium sp. NGR234: positive, in 
which effective nodulation required secreted 
proteins (for example, Tephrosia vogelii); 
neutral, in which symbioses were unaffected 
by the mutant (for example, L. japonicus and 
Vigna unguiculata); and negative, in which 
nodules aborted during development (for 
example, Pachyrhizus tuberosus and Phaseolus 
vulgaris)28,29. Lack of a unique phenotype 
suggests that local environmental constraints 
drive evolution of PRRs and NB-LRRs in 
divergent ways. For example, Tephrosia spp. 
come from tropicalAfrica, Lotus spp. are 
northern temperate, Vigna spp. are 
Old World tropical, Pachyrhizus spp. 
are New World tropical and common beans 
(P. vulgaris) have centres of origin 
in Mexico and the northern Andes27,30,31.
It is obvious that propinquity is essen-
tial for protein secretion systems to inject 
effectors into their eukaryotic hosts. As 
rhizobia enter root hairs, intimacy with the 
plant cell is guaranteed from the moment 
when the bacteria become entrapped in 
profoundly curled ‘shepherd’s crooks’. It 
continues through infection thread and 
nodule development. Transcriptional 
studies have shown expression of T3SS 
genes at all of these stages: the T3SS of 
Bradyrhizobium japonicum USDA110 
was expressed in infection threads and 
Figure 1 | Nodule development processes. Rhizobia naturally colo-
nize the rhizosphere, metabolizing organic compounds secreted by 
roots. Signals released from a compatible host trigger a chain of events 
that lead to the invasion of plant root cells by rhizobia. Successful signal-
ling leads to cortical cell divisions and the development of a new root 
organ, the nodule. Penetration of the root tissue can occur by two dif-
ferent strategies. In root hair-independent (intercellular) entry (a), dis-
ruption of the epidermal cell layer allows rhizobia to enter the root. 
Rhizobia multiply within these infection pockets and eventually invade 
plant cells. Note that in some (but not all) cases, Nod factors are 
required for this colonization strategy7. This contrasts with the classic 
model of root hair invasion (b). In this model, flavonoids released by 
legume roots trigger the synthesis of rhizobial Nod factors, which 
induce root hair curling, bacterial penetration at the centre of the 
infection pocket and division of cortical cells. Infection threads extend 
through root hairs towards the cortical cells of the root. Infection 
threads ramify in nodule primordia (which are formed by dividing cortical 
cells), into which rhizobia are released.
PERSPECT IVES
NATURE REVIEWS | MICROBIOLOGY VOLUME 7 | APRIL 2009 | 313
Rhizobia
Nature Reviews | Microbiology
Root hair 
curling
Flavonoids
Root hair 
Nod
factors
Rhizobia
a Root hair-independent (intercellular) entry by rhizobia
b Invasion of legume root hairs by rhizobia
Infection 
thread
facilitate pathogen nutrition and dispersal), 
resulting in effector-triggered susceptibility 
(ETS; phase two). Then, certain effectors 
are recognized by NB-LRR proteins, result-
ing in effector-triggered immunity (ETI; 
phase three). ETI is a faster-acting, more 
robust version of PTI that usually results 
in hypersensitive cell death and thus resist-
ance to the disease. Finally, in phase four, 
evolutionary pressures drive pathogens to 
avoid ETI either by modifying (or shedding) 
recognized effectors or by acquiring new, 
pioneer ones.
Protein secretion systems
Many different bacterial pathogens inject 
proteins called effectors into plants. Protein 
secretion systems derived from flagella 
(type III secretion systems (T3SSs)) or 
conjugation apparatuses (type IV secretion 
systems (T4SSs)) conduct effectors from the 
bacterial cytoplasm to the plant cytoplasm 
(BOX 1). Wide-spread application of genom-
ics to bacteria that interact with plants has 
revealed that some, but not all, rhizobia have 
similar secretion systems (TABLE 1). The pres-
ence of these conserved secretion systems in 
bacteria that have profoundly different effects 
on plants suggests that subtle differences in 
signals that induce T3SSs or T4SSs and/or 
in their effectors leads to either symbiosis or 
disease. Below, we review what is known of 
the induction and functionality of these 
protein secretion systems in rhizobia.
Rhizobial secretion systems
Our knowledge of symbiotic protein 
secretion systems that resemble those of 
pathogens stems from the observation that 
Sinorhizobium fredii USDA257 secretes five 
proteins into supernatants of flavonoid-
induced cell cultures24. A mutant in the 
nolXWBTUV ‘cultivar-specificity locus’ that 
was unable to secrete proteins into the super-
natant also had an altered ability to nodulate 
soybean cultivars25,26. The promiscuous 
microsymbiont Rhizobium sp. NGR234, 
which can nodulate >112 genera of leg-
umes, as well as the non-legume Parasponia 
andersonii27, contains a symbiotic plasmid 
(pNGR234a), and sequencing of this 
plasmid revealed that nolXWBTUV is part 
of a cluster of genes that encode a T3SS. 
Unexpectedly, three different phenotypes 
that depended on the host plant were 
observed when this T3SS was rendered inac-
tive in Rhizobium sp. NGR234: positive, in 
which effective nodulation required secreted 
proteins (for example, Tephrosia vogelii); 
neutral, in which symbioses were unaffected 
by the mutant (for example, L. japonicus and 
Vigna unguiculata); and negative, in which 
nodules aborted during development (for 
example, Pachyrhizus tuberosus and Phaseolus 
vulgaris)28,29. Lack of a unique phenotype 
suggests that local environmental constraints 
drive evolution of PRRs and NB-LRRs in 
divergent ways. For example, Tephrosia spp. 
come from tropical Africa, Lotus spp. are 
northern temperate, Vigna spp. are 
Old World tropical, Pachyrhizus spp. 
are New World tropical and common beans 
(P. vulgaris) have centres of origin 
in Mexico and the northern Andes27,30,31.
It is obvious that propinquity is essen-
tial for protein secretion systems to inject 
effectors into their eukaryotic hosts. As 
rhizobia enter root hairs, intimacy with the 
plant cell is guaranteed from the moment 
when the bacteria become entrapped in 
profoundly curled ‘shepherd’s crooks’. It 
continues through infection thread and 
nodule development. Transcriptional 
studies have shown expression of T3SS 
genes at all of these stages: the T3SS of 
Bradyrhizobium japonicum USDA110 
was expressed in infection threads and 
Figure 1 | Nodule development processes. Rhizobia naturally colo-
nize the rhizosphere, metabolizing organic compounds secreted by 
roots. Signals released from a compatible host trigger a chain of events 
that lead to the invasion of plant root cells by rhizobia. Successful signal-
ling leads to cortical cell divisions and the development of a new root 
organ, the nodule. Penetration of the root tissue can occur by two dif-
ferent strategies. In root hair-independent (intercellular) entry (a), dis-
ruption of the epidermal cell layer allows rhizobia to enter the root. 
Rhizobia multiply within these infection pockets and eventually invade 
plant cells. Note that in some (but not all) cases, Nod factors are 
required for this colonization strategy7. This contrasts with the classic 
model of root hair invasion (b). In this model, flavonoids released by 
legume roots trigger the synthesis of rhizobial Nod factors, which 
induce root hair curling, bacterial penetration at the centre of the 
infection pocket and division of cortical cells. Infection threads extend 
through root hairs towards the cortical cells of the root. Infection 
threads ramify in nodule primordia (which are formed by dividing cortical 
cells), into which rhizobia are released.
PERSPECT IVES
NATURE REVIEWS | MICROBIOLOGY VOLUME 7 | APRIL 2009 | 313
	
  
	
  
	
  
30	
  
entender la importancia de las regiones conservadas entre especies de un mismo género en 
la transición de Rhizobium de su estilo de vida libre hacia la simbiosis se necesitan estudios 
adicionales. 
	
   
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4. Estructura genómica multi-partita en el género Rhizobium. Cada replicón de DNA o 
compartimiento genómico (cromosoma, plásmido de simbiosis y plásmidos accesorios) está representado por 
2 círculos concéntricos. El círculo externo de cada replicón ilustra los genes y sus funciones de acuerdo al 
color. El círculo interno ilustra los porcentajes de GC para cada gen (En color verde están los valores de GC < 
59 % y en color negro los valores > 59%). Biosíntesis de aminoácidos (anaranjado);