Caracterizacion-y-regionalizacion-de-la-respuesta-de-calcio-intracelular-de-lactotropos-a-TRH-y-DA-en-rebanadas-de-hipofisis-de-raton-macho

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
CARACTERIZACIÓN Y REGIONALIZACIÓN DE LA 
RESPUESTA DE CALCIO INTRACELULAR DE 
LACTOTROPOS A TRH Y DA EN REBANADAS DE 
HIPÓFISIS DE RATÓN MACHO 
 
 
 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 B I Ó L O G O 
 P R E S E N T A : 
 
LUIS MIGUEL RENDÓN PÉREZ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DIRECTOR DE TESIS: 
DRA. TATIANA FIORDELISIO COLL 
2010 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedicada a mis padres y hermana. 
 
Agradecimientos 
 
A mis papás, hermana y a mi familia de Puebla por su apoyo y amor incondicional 
durante todos estos años. 
 
A la Dra. Tatiana Fiordelisio Coll por iniciarme en este mundo de la ciencia y por la 
paciencia que me ha tenido. Gracias por tu amistad y veras que ¡si se puede! 
 
Al Dr. Arturo Hernández Cruz, por brindarme la oportunidad de adquirir 
conocimientos y técnicas en su laboratorio sin los cuales no hubiera sido capaz de 
sacar este trabajo adelante. 
 
Gracias a Luisa Durán que me ayudo tanto en la realización de la técnica como en 
la adquisición de conocimientos. 
 
A los compañeros y amigos del laboratorio BL-305: Ale, Diana, Tzitzi, Claudia, 
Nicolás Jiménez, el maestro Adán, Pedro, Omar y Vladimir por estar siempre 
dispuestos a echarme la mano y hacer del labo un lugar grato donde trabajar. 
 
A la bandera del cubil: Alicia, Araceli, Jaime, José Alfredo, Avelino, Carlos por los 
buenos momentos que pasamos y por brindarme su amistad. 
 
A Eli por todo su cariño y apoyo que es esencial para mí. 
 
A mi segunda familia, todos mis amigos que conseguí durante la carrera: Reme 
“padawan”, Jessica “wera”, Santiago, Nicasio, Lucia, Rita “changolion”, Rubén, 
Kiyoshi, Ivonne, Samatha, Martha, Iris, Rafa, Úrsula, Erandi, Alicia, Paula, Gaby, 
Consuelo, Brenda y Bety con quienes compartí clases, desvelos y borracheras 
¡muchas gracias!. 
 
A mis sinodales: María Luisa Fanjul, Hortensia Gonzáles, Belén Garduño por 
regalarme un poco de su tiempo para que esta tesis quedará decente ¡muchas 
gracias! 
 
 
 
 
 
 
 
1. Datos del alumno 
Rendón 
Pérez 
Luis Miguel 
55 85 49 54 
Universidad Nacional Autónoma de México 
 Facultad de Ciencias 
 Biología 
302195736 
2. Datos del Tutor 
Dra. 
Tatiana 
Fiordelisio 
Coll 
3. Datos del sinodal 1 
Dra. 
María Luisa 
Fanjul 
Peña 
4. Datos del sinodal 2 
Dr. 
Arturo 
Hernández 
Cruz 
5. Datos del sinodal 3 
Dra. 
Gertrudis Hortensia 
Gonzáles 
Gómez 
6. Datos del sinodal 4 
M. en C. 
Belén 
Garduño 
Torres 
7. Datos del trabajo escrito 
Caracterización y regionalización de la respuesta de calcio intracelular de lactotropos a 
TRH y DA en rebanadas de hipófisis de ratón macho. 
73 p 
2010 
 
 
 
 
 
l. INDICE . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ..• 4. 
11. A BREV LA.C IONES . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _. _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _. _ . . _ . ........ _ . . -6-
III. RESU MEN .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . . _ . . _ . . _ . . _ ... _ . ..... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .... _ . . _ . . _ . . _ . ..• , . 
1. NTROD UCC IO N . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... . _ . .. _ . . _ . . _ . .• 9-
1. Hi<·6!isis . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . ... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .....• 9-
1.1 Loo:aiuc oo y .. t ""'tl:fa . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . ....... .Q. 
1.2 m~oo . . _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ ..... _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .. _ .... ·12· 
, '._".. ,. - ~ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... . _ . . _ . . _ . . _ . . ... _ . . _ . . _ . . -. . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . ..• ~ 
L' Tip)S e .. nar .. . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ ... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... _ . .. ·1>-
2.2 Faotoro c. ,~i6n hi potall mica . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... · 1 ,. 
J . La:t"" "P"" . . _ . ... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ ... _ . . _ . . _ . . _ . . · 1& 
J .1 Pr.lIactina . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... _ . . _ . . · 19-
J .1.1 Soa« i6n c. PRL . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . ' 21). 
J .1.2 R"". o!<" a PRL . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .... _ . . _ . .. ·22· 
4. R~Ll1a!: i6n o. 1act"-" "P"" . . _ . . _ . . _. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . · 2>-
4.1 [Joopam ..... . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ... _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . · 2~ 
4.1.1 R"". ot'" a Dopami"" . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . .... _ . . _ . ... 2t;. 
4 .2 TRH . .. _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . .. ' )0. 
4.2 .1 _ . otor a TRH . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _. _ . . _ . .. _ . . _ . .. ·J I· 
4 . J .2 [) "'mica c. 10. act~ ¡Oae c. Ca l!: ~ "',ae."" .. r . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . ...... .J.3. 
4 .J .J o...,... lbI _ i6n "eI "",eot'" a H H . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .... _ . . _ . ... .;¡~ 
~_.,-~ " ' -~- ~ , . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . .. _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ . . _ ..... . 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2. 0SE TrI/Q . 
J. HIPÓ TES IS. 
4. "'''' TERIAl Y MErODOS. 
O bt. r>ei6n O. ,.tlanao ... O. lO p.'l!is is . 
O b,.r>ei6n o . los ,~istros C. cal: io ~trac~ LI1a r .o ,_ nao ... O. ~6!isis . 
Su.ta~: ia. " , jllaca.. 
Arli lis . O., .. ebO os. 
~ . RE !lJLTADOS. 
6. DISC USiÓN. 
Ubicac 6n .. _ 101 00 las cÜlIas , .. """"i4s a TRH y DA. 
NCim«o O. c" """ "u. ' ' ' 000;:0<1 a TRH y DA. 
C. ,L:Ia> ~ue ' ' ' 000::.0 a una o ",nu a<*Oac lOOo c. HU' . 
Carac,.rü ac oo <lO la , .. puna c. cal: io ~trac~ LI1a r a O·je ront. , coocontrac iooo <lO 
TRH. 
7. CO~C LU SI O N ES. 
8. PERSPEC TIVAS . 
9. REF;:RENCLA.S . 
.~ 
· .• 40-
.,. 
.4 1· 
.,. 
.42· 
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. ....... 
.·64· 
· .-67 · 
.~ 
· .· 69-
ABREVIATURAS 
 
Abreviación Nombre Completo 
[Ca
2+
]i Calcio intracelular 
ACTH Corticotropina 
AMPC Monofosfato cíclico de adenosina 
BSA Albúmina de suero bovino 
CRF Factor liberador de corticotropina 
DA Dopamina 
DAG Diacilglicerol 
E2 Estradiol 
FSH Hormona folículo estimulante 
GH Hormona del crecimiento 
GnRH Hormona liberadora de gonadotropinas 
GRF Factor liberador de somatotropina 
IP3 Trifosfato de inositol 
LH Hormona luteinizante 
MAPK Cinasas de proteína activadas por mitógeno 
MSH Hormona estimulante de melanotropina 
PI3K 3-cinasa de fosfatidilinositol 
PKA Cinasa A de proteína 
PKC Cinasa C de proteína 
PLC Fosfolipasa C 
PRL Prolactina 
PTX Toxina de B. pertussis 
RE Retículo endoplásmico 
SOCS Proteínas supresoras de la señal de citocinas 
SRIF Factor inhibidor de liberación de somatotropina 
TRH Hormona liberadora de tirotropina 
TSH Hormona estimulante de la tiroides 
VGCC Canal de calcio dependiente de voltaje 
VSCC Canal de calcio sensible a voltaje 
 
RESUMEN 
 
CARACTERIZACIÓN Y REGIONALIZACIÓN DE LA RESPUESTA DE CALCIO 
INTRACELULAR DE LACTOTROPOS A TRH Y DA EN REBANADAS DE 
HIPÓFISIS DE RATÓN MACHO 
 
En respuesta a la liberación de la Hormona Liberadora de Tirotropina (TRH) y/o 
Dopamina (DA), por el hipotálamo al sistema de circulación porta-hipofisario, los 
lactotropos producen y secretan prolactina (PRL), hormona que tiene un papel 
importante en la actividad lactogénica, metabolismo lipídico y efectos sobre el 
sistema inmunológico. Diferentes dosis de TRH producen patrones de 
señalización de calcio intracelular ([Ca2+]i) característicos y, se ha mostrado que 
los lactotropos responden a estos estímulos de manera heterogénea [1], variando 
según su localización en la glándula [2]. Sin embargo, estos estudios se han 
realizado empleando condiciones de cultivo de tejido, en las cuales las células 
pierden su relación con otras células y el entorno fisiológico natural. Por ello, en 
este trabajo empleamos la novedosa técnica de rebanadas de hipófisis de ratones 
machos adultos y registros de [Ca2+]i para examinar la distribución espacial de los 
lactotropos y la respuesta de [Ca2+]i producidos por la exposición a diferentes 
concentraciones de TRH y DA. 
 
Se emplearon ratones machos adultos, los cuales fueron anestesiados y 
decapitados. La hipófisis se disectó y embebió en agar, se realizaron rebanadas 
transversales con un grosor 130 µm. Los registros de las fluctuaciones de [Ca2+]i 
se llevaron a cabo mediante espectrometría e imagenología del indicador sensible 
a Ca2+ fluo-4 AM en un estereoscopio de fluorescencia Leica (MZ16). Las 
secuencias de imágenes de fluorescencia de emisión a 510 nm se adquirieron 
(con una exposición de 300 ms) con una cámara CCD enfriada (RoperScientific). 
La TRH fue aplicada en el baño durante aproximadamente 30 segundos a 
concentraciones de 0.1 a 100 nM, con intervalos de 15 minutos entre ellas; al 
finalizar se aplicó DA a 2 M. 
 
Las células responsivas a TRH y DA se contabilizaron para la región central 
y lateral de la glándula, y su patrón de respuesta de [Ca2+]i se graficó y analizó 
individualmente. 
 
Con este protocolo, se encontró que existe una regionalización en la 
distribución de los lactotropos con un mayor porcentaje en la región central en 
comparación con la región lateral (25% y 14% respectivamente). 
 
 
Estos resultados son una primera aproximación a la caracterización de un 
patrón de regionalización observado in vivo en los lactotropos de la hipófisis de 
ratón macho. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INTRODUCCION 
 
1. Hipófisis 
 
La hipófisis o glándula pituitaria se reconoce como la glándula maestra del sistema 
endocrino de los vertebrados, porque secreta una gran cantidad de hormonas que 
regulan la actividad de otras glándulas, así como funciones no endocrinas del 
organismo. Sin embargo, hoy en día se sabe que su actividad está íntimamente 
relacionada con la actividad reguladora del hipotálamo a través de hormonas 
liberadoras o inhibidoras de las hormonas hipofisarias, a ésta relación se le 
conoce como eje hipotalámico-hipofisario. También se sabe que en la regulación 
de la hipófisis participan hormonas y factores secretados por los órganos blanco o 
bien dentro de la misma glándula (regulación paracrina y autocrina) [3, 4]. Éste eje 
regula una gran variedad de funciones como son: la reproducción, metabolismo 
del agua y el sodio, el crecimiento y la lactancia; de manera que afecta al 
funcionamiento global del organismo [5]. 
 
1.1 Localización y estructura 
 
El hipotálamo se localiza en la base del diencéfalo, por debajo del tálamo y del 
tercer ventrículo. Está formado por el quiasma óptico, el tuber cinereum, el 
infundíbulo y los cuerpos mamilares. Las neuronas del hipotálamo endocrino 
sintetizan y secretan neurohormonas que son liberadas hacia la sangre. La base 
del hipotálamo contiene las terminales nerviosas de estas neuronas y los vasos 
sanguíneos que llevan a las neurohormonas hacia la adenohipófisis (Figura 1). 
 
La hipófisis se localiza en la silla turca, zona ventral de la cavidad craneal, y 
se encuentra protegida por el hueso esfenoide. Está unida al hipotálamo por 
medio del tallo infundíbular. Dependiendo de la nomenclatura se ha dividido a la 
hipófisis de dos maneras. A través de observaciones macroscópicas en cortes 
sagitales de la hipófisis se han localizado dos lóbulos: el lóbulo anterior, que tiene 
una apariencia rosada y friable, y el lóbulo posterior de color blancuzco y más 
fibroso. Mientras que en observaciones realizadas con mayor aumento se ha 
dividido a la hipófisis en otros componentes estructurales: la pars tuberalis, que es 
una pequeña porción del lóbulo anterior que se extiende hacia arriba para 
adosarse en forma de collar al piso del diencéfalo. La pars intermedia o lóbulo 
intermedio, una lámina delgada de tejido que se encuentra entre el lóbulo anterior 
y el lóbulo posterior (Figura 1) [6]. 
 
La hipófisis se encuentra adherida al piso del diencéfalo por medio del 
infundíbulo, que a su vez se halla compuesto por un tallo infundíbular y por la 
eminencia media. La pars nervosa, el tallo infundíbular y la eminencia media 
constituyen la neurohipófisis. La pars nervosa y la pars intermedia se encuentran 
íntimamente fusionadas y constituyen el lóbulo posterior (Figura 1). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Ubicación y componentes principales de la glándula pituitaria en mamíferos. 
Modificado de Human Anatomy The McGraw-Hill Companies, Inc. 
 
 
 
 
Adenohipófisis 
Neurohipófisis 
1) Pars distalis 
2) Pars tuberalis 
3) Pars intermedia 
Lóbulo 
anterior 
1) Proceso 
infundíbular o pars 
nervosa 
2) Infundíbulo 
(Tallo neural) 
Lóbulo posterior 
a) Tallo 
infundíbular 
 
b) Eminencia 
media 
SUBDIVISIONES DIVISIONES 
PRINCIPALES 
El tallo neural 
junto con 
porciones de 
adenohipófisis 
que lo rodean 
constituyen el 
tallo hipofisario. 
1.2 Irrigación 
 
La adenohipófisis presenta una irrigación denominada: sistema porta-hipofisario, 
cuyo sentido es descendente, es decir, del hipotálamo a la adenohipófisis y al 
torrente sanguíneo. La dirección y disposición de estos vasos porta-hipofisarios 
son de mucha importancia para la regulación de la adenohipófisis (Figura 2) [7]. 
 
La irrigación comienza por medio de lasarterias hipofisarias superiores, que 
por lo general, se originan de cada carótida interna o de las arterias comunicantes 
anteriores del círculo de Willis. Estas arterias se anastomosan y capilarizan a nivel 
de la eminencia media, especialmente en la zona externa y también en el extremo 
superior del tallo infundíbular. Los capilares que tienen muchas veces una 
disposición enrollada constituyen el plexo capilar primario del sistema porta-
hipofisario. En la zona de la eminencia media los axones que provienen tanto del 
núcleo arcuato así como otras zonas del hipotálamo basal y medial (área 
hipofisotropa) descargan a la luz de los capilares porta primarios neurohormonas 
(sustancias liberadoras) que al transcurrir de forma descendente actúan sobre la 
adenohipófisis. Estos capilares vuelven a unirse en vasos porta largos que corren 
principalmente por la cara anterior del tallo y se dirigen a la pars distalis donde 
vuelven a resolverse en capilares, que conectan íntimamente con las células 
parenquimatosas de las pars distalis. Estos capilares constituyen el plexo capilar 
secundario del sistema porta-hipofisario [8]. 
 
Además de los vasos porta largos, en el hombre llegan a la pars distalis un 
par de arterias denominadas arterias de la trabécula que tienen su origen de las 
arterias hipofisarias superiores y sin penetrar en la eminencia media atraviesa la 
pars distalis sin capilarizarse, terminando directamente en los vasos porta cortos 
[8]. 
 
La adenohipófisis posee una irrigación excepcional, por el hecho de que 
toda la sangre que irriga a las células epiteliales de este lóbulo pasa primero por el 
sistema nervioso a nivel de la eminencia media. La sangre que irriga una pequeña 
porción de la pars distalis adyacente a la parte inferior del tallo infundíbular 
proviene de los vasos porta cortos provenientes de la pars nervosa. Finalmente, la 
sangre de los capilares de la adenohipófisis se drena en venas cortas que 
terminan en los senos venosos que rodean a la pars distalis (ver Figura 2) [8]. 
 
En comparación con la adenohipófisis, la neurohipófisis posee una 
irrigación común (vasos arteriales-capilares-venas), y está irrigada por las 
arterias hipofisarias inferiores originadas también de las carótidas internas. Las 
dos arterias hipofisarias inferiores se dirigen hacia el plano medial para formar un 
anillo que rodea la neurohipófisis. De este anillo salen pequeños vasos capilares 
que irrigan la neurohipófisis. Es sobre estos capilares donde terminan los axones 
del sistema supraóptico-paraventrículo-neurohipofisario (sistema neurosecretor 
peptidérgico). Además en la neurohipófisis existen pequeños vasos que se dirigen 
hacia la pars distalis, donde terminan anastomosándose en los capilares 
adenohipófisiarios, constituyendo los vasos porta cortos, en oposición a los ya 
descritos vasos porta largos [9] (Figura 2). 
 
 
 
Figura 2. Sistema de irrigación porta hipotalámico-hipofisario conectando al hipotálamo 
con la pituitaria anterior. Imagen modificada de Boron, 2003 [10]. 
 
 
Núcleo -,:o--".,---\,J,.-
preóptico 
Núcleo 
supraquiasmático 
Quiasmo óptico 
Arteria 
, ; 
Superior 
Hormonas de lo 
pituitaria 
Células 
Lóbulo 
anterior 
Plexo secundario del 
sistemo porta 
hipofisario 
venas porta 
Trabécula 
(tejido fibroso) 
Hormonas d. la 
pituitaria ant.rior 
Células 
Núcleo 
Núcleo 
Área lateral 
I 
U~~2.\:",, __ ::~~L-\-____ l._venfTomedial 
r Núcleo 
Supraóptico 
I 
Infundibular 
~~~,I..::1C~~---------- Eminencia V. media 
-------- ------------j Tracto 
Hlpotalámico· 
Hipofisario 
Plexo primarios Tallo 
del sistema 
porta hipofisario 
............... ... 
hipofisaria 
inferior 
posterior d. la 
glándula 
pituitaria 
2. Adenohipófisis 
 
La adenohipófisis está integrada por la pars distalis que en el humano representa 
la mayor parte del lóbulo, y es irrigada por la arteria hipofisaria superior y por la 
pars tuberalis, que comprende una colección alargada de células que envuelve al 
tallo infundíbular y se extiende hacia arriba hasta el hipotálamo basal y envuelve al 
tuber cinereum [5]. 
 
2.1 Tipos celulares de la adenohipófisis 
 
La adenohipófisis, también llamada hipófisis anterior, está formada por tejido 
epitelial glandular. Las células de la pars distalis pueden dividirse en dos 
categorías: células que secretan hormonas proteicas y células cuya secreción 
hormonal es glucoproteica. El primer grupo corresponde a células acidófilas: 
somatotropos (hormona de crecimiento GH), lactotropos (prolactina), 
lactosomatotropos (GH y prolactina) y corticotropos (adenocorticotropina ACTH). 
El segundo grupo se conforma por células basófilas: tirotropos (tirotropina TSH) y 
gonadotropos (hormona luteinizante y/o folículo estimulante LH y/o FSH) [8, 11]. 
La proporción de cada uno de estos tipos celulares en la adenohipófisis varía en el 
adulto y más en las hembras, puede variar en hasta un 10% dependiendo de la 
edad y etapa del ciclo reproductivo, por lo que en promedio la proporción de 
somatotropos es de 42%, lactotropos 28%, corticotropos 10%, gonadotropos 15%, 
tirotropos 5% y células folículo-estrelladas 4%[12],[13] (Tabla 1). 
 
 
 
 
 
 
Tipo celular 
Población promedio 
(%) 
Hormona Función 
Melanotropos 
(basófila) 
Lóbulo intermedio 
Melanotropina 
(MSH) 
Regula síntesis de 
melanina en 
melanocitos y 
melanóforos 
Corticotropos 
(basófila) 
10 Corticotropina (ACTH) 
Regula el crecimiento 
y la secreción de la 
corteza adrenal. 
Somatotropos 
(acidófila) 
42 
 
Somatotropina 
(GH) 
Estimula el 
crecimiento y 
desarrollo somático 
postnatal. Regula 
metabolismo de 
proteínas, 
carbohidratos y 
grasas. 
Lactotropos 
(acidófila) 
28 
Prolactina 
(PRL) 
Relacionada con 
actividad lactogénica, 
metabolismo lipídico 
y efectos sobre el 
sistema 
inmunológico. 
Tirotropos 
(basófila) 
5 
Tirotropina 
(TRH) 
Regula crecimiento y 
metabolismo de la 
glándula tiroidea. 
Gonadotropos 
(basófila) 
15 
Folículo estimulante. 
Luteinizante 
(LH y FSH) 
Relacionadas con los 
procesos 
reproductivos y de 
secreción de 
hormonas sexuales 
esteroideas. 
 
Tabla 1. Tipos celulares adenohipófisarios. En esta tabla se presentan los tipos celulares 
en la adenohipófisis, mostrando su porcentaje promedio dentro del total de células 
endocrinas en la glándula, así como las principales funciones fisiológicas que desempeña 
cada tipo celular en el organismo. Imagen modificada de Duran, 2008 [14]. 
 
2.2 Factores de regulación hipotalámica 
 
La secreción endocrina de la pituitaria anterior está controlada por otras hormonas 
de una forma compleja. Existen neuropéptidos y aminas biogénicas conocidas 
como “Hormonas liberadoras e Inhibidoras” las cuales son liberadas del 
hipotálamo hacia el sistema porta hipofisario. Las principales hormonas y factores 
liberadores son GnRH (Hormona Liberadora de Gonadotropinas), TRH (Hormona 
Liberadora de Tirotropinas), GRF (Factor Liberador de GH) y CRF (Factor 
Liberador de Corticotropina). Las hormonas primarias inhibidoras son: la 
dopamina, que inhibe constitutivamente la secreción de prolactina y somatostatina, 
que inhibe la secreción de GH. Hormonas procedentes de órganos endocrinos 
periféricos (como esteroides gonadales y adrenales, y las hormonas tiroideas) 
ejercen efectos de retroalimentación negativa y/o positiva en el hipotálamo y en la 
hipófisis [15] (Tabla 2). 
 
 
Tabla 2. Tipos celulares endocrinos de la adenohipófisis y factores de regulación 
hipotalámica. Donde se muestran las hormonas reguladoras para cada tipo celular así 
como la función fisiológica de cada una. Duran, 2008 [14]. 
 
3. Lactotropos 
 
Los lactotropos o mamotropos fueron descritos por primera vez en 1957 como las 
células de la pituitaria con los gránulos secretores grandes. Posteriormente se 
demostró que los lactotropos, en la adenohipófisis, producen prolactinay que la 
población de este tipo celular es heterogénea, tales subpoblaciones pueden 
identificarse por diferentes técnicas como: inmunocitoquímica, ensayos 
hemolíticos de placa, sedimentación en gradientes continuos de Percoll o de 
albúmina de suero bovino (BSA). 
 
Por medio de un gradiente diferencial de Percoll se ha demostrado que los 
lactotropos se encuentran en dos densidades diferentes: en la capa 1 el 84% de 
las células son positivas a PRL y representan el 81% del total de lactotropos de la 
glándula, mientras que en la capa 2 hay un 26.5% de células positivas a PRL y 
64.5% de las células son positivas a GH [16]. En glándulas de cobayo y cerdo se 
ha reportado que también se pueden separar dos tipos de lactotropos con una 
morfología característica, en un tipo de lactotropos se encuentran gránulos 
relativamente grandes (250-350 nm de diámetro) y el retículo endoplásmico (RE) 
bien desarrollado, y en el segundo tipo con pocos gránulos y de menor tamaño 
(180-200 nm). Mientras que en la rata, algunos autores, han reportado la 
presencia de tres tipos diferentes de células que secretan prolactina: tipo I con 
gránulos esféricos y pequeños (130 a 200 nm de diámetro); tipo II, poseen 
gránulos esféricos o polimórficos de tamaño mediano (250 a 300 nm) y el tipo III, 
que poseen gránulos grandes y polimórficos (300 a 700 nm) [1, 17, 18]. 
 
Las diferencias en el tipo y abundancia de cada una de las subpoblaciones 
de lactotropos son influenciadas o mantenidas por el efecto de hormonas 
esteroideas como el estradiol (E2), un secretagogo de PRL que tiene un papel 
importante en el desarrollo de los cambios morfológicos en los lactotropos y en 
sus gránulos de secreción. 
 
3.1 Prolactina 
 
El descubrimiento del efecto de la prolactina sobre la glándula mamaria se llevó a 
cabo en 1928 por Stricker y Grueter, cuando demostraron que la inyección 
intraductal de un extracto acuoso de adenohipófisis era capaz de estimular la 
síntesis de leche en la glándula mamaria de conejas pseudoembarazadas. 
Posteriormente esta respuesta se observó en perros, cerdos y vacas. El 
compuesto responsable de dichos efectos fue aislado en 1933 por Riddle, Bates y 
Dykshorn quienes le asignaron a la hormona el nombre de prolactina [19]. 
 
La PRL tiene 3 puentes disulfuro internos que forman tres asas (excepto la 
PRL de caballo y de peces teleósteos que presentan dos puentes disulfuro), y la 
ruptura de estos provoca la pérdida completa de la actividad biológica de la 
hormona [20]. En la rata, estos puentes, se encuentran entre los residuos 4 y 9 
formando el asa amino terminal, entre los aminoácidos 56 y 172 formando el asa 
central y entre los aminoácidos 189 y 197 para dar origen al carboxilo terminal. El 
50-60% del polipéptido se encuentra organizado en alfa hélice y a pesar de la gran 
semejanza que existe entre la prolactina de diferentes organismos, las secuencias 
de aminoácidos se consideran especie-específicas (Figura 3). 
 
Figura 3. Representación en listón 3D de la estructura de la prolactina, predicha en base 
a la estructura cristalográfica de GH porcina. Se muestran los dos sitios de unión de la 
molécula de PRL a sus receptores así como las cuatro hélices de las que está 
conformada [21]. 
 
3.1.1 Secreción de prolactina 
 
La secreción de proteínas es una función esencial de todas las células. Mientras 
que los organismos procariontes realizan una secreción de forma constitutiva, las 
células animales, como las de la hipófisis, presentan dos formas de secreción. La 
primera vía es la secreción constitutiva que es similar a la encontrada en las 
células de levadura. Esta vía de secreción regula el continuo transporte de lípidos, 
proteínas de membrana, y materiales solubles a la superficie celular 
independientemente de las señales extracelulares. La segunda vía de secreción 
regula la liberación de hormonas y sus mensajeros químicos, y está regulada por 
las señales extracelulares, aunque también hay una cierta secreción constitutiva 
de hormonas. 
 
Los productos secretados son clasificados y almacenados dentro de los 
gránulos de secreción, los cuales se fusionan con la membrana plasmática 
únicamente con la presencia de señales extracelulares. A menudo las proteínas 
son sintetizadas como precursores inactivos que durante el tránsito en las vías de 
secreción cambian a sus formas funcionales. La regulación de las vías de 
secreción sirve para dos funciones cruciales (i) activación de hormonas 
precursoras y (ii) control de secreción de hormonas [22]. 
 
La PRL es sintetizada como un precursor (pre-prolactina) que presenta una 
secuencia péptido-señal de 25-30 residuos de aminoácidos de largo, agregados 
en el extremo amino terminal de la proteína. La incorporación de los aminoácidos 
que forman la PRL ocurre en los ribosomas del retículo endoplásmico rugoso. La 
PRL recién sintetizada es transportada entonces al aparato de Golgi. En las 
cisternas de dicho aparato se lleva la concentración de la hormona, en gránulos 
inmaduros, la fusión de los cuales da lugar a gránulos de mayor diámetro, 
denominados gránulos maduros o secundarios, en donde ocurren cambios post-
traduccionales de la PRL. La agregación de la PRL en gránulos inmaduros y de 
éstos en gránulos maduros requiere de energía para mantener el gradiente de pH 
a pesar de que el proceso es pasivo [23]. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3.1.2 Receptor a PRL 
 
El receptor a PRL es una proteína sencilla insertada en la membrana que 
pertenece a la clase 1 de la superfamilia de receptores citoquina, que contiene tres 
dominios, uno extracelular, uno transmembranal y otro intracelular. La unión de la 
PRL a su receptor activa varias vías de señalización las cuales incluyen: la Jak-
Stat (Cinasas Janus transductores de la señal y activadores de la transcripción), la 
vía MAPK (Cinasa de proteína activada por mitógenos) y por la PI3K (3-cinasa de 
fosfatidilinositol). La activación de estas cascadas resulta en procesos tales como 
diferenciación, proliferación, sobrevivencia y secreción celular [24, 25]. 
 
El gen relacionado con el receptor de PRL en humanos se encuentra en el 
cromosoma 5 y contiene al menos 10 exones [26]. La regulación transcripcional de 
este receptor está dada por tres diferentes regiones promotoras específicas del 
tejido. El promotor I es específico para las gónadas, el promotor II para hígado y el 
promotor III es “genérico” presente tanto en gónadas como en tejidos no 
gonadales. 
 
La activación del receptor involucra, en primer lugar, la unión de uno de los 
dos sitios de unión de la molécula de prolactina a un primer receptor. La formación 
de este primer complejo hormona-receptor es un requisito necesario para la 
interacción del segundo sitio de unión de la misma molécula de prolactina con un 
segundo receptor a prolactina, así se forma el complejo trimérico (2 receptores 1 
hormona), para entonces desencadenar la transducción de señales intracelulares. 
 
Se desconoce el papel del dominio transmembranal de 24 residuos de 
aminoácidos de longitud en la activación del receptor. Por otro lado se sabe que 
el dominio intracelular tiene un papel muy importante en el inicio del mecanismo 
de transducción de señales asociado con el receptor de prolactina. Los dominios 
intracelulares son diferentes en largo y en composición entre las distintas 
isoformas del receptor a prolactina. Aun así, hay dos regiones relativamente 
conservadas denominadas box 1 y box 2. Box 1 es un motivo rico en prolina 
próximo a la membrana necesario para la unión con la proteína Jak2. Box 2 es 
menos conservado y no está presente en las isoformas pequeñas del receptor [26] 
(ver Figura 4). 
 
Aunque el dominio intracelular del receptor a prolactina está desprovisto de 
actividad enzimática intrínseca, la activación del receptor mediada por la unión del 
ligando desencadena la fosforilaciónde tirosinas y de numerosas proteínas 
celulares, incluyendo las del mismo receptor. La región próxima a la membrana del 
dominio intracelular está asociada constitutivamente con la tirosina cinasa Jak2. 
La fosforilación de Jak2 ocurre un minuto después de la unión con la prolactina y 
ocurre por la transfosforilación una vez que se da la dimerización del receptor, con 
lo cual se unen dos moléculas Jak2, que se encuentran cercanas entre ellas. 
 
Una vez que las Jak2 son transfosforiladas éstas se encargan de fosforilar 
los dominios de tirosina del dominio intracelular del receptor, los cuales una vez 
fosforilados interactúan con los dominios SH2 de las proteínas STAT, proteínas 
que tienen un dominio de unión a ADN, para fosforilarlas. Una vez que las STAT 
son fosforiladas se disocian del receptor y forman heterodímeros u homodímeros 
con otras moléculas STAT fosforiladas a través de sus dominios SH2. Finalmente 
el dímero de STAT entra al núcleo e interactúa con el motivo de unión a STAT en 
el promotor del gen blanco, para así promover la transcripción de genes 
específicos y desencadenar la acción biológica [26]. 
 
La terminación de la señal es un componente importante de la acción 
hormonal. La vía de señalización Jak-Stat utiliza la inhibición del Receptor por 
Señalización vía el Supresor de Citoquinas (SOCS), desfosforilación y 
ubiquitinación. Las proteínas SOCS se unen al receptor o a las proteínas Jak y 
atenúan la señal al competir con las STATs por el sitio de anclaje, también 
interactúan con proteínas para la degradación. La PRL induce una rápida 
activación de las proteínas SOCS-1 SOCS-3 en neuronas hipotalámicas, 
adipocitos y células mamarias [25]. 
 
 
Figura 4. Receptor de prolactina y su mecanismo de acción. La activación del receptor 
requiere de la dimerización inducida por la prolactina (PRL). (Y) residuos de tirosina. 
Extracelular (EC), intracelular (IC). Freeman, 2000. 
 
3.1.3 Acciones fisiológicas de la PRL 
 
Entre las diferentes funciones atribuidas a la PRL, las que están relacionadas con 
la reproducción han sido las mejor caracterizadas. La fecundidad reproductiva 
depende de funciones coordinadas de órganos y glándulas a lo largo del eje 
hipotálamo-hipófisis-gónadas-tracto reproductivo. La producción de descendencia 
viable requiere de la generación y reparto de gametos funcionales, de una 
fertilización e implantación exitosa, de un ambiente óptimo para el feto durante el 
embarazo, el parto en el tiempo adecuado y la provisión de leche para la nutrición 
del neonato. Para este fin de la reproducción, cada especie ha desarrollado 
diferentes modelos de ciclos reproductivos, comportamiento sexual, así como 
duración de la gestación y de la lactancia, adecuados a sus estructuras sociales y 
ambientes de vida. Siendo una hormona adaptativa, la PRL cumple con pocas 
funciones críticas, en su mayor parte modula procesos reproductivos [25]. 
 
 Comparada con la GH, como un regulador metabólico bien establecido, las 
acciones de la PRL en la homeostasis metabólica bajo condiciones no lactantes 
ha recibido poca atención. Pero trabajos recientes han dado evidencia de los 
efectos de la prolactina en: a) regulación en el peso corporal, b) desarrollo de 
islotes pancreáticos y el control de la producción de insulina y c) diferenciación de 
adipocitos, metabolismo lipídico y liberación de adipocina [25]. 
 
3.2 Dopamina 
 
La dopamina pertenece a la clase de neurotransmisores conocidos como 
catecolaminas, los cuales están estructuralmente definidos por un anillo catecol y 
un lado amino en la cadena (Figura 5). Las catecolaminas y las indolaminas (i.e., 
serotonina) son referidas como monoaminas. Entre las características de las 
monoaminas están su tamaño relativamente pequeño, son moléculas solubles en 
agua y son los derivados descarboxilados de los aminoácidos [27]. 
 
 
 
Figura 5. Estructura química de la dopamina (3,4-dihidroxifeniletilamina). 
 
La dopamina se sintetiza principalmente en el sistema nervioso central, 
aunque también existe una producción en la médula adrenal. Las fuentes 
cerebrales de la dopamina son la parte posterior, ventromedial y lateral del 
hipotálamo, el núcleo arcuato y el núcleo perioventricular. La biosíntesis inicia con 
la activación consecutiva de dos enzimas, la tirosina hidroxilasa y la dopa 
descarboxilasa, que convertirán el aminoácido tirosina en dopamina [27]. 
 
Por medio de ensayos de unión de radioligando se supo a mediados de 
1970 que la dopamina media el control inhibidor tónico de liberación de PRL a 
través del subtipo de receptor D2 [28, 29]. La dopamina es el principal regulador 
inhibidor de la liberación de prolactina (PRL) secretada por los lactotropos. 
3.2.1 Receptor a Dopamina 
 
Los receptores a dopamina pertenecen a la familia de receptores acoplados a 
proteínas Gi/0 e inhiben la proliferación, transformación, y producción hormonal de 
células pituitarias. Aunque también está implicada en funciones neurobiológicas 
como el control del movimiento y de conducta. Hasta la fecha se conocen cinco 
tipos de receptores a dopamina: D1 y D5 activan la vía de adenililciclasa; D2, D3 y 
D4 la inhiben [30]. 
 
El receptor D2 tiene un “splicing” alternativo de un exón con 29 residuos de 
aminoácidos relacionados para generar dos formas del receptor: el receptor D2S 
chico y el receptor D2L grande, que son farmacológicamente y funcionalmente 
similares. Los receptores D2 se caracterizan por tener un COOH terminal más 
corto en comparación con otros receptores dopaminérgicos y por tener la tercera 
asa intracelular más larga (Figura 6) [31]. 
 
Por estar unidos a las proteínas sensibles a PTX Gi/o, los receptores D2S 
median respuestas celulares de efectos inhibidores o estimuladores dependiendo 
del tipo celular. En células mesenquimales como células de glioma C6 y en ovario 
de hámster chino, BALB/c-3T3, el receptor D2 estimula la actividad de la 
fosfolipasa C para inducir movilización de calcio y activar la cascada de MAPK. 
Esta acción está correlacionada con una potenciación de la transcripción de 
genes, proliferación celular y la transformación oncogénica. 
 
Figura 6. Estructura de los receptores dopaminérgicos. Los residuos involucrados en la 
unión con la dopamina se encuentran principalmente en el dominio transmembranal Se 
muestra el dominio intracelular con su carboxilo (COOH) terminal y el dominio extracelular 
con su amino (NH2) terminal. (Ser) serina, (Phe) fenilalanina, (Asp) aspartato. E1-E3, asas 
extracelulares; 1-7 dominios transmembranales; I2-I3, asas intracelulares. Missale, 1998 
[32]. 
 
Aún cuando se ha reconocido a la dopamina como el inhibidor fisiológico de 
los lactotropos, su mecanismo de acción es poco entendido en comparación con el 
de otros reguladores hipotalámicos. Los lactotropos in vivo están continuamente 
expuestos a dopamina. Trabajos en cultivos celulares de lactotropos sin ser 
expuestos a dopamina han mostrado que sus propiedades celulares pueden ser 
alteradas, desviándolas de su situación in vivo. También se ha mostrado que la 
dopamina puede tener diferentes efectos en los lactotropos. Con una exposición 
de segundos, la dopamina induce una hiperpolarización de la membrana llevando 
a la inactivación de los canales de calcio dependientes de voltaje, reduciendo el 
calcio intracelular e inhibiendo la secreción de PRL de los gránulos secretores (ver 
Figura 7). Con una exposición en un rango de minutos a horas, la dopamina inhibe 
la actividad de adenilil ciclasa y reduce el metabolismo de inositol fosfato 
resultando en la supresión de la expresión del gen de PRL y cambios en la 
morfología celular de los lactotropos. En un rango de días, la dopamina inhibe la 
proliferación de lactotropos y decrece el tamaño de los lactotropos hipertrofiados 
[27, 31]. 
 
La dopamina induce un decremento muy rápido de la concentraciónde 
calcio intracelular en los lactotropos. El mecanismo propuesto mediante el cual la 
dopamina reduce los niveles de calcio intracelular de forma indirecta es 
provocando en primer lugar una hiperpolarización de la membrana por la apertura 
de canales que incrementan la conductancia de potasio. Esto resulta en el cierre 
de los canales de calcio dependientes de voltaje y en un rápido decremento del 
calcio intracelular. Debido a que la liberación de PRL está asociada a la 
disponibilidad de calcio, este proceso explica la alta liberación basal de PRL de 
lactotropos en cultivo en la ausencia de dopamina y su rápida supresión una vez 
que son expuestos a dopamina. 
 
El mecanismo primario por el cual la dopamina suprime la expresión del gen 
de prolactina es por la reducción de los niveles de AMPc intracelular. El receptor a 
dopamina está acoplado a la vía sensible a la toxina B. pertussis, que implica una 
asociación con los miembros de las proteínas Gi/0. La activación de las 
subunidades Gαi y Gα0 altera la actividad de los tipos I, IV y VI de la adenil ciclasa. 
Lo que posteriormente lleva a reducir los niveles de AMPc, y consecuentemente, 
la actividad de la PKA. Las PKA fosforilan proteínas citoplasmáticas y nucleares, 
que también regulan la función de canales, y están involucradas en el proceso de 
desensibilización de receptores acoplados a proteínas G. Un incremento de los 
niveles AMPc lleva a la activación funcional de la PKA para unirse a subunidades 
reguladoras y a la liberación de subunidades catalíticas, mientras que una 
reducción de los niveles de AMPc suprime a la PKA por mantenerla en una 
conformación inactiva. Es esta supresión de la actividad de la PKA, especialmente 
ante la presencia de secretagogos, la que media la actividad de los lactotropos 
ante la dopamina (Figura 7) [27]. 
 
 
 
Paradójicamente se ha demostrado que bajo las condiciones necesarias la 
dopamina puede estimular la liberación de PRL. Esto ha sido reportado para dosis 
de 0.1 nM dopamina [33, 34]. El efecto estimulatorio es mediado, al menos una 
parte, por un incremento rápido en el [Ca2+]i, pero no por AMPc y que es mediado 
por los receptores D2 y/o por el receptor D5 [35]. 
 
 
Figura 7. Mecanismo de transducción de señales acoplados a las familias D1 y D2 de los 
receptores dopaminérgicos. Trujillo, 2000. 
 
 
 
 
 
 
 
3.3 TRH 
 
La hormona liberadora de tirotropina o TRH es un tripéptido hipotalámico (Figura 
8) que actúa a través de receptores en la glándula pituitaria para estimular la 
liberación de tirotropina (TSH) de tirotropos y prolactina (PRL) de lactotropos en 
mamíferos. Aunque el TRH también actúa como neuromodulador/neurotransmisor 
en el sistema nervioso central y periférico [36]. 
 
 La TRH fue el primer neuropéptido hipotalámico hipofisiotrópico que fue 
químicamente caracterizado. La estructura primaria del TRH (pGlu-His-Pro-NH2) 
está altamente conservada en los vertebrados. La TRH es generada de una gran 
proteína precursora que contiene muchas repeticiones del tetrapéptido progenitor 
de TRH Gln-His-Pro-Gly. En todos los tetrápodos, las neuronas que expresan TRH 
se localizan en el hipotálamo y presentan proyecciones a la zona externa de la 
eminencia media mientras que en los peces teleósteos inervan directamente la 
pars distalis de la pituitaria. 
 
Aunque la TRH fue originalmente llamada así por su habilidad para 
provocar la liberación de la hormona estimulante de la tiroides (TSH) en 
mamíferos, posteriormente se descubrió que la TRH tiene otras funciones que son 
dependientes de la especie. En peces la TRH estimula la secreción de GH y PRL 
pero no afecta la secreción de TSH. En anfibios, la TRH es un estimulador 
marginal para la liberación de la TSH en ranas adultas, no así en renacuajos, y 
actúa como factor liberador para GH y PRL. En aves, la TRH provoca la secreción 
de TSH y GH. En peces y anfibios, TRH es también un potente estimulador de la 
hormona liberadora estimuladora de melanocitos [37]. 
 
 
 
Figura 8. Estructura plana de la hormona liberadora de tirotropina TRH (piroGlu-His-Pro-
NH2). 
 
3.3.1 Receptor a TRH 
 
El receptor a TRH se encuentra en varios tejidos entre ellos: la eminencia media y 
el núcleo paraventricular del hipotálamo, la hipófisis, la retina, el sistema nervioso 
extrahipotalámico, cerebelo, corteza, tálamo y ganglios basales, islotes 
pancreáticos y estómago. Un análisis de la secuencia de aminoácidos de este 
receptor ha mostrado una gran similitud en la forma del receptor a TRH en ratón, 
rata y humano. A nivel de ácidos nucleicos el receptor humano tiene una similitud 
del 90% con ratón y 89% con rata. Aunque en las tres especies sólo se ha 
reconocido un gen para este receptor. En el ratón hay dos isoformas del receptor 
por “splicing” alternativo de dos exones que pueden existir y que difieren 
únicamente en el COOH- terminal [38] (Figura 9). 
 
 
Figura 9. Estructura del receptor a TRH en ratón. En esta figura se muestran los siete 
dominios transmembranales así como los diferentes residuos de aminoácidos que forman 
al receptor. 
 
El receptor a TRH tipo 1 (TRHR-1) es el receptor expresado en la pituitaria 
anterior y pertenece a la familia de los receptores de siete dominios 
transmembranales acoplados a proteínas G (GPCR), y que responden al TRH 
secretado desde el hipotálamo [39]. Hasta ahora no se ha encontrado ARNm en la 
pituitaria del receptor a TRH tipo 2 por lo que se ha descartado su presencia [40]. 
 
 
 
 
 
 
 
 
3.3.2 Dinámica de la actividad de calcio intracelular 
 
Las señales de calcio intracelular son muy importantes para el control de las 
actividades celulares tales como: excitabilidad, exocitosis, contracción, así como 
crecimiento, diferenciación, y división celular [41]. Las elevaciones de [Ca2+]i 
pueden ocurrir espontáneamente o en respuesta a la estimulación por un agonista 
y son comúnmente expresadas como prominentes oscilaciones de Ca2+ en la 
célula. Estas oscilaciones son dependientes de la entrada de Ca2+ y/o la liberación 
de Ca2+ de las reservas intracelulares [42]. En las células excitables de la 
pituitaria, las oscilaciones de calcio espontáneas están asociadas con la entrada 
de Ca2+ a través de VSCC. 
 
Como se ha mencionado anteriormente, la hormona liberadora de 
tirotropina (TRH) actúa en los receptores TRHR-1 de lactotropos y tirotropos que 
están acoplados a proteínas Gq/11 y que causan un aumento bifásico de [Ca2+]i. 
Esta movilización de calcio consta de varios pasos: la TRH se une a su receptor 
causando la activación de la proteína G, resultando en la activación de la 
fosfolipasa Cβ y aumentando la hidrólisis de bifosfato de fosfatidilinisitol (4,5), 
produciendo trifosfato de inositol 1, 4, 5 (IP3) y diacilglicerol. El IP3 se une a su 
receptor, un canal de Ca2+ de la membrana del retículo endoplásmico, liberando 
calcio del lumen del retículo endoplásmico aumentando de esta forma la 
concentración de calcio intracelular libre [43]. La TRH no induce la liberación de 
[Ca2+]i de una forma todo o nada, sino que una célula puede mostrar diferentes 
amplitudes en su respuesta a diferentes dosis de TRH [44, 45], es una liberación 
gradual, dosis dependiente. 
 
Los efectos del TRH han sido investigados en líneas de células clonadas de 
lacto-somatotropos, tales como las células GH3, las cuales secretan tanto PRL 
como GH. Clásicamente, la TRH estimula una respuesta bifásica de calcio 
intracelular, caracterizada por una respuesta inicial con una elevación transitoria 
que es provista por la liberación de calcio intracelular de los reservorios sensibles 
a trifosfato de inositol, seguidos por un menor pero sostenido aumento en el flujo 
de Ca2+ extracelular [45] 
 
Estudios en cultivos primarios de adenohipófisis han permitido comprender 
los mecanismos de las vías de señalización de Ca2+ intracelularinducidas por la 
TRH en células normales. Se ha observado que en lactotropos de ratas, la TRH 
induce una respuesta de Ca2+ bifásica similar a la reportada en células GH3, 
aunque también se ha reportado una rápida respuesta transitoria monofásica de 
Ca2+ inducida por la TRH que depende del flujo extracelular de Ca2+ [45]. Pulsos 
con TRH causan breves y relativos aumentos monofásicos en el [Ca2+]i, mientras 
que una aplicación sostenida de la hormona causa respuestas bifásicas de [Ca2+]i 
[44] (ver figura 10). 
 
 
Figura 10. Patrones de calcio intracelular inducidos por al agonista TRH en lactotropos de 
ratas de 10 días. A 100 nM de TRH perfundido por 10 segundos (A) respuesta bifásica, (B 
y C) respuesta monofásica (Dufy, 1997)[46]. 
 
3.3.3 Desensibilización del receptor a TRH 
 
La internalización del receptor a TRH ocurre de forma muy rápida, (T1/2 ~2.5 min) 
a través de la vía de formación de vesículas de clatrina dependientes de la unión 
al agonista [47]. Trabajos recientes de Hinkle (2009) han mostrado que el receptor 
de TRH es rápidamente fosforilado, T1/2 ~15 segundos, después de la unión con 
sus agonista. El fosforeceptor recluta arrestina a la membrana plasmática e inicia 
el proceso de internalización con la arrestina de una manera dependiente de 
clatrina [48]. El complejo receptor-arrestina es internalizado en endosomas 
positivos a Rab5. Una vez el TRH es removido del medio, el receptor es 
desfosforilado y reciclado a la membrana plasmática a través de vesículas 
positivas a Rab4 (T1/2 ~30 minutos) y Rab11, siendo está ultima una vía más lenta 
de reciclaje (Figura 11). 
 
Aunque aún no se ha logrado establecer completamente cómo es que 
ocurre el mecanismo de desensibilización de este receptor algunos trabajos de 
Hinkle (1999) han mostrado que las subunidades Gq/11 no son necesarias para la 
internalización de este receptor. Gershengorn y sus colaboradores comenzaron a 
demostrar que la unión de la proteína G y su ligando así como la activación de la 
fosfolipasa C son necesarias para la internalización del receptor a TRH (Figura 
11). 
 
 
 
Figura 11. Proceso de desensibilización de los receptores a TRH. Se muestra la 
internalización del receptor una vez que se une con la TRH en donde las flechas indican 
la ruta principal de internalización del receptor. TRHR, receptor a TRH. CCV vesícula 
acoplada a clatrina. Imagen tomada de Hinkle, 2009. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4. Regionalización 
 
Durante mucho tiempo fue generalmente aceptado que los lactotropos estaban 
presentes en la adenohipófisis sin alguna distribución especial. Sin embargo, con 
trabajos de Papka y colaboradores se demostró que la hipófisis de ratas lactantes 
presenta dos áreas concentradas de células que secretan PRL: la primera 
localizada en un borde delgado en la periferia de la hipófisis (zona exterior), y la 
segunda en una región más grande que se encuentra localizada más 
céntricamente (zona interior) en la vecindad del lóbulo intermedio [49] (Figura 12). 
Estos investigadores también dieron evidencia inmunocitoquímica que indicaba 
que la zona exterior liberaba PRL más rápidamente que la zona interior después 
de aplicarle un estímulo de succión a la rata, sugiriendo que los lactotropos se 
regulan de diferente forma en regiones separadas de la pituitaria, mostrando así 
que existe una heterogeneidad funcional de los lactotropos según la región en la 
que se encuentran [50]. 
 
Con los trabajos de Papka se mostró que los lactotropos responden 
diferencialmente a los secretagogos o a los inhibidores de acuerdo a su 
localización dentro de la hipófisis. En la zona exterior se libera de forma más 
rápida la PRL ante la presencia de TRH en comparación con la zona interior, 
mientras que en la zona interna se mostró que con la presencia de dopamina se 
inhibía más en comparación con la zona externa. 
 
Posteriormente se compararon las características morfofuncionales de los 
lactotropos en ambas regiones de la hipófisis de la rata, para así poder establecer 
si hay diferencias ultra estructurales entre los lactotropos de la zona interna y de la 
zona externa. A través de estudios inmuno-ultraestructurales, el grupo de Vila-
Porcile encontró que en la hipófisis de rata macho existen diferencias 
ultraestructurales de lactotropos. En la zona interna la población de lactotropos de 
gránulos pequeños es la que más abunda, mientras que en la zona externa los 
lactotropos con gránulos polimórficos y grandes son los que se encuentran en una 
mayor cantidad. Los lactotropos con tamaños intermedios de gránulos están 
presentes en las mismas proporciones en ambas regiones de la glándula. Las 
poblaciones de lactotropos mostraron diferencias funcionales según la zona de la 
cual provenían pues bajo condiciones basales los lactotropos de la zona interna 
secretaban una mayor cantidad de PRL que aquellas que se encuentran en la 
zona externa. Mientras que con el tratamiento con TRH y KCl aumentaba el 
tamaño de las placas hemolíticas con lactotropos provenientes de ambas zonas. 
Sin embargo, en respuesta a la TRH, el aumento de secretores fue siempre mayor 
en la zona exterior, mientras que el aumento de tamaño de las placas fue más 
grande en las células de la zona interna [1]. 
 
 
Figura 12. Regionalización de la hipófisis según Boockfor, 1987. En donde se 
muestran las dos áreas principales en las que se encuentran lactotropos. (NI) Lóbulo 
Neurointermedio, (AL) Lóbulo Anterior. Las zonas marcadas fueron donde encontraron un 
mayor número de lactotropos. 
 
 
 
 
 
 
 
OBJETIVO 
 
Este estudio tiene como objetivo analizar y confirmar la posible regionalización en 
la distribución de lactotropos definidos como células responsivas positivamente a 
la Hormona Liberadora de Tirotropina y negativamente por la dopamina en la 
adenohipófisis de ratón macho. Estudiar si la respuesta medida como variaciones 
de [Ca2+]i de los lactotropos cambia a diferentes concentraciones de TRH y por su 
localización dentro en la glándula pituitaria. 
 
 Objetivos particulares 
 
1. Contabilizar el número de lactotropos y estudiar la localización de los 
lactotropos en mapas bidimensionales (X y Y) de la hipófisis anterior y 
analizar si existe algún patrón de regionalización, (central y lateral). 
2. Caracterizar la respuesta de calcio intracelular de los lactotropos a 
diferentes concentraciones de TRH, y compararlas entre la región central y 
lateral de la adenohipófisis. 
3. Caracterizar la respuesta de calcio intracelular de los lactotropos 
estimulados con TRH aplicando dopamina y comparar los efectos de la 
dopamina entre la región central y lateral de la adenohipófisis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
HIPÓTESIS 
 
Dado los antecedentes reportados, en los que se han demostrado diferencias 
funcionales por parte de los lactotropos dentro de la hipófisis de rata en estudios 
de cultivo celular e inmunocitoquímica, la hipótesis de este trabajo es que los 
lactotropos definidos como células responsivas a la Hormona Liberadora de 
Tirotropina y dopamina, mostrarán una regionalización funcional de la respuesta 
de cambios del [Ca2+]i en rebanadas de adenohipófisis de ratón macho a estos 
reguladores hipotalámicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MATERIAL Y METODOS 
 
Todos los estudios con animales se realizaron bajo el protocolo aceptado 
institucionalmente similar a la Guía de USPH para el uso y cuidado de animales de 
laboratorio. 
 
 Obtención de rebanadas de hipófisis. 
 
Los ratones macho fueron anestesiados con Pentobarbital (1 mL /2.5 Kg) y 
sacrificados por decapitación y el cerebro fue removido e inmediatamente después 
la hipófisis fue extraída y embebida en agar de alto punto de fusión al 3 % 
(Invitrogen; Carllab Cal, USA). Una vez enfriado, el cubo de agar se colocó en la 
platinade un vibratomo (Leica VT1000S) y se obtuvieron rebanadas transversales 
de 130 μm de grosor. Durante este proceso, las rebanadas se mantuvieron 
sumergidas en solución salina normal (125 mM NaCL, 2.5 mM KCl, 2 mM CaCl2, 1 
mM MgCl2, 1.25 mM NaH2PO4, 26 nM de NaHCO3, y 10 mM glucosa), a 
temperatura ambiente y con burbujeo continuo con carbógeno (95% O2, 5% CO2) 
para mantener el pH a 7.4 y oxigenación constante. Una vez obtenidas, las 
rebanadas se mantuvieron por un máximo de 4 horas en estas condiciones. 
 
 Obtención de los registros de calcio intracelular en rebanadas de 
hipófisis. 
 
Para realizar los registros de la actividad intracelular de Ca2+, las rebanadas 
fueron inmovilizadas en triángulos de acetato recubiertos con poli-L-lisina 0.2% y 
se les incorporó 22 μM del indicador intensiométrico de calcio Fluo-4 AM (Teflabs; 
Austin, USA) con 0.5% de ácido plurónico F-127 (Sigma, St Louis MO, USA) en 
solución salina durante 30 minutos a temperatura ambiente. 
 
Una vez incorporado el Fluo-4, las rebanadas se lavaron son solución salina 
normal y fueron colocadas en el fondo de la cámara de registro de plexiglás 
directamente sobre la platina del estereoscopio de fluorescencia (Leica MZ 16F 
Fluo combi III), en donde se mantuvieron con perfusión constante de solución 
salina burbujeada (1ml/min). 
 
Para el registro de los cambios en la intensidad del indicador de calcio Fluo-
4, se empleó un sistema que consta de una lámpara de mercurio. Para la 
excitación del colorante se utilizó una longitud de onda de 480 nm. La adquisición 
se realizó con una cámara digital CCD enfriada (RS Photometrics Sensys) y el 
software Image Pro xpress versión 4.5.1.3. Las secuencias obtenidas constan de 
300 imágenes, cada imagen fue tomada cada 600 ms. 
 
 Sustancias utilizadas 
 
Para la estimulación de los lactotropos se empleó TRH (Sigma-Aldrich) aplicada a 
través de la perfusión en concentraciones crecientes de 0.1, 1, 10 y 100 nM, con 
lavados de 15 minutos entre concentraciones para evitar efectos acumulativos del 
TRH. Para la inhibición de los lactotropos se utilizó una concentración de 2 μM de 
dopamina (Sigma) durante 30 segundos. 
 
 Análisis de resultados 
 
El análisis del aumento intracelular de calcio se realizó procesando las secuencias 
de imágenes (películas) con el programa Image J (NIH, USA). Para obtener una 
serie de imágenes corregidas se aplicó la función matemática F-F0 a partir de la 
substracción: i2= (i1-i2)*k1-k2 donde i1 es la secuencia de imágenes obtenida, i2 
la primera imagen de la secuencia obtenida (condición basal), k1=1 y k2=2. 
 
El análisis de las células individuales se realizó en la secuencia de 
imágenes resultantes del procesamiento (i2). Se seleccionaron las células que 
respondieron a cada una de las dosis, esto es, aquellas que cambian su 
concentración de calcio intracelular en respuesta a la estimulación con TRH y por 
lo tanto su nivel de fluorescencia, los registros obtenidos se visualizaron en el 
programa Origin 6.0 (Microcal Software) discriminando así las respuestas 
espontáneas de las respuesta por estimulo con la TRH de cada una de las células 
individuales. 
 
Para observar la amplitud de la respuesta de cada célula se utilizó el 
programa Igor (WaveMetrics 2006) en el que se le da un seguimiento célula por 
célula de la intensidad de la respuesta de [Ca2+]i. Las rutinas en Igor fueron 
escritas por el Dr. León Islas. 
 
Basados en la ubicación en la rebanada de las células que respondieron al 
TRH, se obtuvieron mapas de localización celular, señalándose además la 
cantidad de veces que una célula respondió a cada una de las diferentes 
concentraciones. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS 
 
Los resultados obtenidos a partir de la metodología presentada fueron los 
siguientes: 
 
Se obtuvo una serie de 300 imágenes para cada registro de [Ca2+]i con 
diferentes concentraciones de TRH y con 2 µM de dopamina así como solución 
con alto potasio (140 mM) al final de cada experimento. Todas las sustancias 
fueron agregadas en el sistema de perfusión de la rebanada de hipófisis de ratón 
macho. De los diferentes registros obtenidos se identificaron y rotularon aquellas 
células responsivas tanto a TRH como a dopamina, es decir, aquellas células que 
presentaron algunos de los patrones, ya establecidos (Hinkle, 1996), de aumento 
de frecuencia y amplitud de la señal de cambios de [Ca2+]i en lactotropos, 
inducidos por la unión de la TRH con su receptor y de inhibición de la señal de 
[Ca2+]i por la acción de la DA. 
 
En la figura 13 se ejemplifican los resultados con un experimento en el cual 
se le incorporó el indicador intensiométrico fluo-4, se observan las células que 
incorporaron el fluoróforo. Se realizó de forma exitosa el registro de [Ca2+]i de 
varias células individuales de una rebanada de hipófisis de ratón macho de 130 
µm de grosor; además se muestran las dos áreas de interés de ésta, la región 
central de la adenohipófisis que se encuentra cercana a la región intermedia y la 
región lateral, que constituye la parte de la adenohipófisis más alejada a la 
neurohipófisis. Para comprobar que la rebanada fuese viable se realizó una gráfica 
de superficie de la intensidad de fluorescencia, de toda la rebanada, sin que se 
utilizará ningún regulador hipotalámico, sólo la actividad basal de la rebanada 
(Figura B); con 100 nM de TRH para corroborar que las células respondían al 
secretagogo y con solución alta en potasio (K+) al final de los registros, para 
comprobar que la rebanada seguía viable al final de los experimentos. En todos 
los registros se observó que hubo un aumento en la actividad asociada a [Ca2+]i 
producida por la perfusión con TRH, así como con solución alta en potasio en 
comparación con la condición basal de la misma rebanada (C y D 
respectivamente). 
 
 
 
 
Figura 13. Rebanadas de hipófisis de ratón macho con su gráfico de intensidad de 
superficie. La figura A muestra la rebanada de hipófisis con el Fluo-4 incorporado. La 
imagen B muestra la actividad basal de la rebanada (asociada al cambio del [Ca2+]i). En la 
figura C se muestra la actividad de la rebanada a la que se le aplicó 100 nM de TRH 
donde los picos indican un aumento de la intensidad de fluorescencia. En la figura D se 
muestra un registro, de la misma rebanada, cuando se le aplica solución con alto potasio 
(K+), al final del experimento, para mostrar la viabilidad de la rebanada. Región Central, 
(RC), Región Lateral, (RL). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Una vez que se comprobó que la rebanada respondía a la TRH y a la 
solución alta en potasio, se seleccionaron aquellas células que mostraran 
actividad de [Ca2+]i durante los registros, es decir, aquellas células que respondían 
a las diferentes concentraciones de TRH y de solución alta en potasio. De ésta 
forma se eligieron las células con alta actividad de [Ca2+]i y se graficó su actividad 
para discriminar entre aquellas células que mostraron el patrón de respuesta de 
[Ca2+]i característico de los lactotropos cuando son estimulados con TRH, de las 
que no lo muestran (Figura 14). 
 
En la figura 14 se muestra en primer lugar una rebanada de hipófisis con el 
Fluo-4 incorporado mostrando las dos áreas de interés en este trabajo: Región 
central y lateral. Posteriormente se tomó un campo con zoom digital dentro de la 
rebanada en la cual se han seleccionado dos células para su análisis por mostrar 
actividad de calcio durante el registro (Figura B). Mientras que en las gráficas de 
abajo se muestra una célula que presenta el patrón de movilización de calcio 
intracelular característico de los lactotropos, y otra célula que aún con el 
secretagogo perfundido no presentó respuesta (Figuras C y D respectivamente). 
 
 
Figura 14. Rebanada de hipófisis de ratón macho incubada con Fluo-4. En la 
figura A se presenta unlóbulo de la adenohipófisis de ratón macho con Fluo-4. En B se 
observa un zoom digital de la rebanada, donde se muestran dos células seleccionadas 
para su análisis. Figura C, se muestra la gráfica de respuesta de aumento de intensidad 
de fluorescencia de una célula responsiva a 100nM de TRH. En la gráfica D una célula de 
la misma rebanada que no presenta respuesta a la misma concentración del secretagogo. 
 
Dentro de las poblaciones celulares de la adenohipófisis que responden a 
TRH se encuentran tanto los lactotropos como los tirotropos, por lo que a la 
rebanada también se le perfundió dopamina 2 µM, inhibidor tónico de los 
lactotropos, para inducir una disminución de la actividad de calcio intracelular en 
las células lactotropas. De esta forma se busca escoger a las células que aún 
cuando estaban bajo el estímulo del TRH presentaron una disminución de la 
actividad de calcio intracelular. Por esta razón se realizó un registro en el cual se 
agregaba TRH 100nM por 30 segundos e inmediatamente después se perfundía 
con dopamina por 30 segundos, para otra vez perfundir con TRH 100nM durante 
30 segundos (figura 15 A). Además se realizó un control para demostrar que la 
disminución de la actividad de calcio intracelular en la figura 15 A era inducida por 
la dopamina, en este control se aplicó TRH 100 nM por 30 segundos para 
posteriormente aplicar un lavado con solución Krebs-Ringer por 30 segundos, 
sustituyendo la aplicación de dopamina de la figura A, y después 30 otra 
aplicación de TRH 100 nM por 30 segundos (Figura 15 B). 
 
 
Figura 15. Registros representativos del aumento de intensidad del indicador Fluo-4 
sensible a calcio intracelular de dos células que responden a TRH. En la Imagen A se 
observa el registro de una célula a la que se le agregó 100 nM de TRH seguido de 
dopamina 2 µM para finalizar con otra aplicación de TRH 100 nM. En la imagen B se 
muestra una célula que responde ante una aplicación de TRH 100 nM seguido de un 
lavado con solución Krebs-Ringer y posteriormente otra aplicación de TRH 100 nM. 
 
 
 
 
 
De esta manera se seleccionaron aquellas células que mostraron alguna de 
las dos respuestas de aumento en la fluorescencia a diferentes concentraciones 
del secretagogo e inhibición ante la DA. 
 
En la figura 16 se muestran 7 registros de [Ca2+]i, por región, con una 
duración de 3 minutos cada uno con las concentraciones de 0.1 nM, 1 nM, 10 nM 
y 100 nM de TRH mostradas en las gráficas y un tiempo de lavado de 15 minutos 
entre cada registro, así como un registro con dos exposiciones a 100 nM de TRH 
más dopamina 2 μM, marcado con un (*). Se puede apreciar las diferencias en la 
respuesta de [Ca2+]i de una misma célula a las diferentes concentraciones de TRH 
presentando los patrones respuesta ya establecidos. Se presentaron básicamente 
dos tipos de respuesta: la primera denominada respuesta bifásica que presenta un 
aumento de la intensidad de la señal de [Ca2+]i en un pico, seguida de una meseta 
que poco a poco se restablece hasta llegar al nivel basal de calcio, se presenta en 
respuesta a concentraciones bajas de TRH, de 0.1 a 1 nM de TRH. El segundo 
tipo de respuesta de [Ca2+]i que se presentó en células responsivas a TRH 
denominado monofásica, presenta sólo un pico de poca duración generalmente 
en concentraciones altas de TRH entre 10 y 100 nM (ver Figura 16). 
 
Además se compararon las respuestas de [Ca2+]i de células de la región 
central contra las de la región lateral, se observó las células de la región central 
presenta una respuesta de mayor intensidad en todas las concentraciones de 
TRH, siendo en la concentración de 10 nM de TRH para la cual se encontró la 
respuesta con mayor intensidad de fluorescencia en ambas zonas (Figura 16). 
 
 
Figura 16. Seguimiento de dos células representativas de la región central (A) y región 
lateral (B) de la adenohipófisis a diferentes concentraciones de TRH y a dopamina 2 µM. El 
registro con (*) representa el registro con dos exposiciones de TRH y una de dopamina 2 
µM. La línea indica el momento en que se agregó el TRH a una concentración de 100 nM y 
la duración de este, aproximadamente de 30 segundos. 
 
 
 
 
Una vez seleccionadas las células que respondieron a TRH y se inhibieron 
con DA, definidas como lactotropos, se contabilizó el número total de células por 
región, tanto para la región central como para la región lateral, y se normalizó el 
número de células responsivas para cada región con el número total de células 
endocrinas de la adenohipófisis que mostraron actividad espontánea y en 
respuesta al alto potasio, aun cuando esta actividad no estuviese relacionada al 
TRH o DA. 
 
En la figura 17 se muestra una comparación del número de células que 
respondieron a las concentraciones de TRH tanto de la región central como lateral. 
El mayor porcentaje de células que responden a TRH y DA se encontró en la 
región central. La gráfica muestra que hay un mayor porcentaje de células 
responsivas en la región central en comparación con la región lateral. 
Encontrando de esta forma hasta un 25% de células que respondieron en la región 
central y un 14% en la región lateral. La dosis de 100 nM de TRH es a la cual se 
encontró un mayor porcentaje de células responsivas. 
 
 
 
Figura 17. Porcentaje de células responsivas a las diferentes concentraciones de TRH y 
DA en rebanadas de hipófisis de ratones macho. Con (*) está representado el registro con 
dos exposiciones a 100 nM de TRH y una de DA a 2 µM. Azul= región central, Rojo= 
región lateral. Se muestra el Error estándar con una n= 4950. 
 
Una vez que se encontró que existe una diferencia en el número de células 
que responden a TRH y DA entre las regiones central y lateral, se buscó saber si 
estas células respondían sólo a 1 concentración o a todas las concentraciones. 
Así que se contabilizó el número de lactotropos que respondían a una, a dos, a 
tres, a cuatro o a todas las concentraciones de TRH. En este conteo no se tomó 
en cuenta cuales eran las concentraciones a las que respondían las células. 
 
Los resultados obtenidos, ver Figura 18, muestran que el mayor porcentaje 
de las células, de ambas regiones, responden a todas las concentraciones de TRH 
a las que se perfundió la rebanada. Mientras que el porcentaje más pequeño se 
encontró en la región central, donde pocas células responden a sólo a 1 o 2 
exposiciones. 
 
 
Figura 18. Porcentajes de células que responden a diferentes aplicaciones de 
TRH por región de la rebanada de hipófisis de ratón macho. 
 
 
 
 De esta forma podemos apreciar que las células de la rebanada de la 
adenohipófisis responden, en su mayoría, a todas las dosis del TRH de manera. 
 
Una de las preguntas que surgieron durante la realización de los 
experimentos, fue si así como hay una diferencia en el número de lactotropos que 
responden por región, fue si en la respuesta de intensidad de [Ca2+]i también 
existen diferencias según la región en la que se encuentre la célula. Si bien los 
trazos representativos de la Figura 16 mostraban diferencias en cuanto a la 
intensidad de la respuesta de fluorescencia fue necesario aumentar la muestra de 
células responsivas por cada región de la glándula pituitaria. 
 
La Figura 19 muestra el seguimiento de la intensidad de fluorescencia de 
las células que se etiquetaron como lactotropos, mostrando todas las 
concentraciones con las que se perfundió a la rebanada durante el experimento, 
se puede observar el cambio de color de los trazos que indican un cambio en la 
fluorescencia de la célula y por lo tanto de la actividad de calcio intracelular 
asociado al tiempo en el que se perfundió el TRH. En el eje de las Y se muestran 
a los lactotropos, dónde cada línea representa una célula y en la barra de la 
izquierda el color representa la respectiva intensidad de fluorescencia asociada. 
Los resultadosmuestran que existe una diferencia en cuanto a la intensidad de 
fluorescencia en ambas regiones, siendo en la región central donde se encuentran 
las células que respondieron con mayor intensidad ante el estímulo con el 
secretagogo, en comparación con las células de la región lateral, las cuales 
presentan un patrón de fluorescencia de menor intensidad. En ambas regiones se 
observa en los registros de condiciones basales que la respuesta de fluorescencia 
es poca, ya que no se agregó ningún secretagogo en el registro; y en el registro 
con dopamina se observa que se reduce la respuesta de fluorescencia basal una 
vez que se le perfunde a la rebanada pues este neurotransmisor inhibe la 
respuesta de calcio y por lo tanto la respuesta de fluorescencia. 
 
 
Figura 19. Seguimiento de la intensidad de la señal de fluorescencia en la región central 
y lateral. El color de la barra de la izquierda muestra la intensidad de fluorescencia de las 
células en las diferentes dosis a los largo del tiempo. En el eje de las Y se presentan el 
número de células, en este caso se escogieron sólo lactotropos para ambas regiones. En 
el eje de las X se presenta el tiempo en segundos. Además se muestran las dosis de TRH 
utilizadas 0.1 nM, 1 nM, 10 nM, 100 nM, con (*) el registro con dos exposiciones de TRH 
100 nM y una de dopamina 2 µM, por ultimo un registro sólo con 2 µM de dopamina (DA). 
Arriba región central, abajo región lateral. 
 
 
 Los resultados mostraron que existen diferencias en cuanto a la intensidad 
de la fluorescencia por parte de los lactotropos según la región en la que se 
encuentren, siendo en la región central donde se observaron las células con 
cambios de mayor intensidad de fluorescencia ante TRH. Por consiguiente para 
poder caracterizar la respuesta a TRH se midió el área bajo la curva de las 
células lactotropas. 
 
En la Figura 20 se muestra el análisis del área bajo la curva de las células 
que respondieron a las diferentes concentraciones de TRH durante los registros 
de [Ca2+]i. Para la selección de las células a las cuales se les midió el área bajo la 
curva se escogieron aquellas que presentaran una respuesta bien definida ya que 
por la distancia de trabajo entre la muestra y el objetivo, 8 cm, la respuesta de 
algunas células no estaba bien definida. Además se consideró que respondieran a 
todas las concentraciones de TRH para así poder darles un seguimiento a 
diferentes exposiciones. En primer lugar los resultados muestran que no hay 
diferencias entre regiones, el área bajo la curva de las células de la región central 
es mayor en respuesta al TRH en comparación con el área de las células de la 
región lateral en concentraciones de 0.1 y 1 nM. En cuanto a la respuesta por 
concentración de TRH, se observa que en ambas regiones son pocas las 
diferencias promedio de área bajo la curva siendo la respuesta a 1 nM de TRH la 
que tiene mayor área en ambas regiones. 
 
 
Figura 20. Área bajo la curva de las respuestas a diferentes concentraciones de TRH. El 
registro de 100a y 100b corresponde a la primera y segunda exposición de 100 nM, 
respectivamente, del registro con dos exposiciones de TRH y una exposición con 
dopamina 2 µM. Azul región central, rojo región central. Error estándar de n= 180. 
 
Los resultados del análisis del área bajo la curva, en ambas regiones, 
muestran que en concentraciones bajas de 1 nM de TRH se encuentran aquellos 
lactotropos que su área bajo la curva fue mayor. Para comprobar si el área bajo la 
curva está relacionada con la intensidad de fluorescencia se graficó la intensidad 
de las células seleccionadas para su análisis del área bajo la curva. 
 
 La gráfica 21 muestra que a concentraciones de 10 nM y 100 nM de TRH 
se encuentran las células con una respuesta mayor de intensidad de fluorescencia 
mientras que a dosis de 0.1 nM y 1 nM de TRH se encontraron respuestas de 
menor intensidad. En las gráficas 100a y 100b corresponden a la primera y 
segunda exposición de TRH 100 nM del experimento con dos exposiciones de 
TRH y una de dopamina, se observa que la respuesta de intensidad de 
fluorescencia es menor en comparación con la del registro de una sola exposición 
de TRH anterior. Además se puede apreciar que aún con la inhibición de la 
actividad de la célula por la dopamina, cuando se le agrega una nueva exposición 
de 100 nM de TRH esta respuesta se retoma, pero con una menor intensidad de 
fluorescencia en comparación con la primera aplicación. 
 
 
Figura 21. Respuesta de intensidad de fluorescencia a diferentes concentraciones de 
TRH. Azul región central y rojo región lateral. Error estándar n= 189 células 
 
Una vez caracterizada la respuesta de los lactotropos por concentraciones 
de TRH y por ubicación dentro de la glándula hipofisaria, otro de los objetivos fue 
caracterizar la respuesta de inhibición de los lactotropos a DA y observar si existe 
alguna diferencia según su localización dentro de la glándula pituitaria, como se ha 
visto con la respuesta a TRH. Para el análisis de la respuesta a DA se perfundió a 
las células con 2 µM de dopamina y se hicieron registros de 300 imágenes, como 
los hecho anteriormente con TRH. Posteriormente se dividieron estos registros en 
dos partes, una antes de perfundir a la rebanada con dopamina y otra después de 
haberla perfundido, para analizar el cambio de fluorescencia de la actividad basal 
y cuando ocurre la inhibición de esta actividad. Se obtuvieron las medias de los 
datos obtenidos para antes y después de la perfusión con dopamina 2 µM. 
 
 La figura 22 muestra la respuesta promedio de intensidad de fluorescencia 
de los lactotropos antes y después de ser perfundidos con DA 2 µM, se observó 
una reducción de la actividad de [Ca2+]i una vez que se agregó dopamina. Los 
datos muestran una mayor inhibición en la región lateral en la actividad basal de 
los lactotropos en comparación con la región central, pero al realizar una 
comparación de muestras por intervalos de confianza no se encontraron 
diferencias significativas entre ambas regiones (P‹0.05). 
 
 
Figura 22. Inhibición de la respuesta de fluorescencia de los lactotropos a dopamina 2 
µM. En azul la región central y en rojo la región lateral. Error estándar. 
 
 
Por último, se analizó el posible patrón de regionalización por parte de las 
células responsivas, los resultados anteriores muestran que hay una diferencia 
funcional según la región en la que se encuentre en lactotropo, en la región central 
de la rebanada es dónde los lactotropos respondían con mayor intensidad de 
fluorescencia, y el número de lactotropos que responden a los reguladores 
hipotalámicos es mayor, indicando una posible regionalización dentro de la 
rebanada de hipófisis. Así que se graficaron las coordenadas de las células que se 
etiquetaron como lactotropos en los registros, así como la ubicación de las células 
que responden a las diferentes concentraciones de TRH en la rebanada y 
dopamina, por lo que se graficó la posición X y Y de cada una de ellas, de tal 
forma que se pudieron ubicar espacialmente en la rebanada del hemilóbulo de la 
glándula pituitaria. 
 
En la figura 23 se muestra en ( figura A) la parte de la región central a las 
células que respondían a las diferentes concentraciones de TRH, así como la 
ubicación de las células que responden a las diferentes exposiciones al TRH en la 
rebanada, (□ 0.1 nM, ● 1 nM, ▲ 10 nM, ▼ 100 nM, ● 1001 nM de TRH) del 
hemilóbulo en donde el patrón de ubicación espacial muestra ciertos grupos de 
células distribuidos cerca de la pars intermedia; mientras que en la figura B, la 
región lateral, los lactotropos se encuentran distribuidos aleatoriamente. Al juntar 
las gráficas de las dos regiones se observa con mayor claridad como las células 
de la región central muestran una organización en grupos de células cercanos a la 
pars intermedia en comparación de