Composicion-florstica-del-fitoplancton-del-Lago-de-Chalco-Ciudad-de-Mexico-Mexico

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
COMPOSICIÓN FLORÍSTICA DEL FITOPLANCTON 
DEL LAGO DE CHALCO, CIUDAD DE MÉXICO, 
MÉXICO 
 
 
T E S I S 
 
 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 
 
B I Ó L O G A 
 
 
 
P R E S E N T A : 
 
 
 
CYNTHIA IZCHEL MARTELL ORTIZ 
 
 
 
 
 
 
 
 
DIRECTORA DE TESIS: 
DRA. ROSALUZ TAVERA SIERRA 
 
CD. UNIVERSITARIA, CDMX, 2019 
 
 
 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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1. Datos del alumno 
Martell 
Ortiz 
Cynthia Izchel 
5564662025 
Universidad Nacional Autónoma de 
México 
Facultad de Ciencias 
Biología 
310233608 
 
2. Datos del tutor 
Dra 
Rosa Luz 
Tavera 
Sierra 
 
3. Datos del Sinodal 1 
Dra 
Margarita Erna 
Caballero 
Miranda 
 
4. Datos del Sinodal 2 
Dr 
Rodolfo Omar 
Arellano 
Aguilar 
 
5. Datos del Sinodal 3 
M en C 
Guadalupe 
Vidal 
Gaona 
 
6. Datos del Sinodal 4 
Dra 
María Susana 
Sosa 
Nájera 
 
 
 
7. Datos del Trabajo escrito 
Composición florística del 
fitoplancton del Lago de Chalco, 
Ciudad de México, México. 
108 
2019
 
AGRADECIMIENTOS 
Quiero agradecer a la Dirección General de Asuntos de Personal Académico de la 
UNAM (DGAPA) por el financiamiento del Proyecto PAPIIT IV100215 en el cual 
se desarrolló este estudio. 
A la Dra. Rosa Luz Tavera Sierra, por darme la oportunidad de participar en este 
proyecto y por la dirección de este trabajo. Gracias por su tiempo y por la dedicación 
que me brindó. Gracias por la paciencia, los consejos y apoyo para que se realizara 
de la mejor manera esta tesis. 
A los miembros de mi Jurado Dra. Margarita Erna Caballero Miranda, Dr. Rodolfo 
Omar Arellano Aguilar, M. en C. Guadalupe Vidal Gaona y la Dra. María Susana 
Sosa Nájera por sus valiosas aportaciones para mejorar este escrito. 
Al Dr. Eberto Novelo por transmitirme esa pasión que tiene por las algas en aquella 
presentación de talleres, donde me enamore por primera vez de estos bellísimos 
organismos. 
A la M. en C. Guadalupe Vidal Gaona por su valioso apoyo técnico y académico en 
este proyecto. Gracias Lupita por el apoyo y los ánimos que siempre nos das a todos. 
A mis compañeros del Laboratorio de Algas Continentales, Marisela, Itzel, Horacio, 
Angélica, Alejandra, Eva, Eleonor, Ana, por su bonita compañía. 
Al Dr. Omar Arellano por hacer amenos los ratos en campo y siempre darnos un 
nuevo dato curioso que aprender. Gracias Marisela Buendía por esas inolvidables 
charlas mientras navegábamos en el lago, por tus consejos y por compartirme tus 
conocimientos. 
Quiero dedicar esta tesis a mi familia, 
A mi mamá Elfega Ortiz por darme la formación que tengo, por ser para mí el 
mejor ejemplo de que “Querer es poder” y por siempre motivarme a dar más de 
mí. 
A mi papá Armando Martell por su increíble comprensión, por su apoyo, sus 
consejos, por siempre estar dispuesto a escucharme y consolarme. 
A mi hermanita Jessica por escucharme y aconsejarme cuando más la necesite. 
Tú también eres una gran inspiración para mí. 
A mis abuelos, Julia (Q.D.E.), Gloria y Agustín por su cariño incondicional y 
siempre creer en mí, siempre han estado conmigo cuando mas los he 
necesitado. 
Sé que las palabras nunca serán suficientes, 
A todos mis seres queridos… Gracias! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Visto a la luz de la evolución, la biología es, quizás, la ciencia más 
satisfactoria e inspiradora. Sin esa luz, se convierte en un montón de 
hechos varios, algunos de ellos interesantes o curiosos, pero sin 
formar ninguna visión conjunta” 
Theodosius Dobzhansky 
INDICE 
RESUMEN ............................................................................................................. 1 
INTRODUCCIÓN ................................................................................................. 2 
OBJETIVOS .......................................................................................................... 4 
MATERIALES Y MÉTODOS............................................................................. 5 
Área de estudio ..................................................................................................... 5 
Origen y situación actual del Lago ................................................................... 5 
Uso de suelo y vegetación ................................................................................. 6 
Clima ................................................................................................................. 7 
Recolección y procesamiento de muestras .......................................................... 7 
Recolección in situ ............................................................................................ 7 
Procesamiento en laboratorio .......................................................................... 9 
RESULTADOS .................................................................................................... 10 
Composición de especies ................................................................................... 10 
Frecuencia de Aparición y Distribución general de las especies ....................... 13 
Variables físicoquímicas y nutrimentos ............................................................. 16 
Descripciones Taxonómicas .............................................................................. 22 
DISCUSIÓN ......................................................................................................... 86 
FIGURAS ............................................................................................................. 92 
Referencias ......................................................................................................... 102 
 
1 
RESUMEN 
 
El Lago de Chalco se encuentra localizado al suroeste de la Ciudad de México, entre 
las zonas urbanas de Tláhuac (Ciudad de México) y Valle de Chalco (Estado de 
México). Ha sufrido diversos cambios desde sus inicios como parte de la Cuenca de 
México, pues durante el siglo XIX se logró su desecación, hasta su reciente 
reformación no planificada (1980), por acumulación de agua superficial causada por 
la operación de catorce pozos del Sistema Mixquic- Santa Catarina, que satisface 
una parte importante de la demanda de agua de la Ciudad de México. Dada su 
reciente formación, solo hay dos estudios a nivel de especies relacionados a la 
ficoflora de este lugar y se han enfocado en diatomeas bentónicas (Caballero-
Miranda 1995 y Buendia-Flores 2018). De acuerdo con nuestros resultados, este 
grupo tiene una escasa representación en el fitoplancton, en tanto que el componente 
específico se encuentra dominado por Chlorophyta y Cyanoprokaryota. 
Este trabajo estuvo financiado por el proyecto PAPIIT IV100215 y se enfocó en el 
estudio de la composición florística del fitoplancton como un elemento biótico para 
entender la problemática de la cuenca lacustre, pues a pesar de la intensidad de la 
alteración urbana, agropecuaria y de subsidencia que recibe, es un ambiente 
importante porque constituye un regulador térmico en la zona. Se llevarona cabo 
muestreos durante 14 meses no consecutivos, recolectando en tres puntos 
geoposicionados en la parte de mayor profundidad de la zona pelágica. De acuerdo 
con el Coeficiente de Variación sabemos que tanto la temperatura como el pH son 
variables que no presentaron cambios importantes durante este estudio. En cambio, 
los nutrimentos y la transparencia fueron variables importantes en relación con las 
microalgas. Se documentaron de manera gráfica y descriptiva, un total 40 especies, 
encontrando 4 nuevos registros para el país. Se realizó la búsqueda de la distribución 
nacional y mundial, de los ambientes y formas de vida en los que crecen las especies 
2 
observadas; y se discute su frecuencia o dominancia en función de los factores 
monitoreados y la relación con sus posibles afinidades ambientales, especialmente 
con los registros novedosos observados. 
INTRODUCCIÓN 
 
El Lago de Chalco pertenecía a la gran Cuenca de México y fue desecado tras varios 
intentos que iniciaron desde la época colonial y hasta el siglo XIX, para subsanar las 
sucesivas inundaciones que sufrían los habitantes la Ciudad de México y los pueblos 
al sur de la cuenca (Beltrán, 1998; Burns, 2009). 
En la actualidad el origen del Nuevo Lago de Chalco se da por una depresión 
topográfica en la cual se genera una acumulación de agua superficial. Esta depresión 
fue causada por la operación de un sistema de catorce pozos construidos en la 
planicie de Chalco en la década de 1980, denominado Sistema Mixquic-Santa 
Catarina (SMSC) (Ortiz-Zamora y Ortega- Guerrero, 2007). El lago de Chalco que 
considera este estudio es entonces de formación reciente sobre la depresión 
topográfica y nos enfocamos en el estudio de la comunidad fitoplanctónica. 
El fitoplancton es una comunidad de organismos microscópicos fotosintetizadores 
que viven suspendidos en la zona fótica de la columna de agua, algunas especies son 
heterotróficas por cortos periodos como ejemplo están los dinoflagelados y 
euglenoideos (Reynolds, 1984; Kilham y Hecky, 1988). Las algas del fitoplancton, 
en general, no tienen capacidad de movimiento, pero algunas poseen cierta 
capacidad de locomoción, desplazándose mediante flagelos u otros mecanismos 
(Sarmiento 2017); en aquéllas que no presentan estructuras, el movimiento está en 
función de las corrientes de agua. 
De acuerdo con Reynolds (1996) el tamaño de los organismos que componen el 
3 
fitoplancton es: picoplancton (0.2-2 µm), nanoplancton (2-20 µm), microplancton 
(20-200 µm) y mesoplancton (200-2000 µm). En el caso particular del fitoplancton 
que se encuentra en aguas continentales mexicanas, el mesoplancton es poco común 
(Novelo y Tavera, 2019). El desarrollo del fitoplancton es en ambientes lénticos, por 
ejemplo, lagos, lagunas y embalses. Las condiciones ambientales en lagos y ríos 
varían de acuerdo con el tamaño, profundidad, temperatura, luz, transparencia, 
oxígeno, nutrientes, pH y salinidad (Oliva-Martínez et al., 2014). 
Las algas cumplen dos papeles: la producción de oxígeno y la síntesis de 
macromoléculas vía fotosíntesis (Novelo, 1998), formando parte del desarrollo de la 
vida oxigénica en la Tierra y jugando un papel muy importante como base de las 
redes tróficas. Las algas y cianoprocariontes son importantes componentes de la 
producción primaria y pueden influenciar fuertemente a otros componentes del 
ecosistema, por ejemplo, el zooplancton (López-Rodríguez et al. 2016), de manera 
que el fitoplancton resulta un elemento central en la estructura y funcionamiento de 
los ecosistemas de agua continental (Dodson et al. 2009). 
El deterioro de estos ecosistemas se ve reflejado en la calidad del agua y en los 
organismos presentes (Sarmiento 2017), por lo que es importante llevar a cabo 
estudios de las comunidades acuáticas a largo plazo, esto nos dará información para 
conocer y entender mejor el estado en el que se encuentran estos cuerpos de agua. De 
esta manera, conocer la ficoflora en los cuerpos de agua mexicanos nos permitirá 
hacer un manejo adecuado de los recursos, asi como realizar mejores propuestas para 
conservar tanto las especies como los cuerpos de agua (Novelo y Tavera, 2011), un 
ejemplo de esto se encuentra en el Lago Haussee, Alemania (importante centro 
turístico), donde la eutrofización se incrementó en poco tiempo, pero gracias al 
conocimiento de su composición algal a través de los años, se logró la manipulación 
en el control de poblaciones y composición de las comunidades, conduciendo a una 
4 
disminución drástica de la carga de nutrientes (Koschel et al., 1993); y como este, 
existen otros ejemplos, el Lago Round (Wright & Shapiro, 1984), el Lago 
Washington (Edmondson et al., 2003), Lago Michigan (Fahnenstiel etl al., 2010), 
etc. 
En este proyecto se estudió la composición florística del fitoplancton en el Lago de 
Chalco, obteniendo como resultado la presencia de dos Divisiones: Clorofitas y 
Cianofitas, cabe mencionar que cuatro de las especies descritas se tratan de nuevos 
registros para México, que más adelante serán mencionados. Poco más de la mitad 
de las especies que se encuentran en este trabajo son características de lagos que 
presentan un nivel trófico elevado (eutróficos), el resto no tiene una caracterización 
conocida para el nivel trófico, pero a juzgar por la frecuencia que observamos, 
podrían también cumplir una afinidad por ambientes eutróficos. 
OBJETIVOS 
 
1. Estudiar la composición del fitoplancton en el Lago de Chalco durante el periodo 
de estudio (14 meses durante 2015 - 2016). 
2. Documentar cada especie gráficamente y con su descripción. 
3. Documentar la distribución geográfica y afinidad ambiental de cada especie, 
haciendo uso de literatura especializada y bases de datos. 
4. Documentar las variables ambientales en el Lago de Chalco durante el periodo de 
estudio. 
5. Investigar la relación entre las especies del fitoplancton y las variables 
ambientales. 
5 
6. Calificar la presencia de las especies en cuanto a la frecuencia de aparición que 
mostraron. 
MATERIALES Y MÉTODOS 
 
 
Área de estudio 
Origen y situación actual del Lago 
El Lago de Chalco se encuentra ubicado al sureste de la Ciudad de México, entre los 
límites de las zonas urbanas de la delegación Tláhuac (Ciudad de México) y el 
municipio de Valle de Chalco Solidaridad (Estado de México). Situado a una altura 
media de 2, 240 msnm (Herrera, 2011). Limitado al N por los domos volcánicos de 
la Sierra de Santa Catarina, al E por la Sierra Nevada, formada por los 
estratovolcanes Popocatépetl, Iztaccíhuatl, Telapón y Tláloc, al S por el campo 
volcánico monogenético de la Sierra Chichinautzin y al O por la Divisoria por la que 
corre la avenida México-Tulyehuaco (Ortega et al., 2015). 
Anteriormente el lago era alimentado por tres principales ríos: Amecameca, 
Tlalmanalco y San Francisco Acuautla; por otra parte, también recibía aporte de 
arroyos que bajaban por laderas de las Sierras de Santa Catarina y Chichinautzin 
durante la época de lluvias, así como de las aguas de numerosos manantiales 
localizados principalmente hacia la antigua ribera meridional de Chalco (Bouvier 
et. al., 1993). En la actualidad estos ríos han sido desviados y se les conoce como 
Canal la Compañía y Canal General, por lo que el Nuevo Lago de Chalco es 
alimentado solo por la acumulación de agua superficial. 
El origen del Nuevo Lago de Chalco se da por una depresión topográfica en la cual 
se genera una acumulación pluvial, cuya evolución y forma actual es controlada por 
la extensión y geometría de una colada de basaltos, proveniente de la Sierra de Santa 
6 
Catarina, ubicada a 50 m de profundidad de dentro de la secuencia lacustre (Ortiz y 
Ortega, 2007). 
Esta depresión fue causada por la operación de catorce pozos construidos en la 
planicie lacustre de Chalco a profundidades de 400 m en la década de 1980, 
denominada Sistema Mixquic-SantaCatarina (SMSC); para satisfacer parte de la 
creciente demanda de agua a la Zona Metropolitana de la Ciudad de México (Ortiz-
Zamora y Ortega- Guerrero, 2007) 
Este ambiente lacustre ha experimentado variaciones en su profundidad y extensión 
a lo largo de su historia (e.g. Iglesias, 1902; Caballero-Miranda, 1995), en la 
actualidad está reducido a un lago perenne en forma de C invertida (Ortiz y Ortega, 
2007; Ortega et al. 2015), ubicado 12 metros por debajo del nivel original del terreno, 
con una extensión de 1 000 – 1 500 ha (Ortiz y Ortega, 2007), un área de 5 km2 
(Lozano-García et al., 2017), una profundidad no mayor a los 3 m. y una longitud 
máxima de 4 Km. 
Uso de suelo y vegetación 
Presenta ̴ 30 km2 de pastizales y campos agrícolas que son terrenos ejidales de los 
pueblos originarios de la zona (e.g. Tulyehualco, Tláhuac, Mixquic) (Lozano- García 
et al., 2017). Dentro de estos campos agrícolas se encuentran principalmente cultivos 
de maíz, alfalfa, frijol y trigo (Buendía- Flores 2018). 
La vegetación dominante es el pastizal (4 %) y el matorral (1 %) en forma de 
manchones alrededor del cuerpo de agua, en la zona de inundación se desarrolla 
Scirpus lacustris y parcialmente asociado con el tular del borde se encuentra el pasto 
salobre Distichlis spicata (Familia Poaceae); la vegetación flotante es escasa y se 
encuentra representada por Hydrocotyle Américana (Familia Araliaceae) situada en 
zonas marginales muy someras con fondos lodosos (Bouvier et al. 1993; Barreiro-
7 
Güemes y López- Barreiro, 1997; Prontuario de información geográfica delegacional 
de los Estados Unidos Mexicanos Tláhuac y Valle de Chalco Solidaridad, Distrito 
Federal, 2018; Buendía-Flores 2018). 
Clima 
Presenta un clima templado subhúmedo, con una mínima de 4.2 °C en el mes de 
enero y una máxima de 28.3°C en el mes de mayo, definiendo dos periodos que son 
secas (octubre - mayo) y lluvias (junio- septiembre), su precipitación anual es de 
552.9 mm/a (SMN, 2018), siendo el viento el principal factor de mezcla en la 
columna de agua. 
Recolección y procesamiento de muestras 
Recolección in situ 
El estudio se basó en la toma de muestras mensuales durante 14 meses (marzo a junio, 
agosto, noviembre y diciembre de 2015, enero a julio de 2016) con un total de 42 
recolecciones. La toma de muestras se realizó en tres puntos dentro del lago 
geoposicionados como: Punto 1 (al centro) 19° 15’ 55.50” N, 98°58’ 39.1” O, 
Punto 2 (con influencia agrícola) 19° 16’ 11.52” N, 98° 16’13.47” O, Punto 3 
(con influencia urbana) 19° 16’ 13.47” N, 98° 59’ 8.6” O, de acuerdo con el área 
que se ha registrado con mayor profundidad en la zona pelágica del lago actualmente 
y se mantuvieron como puntos de recolección permanentes para la toma de todas las 
muestras de este estudio (Figura 1). 
8 
 
En cada punto se concentraron 5 litros de agua con una red de fitoplancton de 10 
micras de apertura de malla, en un volumen de 40 ml. Esta malla permitió conservar 
organismos de tamaño ≥ a 10 micras, sin embargo, se retuvo gran cantidad del 
nanoplancton. Además, se utilizó una red ≥ a 100 µm de apertura de malla para 
separar a los organismos del zooplancton que pudieran modificar la composición de 
la muestra fitoplanctónica, antes de ser preservada (formol 2.0 %) (Fotografía 1). 
Figura 1. Mapa del Lago de Chalco. Tomado de Google Earth. Barra=600 m. Puntos 
de colecta (flechas), ubicados en las zonas mas profundas del lago (2.0- 3.3 metros).
9 
 
Durante la colecta se registraron variables físico-químicas in situ, tales como pH, 
temperatura, conductividad, oxígeno disuelto y concentración de Clorofila-a (Sonda 
multiparamétrica DS-5, Hydrolab) e irradianza subacuática (Onset Pendant Data 
Logger, Hobo); ya en laboratorio se determinaron las concentraciones de 
nutrimentos inorgánicos disueltos (ortofosfato, dióxido de silicio, nitrato, nitrito y 
amonio) y fósforo total, (Espectofotómetro DR-1900, Hatch). 
Procesamiento en laboratorio 
Para la observación e identificación del material se realizaron dos preparaciones fijas 
de cada punto de colecta, montadas en gelatina glicerinada (González- González y 
Novelo-Maldonado, 1986), obteniendo un total de 6 preparaciones fijas por muestreo 
(por mes de colecta). El material se observó y fotografió en microscopio Nikon 
Eclipse 80ἰ con el uso de la cámara JENOPTIK ProgRes CT3. 
Para la identificación de los ejemplares se utilizó la siguiente literatura especializada: 
10 
John D.M. et al. 2011; Komárek et al. 1983; Komárek, 2003; Komárek, 2013; 
Komárek J. & J. Komárková-Legnerová. 2007. 
Se recopiló la distribución geográfica tanto mundial como particular para México de 
cada especie, así como los ambientes y formas de vida registrados para cada uno 
(Tabla 2). La información anterior fue tomada a partir de las bases de datos Guiry & 
Guiry 2019 y Novelo & Tavera 2019. De igual manera, esta misma información fue 
nuevamente consultada en las bases de datos de: https://www.sciencedirect.com/, 
http://login.webofknowledge.com/ y https://www.elsevier.com. Corroborando que 
la especie descrita por el autor correspondiente, hiciera referencia a la misma especie 
determinada para el Lago de Chalco. 
Las muestras fueron etiquetadas bajo la referencia de colección: CM, y depositadas 
en el herbario de la Facultad de Ciencias (FCME). 
RESULTADOS 
 
Composición de especies 
En este estudio se identificaron un total de 40 especies, de las cuales se tienen cuatro 
nuevos registros para México: Actinastrum fluviatile (Orden Chlorellales), 
Arthrospira massartii (Orden Oscillatoriales), Raphidiopsis mediterranea (Orden 
Nostocales) y Romeria okensis (Orden Synechococcales). 
A continuación, se presenta una lista de las 40 especies ordenadas alfabéticamente 
para cada género, según su pertenencia a cada orden de las divisiones observadas: 
Chlorophyta y Cyanoprokaryota (Cyanophyta, Cyanobacteria) (Tabla 1). 
 
 
https://www.sciencedirect.com/
http://login.webofknowledge.com/
https://www.elsevier.com/
11 
Tabla 1. Lista de especies clasificada por División y Orden 
División Orden Especie 
Chlorophyta Chlamydomonadales Pteromonas angulosa 
Chlorellales Actinastrum fluviatile 
Closteriopsis acicularis 
Dictyosphaerium 
ehrenbergianum 
Hindakia tetrachotoma 
Keratococcus bicaudatus 
Lagerheimia ciliata 
Lemmermannia triangularis 
Mucidosphaerium pulchellum 
Sphaeropleales Ankistrodesmus arcuatus 
Coelastrum microporum 
Desmodesmus abundans 
D. communis 
D. subspicatus 
Kirchneriella irregularis 
Monoraphidium circinale 
M. contortum 
M. griffthi 
Pseudopediastrum boryanum 
Pseudodidymocystis 
planctónica 
Scenedesmus alternans var. 
indicus 
S. obtusus 
Tetradesmus dimorphus 
T. lagerheimii 
Tetraëdron minimum 
T. triangulare 
Cyanoprokaryota Chroococcales Chroococcus mipitanens 
Microcystis aeruginosa 
Nostocales Anabaenopsis aff. elenkini 
Raphidiopsis mediterranea 
Oscillatoriales Anagnostidinema amphibium 
Arthrospira massartii 
Planktothrix agardhii 
Spirulinales Spirulina subtilissima 
Synechococcales Cyanotetras crucigenielloides 
Merismopedia marssonii 
Pseudanabaena catenata 
P. moniliformis 
Romeria hieroglyphica 
R. okensis 
 
Por número de especies, la división Chlorophyta (65%) fue la más importante 
(Figura 2) y estuvo conformada principalmente (65.38 %) por especies del orden 
Sphaeropleales (Figura 3); las Cyanoprokaryota (35%) representaron el grupo 
12 
codominante y estuvo conformado principalmente (42.86%) por especies del orden 
Synechococcales (Figura 4). La composición de especies (Tabla 1) de acuerdo con el 
orden al que pertenecieron sugirió que la fracción microplanctónica de Chalco 
estuvo compuesta por las clorofitas y la fracción nanoplanctónica por las cianofitas. 
 
 
13 
 
 
Frecuencia de Aparición y Distribución general de las especies 
Como se mencionó en métodos, las especies encontradas tambiénfueron clasificadas 
según la Frecuencia de Aparición (FA) dada en porcentaje, de acuerdo con una escala 
modificada a partir de Vargas (2011): 
 
Nivel Rango % Clasificación 
1 1- 40 Rara 
2 41- 60 Ocasional 
3 61- 100 Frecuente 
 
 
Esta información se encuentra (Tabla 2) separada en columnas, mostrando la FA 
tanto del 2015 como del 2016, y una FA Total de ambos años. De acuerdo con los 
14 
registros de distribución que se tienen de cada organismo (Guiry & Guiry 2019; 
Novelo & Tavera 2019), podemos clasificar a los organismos como propios de 
regiones Templadas (T), de regiones Tropicales (Tr), en especies que se distribuyen 
en regiones Templadas pero que presentan algunos registros en regiones Tropicales 
(T- Tr), especies Tropicales con algunos registros en zonas Templadas (Tr- T) o bien 
especies Cosmopolitas (C). 
Es importante mencionar que esta información además de ser extraída de las fuentes 
mencionadas, también fue corroborada autor por autor en buscadores especializados 
(citados en Materiales y Métodos). Tanto la distribución como los autores que 
reportaron la presencia de las especies se encuentra más adelante, en Descripciones 
Taxonómicas. 
Por último, se encuentran los ambientes y formas de vida en los que es más frecuente 
encontrar a estos organismos, basada en la literatura especializada y la base de datos 
de Novelo & Tavera 2019. 
Tabla 2. Porcentaje de la Frecuencia de aparición (FA%) de 2015 y 2016. Porcentaje de la 
Frecuencia de Aparición Total (FATot%). DISTRIBUCIÓN (Dist): Cosmopolitas (C), 
Templadas (T), Tropicales (Tr), Templadas con registros en regiones Tropicales (T-Tr) y 
Tropicales con registros en regiones Templadas (Tr-T). AMBIENTES: (1) Ambientes Termales 
(2) Arroyos (3) Canales (4) Cascadas (5) Cenotes (6) Charcos (7) Estanques (8) Humedales (9) 
Lagunas (10) Lagos (11) Manantiales (12) Pantanos (13) Lagunas de Oxidación (14) Presas 
(15) Ríos (16) Suelo (17) Acuarios (18) Embalses. FORMAS DE VIDA: (a) Fitoplancton (b) 
Metafiton (c) Perifiton (d) Bentos (e) Epilítica (f) Subaérea (g) Termófila. 
Especie FA % 
(2015) 
FA % 
(2016) 
FATot 
% 
Dist Ambientes Formas 
de Vida 
Pteromonas angulosa 95.24 80.95 88.10 T 3, 7, 10, 15 a 
Actinastrum fluviatile 100 95.24 97.62 T-Tr 10 a 
Closteriopsis acicularis 61.90 100 80.95 T-Tr 3, 6, 7, 10 a,b 
Dictyosphaerium 
ehrenbergianum 
57.14 38.10 47.62 T-Tr 6, 7, 8, 10, 15, 18 a, c 
Hindakia tetrachotoma 100 95.24 97.62 T-Tr 2, 6, 7, 10 a , b, c 
Keratococcus bicaudatus 100 100 100.00 T-Tr 3,7, 10, 16 a 
Lagerheimia ciliata 80.95 100 90.48 T-Tr 2, 3, 6, 9, 10, 14 a 
Lemmermannia 
triangularis 
95.24 95.24 95.24 C 2, 3, 6, 10 a, c 
Mucidosphaerium 
pulchellum 
52.38 42.86 47.62 T-Tr 2, 3, 5, 6, 7, 8, 10, 
14, 15 
a, c, e 
15 
Ankistrodemus arcuatum 85.71 100 92.86 C 3, 6, 7, 10, 14, 15 a, b, c 
Coelastrum microporum 47.62 0 23.81 C 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 
14, 15 
a, c 
Desmodesmus abundans 100 90.48 95.24 T-Tr 2, 3, 6, 7, 10, 15 a, b, e 
D. communis 57.14 66.67 61.90 Tr-T 10, 15 a, c 
D. subspicatus 14.29 23.81 19.05 T-Tr 10 a 
Kirchneriella irregularis 85.71 100 92.86 C 7, 10, 14, 15 a, d 
Monoraphidium circinale 100 100 100.00 T-Tr 5, 10 a 
M. contortum 95.24 100 97.62 C 2, 3, 6, 7, 10, 14, 15, 
16 
a, b, c 
M. griffthi 100 95.24 97.62 C 2, 10, 15 a, b, c 
Pseudopediastrum 
boryanum 
38.10 28.57 33.33 C 3, 6, 7, 8, 10, 14, 15, 
17 
a, c 
Pseudodidimocistis 
planctonica 
57.14 42.86 50.00 T 6 a 
Scenedesmus alternans 
var. indicus 
66.67 57.14 61.90 T 10, 14 a 
S. obtusus 66.67 71.43 69.05 T-Tr 2, 7 a 
Tetradesmus dimosphus 66.67 61.90 64.29 T-Tr 3, 6, 7, 8, 9, 11, 12, 
14, 15, 16, 17 
a, c 
T. lagerheimii 100 100 100.00 T-Tr 2, 3, 6, 7, 9, 8, 10, 
11, 13, 14 
a,b,c 
Tetraëdron minimum 61.90 42.86 52.38 Tr-T 2, 3, 8, 9, 6, 7, 10, 15 a, c 
T. triangulare 95.24 95.24 95.24 Tr-T 2, 6, 7, 10, 14, 15 a, c 
Chroococcus 
mipitanensis 
100 95.24 97.62 Tr 3,5, 6, 7, 8, 16 a, b, e, f 
Microcystis aeruginosa 100 100 100.00 C 3, 5, 6, 7, 10, 15, 18 a, c, d, f 
Anabaenospsis aff. 
elenkini 
95.24 76.19 85.71 T-Tr 10, 15, 18 a 
Raphidiopsis 
mediterranea 
100 85.71 92.86 T-Tr 10, 15 a 
Anagnostidinema 
amphibium 
100 100 100.00 T-Tr 7 a, d 
Arthrospira massartii 66.67 4.76 35.71 Tr-T 7, 11, 12 a 
Planktothrix agardhii 100 100 100.00 C 2, 3, 6, 7, 10, 15, 16 a, c, e 
Spirulina subtilissima 19.05 33.33 26.19 C 1, 2, 5, 6, 11 a, c, d, g 
Cyanotetras 
crucigenielloides 
100 100 100.00 Tr-T 10 a, b 
Merismopedia marssonii 100 100 100.00 T-Tr 10, 15 a, d 
Pseudanabaena catenata 95.24 100 97.62 T-Tr 2, 5, 6, 10, 11, 12, 
15, 16 
a, d, f, g 
Pseudanabaena 
moniliformis 
100 100 100.00 Tr 10 a 
Romeria hieroglyphica 61.90 100 80.95 Tr 7, 10 a 
Romeria okensis 28.57 100 64.29 T-Tr 15 a 
 
 
Sin considerar las especies raras u ocasionales, podemos decir que el fitoplancton 
del Lago de Chalco está representado por las clorofitas, mientras que el nanoplancton 
16 
lo representan las cianoprocariontas (Tabla 2). 
Es importante mencionar que aun cuando el método de recolección podría haber 
modificado el número de organismos recolectados favoreciendo las poblaciones de 
clorofitas, no pensamos que hubiera alterado la diversidad, puesto que ambos análisis 
tanto de composición de especies como de frecuencia están basados en el número de 
veces que la especie estuvo presente, por lo tanto, el número de organismos 
recolectados no altera la diversidad registrada. 
Variables físicoquímicas y nutrimentos 
De acuerdo con los datos de cada variable, el Lago de Chalco mantuvo una columna 
de agua tibia y poco iluminada (Tabla 3). Durante el estudio la temperatura fue de 
20°C- 21°C, la temperatura menor registrada fue de 16°C y la más alta fue de 24°C. 
Otra de las variables que no presentó grandes cambios fue el pH el cual fue básico 
entre 9.1- 10.5, los valores de Kd generalmente fueron mayores a 1.0. 
Según los valores de oxígeno disuelto (O2D mg l
-1), el lago presentó episodios de 
inmovilidad de la columna de agua, que no mostraron relación con una condición 
climática (temporada seca o de lluvias, época fría o época cálida) sin embargo, es 
posible distinguir un aumento en los valores de O2D mg l
-1 durante los meses de 
diciembre 2015 a marzo 2016 y de junio a julio 2016 (Tabla 3). 
En cuanto a la Clorofila a, las mayores concentraciones pudieron registrarse durante 
los meses abril - agosto 2015. El valor mínimo registrado para este estudio fue 22.6 
µg l-1 (noviembre 2015) mientras que el máximo fue de 334.5 µg l-1 (abril 2015). 
Retomando los criterios de la OECD (1982) el Lago de Chalco es hipertrófico, ya 
que la media para este estudio fue mayor a 100 mg l-1. 
Respecto a la conductividad, los valores fueron altos, situándose entre los valores 
17 
que autores como Roldán y Ramírez (2008) utilizan (500-2000 µS cm-1) para 
señalar cuerpos de agua fuertemente mineralizados. 
Tabla 3. Variables fisicoquímicas tomadas en cada punto de colecta del Lago de Chalco durante el 
periodo de muestreo. 
Muestras T° 
Celsius 
O2 D 
mg l-1 
Saturación 
OD% 
pH 
(unidades) 
K25 µS cm-1 
Conductividad 
Clorofila-
a µgl-1 
Kd 
(unidades) 
25/03/2015 
CM382 17.9 0.7 18.0 9.1 1744 
 
- 
CM383 18.2 1.0 58.5 9.4 1715 
 
- 
CM384 19.2 3.0 89.3 9.6 1734 
 
- 
28/04/2015 
CM388 21.3 0.4 32.5 9.4 1662 246.5 12.1 
CM389 20.7 0.7 2.0 9.5 1620 334.5 12.1 
CM390 20.6 1.0 10.9 9.4 1600 263.5 7.7 
27/05/2015 
CM395 21.2 3.4 47.0 10.5 1662 248.1 2.7 
CM396 21.1 1.7 41.8 9.7 1594 268.8 0.2 
CM397 21.0 1.1 14.6 9.6 1573 210.3 1.1 
26/06/2015 
CM402 23.8 3.9 54.0 9.1 1516 86.7 13.9 
CM403 23.6 3.3 50.6 9.6 1499 398.4 6.1 
CM404 20.1 0.2 2.2 9.8 1653 243.6 2.0 
26/08/2015 
CM409 20.8 4.0 47.2 9.8 1335 174.4 2.3 
CM410 21.2 4.4 58.1 10.0 1331 135.8 6.4 
CM411 21.0 4.0 51.4 10.1 1330 88.9 2.6 
18/11/2015 
CM418 21.2 5.8 80.5 9.5 1533 27.2 2.9 
CM419 20.2 1.7 24.59.3 1514 37.5 10.6 
CM420 20.8 1.7 25.0 9.4 1523 22.6 13.5 
03/12/2015 
CM423 18.7 10.0 70.3 9.6 1533 28.0 3.2 
CM424 18.2 13.1 56.1 9.0 1684 48.2 3.3 
CM425 18.7 11.7 48.9 9.0 1701 33.5 9.5 
25/01/2016 
CM428 15.0 12.9 62.3 9.2 1753 37.9 12.2 
CM429 16.0 12.7 60.8 9.2 1777 31.9 2.3 
CM430 18.2 18.2 134.5 9.4 1761 32.7 1.8 
24/02/2016 
CM434 18.6 23.4 106.5 9.4 1737 60.2 13.5 
18 
CM435 19.5 17.5 65.4 9.3 1738 70.1 15.1 
CM436 18.3 9.7 107.2 9.4 1754 65.9 16.0 
29/03/2016 
CM439 22.1 16.0 84.6 9.4 1882 76.4 10.5 
CM440 21.7 15.1 3.1 9.4 1878 60.0 1.1 
CM441 21.4 14.4 42.9 9.3 1866 69.8 14.6 
26/04/2016 
CM449 18.8 9.1 42.3 9.2 1962 92.0 12.4 
CM450 19.6 9.3 44.3 9.2 1947 88.4 12.2 
CM451 19.7 9.6 48.0 9.2 1946 97.8 1.2 
25/05/2016 
CM452 21.9 8.5 26.4 9.5 2021 84.7 2.1 
CM453 23.1 9.4 38.0 9.4 1995 77.8 7.5 
CM454 25.0 8.7 26.0 9.6 1959 107.6 7.3 
14/06/2016 
CM455 23.2 11.5 36.4 9.5 1931 109.7 14.7 
CM456 23.9 10.7 31.9 9.5 1932 116.8 13.9 
CM457 23.9 12.7 42.1 8.1 1905 111.3 8.5 
26/07/2016 
CM459 21.0 11.4 36.1 10.8 1807 96.3 8.1 
CM460 21.4 10.3 31.7 9.4 1835 87.7 1.9 
CM461 22.5 12.2 36.8 9.5 1841 84.6 7.6 
Desv. 
Estándar 
2.118 5.751 28.055 0.396 182.009 90.676 5.010 
Media 20.575 8.098 47.382 9.456 1720.845 116.818 7.616 
Coef. de 
Variación 
10% 71% 59% 4% 11% 78% 66% 
 
 
 
Los niveles de oxígeno disuelto en 2015 fueron bajos, presentando una media de 3.6 
mg l-1, mientras que para el 2016 la media fue mas alta 12.5 mg l-1. En la Figura 5 y 
6, se realizó una comparación de las variables oxígeno disuelto y Clorofila-a, 
mostrando que en niveles bajos de O2D mg l
-1 aumenta la concentración de 
Clorofila–a µg l-1. 
19 
 
 
20 
Por otra parte, comparando los valores obtenidos de Kd con las concentraciones de 
Clorofila-a (Figura 7) se puede observar que la clorofila disminuye cuando los 
valores de Kd aumentan. Durante el 2015 las unidades de Kd son menores y 
presentan las mas altas concentraciones de clorofila, sin embargo, conforme se 
atenua el agua (2016) la clorofila disminuye. 
 
 
Los fósforo- fosfatos (PO4-P mg l
-1) presentaron poca variación tanto en 2015 como 
en 2016, teniendo una media de 0.128 mg l-1. Con base en la concentración de fósforo 
total (Tabla 4) el Lago de Chalco mostró un nivel hipertrófico, de acuerdo con los 
límites propuestos por Lampert & Sommer (2007). 
21 
Los valores de amonio fluctuaron entre 0.03- 6.3 mg l-1, siendo una fuente importante 
de nitrógeno. 
Por otro lado, la proporción entre N16:P1 fue baja, siendo 1.00 el mínimo y 9.16 el 
máximo, evidenciando los altos contenidos de fósforo. 
 
Tabla 4. Concentraciones de Nutrimentos inorgánicos disueltos tomados en laboratorio. La 
primera columna presenta los valores de fósforo-fosfatos (PO4-P mg l-1) seguido de la 
concentración de fósforo total (Ptot mg l-1). Las tres últimas columnas muestran los valores de 
nutrimentos asimilables por los organismos y la proporción entre ellos (N: P). NID es la suma de 
nitrato (NO3-N mg l-1), nitrito (NO2-N mg l-1) y amonio (NH4-N mg l-1). Sílice (SiO2 mg l-1). 
Promedio (pr). 
Muestras PO4-P 
mg l-1 
Ptot 
mg l-1 
NO3-N 
 mg l-1 
NO2-N 
mg l-1 
NH4-N 
mg l-1 
SiO2 
mg l-1 
NID 
(pr) 
PO4-P 
(pr) 
N16 :P1 
25/03/2015 
CM382 0.11 0.33 0.14 0 0.12 39.2 
0.35 
 
 
0.10 
 
 
1.15 
 
CM383 0.09 0.28 0.38 0 0.05 36.3 
CM384 0.1 0.3 0.27 0.03 0.06 39.4 
28/04/2015 
CM388 0.4 1.09 0.95 0.00 0.72 49.7 
1.22 
 
 
0.39 
 
 
1.27 
 CM389 0.2 0.49 0.68 0.00 0.17 48 
CM390 0.57 1.30 0.99 0.00 0.15 41 
27/05/2015 
CM395 0.26 0.60 0.45 0.00 0.09 48.70 
0.57 
 
 
0.25 
 
 
1.00 
 
CM396 0.26 0.59 0.47 0.00 0.10 47.00 
CM397 0.23 0.53 0.50 0.00 0.11 47.1 
26/06/2015 
CM402 0.11 0.35 1.78 0.00 0.21 34.00 
2.01 
 
 
0.08 
 
 
5.70 
 
CM403 0.02 0.35 1.76 0.00 0.21 31.50 
CM404 0.10 0.36 1.85 0.00 0.23 34.20 
26/08/2015 
CM409 0.02 0.06 1.26 0.00 0.19 34.00 
1.64 
 
 
0.09 
 
 
5.92 
 
CM410 0.12 0.38 1.44 0.01 0.11 31.50 
CM411 0.13 0.39 1.73 0.00 0.17 34.20 
18/11/2015 
CM418 0.11 0.34 1.3 0.03 0.03 41.90 
0.74 
 
 
0.11 
 
 
2.10 
 
CM419 0.05 0.15 0.3 0.04 0.03 42.00 
CM420 0.18 0.56 0.4 0.05 0.03 22.10 
03/12/2015 
CM423 0.21 0.63 0.20 0.12 0.53 46.40 
0.58 
 
 
0.13 
 
 
1.45 
 
CM424 0.09 0.28 0.02 0.04 0.15 46.50 
CM425 0.09 0.28 0.02 0.42 0.23 37.50 
25/01/2016 
22 
CM428 0.19 0.58 0.02 0.03 4.73 44.10 
5.83 
 
 
0.21 
 
 
9.16 
 
CM429 0.20 0.62 0.06 0.06 6.16 37.20 
CM430 0.23 0.71 0.06 0.02 6.35 35.60 
24/02/2016 
CM434 0.06 0.20 0.10 0.01 1.40 43.10 
0.76 
 
 
0.05 
 
 
4.63 
 
CM435 0.04 0.14 0.10 0.04 0.27 33.70 
CM436 0.05 0.15 0.10 0.01 0.24 39.40 
29/03/2016 
CM439 0.11 0.32 0.25 0.00 0.31 39.50 
0.54 
 
 
0.11 
 
 
1.59 
 
CM440 0.12 0.36 0.25 0.01 0.30 38.40 
CM441 0.11 0.34 0.25 0.01 0.24 38.00 
26/04/2016 
CM449 0.12 0.37 0.09 0.01 0.10 39.40 
0.31 
 
 
0.07 
 
 
1.42 
 
CM450 0.03 0.09 0.38 0.01 0.08 35.40 
CM451 0.06 0.19 0.23 0.01 0.01 45.20 
25/05/2016 
CM452 0.12 0.37 0.14 0.00 0.24 33.10 
0.37 
 
 
0.09 
 
 
1.27 
 
CM453 0.06 0.20 0.18 0.01 0.23 36.90 
CM454 0.1 0.31 0.25 0.01 0.06 31.30 
14/06/2016 
CM455 0.05 0.20 0.00 0.01 0.27 30.00 
0.28 
 
 
0.04 
 
 
1.77 
 
CM456 0.03 0.13 0.02 0.02 0.24 32.50 
CM457 0.04 0.14 0.02 0.01 0.24 37.40 
26/07/2016 
CM459 0.11 0.32 0.20 0.01 0.28 27.00 
0.50 
 
 
0.08 
 
 
2.17 
 
CM460 0.02 0.07 0.20 0.01 0.30 22.50 
CM461 0.10 0.30 0.20 0.01 0.29 24.80 
Desv. 
Estándar 
0.104 0.245 0.550 0.065 1.452 6.809 
Media 0.128 0.375 0.475 0.025 0.619 37.540 
Coef. de 
Variación 
81% 66% 116% 262% 234% 18% 
 
 
Descripciones Taxonómicas 
A continuación, la lista de descripciones se encuentra organizada de igual manera 
que la Tabla 1. 
 
23 
Orden Chlamydomonadales 
 
PTEROMONAS Seligo 
 
Pteromonas angulosa (H.J. Carter) Lemmermann Fig. 1-2 
 
=Pteromonas alata (Cohn) Seligo 1887, Phacotus angulosus (Carter) Stein 1878, 
Pteromonas takedana G.S West. 
Células con una pared lisa ampliamente oval a casi circular que se encuentra 
truncado de la parte anterior en la vista frontal y elíptica con una constricción central 
en la vista lateral. Presenta un protoplasto en forma ovoide o lenticular con un 
cloroplasto masivo o en urna y rara vez en H, pirenoide grande y esférico que se 
encuentra posicionado de manera central a basal recubierto de gránulos de almidón. 
Medidas, incluyendo el grosor de la pared son: 12- 15 µm d largo, 11- 15 µm de 
ancho y 7-10 de ancho. 
 
Distribución 
 
(Como Phacotus angulosus (H.J. Carter) F. Stein) 
Europa: Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016) (Guiry & Guiry 2019). 
Norteamérica: Arkansas (Smith 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Pteromonas angulosa (H.J. Carter) Lemmermann) 
Europa: Gran Bretaña (Pentecost 2002, Whitton et al. 2003, John, Whitton & Brook 
2011), Alemania (Täuscher 2014, Täuscher 2016), Países Bajos (Veen et al. 2015), 
Portugal (Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998), Rumania 
(Caraus 2002, Caraus 2012, Caraus 2017), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), 
España (Álvarez Cobelas 1982, Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal 
Sanjurjo 1998), Suecia (Skuja 1948), Turquia (Europa) (Aysel 2005) (Guiry & Guiry 
2019). 
Norteamérica: Arkansas (Smith 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985), Brasil (Menees 2010) (Guiry & Guiry 
2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2008), India (Gupta 2012) (Guiry & 
24 
Guiry 2019). 
Asia: China (Hu & Wei 2006) (Guiry & Guiry 2019). 
Sureste de Asia: Singapur (Pham et al. 2011) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Zelanda (Broady et al. 2012) (Guiry & Guiry 
2019). 
(como Pteromonas takedana G.S. West) 
Europa: Países Bajos(Veen et al. 2015) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Pteromonas angulosa var. takedana (G.S. West) Pascher) 
Europa: Gran Bretaña (Whitton et al. 2003), Países Bajos (Veen et al. 2015) 
(Guiry & Guiry 2019). 
Asia: China (Hu & Wei 2006) (Guiry & Guiry 2019). 
Buenos Aires, ARGENTINA; North Carolina, Tennessee, ESTADOS UNIDOS; 
Buzsak, HUNGRÍA; ALEMANIA; Ciudad de México, MÉXICO; AUSTRIA 
(Novelo & Tavera 2019). 
Ambientes y formas de vida: Presentes en estanques, lagos, estanques de peces 
ríos, canales. Con registros en niveles hipereutróficos. Planctónica. 
Referencias de Herbario: CM382, CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, 
CM395, CM396, CM397, CM403, CM404, CM409, CM410, CM411, CM418, 
CM419, CM420, CM423, CM424, CM425, CM428, CM430, CM434, CM436, 
CM441, CM449, CM450, CM451, CM452, CM453, CM454, CM455, CM456, 
CM457, CM459, CM460, CM461. 
 
Orden Chlorellales 
 
ACTINASTRUM Lagerheim 
 
Actinastrum fluviatile (J. L. B. Schröder) Fott 1977 Fig. 3 
 
=Actinastrum hantzschii var. fluviatile (Schröd, 1899) 
 
Células de 7- 18 µm de largo y 2-3 µm de ancho, en grupos de 4-8 células, alargadas 
en forma de huso, que disminuyen su grosor de manera gradual conforme se acercan 
25 
a los extremos, rectas, cónicas y ligeramente curvados de la base. 
La parte inferior de las células redondeado, en contacto directo con las demás células 
del grupo; en la parte superior de las células en punta, expuestas, separadas de las 
puntas de las demás células. 
Cloroplasto dentro de una envoltura espesa, pirenoide no perceptible. 
 
Distribución 
 
(Como Actinastrum hantzschii var. fluviatile J.B.L. Schröder) 
Europa: Gran Bretaña (Whitton et al. 2003), Países Bajos (Veen et al. 2015), 
Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), Turquía (Europa) (Aysel 2005) (Guiry & 
Guiry 2019). 
Norteamérica: Great Lakes (Prescott 1962) (Guiry & Guiry 2019). Sur de América: 
Argentina (Tell 1985) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Taiwan (Shao 2003- 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Actinastrum fluviatile (J.L. Schröder) Fott) 
Europa: Baltic Sea (Hällfors 2004), Alemania (Täuscher 2014, Täuscher 2016), 
Países Bajos (Veen et al. 2015), Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, Caraus 2017), 
España (Alvárez Cobelas & Gallardo 1986, Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & 
Aboal Sanjurjo 1998) (Guiry & Guiry 2019). 
Norteamérica: México (Figueroa- Torres et al. 2015) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: China (Hu & Wei 2006, Liu & Hu et al. 2012), Rusia (Medvedeva & Nikulina 
2014), Taiwan (Shao 2003- 2014, Anon. 2012), Turquía (Asia) (Varol & Sen 2014) 
(Guiry & Guiry 2019). 
Ambientes y formas de vida: Planctónica en lagos, ríos, particularmente en zonas de 
inundación en ríos anchos. 
Esta especie se observó en el Lago de Chalco durante todo el periodo de muestreo. 
Referencias de herbario: CM382, CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, 
CM395, CM396, CM397, CM402, CM403, CM404, CM409, CM410, CM411, 
CM418, CM419, CM420, CM423, CM424. CM425, CM428, CM430, CM434, 
26 
CM435, CM436, CM439, CM440, CM441, CM449, CM450, CM451, CM452, 
CM453, CM454, CM455, CM456, CM457, CM459, CM460, CM461. 
CLOSTERIOPSIS Lemmermann 
 
Closteriopsis acicularis (Chodat) J.H. Belcher and Swale 1962. Fig. 4 
 
= Ankistrodemus falcatus var. tumidus (G.S. West) 
 
Células alargadas fusiformes rectas de 51-88 µm de largo y 4-5 µm de ancho, los 
extremos de las células se agudizan en forma cónica, presentan cloroplasto parietal 
y de 1 a 8 pirenoides. 
Distribución: 
 
(Como Ankistrodesmus falcatus var. tumidus (West & G.S. West) G.S. West) 
Norteamérica: Great Lakes (Prescott 1962), Territorios del Noroeste (Sheath & 
Steinman 1982) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: India (Gupta 2012), Irak (Maulood et al. 2013), Pakistan (Hussain 
et al.2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Closteriopsis longissima var. acicularis G.M. Smith) 
Europa: Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2008) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Closteriopsis acicularis (Chodat) J.H. Belcher & Swale) 
Europa: Gran Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton et al. 2003, John, Whitton 
& Brook 2011), República Checa y/o Eslovaquia (Ettl & Gärtner 1995), Francia 
(Anon 2017), Alemania (Täuscher 2014, Täuscher 2016), Países Bajos (Veen et al. 
2015), Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, Caraus 2017), Eslovaquia (Hindák & 
Hindáková 2016), España (Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 
1998, Fanés Treviño, Comas González & Sánchez Castillo 2009), Turquía (Europa) 
(Aysel 2005) (Guiry & Guiry 2019). 
Islas del Caribe: Cuba (Comas González 2009) (Guiry & Guiry 2019). 
27 
Sur de América: Brasil (Ferragut et al. 2005, Fonseca & Bicudo 2008, Crossetti & 
Bicudo 2008, Menezes 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
África: Sudan (Reinhold 1937) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Israel (Barinova, Tavassi & Nevo 2006) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Rusia (Medvedeva & Nikulina 2014), Taiwan (Shao 2003-2014), Tayikistán 
(Barinova, Boboev & Hisoriev 2016), Turquía (Asia) (Varol & Sem 2014) (Guiry & 
Guiry 2019). 
Nueva Zelanda (Broady et al. 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
Xochimilco, Ciudad de México, Catemaco, Veracruz, Tabasco, Michoacán, 
México; Cuba; República Checa (Novelo & Tavera 2019). 
 
Ambientes y formas de vida: presente en canales, lagos, aguas estancadas, charcos, 
estanques, lagos cráter; metafítica, planctónica. 
Esta especie se observó en el Lago de Chalco durante todo el periodo de muestreo. 
Referencias de herbario: CM382, CM383, CM389, CM390, CM395, CM396, 
CM397, CM403, CM404, CM410, CM411, CM418, CM420, CM428, CM429, 
CM430, CM434, CM435, CM436, CM439, CM440, CM441, CM449, CM450, 
CM451, CM452, CM453, CM454, CM455, CM456, CM457, CM459, CM460, 
CM461. 
DICTYOSPHAERIUM Nägeli 
 
Dictyosphaerium ehrenbergianum (NÄG 1849) Fig. 5 
 
Colonias de flotación libre, en su mayoría de vistas a lo ancho tienen forma esféricas 
a ovaladas, con 4- 12- 16 células. Vistas transversalmente son ovales a elipsoidales, 
sujetas de su lado más largo con filamentos de mucílago. Presentan un cloroplasto 
en forma de copa y un pirenoide. La colonia puede llegar a medir 32- 35 µm, las 
dimensiones por célula van de 5-6 µm. 
Distribución 
28 
 
Europa: Baltic Sea (Hällfors 2004), Black Sea (BSPC Editorial Board 2014), Gran 
Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton et al. 2003, John, Whitton & Brook 2011, 
Krienitz et al. 2012), Francia (Anon, 2017), Georgia (Barnova et al. 2011, Barinova 
& Kukhaleishvili 2014), Alemania (Täuscher 2014, Täuscher 2014, Täuscher 2016), 
Italia (López-Rodas et al. 2009), Países Bajos (Veen et al. 2015), Rumania (Caraus 
2002, Caraus 2012, Caraus 2017), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), España 
(Alvárez Cobelas & Gallardo 2986, Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal 
Sanjurjo 1998, Fanés Treviño, Comas González & Sánchez Castillo 2009, Fanés 
Treviño et al. 2009, Pérez, Maidana & Comas 2009), Suecia (Skuja 1948), Turquía 
(Europa) (Aysel 2005) (Guiry & Guiry 2019). 
Norteamérica: Great Lakes (Prescott 1962), Québec (Poulin, Hamilton & Proulx 
1995) (Guiry & Guiry 2019). 
Islas del Caribe: Cuba (Comas-González et al. 2017) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985), Brasil (Bicudo & Ventrice 1968, Bicudo et 
al. 1999, Menezes 2010, Ramos et al. 2015) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2008), India (Gupta 2012), Irak 
(Maulood et al. 2013) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: China (Hu & Wei 2006), Korea (Kim & Kim 2012), Rusia (Medvedeva & 
Nikulina 2014), Taiwan (Shao 2003-2014, Shao 2003-2014), Turquía (Asia) (Varol 
& Sen 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Gales del Sur (Day et al. 1995, Ling & Tyler 
2000), Nueva Zelanda (Broady et al. 2012), Victoria (Dayet al. 1995) (Guiry & 
Guiry 2019). 
Estado de México, Faja Volcánica, Veracruz, Ciudad de México, Morelos, Jalisco, 
Zacatecas, MÉXICO; Córdoba, Buenos Aires, ARGENTINA; Minas Gerais, BRASIL; 
New York, North Carolina, Illinois, Michigan, Montana, New Jersey, ESTADOS 
UNIDOS; SUECIA; HUNGRÍA; Puno, PERÚ; Bremen, ALEMANIA; JAVA; NUEVA 
ZELANDA (Novelo & Tavera 2019). 
Ambientes y formas de vida: Presentes en estanques con plantas acuáticas, pantanos, 
planctónica y litoral de estanques, lagos y ríos. 
Presentes en lagos (turbosos y/o someros), ríos, estanques, charcos, humedales, 
embalses. Planctónica y perifítica. 
29 
Referencias de herbario: CM382, CM396, CM397, CM403, CM404, CM409, 
CM410, CM418, CM419, CM420, CM423, CM425, CM428, CM440, CM450, 
CM451, CM452, CM453, CM455, CM457. 
 
HINDAKIA (C. Bock, Proschold & Krienitz 2010) 
 
Hindakia tetrachotoma (Printz) C. Bock, Pröschold & Krienitz Fig. 6 
 
= Dictyosphaerium pulchellum var. ovatum (Korshikov); Dyctiosphaerium 
tetrachotomum (Printz 1914) 
Colonias de 4 células de 12- 14 (-15) µm, la colonia puede ser irregular a esférica. 
Células de 2-3 x 5-6 µm, ligeramente asimétricas a ovaladas. Presentan un cloroplasto 
en forma de copa, basal, siempre con un pirenoide. 
 
 
Distribución 
 
Europa: Baltic Sea (Hällfors 2004), Gran Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton 
et al. 2003, John, Whitton & Brook 2011), Francia (Anon. 2017), Alemania 
(Täuscher 2014), Países Bajos (Veen et al. 2015), Rumania (Caraus 2002, Caraus 
2012), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), España (Cambra Sánchez, Álvarez 
Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998, Fanés Treviño et al. 2009, Fanés Treviño, Comas 
González & Sanchez Castillo 2009, Fanés Treviño et al. 2009, Pérez, Maidana & 
Comas 2009, Pérez, Comas & Maidana 2010), Turquía (Europa) (Aysel 2005) (Guiry 
& Guiry 2019). 
Sur de América: Brasil (Menezes 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2008), India (Gupta 2012) (Guiry & 
Guiry 2019). 
Asia: Rusia (Medvedeva & Nikulina 2014), Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & 
Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Territorios del Norte (Day et al. 1995, Ling & Tyler 2000) 
(Guiry & Guiry 2019). 
30 
Baltic Lake District, ALEMANIA; Ciudad de México, Veracruz, Michoacán, 
MÉXICO; ISLAS GUADALOUPE; AUSTRIA (Novelo & Tavera 2019). 
Ambientes y formas de vida: Presente en arroyos, lagos, charcos y estanques; en 
ambientes eutróficos. Planctónica, metafítica, perifítica. 
Planctónica en aguas débiles a fuertemente eutróficas en la zona templada, en el caso 
de los hallazgos tropicales (Komárek & Fott, 1983) 
Referencias de herbario: CM382, CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, 
CM395, CM396, CM397, CM402, CM403, CM404, CM409, CM410, CM411, 
CM418, CM419, CM420, CM423, CM424, CM425, CM428, CM429, CM434, 
CM435, CM436, CM439, CM440, CM441, CM449, CM450, CM451, CM452, 
CM453, CM454, CM455, CM456, CM457, CM459, CM460, CM461. 
KERATOCOCCUS Pascher 
 
Keratococcus bicaudatus (A. Braun ex Rabenhorst) J.B. Petersen. 1928 Fig. 7-8 
 
= Dactylococcus bicaudatus (Rabenh 1868); Dactyococcus caudatus var. 
bicaudatus (Hansg 1886); Ourococcus bicaudatus (Grob. 1909); Keratococcus 
caudatus (Pasch 1915). 
Células de 4-5 µm de ancho por 23-24 µm de largo; poseen forma fusiforme, 
ligeramente asimétricas y curvadas; al final, en extremos de la célula en forma 
cónica, cloroplasto parietal. 
Distribución: 
 
Xochimilco, Tláhuac, Ciudad de México, Michoacán, MÉXICO; y REPÚBLICA 
CHECA (Novelo & Tavera 2019). 
(Como Dactylococcus bicaudatus A. Braun ex Rabenhorst) 
Europa: Gran Bretaña (John & Tsarenko, 2002), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 
2016) (Guiry & Guiry 2019). 
31 
Suroeste de Asia: India (Gupta, 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
Autralia y Nueva Zelanda: Nueva Zelanda (Broady et al. 2012) (Guiry & Guiry 
2019). 
(Como Ourococcus bicaudatus (A. Braun) Grobéty) 
Sur de América: Brasil (Bicudo et al. 1999) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Victoria (Day et al. 1995) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Keratococcus caudatus Pascher) 
Europa: Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Keratococcus bicaudatus (A. Braun ex Rabenhorst) J.B. Petersen) 
Ártico: Ártico (Patova, Davdov & Andreeva 2015) (Guiry & Guiry 2019). 
Europa: Gran Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton et al. 2003, John, Whitton 
& Brook, 2011), Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, Caraus 2017), Rusia 
(Novakovskaya & Patova 2008), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), España 
(Alvárez Cobelas & Gallardo 1986, Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal 
Sanjurjo 1998) (Guiry & Guiry 2019). 
Norteamérica: México (Figueroa-Torres et al. 2015) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Brasil (Bicudo et al. 1999) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2011), India (Gupta, 2012) (Guiry & 
Guiry 2019). 
Sureste de Asia: Singapur (Pham et al. 2011) (Guiry & Guiry 2019). Nueva 
Zelanda (Broady et al. 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
 
Ambientes y formas de vida: presente en canales, suelos, estanques, lagos cráter; 
generalmente planctónica. 
Esta especie se observó en el Lago de Chalco durante todo el periodo de muestreo. 
Referencias de herbario: CM382, CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, 
CM395, CM396, CM397, CM402, CM403, CM404, CM409, CM410, CM411, 
CM418, CM419, CM420, CM423, CM424, CM425, CM428, CM429, CM430, 
CM434, CM435, CM436, CM439, CM440, CM441, CM449, CM450, CM451, 
CM452, CM453, CM454, CM455, CM456, CM457, CM459, CM460, CM461. 
32 
LAGERHEIMIA Chodat 
 
Lagerheimia ciliata (Lagerheim) Chodat 1895 Fig. 9 
 
=Chodatella ciliata (Lagerheim) Lemmermann 
 
Células ovaladas, elípticas, cilíndricas o romboides, cuyos extremos redondeados 
disminuyen gradualmente. Dispuestas de manera irregular dentro de un mucílago 
incoloro. En cada polo de la célula se forma un anillo de 4-7 u 8 espinas incoloras, 
cuya forma es recta a curvada. Presentan un cloroplasto parietal que ocupa ¾ partes 
del protoplasma, con un pirenoide. Las células miden 9- 10 µm de largo y 5- 7.41 
µm de ancho. Espinas de 7- 10 µm de largo. 
Distribución 
Suecia; Buenos Aires, Argentina; Baltic Lake District, Alemania; Cantera Oriente, 
Xochimilco, Ciudad de México, Valle de Bravo, Estado de México, Catemaco, 
Veracruz, México; Jamaica; Cuba; Wisconsin, EU. (Novelo & Tavera 2019). 
 
Ambientes y formas de vida: Presente en lagos, lagunas, arroyos, charcos, presas, 
canales; Planctónica 
 
Referencias de herbario: CM382, CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, 
CM396, CM397, CM402, CM404, CM409, CM410, CM411, CM418, CM419, 
CM423, CM424, CM428, CM429, CM430, CM434, CM435, CM436, CM439, 
CM440, CM441, CM449, CM450, CM451, CM452, CM453, CM454, CM455, 
CM456, CM457, CM459, CM460, CM461. 
LEMMERMANNIA (Chodat 1900) 
 
Lemmermannia triangularis (Chodat) C. Bock & Krienitz Fig. 10 
 
=Tetrastrum glabrum (Y.V.Roll) Ahlstrom et Tiffany; T. staurogeniaeforme var. 
glabrum Y.V.Roll, Crucigenia minima (Fitschen) Brunnthaler; Staurogenia 
triangularis (Chodat); Tetrastrum triangulare (Chodat) Komárek 
33 
Cenobio compuesto de cuatro células redondas o más o menos triangulares, 
envueltas en un mucilago, miden 4-6 µm de ancho, presentan pirenoide, se 
encuentran dispuestas en rombo o cuadrado, ausencia de espinas, pared lisa. 
Distribución: 
 
(Como Crucigenia triangularis (Chodat) Schmidle) 
Europa: Elovaquia (Hindák & Hindáková 2016) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: India (Gupta 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Gales del Sur (Day et al. 1995) (Guiry & Guiry 
2019). 
(Como Staurogenia triangularis Chodat) 
Europa: Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016) (Guiry & Guiry 2019). Asia: 
Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Tetrastrum triangulare (Chodat) Komárek) 
Europa: Mar Báltico (Hällfors 2004), Gran Bretaña (John & Tsarenko 2002,Whitton 
et al. 2002, John, Whitton & Brook 2011), Bulgaria (Stoyneva-Gärtner et al. 2015), 
República Checa (Hasler, Handák & Handákova 2007), Georgia (Barinova et al. 
2011), Alemania (Mauch & Schmedtje 2003), Países Bajos (Veen et al. 2015), 
Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, Caraus 2017), Rusia (Fenchel et al. 1995, 
Patova & Demina 2007), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), España (Álvarez 
Cobelas & Gallardo 1986, Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 
1998, Fanés Treviño, Comas González & Sánchez Castillo 2009, Pérez, Comas & 
Maidana 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Islas del Caribe: Cuba (Comas González 2009, Comas González et al. 2017) 
(Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985), Brasil (Bicudo et al. 1999, Ferragut et al. 
2005, Menezes 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: China (Liu & Hu et al. 2012), Rusia (Medvedeva & Nikulina 2014), Taiwan 
(Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Lemmermannia triangularis (Chodat) C.Bock & Krienitz) 
Europa: Alemania (Täuscher 2014-2016), Rumania (Caraus 2017) (Guiry & Guiry 
2019). 
34 
Sur de América: Brasil (Assis et al. 2018) (Guiry & Guiry 2019). 
Baltic Lake District, Alemania; Cuba; Veracruz, Xochimilco, Ciudad de México, 
Pátzcuaro, Michoacán, México (Novelo & Tavera 2019). 
Ambientes y formas de vida: Presentes en arroyos, charcos, canales y lagos. 
Planctónica y perifítica. 
Referencias de herbario: CM382, CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, 
CM395, CM396, CM397, CM402, CM403, CM404, CM409, CM410, CM411, 
CM418, CM419, CM423, CM424, CM425, CM428, CM430, CM434, CM435, 
CM436, CM439, CM440, CM441, CM449, CM450, CM451, CM452, CM453, 
CM454, CM455, CM456, CM457, CM459, CM460, CM461. 
MUCIDOSPHAERIUM (C. Bock, Proschold & Krienitz 2011) 
 
Mucidosphaerium pulchellum (H.C. Wood) C. Bock, Proschold & Krienitz Fig. 11 
= Dictyosphaerium pulchellum (WOOD 1872) 
 
Colonias de 4- 8- 32 células con forma esférica, ovaladas o ligeramente irregulares 
con células distantes que se aproximan y casi se tocan en el caso de colonias viejitas. 
Presentan un cloroplasto en forma de copa con un pirenoide. 
La colonia puede tener dimensiones de 23 – 31 µm de diámetro, cada célula 3- 5 µm 
de diámetro. 
Distribución 
Europa: Baltic Sea (Hällfors 2004), Black Sea (BSPC Editorial Board 2014), Gran 
Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton et al. 2003, John, Whitton & Brook 2011), 
Georgia (Barinova et al. 2011), Alemania (Täuscher 2014), Países Bajos (Veen et al. 
2015), Polonia (Wolowski & Kowalska 2009), Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, 
Caraus 2017), Rusia (Europa) (Fenchel et al. 1995, Stenina & Patova 2007, Patova 
& Demina 2007, Patova & Demina 2008), Eslovaquia (Hinák & Hindáková 2016, 
Hindák & Hindáková 2016), España (Alvárez Cobelas & Gallardo 1986, Cambra 
Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998, Fanés Treviño et al., 2009, Fanés 
35 
Treviño, Comas González & Sánchez Castillo 2009), Suecia (Skuja 1948), Turquía 
(Europa) (Aysel 2005) (Guiry & Guiry 2019). 
Norteamérica: Arkansas (Smith 2010), Great Lakes (Prescott 1962), Québec 
(Poulin, Hamilton & Proulx 1995), Tennessee (Johansen et al. 2007) (Guiry & Guiry 
2019). 
Islas del Caribe: Alabama (Ettl & Gärtner 1995), Cuba (Comas González 2008) 
(Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985), Brasil (Bicudo & Ventrice 1968, Bicudo et 
al. 1999, Ferragut et al. 2005, Menezes 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2008), India (Gupta 2012), Irak 
(Maulood et al. 2013), Israel (Barinova, Tavassi & Nevo 2006, Barinova & Tavassi 
2009, Barinova, Tavassi & Glassman 2009) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Mar Caspio (Bagheri & Fallahi 2014), China (Hu & Wei 2006), Corea (Kim 
& Kim 2012), Nepal (Hirano 1969), Rusia (Bessudova et al. 2014), Taiwan (Shao 
2003-2014), Turquía (Asia) (Varol & Sen 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur este de Asia: Singapur (Pham et al. 2011) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Australia (Ling & Tyler 2000), Nueva Gales del 
Sur (Day et al. 1995), Nueva Zelanda (Broady et al. 2012), Territorios del Norte (Day 
et al. 1995), Queensland (Day et al. 1995, Phillips 2002, Bostock & Holland 
2010), Sur de Australia (Day et al. 1995), Tasmania (Day et al. 1995), Victoria (Day 
et al. 1995) (Guiry & Guiry 2019). 
Islas del Pacífico: Islas Hawaianas (Sherwood 2004) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Dictyosphaerium incipiens Deason) 
Norteamérica: Alabama (Deason 1969) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
MÉXICO: Estado de México, Hidalgo, Faja Volcánica, Michoacán, Veracruz, 
Ciudad de México, Yucatán, Jalisco, Colima; ESTADOS UNIDOS: Pennsylvania, 
New York, North Carolina, Colorado, Virginia, Tennessee, Illinois; BRASIL: Minas 
Gerais; SUECIA; ARGENTINA: Buenos Aires, Patagonia, Jujuy; Titicaca, BOLIVIA; 
CANADÁ: British Columbia; NEPAL: Himalaya; JAPÓN; HUNGRÍA; ALEMANIA: 
Bremen, Baltic Lake District; CUBA; ZAMBIA: Lago Kariba; ZIMBABWE; JAVA; 
36 
NUEVA ZELANDA; ISLAS GUADALOUPE; JAMAICA (Novelo & Tavera 2019). 
Ambientes y formas de vida: Presente en lagos, ríos, lagos turbosos, charcos, 
estanques, lagos alpinos, estanques de peces, arroyos, humedales, canales, presas, 
cenotes. 
Referencias de herbario: CM382, CM388, CM390, CM397, CM402, CM403, 
CM404, CM410, CM411, CM418, CM423, CM428, CM435, CM441, CM449, 
CM450, CM452, CM453, CM454, CM457. 
 
Orden Sphaeropleales 
 
ANKISTRODESMUS Corda 1838 
 
Ankistrodesmus arcuatus (Korshikov) Fig. 12 
 
=Ankistrodesmus arcuatus (Korshikov); Ankistrodesmus pseudomirabilis 
(Korshikov); A. sabrinensis (J.H. Belcher; Monoraphidium arcuatum (Korshikov) 
Hindák 1970 
Células de (0.9-) 1 µm de ancho y 30(-33) µm de largo, en forma de huso, las cuales 
se estrechan gradualmente hacia los extremos, hasta terminar en punta; arqueada a 
ligeramente sigmoidea y ligeramente helicoidales, en los extremos a veces con una 
punta ligeramente doblada. Cloroplasto que cubre casi por completo la pared celular; 
sin pirenoide. 
 
Distribución 
 
(Como Monoraphidium arcuatum (Korshikov) Hinák) 
Europa: Mar Báltico (Hällfors 2004),Mar Negro (BSPC Editorial Board 2014), Gran 
Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton et al. 2003, John, Whitton & Brook 2011), 
Francia (Anon. 2017), Georgia (Barinova & Kukhaleishvili 2014), Alemania (Mauch 
& Schmedtje 2003, Täuscher 2014, Täuscher 2016), Países Bajos (Veen et al. 2015), 
Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, Caraus 2017), Rusia (Fenchel et al. 1995, 
Patova & Demina 2007, Patova & Demina 2008),Eslovaquia (Hinák & Hináková 
37 
2016), España (Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998, Ganés 
Treviño, Comas González & Sánchez Castillo 2009, Pérez, Maidana & Comas 2009, 
Pérez, Comas & Maidana 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Norteamérica: México (Figueroa-Torres et al. 2015), Québec (Poulin, Hamilton & 
Proulx 1995) (Guiry & Guiry 2019). 
Islas del Caribe: Cuba (Comas González 2009) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Brasil (Ferragut et al. 2005, López et al. 2005, Menezes 2010, 
Ramos et al. 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de América: Bangladesh (Ahmed et al. 2008), India (Gupta 2012), Israel 
(Barinova, Tavassi & Nevo 2006, Barinova & Tavassi 2009, Barinova, Yeuda & 
Nevo 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Rusia (Bessudova et al. 2014), Rusia del este (Medvedeva & Nikulina 2014), 
Taiwan (Shao 2003-2014, Anon. 2012), Tayikistán (Barinova, Boboev & Hisoriev 
20169, Asia; Victoria (Ling & Tyler 2000) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia- Nueva Zelanda: Victoria (Ling & Tyler 2000) (Guiry & Guiry 2019). 
 
ARGENTINA: Buenos Aires; MÉXICO: Hidalgo, Tlaxcala, México, Xochimilco, 
Ciudad de México, Faja Volcánica, Veracruz, Morelos, Colima, Michoacán; 
ALEMANIA: Baltic Lake District; REPÚBLICA CHECA; ESLOVAQUIA; EGIPTO; 
CUBA. (Novelo & Tavera 2019). 
Ambientes y formas de vida: Pueden encontrarse en charcos, estanques, lagos, 
presas, canales,sin embargo son frecuentes en estanques ricos en nutrientes y ríos. 
Presente en plancton y metafiton, aunque también de manera bentónica y perifítica. 
Referencia de herbario: CM383, CM384, CM389, CM390, CM395, CM396, 
CM397, CM402, CM403, CM404, CM409, CM410, CM411, CM418, CM419, 
CM420, CM424, CM425, CM428, CM429, CM430, CM434, CM435, CM436, 
CM439, CM440, CM441, CM449, CM450, CM451, CM452, CM453, CM454, 
CM455, CM456, CM457, CM459, CM460, CM461. 
COELASTRUM Nägeli 
 
Coelastrum microporum (Nägeli in A.Braun 1855) Fig. 13-15 
38 
 
=Coelastrum robustum (Hantsch 1868); Pleurococcus regularis (Atari 1892); 
Chlorella regularis (Artari) Oltmanns 1904. 
 
Cenobio esférico compuesto por 7- 8 con un diámetro de 10.7- 22 µm. Células 
esféricas a ovoides de (3.9-) 5- 7(-8) µm de ancho, unidas sin proyecciones que las 
conecten, los espacios entre las células son pequeños y triangulares. 
 
Distribución 
México (Novelo & Tavera, 2019) 
 
Europa: Mar Báltico (Hällfors 2004), Mar Negro (Consejo Editorial BSPC 2014), 
Gran Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton et al. 2003, John Whitton & Brook 
2011), República Checa (Stirk et al. 2013), Georgia (Barinova & Kukhaleishvili 
2014), Alemania (Hegewald et al. 2010, Täuscher 2014), Portugal (Cambra Sánchez, 
Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998), Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012), 
Rusia (Europa) (Stenina & Patova 2007, Patova & Demia 2007), España (Alvárez 
Cobelas & Gallardo 1986, Aboal 1988, Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal 
Sanjurjo 1998, Zafra & Aboal 2004, Fanés Treviño, Comas González & Sánchez 
Castillo 2009, Pérez, Maidana & Comas 2009, Pérez, Comas & Maidana 2010), 
Suecia (Skuja 1948), Turquía (Europa)(Aysel 2005, Ersanli & Gönülol 2006) (Guiry 
& Guiry 2019). 
 
Islas Atlánticas: Islas Canarias (Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal 
Sanjurjo 1998) (Guiry & Guiry 2019). 
 
Norteamérica: Arkansas (Smith 2010), Great Lakes (Prescott 1962), Minnesota 
(Hegewald et al. 2010), Territorios del Noroeste (Sheath & Steinman 1982), 
Tennessee (Johansen et al. 2007) (Guiry & Guiry 2019). 
 
Sur de América: Argentina (Tell 1985), Brasil (Bicudo & Bicudo 1967, Bicudo et al. 
1999, Menezes 2010, Ramos et al. 2015) (Guiry & Guiry 2019) 
 
África: Sudán (Reinhold 1937) (Guiry & Guiry 2019). 
 
Suroeste de Asia: India: India (Gupta 2012), Irak (Maulood et al. 2013), Israel 
(Barinova, Tavassi & Nevo 2006, Barinova & Tavassi 2009, Barinova, Yeuda & 
39 
Nevo 2010, Barinova et al. 2004) (Guiry & Guiry 2019). 
 
Asia: Mar Caspio (Bagheri & Fallahi 2014), China (Hu & Wei 2006, Liu & Hu et al. 
2012), Rusia (Extremo Oriente) (Medvedeva & Nikulina 2014), Taiwán (Shao 2003-
2014, Anon. 2012), Tayikistán (Barrinova, Boboev & Hisoriey 2016), Turquía 
(Asia) (Varo & Sen 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Gales del Sur (Day et al. 1995), Nueva Zelanda 
(Broady et al. 2012) (Guiry & Guiry 2019) 
 
Ambientes y formas de vida: Presentes en lagunas, charcos, riberas de arroyos 
alcalinos, lagos, canales, cenotes, ríos, presas, estanques y humedales. Soportan la 
contaminación y la sal, mesosaprobio. Planctónica, epífita, perifítica, bentónica. 
Referencias de herbario: CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, CM395, 
CM396, CM403, CM404, CM411. 
DESMODESMUS (Chodat) S.S. An, T. Friedl & E. Hegewald 
 
Desmodesmus abundans (Kirchner) E.H. Hegewald 2000 Fig. 16 
 
=Scenedesmus quadrispina (Chodat) 
 
Cenobio de 2-4 células, ovoides, cilíndricas con extremos redondeados en las células 
internas, las células externas presentan una espina recta a ligeramente curveada en 
cada ápice. Dimensiones: 6 – 7 µm de largo y 2- 3 µm de ancho. Espinas 6- 7 µm de 
largo. 
Distribución 
 
(Como Scenedesmus caudatus f. abundans Kirchner) 
Europa: Países Bajos (Veen et al. 2015), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016) 
(Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus quadricauda var. abundans (Kirchner) Hansgirg) 
40 
Europa: Países Bajos (Veen et. al. 2015), Rumania (Caraus 2002) (Guiry & Guiry 
2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985) (Guiry & Guiry 2019). Asia: Taiwan (Shao 
2003- 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus abundans (O. Kirchner) Chodat) 
Europa: Mar Negro (BSPC Editorial Board 2014), Gran Bretaña (John & Tsarenko 
2002, Whitton et al. 2003), República Checa (Hasler, Handák & Handákova 
2007), Alemania (Mauch & Schmedtje 2003), Países Bajos (Veen et al. 2015), 
Rumania (Caraus 2012- 2017), Rusia (Novakovskaya, Patova & Shabalina 2012), 
Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016) (Guiry & Guiry 2019). 
América del Norte: Arkansas (Smith 2010), Great Lakes (Prescott 1962), Northwest 
Territories (Sheath & Steinman 1982), Québec (Poulin, Hamilton & Proulx 1995), 
Tennessee (Johansen et al. 2007) (Guiry & Guiry 2019) 
Sur de América: Argentina (Tell 1985), Brasil (Bicudo et al. 1999) (Guiry & Guiry 
2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2008), India (Gupta 2012), Iran 
(Afsharzadeh et al. 2003), Irak (Maulood et al. 2013) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: China (Cao et al. 2005, Hu & Wei 2006), Japón (Hirose, Yamagishi & 
Akiyama 1977), Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
Sureste de Asia: Singapur (Pham et al. 2011) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Gales del Sur (Day et al. 1995), Queensland (Day 
et al. 1995) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus sempervirens Chodat) 
Europa: Balearic Islands (Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Anurjo 1998), 
Alemania (Mauch & Schmedtje 2003), Países Bajos (Veen et al. 2015), Rumania 
(Caraus 2017), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), España (Álvarez Cobelas 
& Gallardo 1986, Cambra Sánchez. Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998), 
Turquía (Aysel 2005) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus nanus Chodat) 
Europa: Alemania (Täuscher 2014-2016), Países Bajos (Veen et al. 2015), Rumania 
(Caraus 2002, Caraus 2012, 2017), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), España 
41 
(Álvarez Cobelas & Gallardo 1986) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Irak (Maulood et al. 2013) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: China (Liu & Hu et al. 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus quadrispina Chodat) 
Europa: Andorra (Cambra Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998), 
Francia (Anon. 2017), Países Bajos (Veen et al 2015), Portugal (Cambra Sánchez, 
Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998), Rumania (Caraus 2002-2017), Rusia 
(Fenchel et al. 1995, Patova & Demina 2007-2008), Eslovaquia (Hindák & 
Hindáková 2016), España (Álvarez Cobelas & Gallardo 1986, Cambra Sánchez, 
Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998), Turquía (Aysel 2005) (Guiry & Guiry 
2019). 
América del Norte: México (Figueroa-Torres et al. 2015), Québec (Poulin, 
Hamilton & Proulx 1995) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Japón (Hirose, Yamagishi & Akiyama 1977), Taiwan (Shao 2003-2014) 
(Guiry & Guiry 2019). 
Sureste de Asia: Singapur (Pham et al. 2011) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Gales del Sur (Ling & Tyler 2000), Victoria 
(Ling & Tyler 2000) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus opoliensis var. abundans Pintz) Europa: Turquía (Aysel 
2005) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus quadricauda var. quadrispina (Chodat) G.M. Smith) 
Europa: Francia (Anon. 2017), Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), España 
(Aboal & Llimona 1984) (Guiry & Guiry 2019). 
América del Norte: Great Lakes (Prescott 1962) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Bangladesh (Ahmed et al. 2008), India (Gupta 2012), Pakistán 
(Leghari et al. 2005) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: China (Liu & Hu et al. 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Gales del Sur (Day et al. 1995) (Guiry & Guiry 
2019). 
 
42 
(Como Scenedesmus quadricauda var. parvus G.M.Smith)Europa: Georgia (Barinova et al. 2011), España (Aboal & Llimona 1984, Cambra 
Sánchez, Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998) (Guiry & Guiry 2019). 
América del Norte: Great Lakes (Prescott 1962) (Guiry & Guiry 2019). Sur de 
América: Argentina (Tell 1985) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: India (Gupta 2012), Irak (Maulood et al. 2013) (Guiry & Guiry 
2019). 
Asia: China (Liu & Hu et al. 2012), Japón (Hirose, Yamagishi & Akiyama 1977), 
Taiwan (Shao 2003-2014) (Guiry & Guiry 2019). 
Sureste de Asia: Singapur (Pham et al. 2011) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Scenedesmus rotratospinosus Chodat) 
Europa: Rumania (Caraus 2012- 2017) (Guiry & Guiry 2019) 
 
(Como Scenedesmus parvus (G.M. Smith) Bourrelly) 
Europa: Mar Báltico (Hällfors 2004), Bulgaria (Stoyneva-Gätner et al. 2015), 
Países Bajos (Veen et al. 2015) (Guiry & Guiry 2019). 
África: Sudan (Reinhold 1937) (Guiry & Guiry 2019). 
Suroeste de Asia: Israel (Barinova & Tavassi 2009) (Guiry & Guiry 2019). Asia: 
Rusia (Medvedeva & Nikulina 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
 
(Como Chlorella fusca Shihira & R.W. Krauss) 
Europa: Países Bajos (Veen et al. 2015), Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, 
Caraus 2017), Eslovaquia (Hindák & Hindaková 2016) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Argentina (Tell 1985, Ettl & Gärtner 1995) (Guiry & Guiry 
2019). 
Suroeste de Asia: India (Gupta 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Japón (Ettl & Gärtner 1995), Nepal (Ettl & Gärtner 1995) (Guiry & Guiry 
2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Victoria (Day et al. 1995) (Guiry & Guiry 2019). 
 
43 
(Como Scenedesmus fuscus (Shihira & R.W. Krauss) E.H. Hegewald) 
Europa: Alemania (Täuscher 2014-2016), Países Bajos (Veen et al. 2015), 
Eslovaquia (Hindák & Hindáková 2016), Rumania (Caraus 2017) (Guiry & Guiry 
2019). 
 
(Como Scenedesmus bellospinosus Hortobágyi) Europa: Rumania (Caraus 2017) 
(Guiry & Guiry 2019) 
 
(Como Desmodesmus abundans (Kirchner) E.H. Hegewald) 
Europa: Mar Báltico (Hällfors 2004), Gran Bretaña (John, Whitton & Brook 2011), 
Georgia (Barinova & Kukhaleishvili 2014), Alemania (Täuscher 2014, Täuscher 
2016), Países Bajos (Veen et al. 2015), Rusia (Fechel et al. 1995, Patova & Demina 
2007- 2008), España (Fanés Treviño, Comas González & Sánchez Castillo 2009, 
Pérez, Maidana & Comas 2009) (Guiry & Guiry 2019). 
Islas del Caribe: Cuba (Comas González 2009, Comas González & Moreira 
González 2010, Comas- González et al. 2017) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur de América: Brasil (Menezes 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Rusia (Medvedeva & Nikulina 2014), Tayikistán (Barinova, Boboev & 
Hisoriev 2015) (Guiry & Guiry 2019). 
Nueva Zelanda (Lamprinou et al. 2011, Broady et al. 2012) (Guiry & Guiry 2019). 
 
MÉXICO: Veracruz, Ciudad de México, Puebla, Michoacán; BRASIL: Paraná 
(Novelo & Tavera 2019). 
Ambientes y formas de vida: Se encuentra presente en charcos, lagos, arroyos, 
canales, fitotelmata, ríos. Planctónica, epífita, epilítica, edáfica, aerofítica, perifítica. 
Referencias de herbario: CM382, CM383, CM384, CM388, CM389, CM390, 
CM395, CM396, CM397, CM402, CM403, CM404, CM409, CM410, CM411, 
CM418, CM419, CM420, CM423, CM424, CM425, CM428, CM430, CM434, 
CM435, CM436, CM439, CM440, CM449, CM450, CM451, CM452, CM453, 
CM454, CM455, CM456, CM457, CM459, CM460, CM461. 
 
44 
Desmodesmus communis (E. Hegewald) Fig. 17-18 
 
=Scenedesmus quadricauda (Chodat); S. quadricauda (Turpin Brébisson) 
 
Cenobio de 2-4 (-8) células alargadas a cilíndricas, en un arreglo plano a 
ligeiramente curvo y de paredes celulares lisas. Las células internas presentan ápices 
redondeados mientras que las células marginales tienen una espina recta a 
ligeramente curvado en cada ápice y cuya pared externa está casi en línea recta, 
presenta restos de pared que pueden estar confinados al área entre los ápices. Se 
presentan rosetas o “aberturas apicales de la pared” en los polos de cualquiera de las 
células. Dimensiones: (10-) 12- 15 µm de largo y 4- 5 µm de ancho. Espinas de 12-
15µm de largo. 
Distribución 
Europa: Baltic Sea (Hällfors 2004), Mar Negro (BSPC Editorial Board 2014), Gran 
Bretaña (John, Whitton & Brook 2011), Francia (Anon. 2017), Alemania (Täuscher 
2014, Täuscher 2014, Täuscher 2016), Países Bajos (Veen et al. 2015), Polonia 
(Kokocinski & Soininen 2012), Rumania (Caraus 2017), Rusia (Europa) (Fenchel et 
al. 1995, Patova & Demina 2007, Pantova & Demina 2008), España (Fanés Treviño, 
Comas González & Sánchez Castillo 2009, Pérez, Maidana & Comas 2009, Pérez, 
Comas & Maidana 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
América del Norte: Arkansas (Smith 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Islas del Caribe: Cuba (Comas González 2008, Comas-González et al. 2018) (Guiry 
& Guiry 2019). 
Sur de América: Brasil (Menezes 2010, Ramos et al. 2015) (Guiry & Guiry 2019) 
África: Sudan (Reinhold 1937) (Guiry & Guiry 2019). 
Sur oeste de Asia: India (Gupta 2012), Israel (Barinova, Tavassi & Nevo 2006, 
Barinova & Tavassi 2009, Barinova, Yeuda & Nevo 2010) (Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Rusia (Medvedeva & Nikulina 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Zelanda (Lamprinou et al. 2011) (Guiry & Guiry 
2019). 
MÉXICO: Ciudad de México, Michoacán; BRASIL: Paraná (Novelo & Tavera 
2019). 
45 
 
Ambientes y formas de vida: Presente en lagos (también en lagos urbanos) y ríos. 
Planctónica y perifítica. 
Referencias de herbario: CM390, CM395, CM397, CM403, CM404, CM409, 
CM410, CM411, CM420, CM423, CM424, CM425, CM428, CM429, CM430, 
CM434, CM435, CM436, CM440, CM451, CM452, CM454, CM457, CM459, 
CM460, CM461. 
Desmodesmus subspicatus (CHODAT 1926) Fig. 19 
 
=Scenedesmus spicatus (West et G.S. West); S. quadricauda var. abundans 
(Kirchner proparte); S. abundans (KIRCHN.) CHOD. sensu G.M. SMITH 1916; S. 
spinosus (Chodat); S. gutwinskii (Chodat); S. gutwinskii var. heterospina 
(Bodrogsközy); S. abundans v. longicauda (G.M. SMITH 1916); v. brevicauda (G.M. 
SMITH 1916); v. spicatiformis (CHOD. 1926); S. denticulatus v. linearis f. 
rassispinosus (HORTOB.) UHREK 1966. 
Cenobio de 2-4 (8) células que se encuentran alineadas o ligeramente alternas. Todas 
las células presentan una forma elipsoidal a oval con polos ampliamente 
redondeados.Todas las células son iguales, de elipsoidales a ampliamente ovales con 
polos redondeados. En cada extremo de las células marginales se encuentra una 
espina ligeramente curva de 3.9 - 5 µm de largo; además de las 4 espinas principales, 
presentan espinas de igual tamaño o mas cortas (2.9 – 5 µm) que se encuentran unidas 
irregularmente al borde del cenobio, ubicadas en los polos y entre los polos. 
Distribución 
 
(Como Scenedesmus subspicatus Chodat) 
Europa: Gran Bretaña (John & Tsarenko 2002, Whitton et al. 2003), Georgia 
46 
(Barinova et al. 2011), Alemania (Täuscher 2014), Países bajos (Veen et al. 2015), 
Rumania (Caraus 2002, Caraus 2012, Caraus 2017), Eslovaquia (Hidák & 
Hindáková 2016), España (Alvárez Cobelas & Gallardo 1986, Cambra Sánchez, 
Álvarez Cobelas & Aboal Sanjurjo 1998), Turquía (Europa) (Aysel 2005) (Guiry & 
Guiry 2019). 
Asia: China (Liu & Hu et al. 2012, Liu & Hu et al. 2012), Taiwan (Shao 2003- 2014), 
Turquía (Asia) (Varol & Sen 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
Sureste d Asia: Singapur (Pham et al. 2011) (Guiry & Guiry 2019). 
(Como Desmodesmus subspicatus (Chodat) E. Hegewald & A. Schmidt) 
Europa: Baltic Sea (Hällfors 2004), Gran Bretaña (John, Whitton & Brook 2011), 
Alemania (Täuscher 2014 Täuscher 2014, Täuscher 2016), Países Bajos (Veen et al. 
2015), Rusia (Europa) (Fenchel et al. 1995, Patova & Demina 2007, Patova & 
Demina 2008), España (Fanés Treviño, Comas González & Sánchez Castillo 2009) 
(Guiry & Guiry 2019). 
Asia: Rusia (Medvedeva & Nikulina 2014) (Guiry & Guiry 2019). 
Australia y Nueva Zelanda: Nueva Zelanda (Lamprinou et al. 2011, Broady et al. 
2012) (Guiry & Guiry 2019). 
MÉXICO: Ciudad de México