Cultivo-in-vitro-de-diferentes-procedencias-de-Eucalyptus-grandis-y-E

Vista previa del material en texto

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO 
 
 
FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
 
 
“Cultivo in vitro de diferentes procedencias de Eucalyptus 
grandis y E. urophylla” 
 
 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 
 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 
 
BIÓLOGA 
 
 
P R E S E N T A: 
 
 
LILIANA ISLAS FLORES 
 
 
TUTOR 
 
DRA. HILDA SUSANA AZPIROZ RIVERO 
 
 
2010 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El presente trabajo corresponde a la Tesis Profesional de la Pasante Liliana Islas 
Flores, como parte del Proyecto de Investigación clave CONAFOR-2004-CO4-41 
gracias al financiamiento de Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología 
CONACYT. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Hoja de Datos del Jurado 
 
 
1. Datos del alumno 
Islas 
Flores 
Liliana 
57818428 
Universidad Nacional Autónoma de México 
Facultad de Ciencias 
Biología 
98327663 
2. Datos del Tutor 
Dra. 
Hilda Susana 
Azpiroz 
Rivero 
3. Datos del Sinodal 1 
M. en C. 
Tomas 
Hernández 
Tejeda 
4. Datos del Sinodal 2 
Ing. 
Francisco 
Camacho 
Morfín 
5. Datos del Sinodal 3 
M. en C. 
Viridiana 
Morales 
Sánchez 
6. Datos del Sinodal 4 
Biól. 
Gabriel Sinue 
Fonseca 
Salazar 
7. Datos del trabajo Escrito 
“Cultivo in vitro de diferentes procedencias de Eucalyptus grandis y E. 
urophylla” 
49 p 
2010 
 
 
 
 
DEDICATORIA 
 
A ti Mamá no sólo por darme la vida, sino por darme una vida, por brindarme 
tu apoyo, amor y sobre todo por tu infinita paciencia en mi. 
 
A ti Papá por tu apoyo y sobre todo por aquellas pláticas de consejos prácticos 
para mi futuro como bióloga 
 
A ti Miguel Ángel por lo que fuimos y por lo que somos, por todas las 
experiencias que vivimos, aprendimos y compartimos en esta hermosa carrera 
 
A ti Rebeca Gualito mi gran amiga que aunque ya no te encuentres en este 
mundo físicamente, se que siempre vas estar a mi lado. 
 
A ti Marisol que cambiaste mi vida y mi forma de ver las cosas al finalizar mi 
carrera. 
 
A ti Jaime por apoyarme durante la carrera y después de la carrera. 
 
 A ti Esteban por ser un gran amigo, por hacerme reír en muchas ocasiones. 
 
A toda Mi familia que me apoyaron de distintas formas. 
 
 
A Carlitos, Juan Carlos, Gerardo, El tío, Esther, Karina, Fernando, Roberto, 
Mayren, Erick por compartir divertidos momentos en la facultad y fuera de 
ella. 
 
Y sin duda a toda las personas que conocí en el museo Universum que me 
mostraron el otro lado de la ciencia. 
 
Y a todas aquellas personas que tal vez no mencione 
 
 
G R A C I A S 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
Deseo agradecer a las siguientes instituciones y personas que hicieron 
posible la realización de este trabajo: 
 
Ing. Francisco Camacho Morfín por su gran apoyo en la culminación de esta 
tesis. 
 
Dra. Hilda Susana Azpíroz Rivero por su dirección en la realización de esta 
tesis. 
 
Dra. Teresita del N.J. Marín Hernández por sus comentarios y enseñanzas 
acerca del Cultivo de Tejido Vegetal. 
 
Bióloga Amaranta Arellano Rivas por su conocimiento, apoyo y amistad en 
el desarrollo de esta tesis. 
 
M. en C. Tomas Hernández Tejeda por recomendarme como tesista para 
formar parte del Laboratorio de Biotecnología y Germoplasma Forestal 
CENID-COMEF INIFAP. 
 
Dr. Héctor Mario Benavides Meza por el cual llegue a conocer esta 
institución y a apreciar el ámbito forestal. 
 
Dr. Víctor Manuel Chávez Ávila por permitirme terminar mi tesis en el 
Laboratorio de Cultivo de Tejido del Jardín Botánico 
 
Al pueblo de México que por medio del fondo sectorial SEMARNAT-
CONACYT, me apoyaron económicamente para la realización de esta tesis 
a partir del proyecto CONAFOR-2004-CO4-41. 
 
Al Centro Nacional de Investigación Disciplinaria en conservación y 
Mejoramiento de Ecosistemas Forestales (CENID-COMEF) del INIFAP 
 
Al Laboratorio de Cultivo de Tejido del Jardín Botánico IB-UNAM 
 
 
 
 
 
 
I 
 
ÍNDICE 
 
ÍNDICE DE CUADROS 1 
ÍNDICE DE FIGURAS 2 
1. RESUMEN 3 
2. INTRODUCCIÓN 5 
3. ANTECEDENTES 7 
3.1 Distribución del Género Eucalyptus 7 
3.2 Introducción del Género Eucalyptus en México 7 
3.3 Introducción de Eucalyptus grandis y Eucalyptus urophylla en 
el trópico mexicano para establecer plantaciones comerciales 
11 
3.3.1 Ubicación de las áreas experimentales 11 
3.3.2 Problemática 12 
3.4 Ubicación taxonómica de Eucalyptus grandis Hill ex Maiden y 
Eucalyptus urophylla S.T. Blake 
13 
3.5 Especies en estudio 14 
3.5.1 Eucalyptus grandis Hill ex Maiden 14 
3.5.2 Eucalyptus urophylla S.T. Blake 15 
3.6 Cultivo de tejidos vegetales (CTV) 16 
3.6.1 Tipos de explantes 16 
3.6.2. Control de la Contaminación 18 
3.6.3. Antibióticos 20 
3.6.4. Fungicidas 20 
3.6.5 Biocidas 21 
3.6.6. Fitorreguladores 21 
3.6.7. Vitaminas 24 
3.6.8. Oxidación 25 
3.6.9. Plasticidad y totipotencialidad 25 
3.6.10. Medio de cultivo 26 
4. JUSTIFICACIÓN 27 
5. OBJETIVOS 28 
II 
 
6. MATERIALES Y MÉTODOS 29 
6.1 Sitio de Estudio 29 
6.2 Procedencia del material utilizado 29 
6.3 Obtención de explantes 30 
6.4 Medio de cultivo 30 
6.5 Evaluación de trenes de asepsia 31 
6.5.1.Desinfectantes + Rifampicina + Cuprimicin 32 
6.5.2 Desinfectantes + Rifampicina + Cuprimicin + PPM 32 
6.5.3 Desinfectantes + Rifampicina + Cefotaxima + PPM 32 
6.6. Efecto de la especie y la tolerancia a Chrysophorthe 
cubensis sobre la brotación de explantes apicales de eucaliptos 
33 
6.7. Secuencia de experimento 33 
6.8. Metodología de análisis 34 
7. RESULTADOS y DISCUSIÓN 35 
8. CONCLUSIONES 42 
9. BIBLIOGRAFÍA 43 
 
 
 
 
 
1 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
 
Cuadro 1 Superficies de plantaciones forestales comerciales con 
eucalipto por Estado de la República Mexicana. 
9 
Cuadro 2 Productividad máxima registrada para algunas de las 
especies más utilizadas en plantaciones forestales 
comerciales en México. 
10 
Cuadro 3 Identificación y descripción de las especies y procedencias 
utilizadas. 
11 
Cuadro 4 Agentes para la esterilización de tejidos vegetales. 19 
Cuadro 5 Identificación de clones por procedencia. 29 
Cuadro 6 Composición de Woody Plant Medium (WPM). 30 
Cuadro 7 Sustancias empleadas en los trenes de desinfección 
evaluados. 
31 
Cuadro 8 Porcentaje de contaminación para cada tren de 
desinfección tanto en materiales tolerantes como 
susceptibles a Chrysoporthe cubensis. 
36 
Cuadro 9 Porcentaje de contaminación con el mejor tren de 
desinfección. 
37 
Cuadro 10 Tiempo a la brotación de explantes de Eucalyptus 
urophylla y Eucalyptus grandis en relación con la 
susceptibilidad del hongo Chrysoporthe cubensis (siembra 
realizada en marzo de 2007). 
38 
Cuadro 11 Tiempo a la brotación de explantes de Eucalyptus 
urophylla y Eucalyptus grandis en relación con la 
susceptibilidad del hongo Chrysoporthe cubensis (siembra 
realizada en diciembre de 2007). 
39 
 
 
 
2 
 
 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1 Distribución natural del género Eucalyptus. 7 
Figura 2 Principales especies usadas en México en plantaciones 
forestales comerciales. 
10 
Figura 3 Ubicación de las plantaciones experimentales para la 
introducción de eucaliptos en el trópicomexicano. 
12 
Figura 4 Eucalyptus grandis afectado por Chrysoporthe cubensis. 13 
Figura 5 Lesión basal por Chrysoporthe cubensis. 13 
Figura 6 Eucalyptus grandis Hill ex Maiden. 14 
Figura 7 Eucalyptus urophylla S.T. Blake. 15 
Figura 8 Respuestas generadas en los cultivos in vitro por las auxinas 
y citocininas (Pérez et al., 1999). 
22 
Figura 9 Brotación de explante con uno (a) y dos brotes (b). 38 
Figura 10 Días en emitir brotes en 6 clones de Eucalyptus grandis y 3 
clones de Eucalyptus urophylla con explantes colectados en 
marzo de 2007. 
39 
Figura 11 Días en emitir brotes en 6 clones de Eucalyptus grandis y 3 
clones de Eucalyptus urophylla con explantes colectados en 
diciembre de 2007. 
40 
 
 
 
 
 
3 
 
 
1. RESUMEN 
 
Se han identificado en México alrededor de 11 millones de hectáreas con 
alto potencial para el desarrollo de plantaciones forestales comerciales en terrenos 
desprovistos de vegetación. Por sus condiciones productivas y escalas de 
aprovechamiento, este tipo de plantaciones se pueden constituir en una 
importante opción para garantizar el abastecimiento sustentable de materia prima 
a la industria forestal, contribuyendo a la disminución de importaciones, a la 
generación de empleos y al desarrollo regional (SEMARNAT, 2001). Las 
principales regiones que cuentan con las condiciones óptimas para las 
plantaciones forestales se encuentran en Campeche, Chiapas, Tabasco, 
Veracruz, Oaxaca, Quintana Roo y Yucatán, dado que satisfacen los 
requerimientos de altitud, suelos, temperaturas, precipitaciones y humedad con 
altos rendimientos unitarios (SAGARPA, 2000). El objetivo del presente trabajo de 
investigación fue realizar diferentes protocolos para el cultivo de ápices de 
Eucalyptus grandis y Eucalyptus urophylla de plantas recolectadas de clones de 
árboles seleccionados en tres sitios La Gasolinera, Oaxaca; Aguascalientes, 
Chiapas y Rancho San Antonio, Chiapas, multiplicados en el CENID-COMEF. 
 
Se utilizaron explantes apicales que contenían de una a dos yemas 
axilares, los cuales provenían de 9 clones (6 de Eucalyptus grandis y 3 Eucalyptus 
urophylla), los cuales se clasificaron tolerantes o susceptibles a Chrysoporthe 
cubensis. Se realizaron dos experimentos: en el primero, se evaluaron tres trenes 
de desinfección con la finalidad de evitar la contaminación en el cultivo in vitro, 
estos incluyeron Rifampicina, Cuprimicin, PPM y Cefotaxima, utilizando diez 
frascos; en el segundo experimento se evaluó la brotación empleando 30 
repeticiones de cada clon, con un explante en cada frasco. 
 
La presencia de Cuprimicin en los dos primeros trenes de desinfección no 
mostró eficacia alguna como fungicida; al eliminar este componente y sustituirlo 
4 
 
por el antibiótico Cefotaxima más el biocida Plant Preservative Mixture (PPM) los 
resultados obtenidos fueron 100% de explantes libres de contaminación. 
 
Los resultados obtenidos de la prueba no paramétrica de Kruskal- Wallis 
(1952) mostró que no existía relación con la tolerancia a Chrysoporthe cubensis y 
el número de días requeridos para la brotación de los explantes. En términos 
generales tampoco se encontraron diferencias entre especies, el tiempo que 
requirieron los explantes para brotar fue entre 14 y 70 días. 
 
 
 
 
5 
 
 
 
2. INTRODUCCIÓN 
 
El sector forestal es uno de los sistemas de los que el hombre se provee 
para satisfacer varias de sus demandas (madera de construcción, celulosa, 
productos medicinales y aromáticos; colorantes y tintes; utensilios, artesanía, 
alimentos etc.) 
 
Los habitantes de las ciudades y de las zonas rurales consumen el 
bosque, de forma directa o indirecta, a un ritmo sin precedentes. La demanda es 
demasiado grande para poder salvarla mediante una explotación racional de los 
bosques autóctonos, ni aún por medio de la repoblación con especies locales 
debido a su lento crecimiento. Así que es necesario contar con un mayor número 
de plantaciones forestales formadas por individuos de crecimiento rápido o de 
ciclo corto que posean las características para cubrir las necesidades maderables 
en México. 
 
Los eucaliptos son árboles de gran importancia económica en la 
actualidad, tienen la capacidad de desarrollarse y crecer en diferentes lugares con 
condiciones ambientales distintas, son de rápido crecimiento, se cultivan 
fácilmente en vivero, pueden trasplantarse sin grades dificultades y su madera 
exhibe interesantes características para su utilización industrial tales como: 
consumo doméstico, leñas de alto poder calorífico, producción de carbón vegetal, 
pasta celulósica, leños de mina, sujeción de taludes y para elaboración de tableros 
de fibras. 
 
La biotecnología ofrece nuevas técnicas que complementan a las 
metodologías tradicionales del mejoramiento genético forestal. El cultivo de 
tejidos vegetales (CTV) es una técnica de producción en condiciones totalmente 
asépticas que proporciona numerosas ventajas, entre ellas se pueden obtener 
plantas libres de patógenos; permite la propagación de grandes volúmenes de 
6 
 
plantas en menor tiempo, en cualquier época del año conservando su potencial 
genético y calidad sanitaria; optimiza el uso de factores ambientales y 
nutricionales; plantas homocigotas, en la producción de plantas en peligro de 
extinción, en estudios de ingeniería genética, etc. 
 
Los avances importantes de las técnicas CTV se han convertido en una 
herramienta invaluable tanto económicamente así como para generar 
conocimiento acerca de los procesos fisiológicos y de desarrollo de las plantas. 
 
 
 
7 
 
3. ANTECEDENTES 
 
3.1 Distribución del Género Eucalyptus: 
 
El género Eucalyptus pertenece a la familia de las Mirtáceas, está 
conformado por más de 700 especies de árboles de rápido crecimiento, 
distribuidas en regiones, con climas esencialmente mediterráneos, tropicales y 
subtropicales de Australia y Tasmania (Figura 1), presentan una enorme 
diversidad biológica (Obregón y Restrepo, 2000). 
 
 
Figura 1. Distribución natural del género Eucalyptus 
 
3.2 Introducción del Género Eucalyptus en México 
 
Se tiene noticias de que el género Eucalyptus fue introducido a México a 
fines del siglo XIX, cuando un agricultor europeo trajo las primeras semillas a 
Córdoba, Veracruz, extendiéndose rápidamente su introducción en todo el país, 
debido a su magnífica aclimatación y rápido crecimiento (Fierros, 1978). 
 
8 
 
A principios del siglo pasado, el naturalista Miguel Ángel de Quevedo 
realizó reforestaciones en los bordes del gran canal y el río Churubusco 
empleando, entre otras especies, Eucalytus resinifera Sm. Para 1942, se 
informaba de la existencia de 75 especies diferentes de eucalipto dentro del 
territorio nacional (Fierros, 1978). 
 
En 1953 se inicia lo que posiblemente haya sido la primera introducción 
experimental del género en México, efectuada en Cd. Valles, San Luis Potosí por 
la empresa Fibracel, S.A., donde se probaron 57 especies diferentes (Fierros, 
1978; Martínez et al., 2003). Ávila en 1960 (citado por Fierros, 1978) llevó a cabo 
una reforestación con fines de recuperación de suelos en la zona de Chapingo, 
Estado de México, con cinco especies forestales entre las que se incluyeron E. 
camaldulensis var. brevirostris y E. resinifera Sm. 
 
En Veracruz, en los años de 1989 y 1990, la empresa Plantaciones 
Forestales del Sureste, estableció dos módulos demostrativos con diversas 
especies de eucalipto como parte de un proyecto para la producción y exportación 
de astilla de madera para la producción de celulosa. 
 
En el año de 1992, la empresa Plantaciones Industriales Mexicanas, 
estableció la plantación de 10 500 ha de eucalipto en Ojinaga, Chihuahua, con la 
finalidad de producir celulosa para la fabricación de papel (SEMARNAP, 1996). 
Para 1993 la SARH tenía identificados doce proyectos de plantaciones deeucalipto en Baja California, Durango, Chihuahua, Guerrero, Sinaloa, Tamaulipas 
y Tabasco, seis ubicadas en este último estado y todas abarcando una superficie 
de 69,025 ha. 
 
En Tabasco varias empresas privadas como grupo Interfin, ICA, Louisiana 
Pasific, Guiness y asociados de Inglaterra tenían programada una superficie de 
52,500 ha, y otro proyecto de ese mismo estado lo constituyó la empresa Pulsar 
en 1996 con plantaciones de eucalipto en el municipio de Emiliano Zapata con 
9 
 
300,000 ha (Martínez et al., 2003). En el año 1997, con la aparición del Programa 
para el Desarrollo de Plantaciones Forestales Comerciales (Prodeplan) surgen 
mas proyectos para establecer plantaciones de eucalipto mezclándolo con otras 
especies como novedad. 
 
La SEMARNAT informó para el año 2000, la existencia de 16,406 ha de 
plantaciones comerciales con eucalipto; para el 2001 de 17,451. En el 2002, 
Escalante y Monreal, reportaron que para ese año había unas 25,000 ha de 
plantaciones comerciales con eucaliptos principalmente en el sureste del país. 
 
Las especies de eucalipto que se encuentran distribuidas en la república 
mexicana se enlistan a continuación (Cuadro 1). 
 
Cuadro 1.- Superficies de plantaciones forestales comerciales con eucalipto por 
Estado de la República Mexicana. 
ESTADO ESPECIE OBJETIVO DE LA 
PLANTACIÓN 
SUPERFICIE 
PLANTADA (HA) 
SUPERFICIE 
PLANTADA 
POR 
ESTADO(HA) 
Baja California Eucalyptus camaldulensis 
Madera para celulosa 
50 50 
Chihuahua Eucalyptus camaldulensis 
Madera para celulosa 
200 200 
Jalisco Eucalyptus spp 
Producción de astilla para 
aglomerados 
Pinus douglasiana y Eucalyptus 
camaldulensis 
Producción para aserrío 
473 
 
 
3 
----- 
 
 
 476 
 
Michoacán Eucalyptus globulus 
Madera para aserrío y celulosa 
50 50 
Nayarit Eucalyptus spp y Gmelina arborea 
Madera para celulosa 
595 595 
Oaxaca Eucalyptus grandis y E. urophylla 
Madera para aserrío y celulosa 
730 730 
Sinaloa Cedrella odorata, Swietenia 
macrophylla y Eucalyptus sp. 
Madera para aserrío y celulosa 
59 59 
Tabasco Eucalyptus grandis y E. urophylla 
Madera para celulosa 
11,869 11,869 
Veracruz Eucalyptus grandis y E. urophylla 
Madera para celulosa 
2,377 2,377 
TOTAL 16,406 16,406 
Fuente: SEMARNAT anuario estadístico de la producción forestal 2000. 
10 
 
Las plantaciones comerciales con eucalipto son de las más productivas y 
su incremento medio anual es muy alto. En México, como se ha mencionado, 
algunas plantaciones con este género son las que han mostrado mayor 
productividad la cual es muy importante para incursionar en el mercado (Cuadro 
2). 
Cuadro 2.- Productividad máxima registrada para algunas de las especies más 
utilizadas en plantaciones forestales comerciales en México. 
ESPECIE Incremento medio anual 
(IMA m3) 
Volumen (m3) 
Eucalyptus sp 28.0 196.2 
Gmelina sp 14.3 172.0 
Caoba 5.8 144.5 
Cedro Rojo 4.4 111.2 
Pino 9.1 182.5 
Teca 8.9 177.4 
Fuente: González, 2009. 
Asimismo el eucalipto es una de las especies principales usadas en 
México en plantaciones forestales comerciales, ocupa el primer lugar con el 21 % 
de la superficie plantada, seguido del cedro rojo, la melina, los pinos, la caoba y la 
teca (Figura 2). 
 
Figura 2. Principales especies usadas en México en plantaciones forestales comerciales. 
11 
 
3.3 Introducción de Eucalyptus grandis y Eucalyptus urophylla en el trópico 
mexicano para establecer plantaciones comerciales 
 
En octubre de 1995, el Instituto Nacional de Investigaciones Forestales 
Agrícolas y Pecuarias (INIFAP) en convenio con la Empresa International Paper 
inició un convenio de colaboración para el establecimiento de plantaciones 
forestales a nivel experimental en tres sitios del Sureste de México, utilizando dos 
especies de eucalipto: Eucalyptus grandis con cuatro procedencias y Eucalyptus 
urophylla con dos procedencias (Cuadro 3). 
 
Cuadro 3.- Identificación y descripción de las especies y procedencias utilizadas. 
Clave de Clon Especie y Procedencias 
G-386 Eucalyptus grandis: mezcla de 10 familias selecta de Cali, 
Colombia (Jefferson Smurfit-Cartón de Colombia). 
G-2434 Eucalyptus grandis: mezcla sin mejoramiento de la 
plantación Waterval, E. Transvaal, Sudáfrica (Mondi). 
G-5091 Eucalyptus grandis: mezcla de la segunda generación de un 
Huerto semillero clonal, Sudáfrica (Mondi). 
G-M5246 Eucalyptus grandis: mezcla del 10% de los árboles mayores en el 
comportamiento F30 en Waterhoufboom, E. Transvaal, Sudáfrica 
(Mondi). 
U-EGON Eucalyptus urophylla: de Egon, Indonesia. Semillas obtenidas de 
Plantaciones Forestales del Sureste (Simpson/Temle Inlan 
México). 
U-PANTAR Eucalyptus urophylla: de Pantar, Indonesia. Semillas obtenidas 
de Plantaciones Forestales del Sureste (Simpson/Temle Inland, 
México). 
 
3.3.1 Ubicación de las áreas experimentales 
 
Las áreas experimentales consistieron en plantaciones que se 
encontraban en Chiapas y Oaxaca, en las cuales se establecieron cada 
uno de los clones mencionados anteriormente para evaluar su 
comportamiento en cuanto a sanidad y rendimiento. Específicamente se 
trata de las siguientes localidades (Figura 3): 
 
12 
 
 Sitio La Gasolinera San Juan Cotzocón, Oaxaca, 17°20’ N 95° 23’ O. La 
fecha de plantación fue el 15 de octubre de 1995. 
 Sitio Aguascalientes Salto de Agua, Chiapas, 17°28’ N 92° 14’ O. La fecha 
de plantación fue el 20 de octubre de 1995. 
 Sitio Rancho San Antonio Palenque, Chiapas, 17°45’ N 91° 55’ O. La 
plantación se efectuó el 19 de octubre de 1995. 
 
Figura 3. Ubicación de las plantaciones experimentales para la introducción de eucaliptos en el 
trópico mexicano. 
 
 
3.3.2 Problemática 
 
 
El proyecto tomó en cuenta los resultados de 9 años de estudios 
realizados en los tres sitios y sobre todo la problemática de sobrevivencia y estado 
fitosanitario de las diferentes procedencias. 
 
En los 3 sitios experimentales se observó la presencia del hongo 
Cryphonectria cubensis, actualmente conocido como Chrysoporthe cubensis 
(Gryzenhout et al., 2004) el cual ataca el tallo de los árboles, provocando primero 
un abultamiento hasta lograr que se reviente en tiras, el hongo va invadiendo de 
13 
 
forma circular el tallo hasta que destruye la madera (Figuras 4 y 5). Los árboles 
llegan a morir por esta causa; también se observó el derribo por el viento una vez 
debilitado el tallo. 
 
 
Figura 4. Eucalyptus grandis afectado por Figura 5. Lesión basal por Chrysoporthe 
Chrysoporthe cubensis (Foto A. Ramírez-C) cubensis (Foto A. Ramírez-C) 
 
Esta enfermedad se observó a partir del cuarto año, aunque parece ser 
que la infestación puede ocurrir desde los primeros meses. No se aplicó ningún 
tratamiento para su control, en primer lugar porque se quería conocer la respuesta 
natural de las diferentes procedencias y en segundo lugar, con base en la 
experiencia de otros países, porque económicamente no es rentable. La forma 
para su erradicación es a través del mejoramiento genético. 
 
3.4 Ubicación taxonómica de Eucalyptus grandis Hill ex Maiden y Eucalyptus 
urophylla S.T. Blake. 
 
Reino: Plantae 
División: Magnoliophyta 
Clase: Magnoliopsida 
Orden: Myrtales 
Familia: Mirtaceae 
Género: Eucalyptus 
Especie: Eucalyptus grandis 
 Eucalyptus urophylla 
14 
 
3.5 Especies en estudio 
 
Características de Eucalyptus grandis Hill ex Maiden y Eucalyptus urophylla 
S.T. Blake. 
 
3.5.1 Eucalyptus grandis Hill ex Maiden 
 
Nombre científico: Eucalyptus grandis Hill ex Maiden. Regiones nativas: Norte 
de Nueva Gales del Sur y Sur de las áreas de la costa de Queensland. Altura: De 
40 a 65 m. Corteza: La corteza es delgada y caduca, desprendiéndose en fajas 
para revelar una superficie lisa marcada con unos patrones ondulantes blanco 
plateado, gris pizarra, terracota o verde claro. Hojas jóvenes: No opuestas,en 
más de 4 pares, con pecíolos cortos, oblongas a lanceoladas, anchas, finas, 
undadas. Hojas adultas: Alternas, pecioladas, lanceoladas, estrechas, ondeadas, 
nervadura fina y bastante regular. Inflorescencias: En umbelas axilares, de 3 a 
10 flores, con pedúnculo ligeramente aplastado. Yemas: Sésiles o con pedicelos 
cortos, opérculo en forma de casquete cónico, a veces rostrado, más corto que el 
receptáculo. Anteras: Macranteras. Frutos: Sésiles o con pedicelos muy cortos 
glaucos; receptáculo ovoide o cilíndrico, ligeramente campanulado; disco fino y 
plano (Meskimen y Francis, 1990; FAO, 1981; Fig. 6). 
 
 
Figura 6. Eucalyptus grandis Hill ex Maiden 
15 
 
El eucalipto rosado es uno de los eucaliptos más importantes cultivados en los 
trópicos para la manufactura de papel, el triplex, la carpintería y pisos (Francis, 
1999). 
 
3.5.2 Eucalyptus urophylla S.T. Blake 
 
Nombre Científico: Eucalyptus urophylla S.T. Blake. Regiones Nativas: Timor y 
otras islas de la parte oriental del archipiélago de Indonesia. Altura: De 25 a 45 
m. Corteza: a veces fibrosa y áspera sobre casi todo el árbol; otras veces, sólo la 
parte inferior es fibrosa, mientras que la superior es lisa. Madera adulta: Es dura y 
no se parte fácilmente. Rojiza. Hojas jóvenes: Con pecíolo, ovoides-
redondeadas a alargadas y alternadas. Hojas adultas: Algo lanceoladas, largas 
de 12-20 cm, y más estrechas. Frutos: Tiene un opérculo doble y el opérculo 
externo se pierde temprano (FAO, 1981; Fig. 7) 
 
 
 
Figura 7. Eucalyptus urophylla S.T. Blake 
 
Este eucalipto, nativo de Indonesia, es una de las especies de eucalipto 
completamente tropicales. Se valora más que nada por su pulpa (Francis, 1999). 
 
16 
 
3.6 Cultivo de tejidos vegetales (CTV) 
 
El CTV es la ciencia o arte de cultivar órganos tejidos o células vegetales 
en un medio artificial (in vitro) con la finalidad de obtener plantas completas; el 
cultivo es iniciado con pequeñas fracciones (células, tejidos u órganos) de plantas 
completas llamados explantes (George, 1993). 
 
El cultivo de tejidos vegetales y la micropropagación derivada de éste se 
basan en el concepto de totipotencialidad de la célula, el cual plantea que todas 
las células tienen la capacidad de regenerar a un individuo completo puesto que 
contiene toda la información genética necesaria para ello (Burgues, 1985). 
 
La micropropagación de especies forestales contribuye en gran medida a 
la domesticación y al mejoramiento, además de presentar las siguientes ventajas: 
1) es una forma alternativa de propagar arboles que por su edad no pueden 
reproducirse por medio de las técnicas convencionales, 2) representa la opción 
para la multiplicación de genotipos deseados, así como de plantas exóticas y 
amenazadas en un periodo relativamente corto de tiempo, 3) es la base de los 
trabajos de mejoramiento genético que hace posible la selección de individuos 
con las características genotípicas deseadas, 4) permite obtener, mantener y 
propagar masivamente plantas libres de patógenos, 5) favorece la conservación 
de bancos de germoplasma, 6) se logra la reducción de los ciclos de vida de las 
especies forestales (Villalobos, 1990; Thorpe et al., 1991). 
 
3.6.1 Tipos de explantes 
 
A pesar de que las plantas tienen la capacidad de crecer continuamente, 
no todas sus células se dividen bajo condiciones normales, por lo que el 
crecimiento de una planta se debe a la presencia de un tipo especial de tejido que 
conserva siempre la capacidad de dividirse. A este tipo de tejido se le da el 
nombre de meristemo o tejido meristemático y está constituido por células 
17 
 
pequeñas, no diferenciadas, con una alta relación núcleo/citoplasma, vacuolas 
muy pequeñas, paredes celulares delgadas, y plástidos no diferenciados 
(proplástidios). Los meristemos se localizan únicamente en ciertas zonas o puntos 
de crecimiento de la planta como los ápices, axilas, ápices de la raíz, zona del 
cambium, y felógeno (Pérez et al., 1999). 
 
Para el cultivo de tejido vegetal se cortan secciones del vegetal llamadas 
explantes, las cuales necesariamente deben de contener tejido de crecimiento, 
con lo que tenemos los siguientes casos: 
 
3.6.1.1 Secciones de tallos con yemas 
 
En este sistema, el tamaño del explante no es determinante ya que solo 
se requiere que este lleve una o más yemas axilares, a partir de las cuales se dará 
la producción de brotes (Pérez et al., 1999). El crecimiento que se obtiene de las 
ramas axilares proporciona material para un sistema de multiplicación rápido en el 
cual el número de plantas potencialmente aumenta exponencialmente en cultivos 
sucesivos (Hartmann y Kester, 1999). 
 
El trabajo a realizar consiste en el corte de los explantes (nudo con peciolo 
y yemas axilares) de 2 a 3 cm de tamaño, en el corte parcial o total la lámina 
foliar, a lo que posteriormente se aplican tratamientos de desinfección. Para 
disminuir la oxidación los explantes se sumergen en una solución antioxidante y 
por último se colocan en un medio nutritivo como puede ser Murashige y Skoog 
(1962) suplementado con reguladores de crecimiento vegetal (Plata, 1990). 
 
3.6.1.2. Meristemos 
 
Este procedimiento se emplea principalmente para producir plantas “libres 
de virus”, sin embargo, existen argumentos que contradicen la absoluta ausencia 
18 
 
de meristemos libres de virus, ya que es un proceso probabilístico que no ocurre 
en el 100% de los casos sino solo en una alta proporción (González, et al., 1990). 
 
Se toman la yemas y se diseccionan para tomar solamente el meristemo 
(menos de 0.5mm) con un pequeño número de primordios foliares. (Pérez et al., 
1999). Una vez obtenidos los meristemos se procede a la siembra en un medio de 
cultivo, con el cual se busca el crecimiento y regeneración de estos mediante el 
aporte de nutrientes (Razdan, 2003). 
 
El aislar y trabajar con explantes tan pequeños implica una cierta 
dificultad; además, el mismo tamaño de explante reduce la probabilidad de que se 
establezca y prospere in vitro, y se requiere un medio de cultivo más complejo 
(Hartmann y Kester, 1999; Pérez et al., 1999). 
 
3.6.2. Control de la Contaminación 
 
Un aspecto muy importante que se requiere en el cultivo de tejido vegetal 
es el control de los organismos patógenos. Para obtener un cultivo completamente 
estéril se deben eliminar los organismos patógenos presentes en el explante. 
 
Como contaminantes frecuentes en los cultivos in vitro se mencionan a los 
hongos (incluyendo levaduras) y bacterias, aunque los tejidos pueden además 
contener virus, viroides o micoplasmas. Muchos no son conocidos por causar 
daños en campo a la planta y sin embargo se convierten en patógenos in vitro. 
Herman (1987), sugirió en nombre de “vitropatógeno” para designarlos (Jiménez, 
1998). 
 
La esterilización superficial de los tejidos vegetales se realiza básicamente 
mediante diferentes agentes químicos. Para ello, debe considerarse el hecho de 
que cualquier químico que mate microorganismos también causara daño al tejido 
vegetal, por lo que la principal limitante en este punto es encontrar un sistema que 
19 
 
mate a la inmensa mayoría de los microorganismos causando el menor daño 
posible a las células vegetales (Pérez et al., 1999). 
 
En el cuadro 4 se presentan los agentes químicos más utilizados para la 
esterilización de tejidos vegetales. 
 
Cuadro 4.- Agentes para la esterilización de tejidos vegetales. 
Agente Efecto Concentración Tiempo 
(min) 
Hipoclorito de Sodio La esterilización superficial 0.5 -5% 5-30 
Hipoclorito de Calcio La esterilización superficial 8-10% 5-30 
Nitrato de Plata La esterilización superficial 1% 5-30 
Cloruro de Mercurio La esterilización superficial 0.1-1% 2-10 
Etanol La esterilización superficial 70-96% 0.5-3 
Isopropanol La esterilización superficial 70% 0.5-3 
Peróxido de Hidrogeno La esterilizaciónsuperficial 3-12% 5-15 
Zephiran (cloruro de 
benzalkonio) 
La esterilización superficial 0.01-0.1% 5-20 
Antibióticos Control de bacterias por vías 
metabólicas. 
40-500mg/l 30-90 
Fungicida Inhibe la síntesis de proteínas en 
los ribosomas de fitoplasmas, 
espiroplasmas y rikettsias. 
150mg/100ml 10-30 
Detergente 
 
Agente tenso-activo 2 cucharadas 
soperas 
10-30 
 
Un paso muy importante para el éxito de la micropropagación de la 
planta, es la elección de un tren de desinfección efectivo el cual debe de consistir 
en el empleo de compuestos químicos (lavado con detergente, esterilización 
superficial, inmersión en soluciones con antibióticos, y/o fungicidas) capaces de 
eliminar a los microorganismos puesto que si no se eliminan podrían competir, con 
el crecimiento y desarrollo de explante en condiciones in vitro (Debergh y 
Zimmerman, 1991). Es materia de experimentación las dosis a usar de las 
20 
 
sustancias de cada tipo de desinfectamente. (Sánchez y Salverría, 2004; Laynez, 
y Sánchez, 2006; Marulanda et al., 2005). 
 
3.6.3. Antibióticos 
 
Los antibióticos son sustancias químicas producidas por microorganismos 
de diversas especies que poseen actividad antimicrobiana en soluciones diluidas, 
es capaz de inhibir el crecimiento o matar bacterias y otros microorganismos. 
Dependiendo a su mecanismo de acción pueden ser bactericidas o 
bacteriostáticos (Ropert, 1996). En el CTV los antibióticos sólo son empleados 
cuando los microorganismos no pueden ser eliminados par otros métodos. Estos 
compuestos son caros y no existe ninguno que sea efectivo para controlar todos 
los organismos contaminantes. Antes de decidir utilizar antibióticos se recomienda 
tratar de eliminar todas las posibles fuentes de contaminación (Reed y Tanprasert, 
1995). 
 
Las siguientes combinaciones de antibióticos se han aplicado con éxito en 
cultivo de tejidos de plantas: Cefotaxima, Gentainicina, Rifampicina, Nistatina + 
Carbenicilina, Gentamicina + Amfotericina B, Vancomicina HCI + Mycostatin y 
Estreptoinicina + Carbenicilina. Existen informes de toxicidad causada en algunos 
cultivos por: Penicilina, Estreptomicina, Bactericina y Esparsomicina (Lizárraga et 
al., 1991; Nauerby et al., 1997). Estos pueden ser colocados tanto en la inmersión 
del explante o dentro del medio de cultivo (Toledo et al., 1998; Roca y Mroginski, 
1991). 
 
3.6.4. Fungicidas 
 
Los fungicidas son productos fitosanitarios que actúan sobre las funciones 
vitales de los hongos, organismos parásitos capaces de producir enfermedades, y 
se los puede clasificar de la siguiente manera (CASAFE, 1993): 
 
21 
 
1- Fungicidas que actúan como tóxicos generales. 
2- Fungicidas que actúan sobre la respiración. 
3- Fungicidas que actúan sobre división celular, la síntesis de ácidos nucleicos y la 
biosíntesis de proteínas. 
4- Fungicidas que actúan sobre integridad de la pared celular. 
5- Fungicidas sin un mecanismo de acción definido. 
 
 3.6.5 Biocidas 
 
Los biocidas pueden ser sustancias químicas sintéticas, naturales o de 
origen biológico o físico y están destinados a destruir, contrarrestar, neutralizar, 
impedir la acción o ejercer un control de otro tipo sobre cualquier microorganismo 
considerado nocivo para el hombre. 
 
El PPM (Plant Preservative Mixtures) un biocida de amplio espectro, 
recomendado para controlar la contaminación microbiana en el cultivo de tejidos a 
diferencia de otros desinfectantes superficiales el PPM también se puede incluir en 
el medio de cultivo y ha mostrado su efectividad en varios trabajos (Digonzelli et 
al. 2005; Loaiza y Valverde, 2006; Blanco y Valverde, 2004; Escandón et al., 2003) 
Con la utilización de este producto no hay riesgos de afectar el desarrollo de la 
planta, y su valor económico es menor al de muchos antibióticos (Loaiza y 
Valverde, 2006). 
 
3.6.6. Fitorreguladores 
 
En las distintas fases del desarrollo vegetal actúan como reguladores unas 
sustancias químicas denominadas hormonas vegetales, fitohormonas o 
reguladores de crecimiento vegetal (RCV) (Pérez y Martínez, 1994). Éstos son 
compuestos orgánicos de bajo peso molecular que actúan a muy bajas 
concentraciones, interviniendo en muchos procesos fisiológicos como el 
http://es.wikipedia.org/wiki/Microorganismo
22 
 
desarrollo de tejidos, crecimiento del tallo y caída de hojas entre otros (Purves et 
al., 2002; Salisbury y Cleon, 2000). 
 
Hay cinco clases principales de RCV usados en el cultivo de tejidos 
vegetales: auxinas, citocininas, giberelinas, ácido abscísico y etileno (Slater 
et al., 2003). Sin embargo se han aislado y estudiado otras substancias fuera 
de estos grupos, que podrían ser también considerados RCV, como por 
ejemplo las poliaminas, jasmonatos, ácido salicílico, y los brasinoesteroides 
(Davies, 1995). 
 
Los RCV más utilizados en los cultivos in vitro son los pertenecientes a los 
grupos de las auxinas y de las citocininas, ya que son los que regulan en gran 
medida los procesos de crecimiento, diferenciación y desarrollo organizado en los 
cultivos de tejidos vegetales. En menor grado se utilizan algunos reguladores no 
pertenecientes a estos grupos como las giberelinas y el ácido abscísico. Las 
respuestas que pueden esperarse del tejido ante el balance auxinas /citocininas se 
muestran en la Figura 8 pero pueden presentarse variaciones notables entre 
especies y tejidos (Pérez et al., 1999). 
 
 
Figura 8. Respuestas generadas en los cultivos in vitro por las auxinas y citocininas (Pérez et al., 
1999). 
 
23 
 
 
3.6.6.1. Auxinas 
 
La primera auxina el ácido indolacético (IAA), fue descubierto en 
experimentos para caracterizar el compuesto responsable de la elongación y de la 
respuesta fototrópica del coleóptilo en gramíneas. Debe su nombre a su efecto 
sobre el alargamiento de células (del griego auxien = correr, aumentar). Es un 
compuesto con grupo indol que tiene la formula básica C10H9O2N conocida como 
ácido (Auge et al., 1995). 
 
Hasta la fecha se ha ido acumulando una enorme cantidad de datos sobre 
los efectos de las auxinas en las plantas; encontrándose que éstos son muchos y 
muy variados siendo los principales los que afectan el alargamiento y división 
celular, la formación de brotes, raíces, tejido calloso, la tasa de respiración, el 
retardo de la abscisión, el control de la partenocarpia, la dominancia apical y la 
embriogénesis (Bidwell, 2002). 
 
3.6.6.2. Citocininas 
 
Afectan el crecimiento tanto de la raíz como del vastago aéreo 
estimulando la división celular en general; estimulan la germinación; retrasan el 
envejecimiento. Éstas se elaboran en raíces, embriones y frutos; se desplazan 
desde las raíces a otros órganos (Campbell, 2001). 
 
 
3.6.6.3. Giberelinas 
 
Las giberelinas presentan un aspecto de actividad biológica muy variado, 
con un papel regulatorio principal en el crecimiento, debido a que pueden producir 
elongación extraordinaria en enanos genéticos, fenómeno que puede atribuir la 
estimulación de la división y al alargamiento celular. Además tienen muchos 
efectos regulatorios en el desarrollo vegetal debido a que son las responsables de 
24 
 
la hidrólisis de las reservas de almidón en el endospermo durante la germinación 
de las semillas (Bidwell, 2002). 
 
3.6.6.4. Ácido abscísico (ABA) 
 
Su efecto principal no es la abscisión directa de órganos, sino que su 
contenido específico puede controlar/disminuir los niveles endógenos de 
promotores. Entre otros efectos, su acción regula las fases de desarrollo, en 
concreto el incremento de este regulador favorece la imposición de reposo-
latencia en órganos y estructuras vegetales, especialmente bajo condiciones de 
estrés hídrico (Lambers et al., 1998). 
 
3.6.6.5. Etileno 
 
Promueve la maduración del fruto; contrarresta algunos efectos de las 
auxinas y de las citocininas, promueve o inhibe el crecimiento de las raíces,hojas 
y flores, dependiendo de la especie (Campbell, 2001). 
 
3.6.7. Vitaminas 
 
Normalmente las plantas sintetizan las vitaminas que requieren para 
su crecimiento y desarrollo. Sin embargo, en la mayoría de los casos del 
cultivo del tejido vegetal, la cantidad de vitaminas sintetizadas son escasas 
para garantizar una fuente suficiente. Por lo tanto las vitaminas del grupo-B, 
tales como tiamina, piridoxina y ácido pantoténico, pero con frecuencia 
también biotina y mio-inositol se agregan a la mayoría de los medios 
(Endress, 1994; Chawla, 2002). 
 
 
 
25 
 
3.6.8. Oxidación 
 
La oxidación de los cultivos in vitro es un problema frecuente, esta puede 
ocurrir en repuesta a la disección o al cultivo posterior. Generalmente, la oxidación 
trae como consecuencia un crecimiento reducido y la muerte eventual del tejido 
(Bonga y Aderkas, 1992). 
 
El cultivo in vitro de especies leñosas, frecuentemente se ve afectado por 
el necrosamiento y oxidación de sus tejidos, principalmente al comienzo de éste 
(Yu y Meredith 1986). Para detener este necrosamiento existen diversos métodos 
como: la adición de carbón activo al medio; mantener las bases de los vástagos 
en la oscuridad durante el cultivo; antioxidantes como el ácido cítrico, ácido 
ascórbico, tiourea o L-cisteína; la reducción de sales en el medio de cultivo puede 
reducir la exudación entre otros (Pierik, 1990): 
 
La oxidación también está influenciada por el estado fisiológico del 
explante, ya que se ha visto que explantes tomados de una planta en diferentes 
meses puede o no presentar oxidación. 
 
3.6.9. Plasticidad y totipotencialidad 
 
Las plantas como organismos sésiles no pueden eludir las condiciones 
ambientales desfavorables, lo cual han originado que, a lo largo de su evolución, 
hayan desarrollado mecanismos que les permitan tolerar y superar las condiciones 
ambientales adversas (falta de agua, altas y bajas temperaturas, escasez de 
nutrimentos, depredación, etc). Entre los mecanismos adquiridos se encuentra la 
plasticidad en el desarrollo y en la fisiología (Pimienta et al., 2006). 
 
La reproducción asexual de plantas por cultivo de tejidos es posible 
gracias a que, en general, varias células de un individuo vegetal poseen la 
capacidad necesaria para permitir el crecimiento y el desarrollo de un nuevo 
individuo completo, sin que medie ningún tipo de fusión de células sexuales o 
26 
 
gametos. Esta capacidad se denomina totipotencialidad celular y es característica 
de un grupo de células vegetales conocidas como células meristemáticas, 
presentes en los distintos órganos de la planta (Barceló, 1998). 
 
3.6.10. Medio de cultivo 
 
Uno de los principales problemas a solucionar previo a la siembra de una 
determinada especie es la elección del medio de cultivo. Los ingredientes del 
medio varían según el tipo de planta y de la etapa de propagación en que se esté 
trabajando. 
 
Los medios de cultivo in vitro de plantas constan de tres 
componentes básicos (Slater et al., 2003): 
 
1) Elementos esenciales, o iones minerales, suplementado con una 
mezcla compleja de sales, 
2) Suplementos orgánicos que suministran las vitaminas y/o 
aminoácidos; 
3) Una fuente de carbón fijo, suministrada generalmente en forma de 
sacarosa. 
 
Para propósitos prácticos, los elementos esenciales se dividen más 
a fondo en las siguientes categorías (Slater et al., 2003): 
 
1) Macroelementos (o micronutrientes); 
2) Microelementos (o micronutrientes) 
 
27 
 
4. JUSTIFICACIÓN 
 
En el año de 1995, el INIFAP en convenio con la empresa International 
Paper, iniciaron el establecimiento de poblaciones forestales a nivel experimental, 
para determinar algunas especies propicias para desarrollar plantaciones 
comerciales en áreas tropicales de Oaxaca y Chiapas, se probaron dos especies 
de eucalipto: Eucalyptus grandis y Eucalyptus urophylla, los resultados obtenidos 
en dicha plantación mostraron la necesidad del empleo de la propagación masiva 
por cultivo in vitro tanto para la obtención de planta como para el desarrollo de 
investigación sobre el control del ataque de Chrysoporthe cubensis, mediante la 
evaluación del efecto de la tolerancia de los clones a este patógeno en la 
brotación de explantes, cubriendo el paso inicial de los requerimientos de 
desinfección de los mismos. 
 
 
28 
 
 
 
5. OBJETIVOS 
 
 Establecer un protocolo para cultivo aséptico in vitro de Eucalyptus grandis 
y Eucalyptus urophylla. 
 
 Evaluar la formación de brotes de yemas en cultivo de tejidos de Eucalyptus 
grandis y Eucalyptus urophylla en relación con su susceptibilidad a 
Chrysoporthe cubensis a partir del cultivo de ápices in vitro. 
 
29 
 
6. MATERIALES Y MÉTODOS 
 
6.1 Sitio de Estudio 
 
Los experimentos se realizaron en el Laboratorio de Biotecnología 
Forestal CENID-COMEF INIFAP, Av. Progreso No.5, Viveros, Coyoacán y en el 
Laboratorio de Cultivo de Tejidos del Instituto de Biología, UNAM. 
 
6.2 Procedencia del material utilizado 
 
Las plantas de Eucalyptus urophylla (2211, 2222, 2221) y Eucalyptus 
grandis (2202, 2231, 2232, 3231, 3232, 3171) en este trabajo se obtuvieron de 
plantas recolectadas de los clones de los árboles seleccionados en los tres sitios a 
saber: La Gasolinera, Oaxaca; Aguascalientes, Chiapas y Rancho San Antonio, 
Chiapas, que se multiplicaron en el CENID-COMEF (Cuadro 5). 
 
Cuadro 5. Identificación de clones por procedencia. 
Procedencia 
Clones 
tolerantes 
Clones 
susceptibles 
G-386 2231 2232 
G-2464 ND 2202 
G-5091 3231 3232 
G-M5246 3171 ND 
U-EGON 2211 ND 
U-PANTAR 2221 2222 
ND= No determinado 
 
La planta de vivero utilizada en el presente trabajo se obtuvo a partir de 
estacas enraizadas, las cuales se colocaron en envases cilíndricos de cuando 
menos 10 L de capacidad, llenos con una mezcla de agrolita, vermiculita y musgo 
de turbera el cual se conoce comercialmente como “sunshine”. 
30 
 
 
6.3 Obtención de explantes 
 
Los clones de Eucalyptus urophylla y Eucalyptus grandis, se mantuvieron 
en condiciones de invernadero, del CENID-COMEF, INIFAP; A partir de estos 
clones se tomaron diferentes explantes, de un tamaño aproximado de 2 a 3 
centímetros y se mantuvieron inmersos en agua destilada. 
 
6.4 Medio de cultivo 
 
Para el cultivo de los explantes de Eucalyptus urophylla y Eucalyptus 
grandis, se empleó el siguiente medio de cultivo(cuadro 6): Woody Plant (Lloyd y 
McCown, 1980), complementado con tiamina 0.5mg/L sacarosa 20g/L, kinetina 
0.5mg/L, PPM 1ml/L, vitaminas Kao Michayluk (KM) 8ml/L, carbón activado 1g/L y 
agar 8g/L. 
Cuadro 6. Composición de Woody Plant Medium (WPM) 
 
 
 
El medio de cultivo se ajustó a un pH de 5.7 con NaOH 0.1 N y/o HCl 0.1 
N. previo a la adición del agar. 
 
 WPM 
(mg L
-1
) 
Nutrimento 
NH4NO3 400 
Mg SO4 370 
KH2PO4 170 
CaCl2. 2H2O 96 
Ca(NO3)2. 4H2O 556 
K2 SO4 990 
Quelatos 
Na2 EDTA. 2H2O 37.2 
FeSO4. 7H2O 27.8 
Microelementos 
H3BO3 6.2 
Mn SO4. 4H2O 22.3 
ZnSO4. 7H2O 8.6 
Na2Mo O4. 2H2O 0.25 
CuSO4. 5H2O 0.25 
31 
 
Los recipientes utilizados fueron frascos “Gerber ®” con capacidad de 120 
ml, cada uno, con 25 ml de medio de cultivo; se cerraron con tapaderas de 
material plástico para ser por último esterilizados en autoclave a una presión 
1.5kg/m² a 121 °C ± 2 °C durante 15 minutos. 
 
6.5 Evaluación de trenes de asepsia 
 
El primer paso para la obtención de cultivo de tejidos es la limpieza del 
material vegetal con el fin de evitar la contaminación del explante y del medio. 
Para obtener las plantas libres de patógenos, se probaron, agentes de 
desinfección superficial, antibióticos, fungicida y biocida (Cuadro7), en tres 
secuencias de desinfección. 
Cuadro 7. Sustancias empleadas en los trenes de desinfección evaluados. 
Agente Efecto Ingrediente activo Concentración Tiempo 
Detergente Surfactante Lauril sulfato de 
sodio4g/L 5 min. 
Cloralex Desinfectante Hipoclorito de sodio 
( NaClO) 
15% 10 min. 
Etanol Desinfectante 
- Gramm Positivos 
- Gramm Negativos 
- Bacterias vegetativas 
- Mycobacterium tuberculoso 
- Algunos hongos 
- Algunos virus. 
 
 
 
C2H6O 
 
 
 
70% 
 
 
 
1 min. 
Rifampicina Antibiótico 
(inhibe la síntesis de ARN 
bacteriano) 
Rifampicina 
20ng/100ml 
 
10min. 
Cefotaxima Antibiótico 
(interrumpe la síntesis de la 
capa de peptidoglicano de la 
pared celular bacteriana) 
Cefotaxima 
1ml/L 
 
10min. 
Cuprimicin Fungicida 
Inhibe la síntesis de proteínas 
en los ribosomas de 
fitoplasmas, espiroplasmas y 
rikettsias. 
sulfato de 
estreptomicina 
(aminoglicósido) y 
clorhidrato de 
oxitetraciclina 
 
20ng/100ml 
 
10min. 
PPM Biocida 
(inhibe rápidamente el 
crecimiento y metabolismo del 
microorganismo, seguido por 
el daño celular irreversible que 
resulta en la pérdida de la 
viabilidad de éste) 
5-Cloro-2-Metil-
3[2H]-Isotiazolone 
0.1350 % + 2-Metil-
3[2H]-Isotiazolone 
0.0412 % 
 
2.5ml/500ml 
 
2-6 hrs. 
 
http://es.wikipedia.org/wiki/Carbono
http://es.wikipedia.org/wiki/Hidr%C3%B3geno
http://es.wikipedia.org/wiki/Ox%C3%ADgeno
http://es.wikipedia.org/wiki/Peptidoglicano
http://es.wikipedia.org/wiki/Pared_celular
32 
 
6.5.1. A) Desinfectantes + Rifampicina + Cuprimicin 
 
1) Se cortaron ápices de 2 a 3 centímetros. 
2) Se lavaron con detergente por 5 minutos. 
3) Se enjuagaron con agua corriente hasta eliminar todo resto del material 
ajeno a la planta. 
4) Se sumergieron en alcohol etílico al 70% (en agitación continua por 1min). 
5) Se colocaron en una solución de cloro comercial (cloralex) al 15% (en 
agitación continua por 10 minutos). 
6) Se pasaron a una solución con Rifampicina 20ng/100ml (en agitación 
continua por 10 minutos). 
7) Bajo condiciones asépticas, se agitaron por 10 minutos en una solución de 
Cuprimicin 20ng/100ml y por último se realizaron tres enjuagues con agua 
esterilizada. 
 
6.5.2 B). Desinfectantes + Rifampicina + Cuprimicin + PPM 
 
Se realizaron los pasos del 1 al 7 del tren A, después del Cuprimicin se 
colocaron en PPM 2.5ml/500ml (2hrs antes de empezar el cultivo), 
finalmente bajo condiciones asépticas se realizaron 3 enjuagues con agua 
estéril para su posterior cultivo en una campana de flujo laminar. 
 
6.5.3 C) Desinfectantes + Rifampicina + Cefotaxima + PPM 
 
Se realizaron los pasos del 1 al 6 y en lugar del Cuprimicin se utilizó 
Cefotaxima 1ml/L con una agitación continua de 10 min, posteriormente se 
colocaron los ápices en PPM 2.5ml/500ml (6 horas antes de empezar el 
cultivo), finalmente bajo condiciones asépticas se realizaron 3 enjuagues 
con agua estéril para su posterior cultivo en una campana de flujo laminar. 
 
33 
 
Se tomaron 30 ápices por cada uno de los 9 clones: 6 de Eucalyptus 
grandis (2202, 2231, 2232, 3231, 3232, 3171) y 3 Eucalyptus urophylla (2211, 
2222, 2221), con los explantes ya desinfectados, se procedió al cultivo de tres 
ápices, cada uno fue insertado en el medio de cultivo, colocado en un frasco 
“Gerber ®” debidamente etiquetado, con el nombre de la especie, el número de 
clon, tren de desinfección y fecha de cultivo. Para cada una de las combinaciones 
que se tenían de estos variables se hicieron 10 repeticiones. 
 
Lo anterior se incubo en un cuarto de cultivo en las condiciones 
mencionadas anteriormente durante dos semanas, al final se evaluó el número de 
frascos contaminados, cada tren de desinfección se probo independientemente en 
diferentes fechas. 
 
6.6. Efecto de la especie y la tolerancia a Chrysophorthe cubensis sobre 
la brotación de explantes apicales de eucaliptos. 
 
Una vez establecido el tren de desinfección en el cual no se presentaba 
contaminación se procedió a aplicarlo en el resto de la metodología experimental. 
Con el fin de reducir la posibilidad de contaminación, la unidad de experimental fue 
un frasco con un solo explante de lo cual se hicieron 30 repeticiones por clon, en 
dos fechas de siembra con un periodo de incubación de 70 días. 
 
6.7. Secuencia de experimentos 
 
El primer experimento se llevó a cabo en marzo del 2007 en el Laboratorio 
de Biotecnología Forestal CENID-COMEF INIFAP, donde las condiciones del 
cuarto de cultivo del fueron de 25 ºC ± 1 ºC con una intensidad de luz de 1300 
luxes y un fotoperiodo de 16 horas luz y 8 de oscuridad. 
 
El segundo experimento se realizó en diciembre del 2007 en el Laboratorio 
de Cultivo de Tejidos del Jardín Botánico del Instituto de Biología de la UNAM 
34 
 
donde las condiciones del cuarto de cultivo fueron de 25 ºC ± 2 ºC con una 
intensidad de luz de 1500 luxes y un fotoperiodo de 16 horas luz y 8 de oscuridad. 
 
Para cada explante se evaluó el tiempo que requiero para emitir 
crecimiento evidente a partir de cuando menos una yema, lo que se denomino 
brotación, 
 
6.8. Metodología de análisis 
 
Para los trenes de desinfección, debido a que las reacciones fueron 
extremas (se contaminó todo o no hubo contaminación), no requiero ninguna 
prueba estadística. 
 
Para las pruebas de brotación, el diseño experimental para cada 
experimento fue completamente al azar, bajo estas condiciones se aplicó el mismo 
protocolo para los 9 clones. Con el fin de evaluar si existen diferencias 
significativas entre clones para la variable número de días en emitir brotes, se 
llevó a cabo la detección de diferencias entre los tratamientos aplicados mediante 
la prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis (1952), ésta se aplicó considerando 
todos los tratamientos. Cuando se observaron diferencias significativas, esta 
prueba se aplicó para cada par de medias con el objeto de definir sus 
agrupaciones. Las diferencias se establecieron con un valor de alfa = 0.05. 
 
 
35 
 
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
 
Un protocolo para la desinfección del material vegetativo en CTV debe 
permitir eliminar los microorganismos procurando el menor daño posible para los 
explantes (Mroginski y Roca, 1991). Por lo tanto para considerar el procedimiento 
de desinfección como exitoso, fue necesario evaluar tanto el nivel de asepsia 
como el de sobrevivencia de los explantes. 
 
La reacción de los explantes a los trenes de desinfección fue extrema así, 
se tuvo que los dos trenes de desinfección que incluyeron Cuprimicin permitieron 
la infección de la totalidad de los explantes cultivados, pese a que se utilizo en el 
segundo tren PPM que es un compuesto conocido por prevenir de forma efectiva 
y a la vez reducir la contaminación por cualquier patógeno microbiano en el cultivo 
de tejidos (Blanco y Valverde, 2004). No fue sino hasta que se eliminó el 
Cuprimicin, que sustituyéndola con Cefotaxima y aumentando el tiempo de 
inmersión de los explantes en PPM, se consiguió una asepsia total (Cuadro 8). 
Las observaciones realizadas después de varios días de la introducción de los 
explantes en este tren de desinfección, mostró una alta sobrevivencia, también del 
100%. 
 
De esta manera se logró cumplir con los dos requerimientos para 
considerar que el procedimiento de desinfección para el establecimiento de 
cultivos asépticos fue eficiente. 
 
Loaiza y Valverde (2006) recomienda la combinación de Cefotaxima y 
PPM a una concentración 6ml/L para una eliminación total de bacterias. 
 
Algunos de los siguientes antibióticos o combinaciones de los mismos 
han sido también exitosamente aplicados (Lizárraga et al., 1991): 
 
 
36 
 
Cefotaxima 
Gentamicina 
Rifampicina 
Nistatina + Carbenecilina 
Gentamicina + Amfotericina B 
Vancomicina HCl + Micostatin 
Estreptomicina + Carnenecilina 
 
Cuadro 8. Porcentaje de contaminación para cada tren de desinfección tanto en 
materiales tolerantes como susceptibles a Chrysoporthe cubensis. 
 
Tren de desinfección 
 
Especie Tolerantes o 
Susceptibles 
No. de 
Clon 
% Contaminación 
 
A 
 
Desinfectantes 
+ 
Rifampicina 
+ 
CuprimicinEucalyptus urophylla 
 
T 
2211 100 
2221 100 
S 2222 100 
 
 
Eucalyptus grandis 
 
 
T 
2231 100 
3231 100 
3171 100 
 
S 
2202 100 
2232 100 
3232 100 
 
B 
Desinfectante 
+ 
Rifampicina 
+ 
Cuprimicin 
+ 
PPM (2hrs) 
 
 
Eucalyptus urophylla 
T 2211 100 
2221 100 
S 2222 100 
 
Eucalyptus grandis 
 
 
T 
2231 100 
3231 100 
3171 100 
 
S 
2202 100 
2232 100 
3232 100 
 
C 
Desinfectantes 
+ 
Rifampicina 
+ 
Cefotaxima 
+ 
PPM (6hrs) 
 
 
 
Eucalyptus urophylla 
 
T 
2211 0 
2221 0 
S 2222 0 
 
Eucalyptus grandis 
 
 
T 
2231 0 
3231 0 
3171 0 
S 2202 0 
2232 0 
3232 0 
 
 
37 
 
 
En una segunda prueba se hicieron siembras con el mejor tren de 
desinfección, con el fin de constatar su efectividad, se encontró qué una cantidad 
muy pequeña de frascos se contaminaron, lo que indicaba que era una solución 
adecuada al problema (Cuadro 9). 
 
Cuadro 9. Porcentaje de contaminación con el mejor tren de desinfección. 
 
Tren de 
desinfección 
Especie Tolerantes o 
Susceptibles 
No. de Clón % 
Contaminación 
 
C 
 
Desinfectantes 
+ 
 Rifampicina 
+ 
Cefotaxima 
+ 
PPM 
 
 
Eucalyptus 
urophylla 
 
T 
2211 0 
2221 0 
S 2222 0 
 
 
Eucalyptus 
grandis 
 
T 2231 0 
3231 0 
3171 0 
S 2202 0 
2232 0 
3232 0 
 
 
 
En trabajos futuros conviene hacer una prueba microbiológica de los 
fungicidas comerciales ya que es posible que pudieran ser una fuente de 
contaminación. 
 
Una recomendación adicional sería comparar por separado cada uno de 
los componentes del tren que dio los mejores resultados con el fin de discriminar si 
el efecto se debe a cada sustancia en particular o a la acción conjunta. 
 
Los resultados obtenidos por la prueba no paramétrica de Kruskal- Wallis 
(1952) mostraron que no existían diferencias significativas en relación con la 
susceptibilidad del hongo Chrysoporthe cubensis (Cuadros 10 y 11) y tampoco 
entre especies. 
38 
 
 
 
En cuanto a la respuesta morfogenética, los clones tuvieron de uno a dos 
brotes por explante (Figuras 9). 
 
 
 a. b. 
 
Figura 9. Brotación de explante con uno (a) y dos brotes (b). 
 
Los resultados obtenidos confirman que el desencadenamiento de la 
brotación en cultivo in vitro, resulta del empleo de citocininas, eventualmente 
asociadas a las auxinas (Margara, 1988). 
 
Cuadro 10. Tiempo a la brotación de explantes de Eucalyptus urophylla y 
Eucalyptus grandis en relación con la susceptibilidad del hongo 
Chrysoporthe cubensis (siembra realizada en marzo de 2007). 
 
 
U = Eucalyptus urophylla; G = Eucalyptus grandis 
No. DE 
CLÓN 
CLÓN ESPECIE REACCIÓN AL 
PATÓGENO 
BROTACIÓN 
EN DÍAS 
PRUEBA 
Kruskal- 
Wallis* 
1 2221 U Tolerante 69.5 a 
2 2222 U Susceptible 22 d 
3 2211 U Tolerante 29 cd 
4 3231 G Tolerante 55 ab 
5 3232 G Susceptible 31 c 
6 3171 G Tolerante 30 bc 
7 2231 G Tolerante 51 b 
8 2232 G Susceptible 14 d 
9 2202 G Susceptible 17 d 
39 
 
*Las medianas seguidas por la misma letra no difieren significativamente entre sí, de acuerdo con 
la prueba de Kruskal- Wallis al 0.05 
 
Cuadro 11. Tiempo a la brotación de explantes de Eucalyptus urophylla y 
Eucalyptus grandis en relación con la susceptibilidad del hongo 
Chrysoporthe cubensis (siembra realizada en diciembre de 2007). 
 
No. DE 
CLÓN 
CLÓN ESPECIE REACCIÓN AL 
PATÓGENO 
BROTACIÓN 
EN DÍAS 
PRUEBA 
Kruskal- 
Wallis* 
1 2221 U Tolerante 62 a 
2 2222 U Susceptible 53 ab 
3 2211 U Tolerante 37 b 
4 3231 G Tolerante 38 ab 
5 3232 G Susceptible 14 c 
6 3171 G Tolerante 14 c 
7 2231 G Tolerante 27 b 
8 2232 G Susceptible 19.5 c 
9 2202 G Susceptible 27 bc 
 
U = Eucalyptus urophylla; G = Eucalyptus grandis 
*Las medianas seguidas por la misma letra no difieren significativamente entre si, de acuerdo con 
la prueba de Kruskal- Wallis al 0.05 
 
 
 
Figura 10. Días en emitir brotes en 6 clones de Eucalyptus grandis y 3 clones de 
Eucalyptus urophylla con explantes colectados en marzo de 2007. 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1U 2U 3U 4G 5G 6G 7G 8G 9G
D
ía
s 
e
n
 e
m
it
ir
 b
ro
te
s
No. clon
40 
 
 
 
Para el primer experimento realizado en marzo del 2007, los clones que 
emitieron brotes en un periodo no mayor de los 35 días fueron los siguientes: 
2222, 2211, 3232, 3171, 2232, y 2202 a diferencia de los clones 2221, 3231 2231 
que tardaron más de 50 días en emitir brotación. 
 
 
 
 
 
Figura 11. Días en emitir brotes en 6 clones de Eucalyptus grandis y 3 clones de 
Eucalyptus urophylla con explantes colectados en diciembre de 2007. 
 
 
 
Para el segundo experimento realizado en diciembre del mismo año, los 
clones que emitieron brotes en un periodo no mayor de los 30 días fueron 3232, 
3171, 2231, 2232 y 2202, mientras que los clones 2222 y 2221 tardaron más de 
50 días en emitir brotación, pese a que se aplico el mismo tratamiento en los dos 
experimentos los resultados obtenidos fueron distintos lo que podría evidenciar la 
importancia de la época de colecta de estos explantes. 
 
La independencia del tiempo de brotación con respecto al grado de 
resistencia a Chrysoporthe cubensis es de importancia en la generación de 
plantaciones comerciales en zonas libres de este hongo ya que en estos casos 
0
10
20
30
40
50
60
70
1U 2U 3U 4G 5G 6G 7G 8G 9G
D
ía
s 
e
n
 e
m
it
ir
 b
ro
te
s
No. de Clon
41 
 
podrían generarse plantas a partir de los clones susceptibles que presentaron 
emisión de brotes en un corto número días. 
 
También se observó que es posible conseguir material vegetativo de 
Eucalyptus grandis y Eucalyptus urophylla apto para la multiplicación in vitro en un 
porcentaje alto utilizando el medio Woody Plant Medium (Lloyd y McCown, 1980), 
complementado con vitaminas del mismo medio, tiamina 0.5mg/L, sacarosa 
20g/L, kinetina 0.5mg/L, PPM 1ml/L, vitaminas Kao Michayluk (KM), 8ml/L, carbón 
activado 1g/L y agar 8g/L, permitiendo la brotación y el desarrollo de yemas 
axilares; este medio es un desarrollo del autor donde la modificación consistió en 
añadir vitaminas Kao Michayluk (KM) y PPM 1ml/L. 
42 
 
8. CONCLUSIONES 
 
 
Es posible obtener material vegetativo de Eucalyptus grandis y Eucalyptus 
urophylla apto para la multiplicación in vitro en un porcentaje alto, utilizando 
Woody Plant Medium de forma altamente eficiente como se ha descrito en el 
presente trabajo ya que permite la brotación y el desarrollo de yemas axilares de 
ambas especies. No obstante Mroginski y Roca (1991), señalan que es difícil 
lograr cultivos completamente estériles para cualquier especie. 
 
La alta contaminación por hongos de los explantes, fue controlada 
efectivamente con el protocolo de desinfección generado durante la realización del 
presente trabajo. 
 
No existe una relación directa con la tolerancia a Chrysoporthe cubensis y 
el número de días requeridos para la brotación de los explantes de Eucalyptus 
grandis y Eucalyptus urophylla. 
 
No se encontraron diferencias significativas entre especies en su 
tolerancia a Chrysoporthe cubensis. 
 
Se requiere hacer mas repeticiones para garantizar la confiabilidad de los 
resultados obtenidos. 
 
43 
 
9. BIBLIOGRAFÍA 
 
Auge, R., Beauchesne, G., Boccon-Gibod, J., Decourtye, L., Digat, B., Jalouzot, R. 
y Minier R. 1995. In Vitro Culture and Its Applications in Horticulture. Lebanon, 
NH: Science Publishers. 231 p. 
 
Bidwell, R.G.S. 2002. Fisiología Vegetal. AGT Editor, S.A. México. 734 p. 
 
Blanco, M. y Valverde, R. 2004. Micropropagación de Philodendron sp. 
(Posiblemente P. corcovadense). Agronomía Costarricense. 28(1): 39-46. 
 
Barceló, A.R 1998 Hydrogen peroxide production is a general property of the 
lignifying xylem from vascular plants. Annals of Botany. 82: 97–103. 
 
Bonga, J.M.y P. von Aderkas. 1992. In vitro culture of trees. Martinus 
Nijhoff/Kluwer Publishers, Dordrecht, The Netherlands. 236 p. 
 
Burgues, J. 1985. An introduction to plant cell development. Ed. Cambridge 
University Press. 246 p. 
 
Campbell, N. A. 2001. Biología, Conceptos y Relaciones. Pearson Education. 
México. 798p. 
 
CASAFE 1993. Guía de productos fitosanitarios para la República Argentina. 
Cámara de Sanidad Agropecuaria y Fertilizantes. 6. ed. Buenos Aires, Argentina. 
1166 p. 
 
Chawla, H.S. 2002. Introduction to Plant Biotechnology. Science Publishers. 
Segunda edición. USA. p. 17-18. 
 
44 
 
Davies, P. J. 1995. Plant Hormones: Physiology, Biochemistry and Molecular 
Biology. Kluwer Academic Publisher, The Netherlands. 883p. 
 
Debergh, P.C. y R.H. Zimmerman. 1991. Micropagation Technology and 
Aplication. Kluwer Academic Publishers. U.S.A. 479 p. 
 
Digonzelli, P., Diaz, L. y Carrizo de Bedolle, S. 2005. Uso de PPM (Plant 
Preservative Mixture) para controlar contaminantes bacterianos en la 
multiplicación in vitro de caña de azúcar. Revista de la Facultad de Agronomía. 
22(1): 23-33. ISSN 0378-7818. 
 
Endress, R. 1994. Plant Cell Biotechnology, Springer-Verlag Berlin and Heidelberg 
Gmbh & Co. Kg Alemania. 353 p. 
 
Escandón, A.S., Ferrari, P., Facciuto, G., Soto, S., Hagiwara, J.C. y Acevedo, A. 
2003. Combinación de técnicas in vitro y ex vitro para la micropropagación de 
Santa Rita (hibr.) una arbustiva de relevancia ornamental. Revista de 
Investigaciones Agropecuarias, 32 (1): 111-122 ISSN 0325 – 8718. 
 
FAO (Food and Agriculture Organization). 1981. El Eucalipto en la Reforestación 
Forestal. Roma, Italia. 723 p. 
 
Fierros, A.M. 1978. Ensayos de introducción del género Eucalyptus en algunas 
regiones de México. Tesis de Licenciatura. Escuela Nacional de Agricultura. 
Chapingo, México. 280 p. 
 
Francis, J.K. 1999. Especies forestales para plantar en áreas forestales, rurales y 
urbanas de Puerto Rico. New Orleans, LA: U.S. Department of Agriculture, Forest 
Service, Southern Forest Experiment Station. pp 41- 43. 
 
45 
 
George E.F. 1993. Plant Propagation by Tissue Culture. Exegetics, Edington. 
1361p. 
 
González, M., Di Feo L. y Nome S. F. 1990. Identificación de virus del clavel 
(Dianthus cariofilus) en la Argentina. Fitopatología Brasileira. 15(1): 291-293. 
 
González, C. E. 2009. Perspectivas del desarrollo forestal en México. IV Reunión 
Nacional de Innovación Agrícola y Forestal en México. Comisión Nacional 
Forestal. México. 19 p. 
 
Gryzenhout, M., Myburg, H., Van Der Merwe, N.A., Wingfield, B.D. & Wingfield, 
M.J. 2004. Chrysoporthe, a new genus to accommodate Chrysoporthe cubensis. - 
Studies in Mycology. 50(1): 119-142. 
 
Hartmann, H. T. y Kester, D. 1999. Propagación de plantas. Principios y Prácticas. 
Ed. CECSA . Séptima reimpresión. México. 760 p. 
 
Herman, E. 1987. Toward control of micropropagation contamination. Agricell 
Report. 9: 33-35. 
 
Jiménez, E. 1998. Generalidades del Cultivo in vitro. En: Propagación y Mejora 
Genética de Plantas por Biotecnología. Cuba. 390 p. 
 
Kruskal W. H. and Wallis W. A. 1952. Use of ranks in one-criterion variance 
analysis. Journal of the American Statistical Association. 47 (260): 583–621. 
 
Lambers, H., Stuart, F. y Leendert, T. 1998. Plant physiological ecology. Springer-
Verlag New York. pp 300-305. 
 
46 
 
Laynez, J.A. y Sánchez, M. C. 2006. Desinfección de ápices de yuca (Manihot 
esculenta Crantz) cv. ‘Querepa Rosada’ con hipoclorito de sodio. UDO Agrícola. 
6(1): 60- 66. 
 
Lizárraga, R., A., Panta, U. Jayashinge, y J.H. Dodds. 1991. Tissue culture for 
elimination of pathogens. DIP Research Guide 3. International Potato Center (CIP), 
Lima, Perú.21p. 
 
Loaiza, J. y Valverde, R. 2006. Transformación genética de Echinacea purpurea y 
E. angustifolia mediante Agrobacterium rhizogenes. Agronomía Costarricense. 
30(1): 27-34 ISSN: 0377-9424. 
 
Lloyd, G. and McCown, B. 1980. Commercially feasible micropropagation of 
mountain laural ( kalmia latifolis) by use shoot tip cultura. Comb Proc Intl Soc. 
30:421-227. 
 
MARGARA, J. 1988. Multiplicación Vegetativa y Cultivo in vitro. Madrid, Mundi-
Prensa. 236p. 
 
Martínez, R., Azpiroz H. S., Rodríguez, L., Cetina, V. M. y Gutiérrez, M. A. 2003. 
Aplicación de la biotecnología en los recursos genéticos forestales. Revista 
Chapingo. Serie ciencias forestales y del ambiente. 9(1): 17-34. 
 
Marulanda, M.; Gutiérrez, L. & Márquez, M. 2005. Micropropagation of Guadua 
angustifolia kunth. Actual Biology. 27 (82): 5-15. 
 
Meskimen, G. & Francis, J. K. 1990. Eucalyptus grandis Hill ex Maiden Rose gum 
eucalyptus. En: Bums, Russel M., Honkala, Barbara H., eds. Silvics of North 
America. Hardwoods. Agric. Handb. 654. Washington, DC, U.S. Department of 
Agriculture. 305-312. Vol. 2. 
http://redalyc.uaemex.mx/src/inicio/HomRevRed.jsp?iCveEntRev=629
http://redalyc.uaemex.mx/src/inicio/HomRevRed.jsp?iCveEntRev=629
47 
 
Monreal, S. 2008. Plantaciones Comerciales. NOTA INFORMATIVA # 22 del 
Consejo Civil Mexicano para la Silvicultura Sostenible A. C. México. 
http://plantacionesforestalescomerciales.com.mx/articulo02sp.html. (19 de octubre 
de 2009). 
 
Mroginski, L; Roca, W. 1991. Establecimiento de cultivos vegetales in vitro. In 
CIAT. Roca, W; Mroginski; eds. Cultivo de tejidos en la agricultura: Fundamentos y 
aplicaciones. Colombia. p 19-40. 
 
Murashige, T and Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and 
bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 15(3): 473-497. 
 
Nauerby, B. Billing K. & Wyndaele R. 1997. Influence of the antibiotic timentin on 
plant regeneration compared to carbenicillin and cefotaxime in concentrations 
suitable for elimination of Agrobacterium tumefaciens. Plant Scienc., 123: 169-177. 
 
Obregón C. y Restrepo, N. 2000. El Eucalipto. Una Opción de Alta Rentabilidad. 
Programa Forestal Colombiana. Revista el Mueble y la Madera. www.Revista-
MM.com (14 de noviembre de 2009) 
 
Pérez, F. y Martínez, J. 1994. Introducción a la fisiología vegetal. Ed. Mundi- 
Prensa. Madrid, España. pp 121-134. 
 
Pérez, M.B.E.M., Ramírez, M.R., Núñez, P.H.G. y Ochoa, A.N. 1999. Introducción 
al Cultivo de Tejidos Vegetales. Universidad Autónoma de Aguascalientes. Fondo 
de Modernización para la Educación Superior (FOMES) pp. 51-69. 
 
Pierik, R. 1990. Cultivo in vitro de las plantas superiores. Ed. Mundi Prensa. 
Madrid, España. 326 p. 
 
http://plantacionesforestalescomerciales.com.mx/articulo02sp.html.%20(19
http://www.revista-mm.com/
http://www.revista-mm.com/
48 
 
Pimienta, E., Muñoz, A., Ramírez, B. y Méndez, L. 2006. Desarrollo vegetal. 1ª. 
ed. Guadalajara, Jalisco. México. pp. 40-41. 
 
Plata, Ma. I. 1990. Micropropagación de eucaliptos. Información forestal estación 
experimental agropecuaria INTA. Concordia, Argentina. 6 p. ISSN 0326-5013. 
 
Purves W., Sadova D., Orians, G. y Heller, C. 2002. Vida La Ciencia De La Vida. 
Sexta Edición. Editorial Médica Panamericana. New York .1133 p. 
 
Razdan, M.K. 2003. Introduction to plant tissue culture. 2° ed. Enfield New 
Hampshire, U.S.A. 375 p. 
 
Reed, B. M. & Tanprasert, P. 1995. Detection and control of bacterial contaminants 
of plant tissue cultures. A review of recent literature. Plant Tissue Culture and 
Biotechnology. 1(3): 137–141. 
 
Roca, W. y Mroginski, L. 1991. Cultivo de tejidos en la agricultura: Fundamentos y 
aplicaciones. Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT). Cali, Colombia. 
pp 20-40. 
 
Ropert, N. 1996. Diccionario de Enfermería. 16° ed. Ed. Mc Graw Hill. México. 833 
p. 
 
SAGARPA. 2000. Producción de Caoba. La fortaleza de un negocio Subsecretaria 
de Fomento a los Agronegocios. México www.sagarpa.gob.mx/agronegocios. 13 
de abril de 2008. 
 
Salisbury, F. y Cleon, R. 2000. Fisiología de las plantas. Ed. Iberoamericana. 
México. 753 p. 
 
http://www.inta.gov.ar/concordia/info/indices/tematica/cd-informacion-forestal/C7.pdfhttp://www.sagarpa.gob.mx/agronegocios.%2013
49 
 
Sánchez, M. C. y Salverría, J. L. 2004. Control de la oxidación y la contaminación 
en el cultivo in vitro de fresa (Fragaria X ananassa Duch). UDO Agrícola. 
Venezuela. 4: 21-26. 
 
SEMARNAT. 2001. Anuario Estadístico de la Producción Forestal 2000. México, 
D. F. 154 p. 
 
SEMARNAP. 1996. Programa Forestal y de Suelos 1995-2000. México D.F. pp 21-
39. 
 
Slater A.; Scott N. & Fowler M. 2003. Plant biotechnology: the genetic 
manipulation of plants. Oxford: Oxford University Press. 346 p. 
 
Thorpe T.A, Harry I.S & Kumar, P.P. 1991. Application of micropropagation to 
forestry. En: Micropropagation, technology and applications. Ed. Academic Press. 
pp 311-316. 
 
Toledo, J., Espinoza, N. y Golmirzaie, A. 1998. Cultivo de Tejidos. Manejo de 
Plántulas in vitro en la producción de semilla de papa. Centro Internacional de la 
Papa (CIP). Manual de Capacitación. Lima, Perú. 15 p. 
 
Villalobos, A.V. 1990. Historia del cultivo de tejidos vegetales. En: Fundamentos 
teóricos-prácticos de cultivo de tejidos vegetales. Codmo H. Rossell y Víctor M. 
Villalobos (Eds.). Roma: FAO. pp 3-7. 
 
Yu, D. & Meredith, C. 1996. The influence of explante origin on tissue browning 
and shoot production in shoot tip cultures of grapevine. J. American Society for 
Horticultural Science. 111(6):972-975. 
 
 
	Portada
	Índice
	1. Resumen
	2. Introducción
	3. Antecedentes
	4. Justificación
	5. Objetivos
	6. Material y Métodos
	7. Resultados y Discusión
	8. Conclusiones
	9. Bibliografía