Dinamica-microbiana-en-biofiltros-para-el-control-de-emisiones-de-CH4-y-H2S-de-efluentes-anaerobios-municipales

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
Maestría y Doctorado en Ciencias Bioquímicas 
 
 
 
DINÁMICA MICROBIANA EN BIOFILTROS PARA EL CONTROL DE 
EMISIONES DE CH4 Y H2S DE EFLUENTES ANAEROBIOS MUNICIPALES 
 
 
TESIS 
 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
Maestro en Ciencias 
 
 
 
 
PRESENTA: 
PATRICIA ELIZABETH RUIZ RUIZ 
 
 
 
TUTOR PRINCIPAL 
DR. ADALBERTO NOYOLA ROBLES 
Instituto de Ingeniería 
 
MIEMBROS DEL COMITÉ TUTOR 
DRA. MARICARMEN QUIRASCO BARUCH 
Facultad de Química 
DR. JOSÉ ADELFO ESCALANTE ESTRADA 
Instituto de Biotecnología 
 
 
 
Ciudad de México. Agosto, 2017 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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DERECHOS RESERVADOS © 
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Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
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Esta tesis de maestría se realizó bajo la dirección del Dr. Adalberto Noyola Robles, en el 
Laboratorio de Ingeniería Ambiental del Instituto de Ingeniería de la UNAM. 
 
 
 
 
 
 
 
 
JURADO DE EXAMEN CONSTITUIDO POR: 
 
 
Dr. Alfredo Martínez Jiménez (Presidente) 
 
Dr. Mauricio Alberto Trujillo Roldán (Vocal) 
 
Dr. Leobardo Serrano Carreón (Vocal) 
 
Dr. Sergio Revah Moiseev (Vocal) 
 
Dr. León Patricio Martínez Castilla (Secretario) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Este trabajo fue realizado en el Laboratorio de Ingeniería Ambiental que cuenta con 
certificación de la calidad ISO 9001:2008 otorgada por el Instituto Mexicano de 
Normalización y Certificación, A.C. (IMNC) con registro RSGC 960 de fecha 11 de enero 
de 2016, vigente al 11 de enero de 2019. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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“We can judge our progress by the courage of our questions and the depth of our answers, 
our willingness to embrace what is true rather than what feels good”. 
 
- Carl Sagan. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMIENTOS 
 
 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México y al Programa de Maestría y Doctorado en 
Ciencias Bioquímicas por permitirme continuar mi formación profesional. 
 
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología por el apoyo económico otorgado durante la 
realización de la maestría y por proporcionar los recursos para llevar a cabo esta investigación 
(proyecto 220217, CB 2013). 
 
Al Instituto de Ingeniería y al Laboratorio de Ingeniería Ambiental por brindar el espacio, 
instalaciones y equipos para desarrollar este trabajo. 
 
Al Programa de Apoyo a los Estudios del Posgrado (PAEP) por el apoyo económico otorgado 
para la asistencia al XII Latin American Symposium And Workshop On Anaerobic 
Digestion, en Cusco, Perú. 
 
A mi tutor, Dr. Adalberto Noyola, por su constante asesoría y ejemplo. Me llevo una gran 
experiencia al haber formado parte de su grupo de investigación. Gracias por la confianza y 
accesibilidad. 
 
A mi comité tutoral, Dra. Maricarmen Quirasco y Dr. Adelfo Escalante, gracias por 
encaminar esta investigación, por todas sus aportaciones y recomendaciones. 
 
Al Grupo de Investigación en Procesos Anaerobios-GIPA. A la M. en C. Margarita Cisneros 
por su apoyo en todo lo que respecta al II-UNAM y por toda la ayuda brindada durante estos 
años. Al Dr. Daniel de los Cobos por las revisiones y consejos durante la realización de este 
trabajo, no sólo académicos, también por los consejos de vida y por no olvidar esa parte 
humana dentro del grupo. A mis compañeros del cubículo por hacer divertidas las actividades 
de escritorio, sobre todo a Andy, me quedo con tu bonita amistad después de esta experiencia. 
También quiero agradecer a Cindy Estrada, amiga, gracias por toda tu ayuda para cualquier 
tema relacionado al PMDCBQ, por tu confianza y amistad. 
 
A Claudia Granada por recibirme inicialmente como alumna de estancia y enseñarme lo 
bonita que es la biología molecular. Muchas gracias por enseñarme a trabajar con delicadeza 
y extremar precauciones, por todos los tips y tu asesoría durante mi primer acercamiento al 
mundo molecular. 
 
Al mejor equipo de trabajo, Tania, Dani y Álvaro, mis metaneros. Gracias por los buenos 
momentos, por el constante apoyo, las dudas resueltas, los desvelos en el invernadero y 
trasnoches en el cubículo. En especial quiero agradecer a Tania por ser el pilar de nuestro 
equipo, por todas las horas de trabajo, por tu asesoría y sobre todo, por tu amistad. 
 
A los alumnos de estancia y servicio social que apoyaron durante una parte de la 
experimentación, Alicia Adame, Ofelia Rivera y Jahir Hernández, chicos gracias por todo, 
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deseo lo mejor para ustedes y que cumplan todas sus metas en la vida. Quiero agradecer en 
especial a Alys, eres una estudiante muy brillante y una excelente persona, espero que lo que 
aprendimos juntas te sirva en tu desarrollo profesional y también espero contar siempre con 
tu amistad. 
 
A las mejores amigas que pude conocer en el camino: Tan, Lups, Mariani y Nani. Mil gracias 
por su confianza, por estar siempre, por todas las risas, por ser un ejemplo, por la 
comprensión, por los ánimos para nunca rendirnos. Esta experiencia me hizo conocer a las 
personitas más lindas del mundo… ¡las quiero mucho, mis científicas favoritas! 
 
A mis amigas Ana Paty, Bety, Thelma y Alma, por siempre estar conmigo, en las buenas y 
en las malas, lejos o cerca, por esas conversaciones infinitas, todos esos mensajes de voz y 
chats de trescientos mensajes por leer. Porque siempre han estado para escucharme y 
aconsejarme, aunque les hablara en chino, siempre conté con ustedes. Son las mejores amigas 
del mundo, a pesar de la distancia y el tiempo, me da muchísima alegría saber que nuestra 
amistad es la misma y que puedo contar con ustedes en cada etapa de la vida. 
 
A mis padres Briscia y Daniel: mamá, papá, gracias por ser el mejor ejemplo, por enseñarme 
desde pequeña que la vida se trata de dar siempre lo mejor y de la constante superación, por 
inculcarme disciplina y constancia, por enseñarme a hacer las cosas bien, porque una vida 
mediocre no es vida. Gracias por la motivación para crecer día con día, gracias por las 
palabras de aliento en los momentos que más los necesité, por los consejos de vida, por todo 
el apoyo y el infinito amor que me han dado. Ustedes han puesto en mis manos todas las 
herramientas para enfrentarme al mundo, me lo han dado todo, y de mi parte, absolutamente 
todo es para ustedes. Siempre estaré agradecida por tener a los mejores padres del universo. 
A mis hermanos, Laura, Luis Daniel y Diana, aunque de lejos (y a su manera), siempre me 
han demostrado su apoyo y cariño. Familia bonita, ustedes son mi fuerza. 
 
Y por último, el agradecimiento más especial es para mi compañero en este viaje, mi 
compañero de vida, mi René. Dicen que el amor te vuelve invencible, y contigo, así me 
siento. Eres un hombre maravilloso y admirable, gracias por cuidarme, por tu amor 
incondicional y tu infinita paciencia. Gracias por motivarme día con día, por exigirme dar 
siempre lo mejor, por no dejar que me rinda, por enseñarme a amar lo que hago y por 
transmitirme tu calma y tu paz durante todos esos momentos de estrés. Gracias por tu 
compañía todo este tiempo, por hacer amenos los desvelos, las madrugadas de trabajo, los 
fines de semana en el invernadero o esas noches de experimentos en el laboratorio. Por 
entender que la ciencia notiene horarios (mucho menos los bichos) y no tener problema con 
ello. Por escucharme antes de cada presentación, por ser el mejor consejero, por demostrar 
interés siempre, aunque te hablara de ADN, de genes y de todas esas cosas ñoñas. Siempre 
he contado con tu apoyo sea cual sea la situación. Gracias por compartir los mismos objetivos 
y por hacer todo posible. No existen palabras suficientes que puedan expresar lo agradecida 
que estoy con la vida por darme la oportunidad de caminar a tu lado. Este logro es de los dos, 
una meta más a la lista, de las muchas que cumpliremos. Te amo. 
 
 
 
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ÍNDICE GENERAL 
 
 
Pág. 
 
ÍNDICE DE FIGURAS ....................................................................................................................... 9 
ÍNDICE DE TABLAS ...................................................................................................................... 11 
LISTA DE ABREVIATURAS ......................................................................................................... 12 
RESUMEN ........................................................................................................................................ 13 
ABSTRACT ...................................................................................................................................... 14 
INTRODUCCIÓN ............................................................................................................................ 15 
1. MARCO TEÓRICO ...................................................................................................................... 17 
1.1. Antecedentes .......................................................................................................................... 17 
1.2. Tratamiento biotecnológico de emisiones gaseosas ............................................................... 19 
1.2.1. Biolavadores .................................................................................................................... 21 
1.2.2. Biofiltros percoladores .................................................................................................... 21 
1.2.3. Biofiltros ......................................................................................................................... 21 
1.3. Microorganismos que intervienen en la oxidación de metano y sulfuro de hidrógeno .......... 23 
1.3.1. Bacterias metanótrofas .................................................................................................... 24 
1.3.2. Bacterias sulfooxidantes .................................................................................................. 28 
1.4. Factores que influyen la eficiencia de remoción del metano en biofiltros ............................. 30 
1.5. Influencia del H2S en la oxidación del metano ...................................................................... 31 
1.6. Herramientas de biología molecular para el estudio de comunidades microbianas en sistemas 
de biofiltración .............................................................................................................................. 32 
2. JUSTIFICACIÓN, HIPÓTESIS Y OBJETIVOS ......................................................................... 39 
2.1. JUSTIFICACIÓN .................................................................................................................. 39 
2.2. HIPÓTESIS ............................................................................................................................ 40 
2.3. OBJETIVOS .......................................................................................................................... 40 
2.3.1. General ............................................................................................................................ 40 
2.3.2. Específicos ...................................................................................................................... 40 
3. METODOLOGÍA ......................................................................................................................... 41 
3.1. Características de los biofiltros .............................................................................................. 41 
3.2. Parámetros de operación ........................................................................................................ 42 
3.3. Desempeño de los biofiltros ................................................................................................... 43 
3.4. Determinación de sulfatos ...................................................................................................... 45 
3.5. Etapas de operación de los biofiltros ...................................................................................... 45 
3.5.1. Primera etapa de operación ............................................................................................. 45 
3.5.2. Segunda etapa de operación ............................................................................................ 46 
3.6. Estudio de las comunidades bacterianas ................................................................................ 47 
3.6.1. Toma de muestra ............................................................................................................. 47 
3.6.2. Pretratamiento de muestras ............................................................................................. 48 
3.6.3. Extracción de ADN ......................................................................................................... 48 
3.6.4. Cuantificación y determinación de la integridad del ADN por espectrofotometría y 
electroforesis ............................................................................................................................. 49 
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3.6.5. Amplificación de fragmentos por Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR, por sus 
siglas en inglés) ......................................................................................................................... 49 
3.6.6. Separación de los fragmentos por Electroforesis en Gel con Gradiente Desnaturalizante 
(DGGE, por sus siglas en inglés) .............................................................................................. 50 
3.6.7. Análisis del perfil de bandas en geles de poliacrilamida ................................................. 51 
3.6.8. Reamplificación de las bandas separadas del gel de DGGE ........................................... 54 
3.6.9. Purificación de las bandas y secuenciación ..................................................................... 54 
3.6.10. Análisis de filogenia ...................................................................................................... 55 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................................... 56 
4.1. Primera etapa de operación .................................................................................................... 56 
4.1.1. Desempeño de los biofiltros ............................................................................................ 56 
4.1.2. Extracción de ADN y amplificación de fragmentos por PCR ......................................... 56 
4.1.3. Separación de fragmentos por DGGE ............................................................................. 60 
4.1.4. Análisis del perfil de bandas en geles de poliacrilamida ................................................. 61 
4.2. Segunda etapa de operación ................................................................................................... 65 
4.2.1. Desempeño de los biofiltros ............................................................................................ 65 
4.2.2. Producción de sulfatos (SO42-) ........................................................................................ 68 
4.2.3. Extracción de ADN y amplificación por PCR................................................................ 71 
4.2.4. Separación de fragmentos por DGGE ............................................................................. 75 
4.2.5. Análisis del perfil de bandas en geles de poliacrilamida ................................................. 79 
4.2.5.1. Biofiltro empacado de composta .................................................................................. 79 
4.2.5.2. Biofiltro empacado de esponja de poliuretano ............................................................. 83 
4.2.5.2. Biofiltro empacado de esponja de poliuretano con adición de cobre ........................... 86 
4.2.6. Análisis de secuencias ..................................................................................................... 90 
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .......................................................................... 101 
5.1. CONCLUSIONES ............................................................................................................... 101 
5.2. RECOMENDACIONES ...................................................................................................... 102 
6. REFERENCIAS .......................................................................................................................... 103 
7. ANEXOS ..................................................................................................................................... 111 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ÍNDICE DE FIGURAS 
 
 
 
 Pág. 
Figura 1.1. Mecanismo de degradación del contaminante gaseoso en un proceso biológico 
(biofiltración). 19 
Figura 1.2. Proceso de transferencia de masa en el tratamiento de gases. 20 
Figura 1.3. Tecnologías para el tratamiento de emisiones gaseosas. 20 
Figura 1.4. Esquema de un biofiltro. 22 
Figura 1.5. Sistema propuesto para el tratamiento de efluentes anaerobios en pequeñas PTAR 23 
Figura 1.6. Descripción general del metabolismo metanotrófico y los metanótrofos. 25 
Figura 1.7. Relaciones filogenéticas entre los metanótrofos conocidos basado en secuencias del 
gen 16S ARNr. 25 
Figura 1.8. Estructura cuaternaria de las metano-monooxigenasas. 27 
Figura 1.9. Ciclo del azufre. 28 
Figura 1.10. Árbol filogenético basado en el alineamiento de secuencias del gen 16S ARNr de 
bacterias quimiolitoautótrofas sulfoxidantes. 30 
Figura 1.11. Estructura secundaria del ARN ribosomal 16S de Escherichia coli. 33 
Figura 1.12. Esquema de la reacción en cadena de la polimerasa. 34 
Figura 1.13. Esquema del procedimiento general de PCR-DGGE. 36 
Figura 3.1. Sistemas de biofiltración utilizados en este estudio para la oxidación de metano y 
sulfuro de hidrógeno. 41 
Figura 3.2. Materiales de empaque. 41 
Figura 3.3. Diagrama de operación del sistema de biofiltración. 43 
Figura 3.4. Analizador de gases portátil Biogas 5000. 44 
Figura 3.5. Curva de calibración para el cálculo de los sulfatos producidos en los biofiltros con 
materiales inorgánicos. 45 
Figura 3.6. Diagrama general de la metodología empleada para el estudio de las comunidades 
bacterianas presentes en biofiltros para la oxidación de metano y sulfuro de 
hidrógeno en la segunda etapa del trabajo. 47 
Figura 3.7. Ejemplo de la identificación de bandas en gel de DGGE utilizando el software 
Quantity One®. 51 
Figura 3.8. Ejemplo de matriz binaria del gel de poliacrilamida (muestras del ejemplo anterior). 52 
Figura 3.9. Ejemplo de curvas de Lorenz para determinar el índice de organización (Co) de 
comunidades microbianas. 54 
Figura 4.1. Comparación de muestra de esponja de poliuretano antes (izquierda) y después del 
tratamiento con PowerLyzer® (derecha) para el desprendimiento de la biopelícula. 57 
Figura 4.2. Gel de agarosa al 1% de las reacciones de PCR correspondientes a la primera etapa 
de operación de los biofiltros. 60 
Figura 4.3. Gel de poliacrilamida para las muestras durante la primera etapa de operación. 60 
Figura 4.4. Bandas más representativas del patrón de migración obtenido a partir del gel de 
poliacrilamida anterior para las muestras durante la primera etapa de operación. 61 
Figura 4.5. Evolución de los índices SD y J en las muestras de esponja de poliuretano. 62 
Figura 4.6. Evolución de los índices SD y J en las muestras de composta. 63 
Figura 4.7. Curvas de Lorenz para la determinación del índice Co de todas las muestras durante 
la primera etapa de operación. 64 
Figura 4.8. Desempeño del biofiltro empacado con composta durante la segunda etapa de 
operación. 66 
Figura 4.9. Desempeño del biofiltro empacado con esponja de poliuretano durante la segunda 
etapa de operación. 67 
Figura 4.10. Desempeño del biofiltro empacado con esponja de poliuretano y adicionado con 
solución de CuSO4 durante la segunda etapa de operación. 68 
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Figura 4.11. Producción de sulfatos en el biofiltro empacado con esponja de poliuretano (E-). 69 
Figura 4.12. Producción de sulfatos en el biofiltro empacado con esponja de poliuretano 
adicionado con CuSO4 (E+). 69 
Figura 4.13. Imágenes de la parte inferior de los materiales de soporte durante la segunda etapa de 
operación (alimentación con H2S). 70 
Figura 4.14. Fragmentos amplificados de las muestras del biofiltro de composta (C). 73 
Figura 4.15. Fragmentos amplificados de las muestras del biofiltro con esponja de poliuretano (E-
). 74 
Figura 4.16. Fragmentos amplificados de las muestras del biofiltro con esponja de poliuretano 
adicionado con CuSO4 (E+). 74 
Figura 4.17. Gel de poliacrilamida para las muestras durante la segunda etapa de operación sin 
adición (0C, 0E- y 0E+) y con adición de 250 ppmv de H2S. 75 
Figura 4.18. Gel de poliacrilamida para las muestras de composta durante la segunda etapa de 
operación con adición de 500 ppmv de H2S 76 
Figura 4.19. Gel de poliacrilamida para las muestras de composta durante la segunda etapa de 
operación con adición de 750 ppmv de H2S. 76 
Figura 4.20. Bandas más representativas del patrón de migración obtenido a partir de los geles de 
poliacrilamida para las muestras de composta (C) durante la segunda etapa de 
operación. 77 
Figura 4.21. Bandas más representativas del patrón de migración obtenido a partir de los geles de 
poliacrilamida para las muestras de esponja de poliuretano (E-) durante la segunda 
etapa de operación. 78 
Figura 4.22. Bandas más representativas del patrón de migración obtenido a partir de los geles de 
poliacrilamida para las muestras de esponja de poliuretano adicionada con CuSO4 
(E+) durante la segunda etapa de operación. 78 
Figura 4.23. Evolución del índice SD entre las muestras de composta (C) durante la segunda etapa 
de operación. 80 
Figura 4.24. Evolución del índice J entre las muestras de composta (C) durante la segunda etapa 
de operación. 81 
Figura 4.25. Índice ponderado de riqueza (Rr) para las muestras de composta (C) durante la 
segunda etapa de operación. 82 
Figura 4.26. Índice de organización de la comunidad (Co) para las muestras de composta (C) 
durante la segunda etapa de operación. 83 
Figura 4.27. Evolución del índice SD entre las muestras de esponja de poliuretano (E-) durante la 
segunda etapa de operación. 84 
Figura 4.28. Evolución del índice J entre las muestras de esponja de poliuretano (E-) durante la 
segunda etapa de operación. 85 
Figura 4.29. Índice ponderado de riqueza (Rr) para las muestras de esponja de poliuretano (E-) 
durante la segunda etapa de operación. 85 
Figura 4.30. Índice de organización de la comunidad (Co) para las muestras de esponja de 
poliuretano (E-) durante la segunda etapa de operación. 86 
Figura 4.31. Evolución del índice SD entre las muestras de esponja de poliuretano con CuSO4 (E+) 
durante la segunda etapa de operación. 88 
Figura 4.32. Evolución del índice J entre las muestras de esponja de poliuretano con CuSO4 (E+) 
durante la segunda etapa de operación. 88 
Figura 4.33. Índice ponderado de riqueza (Rr) para las muestras de esponja de poliuretano con 
CuSO4 (E+) durantela segunda etapa de operación. 89 
Figura 4.34. Índice de organización de la comunidad (Co) para las muestras de esponja de 
poliuretano con CuSO4 (E+) durante la segunda etapa de operación. 89 
Figura 4.35. Árbol filogenético basado en el análisis de las secuencias del gen 16S ADNr 
bacteriano detectadas por PCR-DGGE y las secuencias más cercanas obtenidas por la 
herramienta de búsqueda BLAST del GenBank. 94 
 
 
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ÍNDICE DE TABLAS 
 
 
 Pág. 
Tabla 1.1. Características generales de las familias conocidas de metanótrofos. 26 
Tabla 1.2. Tipos de metabolismo de bacterias oxidantes de azufre. 29 
Tabla 1.3. Comparación de diferentes métodos de huella molecular. 35 
Tabla 3.1. Características de los materiales de soporte utilizados en este estudio. 42 
Tabla 3.2. Medio mineral para el enriquecimiento de metanótrofas. 43 
Tabla 3.3. Características de medición del analizador de gases portátil Biogas 5000. 44 
Tabla 3.4. Condiciones de los sistemas de biofiltración durante la primera etapa de operación. 46 
Tabla 3.5. Condiciones de los sistemas de biofiltración durante la segunda etapa de operación. 46 
Tabla 3.6. Cebadores utilizados para las amplificaciones por PCR. 49 
Tabla 3.7. Reactivos para la reacción de amplificación. 50 
Tabla 3.8. Composición de una solución al 100% de agentes desnaturalizantes (volumen final de 
100 mL). 50 
Tabla 4.1. Resultados de las extracciones de ADN en el biofiltro de esponja de poliuretano 
durante la primera etapa de operación. 58 
Tabla 4.2. Comparación de las extracciones de una muestra de composta con lavados y sin 
lavados de NaCl (0.5%). 59 
Tabla 4.3. Resultados de las extracciones de ADN en el biofiltro de composta durante la primera 
etapa de operación. 59 
Tabla 4.4. Índice SD a partir del perfil de bandas de las muestras de composta (C) y esponja de 
poliuretano (E) durante la primera etapa de operación. 61 
Tabla 4.5. Índice de Jaccard a partir del perfil de bandas de las muestras de composta (C) y 
esponja de poliuretano (E) durante la primera etapa de operación. 62 
Tabla 4.6. Índices Rr y Co para todas las muestras durante la primera etapa de operación. 63 
Tabla 4.7. Resultados de las extracciones de ADN de muestras de composta durante la segunda 
etapa de operación. 71 
Tabla 4.8. Resultados de las extracciones de ADN de muestras de esponja de poliuretano 
durante la segunda etapa de operación. 72 
Tabla 4.9. Resultados de las extracciones de ADN de muestras de esponja de poliuretano con 
solución de CuSO4 durante la segunda etapa de operación. 73 
Tabla 4.10. Índice SD a partir del perfil de bandas del gel de poliacrilamida para las muestras de 
composta (C) durante la segunda etapa de operación. 79 
Tabla 4.11. Índice de Jaccard a partir del perfil de bandas del gel de poliacrilamida para las 
muestras de composta (C) durante la segunda etapa de operación. 80 
Tabla 4.12. Índice SD a partir del perfil de bandas del gel de poliacrilamida para las muestras de 
esponja de poliuretano (E-) durante la segunda etapa de operación. 83 
Tabla 4.13. Índice de Jaccard a partir del perfil de bandas del gel de poliacrilamida para las 
muestras de esponja de poliuretano (E-) durante la segunda etapa de operación. 84 
Tabla 4.14. Índice SD a partir del perfil de bandas del gel de poliacrilamida para las muestras de 
esponja de poliuretano con CuSO4 (E+) durante la segunda etapa de operación. 87 
Tabla 4.15. Índice de Jaccard a partir del perfil de bandas del gel de poliacrilamida para las 
muestras de esponja de poliuretano con CuSO4 (E+) durante la segunda etapa de 
operación. 87 
Tabla 4.16. Resultados de secuenciación y búsqueda en GenBank de las bandas escindidas 
durante la condición 2 (CH4 <4.5% y 250 ppmv de H2S). 91 
Tabla 4.17. Resultados de secuenciación y búsqueda en GenBank de las bandas escindidas 
durante la condición 3 (CH4 <4.5% y 500 ppmv de H2S). 92 
Tabla 4.18. Resultados de secuenciación y búsqueda en GenBank de las bandas escindidas 
durante la condición 4 (CH4 <4.5% y 750 ppmv de H2S). 93 
Tabla 4.19. Coincidencias de bandas entre los diferentes materiales de soporte. 95 
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LISTA DE ABREVIATURAS 
 
 
 
ADN Ácido desoxirribonucleico 
ARN Ácido ribonucleico 
ARNr Ácido ribonucleico ribosómico 
BSA Albúmina de suero bovino 
CE Capacidad de eliminación 
Co Índice de organización de la comunidad 
DGGE Electroforesis en gel con gradiente desnaturalizante 
dNTP Desoxinucleótido trifosfato 
ER Eficiencia de remoción 
GWP100 Potencial de calentamiento global (horizonte de 100 años) 
J Índice de Jaccard 
MMO Enzima metano monooxigenasa 
OTU Unidad taxonómica operativa 
pb Pares de bases 
PBS Amortiguador de fosfatos salino 
PCR Reacción en cadena de la polimerasa 
pMMO Enzima metano monooxigenasa particulada 
ppmv Partes por millón volumen 
PTAR Planta de tratamiento de aguas residuales 
RuMP Ruta ribulosa monofosfato 
rpm Revoluciones por minuto 
Rr Índice ponderado de riqueza 
SD Índice de Sörensen-Dice 
sMMO Enzima metano monooxigenasa soluble 
TRLV Tiempo retención de lecho vacío 
UASB Reactor anaerobio de flujo ascendente 
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RESUMEN 
 
 
 
El uso de procesos anaerobios para tratar aguas residuales presenta diversas ventajas respecto a los procesos aerobios, 
una de ellas, es la posibilidad de utilizar el biogás producido como fuente de energía. El biogás es una mezcla de gases 
constituido en su mayoría por metano (CH4) y puede contener trazas de sulfuro de hidrógeno (H2S). El tratamiento 
anaerobio de aguas residuales en América Latina ha experimentado un crecimiento en el número de plantas instaladas, 
sin embargo, muchas de ellas son plantas pequeñas con una limitada producción de CH4 y por lo tanto éste no puede 
ser aprovechado. En la práctica, la mayoría de estas plantas no gestiona adecuadamente el biogás producido y termina 
liberándolo a la atmósfera. Otro problema asociado a este tipo de plantas es que gran parte del metano generado 
permanece disuelto en el efluente (entre un 30 y 60%), sumándolo a las emisiones generadas por estos sistemas. Esta 
situación representa una contribución al inventario de gases de efecto invernadero, pues el metano es el segundo gas 
más importante con un potencial de calentamiento 34 veces superior al CO2. La mitigación y control de estas emisiones, 
junto con la eliminación del también presente sulfuro de hidrógeno, se puede lograr mediante el uso de un sistema de 
biofiltración, que es lo que se propone en este trabajo. 
 
El objetivo de esta investigación fue estudiar la dinámica de las poblaciones microbianas presentes en sistemas de 
biofiltración de concentraciones bajas de CH4 empacados con diferentes materiales de soporte (composta, esponja de 
poliuretano y anillos Raschig de polietileno) operados bajo diferentes concentraciones de alimentación de H2S (250, 
500 y 750 ppmv) mediante el uso de la técnica independiente de cultivo (huella molecular) PCR-DGGE. De igual 
manera, se evaluó el desempeño de cada biofiltro en términos de capacidad de eliminación (CE) y eficiencia de 
remoción (ER) en función al material de empaque y las concentraciones de H2S alimentadas. 
 
Los biofiltros fueron operados en dos etapas: la segunda etapa tuvo un tiempo de operación con H2S más prolongado 
que la primera. Los resultados de la primera etapa indicaron que la capacidad de eliminación de CH4 fue mayor en el 
biofiltro empacado con composta, seguido del biofiltro empacado con esponja de poliuretano y por último el biofiltro 
de anillos Raschig de polietileno, siendo el poco desarrollo de biomasa la causa del deficiente desempeño de este 
último, lo cual condujo a tomar la decisión de detener su operación. 
 
Durante la segunda etapa de operación, el biofiltro empacado con composta logró capacidades de eliminación de CH4 
de 65 gCH4 m-3 h-1 (ER=100%) mientras que los biofiltros empacados con esponja de poliuretano tuvieron como 
valores máximos una CE tres veces menor (20 gCH4 m-3 h-1, ER 30%).Por otra parte, la adición de H2S a los 
biofiltros tuvo un impacto negativo en la oxidación de CH4 durante los primeros días después del suministro de cada 
concentración de este gas, lo cual se vio reflejado una disminución temporal en la CE de CH4. 
 
Fue posible detectar microorganismos metanótrofos pertenecientes a los Grupos I y II en los materiales de soporte 
probados. Una secuencia relacionada a un metanótrofo no cultivado de la familia Methylocystaceae (metanótrofo 
Grupo II, Alphaproteobacteria) sólo se observó en el biofiltro de composta durante la condición inicial y hasta la 
alimentación con 500 ppmv de H2S. A su vez, metanótrofos pertenecientes al Grupo II relacionados a Methylocystis 
sp. únicamente estuvieron presentes en el biofiltro de esponja de poliuretano durante la condición inicial pero éstos 
desaparecieron una vez que se alimentó H2S al sistema. Por otro lado Methylomicrobium agile (Grupo I, 
Gammaproteobacteria) estuvo presente en todos los materiales de soporte durante la condición inicial y hasta la 
alimentación con 500 ppmv de H2S. La concentración de 750 ppmv fue inhibitoria para estas bacterias pues no se 
observó la presencia de ningún metanótrofo en los materiales probados durante esta condición. 
 
Se identificaron secuencias relacionadas al género Thiobacillus en todos los materiales de soporte; sin embargo, su 
presencia fue más notoria en el soporte inorgánico esponja de poliuretano. Además, se logró detectar a otros 
microorganismos involucrados en la oxidación de compuestos azufrados, lo que puede explicar que todos los sistemas 
de biofiltración tuvieran altas eficiencias de remoción de H2S. 
 
La adición de concentraciones crecientes de H2S ocasionó diferencias notorias en la población microbiana de los 
sistemas de biofiltración, lo cual se corroboró por la presencia de géneros únicos durante cada condición de operación. 
 
 
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ABSTRACT 
 
 
 
The use of anaerobic processes for wastewater has several advantages over aerobic processes, one of them being the 
possibility of using the produced biogas as an energy source. Biogas is a mixture of gases consisting mostly on methane 
(CH4) with traces of hydrogen sulfide (H2S). Anaerobic treatment of wastewater in Latin America has experienced a 
growth in the number of plants installed, however, many of them are small plants with a limited production of CH4 
which hinders energy production. In practice, most of these plants do not properly manage the biogas produced and 
end up releasing it into the atmosphere. Another problem associated with this type of technologies is that a large 
amount of the produced methane remains dissolved in the effluent (30 to 60%), which adds to the emissions generated 
by these systems. This situation represents a contribution to the inventory of greenhouse gases, since methane is the 
second most important gas with a global warming potential 34 times greater than CO2. Mitigation and control of these 
emissions, together with the elimination of the present hydrogen sulfide, can be achieved by the use of a biofiltration 
system. 
 
The aim of this research was to study the dynamics of microbial populations present in biofiltration systems of low 
CH4 concentrations packed with different support materials (compost, polyurethane foam and polyethylene Raschig 
rings) operated under different inlet concentrations of H2S (250, 500 and 750 ppmv) using the culture-independent 
technique (fingerprinting) PCR-DGGE. Also, the performance of each biofilter was evaluated in terms of elimination 
capacity (EC) and removal efficiency (RE) as function of the packing materials and the concentrations of H2S fed. 
 
Biofilters were operated in two stages: second stage had a longer operating time with H2S than the first stage. Results 
of the first stage indicated that CH4 EC was higher in compost packed biofilter, followed by polyurethane foam and 
the last was the polyethylene Raschig ring biofilter, where the scarce biomass development was the reason of its low 
performance, which led to the decision of stopping its operation. 
 
During the second stage, the compost packed biofilter achieved a CH4 EC of 65 gCH4 m-3 h-1 (RE=100%) while the 
polyurethane foam packed biofilters had a maximum value three times lower (20 gCH4 m-3 h-1, RE30%). On the 
other hand, addition of H2S had a negative impact on methane oxidation in the biofilters, decreasing methane EC 
during the first days after each H2S concentration supply. 
 
It was possible to detect methanotrophic microorganisms belonging to Groups I and II in the tested support materials. 
A sequence related to an uncultured methanotroph belonging to the family Methylocystaceae (methanotrophic Group 
II, Alphaproteobacteria) was only observed in the compost packed biofilter during initial condition (no H2S supply) 
and until 500 ppmv of H2S feeding. Methanotrophs belonging to Group II related to Methylocystis sp. were only present 
in the polyurethane foam biofilter during initial condition but these disappeared once H2S was fed to the system. On 
the other hand Methylomicrobium agile (Group I, Gammaproteobacteria) was observed in all support materials during 
initial condition and until 500 ppmv of H2S feeding. The concentration of 750 ppmv was inhibitory for these bacteria 
because no methanotroph was observed in the materials during this condition. 
 
Sequences related to the genus Thiobacillus were identified in all support materials; however, its presence was more 
noticeable in the inorganic support polyurethane foam. In addition, it was possible to detect other microorganisms 
involved in the oxidation of sulfur compounds, which may explain that all biofiltration systems had high H2S removal 
efficiencies. 
 
The increasing concentrations of H2S caused marked differences in the microbial populations of the biofiltration 
systems, which was corroborated by the presence of unique genera during each operating condition. 
 
 
 
 
 
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INTRODUCCIÓN 
 
 
 
El tratamiento de aguas residuales puede llevarse a cabo mediante procesos aerobios y 
anaerobios. Existen diversas ventajas en el uso de procesos anaerobios para tratar aguas 
residuales respecto a los procesos aerobios, como la eliminación del gasto energético 
necesario para la aireación, menor cantidad de lodos producido y se involucra la generación 
de biogás que puede ser utilizado como fuente de energía (Bandara et al., 2011; Hatamoto et 
al., 2011). El biogás es una mezcla de gases constituido generalmente por metano (CH4), 
dióxido de carbono (CO2) y puede contener trazas de sulfuro de hidrógeno (H2S), nitrógeno 
molecular (N2), hidrógeno (H2), entre otros. Las proporciones de los componentes del biogás 
dependen de variables como el tipo y la concentración de materia orgánica biodegradable, 
las condiciones a las que opera el digestor anaerobio (pH, alcalinidad, temperatura, etc.), y 
de la presencia de compuestos como sulfatos y nitratos (Noyola et al., 2006). 
 
En los países de América Latina (AL) existe una gran diversidad de tecnologías para el 
tratamiento de aguas residuales. Según un estudio realizado por Noyola et al. (2012), de un 
total de 2734 instalaciones de tratamiento en 6 países de AL, un 23% utiliza un proceso 
anaerobio, siendo la mayoría reactores UASB (Upflow Anaerobic Sludge Blanket) (17%), 
principalmente en Brasil, Colombia y México. Además, un tercio del total de la muestra 
(34%) son instalaciones que tratan flujos pequeños (menos de 5 L s-1) y el biogás que 
producen, si bien lo captan, en buena medida lo liberan a la atmósfera. Tal práctica resulta 
en la transferencia del problema de contaminación del agua al aire, con una contribución al 
inventario de gases de efecto invernadero, ya que el metano es el segundo gas de efecto 
invernadero más importante con un potencial de calentamiento global (GWP100) 34 veces 
superior al CO2 (Myhre et al., 2013). 
 
Por otro lado, se ha reportado que las pequeñas plantas de tratamientode aguas residuales 
pueden presentar problemas de funcionamiento debido a bajos recursos técnicos y 
financieros, lo que resulta en efluentes de baja calidad y, en el caso de los reactores 
anaerobios, la ventilación del biogás sin quemarlo (Noyola et al., 2012; Souza et al., 2012). 
En adición, los sistemas anaeróbicos también pueden liberar metano disuelto en el efluente, 
sumándolo a las emisiones generadas por estos sistemas ocasionando un importante impacto 
negativo hacia el medio ambiente (Brandt et al., 2016; Hatamoto et al., 2011). 
 
Otro aspecto a considerar es que en estos sistemas es común la producción de H2S debido a 
las características del agua residual; este gas es indeseable, genera malos olores y es 
altamente tóxico (Noyola et al., 2006). Por lo tanto, las pequeñas plantas de tratamiento de 
aguas residuales municipales por vía anaerobia deberían contar con una tecnología alterna 
que se ajuste a sus necesidades (bajos flujos de biogás producidos y limitadas capacidades 
técnicas/financieras) para evitar la liberación de estos gases a la atmósfera y en el caso del 
metano, su aportación al cambio climático. 
 
La biofiltración es una opción para el control de las emisiones de metano y sulfuro de 
hidrógeno contenido en los efluentes generados por reactores anaerobios, ya que algunas 
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especies de bacterias pueden degradar estos compuestos y convertirlos en productos de 
oxidación como el dióxido de carbono (CO2) y sulfatos (SO42-), que son menos perjudiciales 
para el medio ambiente (Nikiema et al., 2007). Las bacterias que pueden utilizar el metano 
como fuente de carbono y energía son llamadas metanótrofas, mientras que las bacterias 
sulfooxidantes son aquellas que pueden oxidar compuestos azufrados, como el sulfuro de 
hidrógeno, utilizando el oxígeno molecular (O2) como aceptor final de electrones (Hanson y 
Hanson, 1996; Lenk, 2006). 
 
Generalmente, los sistemas de biofiltración son considerados como “cajas negras” y la vasta 
mayoría de trabajos publicados se enfocan en el estudio de su comportamiento, considerando 
únicamente características de diseño, operación y su correspondiente desempeño. Hay muy 
poca información sobre cómo estas condiciones influencian la dinámica de las poblaciones 
microbianas y su capacidad para oxidar compuestos como el CH4 y H2S. 
 
En las últimas tres décadas, las técnicas de biología molecular se han vuelto una herramienta 
indispensable para la identificación y estudio de la dinámica de poblaciones presentes en 
diversos ecosistemas y también han sido aplicadas exitosamente para el estudio de las 
poblaciones microbianas presentes en sistemas biotecnológicos, como es el caso de 
biorreactores para el tratamiento de emisiones gaseosas. 
 
El objetivo de este trabajo fue estudiar la dinámica de las poblaciones microbianas, mediante 
el uso de la técnica de huella molecular PCR-DGGE, en biofiltros utilizados para la oxidación 
de metano y sulfuro de hidrógeno presentes en una corriente gaseosa, simulando la mezcla 
de gases desorbidos de los efluentes generados durante el tratamiento anaerobio de aguas 
residuales municipales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1. MARCO TEÓRICO 
 
 
 
1.1. Antecedentes 
 
En México y en la región Latinoamericana, se ha identificado un número importante de 
pequeñas Plantas de Tratamiento de Aguas Residuales (PTAR) que utilizan un proceso 
anaerobio con una tendencia al aumento (Noyola et al., 2012). Según Noyola et al. (2006), 
la mayoría de pequeñas y medianas plantas de tratamiento anaerobio de aguas residuales 
ubicadas en países en vías de desarrollo, como es el caso de la mayoría de los países en 
América Latina, no queman ni utilizan el biogás generado; en su lugar, lo ventean creando 
problemas de emisión de gases de efecto invernadero. Se sabe que el metano es un gas de 
efecto invernadero con un potencial de calentamiento global (GWP100) 34 veces superior al 
dióxido de carbono (Myhre et al., 2013). Noyola et al. (2012) mencionan que las pequeñas 
plantas de tratamiento, al no contar con los recursos humanos y económicos para operarlas 
adecuadamente, en muchas ocasiones no cumplen con la calidad de efluente deseado y en 
ese mismo contexto, pueden liberar el biogás a la atmósfera, sin quemarlo. 
 
Para el caso particular de las aguas residuales domésticas, la digestión anaerobia produce un 
biogás que contiene aproximadamente 70-80% de metano, 10-25% de nitrógeno y de 5-10% 
de dióxido de carbono; esta composición es ampliamente dependiente de la temperatura del 
agua dentro del reactor (Noyola et al., 2006). Además, la baja concentración de materia 
orgánica en el agua residual municipal conduce a una limitada producción de metano, por lo 
que la producción de energía eléctrica a partir del biogás no siempre resulta ser efectiva desde 
el punto de vista costo-beneficio para plantas de mediana o pequeña escala, debido a los altos 
costos iniciales y de mantenimiento de los generadores (Pratt et al., 2012; Tanaka et al., 
2012) y la intermitente producción de biogás. La utilización del biogás para la producción de 
energía sólo es posible cuando la proporción de metano en éste es de más del 30% y cuando 
las corrientes de biogás son de aproximadamente 50 m3 h-1 (Haubrichs y Widmann, 2006). 
Para flujos de biogás de 10-15 m3 h-1 con una proporción de metano superior al 20% es 
posible eliminarlo quemándolo en antorchas. Sin embargo, la combustión de biogás requiere 
de una cierta concentración de metano y si ésta se encuentra por debajo de dichos valores, el 
proceso de combustión no es técnicamente factible (Rocha-Rios et al., 2009). Esto puede 
resultar en la liberación a la atmósfera de emisiones de metano sin quemar. En la práctica, el 
aprovechamiento del metano (biogás) a partir del tratamiento anaerobio de las aguas 
residuales de tipo municipal sólo puede considerarse económicamente factible si se tratan 
flujos considerables de agua (>1800 m3 h-1) (Noyola et al., 2016). Por lo tanto, las plantas 
pequeñas (caudal de agua tratada <20 m3 h-1), que son la gran mayoría en Latinoamérica, no 
serían aptas para la instalación de un sistema de aprovechamiento del biogás, sino que deben 
contar con una tecnología alterna que permita adecuarse a sus necesidades (bajos flujos de 
biogás producido) que evite su liberación a la atmósfera. 
 
Es común que por las características del agua residual se produzca H2S, el cual es indeseable 
ya que genera problemas de olores y corrosión. El H2S es un compuesto peligroso: gas 
inflamable y venenoso, percibido en el aire a concentraciones de 0.02–0.13 ppmv, y altamente 
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tóxico (Noyola et al., 2006). La exposición de los seres humanos a bajas concentraciones de 
H2S puede causar dolores de cabeza, náuseas e irritación de ojos y garganta, así como rinitis, 
queratoconjuntivitis, fotofobia, tos intensa y bronconeumonía. La exposición durante pocos 
minutos a concentraciones de H2S igual a 0.2% (2000 ppmv) puede ser letal para los seres 
humanos (Noyola et al., 2006). Además de los problemas que este gas ocasiona a la salud, el 
H2S es un compuesto corrosivo que ataca diferentes materiales (hierro, cobre, cemento, etc.). 
Se ha reportado que a concentraciones superiores a 500 ppmv las instalaciones sufren graves 
problemas de corrosión (Janssen et al., 2009). 
 
Las concentraciones de H2S en el biogás de los digestores varían notablemente entre las 
diferentes PTAR dependiendo del tipo de planta y el tipo de agua residual que éstas traten. 
En el tratamiento de aguas residuales municipales se han encontrado valores entre 45 y 537 
ppmv y hasta 1000 ppmv en el biogás de los digestores anaerobios (Noyola et al., 2006), 
donde el alto contenido de H2S puede ser resultado de una alta cantidad de sulfatos en las 
aguas residuales. Los sulfatos pueden estar presentes en las aguas residuales municipales 
debido a la colección de desechos industriales o al contenido natural en el suministro deagua 
(Noyola et al., 2006). 
 
Durante el tratamiento anaerobio de las aguas residuales, en la fase gas ambos compuestos 
(CH4 y H2S) son recuperados en el biogás para su eventual tratamiento y aprovechamiento, 
cuando éste existe. Aun así, parte de estos compuestos también van disueltos en el efluente, 
generando problemas posteriores de emisiones a la atmósfera. Bajo condiciones típicas del 
proceso de digestión anaerobia (35°C, 60% CH4 y 40% CO2, v v-1) pueden disolverse hasta 
11 mgCH4 L-1 aproximadamente en el efluente tratado, lo que equivale poco más del 25% 
del metano producido en aguas de baja carga (Hartley y Lant, 2006). Mientras que a 
temperaturas alrededor de 20°C, que es el caso de la mayoría de los drenajes municipales, se 
ha reportado que puede ocurrir una sobresaturación del metano disuelto (entre 20 y 24 
mgCH4 L-1), rebasando el 30% y hasta el 60% aproximadamente, del metano total producido 
y que se pierde en el efluente (Noyola et al., 1988; Souza et al., 2011). De acuerdo con la 
Ley de Henry, la solubilidad del metano en la fase líquida aumenta conforme la temperatura 
disminuye. 
 
El H2S es un gas altamente soluble comparado con el metano (Constante de Henry para H2S: 
2582 mL gas L-1 agua atm a 20°C, constante de Henry para metano: 33.6 mL gas L-1 agua 
atm a 20°C) y se disocia en agua de acuerdo con las siguientes condiciones de equilibrio: 
 
H2S (gas) ↑↔H2S (líq) 
H2S (líq) ↔HS-+H+ Ka=1x10-7 pKa=7.0 
HS-↔S2-+H+ Ka2=1.3x10-13 pKa=12.9 
 
Los problemas de olor asociados con el H2S son por lo tanto muy dependientes del pH de las 
aguas residuales (Noyola et al., 2006). En el caso del efluente de una planta de tratamiento 
anaerobia, por sus condiciones de pH cercano a la neutralidad, 6.5-8.5 (Metcalf y Eddy, 2003) 
y posible turbulencia generada en el momento de ser descargado el efluente, es posible el 
desprendimiento de H2S disuelto en el agua tratada (Morgan-Sagastume et al., 1999). 
 
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1.2. Tratamiento biotecnológico de emisiones gaseosas 
 
Existen diversas tecnologías para el tratamiento de contaminantes gaseosos que han sido 
aplicadas exitosamente en el abatimiento de malos olores, incluidas las emisiones generadas 
en las PTARs. Estas tecnologías se basan en la degradación o transformación de los 
contaminantes en compuestos menos dañinos. En términos generales, la purificación 
biológica es un proceso en el cual los gases contaminados son tratados al entrar en contacto 
con un medio biológicamente activo. La degradación de los contaminantes ocurre previa 
transferencia del aire a un medio líquido (Figura 1.1) en donde es utilizado como fuente de 
carbono y energía (compuestos orgánicos) o como fuente de energía (compuestos 
inorgánicos) (Cárdenas et al., 2003). La utilización implica producción de biomasa y la 
oxidación parcial o total del contaminante. 
 
 
Figura 1.1. Mecanismo de degradación del contaminante gaseoso en un proceso biológico (biofiltración) 
(Devinny y Ramesh, 2005). 
 
Como se observa en la Figura 1.2, el contaminante gaseoso o el oxígeno son transferidos 
desde la corriente de flujo de gas (F) a las células a través de dos películas de agua o 
interfaces; una es el agua libre (L) que fluye a través del material de soporte, y la otra es la 
que se encuentra adherida a la biopelícula. En ambas interfases, el contaminante (u oxígeno) 
se transfiere de acuerdo a la ley de Henry (Kraakman et al., 2011). 
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Figura 1.2. Proceso de transferencia de masa en el tratamiento de gases (Kraakman et al., 2011). 
 
Los sistemas biológicos de tratamiento de aire, son considerados como tecnologías limpias 
con base en los siguientes aspectos: 
 
 Requieren de menor uso intensivo en energía (menor impacto ambiental y costo de 
operación). 
 No utilizan sustancias peligrosas para su operación. 
 No requieren condiciones extremas de trabajo (pueden llevarse a cabo a temperaturas 
medio ambiente –desde los 10 a los 40°C–, y a presiones atmosféricas). 
 Al igual que la oxidación térmica y la catalítica, el contaminante es destruido 
(transformado) en lugar de sólo transferirse de fase. 
 El CO2 producido asociado con esta tecnología es mucho menor al generado por la 
incineración térmica al no usar combustibles suplementarios. 
 
Para el tratamiento biológico de gases existen básicamente tres procesos: los biolavadores, 
los biofiltros percoladores y los biofiltros (Morgan-Sagastume et al., 1999). La selección de 
la tecnología de tratamiento más rentable se determina por la naturaleza y concentración de 
los gases contaminantes y por las tasas de flujo del gas a tratar (Figura 1.3). 
 
 
Figura 1.3. Tecnologías para el tratamiento de emisiones gaseosas (Cárdenas et al., 2003). 
 
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1.2.1. Biolavadores 
 
En los biolavadores, los contaminantes en la fase gaseosa son removidos por absorción en 
una corriente de recirculación en una torre de lavado (Noyola et al., 2006). Posteriormente 
esta agua cargada de contaminantes es regenerada por microorganismos en un biorreactor 
aireado y luego regresa a la torre. La adición de nutrientes y pH deben ser continuamente 
controlados en el biorreactor con el fin de mantener una alta actividad y crecimiento 
microbiano. El exceso de biomasa y subproductos se purgan del sistema. Los biolavadores 
están diseñados para favorecer la transferencia de masa a la fase líquida, manteniendo al 
mismo tiempo una caída de presión baja (< 3 cmH2O m-1). Los contactores pueden ser torres 
empacadas, lavadores venturi, torres de aspersión, etc. Los biorreactores son por lo general 
sistemas de lodos activados. 
 
 
1.2.2. Biofiltros percoladores 
 
En este dispositivo, el aire contaminado es pasado a través de una columna rellena no 
sumergida donde el líquido es continuamente recirculado en un flujo descendente a través 
del empaque. El contaminante se solubiliza primero en la corriente del líquido que cae y se 
transfiere a los microorganismos que crecen adheridos a la superficie de estos soportes. El 
líquido proporciona la humedad, los nutrientes, el control del pH de la biopelícula y permite 
la eliminación de productos inhibitorios. 
 
Con el tiempo, el exceso de biomasa se desprende y se retira por la corriente de purga del 
sistema. Los soportes que se utilizan son materiales de empaque inertes, colocados al azar o 
estructurados, similares a los utilizados en biofiltros tradicionales en plantas de tratamiento 
de aguas (anillos de plástico Raschig o anillos Pall) aunque también han sido probados otros 
como escoria volcánica o esponja de poliuretano (Noyola et al., 2006). El aire puede ser 
dirigido en flujo ascendente o descendente (en contracorriente o a favor de la corriente del 
flujo de líquido, respectivamente). Para mantener una baja caída de presión y reducir la 
obstrucción, el soporte debe tener alta porosidad y un radio de superficie específica inferior 
a 400 m2 m-3. 
 
 
1.2.3. Biofiltros 
 
En los biofiltros, una mezcla de aire pasa a través de un lecho de relleno húmedo que contiene 
microorganismos activos y que forman una biopelícula en la superficie (Figura 1.4). La 
actividad de la biopelícula es determinada por su densidad microbiana y las condiciones 
ambientales, tales como temperatura, disponibilidad de nutrientes, pH y humedad. En este 
sistema, la humedad de la biopelícula es uno de los aspectos críticos que deben ser 
controlados a fin de mantener una alta actividad biológica y una caída de presión baja 
(Noyola et al., 2006). 
 
Los soportes pueden ser bioactivos o inertes. Existen soportes bioactivos naturales, como el 
suelo, composta, turba, corteza, etc., que pueden retener el agua y generalmente contienen 
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suficientes nutrientes minerales para apoyar una población microbiana activa inicial 
(Cárdenas-González et al., 1999). Éstos son relativamente baratos y fáciles de obtener y se 
han utilizado para muchas aplicaciones. Sin embargo, los soportes naturales pueden 
degradarse conel tiempo y perder su estructura y capacidad de retención de agua con la 
resultante pérdida de rendimiento (Morgan-Sagastume et al., 2003). En algunos casos, re-
mezclar el soporte con material fresco y nutrientes permite la recuperación de la actividad, 
pero con el tiempo tendrá que ser reemplazado por completo (Morgan-Sagastume et al., 
2003). Con el mantenimiento adecuado, el soporte se puede utilizar por varios años. 
 
 
Figura 1.4. Esquema de un biofiltro (Morgan-Sagastume, 2003). 
 
La biofiltración es una opción para el control de las emisiones de metano contenido en el 
biogás que es liberado a la atmósfera. La idea de utilizar la biofiltración para la eliminación 
de gases como el metano y sulfuro de hidrógeno deriva del hecho de que se trata de una 
tecnología relativamente simple, acorde con las pequeñas plantas de tratamiento anaerobio 
municipales. Por lo tanto, para tales aplicaciones se propone un sistema como el mostrado en 
la Figura 1.5. 
 
 
 
 
 
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Influente Aire
REACTOR 
ANAEROBIO
Efluente con 
CH4 y H2S 
disueltos
C
O
L
U
M
N
A
 D
E
 D
E
SO
R
C
IÓ
N
BIOFILTRO
Efluente sin CH4 y H2S disueltos
Aire con CH4 
(4%) y H2S
Gas tratado
Recirculación 
intermitente de 
líquido
Biogás (CH4 70-80%)
 
Figura 1.5. Sistema propuesto para el tratamiento de efluentes anaerobios en pequeñas PTAR (la línea de 
trazo discontinuo representa un arreglo para biofiltrar el total del metano producido). 
 
La oxidación biológica es una buena alternativa cuando la concentración de metano en el 
biogás está por debajo de su límite de explosión en el aire (5%) (Rocha-Rios et al., 2009). 
Por otro lado, existen pocos estudios en los que se ha investigado la eliminación de metano 
disuelto de los procesos de tratamiento anaerobio de aguas residuales por oxidación biológica 
(Brandt et al., 2016; Hatamoto et al., 2010; Matsuura et al., 2010). En estos estudios se han 
probado diferentes materiales de soporte para el crecimiento de microorganismos y no en 
todos se han estudiado las comunidades microbianas encargadas de llevar a cabo el proceso 
de degradación. Además, por la baja solubilidad del metano, estos reportes presentan altos 
TRLVs (mayores a los 20 min). 
 
 
1.3. Microorganismos que intervienen en la oxidación de metano y sulfuro de hidrógeno 
 
Los sistemas de biofiltración han sido utilizados ampliamente para el tratamiento de distintos 
contaminantes gaseosos. Para el caso del metano, los microorganismos encargados de oxidar 
este compuesto en biofiltros son las llamadas bacterias metanótrofas. Por otro lado, para la 
oxidación de sulfuro de hidrógeno, se ha reportado ampliamente el uso de bacterias 
sulfooxidantes en biofiltros para el control de malos olores generados en plantas de 
tratamiento de aguas residuales. 
 
 
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1.3.1. Bacterias metanótrofas 
 
Las emisiones naturales de metano (~250 millones de toneladas al año) están dominadas por 
la metanogénesis microbiana, proceso que es llevado a cabo por un grupo de arqueas 
anaeróbicas en humedales, océanos, rúmenes e intestinos de termitas. Sin embargo, estas 
fuentes naturales son superadas por las emisiones de las actividades humanas (principalmente 
cultivos de arroz, vertederos y ganadería) (~320 millones de toneladas de CH4 al año) que 
también son llevadas a cabo por microorganismos. Las bacterias metanotróficas sirven como 
un amortiguador crucial para las enormes cantidades de CH4 producidas en algunos de estos 
entornos (Singh et al., 2010), las cuales son un grupo único de bacterias Gram-negativas 
aerobias que utilizan el metano como única fuente de carbono y energía (Hanson y Hanson, 
1996; Nikiema et al., 2007). Los metanótrofos juegan un papel importante en el ciclo global 
del carbono, nitrógeno y oxígeno, así como en la degradación de materiales orgánicos 
peligrosos. Los metanótrofos más conocidos crecen mejor a pH y temperaturas moderadas 
(pH entre 5 y 8, temperaturas entre los 20 y 35°C), pero también se han aislado metanótrofos 
psicrófilos (crecimiento <15°C), termófilos (crecimiento >40°C), alcalifílicos (crecimiento a 
pH >9.0) y acidófilos (crecimiento a pH <5) (Semrau et al., 2010). A pesar de la diversidad 
de metanótrofos y la amplia gama de ambientes en los que se pueden encontrar, la ruta 
general por la cual estas células oxidan CH4 a CO2 es notablemente similar, con metanol, 
formaldehído y formiato como intermediarios (Figura 1.6). 
 
Se sabe que la utilización microbiana del metano ocurre tanto en ambientes aerobios como 
en anaerobios. Dependiendo del contenido de guanina y citosina de su ADN, arreglo de la 
membrana intracelular, ruta de asimilación de carbono y la composición de ácidos grasos, las 
bacterias metanotróficas fueron anteriormente divididas en tres grupos: Tipo I, Tipo II y Tipo 
X (Hanson y Hanson, 1996). El descubrimiento de nuevas especies a través de la 
combinación de análisis bioquímicos y moleculares ha demostrado que estas 
generalizaciones no son universales. Actualmente, los metanótrofos aeróbicos se pueden 
dividir en tres grupos principales: Grupo I (Gammaproteobacteria, también referido como 
Tipo I y Tipo X), Grupo II (Alphaproteobacteria, también conocido como Tipo II y Tipo III), 
y el Grupo III (Verrucomicrobia), a veces denominado Tipo IV (Kalyuzhnaya et al., 2015; 
Semrau et al., 2010) (Figura 1.7). En la Tabla 1.1 se enlistan las principales características 
de las familias conocidas de metanótrofos. 
 
 
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Figura 1.6. Descripción general del metabolismo metanotrófico y los metanótrofos. Los ciclos clave están en 
círculos azules. Las abreviaturas de las rutas metabólicas están en rectángulos. H4F: ruta de tetrahidrofolato; 
H4MPT: ruta de tetrahidrometanopterina. Las enzimas clave están en azul: pMMO: metano monooxigenasa 
particulada; sMMO: metano monooxigenasa soluble; MeDH: metanol deshidrogenasa; Hps: hexosa 6-fosfato 
sintasa, Fdh:formiato deshidrogenasa; RuBisCO: Ribulosa 1,5-bisfosfato carboxilasa, SHMT: serina 
hidroximetiltransferasa (Kalyuzhnaya et al., 2015). 
 
 
Figura 1.7. Relaciones filogenéticas entre los metanótrofos conocidos basado en secuencias del gen 16S 
ARNr (Semrau et al., 2010). 
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Tabla 1.1. Características generales de las familias conocidas de metanótrofos (Semrau et al., 2010). 
Característica 
Phylum Gammaproteobacteria Alphaproteobacteria Alphaproteobacteria Verrucomicrobia 
Familia Methylococcaceae Methylocystaceae Beijerinckaceae Methylacidiphilaceae 
Género Methylobacter, 
Methylococcus, 
Methylocaldum, 
Methylohalobius, 
Methylomicrobium, 
Methylomonas, 
Methylosoma, 
Methylosarcina, 
Methylosphaera, 
Methylothermus, 
Crenothrix, Clonothrix 
Methylosinus, 
Methylocystis 
Methylocapsa, 
Methylocella 
Methylacidiphilum 
Ruta RuMP + - - - 
Ruta de la 
serina 
- + + + 
Rubisco Raramente - - + 
sMMO Varía entre especies Varía entre especies Varía entre especies - 
pMMO + + Varía entre especies + 
Fijación de 
nitrógeno 
Varía entre especies Varía entre especies + Varía entre especies 
Formación de 
membrana 
introcitoplas- 
mática 
Paquetes de discos 
perpendiculares a la 
periferia celular 
Pilas de membrana 
paralelas a la periferia 
celular 
Methylocapsa – 
vesículas de 
membrana paralelas al 
eje largo en un lado 
de la membrana 
celular. 
 
Methylocella 
- invaginaciones de 
membranas 
citoplasmáticas 
- 
Estructuras o 
vesículas 
parecidas a 
carboxisomas 
- - + + 
 14:0; 16: 0; 16:1ω5t; 
16:1ω6c; 16:1ω7; 
16:1ω7c; 16:1ω8c; 
18:1ω7 
18:1ω7c; 18:1ω8c 18:1ω7c i14:0; a15:0; 18:0 
Etapas de 
descanso 
Varía - quistes o 
ninguna 
Varía – quistes, 
esporas o ninguna 
Quistes o esporas Ninguna 
% G+C mol 43-65 62-67 60-63 41-46 
Facultativo - - Varía entre especies - 
 
Aunque los metanótrofos han sido estudiados durante décadas, todavía existen lagunas 
importantes en el conocimiento fundamental de este importante grupo microbiano. 
Actualmente, existe la necesidad de desarrollar estudiosque evalúen el efecto de los factores 
ambientales en las características y rendimiento de las comunidades metanotróficas. La 
concentración de CH4, la concentración de O2 y la concentración de Cu2+ han sido 
identificados como los principales parámetros que influyen en la oxidación microbiana de 
CH4 debido a su papel clave en la naturaleza y nivel de expresión de las metano 
monooxigenasas (MMO) y por lo tanto, en la estructura de la poblaciones metanótrofas 
(Cantera et al., 2016). 
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Se han reportado dos formas para la conversión de CH4 a metanol. Una forma, la enzima 
metano monooxigenasa asociada a membrana o particulada (pMMO) se encuentra en los 
metanótrofos más conocidos y está situada en la membrana citoplasmática (Figura 1.8a). Otra 
forma, la metano monooxigenasa soluble (sMMO) está presente solo en algunos 
metanótrofos y se encuentra en el citoplasma (Figura 1.8b) (Semrau et al., 2010). 
 
 
Figura 1.8. Estructura cuaternaria de las metano-monooxigenasas. a) Metano monooxigenasa particulada 
(pMMO). b) Metano monooxigenasa soluble (sMMO). (Tomado de 
http://www.methanotroph.org/wiki/biochemistry/). 
 
En metanótrofos que tienen ambas formas de MMO, se sabe que el cobre (Cu2+) es un factor 
clave en la regulación de la expresión de los genes que codifican a las dos sMMO y pMMO, 
así como la actividad de estas enzimas (Semrau et al., 2010). 
 
En células que expresan pMMO, se ha demostrado que el cobre regula la expresión alterando 
la afinidad y especificidad del sustrato (Choi et al., 2003; Lontoh y Semrau, 1998). La 
oxidación de CH4 por células de M. album BG8 (Tipo I, sólo puede expresar pMMO) y M. 
trichosporium OB3b (Tipo II, capaz de expresar tanto sMMO como pMMO) mejoró con la 
adición de cobre, pero: 1) M. album BG8 tuvo velocidades superiores (~2x) de pseudo-primer 
orden (Vmax Ks-1) respecto a M. trichosporium OB3b en todas las concentraciones de Cu2+ 
examinadas, y (2), M. trichosporium expresando pMMO tuvo una mayor afinidad y mayores 
velocidades de pseudo-primer orden de oxidación de CH4 que cuando expresó la forma 
soluble (sMMO). Como resultado, las células que expresan pMMO parecen tener una ventaja 
competitiva sobre las células que expresan sMMO para convertir bajas concentraciones de 
CH4. Por el contrario, a altas concentraciones de CH4, las comunidades metanotróficas 
deberían expresar preferentemente la forma soluble, ya que la conversión de CH4 es más 
rápida, permitiendo así que las células capaces de expresar sMMO crezcan más rápidamente 
(Lontoh y Semrau, 1998). 
 
Sin embargo, en estudios de gases provenientes de rellenos sanitarios, no se encontró la 
expresión de sMMO a pesar de la presencia de concentraciones relativamente altas de CH4 
que parecen favorecer a las células que expresan sMMO (Chen et al., 2008, 2007). Por lo 
tanto, todavía no es claro cuál podría ser la distribución ambiental de las células que expresan 
sMMO vs. pMMO o cómo la interacción de múltiples parámetros, por ejemplo, la 
disponibilidad de CH4, nitrógeno y oxígeno, afectan la expresión de las metano 
monooxigenasas. 
 
http://www.methanotroph.org/wiki/biochemistry/
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Debido a que los metanótrofos responden fuertemente a las variaciones de la disponibilidad 
de cobre y que las células que expresan pMMO tienen una alta demanda de este metal, estas 
células deben tener un mecanismo efectivo para detectar y recolectar Cu2+. Tal mecanismo 
debe ser capaz de competir con otros agentes complejantes de Cu2+ presentes en superficies 
de suelo, especialmente porque muchos metanótrofos dependen de la enzima pMMO para la 
oxidación de CH4. Específicamente en ambientes subsuperficiales la biodisponibilidad del 
cobre puede disminuir por asociación a materia orgánica, por ejemplo con ácidos húmicos, o 
por sorción a superficies de suelos con óxidos metálicos (Semrau et al., 2010). En rellenos 
sanitarios, el H2S presente en el biogás proveniente de los residuos podría jugar un papel 
secuestrante del Cu2+, mediante la precipitación de CuS, evitando estar disponible para las 
células y por lo tanto afectando en la expresión de las metano monooxigenasas. 
 
 
1.3.2. Bacterias sulfooxidantes 
 
En el planeta, los compuestos azufrados circulan entre el suelo, los océanos, la atmósfera y 
la materia viva, a través de reacciones descritas en el llamado ciclo biogeoquímico del azufre 
(Figura 1.9). El azufre experimenta transformaciones cíclicas en su estado de oxidación de -
2 (HS-) a +6 (SO42-), debido a procesos químicos, geológicos y biológicos (Espinoza et al., 
2010). Las bacterias desempeñan un importante papel en este ciclo, tanto en su parte 
reductiva como en su parte oxidativa. Las bacterias oxidantes de azufre y sulfuros producen 
SO42-. 
 
 
Figura 1.9. Ciclo del azufre (Espinosa et al., 2010). 
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La oxidación microbiana del azufre es un proceso clave para el ciclo biogeoquímico del 
azufre en los sedimentos marinos y está estrechamente vinculada al ciclo de otros elementos 
como el oxígeno, el nitrógeno y el carbono. Los procariotas oxidantes de azufre son 
filogenéticamente (Figura 1.10) y metabólicamente (Tabla 1.2) muy diversos (Lenk, 2006). 
 
Tabla 1.2. Tipos de metabolismo de bacterias oxidantes de azufre (Lenk, 2006). 
Término Fuente de energía 
Donador de 
electrones 
Fuente de 
carbono Organismo 
Quimiolitoautótrofo Química H2S CO2 
Paracoccus, Starkeya, Beggiatoa, 
Thiobacillus, Thiomargaritha, 
Thioploca, Thiomicrospira, 
Sulfolobus, Acidianus 
Quimiolitoheterótrofo Química H2S 
Carbono 
orgánico Beggiatoa, Thiothrix, Leucothrix 
Fotolitoautótrofo Luz H2S CO2 
Chlorobium, Chromatium, 
Allocromatium, Thiocapsa 
Halochromatium, Rubrivivax, 
Rhodobacter, Chloroflexus 
 
Las bacterias sulfooxidantes que han sido empleadas en la desulfuración de gases pueden 
crecer en un amplio rango de pH (Noyola et al., 2006). Por otro lado, se ha reportado que la 
oxidación química del H2S en soluciones acuosas en presencia de oxígeno ocurre 
espontáneamente formando compuestos intermediarios como azufre elemental, tiosulfato, 
polisulfuros y sulfitos. Entre los microorganismos oxidantes de H2S, Thiobacillus parece ser 
particularmente adecuado para aplicaciones de ingeniería debido a sus sencillos requisitos 
nutricionales, su alta eficacia y resistencia a las sustancias tóxicas y el amplio intervalo de 
pH que puede tolerar (Noyola et al., 2006). 
 
La reacción más común, es la oxidación directa de sulfuro a azufre y sulfatos por medio de 
oxígeno que es proporcionado por el aire. En otros casos, la oxidación de sulfuro a sulfato se 
lleva a cabo por la reducción de NO3- a N2 (Thiobacillus denitrificans). En particular, 
Thiobacillus ferroxidans presenta un proceso muy simple y eficaz para el tratamiento de H2S 
ya que el oxidante (Fe3+) es regenerado por los microorganismos (Noyola et al., 2006). En la 
Figura 1.10 se muestran algunas de las principales especies de bacterias sulfooxidantes. 
 
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Figura 1.10. Árbol filogenético basado en el alineamiento de secuencias del gen 16S ARNr de bacterias 
quimiolitoautótrofas sulfoxidantes. En rojo se indican las bacterias acidófilas, en azul las bacterias alcalófilas 
y haloalcalófilas y, en negro, las neutrófilas. (Espinoza et al., 2010). 
 
 
1.4. Factores que influyen la eficiencia de remoción del metano en biofiltros 
 
1) Concentración de metano y oxígeno. Debido a que el metano representa la fuente 
principal de carbono y energía es muy importante que exista la presencia de oxígeno 
suficiente (estequiométricamente), es decir, dos moléculas de O2 por cada molécula 
de CH4, para llevar a cabo el proceso de oxidación: 
 
 CH4 + 2O2 → CO2 + H2O (Ribbons et al., 1970) 
 
2) Temperatura. En cuanto a la temperatura óptima para el desarrollo de 
microorganismos metanótrofos, existen una gran variedad de artículos publicados 
cuyo rango va desde los 5°C hasta los 62°C (Jugnia et al., 2012; Kevbrina et al.,2001; 
Trotsenko y Khmelenina, 2002). Sin embargo, en general, la gran mayoría de 
biofiltros con microorganismos metanótrofos se encuentran reportados en un rango 
entre 10 y 40°C (Qiang et al., 2011). Sin embargo, es importante considerar que la 
solubilidad del CH4 aumenta conforme la temperatura disminuye, por lo que es de 
suma importancia tomar en cuenta la temperatura de operación en los biofiltros para 
asegurar una alta actividad biológica y tratar de favorecer la solubilización de metano. 
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3) pH. Debido a que los microorganismos metanótrofos no generan subproductos que 
hagan variar el pH dentro del biofiltro, debe asegurarse que el medio proporcione un 
pH cercano a la neutralidad (Qiang et al., 2011). Según Hanson y Hanson (1996), los 
metanótrofos pueden crecer en un pH de entre 5.5 y 8.5 con variaciones en el 
rendimiento del consumo de metano. 
 
 
1.5. Influencia del H2S en la oxidación del metano 
 
El tratamiento biológico en biofiltros y filtros percoladores se utiliza ampliamente para el 
control de H2S porque es eficaz y relativamente económico. En los procesos biológicos, el 
H2S que se encuentra en la fase gaseosa se absorbe primero en una solución acuosa o en la 
biopelícula donde los microorganismos sulfooxidantes lo transforman en especies tales como 
azufre elemental y sulfatos (González-Sánchez et al., 2008). 
 
Se ha reportado que el H2S afecta la oxidación biológica de metano en las minas de carbón 
(Yu et al., 2009). Por lo tanto, se plantea que en un sistema de tratamiento de gases desorbidos 
o biogás, los microorganismos metanótrofos al estar expuestos en forma continua al H2S 
también puedan ser inhibidos. Los microorganismos metanótrofos son fundamentales para la 
mitigación de metano en los rellenos sanitarios, sin embargo, se sabe que algunos 
hidrocarburos y compuestos de azufrados tienen efectos tóxicos sobre este tipo de 
microorganismos. Se ha encontrado que la capacidad de oxidación de metano de 
Methylocystis sp. la cual fue aislada en un relleno sanitario, fue inhibida significativamente 
por el H2S a una concentración de 200 ppmv (Lee et al., 2011). Por otro lado, Long et al. 
(2013) encontraron que el efecto inhibitorio del H2S es más fuerte a bajas concentraciones 
de metano, al determinar que la capacidad de oxidación del metano al 5% se vio inhibida 
significativamente por el H2S, pero que cuando la concentración de metano aumentó a 20%, 
no se presentó inhibición; este resultado también se observó cuando la concentración del 
metano fue del 50%. Por lo tanto, los autores sugieren que los altos niveles de metano pueden 
aliviar el efecto supresor de H2S en los microorganismos metanótrofos. Por otra parte, una 
posible explicación del efecto inhibitorio del H2S en la oxidación de metano podría ser una 
inhibición competitiva, que proviene de la competencia del CH4 y H2S por la misma enzima 
(MMO), ya que se ha reportado que debido a una baja especificidad, ésta puede metabolizar 
una amplia variedad de hidrocarburos y compuestos de azufre como el tricloroetileno, dimetil 
sulfuro y sulfuro de hidrógeno (Fuse et al., 1998; Lee et al., 2012). Sin embargo, el efecto de 
la concentración del H2S sobre la oxidación biológica de metano sigue siendo poco clara, y 
por consiguiente, se requiere de estudios adicionales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Página | 32 
 
1.6. Herramientas de biología molecular para el estudio de comunidades microbianas 
en sistemas de biofiltración 
 
Existen diversos métodos moleculares que pueden aplicarse al estudio de las comunidades 
microbianas presentes en biorreactores, incluidos los biofiltros. La incorporación de estos 
procedimientos, que no requieren del cultivo previo de los microorganismos, permite el 
estudio de la diversidad, estructura y dinámica de las comunidades microbianas (Muyzer y 
Smalla, 1998). Estas técnicas se basan en el análisis de marcadores moleculares, como por 
ejemplo, los genes que codifican para el ARN ribosómico, y en especial el gen que codifica 
para la subunidad pequeña del ribosoma bacteriano, llamado 16S ARNr, de longitud 
aproximada de 1500 nucleótidos (Figura 1.11). Este gen es utilizado como marcador 
molecular por ser altamente conservado, es decir, presenta muy pocas variaciones en su 
proceso evolutivo, y las pequeñas diferencias en él permiten diferenciar distintos grupos de 
microorganismos. 
 
El gen 16S contiene regiones conservadas, que pueden utilizarse para el diseño de cebadores 
para la amplificación por PCR (Polymerase Chain Reaction, por sus siglas en inglés), así 
como regiones variables, que pueden usarse para distinguir secuencias entre sí. Estas regiones 
son muy importantes al momento de elegir y diseñar las sondas o cebadores específicos para 
el estudio e identificación de microorganismos. 
 
Página | 33 
 
 
Figura 1.11. Estructura secundaria del ARN ribosomal 16S de Escherichia coli. (Yarza et al., 2014). 
 
,,'o 
". 
". 
"'" 
_ R6 , 1.301- H42 
_ RS: 1.051- 1.100 
_ R4 : 1S1- l.OSO 
R3: SOI- 7S0 
R2 251-500 
_ R¡ , ¡ - 250 
N"lUre Rniewsl Microbiology 
Página | 34 
 
Una gran cantidad de procedimientos tienen como base o involucran en alguno de sus pasos 
la PCR, método por el cual se obtienen un gran número de fragmentos idénticos de ADN 
(amplificados) a partir de un ADN molde utilizando una enzima, la ADN polimerasa. Para 
que esta reacción se lleve a cabo se necesitan condiciones favorables de temperatura y la 
participación de varios elementos (ADN polimerasa, cebadores, dNTPs y ADN molde). En 
la Figura 1.12 se muestran los ciclos de los que consta una PCR. 
 
 
 
Figura 1.12. Esquema de la reacción en cadena de la polimerasa. 
 
Las técnicas de huella molecular (fingerprinting) se utilizan para evaluar los cambios en la 
composición microbiana y han sido incorporadas al estudio de la ecología microbiana de 
diversos ambientes. Estas técnicas se basan en el uso de cebadores universales o específicos 
para Bacteria o Archaea, a través de la diferencia en las secuencias de los microorganismos 
analizados. De acuerdo a las propiedades intrínsecas de cada secuencia, es posible observar 
un patrón diferente que refleja la diversidad de la comunidad microbiana. En la Tabla 1.3 se 
enlistan diferentes técnicas de huella molecular, así como sus ventajas y limitaciones. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Tabla 1.3. Comparación de diferentes métodos de huella molecular (Talbot et al., 2008). 
Método Perfil basado en Ventajas Limitaciones Instrumentación 
Demanda 
de tiempo 
Tamaño 
de la 
muestra 
Dot 
blotting 
Hibridación 
por sondas 
No hay sesgo por 
PCR. Amplia 
gama de sondas 
para utilizar 
Requiere gran 
cantidad de sondas 
específicas y una 
demanda de tiempo 
grande para 
encontrar 
condiciones óptimas 
de temperatura 
Equipo para 
hibridación y 
analizador de 
imágenes 
Alta Pequeña 
DGGE 
Secuencias 
diferentes de 
fragmentos 
del mismo 
tamaño 
Es posible 
obtener 
información por 
secuenciación a 
partir de las 
bandas cortadas 
en el gel 
Se obtienen 
secuencias parciales 
de ADNr. 
Sensibilidad 
limitada. Pueden 
existir variaciones 
de gel a gel 
Un sistema de 
gradiente 
(cámara de 
electroforesis 
especializada) y 
analizador de 
imágenes 
Media Media 
SSCP 
Diferencias 
conformacio-
nales 
Alta 
sensibilidad. No 
hay digestión por 
enzimas de 
restricción 
Puede haber más de 
una conformación 
estable u ocurrir un 
reannealing 
Secuenciador 
automático Baja Alta 
ARISA 
Diferencias en 
la región del 
espacio 
intergénico 
(IRS) 
Alta 
sensibilidad. No 
hay digestión por 
enzimas de 
restricción 
Los fragmentos 
obtenidos son muy 
cortos. Pueden 
haber múltiples IRS 
en un genoma 
Secuenciador 
automático Baja Alta 
T-RFLP 
Diferencias en 
los sitios de 
restricción 
Alta 
sensibilidad. Es 
posible realizar 
simulaciones con 
las bases de 
datos registradas 
Puede haber 
múltiples 
fragmentos (algunos 
incompletos) 
ocasionados por los