Dpteros-parasitoides-de-leptophobia-aripa-elodia-boisduval-1836-lepidoptera-pieridae-criadas-en-cautiverio-y-semicautiverio-en-el-jardn-de-mariposas-de-la-FES-Iztacala-UNAM

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
 
DÍPTEROS PARASITOIDES DE Leptophobia aripa 
elodia, (Boisduval, 1836) (LEPIDOPTERA: PIERIDAE), 
CRIADAS EN CAUTIVERIO Y SEMICAUTIVERIO EN EL 
JARDÍN DE MARIPOSAS DE LA FES-IZTACALA, UNAM. 
 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
B I Ó L O G A 
P R E S E N T A 
CAROL GALINDO PONCE 
DIRECTORA DE TESIS 
BIOL. MARCELA PATRICIA IBARRA GONZÁLEZ 
Los Reyes Iztacala, Estado de México, 2014. 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
Agradecimientos 
A la Bióloga Marcela Patricia Ibarra González, por su apoyo incondicional para 
concluir con esta etapa de mi vida, por todas sus enseñanzas y sus valiosos consejos, 
porque no sólo fue mi maestra, sino una amiga en quien confiar. Agradezco haberla 
encontrado en este camino. 
Al M. en C. Sergio Gerardo Stanford Camargo, por sus aportaciones para la mejora de 
este trabajo. Pero más que nada gracias por su confianza y enseñanzas que no sólo 
fueron académicas, sino también para la vida misma, no olvido lo que un día me dijo: 
“No solo se trata de problemas, sino de encontrarles una solución”. Nunca tendré 
forma de pagarle toda la ayuda que me ha brindado. 
Al Biólogo Luis Enrique Páez, por compartir sus conocimientos, su tiempo, sus 
consejos, por enseñarme a querer a las plantas!! Pero sobre todo por la amistad para 
conmigo. 
Al profesor Alberto Moreno, por su amabilidad al ayudarme en la determinación de 
mis moscas, sin su ayuda no lo habría logrado. Gracias. 
Al M. en C. Ángel Durán, quien fue el maestro que me dio mi primer clase en la FES-I 
y ahora uno de los últimos en evaluarme. Gracias por su ayuda con la base estadística 
de este trabajo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedicatoria 
 
A mi madre Rosa Lilia Ponce Pérez que es el ser más maravilloso por 
haberme traído a este mundo y a mi hermano Ricardo Galindo Ponce, 
compañero de juegos, de risas, de tristezas, de peleas, de toda la vida. 
 
Dedico esta tesis a ustedes por ser las personas que me han amado 
incondicionalmente, por enseñarme lo que han aprendido a lo largo de su 
vida, por compartir mis horas grises, mis momentos felices, ambiciones, 
sueños e inquietudes. Por ayudarme a salir adelante en la adversidad, 
hacer de mí alguien de provecho, de grandes ideales y noble corazón. 
Pero sobre todo por todos los esfuerzos realizados para ver forjado un 
anhelo, una ilusión, un deseo, por darme la libertad de elegir mi futuro, 
brindarme su apoyo y confianza en mi preparación. Los amo. 
 
A mi “Tecpin” Eduardo Cid Méndez que con tu llegada a mi vida trajiste 
sueños, ilusiones, momentos más felices llenos de energía para hacer miles 
de cosas, enseñándome a ver más allá de lo que podían ver mis ojos y 
maravillarme con la belleza de las pequeñas cosas. Porque siempre has 
estado al pendiente de todos los aconteceres de mi existir, brindándome tu 
ayuda y tu insistencia para terminar este proyecto. 
 
A mi “Galis” mi abuelo José Galindo Orozco, que siempre iluminaste mi 
vida con tu enorme sonrisa, tus bromas y tu enorme corazón lleno de 
bondad y amor. Gracias por enseñarme que lo más importante es la familia 
y ahora que eres mi ángel protector, te sigo amando y agradeciendo que 
hayas sido parte de mi vida. 
 
A mi abuela Adela Pérez Fuentes, me da una inmensa alegría tenerte aun 
conmigo y escuchar la historia de tu pasado, cada vez que me platicas me 
remontas a tus años viejos y los guardo en mis recuerdos. 
 
A mi toda mi familia por su apoyo en la etapa más difícil que tuvimos que 
enfrentar. Y en especial a mi tía Rosisela Galindo Rosales porque siempre 
has estado al pendiente de nosotros con palabras de aliento. 
 
A Cesar Gonzales, ¡¡Chicha Te conozco desde la secundaría!! Gracias por tu 
incondicional amistad y esas largas charlas con café en mi casa Ah! y 
sobre todo gracias por la ayuda con mis computadoras que siempre 
descompongo!! 
 
A Gerardo Rodríguez Prado, no sólo eres mi amigo del CCH Naucalpan, 
sino también la persona con la que aprendí a disfrutar la vida adolescente 
 
 
y a madurar de la manera más alocada; porque siempre estuviste conmigo 
en las buenas y en las malas y ahora que la distancia nos separa sabemos 
que siempre estaremos unidos. 
A todos los buenos amigos que conocí durante mi carrera: 
 
A Donovan Huerta que fuiste un gran amigo y excelente compañero de 
equipo de quien aprendí mucho. 
 
A Alan González, maligno milleporino!!!! Gracias por amenizar mis clases 
de diversidad animal con tus ocurrencias. 
 
A mis compañeros y amigos “entomolocos” del Jardín de Mariposas: 
Andrea, Maricela, Aldo y Richard. Gracias por las vivencias y sobre todo 
por ese “desayuno en casa de Aldo”, que aunque nos castigaron valió la 
pena!!! 
 
A Andrea y Maricela quienes con el tiempo se volvieron mis amigas y 
consejeras. A veces me acuerdo de la vez que me cocí el pabellón con el 
pantalón y me muero de la risa… Las quiero mucho!!! 
 
A Adrián Trejo “Adrianito” que aunque te muerdes el reboso eres un 
amigo muy valioso con el que comparto muchas cosas. 
 
A Oscar Macias, las plagas y la entomología nos unieron, ojala sea así con 
la maestría. 
 
A mis amigos M. V. Z. que conocí en el vivario y con quienes desafié las 
leyes de separación de carreras: Eric, Abraham, Christian, Ebert, Nadia, 
Monce, Neida, Jenny, Sacni, Marco “niño mosca”. Gracias por su amistad. 
 
A Eric Romero, “Madame” nos conocimos cuando tenías que hacerles 
curación a mis tortugas del vivario y no hablabas para nada… ahora eres 
un pelado gracia a mí!! Sabes que eres una excelente persona y un gran 
amigo a quien quiero mucho. 
 
A Abraham de Avila, siempre me sorprendiste y más la primera vez que 
hablaste, aun no lo olvido. Ahora aparte de ser mi amigo eres el guardián 
y sanador de mi gordita peluda. Gracias por todo. 
 
 
A mi comadre Sadit Mata, aunque siempre estas molestando y presente en 
los peores momentos te aprecio. 
 
 
 
A Librado Cordero Méndez, por tu mistad, por amenizar las noches 
solitarias del vivario con tus canciones y por enseñarme que siempre 
debemos ser fieles a nuestras decisiones. 
 
Gracias a muchas personas que tal vez no mencione porque nunca 
terminaría, pero que las guardo en mi corazón porque estuvieron en estos 
años dejándome un poco de su vida. 
 
 
 
A los que quiero, amo y respeto quede esto como muestra de que todos sus 
sacrificios y tragos amargos hoy son suave miel, con lo cual ahora y 
siempre podrán caminar orgullosos de mí. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
 
RESUMEN 1 
INTRODUCCIÓN 2 
ANTECEDENTES 7 
OBJETIVOS 10 
ÁREA DE ESTUDIO 11 
MATERIALES Y MÉTODO 14 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 21 
CONCLUSIONES 37 
LITERATURA CITADA 38 
APÉNDICE 1 47APÉNDICE 2 49 
APÉNDICE 3 51 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
RESUMEN 
Desde tiempos antiguos el hombre ha creado jardines para su placer, sin embargo 
el fuerte impacto de la industrialización, ha obligado a tener lugares donde exista 
fauna, un ejemplo de ello son los jardines de mariposas, donde se alberga la 
variedad de plantas necesarias para mantener a los organismos en condiciones 
naturales. En dichos jardines se han desarrollado estrechas relaciones de las 
mariposas con sus depredadores y parasitoides, como los dípteros. La especie 
Leptophobia aripa elodia se crio en cautiverio y semicautiverio con la finalidad de 
conocer a los dípteros que la parasitan; para lograrlo se usaron recipientes 
plásticos en los que se desarrollaron siete generaciones bimestrales. Los 
organismos fueron expuestos desde huevo hasta que emergió el adulto a los 
posibles dípteros parasitoides, esto durante cinco días a la semana por dos horas. 
Para la población en semicautiverio se recolectaron cada bimestre 50 pupas que 
realizaron su desarrollo de manera natural en el jardín de mariposas, para así 
comparar el índice de parasitoidismo de la población de cautiverio. Se midieron 
los parámetros ambientales para monitorear si existía una relación con el 
parasitoidismo. Se utilizó el programa MINITAB 16 para el análisis de resultados. 
Se identificó a Allophorocera sp. como el parasitoide, que afectó a la prepupa de 
L. aripa elodia, que fue la etapa más susceptible. Se obtuvieron un total de 104 
pupas de dípteros, sin embargo solo emergieron 88 adultos, los cuales 6 
pertenecieron a la población en cautiverio y 82 a la de semicautiverio. No existió 
una relación significativa del parasitoidismo con los parámetros ambientales. La 
incidencia de parasitoidismo en cautiverio fue del 1% mientras que la mayor 
mortalidad de la especie es debido a agentes bacterianos (26%). El índice de 
parasitoidismo en semicautiverio fue mucho más elevado, representado con un 
20% de las pupas recolectadas en el jardín de mariposas. 
 
 
 
 
2 
 
 INTRODUCCIÓN 
A lo largo de la historia, el hombre ha esculpido el paisaje para expresar o 
simbolizar poder, orden y confort (Jellicoe y Jellicoe, 1996). Ya que desde la época 
de los babilónicos, se tienen registros de la existencia de jardines creados con el 
propósito de embellecer el paisaje aunado al goce exclusivo de las elites 
gobernantes (Priego-González, 2004). México no es la excepción, porque desde 
tiempos prehispánicos se contaba con este tipo de lugares y a pesar de que eran 
hechos expresamente para placer de los reyes, había hortalizas, árboles frutales, 
flores y plantas medicinales; entre los jardines más famosos está el de 
Nezahualcóyotl en Texcoco (Heyden, 2002). 
En la actualidad la industrialización inició la transformación más agresiva y 
evidente del ambiente, realizando grandes construcciones y modificando el paisaje 
que lo rodea, lo cual ha causado que el humano se refugie en los pocos lugares 
verdes que tiene a su alrededor, tales como las áreas verdes o de esparcimiento, 
jardines botánicos y los ahora conocidos como jardines urbanos (Priego-González, 
op. cit.). Dentro de estos últimos están los jardines de mariposas, que son los más 
recientes y una variante de los mariposarios, mismos que desde 1977 se han dado 
a la tarea de criar y exhibir organismos vivos (Brinckerhoff, 1999). 
Los Jardines de Mariposas se definen como lugares que albergan la variedad 
botánica necesaria, para que los lepidópteros se alimenten desde larva hasta 
adulto, teniendo en cuenta las necesidades de cada especie (Lafuente, 2009). La 
forma en que se manejan los jardines es sembrando plantas nutricias y 
hospederas, en estas últimas las hembras oviponen y ya que eclosionan las 
orugas se dejan allí para que se alimenten o se mantienen en cajas de cría hasta 
que completan su máximo desarrollo, mientras que los adultos se conservan 
confinados en pabellones de cría con alimento artificial o libres en el mismo jardín; 
un porcentaje de los organismos es liberado para repoblar, el resto es procesado 
para su aprovechamiento en el mercado, ya sea en forma de pupas para proveer 
criaderos o zoológicos y los adultos son disecados para la elaboración de 
artesanías, cuadros o colecciones (Gómez-S., 2006). 
 
3 
 
Pieridae es la familia de mariposas más aprovechada en estos lugares, por su 
ciclo de vida rápido y adaptabilidad al cautiverio; una de las especies más 
utilizadas es Leptophobia aripa elodia Boisduval (1836) de la subfamilia Pierinae 
(fig. 1), también conocida como el gusano rayado de la col en su forma inmadura y 
mariposa blanca de la col en su forma adulta. En algunas regiones de México y 
América Central las orugas son consideradas plagas de cultivos de crucíferas de 
importancia agrícola de Brassica oleracea y Brassica oleracea var. italica (De la 
Luz y Farías, 2011). 
La mariposa presenta de 42 a 45 mm de envergadura alar. El macho tiene palpos 
blancos con sedas negras. Las antenas son negras con escamas blancas en la 
parte ventral que le dan un aspecto anillado. La cabeza también es negra y en el 
dorso del tórax posee sedas grises y pardas. Las alas son blancas con el borde 
costal negro, lo mismo la porción apical y parte del borde externo, donde se 
observa una invasión de ese color entre las venas M2 y M3. Las posteriores sin 
ningún dibujo. En la parte ventral las alas anteriores son blancas y las posteriores 
de un tono cremoso amarillento. El abdomen es negro en el dorso y blanco en el 
vientre. La hembra es igual al macho, excepto que las alas posteriores, por el lado 
dorsal son de color amarillento. Las plantas nutricias de ésta especie son: 
Tropaeolum majus “mastuerzo” y Brassica oleracea “col” y la Brassica oleracea 
var. italica “brócoli” (Beutelspacher, 1980). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 1. Adulto de Leptophobia aripa elodia 
alimentándose. (Tomada por Galindo-Ponce, 2012). 
 
 
4 
 
Este piérido se distribuye en el territorio nacional en los estados de 
Aguascalientes, Chiapas, Colima, Estado de México, Guerrero, Guanajuato, 
Hidalgo, Jalisco, Michoacán, Morelos, Nayarit, Nuevo León, Oaxaca, Puebla, 
Querétaro, San Luis Potosí, Tamaulipas, Veracruz y Distrito Federal (fig. 2) 
(Llorente-Bousquets et al., 1997). 
 
 
 
Por otro lado Pieridae es un familia en la cual sus integrantes contribuyen con una 
vasta variedad de cualidades, puesto que algunos son plagas de cultivos de 
crucíferas, otros son la base alimenticia de distintos depredadores y algunos más 
regulan las malezas, por lo que en conjunto son considerados eslabones muy 
importantes en las cadenas tróficas terrestres, ya que aportan materia y energía 
(Contreras, 2008), favoreciendo la presencia de su enemigos naturales, los cuales 
van desde bacterias, hongos y virus que les causan enfermedades; insectos u 
otros artrópodos que los depredan o parasitan y anfibios, aves, reptiles o 
mamíferos que los consumen (Mitchell y Zim, 1994). Todas estas acciones 
biológicas provocan que se intensifiquen en los jardines de mariposas, ya que la 
biomasa y abundancia de estos insectos alcanza sus valores más elevados, 
formando un complejo microecosistema (Contreras, 2008). Dentro de la extensa 
Fig. 2. Mapa de distribución de L. aripa elodia (Modificado de Llorente-
Bousquets et al., 1997). 
 
 
5 
 
gama de enemigos naturales, en los jardines de mariposas o mariposarios, 
sobresalen como un problema frecuente los parasitoides. 
El término parasitoide fue acuñado en 1913 por el alemán O. M. Reuter (Bonet, 
2009), quien define a los insectos que se especializan como parásitos de otros 
artrópodos durantesu estado inmaduro y se caracterizan principalmente por 
completar su desarrollo larval alimentándose de un solo hospedero, el cual muere 
como consecuencia del éxito del parasitoide (Hochberg e Ives, 2000). 
Los parasitoides pueden ser solitarios, gregarios o poliembriónicos y se clasifican 
en Idiobiontes, donde la larva se desarrolla en una sola etapa del hospedero, 
estos son ectoparásitos (Heraty, 2009) y los koinobiontes que se mantienen como 
endoparásitos; consumen todo, menos los órganos vitales, por lo que la oruga 
continúa comiendo y creciendo de modo normal, hasta que la larva parasítica 
madura y perfora la cutícula para pupar (Carballo, 2002). El adulto es de vida libre 
y generalmente la hembra es la encargada de localizar al hospedero y ovoposita 
en, sobre o en proximidad al cuerpo del mismo (Hochberg e Ives, op. cit.). 
Los parasitoides desempeñan un papel importante como controladores biológicos 
naturales, la gran mayoría (85%) pertenecen al orden Hymenoptera y solo unos 
pocos (15%) son dípteros (Carballo, op. cit.) de las familias Bombilidae, 
Cecidomyiidae, Syrphidae, ocasionalmente Asilidae (Barranco, 2003) Tachinidae y 
Sarcophagidae (Hanson, 1990). 
Tachinidae es la segunda familia más grande de los dípteros, con 
aproximadamente 10,000 especies descritas (Irwin et al., 2003). Son moscas 
caliptradas y exhiben una amplia variedad de morfologías, tamaños y colores. Se 
caracteriza porque todos sus miembros son parasitoides, específicamente 
endoparasitoides. Su proceso larvario por lo general se completa en tres semanas, 
excepto para las especies que sufren diapausa dentro del hospedero, donde se 
puede prolongar por muchos meses. Dependiendo de la especie, las larvas se 
desarrollan de forma individual o de forma gregaria o bien pupan en el cuerpo 
 
6 
 
muerto de sus anfitriones o salen del hospedante para pupar en la hojarasca del 
suelo (Stireman et al, 2006). 
A diferencia de los himenópteros, los taquínidos carecen de un ovopositor 
perforante, por esta razón deben de depositar sus huevos externamente o cerca 
del hospedero. Esta carencia de ovopositor evita la inyección de venenos 
paralizantes, de virus mutualisticos de polyADN y otras sustancias accesorias que 
inmovilizan al hospedador o a su sistema inmune (Godfray, 1994). Como resultado 
los taquínidos son clasificados como parasitoides koinobiontes (Carballo, 2002) ya 
que permiten que su hospedador continúe con su ciclo de vida normal, mientras 
ellos crecen en su interior, en vez de inhibir el desarrollo en alguna forma como lo 
hacen los idiobiontes. Los taquínidos atacan una amplia gama de hospederos, 
entre ellos a las orugas de mariposas, incluidas las de L. aripa elodia (Carter y 
Hargreaves, 1987). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
 ANTECEDENTES 
En la actualidad existen varios trabajos realizados con dípteros parasitoides de 
lepidópteros como el de Cardoza et al. (1997), quienes describieron la biología y el 
desarrollo del taquínido Lespesia aletiae en larvas de Syntomeida epilais y de 
Spodoptera frugiperda recolectadas en Tampa, Florida; fueron mantenidas en 
condiciones de laboratorio con jaulas de cría, con el objetivo de adquirir 
información sobre su comportamiento como parasitoide de ambos lepidópteros. 
Observaron que el porcentaje de parasitoidismo varió desde 36% en el quinto 
estadio de S. epilais y hasta el 65% en el sexto estadio de S. frugiperda y que el 
tamaño de las pupas de las moscas tendió a aumentar con relación al estadio del 
hospedero y a disminuir con relación al número de larvas por hospedero. 
Concluyendo que L. aletiae puede ser un buen modelo para el control de plagas. 
Tovar et al. (2007), evaluaron la fluctuación poblacional y parasitismo de larvas de 
Copitarsia decolora, Plutella xylostella y Trichoplusia ni, asociadas a Brassica 
olerocea, en tres variedades: col, coliflor y brócoli durante un año en Acatzingo, 
Puebla, México, con el objeto de contribuir a las estrategias de manejo integrado 
de control de estas larvas plaga. Para lo cual en 2500 m2 sembraron las tres 
variedades de B. olerocea donde hicieron muestreos aleatorios para colectar las 
larvas de los tres lepidópteros, las mantuvieron en recipientes plásticos hasta la 
emergencia de los parasitoides. Identificaron a Diadegma insulare como 
endoparasitoide solitario de P. xylostella con un 46.78% y a Voria rurales de T. ni 
con un 0.7%, obtuvieron que la densidad poblacional más alta de las larvas plaga 
se presentó durante la formación de la cabeza en col y formación de la pella en 
brócoli y coliflor. 
Sourakov y Mitchell (2002), estudiaron la biología del parasitoide Chetogena 
scutellaris (Tachinidae), en condiciones de laboratorio, criado en gusano cogollero 
Spodoptera frugiperda, en gusano falso medidor S. eridania y Trichoplusia ni 
(Noctuidae). Con el objetivo de implementarlo como enemigo natural. Reportaron 
a C. scutellaris como nuevo registro para S. eridania y T. ni, con un éxito del 30%, 
dependiendo del número de los huevos puestos en cada hospedero, la edad y la 
 
8 
 
especie del mismo, mencionan que el crecimiento del parasitoide koinobionte 
solitario no estuvo sincronizado con el del hospedante. Reptaron que las hembras 
ovopositaron en el quinto estadio larval de los hospederos y que se pude usar a 
C. scutellaris como controlador natural para estos 3 lepidópteros plaga. 
Hernández et al. (2009) registraron el parasitoidismo natural larva-pupa de Hylesia 
metabus (Saturniidae) con el objetivo de implementarlos como control biológico 
natural, ya que es considerada problema de salud pública en la Región Nororiental 
de Venezuela. Para ello colectaron pupas en dos manglares: Mapire y Pedernales 
y las mantuvieron en condiciones de laboratorio con recipientes de 1L. hasta la 
emergencia de los parasitoides, determinaron a Belvosia spp. (Tachinidae) y 
Sarcodexia lambens (Sarcophagidae); mientras que para Hymenoptera fueron: 
Ichneumonidae, Chalcidae, Perilampidae, Eulophidae. El más díptero más 
abundante fue Belvosia spp., con niveles de parasitoidismo entre 70.7% y 96.2%, 
concluyeron que éste es el mejor candidato para los programas de manejo 
integrado de este insecto plaga. 
En cuanto a los parasitoides de L. aripa elodia se han observado tanto 
himenópteros como dípteros, como el caso de Stireman et al. (2009) quienes 
evaluaron la riqueza de especies e identificaron a los lepidópteros hospederos de 
parasitoides de taquínidos en el noreste de los Andes Ecuatoriales, el objetivo fue 
proporcionar referencias de la diversidad e historia natural de las orugas y 
parasitoides de Ecuador; recolectaron larvas de lepidópteros de aproximadamente 
160 especies de 16 familias, en la Estación Biológica Yanayacu y las criaron en 
laboratorio hasta obtener parasitoides. Identificaron 157 morfoespecies de dípteros 
parasitoides (Tachinidae), sumando solo el 37% del total de parasitoides. Se 
determinaron tres individuos de Eucelatoria sp. y cinco individuos de Eulobomyia 
sp. (Diptera: Tachinidae) como parasitoides de Leptophobia. 
Pérez et al. (2012) registraron a la avispa Conura sp. (Chalcididae) parasitando 
Leptophobia aripa, en Brassica oleracea var. italica. En el municipio Andrés Bello, 
Táchira-Venezuela. Describieron el comportamiento del parasitoide en el proceso 
de oviposición y la eclosión del parasitoide de la pupa de L. aripa, con 
 
9 
 
observación in situ y las pupas parasitadas fueron mantenidas en laboratorio 
hasta la emergencia del parasitoide, para después identificarlo. 
Además de la importancia agrícola que L. aripa elodia tiene, es una especie con 
mucha importancia sociocultural,pues es una de las principales, que por su ciclo 
de vida rápido y su fácil adaptación al cautiverio, es cultivada en mariposarios y 
jardines de mariposas, con diferentes fines y los parasitoides son uno de los 
principales problemas en la producción de estos lepidópteros. Debido a que son 
pocos los estudios que se tienen de parasitoides de Leptophobia aripa elodia, es 
importante conocerlos y cómo es que la afectan, ya que en México se sabe muy 
poco sobre las especies endoparasitoides, que bien podrían ser usadas para 
evitar su presencia en sitios de producción o como controladores biológicos 
cuando la especie es nociva. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 OBJETIVOS 
 
Objetivo general 
 Determinar los dípteros parasitoides de la mariposa Leptophobia aripa 
elodia, criada en cautiverio y semicautiverio en el Jardín de Mariposas de la 
FES-Iztacala, UNAM. 
Objetivos particulares 
 Determinar la etapa de desarrollo, de L. aripa elodia, más susceptible a los 
parasitoides. 
 Identificar los dípteros parasitoides que afectan a L. aripa elodia en 
cautiverio y semicautiverio. 
 Conocer la incidencia de parasitoidismo en L. aripa elodia, en cautiverio y 
semicautiverio. 
 Comparar el índice de parasitoidismo de L. aripa elodia criada en cautiverio 
y en semicautiverio presentes en el jardín de mariposas de la FES-I. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
 ÁREA DE ESTUDIO 
El Jardín de Mariposas está ubicado en las instalaciones de la Facultad de 
Estudios Superiores Iztacala, UNAM, localizada en la colonia Los Reyes Iztacala, 
Tlalnepantla de Baz, Estado de México. Entre los paralelos 19°32’17” y 19°32’44” 
latitud N y 99°12’11” y 99°12’22” longitud O. a una altitud de 2,250 m.snm (INEGI, 
2012) (fig. 3). 
Clima 
El clima predominante en el 82.67% del territorio municipal de Tlalnepantla de Baz 
es templado subhúmedo con lluvias en verano, de menor humedad C (w0), 
mientras en el 17.33% restantes se presenta un clima templado subhúmedo con 
lluvias en verano, de humedad media C (w1). En condiciones normales, las 
variantes climáticas de esta región son: semiseco en invierno y primavera y 
semifrío, sin estación invernal definida. La estación seca comprende los meses de 
diciembre a abril (INEGI op cit). 
El Municipio tiene una temperatura media mínima de 10.3° C y una temperatura 
media máxima de 27.30° C. La temperatura media anual es de 15.5° C (Plan de 
desarrollo municipal, 2006-2009). 
La precipitación pluvial anual es de 733.9 mm; en los meses de junio, julio, agosto 
y septiembre se concentra hasta el 80% del total anual de dicha precipitación 
(Plan de desarrollo municipal, 2006-2009). 
Hidrología 
El Municipio de Tlalnepantla se ubica en la región hidrológica número 26 del Alto 
Pánuco, en la que se encuentran la cuenca del Río Moctezuma y la subcuenca del 
lago de Texcoco y Zumpango (INEGI, 2009). 
 
 
 
12 
 
Edafología 
El uso del suelo se reparte en un 6.52% en pastizal, el 2.14% a matorral y el 
91.34% es zona urbana. Esta última se asienta sobre suelos y rocas ígneas 
extrusivas del Cuaternario, en llanuras, lomeríos y sierras; sobre áreas donde 
originalmente había suelos denominados leptosol y phaeozem (INEGI, 2009). 
Flora 
La vegetación en la FES Iztacala está conformada en su mayoría por árboles, de 
los cuales resaltan las siguientes especies: eucalipto (Eucalyptus camaldulensis y 
E. globulus), pirú (Schinus molle), fresno (Fraxinus uhdei), jacaranda (Jacaranda 
mimosifolia), colorín (Erythrina coralloides), ciprés (Cupressus lusitanica), pino 
(Pinus sp.), álamo plateado (Populus alba) y chopo (Populus deltoides), entre 
otros (Sandoval y Tapia, 2000). Mientras que el jardín de mariposas de la FES-I se 
cuenta con una amplia variedad de plantas hospederas: mastuerzo (Tropaeolum 
majus), brócoli (Brassica oleracea), pasionaria (Passiflora sp.), palomita de maíz 
(Retama sp.), tepozán (Buddleja cordata), entre otras. De las nectaríferas domina 
principalmente la lantana (Lantana camara). 
Fauna 
En cuanto a la fauna de la FES Iztacala se han registrado lagartijas (Sceloporus 
grammicus y Barisia imbricata imbricata), anfibios (Spea multiplicata), serpientes 
(Conopsis lineata y Pituophis deppei deppei), mamíferos (Rattus norvegicus, Mus 
musculus, Felis domesticus y Canis lupus familiaris) y para las aves se tiene 
reportado un total de 90 especies tanto residentes como migratorias (Duarte-
Mondragón, 2001). Mientras que para los insectos se tienen reportadas diversas 
especies de mariposas, por ejemplo: Pterourus multicaudatus, Dione juno 
huascuma, Phoebis philea, Phoebis sennae, entre otras. 
 
 
 
13 
 
 
 
 
 
 
Fig. 3. Mapa del municipio de Tlalnepantla (modificado de INEGI, 2009), Facultad de Estudios Superiores 
Iztacala, UNAM (Imagen modificada de Google Earth, mayo de 2013) y Jardín de Mariposas (Tomada por 
Galindo-Ponce, 2014). 
 
Estado de México 
Municipio de Tlalnepantla de Baz 
FES-Iztacala, UNAM 
Jardín de Mariposas de la FES-Iztacala, UNAM 
 
14 
 
 MATERIALES Y MÉTODO 
Trabajo de campo 
Propagación 
Con el fin de satisfacer las necesidades de alimentación de las larvas de 
Leptophobia aripa elodia, tanto de este proyecto como del mismo jardín, se realizó 
la propagación de plantas hospederas Tropaeolum majus y Brassica oleracea, se 
germinaron tres charolas de propagación cada seis meses. Cada una de las 
charolas tuvo 280 cuadrículas, para tener un total de 864 plántulas de cada 
especie (fig. 4). 
 
 
 
 
 
 
 
Pie de cría 
Para obtener el pie de cría de L. aripa elodia y así determinar en un ciclo cuál fue 
la etapa de desarrollo más susceptible al parasitoidismo se recolectaron 4 hojas 
de mastuerzo con una puesta cada una en el Jardín de Mariposas de la FES 
Iztacala. Las hojas se colocaron en un vaso de vidrio con 250 ml de agua y la 
mitad de una pastilla de 500 mg de aspirina efervescente, no se hizo cambio de 
agua (fig. 5). De esta manera se evitó la pérdida de turgencia y se conservaron 
hasta que eclosionaron las larvas. 
Fig. 4. Charolas de 
germinación (Tomada por 
Galindo-Ponce, 2011). 
 
 
15 
 
 
 
 
Tan pronto eclosionaron las larvas (fig. 6), se mantuvieron en cajas de cría con 
tapa de cierre hermético, con dimensiones de 40cm x 25cm x 15cm; para evitar la 
humedad se les puso una toalla de papel absorbente; en cada caja se pusieron las 
larvas de una sola puesta, estas fueron alimentadas con hojas de mastuerzo y se 
limpiaron diariamente, para evitar la presencia de bacterias (fig. 7). 
 
 
 
 
a b 
Fig. 5. a) Vaso de 100 ml con agua y las hojas con las puestas de Leptophobia aripa 
elodia; b) Acercamiento de una puesta en la hoja de mastuerzo (Tomada por Galindo-
Ponce, 2011). 
 
Fig. 6. a) Larvas recién eclosionadas de L. aripa elodia (Tomada por 
Galindo-Ponce, 2014) y b) acercamiento de una oruga de la misma 
especie comiéndose el corion del huevo (Tomada por Páez, 2007). 
 
a b 
 
16 
 
 
Fig. 7. Limpieza de las cajas de cría (Tomada por Galindo-Ponce, 2011). 
 
Los adultos fueron liberados para que se aparearan y así obtener la primera 
generación para dar inicio con la fase experimental. Cabe mencionar que durante 
el cuidado del pie de cría ninguna de las puestas fue expuesta a los parasitoides, 
por lo que en ese momento no se identificó cual era la etapa más susceptible al 
parasitoidismo. Sino hasta la fase experimental donde cada dos meses se hizo 
unarecolección de puestas en el jardín de mariposas de la FES-I. 
Los grupos de puestas bimestrales se conservaron a Temperatura (T°) y Humedad 
(H%) ambiental, las cuales fueron medidas con un termohidrómetro (fig. 8) Cole-
Parmer Instrument modelo 3310-40. De esta manera se mantuvieron durante los 
cinco estadios larvales, la prepupa, la pupa y hasta la emergencia de los adultos, 
mismos que fueron liberados dentro del jardín, para que se aparearan y continuar 
con la siguiente generación. 
 
17 
 
 
 
 
Parasitoides 
La exposición de los organismos ante los posibles parasitoides, se hizo desde la 
etapa de huevo hasta el último día de pupa, esto para las siete generaciones 
bimestrales. Este procedimiento ayudo a determinar la etapa más susceptible al 
parasitoidismo, misma que se llevó a cabo por siete bimestres que 
correspondieron a los meses de: agosto-septiembre-2011, octubre-noviembre-
2011, febrero-marzo-2012, abril-mayo-2012, junio-julio-2012, agosto-septiembre-
2012, octubre-noviembre de 2012. Con grupos de tres a cinco puestas, 
dependiendo del año, más una puesta control para cada grupo. 
La exposición se hizo por un periodo de cinco días a la semana, cada día dos 
horas al ambiente libre, de 11 a 13 hrs., horario que se observó con mayor 
actividad para las mariposas como para los dípteros. Se medió la incidencia de 
parasitoides a lo largo de un año, contando los dípteros parasitoides de cada una 
de las puestas de L. aripa elodia (fig. 9). 
Fig. 8. Termohidrómetro modelo 
3310-40 (Tomada por Galindo-
Ponce, 2011). 
 
 
18 
 
 
 
 
Trabajo de gabinete 
Identificación de los dípteros parasitoides 
Una vez que se tuvo la certeza de que alguno de los organismos de L. aripa elodia 
estaba parasitado se separó de la caja de cría y se colocó en un recipiente de 
100ml. para la emergencia de los dípteros. Se observaron diariamente y se hizo 
un registro fotográfico del avance del desarrollo del parasitoide dentro del 
hospedero. Una vez que emergió la larva parasitoide se dejó en el mismo 
recipiente y se agregó tierra de maceta como sustrato para que ésta pupara. 
Cuando el adulto parasitoide emergió se sacrificó con una cámara de 
cloroformo y se montaron en seco con alfiler entomológico. Se determinaron a 
nivel genérico usando las claves taxonómicas de Wood (1987). Los organismos se 
etiquetaron con los datos de recolección y se depositaron en la Colección de 
Artrópodos de la Facultad de Estudios Superiores Iztacala. 
Para conocer la incidencia de parasitoidismo se realizaron tablas de vida de los 
lepidópteros en cautiverio para poder medir las probabilidades de vida y de muerte 
de la población en función a la edad (Haile et al., 2002). En estas se contó día con 
día el desarrollo de L. aripa elodia y en una tabla se registraron los rubros: H 
Fig. 9. Primer grupo de cajas de cría expuestas a parasitoides 
(Tomada por Galindo-Ponce, 2011). 
 
19 
 
(huevo), L1 (larva), L2, L3, L4, PP (prepupa), P (pupa), A (adulto) P (parasitoide) y 
EB (enfermedades bacterianas). 
También se midió la incidencia comparando el número de larvas de Leptophobia 
aripa elodia parasitadas por dípteros, con respecto al total de larvas de cada 
puesta, contemplando también en ellas la causa de muerte de las que no fueron 
parasitadas y las que llegaron a la etapa adulta. 
Para comparar el índice de parasitoidismo en cautiverio y semicautiverio dentro 
del jardín de mariposas de la FES-I, cada bimestre se recolectaron larvas de L. 
aripa elodia en el último estadio larval o pupas, mismas que habían realizado su 
desarrollo de manera libre en el jardín, sin ningún tratamiento. Se mantuvieron en 
observación hasta que se notaron los signos claros de parasitoidismo y también se 
separaron en recipientes de 25ml. y se hizo el mismo procedimiento que para la 
identificación de los parasitoides obtenidos en cautiverio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
Análisis estadístico 
Se realizaron las medidas descriptivas y se elaboraron diagramas de caja, para 
proporcionar una visión general de la simetría en la distribución de los datos; para 
lo cual se tomó como referencia la mediana, el máximo y el mínimo, para 
determinar si la distribución fue simétrica o no (Durán et al., 2008). 
Los diagramas de dispersión fueron elaborados para ver gráficamente la relación 
entre número de pupas de lepidópteros, el número de parasitoides y los 
parámetros ambientales como T° y H% (Durán op. cit.). 
Se calculó el Coeficiente de correlación de Pearson, para ver si existía una 
relación entre las variables, temperatura, humedad y el número de parasitoides 
obtenidos de las pupas del jardín de mariposas y los que salieron en las larvas 
cultivadas en cautiverio (López, 2011). 
Los datos obtenidos en campo y en cautiverio se analizaron con el paquete 
estadístico MINITAB 16. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
Trabajo de campo. 
Para determinar la etapa de desarrollo más susceptible al parasitoidismo, el píe de 
cría y las siete generaciones de la fase experimental, fueron alimentadas con las 
plantas hospederas propagadas en el mismo Jardín de Mariposas: Tropaeolum 
majus y Brassica oleracea; la primera fue la planta que por excelencia prefirieron 
las larvas para nutrirse. De esta planta se germinaron tres charolas de 
propagación cada seis meses, en total 864 plántulas cada vez (Fig. 10). 
De Brassica oleracea solo se germinó una charola de 288 cavidades y las 
plántulas se colocaron en el jardín, sin embargo, en ninguna de ellas se 
encontraron puestas de L. aripa elodia, por lo que no se volvió a sembrar y en su 
mayoría se vieron afectadas por caracoles (Helix aspersa). El por qué no hubo 
puestas se atribuye a la distribución de las plantas en el jardín, pues a la hora de 
sembrarlas quedaron en lugares muy sombreados, donde casi no voló L. aripa 
elodia, ya que siempre buscó lugares más soleados para alimentarse, aparearse y 
ovopositar, además de una compleja selección de características físicas y 
químicas de la planta (Santiago et al, 2006). 
 
 
 
 
a b 
Fig. 10. Plantas Hospederas de L. aripa elodia: a) Charolas de propagación, b) Tropaeolum 
majus (mastuerzo) y c) Brassica oleracea (col) (Tomada por Galindo-Ponce, 2014). 
 
c 
 
22 
 
De las cuatro puestas recolectadas para el píe de cría, se obtuvo un total 148 
huevos, de los cuales únicamente eclosionaron 110, esto como resultado de las 
múltiples estrategias y adaptaciones que han desarrollado las hembras a la hora 
de ovopositar, con el propósito de minimizar el efecto de los depredadores 
(Caltagirone, 1984) que en este caso son huevos infértiles para así reducir el 
parasitoidismo; de estos organismos, 84 larvas llegaron a estadio de pupa y se 
lograron 78 adultos que fueron liberados dentro del jardín, para que se aparearan 
y así obtener a los individuos de la primera generación de la fase experimental 
(Cuadro 1). 
# de 
puesta 
# de 
huevos 
Larvas 
eclosionadas 
Pupas Adultos 
1 15 9 5 5 
2 39 27 22 20 
3 68 63 47 44 
4 26 11 10 9 
Total 148 110 84 78 
 
En el cuadro 1 se observa como fue disminuyendo el número de individuos en 
cada una de las etapas de su desarrollo. La razón por la que se fue reduciendo se 
debió a que 26 larvas de distintos estadios de desarrollo se murieron a causa de 
enfermedades bacterianas; seis organismos tuvieron problemas a la hora de la 
emergencia del adulto, entre ellos cuatro no extendieron las alas y se quedaron 
pegadas con el meconio a lamisma exuvia y las dos restantes se encontraron 
desecadas totalmente (fig. 11). 
 
 
Fig. 11. a) adulto que no emergió de la pupa b) adulto con las alas 
dobladas (Tomada por Galindo-Ponce, 2011). 
 
a b 
Cuadro 1. Número de organismos utilizados para el pie de cría. 
 
23 
 
La primera generación se obtuvo a los dos días de haber liberado a los adultos del 
pie de cría, a partir de este momento se comenzó a exponer a los lepidópteros 
ante los posibles parasitoides. Para esta fase experimental se recolectó un total de 
37 puestas repartidas en siete bimestres, con un total de 1226 huevos, de los 
cuales eclosionaron 1044 orugas, 840 se convirtieron en prepupa, 836 en pupa, y 
emergieron 770 adultos. Todos los organismos en sus distintas etapas de 
desarrollo fueron expuestos a los parasitoides, para así encontrar la fase más 
susceptible al parasitoidismo. 
De todas los estadios observados, la prepupa fue el único que se parasitó y por lo 
tanto fue el más susceptible, esto posiblemente se debió a que se encuentra 
inmóvil y con la cutícula reblandecida sin la posibilidad de defenderse, facilitando 
la oviposición del díptero adulto y la perforación de la cutícula por la larva 
parasitoide (Stireman et al., 2006). De acuerdo a Caltagirone (1984) sí un 
parasitoide alcanza al hospedero en un estadio inmaduro, en el cual no pueda 
continuar su desarrollo, espera a que el hospedador mude la exuvia, para 
abandonar el cuerpo del mismo y hasta que llegue el momento apropiado ocupar 
nuevamente su posición en el hospedero. Cabe mencionar que normalmente las 
moscas parasitan los últimos estadios del desarrollo del hospedero, tal y como 
Stireman et al. (2009) lo señala, la mayoría de lepidópteros recolectados 
presentaron en el 4° o 5° estadio larval parasitoidismo los cuales emergieron de 
las pupas de los lepidópteros. 
El parasitoide obtenido se clasificó como koinobionte solitario, porque se 
desarrolló como endoparasitoide, la mayor parte del tiempo solitario, a excepción 
de una ocasión donde se obtuvieron 2 larvas parasitoides de una pupa de L. aripa 
elodia, ambas larvas (y adultos) fueron un poco más pequeñas que las que fueron 
solitarias. La explicación a esto es que L. aripa elodia no es de un tamaño tan 
grande como para albergar a dos individuos parasitoides de casi 1 cm. cada uno, 
tal y como sucede en otras especies de lepidópteros, por ejemplo Ávalos et al. 
(2011) reportan en Colias lesbia, que mide de 45 a 50 mm, a 2 larvas de díptero 
parasitoide (Tachinidae) por cada pupa. Sin embargo, se debe destacar que 
 
24 
 
existen parasitoides solitarios que ovopositan más de un huevo por hospedero 
(Strand, 2000), pero que la progenie supranumeraría es eliminada por combate 
físico de las mismas larvas o por supresión fisiológica del hospedero (Vinson, 
1985). 
Los 104 dípteros parasitoides que se obtuvieron en cautiverio y semicautiverio, 
fueron identificados como Allophorocera sp. Hendel, 1901 (Tachinidae). Cabe 
mencionar que en México provoca una serie en endemismos y adaptaciones de 
distintos grupos de organismos uno se enfrenta con problemas en la taxonomía de 
la familia Tachinidae, en la identificación de sus taxones en diversos niveles, 
desde el específico hasta los niveles supragenéricos, ya que actualmente solo se 
basa en caracteres externos (Espinosa et al., 2008 y Toma, 2012). 
También Toma (2012) y Stireman (2002) mencionan que otros de los principales 
problemas para la identificación de los taquínidos neotropicales es la inexistencia 
de una clave de identificación única para los niveles supraespecíficos; ya que 
lograr la determinación de material neotropical exige el cruzamiento de 
informaciones existentes en diversas claves de identificación, para alcanzar una 
aproximación de un grupo particular al cual un taxón pertenece; por lo que solo se 
determinó a género el díptero parasitoide encontrado en L. aripa elodia. 
La sintomatología del parasitoidismo de Allophorocera sp. en L. aripa elodia se fue 
manifestando de la siguiente manera (fig. 11): comenzó con una mancha de color 
rosado en la parte del abdomen, con el paso de los días se fue haciendo más 
grande y se tornó de color marrón hasta verse totalmente licuada. Este proceso 
tuvo una duración de nueve días y finalizó con la ruptura de la exuvia de L. aripa 
elodia, permitiendo la salida del parasitoide para pupar en el exterior. 
 
25 
 
 
 
 
 
 
Se obtuvo un total de 840 lepidópteros en fase de prepupa, de las cuales solo se 
parasitaron 11, mientras fueron cuidados en cautiverio. Sin embargo, únicamente 
en nueve de ellas emergió el parasitoide, porque dos de las pupas de mariposa se 
secaron por las altas temperaturas, provocando la muerte del parasitoide (fig. 13). 
 
Fig. 13. Pupas desecadas con parasitoides muertos (Tomada por Galindo-Ponce, 2012). 
El desarrollo larvario del parasitoide generalmente se completa en una o tres 
semanas, excepto en las especies que sufren diapausa en el hospedero, donde 
puede ser prolongada por varios meses (Stireman et al., 2006). En Allophorocera 
sp. desde que se hicieron visibles los signos del parasitoidismo en L. aripa elodia 
tardó entre siete y 11 días para salir de la pupa de la amriposa, esto dependió de 
a b c 
d e f 
Fig. 12. Proceso del parasitoidismo de Allophorocera sp. en pupas de L. aripa elodia. a) 
primeros signos del parasitoidismo, se observa mancha de color ámbar en el abdomen de 
la pupa. b) La mancha se va extendiendo hasta la última parte del abdomen y sigue 
conservando el color ámbar. c) se obscurece más y avanza hacia el tórax. d) La pupa está 
totalmente de color café y se notan los tejidos licuados. e) Emergencia de la pupa de 
Allophorocera de la pupa de L. aripa elodia. f) Larva del díptero parasitoide (Tomada por 
Galindo-Ponce, 2012). 
 
 
26 
 
la época del año, ya que se observó que en temporada de lluvias tardó más (11 
días), mientras que para secas la emergencia de la larva parasitoide fue de siete 
días, sin embargo, no se pudo registrar concretamente cuanto tiempo paso desde 
el momento en que la larva parasitoide penetro la cutícula de la prepupa hasta su 
eclosión. Ya que nunca se pudo observar al parasitoide oviponiendo sobre la 
prepupa. 
Una vez fuera del hospedero la larva comenzó a pupar (fig. 14); el tiempo que le 
llevo a Allophorocera sp. formar la pupa fue de una a dos horas, de allí en 
adelante el tiempo en la emergencia del adulto varió. La diferencia de tiempo entre 
los adultos se atribuyó a los cambios de temperatura, ya que en algunos se tuvo 
un retraso en la emergencia de hasta dos meses cuando normalmente fue de tres 
semanas, (Stireman et al., 2006) lo señala. Cabe mencionar que de nueve pupas 
de dípteros que se obtuviueron sólo en seis emergió el adulto. 
 
 
 
Las primeras pupas de Allophorocera sp. se colocaron en el recipiente plásticos de 
100ml., sin embargo, presentaron problemas en la emergencia del adulto, ya que 
las alas no se extendieron bien o simplemente no salieron de la pupa (fig. 15). Al 
ver de acuerdo con (SENASICA, 2011; Figueroa et al, 2007) y se modificó la 
técnica, mencionan que para que las larvas de taquinidos puedan pupar necesitan 
de un sustrato como tierra u hojarasca que les proporcione temperatura y 
humedad específicas y así llegar a término y también lo necesitan para que les 
Fig. 14. a) Pupa en sustrato y b) Puparios vacíos de Allophorocera sp. (Tomada 
por Galindo-Ponce, 2013). 
 
a b 
 
27 
 
sirva de tracción y el adulto pueda salir sin problema alguno. Una vez modificadoel método, se obtuvieron ejemplares completos y con las alas en perfecto estado. 
 
 
La morfología del adulto Allophorocera sp. se describe en el Apéndice 1. 
El género Allophorocera sp. (Fig. 16) fue reportado por primera vez como 
parasitoide de L. aripa elodia en este trabajo, ya que Stireman et al. (2009) registró 
a Eucelatoria sp. y a Eulobomyia sp., ambos de la familia Tachinidae como sus 
parasitoides. En la mayoría de los artículos se reportan himenópteros en esta 
especie de mariposa como: Ephialtes bazani (Ichneumonidae), a Brachymeria sp., 
Conura sp. (Chalcididae) Tetrastichus sp. (Eulophidae) (García, 1992) y 
Diadegma insulare (Ichneumonidae) (Terán, 1980). 
 
 
Fig. 16. Adulto de Allophorocera sp. Montado con su 
pupario (Tomada por Galindo-Ponce, 2013). 
 
Fig. 15. Ejemplar con problemas para 
emerger (Tomada por Galindo-Ponce, 2012). 
 
 
28 
 
Para medir la incidencia de parasitoidismo en L. aripa elodia, en cautiverio y 
semicautiverio se realizaron las tabla de vida para ver el número de organismos 
parasitados respecto al total de organismos y su vulnerabilidad a las 
enfermedades bacterianas u otras causas de muerte. Se utilizaron las iniciales: H 
(huevo), L1 (larva), L2, L3, L4, PP (prepupa), P (pupa) y A (adulto) (fig. 17) y 
(Apéndice 2). 
 
 
 
 
 
De los cinco estadios larvales la principal causa de muerte fueron las 
enfermedades bacterianas, Jiménez (1987) menciona que las larvas de los 
primeros estadios son muy susceptibles a ser infectadas por bacterias. Lo que se 
corroboró con la muerte de 218 larvas y 57 pupas, dando un total de 275 
individuos de 1044 larvas que eclosionaron durante las siete generaciones 
bimestrales. Aunque las cajas de cría se lavaron y limpiaron con solución de 
Benzal al 10%, la misma presencia de musidos y califóridos sobre las cajas (fig. 
18) contribuyó a que las larvas de L. aripa elodia estuvieran expuestas a las 
bacterias. Se observó que las tapas ejercieron una atracción para las moscas que 
tienen afinidad a las superficies blancas de acuerdo con Fernández-Rubio (1992). 
 
e d c b a 
Fig. 17. Etapas de desarrollo del ciclo de vida de L. aripa elodia: a) puesta de huevos, b) larva de 
4° estadio, c) prepupa, d) pupas y e) adulto alimentándose. (Tomada por Galindo-Ponce, 2012). 
 
29 
 
 
 
 
 
Habeeb y Mahdi (2012) mencionan que por sus hábitos saprófagos y coprófagos, 
los dípteros actúan como vectores mecánicos de bacterias, ya sea a través de sus 
apéndices contaminados o por las sedas de su cuerpo o cuando regurgitan al 
comer, señalando que Musca domestica (Muscidae) tiene diferentes tasas 
positivas de bacterias, razón por la que en este estudio se descartó como 
parasitoide y se etiquetó como vector mecánico. 
Sin embargo, se observó que el hacinamiento de las orugas favoreció mucho más 
la rápida propagación de los agentes microbianos, ya que como anteriormente se 
mencionó, se colocó una puesta completa en una caja de cría, para así mantener 
a los individuos en las mismas condiciones. Aunque Jiménez (1987), mencionan 
que lo recomendable es separar a los organismos en lotes de no más de 50 
individuos, en recipientes de 15 x 18 x 6cm., se consideró mantenerlas juntas para 
facilitar la medición de la incidencia de parasitoides por puesta, al ser expuesta al 
mismo tiempo y bajo las mismas condiciones. 
Fig. 18. Dípteros posados en las tapas de las cajas de cría expuestas a 
parasitoides. (Tomado por Galindo-Ponce, 2011 y 2012). 
 
 
30 
 
Los signos de microorganismos en el cuerpo de las larvas fueron: el 
oscurecimiento en la parte posterior, la cual se fue extendiendo hacia el resto del 
cuerpo; la oruga al tacto se sintió muy suave y a punto de deshacerse, aunado a 
posiciones extrañas del cuerpo de la larva sobre el sustrato, en algunos casos se 
llegaron a retorcer; y para finalizar se produjo un ennegrecimiento total de la larva 
que se consumó con la muerte del organismo (fig. 19). 
 
 
 
 
De un total de 1044 larvas eclosionadas de la fase experimental, el 26% se infectó 
por bacterias, mientras solo el 1% del mismo total fue afectado por Allophorocera 
sp., es decir la incidencia fue más baja. Para confirmar estadísticamente la 
incidencia de parasitoides se elaboró un diagrama de caja (Cuadro 2). 
a c b 
Fig. 19. Larvas y pupa afectadas por bacterias a) larva totalmente ennegrecida, b) pupa con 
la parte anterior en proceso de putrefacción y secreciones de líquido negro. c) larva muerta 
con la parte anterior y posterior totalmente oscurecidas (Tomadas por Galindo-Ponce, 2013). 
 
 
31 
 
7654321
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
7654321
25
20
15
10
5
0
pupas
Bimestre
% de Parasitoidismo
 
 
En dicho diagrama se corroboró que el porcentaje de parasitoidismo fue 
inexistente en tres de los bimestres (abril-mayo-12, junio-julio-12 y oct-nov-12) y 
muy bajo en los cuatro restantes, la explicación a esto fue con los parámetros 
ambientales encontrados en cada uno de los bimestres (Gráfica 1), ya que los tres 
bimestres presentaron las temperaturas más altas o más bajas, y de acuerdo con 
Jiménez (1987) dos de los factores más importantes para corroborar la alta 
mortandad por agentes microbianos son la temperatura y la humedad, mismas 
que regulan todas las actividades de los insectos, incluidas la presencia o 
ausencia de parasitoides. Bursell (1974) menciona que la temperatura influye 
directamente en el funcionamiento fisiológico de los insectos, factores que fueron 
registrados por el tiempo que duró el experimento (Gráfica 1). 
 
Cuadro 2. Diagrama de caja con total de pupas por bimestre vs % de parasitoidismo. 
 
32 
 
 
 
El porcentaje de humedad más elevado fue registrado para el bimestre de agosto-
septiembre de 2011 (75% de humedad relativa), lo cual coincide con la época de 
lluvias; mientras que el bimestre más seco correspondió a los meses de febrero-
marzo de 2012 (52.82%) temporada de secas y aunque el Servicio Meteorológico 
Nacional reportó al año 2012 como uno de los años más secos, la humedad 
registrada en el jardín se mantuvo gracias al riego constante (Gráfica 1). 
En cuanto a la temperatura el bimestre abril-mayo de 2012 mostró el valor más 
alto (21.32° C) y durante el bimestre octubre-noviembre de 2011 fue el menor con 
17.85° C. 
Se obtuvo la correlación entre temperatura-humedad vs número de pupas de L. 
aripa elodia (MINITAB 16) (Cuadro 3) y se encontró que la relación entre % de 
parasitoides vs parámetros ambientales, fue débil, ya que el valor de “r” fue menor 
a 5. 
 
Grafica 1. Registro de Temperatura y Humedad de los 7 bimestres de experimento. 
 
 
33 
 
 
 
 
21201918
80
70
60
50
40
30
20
10
0
75706560
T° promedio_1
p
u
p
a
s
_
1
H% promedio_1
Matrix Plot of pupas_1 vs T° promedio_1, H% promedio_1
 
 
 
 
 
Correlations: pupas_1, % de parasitoidismo, T° promedio_1, H% promedio_1 
 
 pupas_1 % de parasit T° promedio_ 
 
% de parasit -0.853 
 0.007 
 
T° promedio_ -0.521 0.298 
 0.185 0.474 
 
H% promedio_ 0.261 -0.551 0.492 
 0.533 0.157 0.216 
 
Cell Contents: Pearson correlation 
 P-Value 
 
 
Cuadro 3. Correlación entre temperatura-humedad vs número de pupas de L. aripa elodia. 
 
34 
 
Índice de parasitoidismoen L. aripa elodia, cautiverio y en semicautiverio. 
Dentro del jardín se recolectaron 454 pupas de L. aripa elodia (semicautiverio) de 
las cuales se obtuvieron 95 organismos de Allophorocera sp. representando el 
21% del total (Cuadro 4). De estas pupas solo emergieron 88 adultos, como ya se 
señaló, los recipientes sin sustrato usados en un inicio no fueron los adecuados, 
así como las altas temperaturas y baja humedad; mismo problema que se tuvo 
con los parasitoides de la fase experimental (cautiverio). 
El hecho de que el nivel de parasitoidismo haya sido más elevado en 
semicautiverio que en cautiverio, se debió principalmente al tiempo de exposición, 
ya que las larvas y prepupas estuvieron expuestas las 24 horas del día los siete 
días de la semana, sin interrupción, mientras que en cautiverio la exposición a 
parasitoides fue controlada. Tal y como se indica en los trabajos de Tovar et al. 
(2007), Stireman et al. (2009) y Ávalos (2011), un elevado índice de parasitoidismo 
se da a la intemperie. 
Bimestre Pupas Parasitoides % de parasitoidismo 
ago-sep-11 75 4 5.3% 
ago-sep-11 43 12 27.90% 
oct-nov-11 59 31 52.54% 
abr-may-12 10 10 100% 
ago-sep-12 50 8 15% 
ago-sep-12 80 6 7.5% 
ago-sep-12 65 3 4.61% 
oct-nov-12 50 12 24% 
dic-ene-13 22 9 40.99 
total =suma 454 95 
 
 
El bimestre con el índice de parasitoidismo más elevado fue el de abril-mayo-12 
con un 100% de las 10 pupas recolectadas. Seguido de octubre-noviembre-11 con 
el 52.54% de 59 pupas. 
 
Cuadro 4. Se muestra cada bimestre con el número de pupas 
parasitoides obtenidas. 
 
 
35 
 
Análisis estadístico 
Fase de cautiverio. 
21201918
100
80
60
40
20
0
75706560
T° promedio_1
%
 d
e
 p
a
ra
s
it
o
id
is
m
o
H% promedio_1
Matrix Plot of % de parasitoidismo vs T° promedio_1, H% promedio_1
 
En el diagrama de dispersión de comparación con porcentaje de parasitoides y 
parámetros ambientales, en general se muestra que no hubo relación, entre los 
parámetros ambientales y el índice de parasitoidismo, pero se observó que en la 
fase de cautiverio, las temperaturas altas y la humedad elevada favorecieron más 
la presencia de bacterias que la de parasitoides. 
Fase de semicautiverio 
De las pupas recolectadas en el jardín y en la fase de semicautiverio se aplicó el 
coeficiente de correlación de Pearson resultando que no hubo una relación entre 
los parámetros ambientales y el parasitoidismo. Esto debido a que al estar 
expuestos los organismos a la intemperie las 24 horas del día, fueron más 
vulnerables a ser parasitoidadas, sin que realmente exista una reación con los 
parámetros ambientales. No obstante Stireman et al. (2006) menciona que en la 
época de lluvias al no haber hospederos activos se reduce el parasitoidimo y se 
activa la diapausa de los parasitoides. Razón por la que en este estudio pudo 
haber ocurrido esto. 
 
 
36 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Correlations: pupas, % de Parasitoidismo, T° promedio, H% promedio 
 
 pupas % de Parasi T° promedio 
% de Parasitoides -0.006 
 0.974 
 
T° promedio 0.005 -0.059 
 0.979 0.756 
 
H% promedio 0.178 -0.144 0.273 
 0.346 0.448 0.145 
 
Cell Contents: Pearson correlation 
 P-Value 
 
 
37 
 
CONCLUSIONES 
 
 La Etapa de desarrollo de Leptophobia aripa elodia más susceptible al 
parasitoidismo fue la prepupa. 
 Se determinó a Allophorocera sp. (Diptera: Tachinidae) como el díptero 
parasitoide de L. aripa elodia criada en cautiverio y semicautiverio en el 
Jardín de Mariposas. 
 Se obtuvieron en total 94 dípteros adultos de Allophorocera sp. De los 
cuales 6 fueron de la fase experimental y 88 de la recolecta de pupas del 
jardín. 
 La incidencia de parasitoidismo en cautiverio fue del 1% mientras que la 
mayor mortalidad de la especie fue debido a agentes bacterianos (26%). 
 El índice de parasitoidismo en semicautiverio fue mucho más elevado, 
representado con un 20% de las pupas recolectadas en el jardín de 
mariposas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
38 
 
 LITERATURA CITADA 
 
Ávalos S., V. Mazzuferi, C. Berta, N. La Porta y G. Serra. 2011. Estructura del 
complejo parasítico de larvas de Colias lesbia (Lepidoptera: Pieridae) en 
alfalfares de Córdoba, Argentina. Revista Chilena de Entomología. 36: 15-
24p. 
http://www.insectachile.cl/pdf/Avalosea2010.pdf (Consultada: mayo,2014). 
Barranco V. P. 2003. Dípteros de interés agronómico. Agromícidos plaga de 
cultivos hortícolas intensivos en: Entomología Aplicada (VI). Boletín S.E.A. 
33:293-307. 
http://www.sea-entomologia.org/Publicaciones/Boletines/boletinSEA.htm 
(Consultada: noviembre.2012). 
Beutelspacher C. 1980. Mariposas diurnas del Valle de México. Ediciones 
Científicas L.P.M.M. México. 47pp. 
Bonet A. 2009. Parasitoids wasps, natural enemies of insects. Tropical Biology 
and Conservation Management. Encyclopedia of Life Support Systems 
(EOLLSS). UNESCO, Eolss Publishers, Oxford, Uk. 185-207p. 
http://www.eolss.net/sample-chapters/c20/e6-142-tpe-29.pdf 
(Consultada: enero.2014). 
Brinckerhoff A. 1999. La Cría de Mariposas: Una industria agrícola maravillosa en 
papel. Memorias del XI Congreso Nacional Agronómico Costa Rica. 521- 
527p. 
http://www.mag.go.cr/congreso_agronomico_xi/a50-6907-III_521.pdf 
(Consultada: enero.2013). 
Bursell E. 1974. Introducción a la fisiología de los Insectos. Ed Alambra S. A. 
España. 350 pp. 
Caltagirone L. E. 1984. Adaptations of Insects to Modes of Life en: Ecological 
Entomology. John Wiley & Sans. New York. 217-245p. 
http://www.insectachile.cl/pdf/Avalosea2010.pdf
http://www.sea-entomologia.org/Publicaciones/Boletines/boletinSEA.htm
http://www.eolss.net/sample-chapters/c20/e6-142-tpe-29.pdf
http://www.mag.go.cr/congreso_agronomico_xi/a50-6907-III_521.pdf
 
39 
 
Carballo M., 2002, Manejo de insectos mediante parasitoides, Manejo Integrado 
de Plagas y Agroecología. Costa Rica. 66: 118-122p. 
http://web.catie.ac.cr/informacion/RMIP/rev66/productos_fitosan.pdf 
(Consultada: enero.2013). 
Cardoza Y., N. Epsky and R. Heath. 1997. Biology and development of Lespesia 
aletiae (Diptera: Tachinidae) in two lepidopteran species in the laboratory. 
Florida Entomologist 80(2): 289-300. 
Carter J. y B. Hargreaves. 1987. Guía de campo de las orugas de las mariposas y 
polillas de España y de Europa. Ediciones Omega. Barcelona. 14pp. 
Contreras C. A. 2008. Lista preliminar ilustrada y Atlas biogeográfico de especies 
y subespecies de la familia Pieridae y Papilionidae (Lepidoptera) presentes 
en el departamento De Ñeembucú, República del Paraguay, incluye notas 
bioecológicas y distribucionales. Instituto de Bioecología e Investigación 
Subtropical “Félix de Azara”. Universidad Nacional de Pilar. Ñeembucú. 
74pp. 
http://www.unp.edu.py/html/priexu/IBIS/trabajo_mariposas_Pieridae_Papilionidae.pdf 
(Consultada: marzo.2013). 
De la Luz S. M. y A. M. Farias. 2011. Guía de mariposas de Nuevo León. Fondo 
Editorial de Nuevo León. México. 70pp. 
Duarte-M M.T. 2001. Caracterización de la comunidad de aves de la UNAM 
Campus Iztacala. Tesis de licenciatura, Facultad de Estudios Superiores 
Iztacala, Universidad Nacional Autónoma de México. Tlalnepantla, Estado 
deMéxico. 25-27p. 
Durán D. A., V. A. Vargas y C. A. E. Cisneros. 2008. Bioestadística. FES-Iztacala. 
UNAM. México. 260 pp. 
Espinosa O. D. y C. S Ocegueda. 2008. El conocimiento biogeográfico de las 
especies y su regionalización natural, en: Capital natural de México, vol. I: 
Conocimiento actual de la biodiversidad. CONABIO, México, pp. 33-65. 
http://web.catie.ac.cr/informacion/RMIP/rev66/productos_fitosan.pdf
http://www.unp.edu.py/html/priexu/IBIS/trabajo_mariposas_Pieridae_Papilionidae.pdf
 
40 
 
http://www.biodiversidad.gob.mx/pais/pdf/CapNatMex/Vol%20I/I01_Elconocimientobiog.pdf 
(Consultada: diciembre.2013). 
Fernández-Rubio F. 1992. Las trampas de luz automáticas para caza de insectos. 
ZAPATERI: Revista Aragonesa de Entomología. Madrid. Vol. 1(2): 79-90p. 
http://www.sea-entomologia.org/PDF/ZAPATERI_2/Z02-010-079.pdf 
(Consultada: febrero.2014). 
Figueroa L., J. Flores y S. Rodríguez. 2007. Método de cultivo de larvas de 
moscas Lucilia sericata, para terapia larval. Parasitol Latinoam 62: 79 - 82, 
FLAP 
http://www.scielo.cl/pdf/parasitol/v62n1-2/art14.pdf 
(Consultada: noviembre.2011). 
García J. 1992. Hymenoptera parasíticos de Leptophobia aripa (Boisduval) 
(Lepidoptera: Pieridae), en la Estación Experimental Cataurito, Municipio 
Zamora, Estado Aragua. Boletín de Entomología Venezolana Vol. 7(2): 127-
131p. 
http://www.entomotropica.org/ 
(Consultada: abrrl.2014). 
Godfray H.C.J. 1994. Parasitoids, Behavioral and Evolutionary Ecology. Princeton 
University Press, Princeton, New Jersey. 475pp. 
http://books.google.com.mx. 
(Consultada: enero.2014). 
Gómez–S R. 2006. Plan de manejo propuesto para la cría de mariposas 
promisorias como alternativa productiva para comunidades indígenas de la 
Amazonia Colombiana. Boletín Sociedad Entomológica Aragonesa, 1(38): 
451−460. 
http://www.sea-entomologia.org/Publicaciones/Boletines/boletinSEA.htm 
(Consultada: marzo.2013). 
Habeeb M. A. and M. A. Mahdi. 2012. Mechanical Transmission of Bacteria via 
Animal Agents Truefly Species. Advanced Studies in Biology. Vol. 4:12, 
583-591p. 
http://www.sea-entomologia.org/PDF/ZAPATERI_2/Z02-010-079.pdf
http://www.scielo.cl/pdf/parasitol/v62n1-2/art14.pdf
http://www.entomotropica.org/
http://books.google.com.mx/
http://www.sea-entomologia.org/Publicaciones/Boletines/boletinSEA.htm
 
41 
 
http://www.m-hikari.com/ 
(Consultada: abril.2014). 
Haile A.T., Hassan S.A., Sithanantham S., Ogol C.K.P.O., Baumga J. 2002. 
Comparative life table analysis of Trichogramma bournieri Pintureau and 
Babault and Trichogramma sp. nr. mwanzai Schulten and Feijen (Hym., 
Trichogrammatidae) from Kenya. Journal of Applied Entomology 126: 287-
292. 
Hanson P., 1990. La sistemática aplicada al estudio de la biología de los 
parasitoides. Manejo Integral de Plagas. Costa Rica. 15: 53-66. 
Heraty J. 2009. Parasitoid biodiversity and insect pest management en: Foottit R. 
and P. Alder., Insect Biodiversity: Science and Society. Blackwell 
Publishing. 445-463 p. 
Hernández J., F. Osborn, B. Herrera, C. Liendo-Barandiaran, J, Perozo y D. 
Velásquez. 2009. Parasitoides Larva-Pupa de Hylesia metabus Cramer 
(Lepidoptera: Saturniidae) en la Región Nororiental de Venezuela: un Caso 
de Control Biológico Natural. Neotropical Entomology 38(2): 243-250. 
Heyden D. 2002. Jardines botánicos prehispánicos. Arqueología Mexicana. 
Antiguos jardines mexicanos. 57: 18-23. 
Hochberg M. E. and Ives A. R. 2000. Parasitoid Population Biology. Princeton 
University Press. New Jersey. p139. 
INEGI. 2009. Prontuario de información geográfica municipal de los Estados 
Unidos Mexicanos, Tlalnepantla de Baz, México. Clave geoestadística 
15104. 8pp. 
INEGI. 2012. Portal del Instituto Nacional de Estadística y Geografía. 
http://www.inegi.org.mx/ 
(Consultada en abril de 2012). 
http://www.m-hikari.com/
http://www.inegi.org.mx/
 
42 
 
Irwin M. E., Schlinger, E. I. and Thompson, F. C. 2003. Diptera, true flies. in The 
Natural History of Madagascar. (Eds., S.M. Goodman and J.P. Benstead) 
University of Chicago Press, Chicago and London. 692-702p. 
http://www.sel.barc.usda.gov/diptera/people/FCT_pdf/MadDiptera.pdf 
(Consultada: octubre.2013) 
Jellicoe S. y G. Jellicoe. 1996. El paisaje del hombre. Gustavo Gili. España. 
408pp. 
Jiménez, C. G. 1987. Reproducción, mantenimiento y cultivo en laboratorio de 
Sandia xami (Lepidoptera: Lycaenidae). Tesis de licenciatura. Facultad de 
Ciencias, UNAM. México. 89pp. 
Lafuente L. M. S. 2009. Un jardín para las mariposas y polinizadores. 
Biodiversidad virtual. Asturias, España. 11pp. 
http://www.imagenesdeasturias.com/ 
(Consultada: septiembre.2012). 
Llorente-Bousquets J., L. Oñate-Ocaña, A. Luis-Martínez e I. Vargas-Fernández. 
1997. Papilionidae y Pieridae de México: Distribución geográfica e 
ilustración. CONABIO. UNAM. México. 154pp. 
López Q. L. 2011. Hymenoptera parasitoides en la reserva natural el Hatico, Valle 
del Cauca, Colombia. Informe final de Trabajo de grado presentado como 
requisito parcial para optar al título de Bióloga con énfasis en Entomología. 
Universidad del Valle Facultad de Ciencias Naturales y Exactas Programa 
Académico de Biología Santiago de Cali. 50pp. 
Mitchell R. y H. Zim. 1994. Mariposas y polillas. Guías del saber. Ed. Trillas. 
México. 15-16p. 
Pérez A., F. Moreno-Elcure, J. Sánchez, D. Arias-Penna y C. Sarmiento-Monroy, 
2012, Registro de Conura sp. grupo immaculata (Hymenoptera: 
Chalcididae) parasitando Leptophobia aripa (Lepidoptera: Pieridae) en 
Brassica oleracea var. italica. Entomotropica 27(2): 99-101. 
http://www.sel.barc.usda.gov/diptera/people/FCT_pdf/MadDiptera.pdf
http://www.imagenesdeasturias.com/
 
43 
 
http://www.entomotropica.org/index.php/entomotropica/article/download/339/392 
(Consultada: abril.2013). 
Plan de desarrollo municipal 2006-2009, Tlalnepantla de Baz. 
http://tlalnepantla.gob.mx/Descargas/FraccionXII/Medio%20f%C3%ADsico.pdf 
(Consultada: agosto.2013). 
Portal del Servicio Nacional De Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria 
(SENASICA). 2011. 
http://senasica.gob.mx/includes/asp/download.asp?iddocumento=12289&idurl=17377. 
(Consultada: noviembre.2011). 
Priego-González de Canales, C. 2004. El paisaje y los espacios públicos urbanos 
en el desarrollo de las sociedades. Centro Nacional de Educación 
Ambiental.12p. 
http://www.magrama.gob.es/es/ceneam/articulos-de-opinion/2004_05priego_tcm7-
53039.pdf 
(Consultada: marzo.2013). 
Sandoval L. M. S. y F. J. Tapia. 2000. Estudio dasonómico y dendrológico de las 
especies leñosas del Campus Iztacala-UNAM para una eficiente gestoría de 
las áreas verdes. Tesis profesional. E.N.E.P. Iztacala. UNAM. 153 pp. 
SantiagoL. J., B. L. García, C. J Rojas, y R.H. Perales. 2006. Host selection 
behavior of Leptophobia aripa (LEPIDOPTERA: PIERIDAE). Florida 
Entomological Society. 89(2):127-134. 
http://www.bioone.org/doi/ 
(Consultada: abril.2014). 
Sourakov A. and E. Mitchell. 2002. Laboratory biology of Chetogena scutellaris 
(Diptera: Tachinidae), a parasitoid of Noctuidae, Reared on fall armyworm 
and cabbage looper. Florida Entomologist 85(2): 341-343. 
Stireman J. O. 2002. Phylogenetic relationships of Tachinid flies in subfamily 
Exoristinae (Diptera: Tachinidae) based on rDNA 28S and elongation factor 
1. Systematic Entomology 27: 409-435. 
http://www.entomotropica.org/index.php/entomotropica/article/download/339/392
http://tlalnepantla.gob.mx/Descargas/FraccionXII/Medio%20f%C3%ADsico.pdf
http://senasica.gob.mx/includes/asp/download.asp?iddocumento=12289&idurl=17377
http://www.magrama.gob.es/es/ceneam/articulos-de-opinion/2004_05priego_tcm7-53039.pdf
http://www.magrama.gob.es/es/ceneam/articulos-de-opinion/2004_05priego_tcm7-53039.pdf
http://www.bioone.org/doi/
 
44 
 
http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1046/j.1365-3113.2002.00187.x/full 
(Consultada: enero.2014). 
Stireman J. O., O’Hara J. E. and Wood D. M. 2006. Tachinidae: Evolution, 
Behavior, and Ecology. Annual Review of Entomology. Vol. 51: 525-555. 
http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.ento.51.110104.151133 
(Consultada: noviembre.2013). 
Stireman J. O., Greeney HF and Dyer L. A. 2009. Species richness and host 
associations of Lepidoptera-attacking Tachinidae in the northeast 
Ecuadorian Andes. Journal of Insect Science 9:39, available online: 
insectscience.org/9.39. 19pp. 
http://www.insectscience.org/9.39/i1536-2442-9-39.pdf 
(Consultada: septiembre.2013). 
 
Strand M.R. 2000. Developmental traits and life-history evolution in parasitoids en 
parasitoid population biology. Princeton University Press Princeton and 
Oxford. New Jersey. 139-162p. 
 
Terán J. B. 1980. Lista preliminar de Hymenoptera parasíticos de otros insectos en 
Venezuela. Maracay. Revista Facultad de Agronomía. 11(1-4): 283-389p. 
 
Toma R. 2012. Tachinidae: Una discusión sobre el problema de la identificación de 
los taxones de la Región Neotropical. Sociedad Venezolana de 
Entomología. Entomotropica Vol. 27(3): 145-152. 
 
Tovar H. H., Bautista M. N., Vera G.J., Suárez V. A. y Ramírez A. S. 2007. 
Fluctuación y Parasitismo de larvas de Copitarsia decolora, Plutella 
xylostella y Trichoplusia ni (Lepidoptera) en Brassica oleracea. Acta 
Zoológica Mexicana (n.s.) 23(2): 183-196. 
Vinson S. D. 1985. The behavior of parasitoids in Comprehensive Insects 
Physiology, Biochemistry and Pharmacology. Pergamon Press. Oxford. 417-
469p. 
http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1046/j.1365-3113.2002.00187.x/full
http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.ento.51.110104.151133
http://www.insectscience.org/9.39/i1536-2442-9-39.pdf
 
45 
 
Wood D. M. 1974. Notes on Allophorocera with a description of a new Species 
(Diptera: Tachinidae) from Finland. The Canadian Entomologist.106:667-
671. 
http://journals.cambridge.org/ (Consultada: noviembre.2013). 
Wood D. M. 1987. Tachinidae. en: McAlpine J. F., B. V. Peterson, G. E. Shewell, 
H. J. Teskey, J. R. Vockeroth, Manual of Neartic Diptera, Vol. 2, 1193- 1269 
p. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
http://journals.cambridge.org/
 
46 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
APÉNDICES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
47 
 
 APÉNDICE 1 
 
Morfología del adulto 
Descripción de caracteres externos de Allophorocera, traducido de Wood D. M. 
(1974). 
Los ojos aparecen superficialmente desnudos, las sedas de los ojos son cortas y 
ampliamente espaciadas (aproximadamente tan largas como el diámetro 
combinado de las dos facetas y separadas por lo menos por 5 facetas); la frente 
es estrecha en el macho, las orbitales externas están ausentes, las orbitales 
internas reclinadas aparecen como una continuación de las frontales las cuales 
disminuyen en tamaño hacia el vértex; la Vitta frontal es amplia anteriormente, las 
cerdas ocelares son proclinadas, el tercer entenomero frecuentemente está 
alargado basalmente en los machos 
La arista está engrosada por una mitad a dos terceras partes de su longitud, la 
cresta facial usualmente es un poco engrosada, ancha y plana, nunca presenta 
cerdas sobre el surco de las mejillas, el margen anterior subcraneal está 
moderadamente protruido, el occipucio con por lo menos una hilera de pelos 
cortos y negros entre los cilios postoculares y los pelos occipitales son largos, 
suaves y pálidos; la gena tan ancha o más ancha que la parafacial al nivel de la 
inserción antenal. 
 El prosternum es peludo, las cerdas humerales típicamente son 4, la basal media 
desplazada hacia adelante para formar un triángulo distintivo con las dos cerdas 
restantes, la cerda anterior exterior algunas veces es débil; la primera postsutural 
supraalar más larga y fuerte que la primera postsutural intraalar; las 
esternopleurales son 3; la barret es desnuda; el margen interior de la squama 
uniformemente redondeado o recto, pero no fuertemente convexo; la Celda R5 del 
ala es abierta en el margen; la base r4+5 en la parte de arriba con dos o más 
 
48 
 
pequeñas cerdas negras, con inclinación de la Mediana más cercana a la Vena 
cruzada posterior que al ápice de la Mediana. 
El Abdomen es ancho y profundo, como es característico de las formas 
microtípicas, el terguito abdominal compuesto 1+2 con un solo par de Marginales 
medianas, con su depresión medio dorsal extendiéndose hacia atrás hasta el 
margen segmental trasero; los terguitos 3 y 4 con por lo menos un par de Discales 
medianas, comúnmente con un segundo par ordenado de forma irregular (Fig. 
14). 
 
 
 
 
 
 
Fig. 14. Adulto de Allophorocera sp. Montado con su 
pupario (Tomada por Galindo-Ponce, 2013). 
 
 
49 
 
 APÉNDICE 2 
Tabla de vida de individuos de Leptophobia aripa elodia, criados en cautiverio por 
los siete bimestres. 
Bimestre H L1 L2 L3 PP P A 
Bacterias Parasitoides 
agosto-sep 11 43 30 25 25 25 25 24 
5/1 0 
agosto-sep 11 15 11 8 8 8 8 8 
3 0 
agosto-sep 11 72 72 70 62 62 62 58 
10/3 1 
agosto-sep 11 22 16 5 4 4 4 4 
12 0 
Control 10 8 8 8 8 8 8 
0 0 
 
 
octubre-nov 11 14 12 12 9 9 9 9 
3 0 
octubre-nov 11 73 66 66 65 63 63 55 
3/8 0 
octubre-nov 11 72 60 18 18 18 18 16 
42/1 1 
octubre-nov 11 22 20 20 16 16 16 14 
4/2 0 
Control 20 16 16 16 16 16 16 
0 0 
 
 
febrero-marzo 9 5 4 4 4 4 3 
1 1 
febrero-marzo 20 16 13 13 10 10 9 
6 1 
febrero-marzo 27 22 22 22 22 21 18 
1/3 0 
febrero-marzo 18 18 18 15 15 15 4 
3/11 0 
febrero-marzo 31 27 22 13 13 13 13 
14 0 
Control 19 15 15 15 15 15 15 
0 0 
 
 
abril-mayo 62 45 41 40 37 37 34 
8/3 0 
 
50 
 
abril-mayo 22 15 11 10 9 9 2 
6/7 0 
abril-mayo 45 29 25 23 23 23 23 
6 0 
abril-mayo 40 39 36 34 31 31 25 
8/6 0 
abril-mayo 52 45 42 39 37 37 36 
8/1 0 
Control 33 27 27 27 27 27 27 
0 0 
 
 
junio-julio 24 20 20 20 20 20 20 
0 0 
junio-julio 30 24 23 13 10 8 5 
16/3 0 
junio-julio 35 28 25 25 25 25 22 
3/3 0 
Control 20 17 17 17 17 17 17 
0 0 
 
 
agosto-sep 12 13 9 7 5 4 4 4 
5 0 
agosto-sep 12 27 26 26 24 22 22 20 
4 2 
agosto-sep 12 33 30 27