Efecto-de-etapa-fenologica-y-ecotipo-sobre-el-contenido-de-taninos-totales-taninos-condensados-y-digestibilidad-in-vitro-en-hojas-de-9-ecotipos-de-Leucaena-leucocephala

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
EFECTO DE ETAPA FENOLÓGICA Y ECOTIPO SOBRE EL 
CONTENIDO DE TANINOS TOTALES, TANINOS 
CONDENSADOS Y DIGESTIBILIDAD IN VITRO EN HOJAS DE 9 
ECOTIPOS DE LEUCAENA LEUCOCEPHALA. 
 
T E S I S 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
QUÍMICA DE ALIMENTOS 
 
 
PRESENTA 
VALERIA NAZARETH HERRERA MERCED 
 
 
 
 CD. MX. AÑO 2018. 
 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: Dra. ILIANA ELVIRA GONZÁLEZ HERNÁNDEZ 
VOCAL: M. en C. ARGELIA SÁNCHEZ CHINCHILLAS 
SECRETARIO: M. en C. FRANCISCO ALEJANDRO CASTREJÓN PINEDA 
1er. SUPLENTE: M. en C. VERONICA GARCÍA SATURNINO 
2° SUPLENTE: M. en C. TANIA GÓMEZ SIERRA 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: 
LABORATORIO DE BROMATOLOGÍA, DEPARTAMENTO DE NUTRICIÓN ANIMAL Y 
BIOQUÍMICA, FMVZ-UNAM 
 
 
ASESOR DEL TEMA: _______________________________ 
 M. EN C. FRANCISCOALEJANDRO CASTREJÓN PINEDA 
 
 
SUPERVISOR TÉCNICO:_______________________________ 
 Q. A. ÁGUEDA GARCÍA PÉREZ 
 
 
SUSTENTANTE: _______________________________ 
 HERRERA MERCED VALERIA NAZARETH
i 
 
ÍNDICE 
 Página 
 
1. Introducción 01 
 
 
2. Objetivos e Hipótesis 03 
 
 2.1 Objetivo general 03 
 
 2.2 Objetivos particulares 03 
 
 2.3 Hipótesis 03 
 
 2.3.1 Hipótesis Nula 03 
 
 2.3.2 Hipótesis Alterna 03 
 
 
3. Antecedentes 04 
 
 3.1 Leguminosas 04 
 
 3.1.1 Composición nutrimental de leguminosas 05 
 
 3.2 Ecotipo 06 
 
 3.3 Etapa fenológica 06 
 
 3.4 Leucaena leucocephala 07 
 
 3.4.1 Características morfológicas 08 
 
 3.4.2 Composición nutrimental 09 
 
 3.5 Metabolitos secundarios en las plantas 11 
 
 3.5.1 Funciones de los metabolitos secundarios 12 
 
 3.5.2 Clasificación de los compuestos secundarios 13 
 
 3.5.3 Compuestos polifenólicos 14 
 
 3.5.4 Biosíntesis de los compuestos polifenólicos 14 
 
 3.5.5 Flavonoides 16 
 
 3.5.6 No flavonoides 17 
 
 3.5.7 Taninos 20 
 
 3.5.7.1 Taninos Hidrolizables 21 
 
 3.5.7.2 Taninos Condensados 23 
 
ii 
 
 3.5.7.3 Interacción TC-proteína 24 
 
 3.5.7.4 Florotaninos 28 
 
 3.6 Digestibilidad de un alimento 28 
 
 3.6.1 Digestibilidad in vivo 29 
 
 3.6.2 Digestibilidad in situ 30 
 
 3.6.3 Digestibilidad in vitro 31 
 
 3.6.4 Factores que disminuyen la digestibilidad 32 
 
 
4. Materiales y métodos 34 
 
 4.1 Recolección del material vegetal 35 
 
 4.2 Deshidratación, molienda y tamizado del material vegetal 37 
 
 4.3 Procesamiento previo de la muestra 38 
 
 4.4 Obtención del extracto 38 
 
 4.5 Cuantificación de taninos totales (TT) 38 
 
 4.6 Cuantificación de taninos condensados (TC) 39 
 
 4.7 Determinación de digestibilidad in vitro de materia seca 40 
 
 4.8 Análisis estadístico 41 
 
 
5. Resultados y discusión 42 
 
 
6. Conclusiones 53 
 
 
7. Referencias 55 
 
 
 
 
 
 
 
iii 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 Página 
Figura 1. Características morfológicas de Leucaena leucocephala 09 
Figura 2. Esquema de la ruta biosintética de los compuestos 
 polifenólicos en las plantas 15 
Figura 3. Estructura base de los flavonoides 16 
Figura 4. Estructuras de taninos hidrolizables 22 
Figura 5. Estructura general de taninos condensados 23 
Figura 6. Tipos de unión de las proantocianidinas 24 
Figura 7. Formación del complejo TC-proteína y protección de la 
 proteína por su paso a través del rumen 27 
Figura 8. Estructuras principales en florotaninos 28 
Figura 9. Diagrama general de procedimiento experimental 34 
Figura 10. Diseño de parcelas experimentales 35 
Figura 11. Leucaena leucocephala en las dos etapas fenológicas 
 de recolección 37 
Figura 12. Gráfico del efecto de la interacción ecotipo*etapa 
 fenológica sobre el contenido de TT 42 
Figura 13. Gráfico del efecto de la etapa fenológica sobre el 
 contenido de TT 44 
Figura 14. Gráfico del efecto de la etapa fenológica sobre la 
 proporción de TT respecto a TC 45 
Figura 15. Gráfico del efecto de ecotipo sobre el contenido de TC 47 
Figura 16. Gráfico del efecto de ecotipo sobre la proporción de TT 
 respecto a TC 47 
Figura 17. Gráfico del efecto de la interacción ecotipo*etapa 
 fenológica sobre la DIVMS 48 
Figura 18. Gráficos de correlación de Pearson 52 
iv 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
 Página 
Cuadro 1. Composición nutrimental de las hojas de Leucaena 
 leucocephala (g/100 g MS) 10 
Cuadro 2. Perfil de aminoácidos de Leucaena leucocephala 
 (g/100 g MS) 11 
Cuadro 3. Clasificación de metabolitos secundarios según su 
 estructura química 13 
Cuadro 4. Clasificación de metabolitos secundarios de acuerdo 
 al metabolito con el que interactúan 13 
Cuadro 5. Diferentes clases de compuestos secundarios 
 flavonoides 17 
Cuadro 6. Diferentes clases de compuestos secundarios 
 no flavonoides 18 
Cuadro 7. Ecotipos de Leucaena leucocephala evaluados 36 
v 
 
ÍNDICE DE ANEXOS 
 Página 
Anexo 1. Curva de calibración del ácido tánico 63 
Anexo 2. Cuadros de resultados 64 
Cuadro 9. Efecto de la interacción ecotipo*etapa fenológica 
 sobre el contenido de taninos totales y digestibilidad 
 in vitro de materia seca 64 
Cuadro 10. Efecto de la etapa fenológica sobre el contenido de 
 taninos condensados y proporción de taninos 
 condensados con respecto a la cantidad de taninos totales 65 
Cuadro 11. Efecto de ecotipo sobre el contenido de taninos 
 condensados y proporción de taninos condensados 
 con respecto a la cantidad de taninos totales 66 
Cuadro 12. Correlación entre taninos y digestibilidad in vitro de 
 materia seca de hojas de 9 ecotipos mediante 
 correlación de Pearson 67 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
En la región tropical de México, la actividad ganadera bovina es una de las 
actividades más importantes en el sector agropecuario del país, principalmente por 
su contribución en la oferta de productos cárnicos y lácteos para la alimentación 
humana (Gallardo, 2006). 
 
Sin embargo, la región tropical posee fuertes limitantes que impiden incrementar la 
productividad de los sistemas pecuarios, dentro de los cuales destacan: los serios 
problemas de alimentación animal (disponibilidad y calidad del forraje), aunado al 
elevado costo de concentrados utilizados como fuente proteica en la dieta animal 
(Szott et al., 2000). 
 
Por esa razón, los productores de los sistemas ganaderos cada vez están más 
interesados en conocer alternativas de alimentación que permitan mayor 
digestibilidad y uso eficiente de los nutrimentos, contribuyendo así a disminuir los 
costos de producción. 
 
Una de esas alternativas es la incorporación en la dieta del ganado de follajes de 
leguminosas arbustivas y arbóreas tropicales, que presentan características 
sobresalientes en cuanto a consumo, digestibilidady composición nutrimental ya 
que tienden a ser altas en materia seca, proteína y más bajas en pared celular que 
las gramíneas tropicales. No obstante, presentan un contenido más alto en pared 
celular y lignina que la mayoría de las leguminosas de zonas templadas. 
 
En México se encuentra la leguminosa Leucaena leucocephala, especie no 
valorada en su totalidad, y que es una buena alternativa cuando los forrajes son 
escasos y de mala calidad nutrimental (Romero, 2000). 
 
 
 
2 
 
Sin embargo, todas las especies de leguminosas contienen elevados niveles de 
compuestos secundarios. Algunos de estos compuestos se han denominado 
factores antinutrimentales o antifisiológicos, porque pueden causar un efecto 
negativo en el valor nutrimental del alimento, lo que podría alterar la salud animal, 
afectando el rendimiento del animal debido a una reducción en la digestibilidad del 
propio forraje o del resto de la dieta. 
 
En cuanto al contenido de compuestos secundarios en Leucaena, se ha reportado 
que presenta alcaloides, saponinas y taninos, éstos últimos en contenido elevado. 
Los taninos son compuestos polifenólicos de alto peso molecular de los cuales 
existen dos tipos: hidrolizables (TH) y condensados (TC), siendo éstos últimos los 
de mayor interés debido a su mayor capacidad de interactuar con otras moléculas 
ya que deprimen el consumo y la digestibilidad del forraje afectando así la 
producción animal (Otero e Hidalgo, 2004). 
 
Cabe señalar que tanto el valor nutritivo como el contenido de compuestos 
secundarios varían de acuerdo a la etapa de madurez y el ecotipo de la 
leguminosa por lo que es necesario el análisis de la leguminosa en cada una de 
sus etapas fenológicas así como en cada ecotipo correspondiente a una zona de 
uso. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
2. OBJETIVO E HIPÓTESIS 
 
2.1 Objetivo General 
Evaluar si el contenido de taninos en nueve ecotipos de Leucaena leucocephala 
recolectados en dos etapas fenológicas influye en la digestibilidad in vitro de esta 
leguminosa. 
 
2.2 Objetivos Particulares 
✓ Determinar el contenido de taninos totales por el método Folin-Ciocalteu y 
el contenido de taninos condensados por método de proantocianidinas en 9 
ecotipos de Leucaena leucocephala recolectados en la zona sur tropical de 
México, en dos etapas fenológicas diferentes: etapa de crecimiento 
(rebrote, 2 meses) y etapa de ejote tierno (etapa en la cual aparece su fruto 
no maduro). 
✓ Analizar la digestibilidad in vitro de la materia seca por la técnica de Tilley y 
Terry en esos 9 ecotipos de Leucaena leucocephala recolectados en la 
zona sur tropical de México. 
✓ Analizar la correlación entre la concentración tanto de taninos totales como 
de taninos condensados con la digestibilidad in vitro de la materia seca. 
 
2.3 Hipótesis 
2.3.1 Hipótesis nula 
No existe efecto de los taninos presentes en los ecotipos de Leucaena 
leucocephala sobre la digestibilidad in vitro de la materia seca. 
 
2.3.2 Hipótesis alterna 
Existe efecto de los taninos presentes en los ecotipos de Leucaena leucocephala 
sobre la digestibilidad in vitro de la materia seca. 
 
 
 
4 
 
3. ANTECEDENTES 
3.1 Leguminosas 
Las leguminosas pertenecen a la familia de plantas angiospermas con una 
distribución cosmopolita y con una amplia diversidad de ecosistemas. Poseen 
flores que producen semillas encerradas y protegidas por carpelos que 
posteriormente se convierte en fruto alargado, comprimido y seco comúnmente 
conocido como vaina o legumbre (Fraile et al., 2007). 
 
Principalmente son plantas tropicales que se desenvuelven en regiones de 
condiciones adversas con altas temperaturas, precipitación extrema y suelos de 
baja fertilidad. Estas características las hacen de un alto potencial forrajero en la 
ganadería ya que son una fuente de proteína de bajo costo (Sánchez, 2001). 
 
Se les agrupa como miembros de la familia Leguminosae, que a su vez se divide 
en tres grupos o subfamilias: Caessalpiniodeae, Mimosoideae y Papilionoideae. 
Se han identificado alrededor de 727 géneros y más de 19 mil especies entre 
árboles, arbustos y hierbas. El uso de leguminosas arbustivas en los sistemas 
agrícolas tropicales se remonta a los comienzos de la agricultura doméstica donde 
se utilizaban para diversos fines como la alimentación, la obtención de leña, como 
material de construcción, para dar sombra y sobre todo como forraje para 
alimentar al ganado. Cuando son destinadas a forraje deben tener una calidad 
nutrimental alta para lograr en el animal los efectos económicos requeridos para 
justificar la inversión de los ganaderos (Shelton, 2000). 
 
La importancia de las leguminosas en la agricultura como plantas de cultivo para 
forraje o pastura radica en su capacidad para fijar el nitrógeno atmosférico en la 
simbiosis con la bacteria Rhizobium, que se encuentra en los nódulos de las 
raíces. La cantidad de nitrógeno atmosférico fijado por las leguminosas varía 
según el tipo de leguminosa hospedante y de la estirpe de Rhizobium (Meena et 
al., 2013). 
 
5 
 
3.1.1 Composición nutrimental de las leguminosas 
Desde el punto de vista de forraje para alimentación del ganado las leguminosas 
tropicales tienen como atributo principal su contenido de proteína cruda (PC) que 
es elevado en comparación con las gramíneas tropicales; su contenido en base 
seca por lo regular varía del 14 al 28% de PC. En cuanto a elementos libres de 
nitrógeno (ELN) su contenido es comúnmente más bajo que en gramíneas 
tropicales, siendo entre 20 y 40%. El contenido de fibra cruda (FC) varía 
ampliamente: algunas especies más fibrosas y con mayor número de tallos 
pueden contener más del 35%, aunque las leguminosas cultivadas casi siempre 
contienen de 20 a 25%, lo que permite un mayor consumo voluntario y una mayor 
digestibilidad lo que genera incrementos en los rendimientos productivos de carne 
y leche hasta de 50% o más. La cantidad de extracto etéreo (EE) es similar al de 
las gramíneas se encuentra entre 1 y 5%. El contenido de calcio es relativamente 
alto, por lo general va del 0.5 al 2% y el contenido de fósforo fluctúa entre 0.2 y 
0.3%. La digestibilidad de algunos compuestos como la PC es considerablemente 
alta. No obstante, conforme la edad de la planta aumenta, los tallos de las 
leguminosas se vuelven más fibrosos debido a que contienen más FC pero menos 
PC debido a que el valor de esta va disminuyendo y ese comportamiento afecta la 
digestibilidad (Bogdan, 1997). 
 
Cabe señalar que el valor nutritivo de las leguminosas forrajeras varía de acuerdo 
al componente de la biomasa, la edad, el tamaño, y el ecotipo de la leguminosa 
por lo que es necesaria una caracterización por zona geográfica donde ésta será 
usada. Además, en todas las especies de leguminosas existe una enorme 
diversidad bioquímica de compuestos secundarios, una parte de los cuales ha sido 
denominada como factores antinutricionales, los que pueden causar un efecto 
negativo en el valor nutricional de la leguminosa, así como en la salud del animal 
que la consume por lo que es necesario conocer el contenido de algunos de estos 
compuestos secundarios (Ramos et al.,1998). 
 
 
6 
 
3.2 Ecotipo 
Es la población local de una misma especie que presenta características botánicas 
peculiares, las cuales surgen como respuesta del genotipo a las características 
ecológicas de un hábitat, ambiente o ecosistema en el que se desarrolla. Resultan 
de una adaptación muy estrecha de la planta al ambiente local, donde la deriva 
genética puede verse como un agente selectivo de mayor importancia que los 
demás agentes de selección natural. Por lo que tiene una expresión 
fenotípicamente distinta en su interacción con el medio ambiente (González y 
Rojas, 2014). 
 
3.3 Etapa Fenológica 
Se les llama etapas o fases fenológicas a las actividades o fases periódicas y 
repetitivas del ciclo de vida de las plantasy su variación temporal a lo largo del 
año como la brotación o rebrote, la floración, la fructificación que corresponde a 
desarrollo de distintas estructuras de la vaina, e incluso la senescencia. Cada una 
de las etapas está influenciada por factores bióticos y abióticos respondiendo 
directamente a cambios macro y micro climáticos, siendo las variables de 
temperatura, fotoperiodo, radiación solar, humedad relativa y precipitación las 
responsables de los cambios en las etapas fenológicas en las plantas (Melgarejo, 
2012). 
 
Una etapa fenológica está delimitada por dos fases fenológicas sucesivas. Dentro 
de ciertas etapas se presentan períodos críticos, que son el intervalo breve 
durante el cual la planta presenta la máxima sensibilidad a determinado evento 
meteorológico, de manera que las oscilaciones en los valores de este evento se 
reflejan en los cambios morfológicos y en el rendimiento del cultivo; estos periodos 
críticos se presentan generalmente poco antes o después de las fases, durante 
dos o tres semanas (Yzarra y López, 2011). 
El estudio de las etapas fenológicas ha sido considerado un factor clave para 
monitorear la relación existente entre el clima, el ambiente y el desarrollo de la 
planta (Melgarejo, 2012). 
7 
 
3.4 Leucaena leucocephala 
Leucaena leucocephala es una especie de leguminosa perteneciente a la 
subfamilia Mimosoideae. Debido a su alta calidad nutrimental, alta palatabilidad y 
por ser una excelente fuente de proteína para el ganado es una de las 
leguminosas más promisoras del trópico (Meena et al., 2013). 
 
Proporciona una tasa elevada de forraje por su buena producción de hojas con 
ramificación decumbente, lo que hace al forraje susceptible al ramoneo animal. 
Además, este forraje es considerado de excelencia debido a su alto contenido de 
proteína y a su alto porcentaje de digestibilidad (Lobo Di Palma, 2006). 
 
Esta leguminosa es nativa de la zona tropical y subtropical de México, pero se ha 
diseminado accidental o intencionalmente por introducciones primero en las islas 
caribeñas y después a otras áreas y en la actualidad está distribuida en todo el 
trópico del mundo. Las primeras introducciones fueron utilizadas principalmente 
como árboles para dar sombra en plantación de cultivos, pero más tarde L. 
leucocephala se convirtió en un cultivo forrajero muy importante en varios países 
(Bogdan, 1997). 
 
La planta prospera en diferentes condiciones ambientales, desde el nivel del mar 
hasta los 2 500 msnm, se adapta a suelos pobres, ácidos y pesados, crece en 
sitios secos con 600 mm/año pero también lo hace en sitios húmedos con 3 900 
mm/año y con temperatura media anual de 22 a 30 ºC (Lobo Di Palma, 2006). 
 
L. leucocephala puede llegar a fijar alrededor de 500 kg de nitrógeno por hectárea 
anualmente en simbiosis con la bacteria Rhizobium. Los nódulos de fijación de 
nitrógeno se encuentran en las pequeñas raíces laterales cerca de la superficie del 
suelo (Meena et al., 2013). 
 
Los nombres con los que se le conoce comúnmente varían según la región de 
México donde se encuentre: Guaje blanco, Huaje, Vaxi, y Yage en toda la 
8 
 
República Mexicana; Yailba' ade y guaje verde (dialecto mixe) en Oaxaca; 
Calloaxin y guaje de casa o casero en Guerrero y Puebla; Guaje verde en Morelos 
(Zárate,1987). 
 
El efecto benéfico de L. leucocephala para la nutrición del ganado es más 
pronunciado cuando se asocia con una gramínea incrementando el valor nutritivo 
de la gramínea asociada, particularmente en lo que se refiere a los contenidos de 
proteína total y de minerales. Las gramíneas tropicales presentan contenidos de 
proteína total, inferiores al 7%, cuando el aporte de nitrógeno es deficiente, afecta 
el consumo voluntario por parte del ganado y consecuentemente, la producción 
animal (Bogdan, 1997). 
 
 
3.4.1 Características morfológicas 
Es un árbol perennifolio de rápido crecimiento que alcanza de 3 a 6 m de altura 
con raíces pivotantes. Posee copa redondeada, ligeramente abierta y rala. Sus 
hojas son alternas, bipinnadas, de 9 a 25 cm de largo, de color verde grisáceo, 
con 11 a 24 pares de folíolos que miden de 8 a 15 mm de largo, elípticos y algo 
oblicuos (Figura 1a) se unen a las ramas por peciolos y un pedicelo de 3 a 5 cm 
de grosor. Su tronco usualmente es torcido y se bifurca a diferentes alturas. 
Sus flores son tipo cabezuelas de color blanco amarillento (Figura 1b) de las 
cuales, sólo de un cuarto a un tercio desarrollan fruto (Bogdan, 1997). 
 
Sus frutos son vainas oblongas, estipitadas y planas, en capítulos florales de 30 o 
más vainas, verdes cuando se encuentran tiernas (Figura 1d) y cafés cuando se 
encuentran en etapa madura (Figura 1e), miden de 12 a 18 cm de largo y de 1.5 a 
2 cm de ancho, conteniendo de 15 a 30 semillas cada vaina. 
Las semillas son ligeramente elípticas, aplanadas, de color café brillante, (Figura 
1c) miden de 6 a 8 mm de largo y de 3 a 4 mm de ancho, dispuestas 
transversalmente en la vaina (Bogdan, 1997). 
9 
 
 
Figura 1. Características morfológicas de Leucaena leucocephala. 
a. Hojas bipinnadas; b. Flores tipo cabezuelas blancas; c. Semillas; d. Fruto en forma de 
vaina en etapa tierna; e. Fruto en forma de vaina en etapa madura. 
 
 
3.4.2 Composición nutrimental 
Las hojas del género Leucaena leucocephala constituyen un excelente forraje 
como ingrediente para ganado, ya que posee alta concentración de proteína 
cruda, con alta digestibilidad, alto contenido de energía y buena palatabilidad 
cuando se compara con las gramíneas tropicales (Pinto et al., 2000). 
 
La composición nutrimental de Leucaena se presenta en el Cuadro 1 comparada 
con la de hojas de alfalfa, la cual es considerada como una especie forrajera con 
alto potencial productivo ocupando un espacio preponderante en la alimentación 
animal en México, debido a que tiene el valor nutrimental más alto de los cultivos 
forrajeros (Vivas Arturo et al., 2017). El perfil de aminoácidos se muestran en el 
Cuadro 2, siendo ácido aspártico y alanina los aminoácidos que se encuentran en 
mayor proporción en Leucaena (Bogdan, 1997). 
 
 
a. b. c. 
d. e. 
10 
 
Cuadro 1. Composición nutrimental de las hojas de Leucaena leucocephala (g/100 g MS). 
 
Componente 
 
Hojas de 
Leucaena leucocephala Alfalfa 
Proteína cruda 25.90 26.90 
N total 4.20 4.30 
Mimosina 7.16 0.00 
Cenizas totales 11.00 16.60 
Calcio 2.36 3.15 
Fósforo 0.23 0.36 
Beta-caroteno (mg/kg) 536.0 253.0 
Taninos totales(mg/kg) 10.15 0.10 
Energía bruta (Kcal/kg) 4.8 4.4 
(modificado de N.A.S., 1977) 
 
El contenido de PC en L. leucocephala varía con la edad de la planta, la cual 
depende de la frecuencia de los cortes. Se han detectado deficiencias en los 
contenidos de triptófano y aminoácidos azufrados. Los contenidos de vitamina A y 
C, normalmente son altos (Bogdan, 1997). 
 
El mayor inconveniente de Leucaena es el efecto tóxico de la mimosina, un 
aminoácido que se encuentra en pequeñas cantidades en los tejidos de las hojas. 
Un consumo excesivo de este aminoácido por parte de los rumiantes puede 
conducir a la pérdida de pelo, ocasionar problemas tiroideos induciendo el 
desarrollo de bocio (Barnes, 2007). 
 
 
 
 
 
11 
 
Cuadro 2. Perfil de aminoácidos de la alfalfa y de la Leucaena (g/100 g MS). 
Aminoácido Hojas de Leucaena Alfalfa 
Ácido aspártico 1.95 2.46 
Alanina 1.42 1.25 
Arginina 0.81 1.15 
Glicina 1.10 1.03 
Histidina 0.74 0.52 
Isoleucina 1.15 1.00 
Leucina 0.98 0.83 
Lisina 1.19 1.00 
Metionina 0.31 0.31 
Prolina 1.12 1.01 
Serina 0.67 0.68 
Tirosina 0.82 0.75 
Treonina 1.02 0.88 
Valina 1.84 1.50 
(Akbar y Gupta, 1984). 
 
Sin embargo, la mimosina no es el único compuesto adverso existente en 
Leucaena leucocephala, se ha detectado la presencia de otros compuestos 
secundarios entre los que figuran: taninos, alcaloides, saponinas, terpenos 
esteroides y flavonoides de los cuales la concentraciónde taninos es la más 
elevada (Herrera et al., 2017). 
 
3.5 Metabolitos secundarios en las plantas 
Las plantas, al igual que los animales, hongos y bacterias, realizan funciones 
fisiológicas en las que están implicadas rutas metabólicas tales como respiración, 
síntesis de proteínas y fotosíntesis. Al conjunto de dichas rutas metabólicas se le 
llama metabolismo primario, a partir del cual se sintetiza una serie de compuestos 
químicos que están involucrados en cada una de las rutas metabólicas tales como: 
12 
 
la clorofila, los aminoácidos proteicos, los ácidos nucleicos y los carbohidratos, 
todos ellos denominados metabolitos primarios (Vilela et al., 2011). 
 
Sin embargo, las plantas son poseedoras de un metabolismo secundario, el cual 
comprende un conjunto de reacciones bioquímicas que se producen de manera 
paralela al metabolismo primario. En estas rutas se sintetiza una amplia gama de 
sustancias llamadas metabolitos secundarios los cuales son un grupo diverso de 
moléculas que no están involucrados en las rutas metabólicas primarias de 
crecimiento y reproducción celular. Hasta el momento se tienen reportados más de 
24 000 estructuras de metabolitos secundarios (Makkar, 2007). 
 
3.5.1 Funciones de los metabolitos secundarios 
Estos metabolitos son considerados como sustancias ecológicamente eficaces ya 
que desempeñan un rol fundamental en la adaptación de las plantas al medio 
ambiente y están relacionados directamente con una o varias funciones 
específicas de la planta que los contiene. Se ha reportado que actúan como: 
✓ Protectores contra radiación ultravioleta, disminuyendo el efecto nocivo de 
la radiación UV-B sobre el crecimiento y la fotosíntesis. 
✓ Protectores contra posibles daños causados por cambios bruscos de 
temperatura y daño oxidativo, así mismo en contra de invasiones de 
hongos, bacterias y virus. 
✓ Inhibidores de crecimiento de otras especies de plantas a través de la 
supresión de actividad hormonal, inhibición de respiración, fotosíntesis, 
entre otros mecanismos considerados alelopáticos. 
✓ Atrayentes de polinizadores y dispersores de semillas a través de 
metabolitos que producen aroma y color como flavonoides y carotenoides. 
✓ Protectores ante un ataque por herbívoros (insectos, aves, reptiles o 
mamíferos) causando toxicidad. 
 
 
 
13 
 
3.5.2 Clasificación de los compuestos secundarios 
Es difícil elegir un parámetro de clasificación para estas sustancias por lo que se 
han agrupado de acuerdo con similitudes en sus estructuras químicas (Cuadro 3) 
y de acuerdo al tipo de metabolito con el que interactúan (Cuadro 4). 
 
Cuadro 3. Clasificación de metabolitos secundarios según su estructura química. 
Compuesto Ejemplos 
Terpenos Hormonas, pigmentos y aceites esenciales. 
Compuestos polifenólicos Cumarinas, flavonoides, ligninas y taninos. 
Alcaloides Cafeína, quinina y nicotina. 
Glicósidos Saponinas, tioglucósidos y glicósidos cianogénicos. 
Aminoácidos tóxicos Latirógenos, mimosina y ácido djenkólico. 
(Ávalos y Pérez-Urria, 2011). 
 
Cuadro 4. Clasificación de metabolitos secundarios de acuerdo al tipo de 
metabolito con el que interactúan. 
Compuesto Ejemplos 
Proteínas 
Inhibidores de proteasas, lectinas, saponinas y 
taninos. 
Carbohidratos 
Inhibidores de amilasa, taninos y factores de 
flatulencia. 
Nutrimentos inorgánicos 
Ácido fítico, fitatos, ácido oxálico, oxalatos, 
glucosinolatos y gosipol. 
Vitaminas Antivitaminas. 
Enzimas 
Inhibidores de proteasa, inhibidores de amilasas, 
alcaloides, glucoalcaloides (solaninas), pirrolizidinas, 
metilxantinas (cafeína y teobromina). 
(Calvo y Mendoza, 2012). 
El interés sobre los metabolitos secundarios de plantas ha aumentado 
considerablemente debido a la diversidad de efectos que éstos tienen al ser 
ingeridos por los animales. 
14 
 
3.5.3 Compuestos polifenólicos. 
El grupo de metabolitos secundarios llamados compuestos polifenólicos, 
polifenoles o fenilpropanoides, comprenden una amplia variedad de compuestos 
que se caracterizan por la presencia de al menos un grupo hidroxilo ligado a un 
anillo aromático (Quiñones et al., 2012). 
 
En las plantas estos compuestos actúan como fitoalexinas, es decir, protección 
ante el ataque de agentes patógenos y herbívoros, también son pigmentos y 
actúan también como agentes polinizadores, protectores de radiación ultravioleta y 
antioxidantes (Watson, 2014). 
 
Hasta el día de hoy, se tienen identificados más de 4,000 compuestos 
polifenólicos, los cuales se dividen en dos grandes grupos: flavonoides y no 
flavonoides, en función del número de anillos fenólicos que poseen y de los 
elementos estructurales que presentan estos anillos (Vázquez et al., 2012). 
 
3.5.4 Biosíntesis de los compuestos polifenólicos. 
La biosíntesis de estos compuestos tiene lugar a través de dos principales rutas 
metabólicas primarias: la ruta del ácido shikímico, la cual origina directamente 
polifenoles como los ácidos cinámicos y sus derivados y la ruta del acetato, la cual 
produce polifenoles simples y algunas quinonas (Decker, 1997). 
 
La ruta del ácido shikímico tiene como precursor al fosfoenolpiruvato (PEP), esta 
ruta proporciona los aminoácidos aromáticos como fenilalanina y tirosina, y es 
responsable de la biosíntesis de la mayoría de los compuestos fenólicos. Se inicia 
por la condensación de la eritrosa-4-fostafo procedente de la vía de las pentosas 
fosfato con el fosfoenolpiruvato originario de la glucólisis. Tras una serie de 
reacciones, se obtiene el ácido shikímico, al cual se le adhiere una segunda 
molécula de PEP dando lugar a fenilalanina. 
A partir de la fenilalanina, por eliminación de una molécula de amonio se forma el 
ácido cinámico. Esta reacción es catalizada por la enzima fenilalanina amonio 
15 
 
liasa (PAL), la cual se encuentra en un punto de ramificación entre el metabolismo 
primario y el secundario, desarrollando el papel de punto de regulación en la 
formación de diversos compuestos polifenólicos. 
Posteriormente, al ácido cinámico se le adicionan grupos hidroxilo y otros 
sustituyentes que permitirán la obtención de ácido trans-cinámico y p-cumárico. 
Estos ácidos se metabolizan para formar los precursores de cumarinas, ligninas, 
taninos, flavonoides e isoflavonoides (Petersen et al., 2010). 
Por otro lado, la ruta de los poliacetatos comienza a partir de una molécula inicial 
de acetilCoA que a través de una serie de condensaciones da origen a diferentes 
compuestos aromáticos, los que se agrupan como poliacetatos. Por reducción de 
los poliacetatos se forman los ácidos grasos, y por ciclación posterior se forma una 
gran variedad de compuestos aromáticos; un grupo de estos compuestos 
corresponde a las quinonas y otros metabolitos que se generan a través de rutas 
mixtas. Las rutas mixtas combinan precursores tanto de la vía del ácido shikímico 
como de la ruta de los poliacetatos. Este es el caso de un importante grupo de 
moléculas biológicamente activas denominadas genéricamente flavonoides 
(Petersen et al., 2010). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Glucólisis Fosfoenolpiruvato Eritrosa-4-
fosfato 
(vía de las 
pentosas) 
Acetil CoA 
MalonilCoA 
Ruta de los 
poliacetatos 
Ruta del ácido 
shikímico 
Fenilalanina 
Ácido trans-
cinámico 
P-
cumaronilCoA 
Ácido gálico 
Taninos 
hidrolizables 
FENOLES 
SIMPLES 
Polifenoles 
Flavonoides 
Figura 2. Esquema de 
la ruta biosintética 
de los compuestos 
polifenólicos en las 
plantas (Quiñones et 
al., 2012). 
16 
 
3.5.5 Flavonoides 
Los flavonoides son un grupo de compuestos polifenólicos que se encuentran 
ampliamente distribuidos en muchos tejidos vegetales, se encuentran presentes 
dentro de las células o bien, en las superficies de los diferentes órganos de las 
plantas. Poseen bajo peso molecular y su formación tiene lugar a partir de 
fenilalanina y en menor frecuencia de tirosina por medio de la ruta biosintéticade 
los poliacetatos (Marais et al., 2006). 
 
Este grupo de compuestos comparte un esqueleto estructural común de quince 
carbonos que consiste en tres porciones: dos anillos de benceno (anillo A y B) 
enlazados mediante un anillo heterocíclico pirano (anillo C) que juntos conforman 
la estructura básica de los flavonoides (Figura 3). 
 
Figura 3. Estructura base de los flavonoides. 
 
De acuerdo al estado de oxidación y patrón de sustitución del anillo C, los 
flavonoides se dividen en distintas subclases (Cuadro 5). 
 
Dentro de cada subclase, las estructuras difieren por el patrón de hidroxilación de 
los dos anillos A y B, y por la naturaleza y posición de los sustituyentes. Los 
flavonoides pueden ser modificados por hidroxilación, metoxilación, glucosilación y 
acilación (Marais et al., 2006). 
 
Estos se encuentran en la naturaleza principalmente como flavanoles (catequina), 
de forma monomérica o formando polímeros de unidades de flavanoles, a los que 
se les llama proantocianidinas o taninos condensados (Vázquez et al., 2012). 
 
17 
 
Cuadro 5. Diferentes clases de compuestos secundarios flavonoides. 
Clase de flavonoide Estructura básica Características 
Flavonas 
 
Poseen un grupo carbonilo 
en la posición 4 del anillo C y 
carece de grupo hidroxilo en 
la posición 3 del anillo C. 
Isoflavonas 
 
Tiene estructura similar a las 
flavonas, la diferencia radica 
en el sitio de unión del anillo 
B con el anillo C. 
Flavanonas 
 
Presenta un grupo carbonilo 
en la posición 4 del anillo C, 
carece de grupo hidroxilo en 
la posición 3 del anillo C. 
Flavonoles 
 
Posee un grupo carbonilo en 
la posición 4 y un grupo 
hidroxilo en la posición 3 del 
anillo C, además tiene un 
enlace doble entre el C2 y 3 
del anillo C. 
Flavanoles 
 
Presenta un grupo hidroxilo 
en la posición 3 y un grupo 
carbonilo en la posición 4 del 
anillo C. 
Antocianidinas 
 
Tiene un grupo hidroxilo en la 
posición 3, pero además 
posee un enlace doble entre 
la posición 3 y 4 del anillo C. 
(Buckingham y Munasinghe, 2015) 
 
3.5.6 No flavonoides 
Los compuestos polifenólicos no flavonoides son un grupo de metabolitos 
secundarios, los cuales tienen en común la presencia de al menos un grupo fenol 
en su estructura, comprenden una amplia gama de moléculas desde las más 
18 
 
sencillas, como los ácidos fenólicos con esqueletos de seis carbonos, ligados o no 
a esqueletos de dos hasta cuatro carbonos, hasta moléculas más complejas como 
los taninos hidrolizables (galotaninos o elagitaninos) (Peñarrieta et al., 2014). 
 
En el Cuadro 6 se muestran los diversos grupos de moléculas que integran este 
grupo de compuestos polifenólicos no flavonoides. 
 
Cuadro 6. Diferentes clases de compuestos secundarios no flavonoides. 
No flavonoides Estructura Características. 
Fenoles simples 
 Poseen dos o tres grupos 
hidroxilo en su anillo 
aromático. 
Ácido hidroxibenzóico 
 Presentan un grupo 
carboxílico y uno o más 
grupos hidroxilo en un anillo 
aromático. 
Ácido hidroxicinámico 
 Se caracteriza por la 
presencia de un grupo 
carboxilo unido al anillo 
aromático por medio de un 
etileno. 
Cumarinas 
 
Presentan un anillo 
aromático unido a un 
heterociclo oxigenado el 
cual posee un grupo 
carbonilo en la posición C1. 
Xantonas 
 
Consiste en dos anillos 
benceno conectados 
mediante un grupo 
carbonilo y un oxígeno. 
Estilbenos 
 
Posee dos anillos 
bencénicos los cuales 
poseen grupos hidroxilo 
19 
 
como sustituyentes y que 
están unidos por medio de 
un etileno. 
Benzofenonas 
 
Su estructura está dada por 
dos anillos benceno unidos 
por medio de un grupo 
carbonilo. 
Quinonas 
 
Se caracterizan por un 
anillo diona 
completamente 
conjugado. 
Lignanos 
 
Se basa en un esqueleto 
de carbono que posee 
dos unidades de n-
propilbenceno (fenil-
propano) unidos en la 
posición beta-beta o 8-8'. 
Ligninas 
 
Polímero altamente 
ramificado de 
fenilpropanoides, unida 
covalentemente a la 
celulosa y otros 
polisacáridos de la pared 
celular. 
(Peñarrieta et al., 2014) 
 
Ambos grupos de compuestos polifenólicos (flavonoides y no flavonoides), pueden 
formar compuestos de alto peso molecular con características particulares 
llamados, en ambos casos, taninos. 
Sin embargo, cada grupo origina un tipo específico de tanino: los no flavonoides 
polimerizan para formar taninos hidrolizables, mientras que ciertos flavonoides, al 
polimerizar, dan lugar a taninos condensados (Flores et al., 2012). 
20 
 
3.5.7 Taninos 
Es un grupo heterogéneo de compuestos polifenólicos de alto peso molecular (500 
a 3000 Dalton), solubles en agua, que presentan un gran número de grupos 
hidroxilo los cuales les confieren su capacidad para formar complejos reversibles e 
irreversibles principalmente con proteínas incluyendo enzimas, con polisacáridos 
como celulosa, hemicelulosa y pectina, alcaloides, ácidos nucleicos y minerales 
(McLeod, 1974). 
 
Se encuentran distribuidos ampliamente en el reino vegetal, especialmente en las 
familias Leguminosae, Rosaceae, Polygonaceae, Fabaceae, Rhyzophoraceae, 
Myrtaceae y Melastomataceae. Están presentes en todas las partes de las plantas 
ya sea corteza, hojas, frutos, raíces o semillas cumpliendo la función de defensa 
contra los microorganismos, ayudando a prevenir los ataques de hongos y 
bacterias patógenas. 
Son específicos para cada planta, variando en la estructura estereoquímica, 
tamaño molecular y forma polimérica y su concentración varía de acuerdo a cada 
tejido y a lo largo del ciclo vegetativo de la planta (Isaza, 2007). 
 
Según sus características estructurales, propiedades químicas y monómero base 
se dividen en: a) taninos hidrolizables (TH); b) taninos condensados (TC) o 
proantocianidinas y c) florotaninos, los cuales se encuentran especialmente en 
algas pardas (Khanbabaee y Ree, 2001). 
 
Los taninos al igual que todos los metabolitos secundarios tienen efectos 
característicos al ser ingeridos por los animales, que dependen de la 
concentración que se ingiera. Una concentración baja entre 2 a 4% de la materia 
seca no afecta el desempeño animal. Al formar complejo con la proteína, la 
protege durante su paso por el rumen creando un efecto de proteína de sobrepaso 
que al llegar al intestino delgado logra ser absorbida, aumentando el 
aprovechamiento de los aminoácidos esenciales (Makkar, 2003). 
 
21 
 
Sin embargo, una alta concentración en la ración (mayor a 4%) produce efectos 
adversos sobre la población microbiana del rumen; además afecta la palatabilidad 
debido a su efecto astringente disminuyendo el consumo voluntario y como 
consecuencia disminuyendo la producción animal. La digestibilidad también se ve 
afectada ya que los taninos no son normalmente absorbidos en el tracto 
gastrointestinal, permaneciendo en estado libre, formando complejos en el rumen, 
interfiriendo en la digestibilidad de las proteínas y las paredes celulares de las 
plantas y con grupos inhibidores de celulasas (Makkar, 2003). 
 
La concentración de los taninos no se mantiene constante ya que puede variar 
notablemente a lo largo de las diferentes etapas del desarrollo fenológico de la 
especie vegetal. Entre los factores que pueden influir en el contenido de taninos se 
encuentran los climáticos y geofísicos (viento, luz, temperatura, etc.) así como los 
factores bióticos (infecciones por virus y bacterias, pastoreo de animales, etc.) 
(Vanhaelen et al., 1991). 
 
3.5.7.1 Taninos hidrolizables (TH) 
Son metabolitos secundarios de origen no flavonoide constituidos por ésteres de 
ácido gálico o ácido elágico unidos a una unidad central de carbohidrato, 
generalmente D-glucosa. Presentan bajo peso molecular y son más solubles en 
agua en comparación con los taninos condensados. 
Poseen la capacidad de hidrolizarse fácilmente en presencia de ácidos, bases o 
enzimas (Olivas, 2015). 
Se clasificande acuerdo a su monómero base como galotaninos y elagitaninos, 
ambos provenientes de la esterificación de compuestos polifenólicos no 
flavonoides. 
 
a. Galotaninos. Son las estructuras más simples de taninos hidrolizables. Se 
encuentran constituidos por ésteres de ácido gálico y di gálico unidos entre 
sí por enlaces ésteres que a su vez están unidos a un núcleo de glucosa 
mediante un enlace anomérico beta (Figura 4a). La diversidad estructural 
22 
 
de los galotaninos está dada por los enlaces éster que se encuentran en la 
molécula glucídica y por los enlaces entre las unidades de ácido gálico al 
unirse con otra molécula de ácido gálico para formar un éster de mayor 
tamaño cada vez (Hagerman, 2002). 
 
b. Elagitaninos. Se forman a partir del ácido hexahidroxidifénico el cual en 
presencia de ácidos o bases se deshidrata formando ácido elágico. Se 
componen de ésteres del ácido hexahidroxidifénico con un núcleo de 
hexosa (Figura 4b). Su estructura puede presentar puntos de 
polimerización por esterificación, tanto en la molécula glucídica como en 
los grupos hidroxilo del ácido hexahidrodifénico, lo que le da la posibilidad 
de formar estructuras de mayor peso molecular (Mueller-Harvey, 2001). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4. Estructura de taninos hidrolizables. a. Galotaninos; b. Elagitaninos. 
 
En rumiantes, los productos de degradación de los taninos hidrolizables son los 
responsables de diversos efectos nocivos, ya que a diferencia de los taninos 
condensados, pueden ser absorbidos en el intestino delgado y circular por el flujo 
sanguíneo, siendo potencialmente tóxicos debido a que afectan hígado y riñones 
pudiendo ocasionar la muerte, especialmente cuando se suministran en grandes 
concentraciones sin el suficiente tiempo de adaptación de la microbiota ruminal 
(Jean-Blain, 1988; Reed, 1995). 
 
 
a. b. 
23 
 
3.5.7.2 Taninos condensados (TC) 
Son metabolitos secundarios pertenecientes al grupo de los flavonoides. También 
son llamados proantocianidinas. Estructuralmente son complejos de oligómeros y 
polímeros formados por unidades de flavan-3-ol (catequina,epicatequina) o flavan-
3,4-diol (leucocianidina) unidas mediante enlaces carbono-carbono (Figura 5), su 
peso molecular a menudo supera los 1000 Dalton. Estos compuestos no son 
susceptibles a hidrólisis y a degradación enzimática anaerobia (Isaza, 2007). 
 
Figura 5. Estructura general de taninos condensados. 
 
Según el tipo de unión entre las unidades flavonoides, las proantocianidinas 
pueden ser de tipo A y de tipo B. 
Las proantocianidinas de tipo A, además de contener el enlace interflavánico (C-4 
→ C-8), presentan una unión adicional entre el C-2 y el hidroxilo del C-7 (Figura 
6a). En los enlaces de tipo B, las unidades flavonoides se encuentran unidas por 
el enlace carbono-carbono (C-4 → C-6 o C-4 → C-8) (Figura 6b). 
Las proantocianidinas de tipo B son las más abundantes en la naturaleza (Porter 
et al., 1991). 
 
 
 
 
 
24 
 
 a. b. 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Tipo de unión de las proantocianidinas. a. Tipo A; b. Tipo B. 
 
Los taninos condensados son considerados los más perjudiciales desde el punto 
de vista nutrimental debido a que tienen una alta capacidad para ligarse a las 
proteínas de los forrajes en el rumen luego de la masticación y de esta manera 
reducir la digestión de las proteínas y por ende su absorción y aprovechamiento 
(Lascano et al.,2001). 
 
3.5.7.3 Interacción de los taninos condensados y las proteínas 
En relación con las interacciones entre los TC y las proteínas, la alta afinidad de 
los TC hacia las proteínas radica en el gran número de grupos hidroxilo que 
proveen muchos puntos de unión con los grupos carbonilo de los péptidos (Frutos 
et al., 2004). 
 
Se sugieren cuatro tipos de enlaces por los cuales los complejos TC-proteína 
están formados: 
• Enlaces covalentes, formados por la oxidación de los polifenoles a quinonas 
y su posterior condensación con un grupo nucleofílico de la proteína (NH2, -
SH, -OH). 
• Enlaces iónicos, entre el grupo aniónico del tanino y el grupo catiónico de la 
molécula proteica. 
 
 
25 
 
• Puentes de hidrógeno, existen numerosos puntos de unión, debido a la gran 
cantidad de grupos hidroxilo que presentan los taninos, que otorgan 
oportunidades estéricas favorables para la unión con los grupos carbonilo 
de los péptidos de las cadenas proteicas. 
• Interacciones hidrófobas, estas uniones se dan entre el anillo aromático del 
compuesto fenólico y las regiones hidrófobas de la proteína. 
(Kumar y Singh,1984; Xu y Diosady, 2000). 
 
De estos cuatro tipos de enlace, los más frecuentes son los puentes de hidrógeno 
y las interacciones hidrófobas, informándose, además, que los enlaces son 
reversibles y dependientes del pH. La formación de tales complejos es específica, 
y depende de las características tanto del tanino como de las proteínas; las 
proteínas que muestran mayor afinidad por los taninos son relativamente grandes 
e hidrófobas, tienen una estructura abierta, flexible y son ricas en prolina. Cada 
proteína tiene un pH distintivo y óptimo para unirse a los TC (Kumar y Singh, 
1984). 
 
La formación de los complejos TC-proteína a través de estas interacciones se 
llevan a cabo en el rumen con pH entre 5.5 y 7.2. Esta situación los hace 
indigeribles por parte de la microbiota ruminal. Sin embargo, los complejos son 
solubles en el abomaso con un pH menor a 3 y en el intestino delgado con pH 
mayor a 8, respectivamente, por lo que en estos sitios se logra la liberación de las 
proteínas para que sean digeridas y absorbidas por parte del animal (Figura 7) 
(Hervás et al., 2003; Min et al., 2005). 
 
Cuando los TC se unen a enzimas producen efectos inhibidores sobre la actividad 
de éstas, en particular sobre las siguientes enzimas: celulasa, ureasa, alfa-
amilasa, proteasas y beta-glucosidasa. Se ha señalado que la reducción de la 
actividad celulolítica puede participar en la disminución de la digestibilidad en el 
rumen. 
 
26 
 
Otra característica de los TC es la capacidad para ligarse a membranas y a la 
pared celular de hongos y bacterias, inhibiendo el crecimiento de las bacterias y, 
por lo tanto, conduciendo a una reducción en la fermentación ruminal (Hervás et 
al., 2003; Min et al., 2005). 
27 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7. Formación del complejo TC-proteína y protección de la proteína por su 
paso a través del rumen (Mangan, 1988). 
BOCA TANINOS CONDENSADOS 
+ 
PROTEÍNAS PRESENTES EN EL FORRAJE 
 Masticación y 
 Formación de ruptura celular 
 
COMPLEJO TANINO-PROTEÍNA 
RUMEN 
pH 6.8 COMPLEJO PROTEGIDO 
 
 
 TANINOS CONDENSADOS 
 LIBRES 
 (Inhibición de la digestión
 de carbohidratos y proteínas) 
ABOMASO 
pH 2.5 a 3.5 
 
Disociación del complejo 
 
 PROTEÍNA 
DUODENO Disociación del 
pH 8 a 9 complejo 
 
 
 PROTEÍNA 
TANINOS CONDENSADOS 
LIBRES 
 Digestión y absorción. 
28 
 
3.5.7.4 Florotaninos 
Es un grupo recientemente descubierto de compuestos polifenólicos, aislados de 
varias especies de algas pardas, los cuales están constituidos por unidades de 
floroglucinol (Figura 8a) ligadas entre sí mediante enlaces carbono-carbono y 
carbono-oxígeno. 
Poseen un esqueleto base característico (Figura 8b) compuesto por dos anillos 
bencénicos enlazados a un anillo de dioxina (dibenzo-1,4-dioxina) que al 
polimerizarse o unirse al floroglucinol da origen a la estructura química de 
fucofureckol (Figura 8c) (Isaza, 2007). 
 
 
 
 
Figura 8. Estructuras principales en florotaninos. a. Floroglucinol; b. dibenzo-1,4-
dioxina; c. Fucofureckol. 
 
Como se mencionó anteriormente, los taninos, principalmente los TC en una 
concentración mayor a 5% de laración pueden disminuir la digestibilidad no 
solamente del vegetal que los contiene sino de la ración que ingiere el animal. De 
acuerdo con Hervás et al., (2003) y Min et al., (2005), la principal característica de 
los TC es la capacidad para ligarse a membranas y a la pared celular de hongos y 
bacterias, inhibiendo el crecimiento de las bacterias y, por lo tanto, conduciendo a 
una reducción en la fermentación ruminal. 
 
3.6 Digestibilidad de un alimento 
Se define como la cantidad de compuestos nutrimentales que después de pasar 
por el tracto digestivo no aparecen en las heces y, por lo tanto, han sido 
absorbidos después que fueron degradados primero por fermentación realizada 
por los microorganismos ruminales y posteriormente por las enzimas propias del 
aparato digestivo de los rumiantes (Givens et al., 2002; Church y Pond, 2004). 
a
. 
b
. 
c
. 
29 
 
Por tanto, la cantidad digerida se determina indirectamente a partir de la cantidad 
no digerida cuantificada directamente en las heces de los animales, o bien, a 
través del residuo no fermentado o digerido proveniente de los métodos indirectos 
de determinación de digestibilidad. De acuerdo con Ruelas (1990) existen dos 
formas de expresar la digestibilidad: 
1. Digestibilidad aparente: Es aquella fracción de la dieta o ingesta que no 
aparece en las heces y se llama “aparente” porque las heces contienen, 
además de alimento no digerido, algunos productos de desecho del propio 
organismo como son los residuos de los ácidos biliares y otros jugos 
digestivos, células muertas, moco de la membrana que recubre el tubo 
digestivo, así como bacterias y otros microorganismos que se desarrollan 
en el intestino grueso. Las digestibilidad aparente (DA) se calcula de la 
siguiente manera: 
𝐷𝐴(%) =
(𝐶𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑜 𝑑𝑒 𝑛𝑢𝑡𝑟𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 − 𝑛𝑢𝑡𝑟𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑒𝑛 ℎ𝑒𝑐𝑒𝑠)
(𝐶𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑛𝑢𝑡𝑟𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜)
× 100 
 
2. Digestibilidad real o verdadera: Es aquella porción del alimento ingerido que 
se absorbe en el tubo digestivo que no incluye ninguna contribución de 
otras fuentes del organismo. 
La digestibilidad de los alimentos generalmente se determina por métodos in situ 
o in vitro cuyos resultados se comparan con la digestibilidad in vivo. 
 
3.6.1 Digestibilidad in vivo 
Se determina mediante la recolección total de las heces y pesaje, inmediata 
congelación de las muestras para su posterior análisis respecto a su composición 
química nutrimental, se deben utilizar como mínimo 4 a 6 animales por tipo de 
forraje o alimento mezclado para detectar diferencia entre las dietas. Los 
animales, antes de iniciar la prueba deben pasar por un periodo de adaptación 
generalmente de 14 a 21 días, con la finalidad de remover del tracto 
gastrointestinal los residuos del alimento ingerido antes de la prueba. Además, en 
ese período deben adaptarse a una bolsa o arnés que permite recolectar las 
30 
 
heces y a las condiciones en las que se encuentran las corraletas o “jaulas 
metabólicas” individuales las cuales deben favorecer la medición rápida y 
completa del consumo de alimento. Esta prueba es comúnmente utilizada para 
rumiantes y no rumiantes (Kamande, 2006), sin embargo, en el caso de los 
rumiantes, en el periodo de adaptación se da oportunidad a la microbiota ruminal 
para que se desarrollen los microorganismos específicos de la fermentación del 
alimento que desea probarse, para que de esta manera los datos obtenidos estén 
directamente relacionados con la dieta o alimento a evaluar. Una vez transcurrido 
este periodo de adaptación, durante el cual los animales reciben una dieta cuya 
composición se conoce, comienza el periodo experimental, en el que las heces se 
recolectan totalmente por 5 a 7 días, para posteriormente analizarlas en cuanto al 
contenido de materia seca y el nutriente cuya digestibilidad quiere evaluarse. 
Finalmente se hace un cálculo aritmético, aplicando la fórmula de digestibilidad 
aparente. El éxito de esta prueba depende del control que se tenga sobre el 
consumo del alimento por parte de los animales y la precisión en la recolección de 
las heces. El método es tardado, caro y requiere mucha infraestructura comparado 
con los métodos indirectos (Givens et al., 2002; Church y Pond, 2004). 
 
3.6.2 Digestibilidad in situ 
También conocida como la técnica de la bolsa de nylon determina la digestibilidad 
en alguno de los órganos del aparato digestivo (principalmente el rumen en estos 
animales) y se basa principalmente en determinar la desaparición de materia seca 
y distintos nutrimentos componentes de la materia prima o la dieta. La técnica 
consiste en utilizar bolsas de nylon o de otro material indigestible, con tamaño de 
poro de 40-50 µm, en las cuales se introducen 3-5 g de los diferentes tipos de 
alimento, las bolsas se cierran herméticamente con hilo nylon y se introducen 
ligadas a un peso (comúnmente un barra de metal) dentro del rumen (también 
pueden introducirse en otros órganos) de rumiantes con una fistula y cánula que 
se prepara meses antes en el órgano que se quiere evaluar la desaparición de la 
materia seca o determinado nutriente, a distintos intervalos de tiempo; pasado ese 
tiempo las bolsas se retiran del órgano sacándolas a través de la cánula, se lavan 
31 
 
en agua corriente durante 20 minutos y posteriormente se desecan para 
determinar cuánta materia seca fue digerida. Este método ofrece la ventaja de que 
involucra los procesos fermentativos que ocurren en un animal vivo, comparado 
con métodos de laboratorio (Church, 1988; Schinder, 1995; Stern, 1997). Sin 
embargo, la cirugía y recuperación posoperatoria es costosa, además muchos 
factores afectan la estimación de la digestión de nutrientes y se necesitan 
estándares para esta técnica. Esos factores incluyen el tamaño de poro del 
material de la bolsa, la cantidad de muestra, el tamaño de la bolsa y de la partícula 
de la muestra y la acumulación de gases dentro de la bolsa; por lo cual en muchos 
estudios han recomendado la estandarización de los procedimientos in situ con la 
finalidad de disminuir la variación asociada a esos factores (Ortega, 1993; Stern, 
1997). 
 
3.6.3 Digestibilidad in vitro 
Incluye varias técnicas que simulan la fermentación ruminal bajo condiciones 
controladas en un laboratorio. El fundamento de la técnica de dos fases de Tilley y 
Terry (1967) es que en una primera fase de 48 horas en condiciones similares a 
las del rumen en cuanto a temperatura (39°C), anaerobiosis y movimientos 
ruminales, microorganismos ruminales presentes en el líquido ruminal de al menos 
tres animales donantes, que se han previamente adaptado al consumo del 
alimento en cuestión, los microorganismos degraden una porción de materia seca 
similar a la cantidad que ocurriría en el rumen. Posteriormente en una segunda 
fase simulando una digestión enzimática intestinal (con pepsina ácida 0.1 N) por 
otras 48 horas a 39°C, al final se obtenga un residuo indigestible, el cual se filtra 
en rodaja de celulosa de peso conocido y con la diferencia de peso se estima la 
digestibilidad in vitro de la materia seca (DIVMS), la cual de acuerdo con diversos 
investigadores en forrajes permite una estimación cercana a la digestibilidad in 
vivo obtenida con el mismo alimento en experimentación (Beever y Mould, 2000; 
Church y Pond, 2004; Van Soest, 2004). 
 
 
32 
 
3.6.4 Factores que afectan la digestibilidad 
Diversos factores pueden influir en la disminución de la digestibilidad, estos 
pueden ser intrínsecos o extrínsecos: 
 
INTRÍNSECOS: 
Composición del alimento o ración: es el factor más influyente en la digestibilidad; 
la composición química de los forrajes, ya sea frescos o secos es muy variable, 
por lo tanto su digestibilidad es poco constante. La fibra y la proteína son los 
principales compuestos que afectan la digestibilidad, siendo importante la cantidad 
(Church y Pond, 2004).Factores dependientes del animal: La digestibilidad guarda más relación con la 
composición química de los alimentos que con los animales; sin embargo, el 
mismo alimento proporcionado a distintos animales no se digiere con la misma 
intensidad. El factor más importante es la especie; por ejemplo, los alimentos con 
bajo contenido de fibra son bien digeridos por animales rumiantes y no rumiantes, 
pero los alimentos fibrosos sólo son mejor digeridos por los animales rumiantes. 
La salud de los animales es otro requisito indispensable para que los animales 
muestren un consumo y digestibilidad adecuados (Bondi, 1988). 
 
EXTRÍNSECOS: 
Tratamiento o preparación del alimento: La molienda aumenta entre un 5 y 10 % la 
digestibilidad cuando el tamaño de la partícula se reduce de 2 a 2.5 cm, pero 
cuando se reduce hasta obtener una partícula muy fina, la digestibilidad 
disminuye, pues estas partículas pasan rápidamente por el rumen y no son 
fermentadas (Bondi, 1988). 
 
Utilización de antibióticos: El uso de tetraciclinas reduce la digestibilidad de la 
materia seca como consecuencia de la eliminación de cierto grupo de bacterias 
ruminales gram negativas (Ruelas, 1990). 
 
33 
 
Nivel de alimentación: Se refiere a la cantidad comparativa de nutrientes que 
recibe un animal con referencia a los requerimientos establecidos para su 
mantenimiento. Cuando se cubren las necesidades de mantenimiento se obtienen 
valores de digestibilidad más elevados que cuando el nivel de alimentación es muy 
bajo o muy elevado (McDonald, Edwards y Greenhalgh, 1998). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
4. MATERIALES Y MÉTODOS. 
 
En la Figura 9 se muestra el diagrama general de la metodología utilizada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 9. Diagrama general de trabajo experimental. 
Despigmentación 
(Destilación soxhlet con éter 
de petróleo/ácido acético 1%) 
Extracción de Taninos 
(Acetona 70%, baño 
ultrasónico y centrifugación) 
Determinación Taninos 
totales 
(Método Folin - Ciocalteu) 
Makkar, H.P.S. 2003 
Determinación Taninos 
condensados 
(Método de Proantocinidinas) 
Técnica de Porter, 1986 
 
Digestibilidad in vitro de 
materia seca. 
(Técnica de Tilley y Terry, 
1967) 
Molienda en molino marca 
KRUPS 
Tamizado 
(Tamiz número 18 con abertura de 1 mm) 
Congelación de las muestras (-20 °C) 
Deshidratación por 
liofilización 
Recolección del material vegetal 
35 
 
4.1 Recolección del material vegetal. 
La recolección del material vegetal de los distintos ecotipos de Leucaena 
leucocephala se llevó a cabo en el Campo Experimental Tuxpan del INIFAP 
localizado en el Municipio Iguala de la Independencia del Estado de Guerrero que 
se ubica geográficamente al norte 18° 21' N, al oeste 99° 29' W, a una altura de 
760 msnm, el clima predominante de la región es cálido sub húmedo, con lluvias 
en verano sin estación invernal definida. La temperatura media anual es de 23 °C, 
la máxima de 40 °C y la mínima de 10 °C, con precipitación pluvial que varía de 
900 a 1 000 mm, distribuida principalmente de junio a septiembre (García, 1988). 
Primeramente las semillas de los diferentes ecotipos (Cuadro 7) se germinaron en 
charolas de unicel (cuadricula de 2 cm x 2 cm x 4 cm de alto); posteriormente las 
plántulas se sembraron en bolsas de plástico, al alcanzar las plantas 50 cm de 
altura se trasplantaron 12 plantas a parcelas de 4 m largo x 3 m ancho y 1 m de 
separación entre plantas (Figura 10). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10. Diseño de las parcelas experimentales. 
R1 R1 R1 
R2 R2 R2 
R3 R3 R3 
R1 
R2 
R3 
R1 R1 
R2 R2 
R3 R3 
R1 R1 R1 
R2 
R3 
R2 R2 
R3 R3 
EC
O
TI
P
O
 3
 
EC
O
TI
P
O
 1
 
EC
O
TI
P
O
 9
 
EC
O
TI
P
O
 7
 
EC
O
TI
P
O
 2
 
EC
O
TI
P
O
 4
 
EC
O
TI
P
O
 8
 
EC
O
TI
P
O
 6
 
EC
O
TI
P
O
 5
 
R1: Repetición 1 
R2: Repetición 2 
R3: Repetición 3 
4 m 
3 m 
36 
 
 
Cuadro 7. Ecotipos de Leucaena evaluados. 
Ecotipo Género Origen 
H-15, F-10 Huaje Blanco Guerrero 
2012-12-19, A-1 Leucaena leucocephala Tuxtla Gutiérrez, Chiapas. 
2012-11-29, H-1 Leucaena leucocephala Guerrero. 
2012-11-21, E-3 
Leucaena leucocephala; 
huaje 
Huajintlan, Morelos. 
2013-03-21, A-6 
Huaje blanco de vaina 
corta 
Chilapa, Guerrero 
2013-01-27, A-1 Leucaena leucocephala Guerrero. 
2012-11-29, A-1 Leucaena leucocephala Guerrero. 
2012-11-30, 5-1 Huaje Chiapas. 
2013-03-01, A-6 Leucaena, Huaje blanco San Marcos, Guerrero. 
 
Se utilizó un diseño experimental de parcelas divididas con tres repeticiones en el 
cual parcela grande se consideró al ecotipo y parcela chica la etapa fenológica 
(rebrote y ejote tierno) en la que se recolectaron las muestras (figura 11). Cada 
parcela se sembró con doce plantas alineadas en tres surcos separados 
aproximadamente por 1 metro entre cada surco. Para diferenciar las parcelas, 
éstas se separaron por surcos más amplios llamados calles (2 m separación entre 
parcelas y repeticiones). Las muestras correspondientes a la etapa de ejote tierno 
se recolectaron en febrero de 2016,en tanto que las muestras de la etapa de 
crecimiento se recolectaron en julio de 2016. 
 
Para realizar el muestreo correspondiente a cada una de las etapas fenológicas en 
una forma completamente al azar, se cortaron distintas ramas de las plantas 
presentes en el centro de cada parcela hasta obtener aproximadamente 400 g de 
hojas como forraje húmedo, y debido a que cada ecotipo se sembró en tres 
parcelas distintas, a la muestra de hojas (peciolo + foliolos) obtenida en el centro 
37 
 
de cada parcela se le consideró una repetición, de esa forma se integraron 18 
tratamientos: nueve ecotipos x dos etapas; y tres repeticiones en cada tratamiento. 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11. Leucaena leucocephala en las dos etapas fenológicas de recolección. 
a. Etapa de rebrote; b. Etapa de ejote tierno. 
 
4.2 Deshidratación, molienda y tamizado del material vegetal 
Después del corte se identificaron debidamente las hojas correspondientes a cada 
ecotipo, se refrigeraron en hieleras y se trasladaron de inmediato al laboratorio de 
Bromatología del Departamento de Nutrición Animal y Bioquímica, FMVZ-UNAM 
en donde se mantuvieron en congelación (-20 °C) hasta el momento de su 
deshidratación por liofilización. 
 
La liofilización es un proceso de secado que se basa en la sublimación el hielo de 
un material vegetal congelado, es decir, el agua presente en el material vegetal 
pasa, por tanto, directamente de estado sólido a estado gaseoso sin pasar por el 
estado líquido, para lo cual se debe trabajar por debajo del punto triple del agua, 
0.01°C y 4.5 mm Hg. Este método no altera la estructura físico-química del material 
vegetativo y se mantienen sus características nutricionales (Orrego, 2008). 
 
Una vez deshidratadas las hojas se realizó la molienda de cada muestra por 
separado, utilizando para ello un molino marca KRUPS modelo GX4100 hasta 
obtener un tamaño pequeño de partícula (≤ 1 mm). Posteriormente cada muestra 
se tamizó a través de un tamiz número 18 con abertura de 1 mm con la finalidad 
de obtener y analizar sólo las partículas finas con un tamaño no mayor a 1 mm. 
a. b. 
38 
 
4.3 Procesamiento previo de la muestra 
Antes de obtener el extracto para realizar la determinación del contenido de los 
taninos, la muestra de cada uno de los ecotipos se sometió a una 
despigmentación en la que se retiró toda la clorofila presente. Para ello se empleó 
250 mL de éter de petróleo acidificado con 1% de ácido acético, aproximadamente 
2 g de muestra se expusieron durante 6 a 10 horas (hasta la total transparencia de 
la solución) en un sistema de extracción Soxhlet. Para evitar interferencias ya que 
ambos métodos son colorimétricos y la clorofila interfiere en la medición. 
 
4.4 Obtencióndel extracto 
Para la obtención de los extractos acuosos se pesaron 200 mg de cada uno de los 
ecotipos pretratados, éstos fueron colocados en tubos falcon para centrifugación 
con una capacidad de 50 mL. A continuación se añadieron 10 mL de una solución 
de acetona al 70% y los tubos se suspendieron en un baño de agua ultrasónico 
con una frecuencia de salida de 42000 Hz durante 20 min. Posteriormente se 
centrifugaron durante 10 min con una velocidad de 3 000 rpm y a una temperatura 
de 4 °C. El sobrenadante se colectó y almacenó, e inmediatamente sobre la 
misma muestra se repitió el procedimiento anterior bajo las mismas condiciones. 
Nuevamente se colectó el sobrenadante y se unió al anterior, por lo que cada 
extracto fue integrado por la colección de dos sobrenadantes. 
 
4.5 Determinación de taninos totales (TT) 
El contenido de taninos totales de los extractos se determinó por el método de 
Folin-Ciocalteu. Este método se basa en la reacción de los compuestos 
polifenólicos con el reactivo Folin (tungsto-fosfomolíbdico) en medio básico dado 
por una solución de carbonato de sodio al 20%, en el cual se produce un complejo 
de color azul, la intensidad de este cromóforo es directamente proporcional a la 
cantidad de taninos totales en la muestra, cuya absorbancia fue medida a 725 nm, 
determinando el contenido total de fenoles. 
Al tratarse de un método analítico de espectrofotometría ultravioleta - visible se 
requiere de una curva de calibración para determinar el contenido de taninos. Para 
39 
 
elaborar esta curva se utilizó como estándar de referencia una sustancia de ácido 
tánico puro con concentraciones de 0, 2, 4, 6, 8 y 10 μg/mL. La curva de 
calibración se muestra en el Anexo 1. 
El contenido de taninos totales se obtiene despejando la ecuación de la recta 
obtenida a partir de la curva de calibración del ácido tánico: 
𝜇𝑔
𝑚𝐿
=
𝐴𝑏𝑠 − 𝑏
𝑚
 
m = pendiente obtenida. 
b = ordenada al origen. 
 
𝜇𝑔 × 𝑣𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒𝑛 𝑑𝑒𝑙 𝑒𝑥𝑡𝑟𝑎𝑐𝑡𝑜 × 𝐹𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟 𝑑𝑒 𝑑𝑖𝑙𝑢𝑐𝑖ó𝑛 × 100
𝑎𝑙í𝑐𝑢𝑜𝑡𝑎 × 106 × 𝑔𝑟𝑎𝑚𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎
 
 
El contenido de taninos totales por lo tanto se reporta como porcentaje de ácido 
tánico presente en la muestra (Makkar et al., 1993). 
 
4.6 Determinación de taninos condensados (TC) 
Se tomaron 0.5 mL del extracto acuoso y se determinó el contenido de taninos 
condensados por el método de proantocianidinas el cual implica la 
despolimerización de los taninos condensados por catalización ácida en butanol-
HCl (95:5) y calentamiento (95 °C por 1 hora) para la detección de antocianidinas, 
las cuales forman un cromóforo de color rojo con el sulfato de amonio férrico al 2% 
que se encuentra en solución en HCl 2 N, que es detectado 
espectrofotométricamente en una longitud de onda de 550 nm. El contenido de 
taninos condensados se expresa como porcentaje de leucocianidina en materia 
seca de la muestra y se calcula mediante la fórmula: 
 
𝐴550 𝑛𝑚 × 78.26 × 𝐹𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟 𝑑𝑒 𝑑𝑖𝑙𝑢𝑐𝑖ó𝑛
% 𝑑𝑒 𝑚𝑎𝑡𝑒𝑟𝑖𝑎 𝑠𝑒𝑐𝑎
 
 
Esta fórmula supone que el coeficiente de absortividad molar (El%, 1 cm, 550 nm) de las 
leucocianidinas es 460 (Porter, et al., 1986). 
 
 
40 
 
4.7 Determinación de la digestibilidad in vitro de la materia seca (DIVMS) 
La digestibilidad in vitro de la materia seca (DIVMS) de Leucaena se determinó por 
triplicado utilizando la técnica de Tilley y Terry (1963). Para corroborar que el 
procedimiento se realizó correctamente, se utilizó como control muestra estándar 
de heno de alfalfa (75% DIVMS) por triplicado y los resultados se corrigieron 
además restando el promedio de peso residual de tres tubos blanco 
(exclusivamente inóculo ruminal + solución amortiguadora). El procedimiento fue el 
siguiente: a tubos falcon de 50 mL con tapón de hule y válvula Bunsen, se les 
añadieron 0.25 g de muestra de hojas de cada ecotipo y 25 mL de inoculante 
(mezcla de líquido ruminal y solución amortiguadora de McDougall la cual es 
mantenida en anaerobiosis a través de un burbujeo con CO2 durante el tiempo que 
duró la inoculación), los tubos se mantuvieron en un baño María con agitación (60 
movimientos horizontales por minuto) a 39 °C durante 48 h. A continuación se 
suspendió la primer fase de fermentación, se separaron los tubos del baño María y 
se centrifugaron a 1000 rpm, se desechó el sobrenadante y se agregó solución de 
pepsina (Mallinckrodt®) ácida (0.1 N), los tubos se colocaron nuevamente en el 
baño María y se realizó una digestión ácida manteniendo las condiciones de 39 °C 
durante otras 48 h. Finalmente, se filtró con papel filtro Whatman no. 3 con un 
grosor típico de 390 µm para obtener el residuo, éste se deshidrató en estufa a 55 
°C hasta peso constante. El porcentaje de digestibilidad in vitro de la materia seca 
se obtuvo con la siguiente fórmula: 
 
% Digestibilidad de la MS = [
MSmuestra g − (MSresiduo g − MSblanco g)
MSmuestra g
] × 100 
 
Donde MSmuestra = peso de la muestra (g). 
 MSresiduo = peso del residuo después de la digestión (g). 
 MSblanco = peso del blanco (g) 
 
 
 
41 
 
4.8 Análisis estadístico 
Los resultados de las determinaciones realizadas en el laboratorio de 
Bromatología del Departamento de Nutrición Animal y Bioquímica de la FMVZ-
UNAM, se analizaron mediante un software de análisis estadístico SAS/STAT®. A 
través del análisis de varianza para un diseño de parcelas divididas con 18 
tratamientos (9 ecotipos x 2 etapas fenológicas: rebrote y ejote tierno) y tres 
repeticiones cada tratamiento. En los casos en que se observó diferencia 
significativa (P ≤ 0.05) entre tratamientos, se realizó una comparación de medias 
por medio de la prueba de Tukey. Finalmente se realizó el análisis de correlación 
múltiple de Pearson para establecer la relación entre las variables estudiadas 
(SAS v. 9.2) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
42 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN. 
Los resultados sobre el contenido de TT obtenidos en las dos etapas fenológicas 
de los 9 ecotipos de L. leucocephala analizados en este trabajo se muestran en la 
Figura 12. Se registró una interacción de ecotipo*etapa fenológica (P<0.05). 
 
 
TT - taninos totales. a,b,c – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). A, B – 
literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa fenológica (p<0.05). 
 
Figura 12. Representación gráfica del efecto de la interacción ecotipo*etapa 
fenológica (P<0.05) sobre el contenido de TT. 
 
El contenido de TT fue distinto (P<0.05) en los ecotipos de Leucaena 
leucocephala. Las concentraciones más bajas (P<0.05) se registraron en la etapa 
fenológica de rebrote, en la cual los tejidos de la leguminosa no han alcanzado la 
madurez a diferencia de la etapa fenológica de ejote tierno en la cual la madurez 
iniciada en el momento que pasa la floración produce un aumento en el contenido 
de TT (P<0.05); este comportamiento y esa respuesta fue similar en todos los 
ecotipos de Leucaena leucocephala estudiados. Al respecto, Makkar (2003) 
43 
 
señaló que este incremento en el contenido de TT está directamente relacionado 
con el incremento en la madurez de la biomasa, comportamiento que a su vez 
está influenciado por el aumento de la concentración de lignina. En resumen, 
todos los ecotipos estudiados presentaron este efecto: al aumentar la madurez de 
la leguminosa el contenido de TT se incrementó; sin embargo, la cantidad de TT 
es distinta para cada uno de los ecotipos analizados (P<0.05) tanto en la etapa 
fenológica de rebrote como en la etapa fenológica de ejote tierno. 
 
Estas variaciones en el contenido de TT entre cada uno de los ecotipos están 
influenciadas principalmente por el genotipo de la leguminosa, pero también por 
diferencias en el desarrollo fenológico y por factores ambientales que causan 
estrés en la planta (García et al., 2008). 
 
En la Figura 12 se muestraque en la etapa fenológica de rebrote el menor 
contenido de TT (P<0.05) se registró en el ecotipo 2013-01-27, A-1 con un 6.40% 
y el mayor contenido de TT dentro de la misma etapa se encuentra en el ecotipo 
2012-11-30, 5-1 con un contenido de 8.57%. En cambio, en la etapa fenológica de 
ejote tierno el ecotipo con la cantidad más alta de TT fue 2012-11-30, 5-1 
(13.06%) y el ecotipo con el contenido más bajo en esta etapa fue H-15, F-10 
(7.80 %). Las concentraciones de TT obtenidas en este trabajo son similares a las 
encontradas por Aganga y Adogla (2000) en su investigación al estudiar la 
concentración de TT y TC en hojas de 13 forrajes leñosos tropicales donde la 
concentración de TT llega a ser hasta de 12.7%. Según Miller y Ehlke (1995) la 
relación positiva entre estos compuestos polifenólicos se atribuye a la vía común 
de biosíntesis por la que estos compuestos se generan. 
 
En cuanto al contenido de TC y a la proporción que estos guardan con respecto a 
los taninos totales (TCTT), no se registró efecto de la interacción ecotipo*etapa 
fenológica; sin embargo, se manifestó diferencia significativa por efectos 
principales (P<0.05), es decir, por efecto de etapa fenológica y por efecto del 
ecotipo. 
44 
 
Los resultados respecto al efecto de la etapa fenológica, se muestran en la Figura 
13, tanto la cantidad de TC como la proporción TCTT fueron mayores en la etapa 
de ejote tierno (P<0.05), en comparación a la etapa de rebrote. Como se indicó 
anteriormente el incremento en el contenido de TC está directamente relacionado 
con el incremento de la lignina, que ocurre cuando las plantas se encuentran en 
una fase de mayor madurez (Makkar, 2003). 
 
 
 
TC - taninos condensados. A, B – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa fenológica 
(p<0.05). 
Figura 13. Resultados representados de manera gráfica del efecto de la etapa 
fenológica (P<0.05) sobre el contenido de TT. 
 
Las concentraciones de TC obtenidas en este estudio son similares a las 
encontradas por García et al. (2008) en un estudio en el que se realizó la 
caracterización de diez cultivares de L. leucocephala basado en la composición 
química y la digestibilidad y por García et al. (2006) cuando estudiaron los niveles 
de metabolitos secundarios en las hojas de seis leguminosas forrajeras tropicales 
registraron que van de 0.3 a 4.7%. 
45 
 
En cuanto al efecto de ecotipo sobre la proporción TC respecto a la cantidad de 
TT (TCTT) se obtuvo (Figura 14) que la proporción fue distinta en la mayoría de 
los ecotipos de Leucaena leucocephala, probablemente como resultado de 
adaptaciones genéticas producidas durante mucho tiempo por la influencia del 
medio amiente de las distintas regiones de origen de los ecotipos analizados. 
 
 
 
TC - taninos condensados. a,b,c – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
Figura 14. Resultados representados de manera gráfica del efecto de la etapa 
fenológica (P<0.05) sobre la proporción de TT respecto a TC. 
 
 
Aun cuando el contenido de TC no registró la interacción ecotipo*etapa fenológica 
que mostraron los TT, la concentración de TC y por ende la proporción TCTT 
manifestaron un comportamiento similar a los cambios que ocurrieron en los TT, 
es decir, a medida que la planta pasó de una fase de crecimiento (etapa de 
rebrote) a una fase posterior de madurez (ejote tierno), hubo incremento de la 
46 
 
concentración de TC y la proporción de TCTT. Miller y Ehlke (1995) atribuyen la 
relación positiva entre esos compuestos polifenólicos a la vía común de biosíntesis 
que las plantas utilizan para generarlos. 
 
En cuanto al efecto de ecotipo sobre contenido de TC (Figura 15) y sobre la 
proporción de TCTT (Figura 16), los resultados muestran una concentración 
distinta (P<0.05) en cada uno de los ecotipos. El ecotipo: 2012-11-30, 5-1 
manifestó la concentración de TC más alta (4.43%); en contraste el ecotipo: H-15, 
F-10 registró la concentración más baja (2.06%). En cuanto a la proporción TCTT 
el ecotipo con mayor proporción registrada fue 2013-03-01, A-6 (44.54%), en 
cambio el ecotipo con menor proporción TCTT fue 2013-01-27, A-1 (22.17%). 
 
Como se mencionó anteriormente, las diferencias en el contenido de TC y en la 
proporción de TCTT para cada uno de los ecotipos analizados, puede deberse a 
que una misma especie puede presentar características diferentes según su 
hábitat de origen por lo que las diferencias en la concentración de TC entre los 
ecotipos estudiados están controladas en primer término por factores genéticos y 
en segundo término como respuesta a las variaciones ambientales aun cuando las 
condiciones ambientales hayan sido las mismas ya que en su gen guardan la 
adaptación de su origen, por lo que cada ecotipo responderá de manera diferente 
generando una concentración de TC muy particular (Miller y Ehlke, 1995). 
 
 
 
47 
 
 
 
TC - taninos condensados. a, b, c – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
Figura 15. Representación gráfica del efecto de ecotipo (P<0.05) sobre el 
contenido de TC. 
 
TC - taninos condensados. a, b, c – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo(p<0.05). 
Figura 16. Representación gráfica del efecto de ecotipo (P<0.05) sobre la 
proporción de TT respecto a TC. 
48 
 
En cuanto a la DIVMS, se registró interacción ecotipo*etapa fenológica (P<0.05) 
(Figura 17). Los resultados muestran que los mayores porcentajes de DIVMS se 
manifestaron en la etapa fenológica de rebrote (P<0.05); por otro lado la 
digestibilidad en todos los ecotipos disminuyó en la etapa de ejote tierno en la cual 
la madurez de la leguminosa se manifiesta y la concentración de TC, y 
principalmente la concentración de TT es mayor. 
 
 
a,b,c – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). A, B – literal distinta por 
columna indica diferencia por efecto de etapa fenológica (p<0.05). 
Figura 17. Representación gráfica del efecto de la interacción ecotipo*etapa 
fenológica (P<0.05) sobre la digestibilidad in vitro de la materia seca. 
 
Como fue indicado en el párrafo anterior los mayores porcentajes de DIVMS 
(P<0.05) se registraron en la etapa fenológica de rebrote cuando la edad de la 
hojas de la leguminosa es menor y la concentración de TT, TC y la proporción 
TCTT, también lo es. Por el contrario, en todos los ecotipos de Leucaena 
leucocephala cuando la concentración de TT y TC aumentaron con la edad de la 
leguminosa, la DIVMS fue menor. (Cuadro 8 de Anexos). Al respecto, García et al 
49 
 
(2008), concluyeron que la DIVMS de leguminosas tropicales disminuye cuando 
hay un alto contenido de TC. Esto se debe, fundamentalmente, al complejo que se 
forma entre los TC y los diferentes nutrimentos de la planta, principalmente con 
proteínas, limitando su aprovechamiento. Además, la presencia de TC induce una 
disminución en la actividad de los microorganismos del rumen durante el proceso 
de degradación ruminal de la leguminosa (Salem et al., 2006). 
 
El porcentaje de DIVMS en cada una de las etapas fenológicas fue distinto para 
cada ecotipo. En la etapa de rebrote, el mayor porcentaje de DIVMS correspondió 
al ecotipo: 29-11-2012, H-1 (74.71%) mientas que el menor porcentaje de DIVMS 
se observó en el ecotipo: H-15, F-10 (66.58%). En la etapa de ejote tierno, el 
ecotipo: 2012-11-29, A-1 mostró la mayor DIVMS correspondiente a esta etapa 
(52.29%), la cual fue menor en menos del 10% con respecto a los resultados de la 
etapa anterior. El ecotipo: 29-11-2012, H-1 registró el menor porcentaje de DIVMS 
(32.52%), casi la mitad del resultado inferior de la etapa anterior de rebrote. Los 
valores de DIVMS obtenidos en este estudio se encuentran dentro del intervalo 
reportado en la literatura para leguminosas arbustivas forrajeras tropicales el cual