Efecto-de-etapa-fenologica-y-ecotipo-sobre-las-fracciones-de-la-protena-y-digestibilidad-in-vitro-en-hojas-de-9-ecotipos-de-Leucaena-leucocephala

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
EFECTO DE ETAPA FENOLÓGICA Y ECOTIPO SOBRE LAS 
FRACCIONES DE LA PROTEÍNA Y DIGESTIBILIDAD IN VITRO EN 
HOJAS DE 9 ECOTIPOS DE LEUCAENA LEUCOCEPHALA 
TESIS 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
QUÍMICA DE ALIMENTOS 
 
 
PRESENTA 
ABREGO SOLÍS IRENE KAREN 
 
 
MÉXICO, CDMX 2018 
 
 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: Q.F.B. BERTHA JULIETA SANDOVAL GUILLEN 
VOCAL: M. EN C. TANIA GOMEZ SIERRA 
SECRETARIO: M. EN C. FRANCISCO ALEJANDRO CASTREJÓN PINEDA 
1er. SUPLENTE: M. EN C. EVA PATRICIA BERMUDEZ GARCÍA 
2° SUPLENTE: Q.A. ADRIANA VEGA PEREZ 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: LABORATORIO DE BROMATOLOGÍA, 
DEPARTAMENTO DE NUTRICIÓN ANIMAL Y BIOQUÍMICA, FACULTAD DE MEDICINA 
VETERINARIA Y ZOOTECNIA, UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO. 
 
ASESOR DEL TEMA: 
M. en C. FRANCISCO ALEJANDRO CASTREJÓN PINEDA 
______________________________________ 
SUPERVISOR TÉCNICO: 
QA ÁGUEDA GARCÍA PEREZ 
_____________________________________ 
SUSTENTANTE: 
IRENE KAREN ABREGO SOLÍS 
_____________________________________ 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
A la Universidad Nacional Autónoma de México por permitirme estudiar y aprender 
en sus aulas desde el nivel media superior hasta la licenciatura. 
A la Facultad de Química por brindarme las herramientas que podré utilizar para 
mi vida profesional y potenciar los valores y la ética que van de la mano para 
obtener una educación integral. 
Al proyecto PAPIIT IN226216 por el apoyo financiero para realizar este trabajo. 
A mis sinodales, QFB Bertha Julieta Sandoval Guillen y MC Tania Gómez Sierra, 
por tener la paciencia de leer, corregir mi tesis y aceptar este proyecto. 
Al Departamento de Nutrición Animal y Bioquímica de la Facultad de Medicina 
Veterinaria y Zootecnia. 
Al MC Francisco Alejandro Castrejón Pineda por apoyarme siempre académica y 
personalmente, muchas gracias por todas sus palabras de aliento y buenos 
deseos, así como por todas las enseñanzas. 
A la QA Águeda García Pérez por brindarme tantas enseñanzas y ayudarme a 
corregir mis errores. Por ser una pieza clave en mi formación profesional. 
INDICE 
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................. 1 
1.1 Hipótesis ................................................................................................... 3 
1.2 Objetivos ................................................................................................... 4 
 1.2.1 Objetivo general ................................................................................. 4 
 1.2.2 Objetivos específicos .......................................................................... 4 
2. ANTECEDENTES ........................................................................................... 5 
2.1 LA GANADERIA EN MEXICO ................................................................... 5 
2.1.1 Sistemas Silvopastoriles ..................................................................... 6 
2.2 LEGUMINOSAS ........................................................................................ 7 
2.2.1 Raíz de las leguminosas y la fijación simbiótica de nitrógeno. ............ 7 
2.2.2 Tipo de hoja en la Leucaena leucocephala ......................................... 8 
2.3 IMPORTANCIA DE LAS LEGUMINOSAS ARBOREAS FORRAJERAS ... 9 
2.4 LEUCAENA (Leucaena leucocephala) .................................................... 10 
2.4.1 Composición Química y valor nutritivo de la Leucaena leucocephala . 12 
2.5 ETAPAS FENOLÓGICAS ....................................................................... 13 
2.6 ECOTIPO ................................................................................................ 15 
2.7 LA IMPORTANCIA DE LA PROTEINA EN LA ALIMENTACION ANIMAL .. 16 
2.8 FRACCIONES DE LA PROTEÍNA. ......................................................... 17 
2.8.1 Nitrógeno No Proteico (Fracción A) .................................................. 18 
2.8.2 Proteína Verdadera .......................................................................... 19 
2.8.2.1 Fracción B1 ................................................................................... 19 
2.8.2.2 Fracción B2 ................................................................................... 20 
2.8.2.3 Fracción B3 ................................................................................... 21 
2.8.3 Proteína Insoluble No Aprovechable o Fracción C ............................ 21 
2.9 DIGESTIBILIDAD .................................................................................... 22 
2.9.1 Digestibilidad in vitro de la Materia Seca de Tilley y Terry ................ 24 
3. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL ............................................................ 25 
3.1 Muestreo ................................................................................................. 25 
3.2 Trabajo Experimental .............................................................................. 27 
3.2.1 Proteína Bruta (PB) .......................................................................... 28 
3.2.1.1 Digestión ....................................................................................... 29 
3.2.1.2 Destilación ..................................................................................... 30 
3.2.1.3 Valoración de la solución ............................................................... 31 
3.2.2 Proteína insoluble (PI) ...................................................................... 32 
3.2.3 Proteína soluble verdadera (PSV) .................................................... 33 
3.2.4 Proteína insoluble ligada a FDN (PFDN) y a FDA (PFDA) ................ 34 
3.3 Cálculo de las fracciones de la proteína .................................................. 35 
3.3.1 Fracción A ........................................................................................ 35 
3.3.2 Fracción B1 ...................................................................................... 36 
3.3.3 Fracción B2 ...................................................................................... 36 
3.3.4 Fracción B3 ...................................................................................... 36 
3.3.5 Fracción C ........................................................................................ 37 
3.4 Digestibilidad in vitro de la Materia Seca ................................................. 37 
3.5 Análisis estadístico .................................................................................. 39 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................... 40 
4.1 Proteína bruta (PB) ................................................................................. 41 
4.2 Proteína Insoluble (PI) ............................................................................. 43 
4.3 Proteína soluble verdadera (PSV) ........................................................... 45 
4.4 Proteína insoluble ligada al residuo de FDN (PFDN) .............................. 47 
4.5 Proteína insoluble ligadaal residuo de FDA (PFDA) ............................... 49 
4.6 Fracciones de la proteína ......................................................................... 51 
4.6.1 Fracción A ......................................................................................... 51 
4.6.2 Fracción B1 (PSV) ............................................................................. 54 
4.6.3 Fracción B2 ....................................................................................... 58 
4.6.4 Fracción B3 ....................................................................................... 60 
4.6.5 Fracción C .......................................................................................... 63 
4.7 Digestibilidad in vitro de la materia seca (DIVMS) ................................. 65 
4.7.1 Análisis de correlación entre DIVMS y las fracciones de la proteína .. 67 
4.8 Análisis de correlación entre proteína bruta y las fracciones de la proteína 68 
4.9 Análisis de regresión lineal ...................................................................... 69 
5. CONCLUSIONES .......................................................................................... 70 
6. IMPLICACIÓN ............................................................................................... 71 
7. APENDICE .................................................................................................... 72 
8. BIBLIOGRAFIA.............................................................................................. 73 
 
Lista de abreviaturas 
 AGV. Ácidos grasos volátiles 
 AOAC. Association of Official Analytical Chemists 
 CNCPS. Cornell Net Carbohydrate Protein System 
 DHP. 3,4-dihidroxipiridina 
 DIVMS. Digestibilidad in vitro de la materia seca 
 FDA. Fibra detergente ácida 
 FDN. Fibra detergente neutra 
 GEI. Gases de efecto invernadero 
 N. Nitrógeno 
 NNP. Nitrógeno no proteico 
 PB. Proteína bruta 
 PFDA. Proteína insoluble en fibra detergente ácida 
 PFDN. Proteína insoluble en fibra detergente neutra 
 PI. Proteína insoluble 
 PIB. Producto Interno Bruto 
 PSV. Proteína soluble verdadera 
 
 
 
 
Comentario [UdW1]: Las abreviaturas 
por orden alfabético 
Índice de figuras 
Figura 1. Nódulos de Rhizobium en la raíz de una leguminosa. ............................. 7 
Figura 2. Clasificación de hojas pinnaticompuestas. ............................................. 8 
Figura 3. Leucaena (Leucaena leucocephala)...................................................... 11 
Figura 4. Diferencia de color entre hojas antiguas y hojas de rebrote. ................. 13 
Figura 5. Diferencia entre ejote tierno (a) y ejote maduro (b) ............................... 14 
Figura 6. Digestión y metabolismo ruminal de las proteínas................................. 18 
Figura 7. Diseño experimental de parcelas divididas............................................ 26 
Figura 8. Obtención de líquido ruminal ................................................................. 38 
Figura 9. Inoculación de pepsina ácida y posterior incubación en baño maría. .... 39 
Figura 10. Porcentaje de proteína bruta pertenecientes a nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas. .................................... 42 
Figura 11.Porcentaje de proteína insoluble perteneciente a nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas ..................................... 44 
Figura 12. Porcentaje de proteína soluble verdadera de nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas ..................................... 46 
Figura 13. Porcentaje de proteína ligada al residuo de FDN de nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas ..................................... 48 
Figura 14. Porcentaje de proteína ligada al residuo de FDA de nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas ..................................... 50 
Figura 15. Cantidad de fracción A contenida en nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas ...................................................... 53 
Figura 16. Cantidad de fracción B1 contenida en nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas. ..................................................... 57 
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file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155682
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155683
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155684
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155685
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155686
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155687
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155688
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155689
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155689
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155690
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155690
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155691
file:///F:/TESISVer.2.0.doc%23_Toc522155691
Figura 17. Cantidad de fracción B2 contenida en nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas ...................................................... 59 
Figura 18.Cantidad de fracción B3 contenida en nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas ...................................................... 62 
Figura 19. Cantidad de fracción C contenida en nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas ...................................................... 64 
Figura 20. Digestibilidad in vitro de la materia seca contenida en nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas ..................................... 66 
 
Índice de cuadros 
Cuadro 1. Nombre y origen de los ecotipos de Leucaena………………………….27 
Cuadro 2. Resumen de la correlación entre DIVMS con fracciones de la proteína 
en 9 ecotipos de Leucaena correspondientes al sur de 
México…………………………………………………………………………………….67 
Cuadro 3. Correlación entre DIVMS con fracciones de la proteína en 9 ecotipos de 
Leucaena correspondientes al sur de México………………………………………..68 
Cuadro 4. Análisis de regresión lineal por etapas de la DIVMS…………………....69 
APENDICE 
Cuadro 1. Efecto de ecotipo de Leucaena y etapa fenológica sobre la proteína 
total, insoluble, soluble, ligada a residuo FDN y ligada a residuo FDA, en nueve 
ecotipos de Leucaena correspondientes al sur de México………………………….72 
Cuadro 2. Efecto de la interacción ecotipo x etapa fenológica sobre las fracciones 
de la proteína y la digestibilidad in vitro de la MS en nueve ecotipos de Leucaena 
correspondientes al sur de México…………………………………………………….72 
 
 
1 
1. INTRODUCCIÓN 
Aunque la producción de leche y carne de especies rumiantes como bovinos, 
ovinos y caprinos toma en cuenta una alimentación a base de granos y pastas de 
oleaginosas (soya, cártamo, canola, entre otras), ésta es poco sostenible por los 
elevados costos de producción que se deben, en el caso de los granos, por una 
parte a la baja disponibilidad ya que la mayoría se encuentra destinada a la 
alimentación humana, por otra parte al uso que se ha dado a los granos para la 
obtención de metanol (Solorio, 2008; Santiago et al, 2016). 
Es por eso que se buscan alternativas de alimentación que cumplan con los 
requerimientos nutricionales de los rumiantes, permitan mayor digestibilidad y una 
alta eficiencia en el uso de los nutrimentos y que además contribuya a disminuir 
los costos de producción (Palma, 2006). 
Las leguminosas son un ejemplo de ello, sin embargo, la investigación que se 
tiene de varias especies sólo es de tipo agronómico y por lo tanto hace falta 
conocer el valor nutricional de las mismas a través de sus principales etapas 
fenológicas. A pesar de que se conoce que son ricas en proteína, hace falta 
investigación sobre las fracciones de la misma (Cab, 2011), por lo que este 
proyectobusca caracterizar las distintas fracciones de la proteína en varios 
ecotipos nativos de Leucaena leucocephala, una de las principales leguminosas 
forrajeras tropicales del país recomendada para silvopastoreo (Murgueitio, 2009), 
analizando la variación debida al ecotipo y la etapa fenológica en la que se 
encuentra la planta. 
 
2 
Las leguminosas arbustivas-arbóreas son una alternativa que puede ser empleada 
en la alimentación de rumiantes como fuente de nutrimentos, principalmente 
proteína. Dentro de este tipo de leguminosas, la Leucaena leucocephala 
comúnmente conocida como Huaje es uno de los recursos más utilizados en la 
alimentación de herbívoros en zonas tropicales por su alta disponibilidad y su 
contenido proteínico (Ku, 2009; Iraola, 2009; Castillo et al, 2012). El género 
Leucaena presenta numerosos ecotipos de los cuales se conoce muy poco acerca 
de la variación en su composición nutrimental principalmente de las fracciones de 
la proteína y su digestibilidad. 
Si bien, en México el consumo del fruto del Huaje es de uso común en la nutrición 
humana (Reyes, 2014), es importante destacar que la característica que le da la 
propiedad de ser una especie con potencial forrajero, es por el uso de las hojas en 
la alimentación animal. De ahí la importancia de evaluar nutricionalmente no sólo 
el fruto, sino también las hojas con el fin que obtener información importante como 
recurso forrajero. 
Para que la Leucaena pueda usarse como forraje, se debe considerar que al ser 
una especie arbórea, puede crecer a una altura notable y no podrá ser 
aprovechada por los animales rumiantes. Por lo tanto, se busca mantener una 
poda de sus troncos principales a 1 m o 1.5 m dependiendo de la especie que se 
va a alimentar con ella, con el fin de que sus hojas puedan ser aprovechables por 
el animal (Palma, 2006). 
En el uso de otras leguminosas con potencial forrajero se reportan cambios en la 
composición nutricional debida a la etapa fenológica en la que se encuentra la 
 
3 
planta (Godoy et al, 2012; Flores et al, 2016). Por lo que este estudio también 
busca encontrar la influencia de la etapa fenológica de la planta respecto a las 
fracciones de la proteína y la digestibilidad de sus hojas, debido a que no hay 
información que indique la variación que pueda existir en dichos principios 
nutricios causada por la etapa fenológica en esta especie, y muchos menos otros 
experimentos en los que se evalúe la variación que se encuentra entre los 
ecotipos de Leucaena leucocephala provenientes de distintas regiones del país. 
 
 
1.1 Hipótesis 
 
 Existen diferencias en las fracciones de la proteína y en la digestibilidad in vitro de 
la materia seca en hojas de distintos ecotipos de Leucaena leucocephala nativos 
del trópico seco del sur de México, por el ecotipo o la etapa fenológica de la 
planta, o a la interacción de estos dos factores. 
 
 
 
 
 
4 
1.2 Objetivos 
1.2.1 Objetivo general 
Evaluar las fracciones de la proteína y la digestibilidad in vitro de la materia seca 
en hojas de Leucaena leucocephala de diferentes ecotipos de huajes nativos 
colectados en el sur de México, con el fin de identificar los ecotipos de mayor valor 
nutricional. 
1.2.2 Objetivos específicos 
 Evaluar el efecto de ecotipo y etapa fenológica sobre las fracciones de proteína 
y DIVMS en hojas de nueve ecotipos de Leucaena leucocephala durante dos 
etapas fenológicas para identificar aquel ecotipo o etapa fenológica en la cual 
el valor nutritivo es mayor. 
 Determinar la correlación entre las fracciones de proteína y DIVMS en hojas de 
9 ecotipos de Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas, para 
indicar qué fracciones influyen positiva o negativamente sobre la DIVMS. 
 Establecer una ecuación que evalúe el impacto que tienen las fracciones de la 
proteína sobre la DIVMS en hojas de nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas, con el fin de proponer un modelo 
matemático que se pueda usar para estimar la DIVMS de otros ecotipos de 
Leucaena. 
 
5 
2. ANTECEDENTES 
2.1 LA GANADERIA EN MEXICO 
 
La ganadería es un pilar económico para el país, a largo plazo el PIB ganadero ha 
crecido más rápido (3.6 %) que el PIB nacional (2.5 %) y el PIB de todo el sector 
primario (2.2 %), por lo tanto es una de las principales actividades del sector 
primario que se practican en México, desde la cría hasta la producción de 
productos y subproductos alimenticios (leche, carne, quesos) para la población; 
(SAGARPA, 2018). 
México cuenta con una extensión territorial alrededor de 1,964 km
2
 (INEGI, 2018); 
de esa cantidad 109.8 millones de hectáreas son destinadas a la ganadería. 
Dentro de ese territorio, hasta el año 2016, se estima una producción por 
pequeños y medianos productores que requieren con urgencia incrementar su 
productividad (SIAP, 2018). En las regiones tropicales es común encontrar 
sistemas de producción agropecuaria ya sea extensivos, o semi-extensivos, los 
cuales tienen una baja productividad, se encuentran en proceso de deterioro y 
tienen un fuerte impacto ecológico. 
Con el tiempo, la práctica ganadera se ha ido transformando debido a los cambios 
ocasionados en el ambiente como la emisión de gases de efecto invernadero 
(GEI), el sobrepastoreo que provoca una fuerte compactación en el suelo y por lo 
tanto produce la disminución de recursos forrajeros que provocan la erosión del 
mismo (Solorio, 2009; Murgueitio, 2009). 
 
 
6 
Es por eso que se buscan alternativas de alimentación para el ganado que 
incluyen el uso de especies llamadas no convencionales de árboles y arbustos con 
el fin de mejorar la producción ganadera y que al mismo tiempo buscan que se 
satisfagan las nuevas exigencias ambientales. 
 
2.1.1 Sistemas silvopastoriles 
 
Estos sistemas buscan una producción pecuaria y agroforestal de alta calidad y 
amigable con el medio ambiente, los cuales se caracterizan por tener altas 
densidades de arbustos o árboles con potencial forrajero, que se asocian a 
gramíneas introducidas de alta producción y árboles maderables nativos o 
introducidos, que permiten alcanzar cargas animales elevadas y alta producción 
natural de leche o carne sin incremento de los GEI (Murgueitio, 2009). 
Un recurso que puede ser utilizado es el uso de Leguminosas como por ejemplo la 
Leucaena leucocephala (Lam.) de Wit por su alta producción y buen perfil nutritivo, 
sin embargo, hace falta evaluar el valor nutritivo de los recursos nativos del país 
con el fin de utilizar los recursos locales reduciendo la dependencia de 
ingredientes y variedades externas. 
 
7 
 
2.2 LEGUMINOSAS 
 
Las leguminosas son una familia de plantas superiores con un eje diferenciado y 
se les clasifica como dicotiledóneas y que presentan hojas con pecíolo, es decir, el 
rabillo que une la lámina de una hoja a su base foliar o tallo. Son plantas leñosas o 
herbáceas con fruto tipo legumbre y tienen la capacidad de fijar nitrógeno 
atmosférico. 
2.2.1 Raíz de las leguminosas y la fijación simbiótica de nitrógeno. 
Morfológicamente hablando, consta de una raíz principal que llega a profundizar 
hasta más de 2 m y de un sistema secundario ramificado, las cuales tienen la 
capacidad de asociarse simbióticamente con bacterias del suelo del género 
Rhizobium, las cuales desde la germinación, se introducen en la raíz de la 
leguminosa formando nódulos (Figura 1), permitiendo el aprovechamiento del 
nitrógeno (N) del aire para fijarlo al suelo y así realizar una fertilización directa 
(Bogdan, 1997), haciendo disponible al N 
para las mismas leguminosas y las 
pasturas asociadas contribuyendo a la 
elevación de su contenido de proteína lo 
cual favorece la nutrición de los animales 
en pastoreo (Solorio, 2009). 
La inoculación de Rhizobium a la 
leguminosa es específica y la formación de 
nódulos en las raices de la misma, permite una aportaciónadecuada de N, una 
Figura 1. Nódulos de Rhizobium en la 
raíz de una leguminosa. 
 
8 
vez que la planta ha agotado el N acumulado en la semilla. La cantidad de N fijado 
por la leguminosa en simbiosis con esta bacteria, es en promedio tres cuartas 
partes de la cantidad total de N utilizado para el crecimiento de la planta. Una 
adecuada simbiosis provoca que una mayor cantidad de N quede retenido en el 
suelo y que evite que sea arrastrado por el agua durante largos periodos, es por 
eso que, aprovechar el N del aire implica que no necesite recurrir al N del suelo 
(Calvo, 2011; Moreno et al, 2016). 
 
2.2.2 Tipo de hoja en la Leucaena leucocephala 
La hoja es un órgano lateral que brota de las ramas o tallos y en el caso del Huaje 
predominan las hojas compuestas, las cuales se encuentran unidas a la rama por 
un eje (pecíolo), en el cual se insertan los foliolos, los cuales pueden tener 
distintas formas (Peralta & Royuela, 2008). 
La hoja compuesta puede clasificarse en distintas formas. La utilizada en este 
proyecto, es de tipo Pinnaticompuestas, pudiendo ser imparipinnadas (hojas que 
poseen un último foliolo en la punta) 
o paripinnadas (Hojas que tienen un 
número par, pues no poseen un 
foliolo en la punta) (Figura 2). 
 
 
 
Dentro de la clasificación de las leguminosas, se encuentran las leguminosas 
arbustivas y arbóreas forrajeras o con potencial forrajero, en donde la principal 
Figura 2. Clasificación de hojas 
pinnaticompuestas (Peralta & Royuela, 2008). 
 
9 
diferencia entre una y otra es la altura máxima que pueden alcanzar, así como el 
tamaño de tronco con el que cuentan. Estas leguminosas tienen varias ventajas ya 
que no sólo tienen un solo uso. Esa es la razón por la que las leguminosas 
arbustivas, pero sobre todo arbóreas, son sumamente aprovechables (Villanueva 
et al, 2010). 
 
2.3 IMPORTANCIA DE LAS LEGUMINOSAS ARBOREAS FORRAJERAS 
 
En general, la alimentación de rumiantes en el trópico se basa en el uso de 
gramíneas forrajeras que tienen como limitante su baja calidad nutricia, 
principalmente baja en proteína, es por eso que como alternativa se propone 
emplear leguminosas forrajeras como complemento o suplemento alimenticio. Sin 
embargo, otras ventajas son que el uso de las leguminosas con potencial forrajero 
en los sistemas de producción animal ayuda a reducir la erosión, pérdida de 
fertilidad y compactación del suelo. Otro beneficio que se encuentra en este tipo 
de plantas es que son capaces de generar sombra y un microclima fresco para 
bienestar de los animales. De igual manera, tienen la capacidad de usarse como 
cerco vivo, con el fin de reducir costos en los establecimientos de las praderas, 
generando así un impacto benéfico en la economía del productor (Sánchez, 2007). 
 
Desde el punto de vista ganadero, las leguminosas arbustivas forrajeras 
proporcionan un forraje de alta calidad rico en proteína que ayuda a la producción 
del ganado, además de proporcionar follaje durante periodos secos en que no se 
 
10 
pueden encontrar otras especies herbáceas. Por lo tanto, pueden contribuir a la 
alimentación del ganado en regiones áridas y semiáridas (Shelton, 2000). 
 
Una de las leguminosas arbóreas más usadas en México, es la Leucaena, la cual, 
tiene varias especies y al ser nativa del país, es muy conocida por ser consumida 
su legumbre en los estados de la región tropical de México, sin embargo, hacen 
falta más investigaciones enfocadas al uso de sus hojas en la alimentación animal. 
 
2.4 LEUCAENA (Leucaena leucocephala) 
 
La especie Leucaena leucocephala es originaria de la parte norte de América 
Central y México. Tiene un lento crecimiento al principio pero después aumenta su 
velocidad y puede alcanzar hasta los 20 m de altura. Los frutos obtenidos de esta 
planta son vainas lineares delgadas y planas que miden de 12-18 cm de largo, 
cada una con 15 a 20 semillas aproximadamente de color café brillante. Su flor 
está compuesta por coronas florales globosas y tienen numerosas flores blancas 
pequeñas (Figura 3). Es capaz de adaptarse a distintas regiones dependiendo del 
clima, precipitaciones de lluvia (incluso crece en climas con baja precipitación) y 
tipo de suelo (capacidad de adaptarse hasta en suelos pobres, ácidos y pesados, 
pero no en suelos inundados). 
Una de las características sobresalientes del género Leucaena, es que mejoran 
los sistemas de producción en zonas que cuentan con 4 a 6 meses de sequía al 
año ya que tolera los climas con baja precipitación, además, no crece en los 
suelos inundados, en donde le cuesta establecerse. Son resistentes a una 
 
11 
defoliación continua, pues producen más forraje a pesar del mal manejo que se le 
puede dar (Vibrans & Rojas, 2011). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Debido al consumo humano de la legumbre denominado Huaje (Reyes, 2014), la 
semilla se ha analizado para conocer su valor nutricio para la salud humana, pero 
no existen muchas investigaciones sobre la composición química de las hojas así 
como la digestibilidad de estas en distinta etapa fenológica, por lo que es 
importante obtener más información sobre las modificaciones en su valor nutritivo 
para su utilización en la nutrición animal. 
 
 
 
 
Figura 3. Leucaena (Leucaena leucocephala) 
 
12 
2.4.1 Composición Química y valor nutritivo de la Leucaena leucocephala 
 
Es una planta que desde el punto de vista nutricional, tiene un promedio de 64-
65% de digestibilidad y un porcentaje de proteína cruda en las hojas alrededor del 
18 al 24%. Esto último ayuda a que exista un incremento en la producción de 
leche, lo que ayuda en la economía del productor al obtener mayor productividad 
gracias a este recurso nativo cuando participa como ingrediente de menor precio 
en las raciones, en comparación de otros insumos, como el concentrado 
comercial, por mencionar un ejemplo (Di Palma, 2006; Barros et al, 2012). 
 
Desde un punto de vista nutricional, uno de los beneficios al consumir los frutos 
del Huaje, es por el alto aporte de vitamina A y como se ha mencionado antes, su 
buen aporte de proteína, es por eso que en las regiones tropicales, las semillas 
maduras suelen ser empleadas como sustituto de café (Ayala et al, 2006). 
 
Sin embargo, tanto las hojas como las semillas, poseen un factor antinutricional 
llamado mimosina, éste es un aminoácido no proteico que puede ser tóxico y 
causar daño a mamíferos no rumiantes y aves de corral. La bacteria Synergistes 
jonesii que se encuentra en el rumen contrarresta este efecto en los rumiantes. 
Además, otras bacterias como Streptococcus lutetiensis, Clostridium butyricum, 
Lactobacillus vitulinus y Butyrivibrio fibrisolvens, también degradan la mimosina a 
3,4 y 1,2-dihidroxipiridina (DHP), el cual es un compuesto de alto poder 
bociogénico pero menos tóxico que la mimosina. La ventaja de esta reacción es 
 
13 
que los animales que pueden realizar esa degradación, pueden tolerar niveles 
más altos de Leucaena en la dieta (Derakhshani et al, 2016; Ospina et al, 2017). 
2.5 ETAPAS FENOLÓGICAS 
 
La fenología es “la descripción de las fases del crecimiento y desarrollo tanto de 
plantas como animales a través de su ciclo de vida”, relacionando así las 
condiciones climatológicas y los fenómenos biológicos que ocurren 
periódicamente (Bello, 1983; Lorenzana, 2013). 
 
Por lo tanto, una Etapa Fenológica se define como la aparición, transformación o 
desaparición de ciertos rasgos o los cambios morfológicos periódicos que 
experimentan los vegetales, influenciados por el ambiente. El conocimiento de 
estas etapas fenológicas permite entender ciertos eventos naturales, así como la 
evaluación de la población de una especie a estudiar (Wencomo & Ortiz, 2010; 
Lorenzana, 2013). 
Dentro del presente proyecto, se analizaron dos de las tres etapas fenológicas con 
las que cuenta la Leucaena leucocephala: 
 
 Follaje o producciónde hojas. Es de 
naturaleza perennifolia, es decir, 
durante el año existe la producción de 
hoja, ocurriendo una periodicidad en 
donde, al término de la madurez (final Figura 4. Diferencia de color entre hojas 
de rebrote (a) y hojas antiguas (b) 
a) 
b) 
 
14 
de la etapa de floración), comienza el crecimiento de nuevo material 
vegetativo, mejor conocido como Rebrote, el cual se puede identificar al 
poseer una coloración diferente (Figura 4 (a) verde limón respecto a las 
hojas antiguas; Figura 4 (b) verde opaco). 
 
 Fructificación. La leucaena tiene la capacidad de fructificar a lo largo del 
año, sin embargo, el fruto alcanza la madurez aproximadamente en los 
meses de marzo-abril. Antes de que el fruto alcance la madurez (ejote 
maduro y de color café-rojizo), se pueden obtener muestras en el momento 
en que el ejote se encuentra en pleno crecimiento, al cual se le conoce 
como Ejote tierno que es de color verde como se muestra en la Figura 5. 
En los rumiantes, el uso de las hojas en etapa de ejote tierno es preferible 
ya que se ha demostrado que los nutrimentos como la proteína o los 
minerales, se encuentran en mayor cantidad durante la etapa de 
crecimiento y van disminuyendo conforme la planta alcanza la madurez 
(Sánchez & Faria, 2008; Vibrans & Rojas, 2011). 
 
 
 
 
 
 
 
 Figura 5. Diferencia entre ejote tierno (a) y 
ejote maduro (b) 
 
15 
 
 Floración. Florece a lo largo de todo el año, dependiendo un poco de la 
precipitación o disponibilidad del agua (Vibrans & Rojas, 2011). Sin 
embargo, Wencomo & Ortiz (2010), reportan que a pesar de que Leucaena 
florece a lo largo del año, se presentan dos épocas en donde existe una 
floración masiva: de febrero a marzo y otra durante agosto y septiembre. La 
etapa de floración no se incluyó en el presente estudio, sin embargo, 
Juscafresa (1983) menciona que la digestibilidad es mayor en el estado 
verde de la planta (rebrote), cuando es cortado antes de iniciar la floración. 
 
2.6 ECOTIPO 
 
En Biología, el ecotipo es una subpoblación genéticamente diferenciada que está 
restringida a un hábitat específico, un ambiente particular o un ecosistema 
definido, con unos límites de tolerancia a los factores ambientales (Begon et al, 
2006; Lowry, 2012). Por lo tanto, un ecotipo se encuentra relacionado con la 
variación asociada al medio y no implica necesariamente la separación de 
poblaciones en áreas geográficas aisladas entre sí (Villanueva et al, 2012). 
La manera en que se ha logrado identificar a los ecotipos de una especie, ha sido 
reunir las plantas procedentes de distintos lugares de origen y por lo tanto, 
provenientes de distinto hábitat, para cultivarlos en el mismo ambiente (un hábitat 
en común) y dejar que se desarrollen a lo largo de una o varias etapas 
fenológicas, para así comparar las diferencias entre cada planta. Estas diferencias 
 
16 
pueden ser respuestas fenotípicas, determinadas por el ambiente y que no son 
debidas a las diferencias del genotipo (Villanueva et al, 2012). 
Es común, que en varios estados del país (Michoacán, Colima, Tamaulipas) se 
promueva la utilización de una Leucaena introducida como por ejemplo la variedad 
Cunningham (Lam.) de Wit, o la variedad Hawaiana, sin embargo, existen 
diferentes ecotipos nativos que ya se encuentran naturalmente adaptados a las 
condiciones climatológicas y de suelo, en las regiones del trópico, de los cuales se 
desconoce su valor nutritivo (Villanueva et al, 2010). 
 
2.7 LA IMPORTANCIA DE LA PROTEINA EN LA ALIMENTACION ANIMAL 
 
El uso de forraje proveniente de leguminosas asegura el suministro de proteínas 
de buena calidad y es de suma importancia ya que el porcentaje de proteínas 
requerido en la alimentación animal normalmente es alto y variable de acuerdo a 
la etapa fisiológica del animal, y también a su función zootécnica (Lanuza, 2006). 
 
Por ejemplo, la cantidad de proteína requerida para los animales jóvenes que se 
encuentran en crecimiento es mayor y disminuye de manera gradual hasta la 
madurez, donde sólo se necesita una cierta cantidad de proteína suficiente para 
mantener los tejidos corporales en buen estado (proteína para mantenimiento). De 
igual manera, si el fin zootécnico del animal es producción de carne, en la etapa 
de engorde se requiere una menor cantidad de proteína que la de los animales en 
crecimiento y una mayor necesidad de energía (Church & Pond, 2010). 
 
17 
 
Sin embargo, funciones relacionadas con la producción como la preñez y la 
lactancia, aumentan las necesidades de proteína debido al aumento de la 
actividad metabólica y a la salida de proteínas en los productos de dichas etapas, 
como por ejemplo, la leche. Es por eso que en este tipo de etapas se requiere una 
mayor cantidad de proteína (proteína para mantenimiento más proteína para 
producción) (Church & Pond, 2010). 
 
2.8 FRACCIONES DE LA PROTEÍNA. 
 
La proteína contenida en la planta o alimento a estudiar, se encuentra dividida en 
tres fracciones: Nitrógeno No Proteico (NNP), Proteína Verdadera y Proteína 
Indigerible. Éstas se definen como Fracción A (NNP), Fracción B (Proteína 
Verdadera) y Fracción C (Proteína no aprovechable). La Proteína Verdadera o 
Fracción B, a su vez, se divide en tres subfracciones: B1, B2 y B3, basadas en los 
distintos niveles de degradación que tienen en el aparato digestivo (rumen e 
intestino) y la velocidad con que las fermentan los microorganismos del animal 
rumiante (Krishnamoorthy et al, 1982). La fracción A y B1 son solubles en un 
solución amortiguadora de pH=6.8 (aproximadamente el pH contenido en el 
rumen); para diferenciar una fracción de otra, se realiza una precipitación de la 
fracción B1 (Licitra et al, 1996). 
 
 
18 
 
2.8.1 Nitrógeno No Proteico (Fracción A) 
 
En la fracción A se encuentran moléculas como nitratos, urea, aminoácidos y 
péptidos, las cuales son solubles y fácilmente convertidas por las bacterias 
ruminales en amoniaco, por lo que esta fracción es aprovechable por los 
microorganismos presentes en el rumen cuando hay aporte adecuado de energía. 
 
 
Por otra parte el amoniaco absorbido es transformado en urea, una parte de está 
en el mismo epitelio ruminal y regresa, y otra parte en el hígado del animal la cuál 
pasa a sangre y una parte significativa regresa nuevamente al tracto digestivo a 
Figura 6. Digestión y metabolismo ruminal de 
las proteínas (Díaz & Nava, 2008). 
 
19 
través de las glándulas salivales y al llegar al compartimiento retículo-ruminal es 
reutilizada por los microorganismos que la transforman en proteína microbiana la 
cual al transcurrir hacia intestino es digerida y absorbida como proteína de 
adecuado valor nutritivo, como se representa en la Figura 6, convirtiéndose en una 
fuente importante de aminoácidos para los rumiantes (Sniffen et al, 1992; Church 
& Pond, 2010). 
 
2.8.2 Proteína Verdadera 
La proteína verdadera o fracción B se subdivide en las fracciones B1, B2 y B3. 
2.8.2.1 Fracción B1 
Corresponde a proteína verdadera rápidamente degradable en el rumen, sin 
embargo se encuentra comúnmente en poca cantidad. Los compuestos proteicos 
que se obtienen en esta parte son en su mayoría globulinas y en poca cantidad, 
albúminas. 
 
Las globulinas son proteínas compuestas de agregados biológicamente activos 
como las enzimas, nucleoproteínas y proteínas de membrana (Melesio et al, 
2008), las cuales son escasamente solubles en agua pura, pero solubles en 
soluciones salinas diluidas (Amaya-Farfán, 1994; Goesaert et al, 2005). Es una 
proteína globular que suele estar integrada por varias cadenas polipeptídicas 
(Blanco, 1990). 
 
 
 
20 
2.8.2.2 Fracción B2 
Proteína que se degrada principalmente en rumen y muy poco en intestino 
delgado. Permanece en el rumen durante más tiempo, pues depende de la 
cantidad de Fibra Detergente Neutro (FDN) que los microorganismos logran 
degradar. Debidoal blindaje que proporciona la FDN de la pared celular del tejido 
a la proteína intracelular; provoca que la velocidad de paso en el rumen sea más 
lenta que la fracción B1. En esta fracción, los compuestos que se encuentran son 
mayormente albúminas y glutelinas. 
 
Las albúminas son proteínas globulares igualmente compuestas de agregados 
biológicamente activos y ricas en aminoácidos indispensables como la lisina y el 
triptófano (Melesio et al, 2008), fácilmente soluble en agua que tiene la capacidad 
de coagular con el calor y que al agregarle soluciones salinas saturadas precipita 
(Amaya-Farfán, 1994; Goesaert et al, 2005). 
 
Mientras que las glutelinas son proteínas solubles en soluciones ácidas y alcalinas 
diluidas, por lo tanto precipitan con soluciones neutras (Amaya-Farfán, 1994; 
Goesaert et al, 2005). Aunque se encuentran principalmente en granos de 
cereales, existen en poca cantidad en otros tejidos vegetales. Desde un punto de 
vista nutritivo, se consideran proteínas “pobres” o de baja calidad por no poseer 
todos los aminoácidos indispensables en proporciones adecuadas (Blanco, 1990). 
 
 
 
21 
2.8.2.3 Fracción B3 
 
Se refiere a una proteína insoluble en solución detergente neutra. Ésta, es poco 
aprovechada en el rumen por que se encuentra asociada a la pared celular de la 
planta, principalmente FDN (Van Soest et al, 1991). Sin embargo, ante la acción 
del HCl en abomaso y el medio alcalino del duodeno, por la presencia de las sales 
biliares, la fracción B3 se separa de la FDN y se digiere en el intestino delgado 
para proporcionar ciertos aminoácidos necesarios en mayor cantidad (Church & 
Pond, 2010), actuando como proteína de sobrepaso. El tipo de proteína que 
abunda en esta fracción son algunas prolaminas vegetales. 
 
Las prolaminas son proteínas globulares solubles en soluciones alcohólicas 
(Amaya-Farfán, 1994; Goesaert et al, 2005). Se les conoce por ese nombre debido 
al alto contenido de prolina y amida de N, sin embargo, existen distintos grupos de 
prolaminas debido a que varían en el contenido de polipéptidos de distintas masas 
moleculares (Chiquito, 2011). 
 
2.8.3 Proteína Insoluble No Aprovechable o Fracción C 
 
Por otro lado, la fracción C se refiere a una proteína que es insoluble en solución 
ácido detergente. Se encuentra ligada covalentemente a lignina, por lo que no 
puede ser degradada por las bacterias del rumen ni digerida en intestino, lo que la 
convierte en proteína no aprovechable para el animal (Sniffen et al, 1992). De 
igual manera, otros productos que se encuentran asociados a este nulo 
 
22 
aprovechamiento de la proteína, son los compuestos derivados de la reacción de 
Maillard los cuales se producen en algunos forrajes que reciben tratamiento(s) que 
incluyen sobrecalentamiento (temperatura > 72°C, como por ejemplo: 
deshidratación mecánica artificial, molido en motor de rodillos, peletizado, etc.). 
 
2.9 DIGESTIBILIDAD 
 
Church & Pond (2010), definen a la digestión como “la preparación de los 
alimentos para la absorción, que incluye fuerza mecánica (como masticar), 
actividad química o hidrólisis del alimento por enzimas o por microorganismos”. En 
otras palabras, el fin es reducir (generalmente mediante hidrólisis) los alimentos a 
un tamaño molecular que permita la absorción de los nutrimentos. 
Por lo tanto, se necesita tener conocimiento de qué tan aprovechable es el 
alimento de acuerdo a la absorción de nutrimentos en el organismo. Es por eso 
que se realizan pruebas de digestión para determinar la proporción de los 
nutrimentos de una dieta o alimento que son absorbidos en el conducto 
gastrointestinal, a esto se le conoce como digestibilidad, la cuál, se determina 
indirectamente a partir del material o de los nutrimentos presentes en las heces, 
por lo que se denomina como digestibilidad aparente (Dryden, 2008). 
Enfocado a forrajes, la digestibilidad es valorada por la potencia de los 
compartimentos gástricos del estómago de los rumiantes respecto a la resistencia 
del forraje a ser degradado por la presencia de microorganismos y jugos 
 
23 
digestivos de manera tal que la parte que no se digiere, es expulsada por el animal 
en forma de excremento (Dryden, 2008). 
Algunas de las pruebas para determinar la digestibilidad que se realizan 
actualmente son las siguientes (Trejo, 2015): 
 Digestibilidad in vivo. Determina la cantidad de nutrimentos ingeridos y los 
presentes en las heces para realizar una diferencia de lo que se aprovechó 
en el tracto digestivo respecto a lo que se expulsó en heces. 
 Digestibilidad in situ. Utilización del rumen del animal vivo donde a través de 
una cánula ruminal se le introducen bolsas de nylon (con un tamaño de 
poro específico) que contengan el alimento de interés y se cuantifica la 
desaparición de éste en intervalos de tiempo y al final, por medio de la 
diferencia de peso, se determina la cantidad digerida. 
 Métodos con indicadores o marcadores. Uso de una sustancia de referencia 
que sea fácilmente detectable en el alimento y en las heces. 
 Método enzimático. Uso de técnicas enzimáticas para predecir la 
fermentación microbiana del rumen, o la digestión intestinal, aunque es 
importante tomar en cuenta que algunas enzimas no actúan igual que las 
que se encuentran en tracto digestivo del rumiante. 
 Digestibilidad in vitro. Es de las técnicas más utilizadas debido al bajo costo 
y que permite obtener resultados confiables comparables a los de la 
digestibilidad in vivo. 
 
 
24 
2.9.1 Digestibilidad in vitro de la Materia Seca de Tilley y Terry 
 
La técnica consiste en realizar una simulación, en condiciones controladas, de la 
digestibilidad del tracto digestivo que realizan los rumiantes, y consta de dos 
fases: La primera, es una simulación al paso del alimento en el rumen, en donde 
ocurre una fermentación utilizando líquido ruminal que contienen la microbiota 
propia del rumen. La segunda fase consta de una digestión ácida utilizando 
pepsina ácida, la cual simula el paso por el estómago del animal (Church & Pond, 
2010). 
Esta técnica es útil para seleccionar forrajes o caracterizarlos de manera general 
para su consumo por rumiantes. Como ya se mencionó antes, es la técnica más 
usada por el bajo costo y se conocen dos maneras de realizarla (Dryden, 2008; 
Church & Pond, 2010): 
 Técnica de Tilley y Terry. Mencionada al principio de ésta sección. Una vez 
terminadas las dos fases, por diferencia de peso se determina la cantidad 
que no fue digerida comparada con la que se sometió en un principio a la 
simulación. 
 Producción de gas. Parecida a la técnica de Tilley y Terry pero considera 
que la fermentación anaeróbica que ocurre en el rumen, produce 
compuestos como ácidos grasos volátiles, CO2 y CH4. Por lo que se 
determina el volumen de gas producido en la fermentación a ciertos 
intervalos de tiempo con el fin de conocer el momento donde ocurre la 
 
25 
mayor cantidad de gas producido y por lo tanto, donde hay una mayor 
actividad de digestión de la muestra. 
3. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL 
3.1 Muestreo 
Se utilizaron nueve ecotipos distintos de Leucaena que fueron colectados en la 
región tropical del sur de México dos años antes de la evaluación efectuada en el 
presente estudio. Las semillas de dichos ecotipos se establecieron en el Campo 
Experimental “Tuxpan”, en Iguala de la Independencia, Guerrero, perteneciente al 
Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP), 
en terrenos destinados para la plantación e investigación de maíz, oleaginosas y 
forrajes que se ocupan para la alimentación animal, entre ellos, se encuentran las 
leguminosas con posible potencial forrajero (INIFAP, 2016). Primero se colocaron 
en macetas y al alcanzar las plantas 50 cm (cuatro meses de edad 
aproximadamente) se trasplantaron nueve plantas a parcelas de 4 m largo x 3 m 
ancho (1 m de separaciónentre plantas) en un predio del Campo Experimental 
“Tuxpan”, bajo un diseño experimental de bloques con arreglo de parcelas 
divididas. Cada ecotipo contaba con tres parcelas a las cuales se les nombró 
repetición 1, 2 y 3 respectivamente como se muestra en la Figura 7. 
 
Un año después de efectuar el trasplante, se realizó un corte de uniformización 
con el fin de que todas las plantas tuvieran un crecimiento parejo. Se obtuvieron 
muestras de los 9 ecotipos pertenecientes a la especie Leucaena (Leucaena 
leucocephala). De esas parcelas se cosecharon hojas en dos etapas fenológicas: 
 
26 
Rebrote de 8 semanas de edad y hojas presentes en la etapa donde se usa como 
referencia que el ejote está inmaduro (ejote tierno), más no se recolectó el ejote. 
 
 
En cada repetición se obtuvo al azar una muestra correspondiente a cada etapa 
fenológica (aproximadamente 400 g forraje húmedo) que incluyó hojas (peciolo y 
foliolos) de las ramas de dos plantas tomadas al azar del interior de cada parcela; 
después del corte se identificaron debidamente, se refrigeraron en hieleras y se 
trasladaron de inmediato al laboratorio de Bromatología del Departamento de 
Nutrición Animal y Bioquímica, en la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia 
de la UNAM. Por lo tanto, se integraron 18 tratamientos: 9 ecotipos x 2 etapas 
fenológicas, con tres repeticiones cada uno. 
 
 
 
 
Figura 7. Ejemplo del diseño experimental de 
parcelas divididas 
 
27 
En el Cuadro 1 se muestran los nombres y origen de los ecotipos utilizados. 
Cuadro 1. Nombre y origen de los ecotipos de Leucaena 
Ecotipo Origen 
I) H-15, F-10 Guerrero 
II) 2012-12-19, A-1 Chiapas 
III) 2012-11-29, A-1 Guerrero 
IV) 2012-11-21, E-3 Morelos 
V) 2013-03-21, A-6 Guerrero 
VI) 2013-01-27, A-1 Guerrero 
VII) 2012-11-30, 5-1 Chiapas 
VIII) 2013-03-01, A-6 Guerrero 
IX) 29/11/2012, H-1 Guerrero 
 
3.2 Trabajo Experimental 
 
Las muestras se congelaron a una temperatura de -20°C hasta el momento de 
deshidratarlas por liofilización en el equipo Edwards Freeze Dryer Super Modulyo, 
en condiciones de vacío durante 72 h. 
 
 
28 
Posterior a ese proceso, se molieron en un molino Thomas Wiley con criba de 1 
mm. A cada muestra se le determinó el N-Total mediante el método de Kjeldahl 
(954.01, AOAC) y con el resultado se estimó la cantidad de proteína bruta (PB, 
N*6.25). Además, se realizó el fraccionamiento de proteínas por medio del sistema 
de la Universidad de Cornell (Cornell Net Carbohydrate and Protein System, 
CNCPS, Sniffen et al, 1992), el cual consiste en determinar la proteína insoluble 
(PI) y proteína soluble verdadera (PSV) (Krishnamoorthy et al, 1982), por otra 
parte, la proteína insoluble en el residuo de fibra detergente ácido (PFDA) y 
proteína insoluble en el residuo de fibra detergente neutro (PFDN) (Van Soest et 
al, 1991). Con los resultados de los análisis se estimaron las fracciones de la 
proteína: A, B1, B2, B3 y C, a través del protocolo propuesto por Licitra et al, 1996. 
Además, a las muestras se les determinó la DIVMS (%) siguiendo la técnica de 
dos fases (Tilley & Terry, 1963). 
 
3.2.1 Proteína Bruta (PB) 
 
El método utilizado fue el propuesto por Johan Kjeldahl en 1883 el cual es 
actualizado por la AOAC (954.01). Este método se basa en la determinación de la 
cantidad de N total contenida en la muestra a través de la descomposición de la 
materia orgánica y consta de tres etapas: Digestión, Destilación y Valoración o 
Titulación (Gerhardt, 2015). 
 
29 
 
3.2.1.1 Digestión 
 
En la primera etapa, la muestra se somete a una digestión ácida con el uso de 
ácido sulfúrico concentrado en ebullición (aproximadamente 350-400°C) el cual 
produce la deshidratación y carbonización de la materia orgánica así como la 
oxidación del carbono contenido en la muestra a dióxido de carbono. El N orgánico 
que es propio de la muestra es transformado a amoniaco y se retiene en la 
solución en forma de sulfato de amonio. Teniendo así la siguiente reacción: 
 
Muestra(s) + H2SO4(aq) + Mezcla catalizadora(s) → CO2(g) + (NH4)2SO4(aq) + SO2(g) + 
H2SO4(aq) 
 
Como se observa en la reacción, se utiliza una mezcla catalizadora con el fin de 
abatir el punto de ebullición del ácido sulfúrico y así lograr acelerar la reacción; en 
este experimento se utilizó una mezcla catalizadora que constaba de los 
siguientes componentes: 
 Cantidad 
Sulfato de potasio 200 g 
Sulfato de cobre pentahidratado 20 g 
Selenio metálico. 5 g 
De esta mezcla, se agrega 1 g a cada tubo. 
 
 
30 
De igual manera, en la reacción se observa que en los productos queda un poco 
del ácido sulfúrico por lo que es inherente que al momento en que se realiza la 
digestión, el aparato esté conectado con una trampa con hidróxido de sodio con el 
fin de neutralizar los vapores ácidos que se generan. Visualmente, en esta etapa 
se observa que al momento de comenzar a carbonizarse la muestra, ésta tiene 
una coloración negra-marrón. Después de 1 a 2 horas aproximadamente se 
visualiza que la muestra obtiene una coloración verde esmeralda transparente, la 
cual es indicador de que se ha terminado de digerir la muestra. Para la siguiente 
etapa, la muestra obtenida de la digestión deberá enfriarse con el fin de parar la 
producción de los vapores ácidos. 
 
3.2.1.2 Destilación 
 
En la etapa de destilación, a la muestra que contiene el sulfato de amonio se le 
agrega agua para diluir el residuo ácido e inmediatamente después se agrega una 
solución alcalina de hidróxido de sodio al 32%, generando una reacción 
exotérmica donde libera el amoniaco en forma de gas amonio, como se describe 
en la siguiente reacción: 
 
(NH4)2SO4(aq) + 2NaOH → Na2SO4 (s) + 2NH3(g)↑ + 2H2O 
 
El residuo sólido que se observa en el tubo de digestión corresponde al sulfato de 
sodio, mientras que el gas amonio al liberarse, pasa por un refrigerante en el cual 
se condensa y es depositado en un matraz Erlenmeyer al que previamente se le 
 
31 
han colocado 75 mL de ácido bórico al 4%, mezclado con verde de Bromocresol 
como indicador. Al recibir el amoniaco dentro del matraz, ocurre una reacción 
donde se obtiene borato de amonio: 
 
NH3(g) + H3BO3(aq) → NH4H2BO3(aq) 
 
Visualmente, al reaccionar el sulfato de amonio con el ácido bórico ocurre un 
cambio de coloración dentro del matraz, el ácido bórico que presenta coloración 
verde, al momento de cambiar a borato de amonio, la solución se torna azul. Este 
cambio de coloración da paso a la última etapa de la determinación. 
 
3.2.1.3 Valoración de la solución 
 
También se conoce como la etapa de titulación, donde la solución de borato de 
amonio se valora con una solución de ácido clorhídrico normalizado (0.1 N) con el 
fin de cuantificar el volumen gastado del ácido para regresar a la solución de 
borato de amonio a ácido bórico de acuerdo con la siguiente ecuación: 
 
NH4H2BO3(aq) + HCl(aq) → H3BO3(aq) + NH4Cl(aq) 
 
De acuerdo con el indicador utilizado, de una coloración azul, al momento de 
titular con el ácido, la solución regresa al color verde inicial, indicando así el punto 
de equilibrio correcto para detener la titulación, y así obtener por estequiometría la 
cantidad de N contenido en la muestra de acuerdo con el siguiente cálculo: 
 
32 
 
 
Donde: 
mL HCl blanco = volumen titulado de ácido clorhídrico para el blanco 
mL HCl muestra = volumen titulado de ácido clorhídrico para la muestra 
N HCl = normalidad del ácido clorhídrico usado (generalmente 0.1 N) 
g muestra = gramos de muestra utilizados 
0.014 = meq del N 
 
Debido a que el método de Kjeldahl determina la cantidad de N total, se debe 
utilizar un factor de conversión para estimar la cantidad (%) de proteína bruta o 
total. 
 
Este factor generalmente toma el promedio de la cantidad de N contenidaen 100 
g de proteína, el promedio resulta de 100 g proteína/ 16 g N. Obteniendo así el 
valor de 6.25 como factor de conversión, por lo que al porcentaje de N obtenido de 
la determinación, se le multiplica dicho factor, llegando al resultado del porcentaje 
de proteína bruta o total. 
 
3.2.2 Proteína insoluble (PI) 
 
Para la determinación de la proteína insoluble se agita 0.5 g de muestra junto con 
5 mL de alcohol terbutílico al 10% y 5 mL de solución amortiguadora de 
borato/fosfato (pH= 6.8) con ayuda de un agitador tipo vórtex cada 5 min durante 
una hora. De esta manera comienza la separación de las proteínas que son 
 
33 
solubles en alcohol de las que no lo son, el pH ayuda a la precipitación de dichas 
proteínas solubles en alcohol y la agitación constante ayuda a la pronta 
separación. 
 
Posteriormente se realiza un filtrado al vacío con un matraz Kitasato, enjuagando 
la muestra con una mezcla de 150 mL de agua destilada y 30 mL del amortiguador 
borato/fosfato. El papel filtro con el residuo insoluble de la muestra se digiere para 
determinar proteína por el método de Kjeldahl y se conserva la solución que quedó 
en el matraz para la siguiente determinación. 
 
3.2.3 Proteína soluble verdadera (PSV) 
 
Una vez obtenida la solución en el matraz (habiendo descartado el residuo 
insoluble), se recolectan 70 mL de dicha mezcla con ayuda de una probeta de 100 
mL. El volumen obtenido se vacía en vasos de precipitados de 250 mL, se 
calienta y se le añade 1 mL de HCl al 50% cuando la solución se encuentra en 
ebullición. Las proteínas que son solubles a un pH de 6.8 se desnaturalizan al 
momento de agregar el HCl, por el descenso en el pH. 
 
Diez minutos después de que se agrega el ácido, se agregan 25 mL de CuSO4 al 
6%, dicha sal contiene un metal pesado que forma sales insolubles con las formas 
aniónicas de la proteína, es necesario un pH alcalino para modificar el punto 
isoeléctrico de la proteína (Melorose et al, 2015), por lo que, 10 min después de 
que continua la ebullición se agregan 25 mL de NaOH al 1.25%, provocando la 
 
34 
floculación de las proteínas solubles y conforme siga en calentamiento, la posterior 
precipitación de dichas proteínas, después de 30 min en ebullición. 
 
Se deja reposar por 24 h y transcurrido ese tiempo, se filtra enjuagando con agua 
destilada para su posterior determinación de N total por el método de Kjeldahl. 
 
3.2.4 Proteína insoluble ligada a FDN (PFDN) y a FDA (PFDA) 
 
Para las dos determinaciones (PFDN) y (PFDA) realizadas por duplicado, se 
utilizan tubos de ensaye 25 x 200 mm, en los cuales como primer paso se agrega 
0.25 g de la muestra y se le adicionan 25 mL de la solución detergente neutro 
compuesto por lauril sulfato de sodio, ácido etilen-di-amino-tetra-acético (EDTA), 
borato de sodio decahidratado, fosfato de sodio dibásico anhidro y trietilenglicol, 
para determinar la Fibra Detergente Neutra (FDN) y en la segunda determinación 
se agregan 0.25 g de muestra y 25 mL de la solución detergente ácida compuesta 
por ácido sulfúrico y bromuro de cetiltrimetilamonio (CTBA), para la Fibra 
Detergente Ácida (FDA). 
 
Los tubos se colocan en una freidora que contiene aceite a 95-100°C y se dejan 
en ebullición durante una hora. Realizando así una modificación al método de Van 
Soest et al, 1991. Dentro de la FDN se encuentran las fracciones de hidratos de 
carbono referidos a hemicelulosa, celulosa, lignina y cenizas insolubles en 
detergente ácido, mientras que la FDA sólo se encuentra celulosa, lignina, y 
cenizas insolubles en detergente ácido. 
 
35 
 
El filtrado se realiza al vacío en matraz Kitasato, enjuagando el residuo con agua 
destilada y después con acetona. El papel filtro con el residuo se digiere para 
determinar N por el método de Kjeldahl, con el fin de estimar con los resultados la 
cantidad de proteína que se encuentre ligada a ambas fracciones de fibra. 
 
3.3 Cálculo de las fracciones de la proteína 
 
Una vez que se realizan las cinco determinaciones en laboratorio (PB, PI, PSV, 
PFDN y PFDA), se calculan las fracciones de la proteína según la propuesta de 
Licitra et al (1996), el cual divide las proteínas solubles (fracción A y B1) de las 
insolubles (B2, B3 y C). 
 
3.3.1 Fracción A 
 
La fracción A se refiere a la parte de la proteína soluble que corresponde al N no 
proteico que es aprovechado por las bacterias contenidas en el rumen del animal, 
las cuales desechan NH3 después de dicha digestión. Se calcula por medio de la 
siguiente ecuación: 
 
%Fracción A= %PB - %PI - %PSV 
 
36 
 
3.3.2 Fracción B1 
 
La fracción B1 se refiere directamente a la proteína soluble verdadera, la que es 
rápidamente degradable en el rumen y muy aprovechable. Por lo tanto: 
 
%Fracción B1 = %PSV 
 
3.3.3 Fracción B2 
 
Se refiere a la fracción que es de lenta fermentación en el rumen, es decir, es 
lentamente degradable en el rumen y una mínima cantidad que no se fermente allí 
se llega a aprovechar en el intestino, esta fracción se calcula obteniendo la 
diferencia del porcentaje de proteína insoluble y el porcentaje de proteína insoluble 
en el residuo FDN: 
%Fracción B2 =%PI - %PFDN 
 
3.3.4 Fracción B3 
 
Esta fracción se conoce también como proteína de sobrepaso, pues es la cantidad 
de proteína que se encuentra protegida en una red de fibra detergente neutro, por 
lo que en rumen no se logra absorber pero si se aprovecha enteramente en el 
intestino, en donde la fibra se desbarata parcialmente y la proteína se digiere. Se 
 
37 
calcula por medio de la diferencia entre la proteína insoluble en fibra detergente 
neutra y la proteína insoluble en fibra detergente ácido. 
 
%Fracción B3 = %PFDN - %PFDA 
 
3.3.5 Fracción C 
 
Por último, la fracción C es referida a la proteína no digerible, es decir, que no se 
aprovecha, debido a que esta proteína se enlaza covalentemente a la lignina 
(compuesto polifenólico no biodisponible) y a otros compuestos poliméricos 
resultantes de la Reacción de Maillard. Dichos compuestos se consideran dentro 
de la FDA, por lo tanto: 
%Fracción C = %PFDA 
 
3.4 Digestibilidad in vitro de la Materia Seca 
 
La técnica consiste en realizar una simulación de la digestibilidad del tracto 
digestivo que realizan los rumiantes, y consta de dos fases. En la primera fase, se 
utilizan tubos Falcon de 50 mL en donde se colocan 0.25 g de muestra junto con la 
solución amortiguadora de McDougall (que simula a la saliva del animal) 
compuesta por dos soluciones con la siguiente composición: 
 
 
Comentario [UdW2]: Ojo en algunos 
casos indicas buffer y en otros solución 
amortiguadora, homologar esos términos 
 
38 
Solución 1 (1 L) Solución 2 (10 mL) 
Na2HPO4 3.7 g NaCl 0.47 g 
NaHCO3 9.8 g KCl 0.57 g 
Agua desionizada a 40°C 1 L CaCl2 40 mg 
 MgCl2 60 mg 
 Agua destilada 10 mL 
 
En 1 L de la solución amortiguadora se mezcla 250 mL de líquido ruminal 
previamente obtenido de 3 animales (ovinos) (Figura 8) preliminarmente 
adaptados al alimento a analizar que se utiliza como agente inoculante, el cual se 
mantiene en burbujeo con CO2 con el fin de saturar la solución para mantener las 
condiciones anaerobias que necesitan los microorganismos; De esta combinación 
se agregan 25 mL a cada tubo. En un ambiente completamente anaerobio 
adicionando CO2 durante un minuto, se incuban en baño María a 39°C con 
agitación (movimiento cada 2-3 segundos) durante 48 h. 
 
Transcurrido el tiempo, comienza la segunda fase en donde los tubos se 
centrifugan a 2000-3000 rpm durante 10 min, se decanta para desechar el 
sobrenadante y posteriormente se agrega 25 mL de soluciónde pepsina ácida 
Figura 8. Obtención de líquido ruminal 
 
39 
1:10000, como se muestra en la Figura 9, 
con el fin de continuar la incubación con 
agitación a 39°C durante otras 48 h. 
Posteriormente, se interrumpe la 
incubación y se filtra al vacío el residuo 
sólido que quedó de la muestra en una 
rodaja con peso conocido para posteriormente meter la rodaja con residuo al 
horno (55-60°C) y después de 24 h se pesa nuevamente la rodaja más residuo. 
Por diferencia se calcula la cantidad de materia seca que fue digerida en el 
proceso (Tilley & Terry, 1963). 
 
3.5 Análisis estadístico 
 
Los datos se analizaron por medio del ANDEVA (Análisis de varianza) para el 
diseño experimental de bloques anteriormente mencionado utilizando un arreglo 
de parcela dividida en el cual la parcela grande correspondió a ecotipo y la parcela 
chica a distinta etapa fenológica. Cuando se observó efecto (p≤0.05) de ecotipo o 
etapa fenológica se realizó la comparación de medias a través de Tukey por medio 
del programa SAS® for Windows® (9.1.3.). Además, se realizó el análisis de 
correlación múltiple de Pearson y de regresión lineal con una p<0.05 con el uso 
del programa Statistix® for Windows® (8.0). 
Figura 9. Inoculación de pepsina 
ácida y posterior incubación en 
baño maría. 
 
40 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Los resultados obtenidos en la presente investigación con respecto a los análisis 
de proteína bruta, proteína insoluble, proteína soluble verdadera, proteína 
insoluble en fibra detergente neutro y proteína insoluble en fibra detergente ácido, 
mostraron interacción (p<0.05) de los factores etapa fenológica por ecotipo, sobre 
todos los compuestos nitrogenados, fracciones de proteína y la digestibilidad in 
vitro de la materia seca (DIVMS) analizados (Cuadro 1 de Apéndice). 
De acuerdo con Juárez et al (2005) esos compuestos nitrogenados (NNP, proteína 
verdadera o N ligado a los hidratos de carbono estructurales de la fibra) son las 
sustancias más móviles en las leguminosas debido a la actividad fotosintética y 
metabólica de las especies, lo cual les permite por un lado, aprovechar 
eficientemente la fijación del N y registrar crecimientos muy acelerados que se 
traducen en rendimientos mayores a 10 ton de materia seca por hectárea por año, 
por otro lado, la característica de las leguminosas como Leucaena leucocephala 
de poder fijar en el suelo más de 280 kg de N/hectárea/año beneficiando la 
fertilidad de este; y por consiguiente el valor nutritivo de las pasturas 
concomitantes. 
 
 
41 
4.1 Proteína bruta (PB) 
 
Como se mencionó anteriormente, el efecto de interacción de los factores 
estudiados es la causa conjunta de la cantidad de proteína en cada ecotipo 
analizado. Sin embargo, se desglosa el efecto principal debido a ecotipo o etapa 
fenológica para resaltar diferencias importantes en cada fracción y su 
aprovechamiento como fuente de nutrimentos. 
 
En cuanto al contenido de PB (N total x 6.25) la Figura 10 muestra la cantidad 
(p<0.05) que registró esta especie por efecto de ecotipo y etapa fenológica. La 
mayoría de los ecotipos manifestaron mayor cantidad de PB en la etapa de rebrote 
y menor concentración en la etapa de ejote tierno, sin embargo, dos ecotipos 
2012-11-29, A-1 y 2012-11-21, E-3, registraron valores más altos de PB en esta 
última etapa (29.08% y 28.34%, respectivamente). El ecotipo 2012-11-29, A-1 en 
la etapa de ejote tierno fue el que registró la mayor cantidad de PB de todos los 
materiales analizados. Por el contrario, la menor cantidad (19.36%) la registró el 
ecotipo: 29/11/2012, H-1, en la etapa de ejote tierno. Este resultado de 
disminución de la cantidad de proteína al aumentar la edad de la leguminosa 
manifestado por la mayor parte de los ecotipos de Leucaena, es similar al que 
reportó Olivos (2015) al analizar los cambios en contenido de PB en la variedad 
Cuningham de Leucaena leucocephala cosechada a tres edades (6, 9 y 12 
semanas) en La Posta, INIFAP, Paso del Toro, Veracruz, aquellos investigadores 
concluyeron que el contenido de PB disminuyó linealmente (p<0.05) (23.12%, 
20.69% y 19.44%, respectivamente) al aumentar la edad de la leguminosa. 
 
42 
Sin embargo, el comportamiento de mayor cantidad de PB en una etapa madura 
de la planta mostrado por los ecotipos 2012-11-29, A-1 y 2012-11-21, E-3, indica 
que la respuesta mediada genéticamente en cada ecotipo, es distinta 
probablemente por las condiciones de suelo y medio ambiente en las que se lleva 
a cabo su evolución. 
FIGURA 10. Porcentaje de proteína bruta en nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas. 
a,b,c,d,e,f,g – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
A, B - literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa (p<0.05). Se muestran los 
valores promedio ± error estándar de la media (n= 6). 
 
 
 
 
43 
4.2 Proteína Insoluble (PI) 
 
En cuanto al contenido de proteína insoluble se observa (Figura 11) que en todos 
los ecotipos existe un aumento de su valor en la etapa de ejote tierno a 
comparación de la etapa de rebrote. El ecotipo con mayor cantidad es el 2012-11-
21, E-3 con un 23.65% de PI en la etapa de ejote tierno, en contraste con el 
ecotipo de menor cantidad que fue el 2012-11-30, 5-1 con 15.75% de PI en la 
etapa de rebrote. 
Esta mayor cantidad de PI en la etapa de ejote tierno se debe a que dentro de la 
proteína insoluble se encuentra la proteína que está ligada a compuestos 
estructurales de la pared celular de la planta, los cuales aumentan a medida que la 
leguminosa se acerca a su fase madura como es la etapa de ejote tierno (Guevara 
et al, 2011). 
Este incremento en la cantidad de PI al avanzar la edad de la Leucaena también 
fue reportado por Olivos (2015) cuando cosecharon la variedad Cuningham de 
esta leguminosa a las 6, 9 y 12 semanas en La Posta, INIFAP, Paso del Toro 
Veracruz. 
 
 
 
 
 
 
44 
 
 
 
4.2 FIGURA 11. Porcentaje de proteína insoluble en nueve ecotipos de Leucaena 
leucocephala durante dos etapas fenológicas. 
a,b,c,d,e,f,g,h,i – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
A,B - literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa (p<0.05). Se muestran los 
valores promedio ± error estándar de la media (n= 6). 
 
 
 
45 
4.3 Proteína soluble verdadera (PSV) 
 
Para el caso de la proteína soluble verdadera se muestra (Figura 12) que en todos 
los ecotipos se registró mayor cantidad (p<0.05) de PSV en la etapa de rebrote a 
comparación de la etapa de ejote tierno. El ecotipo con mayor cantidad de PSV 
(1.78%) es el ecotipo H-15, F-10 en la etapa de rebrote; mientras que el ecotipo 
que manifestó menor cantidad de PSV (0.23%) fue 2013-03-01, A-6 en etapa de 
ejote tierno. 
Esas cantidades de PSV fueron similares a las que registró Olivos (2015) en la 
variedad Cuningham de esta leguminosa cuando la cosechó a las 6, 9 y 12 
semanas en La Posta, INIFAP, Paso del Toro Veracruz. 
 
46 
 
 
FIGURA 12. Porcentaje de proteína soluble verdadera en nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas. 
a,b,c – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
A,B - literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa (p<0.05). 
Se muestran los valores promedio ± error estándar de la media(n= 6). 
 
 
 
 
 
47 
4.4 Proteína insoluble ligada al residuo de FDN (PFDN) 
 
En cuanto al contenido de (FDNPB) se muestra (Figura 13) que en todos los 
ecotipos existe mayor (p<0.05) cantidad en la etapa de ejote tierno, en 
comparación al contenido de (PFDN) en etapa de rebrote. El ecotipo con mayor 
cantidad de PFDN (16.55%) es el H-15, F-10 en la etapa de ejote tierno. Por otro 
lado, el ecotipo que registró una menor cantidad de PFDN fue: 29/11/2012, H-1 en 
etapa derebrote (3.50%.). Estas cantidades de PFDN son equivalentes a 63% y 
13%, respectivamente, de la proteína total presente en los ecotipos señalados. 
Este intervalo es similar al que Chamorro (2002), registró en diversas leguminosas 
arbóreas estudiadas en Colombia. Su importancia radica en que en el rumen, 
cierta cantidad de esa proteína puede escapar a la degradación ruminal y pasar al 
intestino sin modificaciones, a ésta se le denomina proteína de paso o sobre 
pasante. La proteína microbiana, pasa con las proteínas de la ración que no 
fueron modificadas a través del omaso, abomaso, hasta el intestino en donde son 
digeridas por acción de enzimática (pepsina, tripsina, quimiotripsina, 
carboxipeptidasa y aminopeptidasas) (Dryden, 2008). 
Por lo tanto, la fracción de la proteína de la dieta de mayor eficiencia para el 
rumiante es el N verdadero ligado a la fibra en detergente neutro que en el rumen 
se utiliza del 10-25%; el resto pasa al intestino delgado donde las proteasas 
intestinales digieren el 80% de esta proteína. 
 
 
 
48 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 13. Porcentaje de proteína ligada al residuo de FDN en nueve 
ecotipos de Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas. 
a,b,c,d,e,f – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
A,B - literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa (p<0.05). 
Se muestran los valores promedio ± error estándar de la media (n= 6). 
 
 
 
49 
4.5 Proteína insoluble ligada al residuo de FDA (PFDA) 
 
En cuanto a la cantidad de proteína ligada al residuo de fibra detergente ácido 
(PFDA) se observa (Figura 14) que también en todos los ecotipos el porcentaje de 
PFDA fue mayor (p<0.05) en la etapa de ejote tierno que en la etapa de rebrote. 
Los ecotipos que registraron mayor (p<0.05) concentración de PFDA en etapa de 
ejote tierno fueron: H-15, F-10; 2012-12-19, A-1; 2012-11-29, A-1 y 2012-11-21, E-
3 (8.98%, 8.63%, 8.92% y 8.69%, respectivamente); en cambio, en etapa de 
rebrote, los ecotipos que manifestaron menor cantidad de PFDA fueron: 2012-11-
30, 5-1; 2013-03-01, A-6; 29/11/2012, H-1; los tres, con un valor de 1.22%. 
Las cantidades correspondientes a la etapa de ejote tierno fueron similares a los 
valores de PFDA reportados por Chamorro (2002) en un estudio realizado en 
Colombia que incluyó varias leguminosas, el cual registró en T. gigantea y E. 
cyclocarpum promedios de 8.81% y 8.83% de PFDA, respectivamente. En cambio, 
Olivos (2015) investigó Leucaena leucocephala var. Cuningham proveniente de La 
Posta INIFAP, Paso del Toro, Veracruz, a las 6, 9 y 12 semanas de rebrote, sin 
alcanzar la etapa de ejote tierno, registró valores de PFDA (3.90, 3.13 y 2.34%, 
respectivamente), cantidades ligeramente superiores a las registradas en la 
presente investigación. El incremento en PFDA en la etapa de ejote tierno se 
explica debido a que al aumentar la maduración de la planta los compuestos 
estructurales de la planta como hemicelulosa, celulosa y principalmente lignina, 
también aumentan. La importancia es que la cantidad de N ligada a la lignina que 
analíticamente es determinada como PFDA, es completamente indigestible para 
los animales domésticos (Dryden, 2008; Guevara et al, 2011; Gaviria et al, 2015). 
 
50 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 14. Porcentaje de proteína ligada al residuo de FDA en nueve 
ecotipos de Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas. 
 a,b,c – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
A,B - literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa (p<0.05). 
Se muestran los valores promedio ± error estándar de la media (n= 6). 
 
 
 
 
51 
4.6 Fracciones de la proteína 
 
Los resultados de las fracciones A, B1, B2, B3 y C de la proteína, calculados a 
partir de la metodología propuesta por Licitra et al (1996), así como la 
digestibilidad in vitro de la materia seca se muestran en el Cuadro 2 del Apéndice. 
Se registró interacción (p<0.05) de ecotipo por etapa fenológica, en todos las 
resultados de esta investigación. 
 
4.6.1 Fracción A 
 
Esta fracción es muy importante porque en ella se registra la cantidad de N no 
proteico (NNP) presente en el N total del forraje. Los resultados de la presente 
investigación muestran (Figura 15) que todos los ecotipos registraron mayor 
cantidad de NNP en la etapa de rebrote, siendo el ecotipo 29/11/2012, H-1 el que 
obtuvo valor más alto con 10.24%, mientras que el valor más bajo en la misma 
etapa lo posee el ecotipo 2013-03-01, A-6 con 6.47%. En la etapa de ejote tierno, 
se observa la disminución del contenido de NNP en todos los ecotipos, siendo la 
cantidad más alta el ecotipo 2012-11-29, A-1 con un valor de 5.81%, mientras que 
el ecotipo con el valor más bajo fue el 29/11/2012, H-1 con 0.57%. Los resultados 
de la etapa de rebrote de esta investigación son similares a los que Olivos (2015) 
registró en Leucaena leucocephala var, Cuningham proveniente de La Posta 
INIFAP, Paso del Toro, Veracruz, a las 6, 9 y 12 semanas de rebrote. Olivos no 
obtuvo diferencia en el contenido de NNP debida a la época de cosecha y registró 
 
52 
efecto lineal (p<0.01) de disminución del contenido de NNP al aumentar la edad 
de la leguminosa a la cosecha (5.74%a, 5.08%ab, 4.45%c, respectivamente). 
La proporción de NNP como parte de la proteína bruta (N total) estuvo entre 
38.03% en el valor más alto de la etapa de rebrote y 2.84% en el valor más bajo 
de la etapa de ejote tierno. La cantidad de NNP como porcentaje de la proteína 
bruta es mayor que la que reporta Fontenot (2002), pues señala que en forrajes 
frescos, hasta el 30% de la proteína, puede estar en forma de NNP. En la etapa de 
rebrote, el intervalo fue superior al que reportó Chamorro (2002) en su estudio 
realizado en Colombia sobre L. leucocephala, el registró una proporción de 
21.50%. La proporción de 2.84% de NNP registrada en el ecotipo: 29/11/2012, H-1 
en la etapa de ejote tierno, indica, por una parte, que en esta etapa la Leucaena 
leucocephala transforma la mayor parte de NNP en proteína verdadera, por la 
otra, señala la diferencia que existe entre los ecotipos para convertir el NNP en 
proteína verdadera, como se mencionó anteriormente por un mecanismo regulado 
genéticamente (probablemente de mayor adaptación) hacia las condiciones geo-
ecológicas en las cuales se desarrolla cada ecotipo. 
La cantidad de NNP registrada en los ecotipos de la presente investigación es 
aprovechada por los microorganismos del rumen que utilizan ese NNP para la 
síntesis de su proteína y multiplicación de sus células, las cuales al pasar al 
intestino son digeridas y contribuyen al aporte de proteína metabolizable útil para 
las distintas funciones y producción (becerros, crecimiento, carne, leche, etc.) por 
parte del rumiante. 
 
 
53 
 
 
 
 
FIGURA 15. Cantidad de fracción A contenida en nueve ecotipos de 
Leucaena leucocephala durante dos etapas fenológicas. 
a,b,c,d,e,f – literal distinta por columna indica diferencia por efecto de ecotipo (p<0.05). 
A,B - literal distinta por columna indica diferencia por efecto de etapa (p<0.05). 
Se muestran los valores promedio ± error estándar de la media (n= 6). 
 
 
 
54 
4.6.2 Fracción B1 (PSV) 
 
Los resultados de fracción B1 de la proteína son iguales a los que se comentaron 
anteriormente en la proporción de PSV, debido a que esta fracción es su 
equivalente. Por la razón expuesta, la fracción B1 fue la que se registró en menor 
cantidad en ambas etapas, si bien hubo diferencia (p<0.05) debida a la etapa y al 
ecotipo (Figura 16). Lo que hay que destacar, es que aun cuando esta fracción es 
pequeña, se aprovecha rápidamente en el rumen, por lo que es una fracción con 
una importancia nutricional alta para los microorganismos ruminales, que en 
primera instancia desaminan y transforman el N en amoniaco el cual puede ser 
reutilizado