Efecto-de-la-germinacion-de-semillas-de-cha-Salvia-hispanica-L -sobre-su-calidad-nutrimental

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
FACULTAD DE QUÍMICA 
EFECTO DE LA GERMINACIÓN DE SEMILLAS DE CHÍA (Salvia hispanica L.) 
SOBRE SU CALIDAD NUTRIMENTAL 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
QUÍMICA DE ALIMENTOS 
PRESENTA: 
RUTH ARELI BUENROSTRO RODRÍGUEZ 
CDMX 2018 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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JURADO ASIGNADO: 
PRESIDENTE: Dr. Hermilo Leal Lara 
VOCAL: QFB. Juan Diego Ortiz Palma Pérez 
SECRETARIO: Dr. Enrique Martínez Manrique 
1er. SUPLENTE: M.C. Bertha Julieta Sandoval Guillen 
2° SUPLENTE: M.C. Brenda Sánchez Salazar 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: Laboratorio de Bioquímica y Fisiología 
de Granos de la FES Cuautitlán, UNAM. 
ASESOR DEL TEMA: 
Dr. Enrique Martínez Manrique 
SUPERVISOR TÉCNICO: 
I.A. Verónica Jiménez Vera 
SUSTENTANTE: 
Ruth Areli Buenrostro Rodríguez 
AGRADECIMIENTOS 
El presente trabajo se realizó en el Laboratorio de Bioquímica y Fisiología de Granos de 
la FES Cuautitlán, UNAM, como un proyecto del Taller Multidisciplinario de Procesos 
Tecnológicos de Cereales con el apoyo del programa PIAPI-1606. 
ÍNDICE 
RESUMEN ............................................................................................................................... - 7 - 
INTRODUCCIÓN ........................................................................................................................ - 8 - 
1. MARCO TEÓRICO ............................................................................................................... - 10 -
1.1 Chía (Salvia hispanica L.) ........................................................................................... - 10 - 
1.1.1 Origen e historia ................................................................................................... - 10 - 
1.1.2 Descripción botánica ............................................................................................ - 12 - 
1.1.3 Características de la semilla ................................................................................ - 15 - 
1.1.4 Composición nutrimental de la semilla ................................................................. - 16 - 
1.1.5 Cultivo de chía en México y alrededor del mundo ................................................ - 22 - 
1.2 Semillas y germinación ............................................................................................... - 23 - 
1.2.1 Aspectos generales de las semillas ..................................................................... - 23 - 
1.2.2 Germinación en semillas ...................................................................................... - 24 - 
1.2.3 Condiciones de germinación ................................................................................ - 25 - 
1.3. Germinados como alimentos funcionales .................................................................. - 27 - 
1.4 Factores Antinutrimentales ......................................................................................... - 28 - 
1.4.1 Taninos ................................................................................................................ - 28 - 
1.4.2 Ácido fítico ........................................................................................................... - 29 - 
1.4.3 Inhibidores de tripsina .......................................................................................... - 30 - 
2. OBJETIVOS ........................................................................................................................ - 31 -
2.1 Objetivo general ......................................................................................................... - 31 - 
2.2 Objetivos particulares ................................................................................................. - 31 - 
3. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................. - 32 -
3.1 Cuadro metodológico.................................................................................................. - 32 - 
3.2 Material biológico ........................................................................................................ - 33 - 
3.3 Actividades previas ..................................................................................................... - 33 - 
3.3.1 Germinación de la semilla .................................................................................... - 33 - 
3.3.2 Obtención de muestra seca ................................................................................. - 33 - 
3.3.3 Medición de la plántula......................................................................................... - 33 - 
3.3.4 Índice de conversión ............................................................................................ - 34 - 
3.4 Análisis Químico Proximal (AQP) ............................................................................... - 34 - 
iii
3.4.1 Determinación de humedad por el método de sólidos totales y humedad en harina 
(925.09, AOAC) ............................................................................................................ - 34 - 
3.4.2 Determinación de porcentaje de proteínas por el método Microkjeldahl 
(954.01, AOAC) ............................................................................................................ - 35 - 
3.4.3 Determinación de porcentaje de lípidos o extracto etéreo por la técnica de extracción 
Soxhlet (920.39, AOAC) ................................................................................................ - 37 - 
3.4.4 Determinación de porcentaje de cenizas por el método de incineración 
(923.03, AOAC) ............................................................................................................ - 38 - 
3.4.5 Determinación de fibra por el método de fibra cruda o Weende (989.03, AOAC) . - 38 - 
3.4.6 Determinación de porcentaje de hidratos de carbono .......................................... - 39 - 
3.5 Determinación de la calidad de proteína ..................................................................... - 40 - 
3.5.1 Digestibilidad in vitro (Hsu et al., 1977) ................................................................ - 40 - 
3.5.2 Determinación de triptófano (Rama Roa et al., 1974) .......................................... - 41 - 
3.6 Factores antinutrimentales ........................................................................................ - 41 - 
3.6.1 Determinación de taninos (ISO 9684, 1988). ........................................................ - 41 - 
3.6.2 Determinación ácido fítico (Haug y Lantzsch, 1983) ............................................. - 42 - 
3.6.3 Determinación de inhibidores de tripsina (Kakade et. al., 1974) .......................... - 43 - 
3.7 Relación de Eficiencia Proteica (REP o PER en inglés) (960.48, AOAC).................... - 44 - 
3.8 Análisis estadístico ..................................................................................................... - 46 - 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................................ - 47 -
4.1 Crecimiento de plántula e índice de conversión.......................................................... - 47 - 
4.2 Análisis Químico Proximal .......................................................................................... - 49 - 
4.3 Calidad proteica: digestibilidad in vitro, contenido de triptófano y digestibilidad in vivo - 52 - 
4.4 Determinación de factores antinutrimentales .............................................................. - 55 - 
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ............................................................................... - 57 -
6. REFERENCIAS ................................................................................................................... - 60 -
i v 
ÍNDICE DE FIGURAS 
Figura 1. Mujer a punto de dar a luz con bebida de chía y carne de cola de tlacuache. 
Códice Florentino, libro XI, figura 171v. ............................................................................... - 10 - 
Figura 2. Chía fresca. Bebida a base de agua, jugo de limón y semillas de chía que sobrevive 
hasta nuestros días .............................................................................................................. - 11 - 
Figura 3. Planta de Chía (Salvia hispanica L.)...................................................................... - 13 - 
Figura 4. Cultivo de chía (Salvia hispanica L.) en los Altos, Jalisco ...................................... - 14 - 
Figura 5. Chía negra y chía blanca, con escala de 1 centímetro (A) y 1000 micras (B) ........ - 15 - 
Figura 6. Partes de una semilla de Ricinus communis ......................................................... - 24 - 
Figura 7. Etapas de germinación de una semilla .................................................................. - 26 - 
Figura 8. Estructura química de un tanino condensado ........................................................ - 29 - 
Figura 9. Estructura química del ácido fítico ......................................................................... - 30 - 
Figura 10. Culebra japonesa de las ratas utilizadas durante la experimentación .................. - 45 - 
Figura 11. Comparación de tamaño de las plántulas a los diferentes días de germinación .. - 48 - 
Figura 12. Germinados de chía de tres días ........................................................................ - 48 - 
Figura 13. Germinados de chía de cuatro días..................................................................... - 48 - 
Figura 14. Germinados de chía de cinco días ...................................................................... - 48 - 
Figura 15. Germinados de chía de seis días ........................................................................ - 48 - 
Figura 16. Variación del porcentaje de proteína conforme al tiempo de germinación de la 
semilla de chía. .................................................................................................................... - 50 - 
Figura 17. Variación del porcentaje de lípidos totales conforme al tiempo de germinación de la 
semilla de chía. .................................................................................................................... - 51 - 
v
ÍNDICE DE TABLAS 
Tabla I. Clasificación taxonómica de la chía (Salvia hispanica L.) propuesta por Lineo........ - 12 - 
Tabla II. Composición proximal de la semilla de chía mexicana. .......................................... - 16 - 
Tabla III. Ácidos fenólicos e isoflavonas presentes en chía (Salvia hispanica L.) ................. - 21 - 
Tabla IV. Producción mundial de chía .................................................................................. - 22 - 
Tabla V. Longitud de plántulas e índice de conversión de semillas de chía a diferentes tiempos 
de germinación .................................................................................................................... - 47 - 
Tabla VI. Resultados del Análisis Químico Proximal (AQP) de las muestras de germinados de 
chía de diferentes días ......................................................................................................... - 49 - 
Tabla VII. Resultados de digestibilidad in vitro y contenido de triptófano en germinados de Chía 
(Salvia hispanica L.). ............................................................................................................ - 53 - 
Tabla VIII. Resultados de Digestibilidad in vivo y PER ajustado para las dietas de caseína, chía 
control y germinado de chía ................................................................................................. - 54 - 
Tabla IX. Contenido de factores antinutrimentales en germinados de Chía 
(Salvia hispanica L.). ............................................................................................................ - 55 - 
iv
RESUMEN 
La chía (Salvia hispanica L.) es una planta herbácea anual originaria de Mesoamérica y 
nativa de las regiones montañosas de México, fue una semilla muy importante en la dieta 
prehispánica, pero su cultivo se vio desplazado por los conquistadores hasta casi 
desaparecer. Sin embargo, gracias a estudios científicos que han demostrado su alto 
valor nutrimental y poder antioxidante, ha resurgido el interés en la semilla en años 
recientes. Los germinados, por otra parte, surgen como una nueva forma de alimentación 
en el mundo occidental, siendo considerados alimentos funcionales debido a su valor 
nutritivo. Por eso, en el presente trabajo se evaluó la calidad nutrimental de los 
germinados de chía. Se probaron cuatro tiempos de germinación (3, 4, 5 y 6 días) 
determinando el crecimiento de la plántula, composición química del germinado, 
digestibilidad in vitro e in vivo, contenido de triptófano y la presencia de factores 
antinutrimentales (taninos, ácido fítico e inhibidores de tripsina). Se encontró un 
incremento en el tamaño de la plántula y el índice de conversión en relación directa con 
el tiempo de germinación, esto mismo ocurrió con el contenido de proteínas. Los lípidos 
disminuyeron conforme aumentaba el tiempo de germinación; la concentración de 
cenizas se mantuvo constante y la fibra tuvo un incremento al quinto día. La digestibilidad 
de la proteína del germinado fue similar a la de la semilla, tanto en la prueba in vitro como 
in vivo, y el contenido de triptófano decreció desde el tercer día de germinación. En los 
factores antinutrimentales, la concentración de taninos se incrementó significativamente 
al tercer día de germinación, pero permaneció constante durante los días siguientes, 
mismo comportamiento presentó el ácido fítico; los inhibidores de tripsina no presentaron 
diferencia significativa entre el contenido de la semilla y la de los germinados, a 
excepción del valor a los 4 días de germinación donde presentó un pico. Con base en 
los resultados obtenidos, se puede decir que el germinado de chía presentó una buena 
calidad nutrimental comparada con la semilla, y puede ser una opción nueva y diferente 
para el consumo de este alimento. 
- 7 - 
INTRODUCCIÓN 
La chía (Salvia hispanica L.), cuyo nombre proviene del vocablo náhuatl chian y significa 
semilla de la que se obtiene aceite (Salgado-Cruz et al., 2014), es una planta herbácea 
anual de origen Mesoamericano y nativa de las zonas montañosas de México, siendo la 
variedad nativa de la República la Chionocalyx fernald (SAGARPA, 2015). Crece 
apropiadamente en suelos arcillosos o arenosos, pero no tolera heladas ni crece en la 
sombra (Duarte, 2011). En la parte superior de la planta se encuentra una inflorescencia 
o racimo con flores que van de los tonos lilas a los blancos, una vez concluido el período
de floración estás se caen revelando un esquizocarpo de lóculos indehiscentes y dividido 
en cuatro fructificaciones llamadas mericarpios, dentro de estos se encuentra contenida 
la semilla de chía (Salgado-Cruz, 2014; Segura-Campos et al., 2014). 
Fue una semilla muy importante en la vida diaria durante la época prehispánica, ya queera utilizada como alimento, en la producción de aceites, como pago de tributos y como 
ofrenda para sus dioses (Ayerza & Coates, 2005; Rovati et al., 2012; Alonso-Calderón et 
al., 2013), pero el cultivo se vio desplazado con la llegada de los conquistadores hasta 
casi desaparecer (Ayerza, 2008). 
Gracias a recientes estudios científicos que han demostrado su alto valor nutrimental y 
poder antioxidante, ha resurgido el interés en ella en los últimos años, ya que es una 
buena fuente de proteínas, ácidos grasos (principalmente de omegas 3 y 6) y de fibra 
(Olivos-Lugo et al., 2010), así como de vitaminas y minerales (Muñoz et al., 2013; 
Salgado-Cruz et al., 2014); además presenta varios de los compuestos antioxidantes 
más potentes de origen natural, como el ácido rosmárico, el ácido protocatéquico, ácido 
cafeico, ácido gálico y daidzeína (Martínez & Paredes, 2014). 
El consumo de chía se ha incrementado en los últimos años, actualmente México 
cosecha anualmente alrededor de 7 mil toneladas de chía (SAGARPA, 2017), 
colocándose como el cuarto productor a nivel mundial (Scalise, 2014). Sin embargo, el 
mercado de la chía se encuentra estancado debido a que cada vez más países la 
- 8 - 
producen, provocando que aquellos que en un principio se encontraban como principales 
productores (como México) tengan que competir con otros, principalmente en el tema de 
la exportación. 
Los germinados, por otra parte, surgen como una nueva forma de alimentación en el 
mundo occidental y han sido considerados alimentos funcionales debido a su valor 
nutritivo que incluye un alto contenido de aminoácidos, fibra, elementos traza y vitaminas, 
así como flavonoides y ácidos fenólicos (Pásko et al., 2009). 
Análisis científicos realizados a otros germinados, como amaranto, soya y quínoa, han 
demostrado la gran calidad nutricia de estos, ya que se mejora la digestibilidad de su 
proteína y disminuye la concentración de factores antinutrimentales. Con base en lo 
anterior, se decidió trabajar con germinados de chía, planteando como objetivo general 
el evaluar el efecto de la germinación de la chía sobre su calidad nutrimental, 
comparando esta contra la de la semilla y determinar si es mejor su consumo como 
germinado. 
Para cumplir con este objetivo se evaluaron las condiciones de germinación de la semilla 
de chía a 25 °C y en ausencia de luz, por 3, 4, 5 y 6 días, mediante el crecimiento de la 
plántula y el índice de conversión, debido a que no hay estudios previos donde hayan 
germinado chía mexicana para tomarlos como referencia. 
Se determinó el efecto del tiempo de germinación de la semilla de chía sobre su calidad 
nutrimental mediante un análisis químico proximal (AQP), digestibilidad in vitro e in vivo 
y contenido de triptófano en la proteína del germinado. Finalmente se evaluar los factores 
antinutrimentales (taninos, ácido fítico e inhibidores de tripsina) presentes en los 
germinados y se analizó su comportamiento conforme al tiempo de germinación. 
 
 
 
 
 
- 9 - 
 
1. MARCO TEÓRICO 
1.1 Chía (Salvia hispanica L.) 
 
1.1.1 Origen e historia 
 
La palabra “chía” es una adaptación al español del vocablo náhuatl chian o chien en 
plural, que significa "semilla de la que se obtiene aceite" (Salgado-Cruz et al., 2014). Es 
un cultivo anual cuyo origen procede del suroeste de nuestro país y noreste de América 
Central. 
Existe evidencia de que la chía comenzó a usarse para la alimentación humana en la 
época precolombina, aproximadamente en el 3500 a.C. (Beltrán-Orozco & Romero, 
2003). Entre los años 2600 – 2000 a.C. comenzó su cultivo en el Valle de México por las 
civilizaciones Teotihuacanas y Toltecas antes de que los Aztecas se establecieran en 
este territorio. Su cultivo era únicamente superado por el maíz y el frijol, y seguido por el 
amaranto, lo que denota la importancia de este (Cahill, 2003; Vázquez-Ovando et al., 
2010; Muñoz et al., 2013). 
 
Figura 1. Mujer a punto de dar a luz con bebida de chía y carne de cola de tlacuache. 
Códice Florentino, libro XI, figura 171v. 
Fuente: Arqueología Mexicana, 2007 
 
- 10 - 
 
En el códice Florentino (figura 1), escrito por Fray Bernardino de Sahagún y que 
transcribe la “Historia general de las cosas de la Nueva España”, se detalla la importancia 
de esta semilla y se describen aspectos de producción, comercialización y uso por los 
Aztecas y Mayas, y aunque para éstos últimos no existe evidencia de que realizaran su 
cultivo, comerciaban intensamente con los centros Teotihuacanos, un hecho que duró 
por varios siglos y que hace suponer que la chía también era conocida por este pueblo 
precolombino, el cual ocupó una gran parte de México, Guatemala, Honduras y El 
Salvador (Ayerza & Coates, 2005). 
Como alimento se utilizaba en las comidas diarias, en forma de harina, mezclada con 
otros alimentos desde las tortillas hasta los tamales, emulsionada en agua y jugos para 
obtener bebidas refrescantes, uso que persiste hasta nuestros días en forma de una 
bebida conocida como “chía fresca” (figura 2) que consistía en agua, jugo de limón y 
semillas de chía (Valdivia-López & Tecante, 2015; Muñoz et al., 2013) y en forma de 
chiapinolli, semillas de chía tostadas y trituradas (Reyes-Caudillo et al., 2008; Cahill, 
2003). 
 
Figura 2. Chía fresca. Bebida a base de agua, jugo de limón y semillas de chía que sobrevive 
hasta nuestros días 
Fuente: Chía Seed Super Foods, 2014 
 
- 11 - 
 
Tuvo otros usos, por ejemplo: en el campo de la medicina y en la producción de aceites 
que servían de base para pinturas decorativas o en ungüentos cosméticos (Ayerza & 
Coates, 2005). Además de ser un cultivo de gran relevancia en la dieta de los Aztecas, 
también formaba parte de sus cultos religiosos y era ofrendada a los Dioses (Alonso-
Calderón et al., 2013). 
Durante las guerras, su consumo fue indispensable por su condición energizante, y se 
usó para pago de tributos anuales por parte de los pueblos conquistados por los aztecas, 
recibiendo entre 5000 y 15000 toneladas de chía en su capital Tenochtitlan (Códice 
Mendoza, 1542; Rovati et al., 2012). 
A pesar de ser una especie botánica domesticada por los pueblos mesoamericanos, su 
cultivo se vio desplazado hasta casi desaparecer debido a las nuevas especies traídas 
por los conquistadores y a su asociación con prácticas religiosa (Ayerza, 2008). 
 
1.1.2 Descripción botánica 
 
La chía recibe el nombre científico de Salvia hispanica de Carlos Lineo (1707-1778), 
quien la descubrió en el Nuevo Mundo y al confundirla con una planta nativa de España 
la clasifico como Salvia (tabla I), palabra que deriva del latín Salvare y significa el 
curandero. 
 
Tabla I. Clasificación taxonómica de la chía (Salvia hispanica L.) propuesta por Lineo 
Clasificación taxonómica 
Reino: Plantae 
Subreino: Tracheobionta 
División: Magnoloiphyta 
Clase: Magnoliopsida o Dicotyledoneae 
Orden: Lamiales 
Familia: Laminaceae 
Subfamilia: Nepotoideae 
Género: Salvia 
Especie: hispanica 
Fuente: Muñoz et al., 2013. 
- 12 - 
 
Pertenece a la familia de las Lamiaceae (familia a la que pertenecen la menta, tomillo, 
romero y orégano); de esta se desprenden 7 subfamilias, 300 géneros y 7500 especies, 
distribuidas entre las regiones cálidas y templadas de ambos hemisferios. El género 
Salvia es el más diverso de la familia con alrededor de 900 especies. 
La chía es una planta herbácea anual de aproximadamente un metro de altura (figura 3), 
crece apropiadamente en suelos arcillosos o arenosos e incluso en zonas áridas, no 
tolera heladas, ni crece en la sombra (Duarte, 2011). Sus hojas son alargadas o en forma 
ovalada, de color verde oscuro en el anverso y verde pálido en el reverso (Biblioteca 
digital de la Medicina Tradicional Mexicana, 2009). 
Figura 3. Planta de Chía (Salvia hispanica L.) 
Fuente: Edwards, 1819. 
 
- 13 - 
 
Como se observa en la figura 4, en la parte superior presentauna inflorescencia o racimo 
con flores que van de los tonos lilas a los blancos (Salgado-Cruz et al., 2014). Una vez 
concluido el período de floración, que comprende entre Julio y Agosto, estas se caen 
para revelar un esquizocarpo de lóculos indehiscentes y divididos en cuatro 
fructificaciones llamadas mericarpios. La semilla de chía se encuentra contenida dentro 
de estás fructificaciones (Segura-Campos et al., 2014). 
 
 
Figura 4. Cultivo de chía (Salvia hispanica L.) en los Altos, Jalisco 
Fuente: Gaceta de la Universidad de Guadalajara, 2014 
 
Es originaria de Mesoamérica y nativa del suroeste de California, Texas y de las regiones 
montañosas de México. La variedad nativa de la República Mexicana es la Chionocalyx 
fernald. Su cultivo en México está distribuido en los estados de Jalisco, Michoacán y 
Puebla (SAGARPA, 2015). 
 
 
- 14 - 
 
1.1.3 Características de la semilla 
 
La semilla de chía es pequeña, lisa y brillante; presenta una forma ovalada (figura 5), es 
de color gris obscuro con pequeñas líneas negras, aunque ocasionalmente puede ser 
blanca o albina, mide aproximadamente 2mm de largo por 1 mm de ancho (Muñoz, et 
al., 2013). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Estructuralmente está formada por tres capas de células, la primera corresponde a la 
capa epidermal, llamada también Exotesta (17 – 18µm). La segunda capa o 
subepidermal es más gruesa que la anterior (40 a 42µm) y presenta una estructura 
celular más compacta, mientras que la tercera o endospermo, constituye 
aproximadamente el 80% de la semilla. La epidermis de la semilla está formada por una 
superficie reticulada y ligeramente rugosa, con capas de células con formas geométricas 
irregulares y dispuestas en una cuadricula (Salgado-Cruz et al., 2013; Valdivia-López & 
Tecante, 2015). 
En la exotesta se presenta el mucílago, una substancia hecha de polisacáridos que se 
hidrata e hincha cuando entra en contacto con el agua, formando una capsula gelatinosa 
y pegajosa alrededor de cada semilla, la cual está fuertemente adherida a esta última 
capa. Actualmente se desconoce la función del mucílago, sin embargo, se cree que su 
Figura 5. Chía negra y chía blanca, con escala de 1 centímetro (A) y 1000 micras (B). 
Fuentes: (A) Valdivia-López & Tecante, 2015 y (B) Muñoz et al., 2013. 
 
B 
B A 
- 15 - 
 
presencia regula la pérdida de agua de la semilla permitiendo el crecimiento y desarrollo 
de la planta en regiones áridas (Ting et al., 1990). 
Normalmente son muy estables en condiciones de almacenamiento, debido a que no son 
altamente higroscópicas (Moreira et al., 2012). 
 
1.1.4 Composición nutrimental de la semilla 
 
La composición de las semillas es variable y depende de la región donde creció el cultivo. 
A pesar de que la planta crece mejor en regiones tropicales y subtropicales, las plantas 
de chía también pueden cultivarse en climas templados (Coates & Ayerza, 1996). 
Debido al desconocimiento de sus propiedades nutrimentales, en la actualidad la chía no 
forma parte de la dieta habitual en la mayor parte del mundo; encontrándose relegada a 
dietas prometedoras con escasa base científica. Todo ello ha desencadenado diversos 
estudios científicos que están haciendo conciencia acerca de las verdaderas 
características nutrimentales de esta semilla no convencional. 
En la tabla II se aprecia que la semilla de chía es una buena fuente de proteínas y lípidos, 
principalmente compuestos por ácidos grasos insaturados. También presenta un 
importante contenido de fibra dietética y es una fuente importante de vitaminas, 
minerales y antioxidantes. 
Tabla II. Composición proximal de la semilla de chía mexicana. 
Componente Valor* (g/ 100 g, gramos secos) 
Humedad 5.94±0.4 
Lípidos 32.23±0.8 
Proteína 24.60±2.5 
Cenizas 5.96±0.6 
Fibra dietética (total) 34.59±0.7 
Carbohidratos (por diferencia) 2.62 
* promedio ± DE (Desviación Estándar), n = 3 Fuente: Olivos-Lugo et al., 2010 
- 16 - 
 
1.1.4.1 Lípidos 
 
Alrededor del 25 al 30% de la semilla está compuesta por lípidos y una de las 
características más importantes es su alto contenido de ácidos grasos poliinsaturados 
(Álvarez-Chávez et al., 2008). 
Se ha encontrado que el 97% del aceite de chía está compuesto por lípidos neutros, y el 
57% de éstos son ácido α-linolénico. Este es un ácido graso con tres insaturaciones 
conocido como omega 3 y cuyo consumo repercute en importantes beneficios, como en 
la reducción del riesgo de sufrir enfermedades cardiovasculares. También se reporta un 
17% de ácido linoleico (omega 6), 9% de oleico y sólo un 1% de ácidos grasos saturados: 
palmítico, esteárico y araquídico principalmente (Vázquez-Ovando et al., 2010). 
En el estudio específico de la fracción lipídica de la chía mexicana, Álvarez-Chávez 
(2008) encontró un porcentaje mayor de ácido α-linolénico con un 62% para las semillas 
cultivadas en los estados en Sinaloa y Jalisco. Además, en el mismo trabajo, se encontró 
que el aceite de chía es una fuente rica en fitoesteroles comparada con otros aceites 
vegetal de gran importancia comercial como el de oliva, cacahuate y de semillas de 
sésamo. 
La importancia de los omega 3 radica en que son precursores de los ácidos 
eicosapentanoico EPA (C20:5) y docosahexanoico DHA (C22:6), estos ácidos grasos 
poliinsaturados (PUFAs por sus siglas en inglés) son considerados como esenciales 
debido a que no son producidos naturalmente por el cuerpo humano; además tienen un 
importante papel en la coagulación sanguínea (EPA) y en la disminución de la agregación 
plaquetaria y de los niveles de triglicéridos en sangre (Bemelmans et al., 2002). 
La semilla de chía tiene el mayor porcentaje de ácido α-linolénico (ALA) conocido para 
una fuente vegetal, y la mejor relación entre omegas 6 y 3 (n-6/n-3) (0.32) comparada 
con otras semillas como la linaza y la perilla, así como un interesante contenido de 
tocoferoles y esteroles (Cifti et al., 2012; Sargi et al., 2013). 
 
- 17 - 
 
1.1.4.2 Fibra 
 
La fibra dietética contenida en los alimentos, y especialmente en granos enteros es un 
importante biocomponente debido a su potencial beneficio a la salud. 
Es una mezcla de compuestos, consistiendo principalmente de oligosacáridos y 
polisacáridos propios de las plantas, como la celulosa, hemicelulosa, pectinas y gomas 
que pueden estar asociadas a ligninas y otros componentes que no pertenecen a los 
carbohidratos, por ejemplo polifenoles, ceras, saponinas, cutinas, fitatos, y proteínas 
resistentes (Valdivia-López & Tecante, 2015). 
La semilla de chía es considerada una excelente fuente de fibra (compuesta por celulosa, 
hemicelulosa y ligninas); tanto la semilla completa como la fracción fibrosa de la chía 
presentan una alta concentración de Fibra Dietética Total (FDT, 33.5±2.7 g/100 g sólidos 
secos), consistiendo principalmente en Fibra Dietética Insoluble (FDI, 25.4±2.2 g/100 g 
sólidos secos) y Fibra Dietética Soluble (FDS, 8.2±0.8 g/100 g sólidos secos) (Sandoval-
Oliveros y Paredes-López, 2013). 
El principal componente de la FDI es la lignina Klason (KL), la cual representa del 39-
41% del total. La KL supuestamente protege a los ácidos grasos insaturados de la chía 
incorporándolos a su estructura fuerte y resistente, así como por sus propiedad para ligar 
antioxidantes a sí misma. El contenido de carbohidratos neutros en la FDI es del 13.79% 
al 14.97%, observando la presencia principalmente de celulosa y hemicelulosa, y un bajo 
contenido de ácido urónico (3.05-3.60%), que representa el contenido de residuos del 
ácido glucuronico, asociado con la hemicelulosa insoluble (Valdivia-López & Tecante, 
2015; Reyes-Caudillo et al., 2008). 
El mucilago presente en la chía actúa como fibra soluble (FDS), está compuesto 
principalmente por azúcares neutros. El bajo contenido de ácido urónico sugiereque no 
hay pectina asociada al mucílago (Lin et al., 1994). Tiene una excelente capacidad de 
retención de agua (Muñoz et al., 2012), además el gel que forma crea una barrera física 
entre los carbohidratos de la semilla y las enzimas digestivas, las cuales degradan el 
mucílago decreciendo así la conversión de carbohidratos en azúcares mientras se 
incrementa la sensación de saciedad (Salgado-Cruz et al., 2014; Rubio, 2002). 
- 18 - 
 
1.1.4.3 Proteínas 
 
La proteína contenida en la chía está en el rango del 16-23%, dependiendo de la región 
geográfica donde el cultivo se desarrolló. Este valor es alto comparado con otros granos 
y cereales que normalmente tienen menos del 16%. El contenido de aminoácidos 
limitantes en la proteína de la chía es más complejo que la de otros granos, siendo en 
los últimos limitada a dos o tres aminoácidos (Ayerza & Coates, 2001). 
La proteína de chía, obtenida al retirar la grasa y sin mucílago, está constituida por 17.3% 
de albuminas crudas, 52% de globulinas, 12.7% de prolaminas y 14.5% de glutelinas 
(Sandoval-Oliveros & Paredes-López, 2013). 
El perfil de aminoácidos de la chía ha sido ampliamente discutido, ya que a pesar de que 
varias investigaciones alrededor del mundo aseguran que su proteína es completa, la 
investigación de Olivos-Lugo, Valdivia-López y Tecante (2010), realizada a la fracción 
proteica de la chía mexicana, arrojó que dicha fracción presenta una alta concentración 
de ácido glutámico (123 g/Kg de proteína cruda), arginina (80.6 g/Kg de proteína cruda), 
y de ácido aspártico (61.3 g/Kg de proteína cruda). Sin embargo, el perfil de aminoácidos 
esenciales presenta deficiencias con respecto al estándar propuesto por la Organización 
Mundial de la Salud (OMS) (FAO/WHO/ONU, 1985) para niños en edad preescolar. Por 
lo tanto, la chía no es recomendada como única fuente de proteína y es necesaria 
suplementarla con fuentes ricas en lisina, ya que este es el aminoácido limitante. 
Sin embargo la investigación de Ting (1990) indica que a diferencia de otras semillas y 
cereales, la proteína de la chía no presenta aminoácidos limitantes para el estándar de 
la OMS en adultos, igualmente resalta que el ácido glutámico se encuentra en una gran 
proporción, y hoy en día este aminoácido ha sido objeto de varios estudios en humanos 
y animales por su participación en funciones relevantes en el metabolismo del tejido 
cerebral (Ting et al., 1990; Kelly & Stanley, 2001; Salgado-Cruz et al., 2014). 
 
 
- 19 - 
 
1.1.4.4 Compuestos antioxidantes 
 
Entre la diversidad de compuestos presentes en todas las variedades de chía, los 
antioxidantes son, sin duda, uno de los más importantes. Los antioxidantes en la semilla 
son compuestos fenólicos y pueden estar en su forma libre o ligados a azúcares por 
enlaces glucosídicos, lo que incrementa su solubilidad en agua (Valdivia-López & 
Tecante, 2015). 
Reyes-Caudillo, Tecante y Valdivia-López (2008) reportan en su estudio un contenido 
total de compuestos fenólicos de 0.9211±0.040 mg/g de extracto de chía o GAE (Gallic 
Acid Equivalents) para la semillas proveniente de Jalisco, y 0.8800±0.008 GAE para la 
de Sinaloa, se puede apreciar que entre ambos valores no existe una diferencia 
significativa. También encontraron que el extracto analizado de la semilla de chía no 
contiene al grupo de las antocianinas; y el grupo de los flavonoles es el que se presenta 
en mayor proporción. 
En estudios más recientes, Martínez-Cruz y Paredes-López (2014) analizaron los 
compuestos fenólicos totales, la actividad antioxidante y cuantificaron los ácido fenólicos 
e isoflavonas por UHPLC (ultrahigh-performance liquid chromatography, por sus siglas 
en inglés). 
Los compuestos fenólicos identificados y cuantificados en el extracto de chía se 
presentan en la tabla III, siendo los más abundantes el ácido rosmárico, el ácido 
protocatéquico, ácido cafeico, ácido gálico y daidzeína. Adicionalmente, el ácido ferúlico, 
glicitina, genistina, gliciteína y genisteína también fueron detectados. 
 
 
 
 
- 20 - 
 
Tabla III. Ácidos fenólicos e isoflavonas (en mg/g de semilla) presentes en la chía 
(Salvia hispanica L.) 
Compuesto Promedio Máximo Mínimo 
Ácido gálico 0.0115±0.0000 0.0116 0.0114 
Ácido cafeico 0.0274±0.0011 0.0294 0.0265 
Ácido clorogénico ND ND ND 
Ácido ferúlico T T T 
Ácido 
protocatéquico 
0.7471±0.0102 0.7593 0.7355 
Ácido rosmárico 0.9267±0.0187 0.9546 0.8963 
Daidzeína 0.0066±0.0007 0.0084 0.0060 
Glicitina 0.0014±0.0007 0.0027 0.0009 
Genistina 0.0034±0.0009 0.0045 0.0024 
Gliciteína 0.0005±0.0000 0.0006 0.0004 
Genisteína 0.0051±0.0003 0.0055 0.0044 
Valor ± desviación estándar (n=6), T = trazas, ND = no detectado 
Fuente: Martínez-Cruz & Paredes-López, 2014. 
 
En resumen, la semilla de chía presenta una gran capacidad antioxidante, comparable 
incluso con el Trolox® y con el antioxidante comercial TBHQ (terbutil hidroquinona) 
(Reyes-Caudillo et al., 2008); sus compuestos fenólicos pueden disminuir la invasión de 
células cancerosas, remover las especies reactivas de oxígeno y mejorar los resultados 
clínicos en determinadas enfermedades (Martínez-Cruz & Paredes-López, 2014; Sargi 
et al., 2013), y es una novedosa fuente de isoflavonas que pueden ser incorporadas a la 
dieta humana. 
 
1.1.4.5 Vitaminas y Minerales 
 
La chía es una buena fuente de vitamina B (B1, B2 y B3) y vitamina A; comparado con 
otros cereales, presenta un mayor contenido de niacina que el arroz, el maíz y la soya, y 
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un contenido similar de tiamina y riboflavina que el arroz y el maíz (Muñoz et al., 2013; 
Salgado-Cruz et al., 2014). 
Además, es una excelente fuente de minerales como el calcio, magnesio, fósforo, hierro, 
zinc y cobre (Salgado-Cruz et al., 2014; Beltrán-Orozco & Romero, 2003). El hierro en la 
chía (7.72 mg/100 g semilla) es 6 veces mayor que el contenido en la espinaca, 1.8 veces 
más que en las lentejas y 2.4 veces más que en el hígado (Muñoz et al., 2013). 
 
1.1.5 Cultivo de chía en México y alrededor del mundo 
 
En la actualidad la chía se cultiva comercialmente en México, Bolivia, Argentina, 
Ecuador, Australia y Guatemala. En Argentina y México es un cultivo de verano-otoño, 
en Bolivia la chía en un cultivo de otoño-invierno, sembrada después de la cosecha de 
los otros cultivos. 
El registro nacional de la SAGARPA registró que en el 2015 la República Mexicana tuvo 
un total de 13,164.80 hectáreas (Ha) sembradas con chía, cosechando 6,960.94 
toneladas y obteniendo un rendimiento de semilla de 0.53 Ton/Ha, a un precio por 
tonelada de $46,628.32. Esto repercutió en una producción con un valor de 324,576.91 
miles de pesos. 
En la tabla IV se aprecia que el principal productor de chía a nivel mundial desde el año 
2014 es Argentina con 47,000 toneladas, seguido de Paraguay, Bolivia y México (Scalise, 
2014). 
 Tabla IV. Producción mundial de chía 
Principales países 
productores 
2014 
Hectáreas (Ha) Toneladas (Tn) 
Argentina 67,120 47,000 
Paraguay 100,000 32,000 
Bolivia 55,000 27,500 
México 20,000 11,000 
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Nicaragua 12,400 8,165 
Australia 5,500 3,055 
Perú 1,800 2,880 
Ecuador 2,200 1,400 
Resto 9,000 3,000 
Total mundial 273,000 136,000 
 Fuente: Scalise, 2014. 
En los países donde la chía no es nativa, como en la Gran Bretaña, el cultivo es a 
pequeña escala: las semillas se siembran en un invernadero en marzo y abril. La 
germinación usualmente tarda un lapso de dos semanas. Dichos germinados se 
trasplantan cuando tienen la altura suficiente para ser colocadas en macetas individuales 
(Beltrán-Orozco & Romero, 2003). 
 
1.2 Semillas y germinación 
 
1.2.1 Aspectos generales de las semillas 
 
La semilla (figura 6) es la primera fase del desarrollo de una nueva planta; desarrollada 
a partir de un óvulo es la unidad de reproducción sexual de las plantas ysu función es la 
de dar lugar a un nuevo individuo, perpetuando y multiplicando la especie a la que 
pertenece (Universidad Politécnica de Valencia, 2003). 
Es un embrión de planta perfectamente protegido y acompañado de un almacén de 
alimento, y en la madurez consta de las siguientes partes: el esporófito joven y 
parcialmente desarrollado llamado embrión (formado por un eje embrionario y uno, dos 
o varios cotiledones); una cantidad variable, a veces ninguna, de endospermo (de las 
palabras griegas que significan dentro y semilla), y las capas protectoras, las cubiertas 
de la semilla o testa, que deriva del tegumento (Esau, 1972; Boesewinke & Bouman, 
1995). 
- 23 - 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Partes de una semilla de Ricinus communis 
Fuente: Universidad Politécnica de Valencia, 2003 
 
Las semillas se vuelven impermeables durante la última etapa de maduración, y para 
que cumpla con su objetivo es necesario que el embrión se transforme en una plántula, 
que sea capaz de valerse por sí misma y, finalmente convertirse en una planta adulta. 
Todo ello comprende una serie de procesos metabólicos y morfogenéticos cuyo 
resultado final es la germinación de las semillas (Bewley et al., 1978). 
 
1.2.2 Germinación en semillas 
 
El termino germinación es usado para referirse a una largo número de procesos o 
eventos consecutivos que causan que una semilla seca en reposo, en respuesta a la 
hidratación, muestre un incremento en su actividad metabólica general e inicie la 
formación de una nueva planta a partir del embrión. 
El punto exacto en que la germinación termina y comienza el crecimiento de la nueva 
planta es extremadamente difícil de definir, debido a que se identifica como germinación 
a la emergencia de alguna parte del embrión, es decir la plántula, a través de la cubierta 
de la semilla, y esto en sí mismo ya es un resultado del crecimiento (Mayer, 1989). Sin 
embargo muchos autores definen a la germinación como el conjunto de procesos que se 
producen en la semilla desde que el embrión comienza a crecer hasta que se ha formado 
una pequeña planta que puede vivir por sí misma, independientemente del alimento 
almacenado en la semilla (De la Cuadra, 1993). 
- 24 - 
 
1.2.3 Condiciones de germinación 
 
Para que tenga lugar la germinación tienen que reunirse una serie de condiciones, tanto 
en la semilla como en el ambiente que la rodea. 
Los factores más importantes que afectan la germinación de las semillas son la 
disposición de agua, la aireación (presencia de oxígeno), la temperatura y la luz. Debido 
a que las semillas tienen un bajo contenido de agua (alrededor del 10 al 15%), necesita 
tomar una cantidad considerable de esta antes de que la germinación pueda ocurrir 
(Wareing, 1969). 
El primer paso para que ocurra la germinación es conocido como imbibición (figura 7). 
Es el periodo durante el cual la semilla absorbe agua y se hincha. El agua que rodea a 
la semilla pasa a través de las envueltas seminales, penetran en su interior y al llegar al 
embrión, en cantidad suficiente, éste se activa y comienzan los procesos de respiración, 
síntesis proteica y movilización de reservas, que terminarán con el desarrollo de la planta. 
Las propiedades de imbibición de las semillas derivan de los materiales coloidales que 
contienen, especialmente proteínas y carbohidratos como el almidón (Bewley et al., 
1994). 
El siguiente paso es la digestión y transporte de alimentos, ya que lo primero que necesita 
el embrión para comenzar a desarrollarse es alimento. Por ello libera enzimas digestivas 
que disuelven parte de las sustancias de reserva, que son absorbidas desde el tejido 
almacenador hasta el embrión. Gracias a esta alimentación el embrión puede respirar 
más rápidamente y crecer (Wareing, 1969). 
La tercera etapa es la elongación celular, durante la cual las células embrionarias, que 
son pequeñas antes de la germinación, aumentan de tamaño antes de comenzar a 
multiplicarse. El embrión utiliza las proteínas, las grasas y los hidratos de carbono, 
digeridos y absorbidos, para respirar y para alargar sus células. La multiplicación celular 
no comienza hasta que haya concluido este proceso de alargamiento celular (Simon, 
1984). 
- 25 - 
 
La última etapa es la germinación visual, durante la cual la elongación del embrión abulta 
la semilla hasta que uno de los extremos del eje embrionario rompe las envueltas 
seminales y aparece claramente a nuestra vista, dando la primera señal palpable de que 
la semilla está germinando. El extremo del eje embrionario que aparece primero es el 
lado libre del hipocotilo, al que se llama radícula, que dará lugar a la raíz principal. Muy 
pronto aparecerá el otro extremo del eje embrionario o epicotilo que formará el primer 
brote o plántula (Simon, 1984). 
 
 
Figura 7. Etapas de germinación de una semilla 
Fuente: Depósitos de documentos de la FAO, 2003 
Antes se ha mencionado que la semilla necesita una serie de condiciones para que 
pueda germinar. Estas condiciones o factores se pueden dividir en dos tipos: 
• Factores intrínsecos: propios de la semilla. 
-Madurez: se dice que una semilla es madura cuando ha alcanzado su completo 
desarrollo tanto desde el punto de vista morfológico como fisiológico. La madurez 
morfológica se suele alcanzar sobre la misma planta. Aunque la semilla sea 
morfológicamente madura, muchas de ellas pueden seguir siendo incapaces de germinar 
porque necesitan experimentar una serie de transformaciones fisiológicas; en general, 
necesitan un reajuste en el equilibrio hormonal de la semilla entre las sustancias 
inhibidoras y promotoras de la germinación, y en la sensibilidad de sus tejidos para las 
distintas sustancias activas (Boesewinke & Bouman, 1995). 
Imbibición 
Transporte 
de 
alimentos 
Elongación 
celular 
Germinación 
visula 
- 26 - 
 
-Viabilidad de las semillas: la viabilidad de las semillas es el período de tiempo durante 
el cual las semillas conservan su capacidad para germinar. Es un período variable y 
depende del tipo de semilla y de las condiciones de almacenamiento (Universidad 
Politécnica de Valencia, 2003). 
• Factores extrínsecos: dependen del ambiente. 
-Agua: una semilla tiene que disponer de agua para poder germinar. El agua es el factor 
ambiental más limitante para la germinación y ha de estar disponible en una cantidad 
adecuada, ya que tanto su exceso como su defecto trae consecuencias negativas para 
la germinación (De la Cuadra, 1993). 
-Temperatura: respecto a la influencia que la temperatura tiene sobre la germinación, 
cabe destacar que cada especie presenta una temperatura máxima, por encima de la 
cual sus semillas no podrán germinar, una temperatura óptima a la cual las semillas 
germinan mejor y con mayor rapidez, y una temperatura mínima, por debajo de la cual 
las semillas de esa especie no pueden germinar (De la Cuadra, 1993). 
-Gases: la mayor parte de las semillas requieren para su germinación un medio 
suficientemente aireado que permita una adecuada disponibilidad de oxígeno (O2) y 
dióxido de carbono (CO2). De esta forma el embrión obtiene la energía imprescindible 
para mantener sus actividades metabólicas (Universidad Politécnica de Valencia, 2003). 
-Presencia o ausencia de luz: en muchos casos las semillas germinan indiferentemente 
bajo la luz o en la oscuridad. Sin embargo, muchas semillas sólo germinarán en 
presencia de luz, mientras que la germinación de otras queda fuertemente inhibida por 
efecto de la misma (De la Cuadra, 1993). 
 
1.3. Germinados como alimentos funcionales 
 
Los germinados o brotes son alimentos caracterizados por tener una mejor calidad 
nutricia en relación al mismo alimento sin germinar. Presentan características propias de 
la hortaliza como plántulas suculentas de ciclo vegetativo corto que va de tres a diez días 
según la especie; al ser consumidos en fresco se evita la alteración de su valor nutricio 
-27 - 
 
por la cocción, como sucede con otros alimentos. Pueden ser cultivados en cualquier 
época del año, son de fácil producción y de bajo costo (Barrón-Yánez, et al., 2009) 
En muchos países del mundo el consumo de germinados es muy común; en otros no 
son tan frecuentes ni se conocen sus propiedades y en algunos se están conociendo 
recientemente; sin embargo la germinación como fuente de alimentos, es uno de los 
procesos más antiguos usados desde hace siglos. En China, en el año 3000 a.C., el 
emperador Shen Nong Ben Cao Jing incentivaba a su pueblo al consumo diario de 
germinados de legumbres (Ponce de León, 2013). 
En años recientes, los germinados han surgido en el mundo occidental como una nueva 
forma de nutrición a través de su consumo. Siendo considerados como vegetales atípicos 
e inclusive como alimentos funcionales, debido a su valor nutritivo que incluye un alto 
contenido de aminoácidos, fibra, elementos traza y vitaminas, así como flavonoides y 
ácidos fenólicos (Pásko et al., 2009). 
 
1.4 Factores Antinutrimentales 
 
El término “factores antinutrimentales” se utiliza para calificar a aquellos compuestos que 
afectan el valor nutricional de algunos alimentos, especialmente de semillas, pues 
dificultan o inhiben la asimilación de nutrientes que provienen generalmente de origen 
vegetal (minerales y proteínas) (Elizalde et al., 2009). 
Estos factores pueden ser clasificados como: 1) inhibidores de enzimas (substancias que 
inhiben enzimas digestivas como la tripsina, quimotripsina, amilasa y carboxipeptidasa); 
2) Antivitamínicos; y 3) Agentes secuestrantes de minerales (cómo los taninos, el ácido 
fítico o fitato y los oxalatos) (Watson, 1987). 
1.4.1 Taninos 
 
Los taninos (figura 8) son substancias que actúan como protección química ante los 
depredadores de la semilla, cuyo rango va desde vertebrados e insectos, hasta hongos 
y microbios. Los taninos son un grupo complejo y heterogéneo de derivados del fenol, 
extensamente distribuidos en el cuerpo de las plantas y abundantes de las capas de las 
- 28 - 
 
semillas. Los taninos, como factores antinutrimentales, no tienen una acción 
directamente tóxica, pero pueden hacer ciertas partes de las plantas menos digeribles 
ya que dificultan que sean metabolizadas. Otras funciones probables de los taninos son 
dar protección de la luz, impartir color a las semillas, restringir la germinación 
obstaculizando el flujo de gas (oxígeno) y retrasar la descomposición de las capas de las 
semillas en el suelo (Boesewinke & Bouman, 1995). 
 
Figura 8. Estructura química de un tanino condensado 
Fuente: Liener, 1980. 
 
 
 
1.4.2 Ácido fítico 
 
El ácido fítico (figura 9) y sus sales constituyen la principal forma de almacenamiento de 
fósforo (P) en semillas de cereales y leguminosas. Sin embargo, en esta forma el P 
permanece no disponible para el hombre y animales monogástricos, debido a que éstos 
no están provistos de suficiente actividad de fosfatasas endógenas (fitasas) que sean 
capaces de liberar el grupo fosfato de la estructura del fitato (Derache, 1990). 
- 29 - 
 
El ácido fítico es un ácido orgánico con actividad antinutricional, debido a su capacidad 
de formar complejos insolubles con minerales y proteínas convirtiéndolos en no 
asimilables por el organismo bajo condiciones fisiológicas (Martínez et al., 2002). 
Paradójicamente, el ácido fítico, a bajas dosis, presenta también efectos positivos sobre 
la salud como son su acción protectora contra el cáncer, reducción de la formación de 
cálculos renales y prevención de enfermedades cardiovasculares (Szkudelski, 1997). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 9. Estructura química del ácido fítico 
Fuente: Martínez et al., 2002 
 
 
1.4.3 Inhibidores de tripsina 
 
Los inhibidores de tripsina son sustancias de carácter proteico, que se encuentran en 
leguminosas. En presencia de una proteasa y un sustrato producen una notoria 
disminución en la velocidad de la reacción catalizada por la enzima (Quicazán & Caicedo, 
2012). 
Esta acción tiene grandes implicaciones en el valor nutricional de los alimentos que los 
contienen tanto para el hombre como para los animales; el páncreas, glándula productora 
de la mayoría de las enzimas digestivas, se afecta notablemente y se evidencia su 
hipertrofia ante la ingestión continua del alimento con el inhibidor (Liener, 1980). 
 
- 30 - 
 
2. OBJETIVOS 
 
2.1 Objetivo general 
 
Evaluar el efecto de la germinación de la semilla de chía sobre su calidad nutrimental 
para determinar si mejora en comparación con el grano. 
 
2.2 Objetivos particulares 
 
Para cumplir el objetivo general se plantearon los siguientes objetivos particulares: 
1. Evaluar las condiciones de germinación de la semilla de chía a 25 °C y en 
ausencia de luz, por 3, 4, 5 y 6 días, mediante el crecimiento de plántula y el 
índice de conversión. 
 
2. Determinar el efecto del tiempo de germinación de la semilla de chía sobre su 
calidad nutrimental mediante un análisis químico proximal (AQP), digestibilidad in 
vitro y contenido de triptófano en la proteína del germinado, así como por un 
método biológico para determinar la Relación de Eficiencia Proteica (PER) y la 
digestibilidad in vivo. 
 
3. Evaluar los factores antinutrimentales (taninos, ácido fítico e inhibidores de 
tripsina) presentes en los germinados y analizar su comportamiento conforme al 
tiempo de germinación. 
 
 
 
 
- 31 - 
 
 25° C 
Ausencia de luz 
3, 4, 5, y 6 días 
3. MATERIALES Y MÉTODOS 
3.1 Cuadro metodológico 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Objetivo general
Germinación
Secado y molienda 
Objetivo particular 1
Médición de plántula 
Calculo del índice de 
conversión 
Objetivo particular 2
AQP
Digestibilidad in vitro
e in vivo y triptófano 
Objetivo particular 3
Factores 
antinutrimentales
Resultados
Conclusiones
Referencias
Secado: 75° C, 
1 hora 
Tamizado malla 
40 
Actividades previas 
- 32 - 
 
3.2 Material biológico 
 
Para la experimentación se trabajó con semillas de chía (Salvia hispanica L.), cosecha 
2014 cultivadas en el estado de Puebla. Compradas en la Central de Abastos de la 
Ciudad de México. 
 
3.3 Actividades previas 
 
3.3.1 Germinación de la semilla 
 
Se pesaron 5 g de semillas de chía (Salvia hispanica L.) y se colocaron en cajas plásticas, 
previamente lavadas y desinfectadas, de 12x19x34.5 cm. Se esparcieron sobre una tela 
soporte impregnada con una solución de hipoclorito de sodio (NaClO) al 1%. La 
germinación de las semillas se llevó a cabo a 25° C y en ausencia de luz, hidratándolas 
asperjando agua destilada cada 24 horas, se mantuvo por 3, 4, 5 y 6 días. 
 
3.3.2 Obtención de muestra seca 
 
El germinado se retiró manualmente de la tela soporte y se colocó en una charola de 
aluminio. Se deshidrato en horno de convección a 75° C por una hora. Una vez seco se 
molió en un molino de cuchillas con malla #40 serie Tyler USA. El germinado seco se 
almacenó en un recipiente de vidrio con tapa a 4° C hasta su uso. 
 
3.3.3 Medición de la plántula 
 
Se tomaron 10 plántulas al azar a los cuatro diferentes tiempos de germinación; se midió 
con una regla de 30 cm la plántula y radícula. Se estableció un promedio del tamaño del 
germinado en centímetros (cm). 
 
- 33 - 
 
3.3.4 Índice de conversión 
 
Se determinó el índice de conversión (IC) de semilla-germinado, pesando en una balanza 
analítica, la cantidad de germinado obtenido a partir de los 5 g de semilla que se 
colocaron para su germinación (Barrón-Yañez et al., 2009). 
Este parámetro indica el porcentaje en peso de la semilla que fue transformado en 
germinado y el cálculo se realiza con la siguiente fórmula: 
 
𝐼𝐼𝐼𝐼 =
𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑃𝑃𝑑𝑑 𝑔𝑔𝑃𝑃𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑑𝑑𝑃𝑃 (𝑔𝑔)
𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑔𝑔 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑔𝑔𝑔𝑔𝑑𝑑𝑑𝑑𝑔𝑔 (𝑔𝑔)
𝑥𝑥100 
 
3.4 Análisis Químico Proximal(AQP) 
 
Se realizó el Análisis Químico Proximal (AQP) al germinado deshidratado y molido según 
los métodos de la AOAC (2002). } 
 
3.4.1 Determinación de humedad por el método de sólidos totales y humedad 
en harina (925.09, AOAC) 
 
La técnica se basa en una determinación gravimétrica en la que se obtiene la diferencia 
de pesos de una muestra antes y después de secarse en un horno a una temperatura 
constante de 130 ° C durante una hora. 
Procedimiento: Pesar de 3 a 5 gramos de muestra en una caja de aluminio (pesa filtro), 
la cual ha sido previamente puesta a peso contante durante 2 horas (pesado cada hora) 
a 130° C. 
Secar la muestra 1 hora en la estufa a 130°C. Retirar de la estufa, dejar enfriar en el 
desecador y pesar tan pronto como se equilibre con la temperatura ambiente. Repetir el 
proceso de secado hasta que se llegue a peso constante. La prueba se realizó por 
triplicado. 
- 34 - 
 
El cálculo del porcentaje de humedad se realizó de acuerdo a la siguiente formula: 
 
% 𝐻𝐻𝐻𝐻𝑔𝑔𝑃𝑃𝑑𝑑𝑔𝑔𝑑𝑑 =
W2 − W3
𝑊𝑊1
∗ 100 
 
Donde: 
W1= Peso de la muestra (g) 
W2= Peso de la muestra húmeda (g) 
W3= Peso de la muestra seca (g) 
 
3.4.2 Determinación de porcentaje de proteínas por el método Microkjeldahl 
(954.01, AOAC) 
 
La técnica se basa en la determinación del nitrógeno total por el método Kjeldahl, su 
principio es determinar la materia nitrogenada total, basándose en la digestión de la 
muestra en ácido sulfúrico para reducir el nitrógeno orgánico hasta amoniaco, el cual 
queda en forma de sulfato de amonio. 
Concluida la digestión se alcaliniza, se destila directamente o por arrastre con vapor para 
desprender el amoniaco, el cual es atrapado en una solución ácida y titulado con ácido 
clorhídrico (HCl) 0.1N. 
Procedimiento: Pesar 0.1 g de muestra e introducirlo en un tubo de digestión Kjeldahl, 
se agregan 0.2 g de sulfato de cobre pentahidratado (Cu2SO4·5H2O), 1.5 gramos de 
sulfato de potasio (K2SO4) o sulfato de sodio (Na2SO4) y 2 ml de ácido sulfúrico 
concentrado (H2SO4). 
Encender la parrilla y colocar los tubos para iniciar la digestión. Accionar la campana 
para que succione los vapores que se producen. Calentar hasta total destrucción de la 
materia orgánica, es decir después de 90 minutos, en ese tiempo la muestra debe quedar 
como un líquido transparente con una coloración azul verdosa. 
- 35 - 
 
En un matraz Erlenmeyer de 125 mL adicionar 50 mL de ácido bórico (H3BO3) al 4% y 
tres gotas de indicador de fenolftaleína. 
Encender el equipo de destilación y enjuagarlo con agua destilada, una vez limpio, 
asegurarse que las llaves de descarga estén cerradas y de llenar con agua destilada la 
burbuja de cristal, para introducir el calentador y conectarlo. 
Colocar el matraz en el aparato de destilación, cuidando de introducir la alargadera hasta 
el fondo de la solución. 
Poner en la copa superior del equipo la muestra tibia (la cual previamente se colocó a 
baño maría con 5 mL de agua destilada); abrir la primera llave de descarga y dejar caer 
la muestra, posteriormente cerrarla. Agregar en la copa 10 mL de hidróxido de sodio 
(NaOH) al 40% y descargarlo con mucho cuidado para evita que sifonee la solución 
presente en el matraz Erlenmeyer. Dejar destilar hasta alcanzar un volumen de destilado 
de 100 mL. 
Una vez finalizada la destilación lavar el equipo con una solución de ácido acético al 30% 
por dentro y fuera y enjuagar con agua destilada. 
Titular el exceso de ácido con una solución de HCl 0.1N. Realizar una prueba en blanco 
empleando la misma cantidad de catalizador y ácido sulfúrico. Repetir la prueba por 
triplicado. 
Para obtener el porcentaje de proteína se utilizó la siguiente fórmula: 
 
%𝑁𝑁𝑔𝑔𝑁𝑁𝑔𝑔ó𝑔𝑔𝑃𝑃𝑔𝑔𝑃𝑃 =
(mL de HCl) ∗ (Normalidad del HCl) ∗ 0.014 
𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑔𝑔 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔 (𝑔𝑔)
∗ 100 
% 𝑑𝑑𝑃𝑃 𝑃𝑃𝑔𝑔𝑃𝑃𝑁𝑁𝑃𝑃í𝑔𝑔𝑔𝑔 = %𝑁𝑁𝑔𝑔𝑁𝑁𝑔𝑔ó𝑔𝑔𝑃𝑃𝑔𝑔𝑃𝑃 ∗ 𝐹𝐹 
Donde: 
F= Factor de conversión (6.25) 
 
- 36 - 
 
3.4.3 Determinación de porcentaje de lípidos o extracto etéreo por la técnica de 
extracción Soxhlet (920.39, AOAC) 
 
La determinación se realizó por la técnica de extracción Soxhlet, su principio se basa en 
la extracción directa con un solvente, donde el mejor agente es el éter de petróleo, 
finalmente se somete a secado en horno durante 30 minutos, para determinar la grasa 
total extraída. 
Procedimiento: Poner a peso constante un matraz bola de fondo plano con perlas o 
piedras de ebullición en la estufa a 110° C, aproximadamente 2 horas (pesando cada 
hora). 
Pesar 3 gramos de muestra libre de humedad sobre papel poroso, enrollarlo y colocarlo 
en un cartucho, tapar con algodón y colocarlo en el extractor. 
Conectar el matraz al extractor y éste al refrigerante. Agregar dos cargas de hexano (éter 
etílico) por el refrigerante y calentar el matraz con parrilla a ebullición suave. Para verificar 
que se ha extraído toda la grasa, dejar caer una gota de la descarga sobre papel filtro, al 
evaporarse el hexano (éter) no debe dejar residuo de grasa. 
Una vez extraída toda la grasa, quitar el cartucho con la muestra desengrasada, seguir 
calentando hasta la casi total eliminación del éter recuperándolo antes de que se 
descargue. Quitar el matraz y secar el extracto a 75-80° C por 30 minutos, enfriar en 
desecador y, una vez alcanzada la temperatura ambiente, pesar. Realizar la prueba por 
triplicado. 
Se utilizó la siguiente ecuación para obtener el porcentaje de lípidos: 
%𝐸𝐸𝑥𝑥𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔𝐸𝐸𝑁𝑁𝑃𝑃 𝑃𝑃𝑁𝑁é𝑔𝑔𝑃𝑃𝑃𝑃 =
W3 − W2
W1
∗ 100 
 
Donde: 
W1= Peso la muestra (g) antes de la desecación 
W2= Peso del matraz sin muestra (g) 
W3= Peso del matraz con grasa (g) 
- 37 - 
 
3.4.4 Determinación de porcentaje de cenizas por el método de incineración 
(923.03, AOAC) 
 
Se realizó por el método de incineración, empleando una mufla. Su principio se basa en 
una determinación gravimétrica. 
Para su determinación se siguen los siguientes pasos: pesar de 3 a 5 gramos de muestra 
en un crisol (no pasar la mitad del crisol con la muestra), que ha sido puesto a peso 
constante durante 2 horas (pesado cada hora) a 600° C. 
Calcinar la muestra, inicialmente con un mechero en la campana hasta que no se 
desprendan humos y posteriormente meter a la mufla 2 horas (pesando cada hora) a 
530° C. Repetir la operación anterior si es necesario, hasta conseguir unas cenizas 
blancas o ligeramente grises, homogéneas y que este a peso constante. Enfriar (fuera 8 
minutos y posteriormente meter al desecador por 5 minutos, tiempo total de enfriado 13 
minutos) y pesar. Realizar la prueba por triplicado. 
Se utilizó la siguiente fórmula para obtener el porcentaje de cenizas: 
% 𝐼𝐼𝑃𝑃𝑔𝑔𝑔𝑔𝐶𝐶𝑔𝑔 =
C − A 
B − A
∗ 100 
Donde: 
A= masa del crisol (g) 
B= masa del crisol con muestra (g) 
C= masa del crisol con muestra calcinada (g) 
 
 
3.4.5 Determinación de fibra por el método de fibra cruda o Weende (989.03, 
AOAC) 
 
El método se basa en tratar la muestra desengrasada, con soluciones de ácido sulfúrico 
(H2SO4) e hidróxido de sodio (NaOH) de concentraciones conocidas. Separar el residuo 
por filtración, lavar, secar y pesar el residuo insoluble, determinando posteriormente su 
pérdida de masa por calcinación a 550°C. 
- 38 - 
 
Procedimiento: Pesar de 1 a 3 gramos de muestra desengrasada y añadir 200 mL de 
H2SO4 al 1.25%. Llevar a ebullición y mantenerla durante treinta minutos. Transcurridos 
el tiempo adicionar 200 mL de NaOH al 2.5% y llevar a ebullición durante treinta minutos 
más. 
Filtrar con el papel filtro que ha sido colocado a peso constante durante 1 hora (pesado 
cada 30 minutos) y embudo Büchner en un matraz, lavar con agua destilada hasta 
alcanzar un pH neutro. Deshidratar lavando con alcohol dos o tres veces. Llevar el papel 
a la estufa y secarlo a 110° C duranteuna hora. Dejar enfriar en desecador y pesar. 
Colocar el papel en un crisol a peso constante y calcinar durante una hora a 550° C. 
Dejar enfriar en desecador y pesar rápidamente. 
Se utilizaron las siguientes ecuaciones para obtener el porcentaje de fibra: 
 
𝑃𝑃𝑃𝑃1 = 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑝𝑝𝑔𝑔𝑝𝑝𝑃𝑃𝑑𝑑 𝐸𝐸𝑃𝑃𝑔𝑔 𝐹𝐹𝑔𝑔𝐹𝐹𝑔𝑔𝑔𝑔 − 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑝𝑝𝑔𝑔𝑝𝑝𝑃𝑃𝑑𝑑 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑑𝑑𝑃𝑃 
𝑃𝑃𝑃𝑃2 = 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝐸𝐸𝑔𝑔𝑔𝑔𝑃𝑃𝑃𝑃𝑑𝑑 𝐸𝐸𝑃𝑃𝑔𝑔 𝐸𝐸𝑃𝑃𝑔𝑔𝑔𝑔𝐶𝐶𝑔𝑔𝑃𝑃 − 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝐸𝐸𝑔𝑔𝑔𝑔𝑃𝑃𝑃𝑃𝑑𝑑 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑑𝑑𝑃𝑃 
%𝐹𝐹𝑔𝑔𝐹𝐹𝑔𝑔𝑔𝑔 =
𝑃𝑃𝑃𝑃1 − 𝑃𝑃𝑃𝑃2
𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑔𝑔 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔 (𝑔𝑔)
∗ 100 
Donde: 
PT1= Peso de fibra 
PT2= Peso de fibra incinerada 
 
 
3.4.6 Determinación de porcentaje de hidratos de carbono 
 
La determinación del porcentaje de hidratos de carbono se hace por diferencia, a partir 
de la siguiente fórmula: 
 
%𝐻𝐻𝑔𝑔𝑑𝑑𝑔𝑔𝑔𝑔𝑁𝑁𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑑𝑑𝑃𝑃 𝐸𝐸𝑔𝑔𝑔𝑔𝐹𝐹𝑃𝑃𝑔𝑔𝑃𝑃 = 100− (%ℎ𝐻𝐻𝑔𝑔𝑃𝑃𝑑𝑑𝑔𝑔𝑑𝑑 + %𝑝𝑝𝑔𝑔𝑃𝑃𝑁𝑁𝑃𝑃í𝑔𝑔𝑔𝑔𝑃𝑃 + %𝑑𝑑í𝑝𝑝𝑔𝑔𝑑𝑑𝑃𝑃𝑃𝑃 + %𝐸𝐸𝑃𝑃𝑔𝑔𝑔𝑔𝐶𝐶𝑔𝑔𝑃𝑃 + %𝑓𝑓𝑔𝑔𝐹𝐹𝑔𝑔𝑔𝑔) 
- 39 - 
 
3.5 Determinación de la calidad de proteína 
 
3.5.1 Digestibilidad in vitro (Hsu et al., 1977) 
 
La digestibilidad in vitro se lleva a cabo utilizando un sistema multienzimático (compuesto 
por tripsina, quimotripsina, peptidasa y proteasa) para determinar la digestibilidad de 
proteínas. Se encontró que el pH de una proteína en suspensión inmediatamente 
después de los 20 minutos de digestión tiene una gran correlación con la digestibilidad 
in vivo de ratas (Hsu et al., 1977). El coeficiente de correlación entre el pH a los 20 minutos 
y la digestibilidad aparente in vitro es de 0.90, con un margen de error estimado de 2.23. 
Para la experimentación se determinó la cantidad de nitrógeno (N) total del germinado y 
se prepararon 10 mL de solución a una concentración de 10 mg N. La solución se ajustó 
a pH 8 con ácido clorhídrico (HCl) 0.01N y se agitó en un baño de agua caliente a 37° C 
por 60 minutos. Paralelamente se preparó una solución multienzimática (tripsina, 
quimiotripsina, peptidasa), se ajustó el pH a 8 y se conservó en hielo hasta su utilización. 
A la suspensión de la muestra se le agregaron 1 mL de solución multienzimática y se 
mantuvo la agitación y la temperatura midiendo la caída de pH después de 20 minutos. 
La ecuación de la regresión obtenida experimentalmente y con la que se calculó en 
porcentaje de digestibilidad es: 
 
%𝐷𝐷 = 234.84 − 22.56(𝑥𝑥) 
Donde: 
X= el pH de la suspensión de proteína registrado inmediatamente después de los 20 
minutos de digestión con la solución multienzimática. 
 
 
 
- 40 - 
 
3.5.2 Determinación de triptófano (Rama Roa et al., 1974) 
 
La técnica se basa en la cuantificación espectrofotométrica del triptófano a partir de la 
digestión enzimática de la proteína en la muestra, y de la reacción del residuo del 
aminoácido con DMAB (p-dimetilaminobenzaldehído) para la formación de un complejo 
colorido. 
Se realizó una curva patrón de 0 a 100 µg de triptófano. Posteriormente se pesó 1 g de 
germinado seco y se agregó a 10 mL de solución de pepsina al 0.3%, se dejó reposar 
por unos minutos a temperatura ambiente. Se adicionaron 10 mL de NaOH 0.1N y 10 mL 
de pancreatina al 0.4% y se incubó por 24 horas. Posterior a este tiempo se aforó la 
solución a 50 mL con agua destilada y después se filtró. 
Se tomaron 2 mL de esta extracción y se le adicionaron 7.5 mL de HCl concentrado y de 
DMAB al 0.5%, y 0.5 mL de nitrito de sodio (NaNO2) al 0.2%; se dejó reposar por 15 
minutos y se leyó el color formado a 590 nm en el espectrofotómetro. 
Para el cálculo del contenido de triptófano se utilizaron las siguientes ecuaciones: 
 
�
𝑔𝑔𝑔𝑔 𝑃𝑃𝑔𝑔𝑇𝑇 
1 𝑔𝑔𝑚𝑚
��
25 𝑔𝑔𝑚𝑚
0.5 𝑔𝑔
� (100) = 𝑔𝑔𝑔𝑔 𝑃𝑃𝑔𝑔𝑇𝑇 100 𝑔𝑔 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔� 
�
𝑔𝑔 𝑃𝑃𝑔𝑔𝑇𝑇
100 𝑔𝑔 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔
� �
100 𝑔𝑔 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔
𝑥𝑥 𝑔𝑔 𝑝𝑝𝑔𝑔𝑃𝑃𝑁𝑁𝑃𝑃í𝑔𝑔𝑔𝑔
� (100) = 𝑔𝑔 𝑃𝑃𝑔𝑔𝑇𝑇 100 𝑔𝑔 𝑝𝑝𝑔𝑔𝑃𝑃𝑁𝑁𝑃𝑃í𝑔𝑔𝑔𝑔� 
 
3.6 Factores antinutrimentales 
 
3.6.1 Determinación de taninos (ISO 9684, 1988). 
 
Se basa en la extracción de los taninos hidrolizables y condensados (fenoles totales) 
mediante dimetilformamida (DMF) al 75% y la posterior reducción del ión férrico debido 
a los iones polifenoles, formando un complejo colorido en condiciones alcalinas, el cuál 
es cuantificado espectrofotométricamente a 525 nm. 
- 41 - 
 
Preparación de la muestra 
Para realizar la prueba se pesó 1 g de muestra, se le añadió 20 mL de DMF al 75% y se 
mantuvo en agitación por 1 hora, posteriormente se dejó reposar 15 minutos. Finalizado 
este tiempo se centrifugó el extracto a 5000 rpm por 20 minutos. Se etiquetaron 2 tubos, 
uno para la determinación y otro como blanco, a cada uno se le agregó 1 mL del 
sobrenadante, 5 mL de agua destilada (6 mL para el caso del blanco), 1 mL de citrato 
férrico y 1 mL de hidróxido de amoniaco. Una vez que se formó el complejo colorido se 
leyó la absorbancia a 525 nm y se realizaron los cálculos correspondientes para obtener 
el porcentaje de taninos en la muestra. 
 
%𝑃𝑃𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑃𝑃𝑃𝑃 =
𝑋𝑋
𝑔𝑔
∗ 100 
Donde: 
x=valor obtenido (g) 
m=peso de la muestra (g) 
 
3.6.2 Determinación ácido fítico (Haug y Lantzsch, 1983) 
 
El extracto de una muestra se calienta con una solución de ácido férrico para conocer el 
contenido de hierro libre. La disminución del hierro (determinada colorimétricamente con 
2,2-bipiridina) en el sobrenadante es la medida del contenido de ácido fítico. 
Se pesó 0.1 g de muestra y se le adicionó 20 mL de HCl 0.2N, se agitó la mezcla por 20 
minutos y se centrifugó a 5000 rpm por 15 minutos. Se tomaron 0.5 mL del extracto y se 
colocaron en un tubo de ensayo, se agregó 1 mL de sulfato férrico de amoniaco 0.2%, 
se tapó el tubo y se calentó a 95±2 °C por 30 minutos. Transcurrido este tiempo se enfrió 
el tubo y una vez que se encontró a temperatura ambiente se adicionó 2,2-
Bipiridina y se agitó. A los 30 segundos exactamente de que se adicionó el reactivo se 
leyó la absorbancia a 519 nm. Se realizaron los cálculos correspondientes para obtener 
el porcentaje de ácido fítico en la muestra: 
- 42 - 
 
• Graficar µg de P del ácido fítico/mL Vs. Absorbancia corregida, realizar la 
regresión lineal y obtener la ecuación de la recta (y=mx + b). 
• Determinar el porcentaje de ácido fítico: 
 
 
𝑃𝑃 =
𝑥𝑥 ∗ 𝐸𝐸
𝑃𝑃
 
%𝐴𝐴𝐸𝐸𝑔𝑔𝑑𝑑𝑃𝑃 𝐹𝐹í𝑁𝑁𝑔𝑔𝐸𝐸𝑃𝑃 =
𝑃𝑃 ∗ 100%
( 𝑀𝑀𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑑𝑑 𝐻𝐻𝐼𝐼𝑑𝑑 )
 
Donde: 
E= Equivalente a 660.08g (1 mol de ácido fítico) 
T= Equivalente a 185,82g (6 moles de P) 
P= µg de P del ácido fítico/ml 
 
3.6.3 Determinación de inhibidores de tripsina (Kakade et. al., 1974) 
 
La técnica se basa en poner en contacto el extracto acuoso o diluido de una muestra con 
una solución estándar de tripsina, posteriormente se determina la actividad proteolítica 
remanente utilizando un sustrato sintético (benzoil-arginina-p-nitroanilide o BAPNA), el 
cual producirá coloración, que es inversamente proporcional al contenido de inhibidores 
de tripsina, realizándose la lectura en el espectrofotómetro a una λ= 410 nm. 
Para la determinación se pesó 1 g de muestra y se adicionó NaOH 0.01N, se ajustó el 
pH a 9.6 ±0.2. Se transfirió esta mezcla a un vaso de precipitados y se mantuvo en 
agitación por 30 minutos a temperatura ambiente. Transcurrido este tiempo se dejó 
reposar por 30 minutos para obtener un sobrenadante, posteriormente se centrifugó a 
5000 rpm por 5 minutos. 
Se colocaron muestras de 0, 0.6, 1.0, 1.4 y 1.8 mL del extracto anterior en tubos de 
ensayo y se ajustó el volumen de cada uno a 2.0 mL con agua destilada. Se adicionó 
solución estándar de tripsina y se agitó; se mantuvo en contactoinhibidor de tripsina-
- 43 - 
 
tripsina en un baño a 37 °C. Se adicionó BAPNA al primer tubo y pasados 30 segundos 
al segundo tubo, así se continuó hasta terminar los cinco tubos. Se mantuvo esta 
reacción por 10 minutos exactamente en el baño. Pasado el tiempo se añadió 1.0 mL de 
ácido acético al 30% para detener la reacción enzimática. Se leyó la coloración producida 
en el espectrofotómetro a 410 nm. 
Se procede a realizar los cálculos correspondientes: 
• Se grafica en el eje de las x los ml de extracto vs en el eje de las y las Unidades 
de Tripsina Inhibidas por mililitro (UTI/mL) para calcular la regresión lineal. 
• La r debe ser mayor a 0.9 y si es así, se sustituye el valor de la ordenada al origen 
(b) en la siguiente ecuación 
 
𝐵𝐵 × 𝐹𝐹𝑔𝑔𝐸𝐸𝑁𝑁𝑃𝑃𝑔𝑔 ×
𝑣𝑣𝑃𝑃𝑑𝑑. 𝑔𝑔𝑓𝑓𝑃𝑃𝑔𝑔𝑃𝑃 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔
𝑔𝑔𝑔𝑔 𝑑𝑑𝑃𝑃 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔
=
𝑈𝑈𝑃𝑃𝐼𝐼
𝑔𝑔𝑔𝑔 𝑑𝑑𝑃𝑃 𝑔𝑔𝐻𝐻𝑃𝑃𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑔𝑔
 
 
 
B = Ordenada al origen 
Factor= Factor de dilución 
 
3.7 Relación de Eficiencia Proteica (REP o PER en inglés) (960.48, AOAC) 
 
Se emplearon ratas Wistar macho de 21 días de nacidas, cuyos pesos oscilaban entre 
41 y 51 g. Tanto las ratas, como el espacio para la experimentación, fueron 
proporcionados por el Bioterio de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán Campo 
4, de la Universidad Nacional Autónoma de México. 
 
Las 2 dietas experimentales analizadas contenían harina de chía, y germinado seco y 
molido (5 días) respectivamente. Un lote de ratas fue alimentado con una dieta de 
caseína como proteína control. La cantidad de proteína se ajustó a 10% para adecuar la 
composición de la materia prima a ensayar. Las dietas se prepararon de acuerdo a la 
formulación establecida por la AOAC (1990). 
 
- 44 - 
 
La Relación de Eficiencia Proteica fue determinado de acuerdo al método 960.48 AOAC 
(1990). Las ratas fueron pesadas inicialmente y distribuidas homogéneamente de 
acuerdo al método de la “culebra japonesa” (figura 10), después fueron divididas en lotes 
de seis ratas, considerando el peso de cada una. 
 
Dieta Peso de las ratas (g) 
Peso 
total (g) 
 
 
 
Caseína 51 49 49 45 43 41 278 
Harina de 
chía 
51 49 49 45 43 41 278 
Germinado 
de chía 
51 49 48 46 43 41 278 
 
 
 Figura 10. Culebra japonesa de las ratas utilizadas durante la experimentación 
 
Las ratas fueron colocadas en jaulas individuales. Se mantuvo controlada la temperatura 
a 24ºC y la humedad relativa a 48% HR, con ciclos de 12 horas de luz y oscuridad. Se 
les suministro las dietas preparadas y agua suficiente. Cada tercer día se registró el peso 
ganado y la cantidad de alimento consumido. Al concluir los 28 días del bioensayo se 
determinó el valor de PER y PER ajustado, en base a las siguientes fórmulas: 
 
𝑃𝑃𝐸𝐸𝑃𝑃 =
∆𝑃𝑃
∑𝐴𝐴𝐼𝐼 × 𝐹𝐹
 
 
𝑃𝑃𝐸𝐸𝑃𝑃 𝑔𝑔𝑎𝑎𝐻𝐻𝑃𝑃𝑁𝑁𝑔𝑔𝑑𝑑𝑃𝑃 = 𝑃𝑃𝐸𝐸𝑃𝑃 𝑃𝑃𝑥𝑥𝑝𝑝 ×
𝑃𝑃𝐸𝐸𝑃𝑃 𝐸𝐸𝑔𝑔𝑃𝑃𝑃𝑃í𝑔𝑔𝑔𝑔 𝑔𝑔𝑃𝑃𝑓𝑓
𝑃𝑃𝐸𝐸𝑃𝑃 𝐸𝐸𝑔𝑔𝑃𝑃𝑃𝑃í𝑔𝑔𝑔𝑔 𝑃𝑃𝑥𝑥𝑝𝑝
 
- 45 - 
 
Donde: 
∆P = Incremento de peso (en gramos) 
∑AI = Alimento ingerido total (en gramos) 
F = % de proteína en la dieta/100 
PER exp. = Valor PER obtenido en el bioensayo 
PER Caseína ref. = Valor de la caseína de referencia (2.5) 
PER Caseína exp. = Valor PER de la caseína obtenido en el bioensayo 
 
3.8 Análisis estadístico 
 
Todas las pruebas se realizaron por triplicado y se calculó su promedio, desviación 
estándar y coeficiente de variación. Para el análisis de los promedios se utilizó la prueba 
de rango múltiple t-student a un nivel de significancia de 0.05. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- 46 - 
 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
4.1 Crecimiento de plántula e índice de conversión 
 
La medición de las plántulas y radículas a los diferentes tiempos de germinación mostró, 
como se observa en la figura 11, un aumento gradual en su tamaño, directamente 
proporcional al tiempo de germinación (tabla V). Igual comportamiento tuvo el índice de 
conversión (IC), el cual hace referencia a la proporción de la semilla que se transformó 
en germinado; mientras mayor sea este porcentaje indica que se obtiene más cantidad 
de germinado y por tanto de alimento. Este comportamiento se puede apreciar 
visualmente en las figuras 12 a 15, donde se muestra el crecimiento de la plántula del 
germinado conforme pasan los días. 
 
Tabla V. Longitud de plántulas e índice de conversión de semillas de chía a diferentes 
tiempos de germinación 
Tiempo de germinación 
(días) 
Tamaño de la plántula 
(cm) 
 
Índice de conversión (%) 
 
3 2.2 ± 0.2a* 18.13±0.07a 
4 3.0 ± 0.2b 25.23±0.01b 
5 4.6 ± 0.5c 28.47±0.003c 
6 6.2 ± 0.2d 35.03±0.002d 
*Diferentes letras entre columnas indican diferencia estadísticamente significativa (P≤0.05). 
Se muestran valores promedios ± desviación estándar (n=3); CV < 5%. 
 
 
 
 
 
 
 
 
- 47 - 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fue importante determinar si la chía germinaba apropiadamente bajo estas condiciones, 
debido a que no existen investigaciones previas acerca del germinado de esta semilla y 
por tanto no contábamos con datos de referencia. Puesto que cada especie presenta 
3 días 4 días 
5 días 6 días 
Figura 11. Comparación de tamaño de las plántulas a los diferentes días de 
germinación 
Figura 13. Germinados de chía de cuatro días Figura 12. Germinados de chía de tres días 
Figura 15. Germinados de chía de seis días Figura 14. Germinados de chía de cinco días 
- 48 - 
 
condiciones óptimas de germinación, con este estudio podemos decir que la chía 
germina eficientemente a 25 °C y en ausencia de luz. 
4.2 Análisis Químico Proximal 
 
Los resultados obtenidos a partir del análisis químico de las diferentes muestras se 
presentan en la tabla III. Puede observarse que la humedad es estadísticamente igual 
(P≤ 0.05) para todos los germinados, lo que significa que las condiciones de secado 
fueron similares para todas las muestras y no influirá en la determinación de los otros 
componentes químicos. 
 
Tabla VI. Resultados del Análisis Químico Proximal (AQP) de las muestras de 
germinados de chía de diferentes días 
Muestra 
Humedad 
(%) 
Proteína 
(%) 
Lípidos 
(%) 
Cenizas 
(%) 
Fibra 
(%) 
Carbohidratos 
(%) 
Control‡ 6.54 ±0.23a* 20.76±0.45a 35.14±0.31d 3.54±0.12a 31.74±0.61d 2.28a 
3 días 6.98±0.15a 22.88±2.17a 25.99±0.08c 5.23±0.5b 9.65±0.13a 35.01c 
4 días 7.02±0.11a 22.93±0.53a 23.44±0.25c 5.22±0.00b 9.24±0.06a 38.89c 
5 días 7.25±0.12a 25.18±0.87b 21.78±0.19b 5.45±0.04b 18.27±0.24c 28.99b 
6 días 7.34±0.08a 25.57±0.99b 18.30±0.18a 5.35±0.12b 14.08±0.21b 36.91d 
‡La muestra control siempre hace referencia a la semilla de chía sin germinar. 
*Diferentes letras entre columnas indican diferencia estadísticamente significativa (P≤0.05). 
Se muestran valores promedios ± desviación estándar (n=3); CV < 5%. 
 
Las proteínas incrementaron su concentración de manera importante, siendo este 
cambio estadísticamente significativo (P≤ 0.05), con respecto al control, a partir del quinto 
día de germinación, manteniéndose así el sexto día (Figura 16). Por tanto, a partir del 
quinto día, se puede decir que, se obtiene un mayor contenido proteico en el geminado 
en comparación con la semilla de chía. 
 
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El incremento de proteínas en la chía germinada coincide con lo reportado por Mendoza 
(2014) en su estudio del germinado de amaranto (cuyo análisis también se llevó a cabo 
en el laboratorio); esto comprueba que el proceso de germinación, en general, 
incrementa el contenido proteico del germinado en comparación con la semilla. 
 
 
 
En cuanto a los lípidos totales, se aprecia un descenso en su concentración con respecto 
al tiempo de germinación (Figura 17). Este comportamiento concuerda con lo reportado