Efecto-de-la-temperatura-sobre-la-expresion-de-genes-del-eje-somatotropico-de-iguana-verde-iguana-iguana

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
Maestría y Doctorado en Ciencias Bioquímicas 
 
 
 
 
Efecto de la Temperatura sobre la Expresión de Genes del Eje Somatotrópico de 
Iguana Verde (Iguana iguana) 
 
 
TESIS 
 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
 
Doctor en Ciencias 
 
 
 
 
 
PRESENTA: 
M. en C. José Ávila Mendoza 
 
 
 
 
TUTOR PRINCIPAL 
Dr. Carlos Arámburo de la Hoz 
Instituto de Neurobiología 
 
MIEMBROS DEL COMITÉ TUTOR 
Dr. Alejandro Alagón Cano – Instituto de Biotecnología 
Dr. Jean Louis Charli Casalonga – Instituto de Biotecnología 
 
 
Ciudad de México, Mayo, 2016 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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DERECHOS RESERVADOS © 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
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Esta tesis fue realizada en el laboratorio de Bioquímica de Hormonas del Dr. Carlos 
Arámburo de la Hoz en el Instituto de Neurobiología, UNAM, Campus Juriquilla Querétaro 
bajo su dirección y la supervisión del comité tutor integrado por el Dr. Alejandro Alagón 
Cano y el Dr. Jean Louis Charli Casalonga. La tesis se realizó con el apoyo financiero de 
los proyectos CONACyT (F1-60296 y 178335) y PAPPIIT-UNAM (IN-206813 y IN-
208812), beca doctoral CONCAyT (220839), apoyo del Programa de Apoyo a los Estudios 
de Posgrado (PAEP) y apoyo económico de la fundación Alejandro Bayón, establecida por 
el Dr. C.A. 
 
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1. AGRADECIMIENTOS 
Al Dr. Carlos Arámburo de la Hoz por creer y apoyar la realización del proyecto. Por 
sus atinados comentarios que siempre condujeron a mejorar la investigación. 
Al Dr. Alejandro Alagón Cano y al Dr. Jean Louis Charli Casalonga, miembros del 
Comité Tutor, por su comentarios y sugerencias para el desarrollo del proyecto. 
A los miembros del jurado de examen: Dr. Horacio Merchant Larios, Dr. Ernesto Pérez 
Rueda, Dr. Manuel Miranda Anaya, Dr. Rudolf Marinus Buijs y Dr. Gabriel Gutiérrez 
Ospina. 
Al Coordinador del Posgrado en Ciencias Bioquímicas, Dr. Roberto Coria Ortega y a la 
M. en C. Norma Trejo Medina por el apoyo recibido para la realización del proyecto. 
A la Dra. Maricela Luna Muñoz por siempre estar al tanto del cauce de la investigación. 
A la M. en C. Martha Carranza Salas por el invaluable apoyo técnico y experimental 
recibido durante el desarrollo del proyecto. 
A Gerardo Courtois Torres por estar siempre respaldando en la parte técnica el trabajo 
del laboratorio, incluyendo los experimentos realizados en esta tesis. 
A la Dra. Aurea Orozco Rivas, Dr. Carlos Valverde Rodríguez, Q.F.B. Patricia 
Villalobos Aguilera y M. en C. Aurora Olvera Vidal por su apoyo durante la cuantificación 
de T3 y actividad de D2 y por su apoyo en la discusión de resultados. 
A la Dra. Patricia Ileana Joseph Bravo y al Q.F.B. Miguel Cisneros Ramírez por su 
apoyo durante la cuantificación hipotalámica de TRH. 
A la Dra. Anaid Antaramian Salas, M. en C. Adriana González Gallardo y al Dr. 
Michael Jeziorski de la unidad de Proteogenómica del Instituto de Neurobiología, UNAM 
por su apoyo en las técnicas de Biología Molecular. 
A la Lic. María de Lourdes Lara Ayala y al Ing. Jesús Omar Arriaga Pérez de la 
Unidades de videoconferencias del INB e IBT, respectivamente, por su apoyo durante la 
realización de videoconferencias. 
	 iv	
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología por el apoyo económico (Beca de 
Doctorado No 220839) otorgada para la realización del proyecto. 
Al Programa de Apoyo a Estudios de Posgrado (PAEP) por los recursos otorgados para 
la asistencia a congresos y la realización de una estancia de investigación en la Universidad 
de Alberta, Canadá. 
A la Dirección General de Asuntos del Personal Académico (PAPIIT), por los apoyos 
recibidos para la realización del proyecto (IN-206813 y IN-208812) 
A las Unidades de Manejo Ambiental (UMA) Cementos Holcim-Apasco, Acapulco 
Gro.; UMA-Centro de Conservación y Reproducción de iguanas de la Universidad del Mar, 
Oaxaca; y UMA-Las Brisas, Acapulco Gro. por la donación de los ejemplares que nos 
permitieron realizar la parte experimental del proyecto. 
A las Lic. en Biotecnología Blanca Esmeralda Flores Peña y Valeria Alejandra Urban 
Sosa y al Q.F.B. David Ignacio Ávila Mendoza por su participación en los distintos 
proyectos de la descripción estructural y funcional de la GH en iguanas. 
A la Unidad de Posgrado del Posgrado en Ciencias Bioquímicas: Leticia García 
Gutiérrez y Adelina González Pérez por su invaluable asistencia en los procesos del 
Posgrado. 
 
	 v	
2. DEDICATORIAS 
Dedico este trabajo con mucho amor a mis padres María Mendoza Castañeda y José 
Ávila Castañeda, gracias Ma y Pa. 
Dedico también este trabajo a mis hermanos Natziely, Miguel y David quienes siempre 
están a mi lado apoyándome, gracias Bros. 
A mi cachorro Felipe Ávila, te amito Fe. 
A mi Editora en Jefe, Asistente Personal y compañera de aventuras; porque muchas de 
las gotas de sudor derramadas para lograr este trabajo, las sudaste tú. Con todo el amor del 
mundo, ¡Gracias! Elvira Arellanes Licea. 
A mis amigos Mario y Chivis, por… por… por… ustedes saben porque. 
 
�♪♫ …lo que veo es raro, pero es lo que deseo 
es que mi mundo es perfecto porque yo me lo invento, 
intento ver mas allá, creo en lo que veo 
soy un personaje del cuento que estoy escribiendo… 
Todos me preguntan porqué, soy tan feliz 
cuando quieren discutir, prefiero huir 
voy a acostarme en las piedras, como un reptil 
voy a perderme en el pasto, de tu jardín… �♪♫ 
Los Estrambóticos 
 
	 vi	
3. ÍNDICE 
1.	 Agradecimientos	.....................................................................................................	iii	
2.	 Dedicatorias	............................................................................................................	v	
3.	 Índice	......................................................................................................................	vi	
4.	 Resumen	.................................................................................................................	1	
5.	 Abstract	...................................................................................................................	3	
6.	 Introducción	............................................................................................................	5	
7.	 Antecedentes	..........................................................................................................	9	
7.1.	 El	eje	somatotrópico	......................................................................................................	9	
7.1.1.	 Hormona	liberadora	de	la	hormona	del	crecimiento	(GHRH)	.......................................	9	
7.1.2.	 Polipéptido	Activador	de	la	Adenilato-Ciclasa	Hipofisiaria	(PACAP)	............................	11	
7.1.3.	 Somatostatina	(SST)	.....................................................................................................	13	
7.1.4.	 Hormona	del	Crecimiento	(GH)	...................................................................................	15	
7.1.5.	 Factor	de	Crecimiento	similar	a	Insulina	tipo	1	(IGF-1)	...............................................	19	
7.2.	 El	eje	tiroideo	..............................................................................................................	20	
7.2.1.	 Hormona	Liberadora	de	Tirotropina	(TRH)	..................................................................20	
7.2.2.	 Hormona	estimuladora	de	la	tiroides,	tirotropina	(TSH)	.............................................	21	
7.2.3.	 Hormonas	tiroideas		y	Desyodasas	..............................................................................	22	
7.3.	 Interacción	entre	los	ejes	somatotrópico	y	tiroideo	.....................................................	25	
7.4.	 Influencia	de	la	temperatura	ambiental	sobre	el	eje	somatotrópico	............................	26	
7.5.	 Termorregulación	........................................................................................................	28	
7.5.1.	 Vías	aferentes	..............................................................................................................	30	
7.5.2.	 Vías	Eferentes	..............................................................................................................	31	
7.6.	 Control	hormonal	de	la	termorregulación	....................................................................	32	
7.6.1.	 Hormonas	tiroideas	en	la	termorregulación	................................................................	32	
7.6.2.	 Otras	hormonas	en	la	termorregulación	.....................................................................	34	
8.	 Justificación	...........................................................................................................	36	
9.	 Hipótesis	................................................................................................................	36	
10.	 Objetivos	.............................................................................................................	37	
10.1.	 General	.....................................................................................................................	37	
10.2.	 Objetivos	Específicos	.................................................................................................	37	
11.	 Estrategia	experimental	.......................................................................................	38	
12.	 Materiales	y	métodos	..........................................................................................	39	
12.1.	 Animales	Experimentales	..........................................................................................	39	
12.2.	 Clonación	y	distribución	de	los	ARNms	de	GHRH,	PACAP,	TRH,	SST	e	IGF-1	................	39	
12.2.1.	 Amplificación	de	fragmentos	de	los	ARNm	...............................................................	39	
	 vii	
12.2.2.	 RACE-5’	y	3’	de	ADNc	de	GHRH,	PACAP,	TRH,	SST	e	IGF-1	........................................	40	
12.2.3.	 Análisis	bioinformático	y	filogenético	.......................................................................	41	
12.2.4.	 Distribución	de	la	expresión	de	ARNms	de	GHRH,	PACAP,	TRH,	SST	e	IGF-1	............	42	
12.3.	 Efecto	de	la	temperatura	sobre	los	componentes	de	los	ejes	somatotrópico	y	tiroideo
	 42	
12.3.1.	 Diseño	experimental	.................................................................................................	42	
12.3.2.	 Cuantificación	de	hormonas	en	el	suero	...................................................................	43	
12.3.3.	 Ensayo	de	actividad	de	la	desyodasa	2	......................................................................	45	
12.3.4.	 Contenido	hipotalámico	de	TRH	................................................................................	46	
12.4.	 Cuantificación	de	la	expresión	de	ARNm	...................................................................	46	
12.4.1.	 Extracción	de	RNA	y	síntesis	de	ADNc	.......................................................................	46	
12.4.2.	 PCR	cuantitativo	(qPCR)	.............................................................................................	47	
12.5.	 Cuantificación	sérica	de	glucosa	y	ácidos	grasos	libres	...............................................	48	
12.6.	 Análisis	estadístico	....................................................................................................	48	
13.	 Resultados	...........................................................................................................	50	
13.1.	 Clonación	y	secuenciación	de	los	ARNm	del	eje	somatotrópico	.................................	50	
13.1.1.	 Hormona	liberadora	de	hormona	del	crecimiento	(GHRH)	.......................................	50	
13.1.1.	 Polipéptido	activador	de	la	adenilato-ciclasa	de	la	pituitaria	(PACAP)	......................	50	
13.1.2.	 Hormona	liberadora	de	tirotropina	(TRH)	.................................................................	50	
13.1.1.	 Somatostatina	(SST)	...................................................................................................	51	
13.1.1.	 Factor	de	crecimiento	similar	a	insulina	tipo	I	(IGF-1)	...............................................	51	
13.2.	 Análisis	filogenético	de	la	secuencia	de	GHRH-PACAP	................................................	51	
13.3.	 Distribución	de	la	expresión	de	los	ARNm	del	eje	somatotrópico	..............................	59	
13.4.	 Efecto	de	la	temperatura	ambiental	sobre	los	componentes	de	los	ejes	somatotrópico	
y	tiroideo	...............................................................................................................................	61	
13.4.1.	 Concentraciones	séricas	de	GH,	IGF-1	y	corticosterona	............................................	61	
13.4.2.	 Cuantificación	de	la	expresión	genética	hipotalámica	de	GHRH,	PACAP,	SST;	
hipofisiaria	de	GH;	y	hepática	de	IGF-1	.....................................................................................	62	
13.4.3.	 Concentración	sérica	de	T4	y	T3	y	actividad	hepática	de	la	D2	.................................	63	
13.4.4.	 Contenido	hipotalámico	de	TRH	................................................................................	66	
13.4.5.	 Cuantificación	de	la	expresión	genética	hipotalámica	de	TRH	e	hipofisiaria	de	TSH	66	
13.5.	 Estado	Metabólico:	glucosa	y	ácidos	grasos	libres	en	suero	.......................................	67	
14.	 Discusión	.............................................................................................................	69	
15.	 Conclusiones	.......................................................................................................	79	
16.	 Bibliografía	..........................................................................................................	80	
 
 
	 1	
4. RESUMEN 
La hormona del crecimiento (GH), en conjunto con las hormonas tiroideas (HT), 
regulan el crecimiento y desarrollo de los vertebrados además de modular el metabolismo 
de éstos organismos. En ectotermos, estos procesos fisiológicos son influenciados de 
manera importante por la temperatura ambiental. Sin embargo, son pocos los estudios que 
describen la influencia directa de este factor abiótico sobre los ejes somatotrópico y tiroideo 
de reptiles. Por lo anterior, el objetivo del presente trabajo fue describir los efectos de dos 
temperaturas sub-optimas (25 y 18 ºC) durante una fase aguda (48 h) y crónica (2 semanas), 
comparándolas con una temperatura control (30 – 35 ºC) sobre los ejes somatotrópico y 
tiroideo de iguana verde. Los resultados muestran que hay un incremento en la 
concentración sérica de GH (2 veces a 25 ºC y 1.9 a 18 ºC) y un aumento de la expresión 
del ARNm que la codifica (hasta 3.7 veces) principalmente bajo condiciones crónicas de 
exposición al frío. De manera similar, la concentración en suero del factor de crecimiento 
similar a insulina tipo 1 (IGF-1) fue significativamente mayor después de la exposición al 
frío (8.5 ± 2.3 a 25 ºC; 15.92 ± 3.4 a 18 ºC; vs. 9.3 ±1.21 ng/ml a 35 °C) mientras que la 
expresión hepática del ARNm de IGF-1 se incrementó hasta 6.8 veces. El eje 
somatotrópico podría ser regulado, en las condiciones agudas, por la hormona liberadora de 
tirotropina (TRH) ya que en estas condiciones la concentración hipotalámica de TRH 
aumenta hasta 1.45 veces mientras que la expresiónde su ARNm aumenta 0.9 veces por 
encima del control. Adicionalmente, la expresión del ARNm de somatostatina (SST) se 
incrementó 1 y 1.2 veces en estas mismas condiciones mientras. Por el contrario, en la 
exposición crónica los neuropéptidos mencionados no tienen cambios significativos, 
aunque el polipéptido activador de la adenilato ciclasa hipofisiaria (PACAP) aumentó 0.4 y 
0.6 veces a 25 y 18 ºC, respectivamente, sugiriendo un papel modulador sobre la secreción 
de GH en estas condiciones. Por otra parte, aunque hubo un aumento en el contenido 
hipotalámico de TRH y en la expresión de su ARNm, esta hormona parece no influenciar la 
actividad del eje tiroideo, el cual mostró una severa disminución en todas las condiciones 
de exposición al frío, como lo muestra la disminución del ARNm de tirotropina (TSH) de 
hasta un octavo con respecto al control, la disminución sérica de T4 (de 11.6 ± 1.09 hasta 
5.3 ± 0.58 ng/ml después de 2 semanas a 18 ºC) y de T3 (de 0.87 ± 0.09 hasta 0.05 ± 0.01 
ng/ml, bajo condiciones crónicas a 25 ºC) y la disminución de la actividad de la enzima 
	 2	
desyodasa tipo 2 (D2) (de 992.5 ±224 hasta 213.6 ± 26.4 fmol I125T4/mg.h). La reducción 
en la actividad tiroidea correlaciona con la reducción del metabolismo, como lo sugiere la 
disminución de las concentraciones séricas de glucosa y ácidos grasos libres. Estos 
cambios, aparentemente fueron independientes de una posible respuesta de estrés, al menos 
en la exposición aguda a ambas temperaturas y en la exposición crónica a 25 ºC, debido a 
que la concentración sérica de corticosterona no mostró cambios significativos en estas 
condiciones, mientras que en la exposición crónica a 18 ºC, se encontró un sutil incremento 
(0.38 veces sobre el control). Con lo anterior, los datos del presente trabajo sugieren que los 
ejes somatotrópico y tiroideo tienen una respuesta diferencial ante la exposición al frío, y 
que la GH y la TRH podría jugar un papel importante asociado con los mecanismos de 
adaptación se permiten mantener la aclimatación a la temperatura en iguana verde. 
 
	 3	
5. ABSTRACT 
Growth hormone (GH), together with thyroid hormones (TH), regulates growth and 
development, and has critical effects on vertebrate metabolism. In ectotherms, these 
physiological processes are strongly influenced by environmental temperature. However, 
little is known about the direct influences of this factor on the somatotropic and thyroid 
axes, particularly in reptiles. Therefore, the aim of this study was to describe the effects of 
both acute (48 h) and chronic (2 weeks) exposure to sub-optimal temperatures (25 and 18 
ºC) upon somatotropic and thyroid axis function of the green iguana, in comparison to the 
control temperature (30-35 °C). We found an increase in GH release (2.0-fold at 25 ºC and 
1.9-fold at 18 ºC) and GH mRNA expression (up to 3.7 fold), mainly under chronic 
exposure conditions. The serum concentration of Insulin-like growth factor-I (IGF-I) was 
significantly greater after chronic exposure (18.5 ± 2.3 at 25 ºC; 15.92 ± 3.4 at 18 ºC; vs. 
9.3 ±1.21 ng/ml at 35 °C), while hepatic IGF-I mRNA expression increased up to 6.8 fold. 
Somatotropic axis may be regulated, under acute conditions, by thyrotropin-releasing 
hormone (TRH) that significantly increased its hypothalamic concentration (1.45 times) 
and mRNA expression (0.9-fold above control), respectively; and somatostatin (mRNA 
expression increased 1.0 to 1.2 times above control), and under chronic treatment, by 
pituitary adenylate cyclase-activating peptide (PACAP mRNA expression was increased 
from 0.4 – 0.6 times). On the other hand, while there was a significant increase in the 
hypothalamic content of TRH and its mRNA expression, this hormone did not appear to 
influence the thyroid axis activity, which showed a severe diminution in all conditions of 
cold exposure, as indicated by the decreases in thyrotropin (TSH) mRNA expression (up to 
one-eight of the control), serum T4 (from 11.6 ± 1.09 to 5.3 ± 0.58 ng/ml after 2 weeks at 
18 ºC) and T3 (from 0.87 ± 0.09 to 0.05 ± 0.01 ng/ml, under chronic conditions at 25 ºC), 
and Type-2 deiodinase (D2) activity (from 992.5 ±224 to 213.6 ± 26.4 fmol I125T4/mg.h). 
The reduction in thyroid activity correlates with the down-regulation of metabolism as 
suggested by the decrease in the serum glucose and free fatty acid levels. These changes 
apparently were independent of a possible stress response at least under acute exposure to 
both temperatures and in chronic treatment to 25 ºC, since serum corticosterone had no 
significant changes in these conditions, while at chronic 18 ºC exposure, a slight increase 
(0.38 times above control) was found. Thus, our data suggest that the reptilian somatotropic 
	 4	
and thyroid axes have differential responses to cold exposure, and that GH and TRH may 
play important roles associated to adaptation mechanisms that support temperature 
acclimation in the green iguana. 
	
	 5	
6. INTRODUCCIÓN 
El eje somatotrópico es el principal regulador endocrino del crecimiento en los 
animales vertebrados. Dicho eje comprende al hipotálamo en el sistema nervioso central, a 
la hipófisis, hígado, músculo y hueso a nivel periférico (Rousseau and Dufour, 2007). En 
cada tejido se sintetizan y liberan hormonas que interactúan para regular el desarrollo y 
crecimiento de los organismos. Además, el eje somatotrópico tiene acciones sobre el 
metabolismo de proteínas, lípidos, carbohidratos, ácidos nucleicos y minerales, y modula 
también la proliferación y la diferenciación celular (Casanueva, 1992; Davidson, 1987; 
Isaksson et al., 1982). Este eje involucra principalmente a la hormona liberadora de 
hormona del crecimiento (GHRH), el péptido activador de la adenilato ciclasa hipofisiaria 
(PACAP) y la somatostatina (SST), sintetizadas en el hipotálamo; a la hormona del 
crecimiento (GH) liberada por la hipófisis, y al factor de crecimiento similar a insulina tipo 
(IGF-1) sintetizado y secretado en hígado principalmente, así como a sus proteínas de 
transporte y receptores celulares (Canosa et al., 2007). En mamíferos, la regulación de la 
síntesis y secreción de GH es mediada por la GHRH y a la SST (Figura 1). Sin embargo, en 
animales no mamíferos la regulación hipotalámica de la secreción de GH parece ser más 
compleja y heterogénea (Gahete et al., 2009) ya que existe evidencia de que hormonas de 
otros sistemas influyen sobre el funcionamiento del eje somatotrópico. En peces, por 
ejemplo, la hormona estimuladora de gonadotropinas (GnRH) es capaz de estimular la 
liberación de GH (Klausen et al., 2001). Además, la hormona estimuladora de tirotropos 
(TRH) tripéptido hipotalámico que estimula la liberación de la tirotropina (TSH) en la 
adenohipófisis, se ha descrito también como otro factor hipotalámico que participa en la 
estimulación de la liberación de la GH por los somatotropos de peces (Trudeau et al., 
1992), anfibios (Gracia-Navarro et al., 1991), reptiles (Hall and Chadwick, 1984a) y aves 
(Ahene et al., 1991). La TSH, a su vez ejerce su efecto sobre la glándula tiroides para 
inducir la síntesis y secreción de hormonas tiroideas (HT), tiroxina (T4) principalmente y 
en menor proporción triyodotironina (T3). Éstas hormonas son metabolizadas en tejidos 
periféricos en los cuales su deshalogenación origina metabolitos tiroideos (Rousseau and 
Dufour, 2007). 
La GH, bajo ciertas circunstancias, puede modular las concentraciones circulantes 
de hormonas tiroideas influyendo en la actividad periférica de las desyodasas, enzimas 
	 6	
encargadas de la desyodación de HT (Scanes, 1995). A su vez, las HT pueden regular la 
expresión de GH ya que, como se ha descrito para algunos vertebrados, en el promotor del 
gen de esta proteína se han descrito elementos de respuesta a hormonas tiroideas. 
(Rousseau et al., 2002). Esto, en conjunto, indica que existe comunicación cruzadaentre 
ambos sistemas hormonales a distintos niveles sugiriendo funciones sinérgicas, por 
ejemplo, en el control del desarrollo, crecimiento y modulando el metabolismo. 
Por otro lado, la regulación de los procesos fisiológicos de los organismos, además 
de ser controlada por el medio interno, es afectada por factores externos y 
medioambientales como la temperatura, la cual presenta fluctuaciones circadianas y 
estacionales que influyen fuertemente en las funciones biológicas de todas las formas de 
vida (Schöonbaum and Lomax, 1991). Es bien conocido que este es un factor ambiental 
crítico que directamente afecta procesos moleculares, bioquímicos y fisiológicos, 
particularmente en vertebrados ectotermos como peces, anfibios y reptiles (Angilletta et al., 
2002; Angilletta, 2009). Particularmente en reptiles, la temperatura determina los niveles de 
actividad, metabolismo, la tasa de reproducción e incluso el sexo (Blouin-Demers et al., 
2000; Deeming, 2004; Radder and Shine, 2006). Además, una óptima temperatura 
promueve funciones esenciales como la digestión, el desarrollo embrionario y el 
crecimiento somático de los organismos (Flatt et al., 2001; Ladyman et al., 2003; Zani, 
2008). Este último, se regula de forma endocrina, esencialmente, por el eje somatotrópico 
(Rousseau and Dufour, 2007), lo cual sugiere que el funcionamiento de este sistema 
hormonal estaría influenciado por la temperatura ambiental, particularmente en ectotermos. 
(Rousseau and Dufour, 2007). Sin embargo, la mayoría de los estudios que describen esta 
influencia en vertebrados se restringen a peces y sugieren que la respuesta del eje depende 
de la especies, el estadio de desarrollo (Li et al., 2007), el estatus nutricional (Gabillard, 
2003a), el nicho ecológico (Vargas-Chacoff et al., 2009) y el estado reproductivo (David 
and Degani, 2010; Levy et al., 2011). En cuanto a anfibios y reptiles, no se ha descrito la 
influencia de la temperatura ambiental sobre el funcionamiento del eje somatotrópico, 
aunque se ha documentado que lagartos de la misma especie (Eremias multiocellata) 
distribuidos en poblaciones con distintas temperaturas ambientales tienen una tasa de 
crecimiento diferente siendo más pequeños los individuos distribuidos en ambientes con 
temperaturas ambientales más frías en comparación con los que se desarrollan en ambientes 
	 7	
cálidos (Li et al., 2011) sugiriendo que en estas especies la temperatura ambiental también 
podría estar influenciando el funcionamiento del eje somatotrópico, aunque la relación 
entre este sistema hormonal, el crecimiento y la temperatura ambiental no ha sido evaluada. 
 
Figura 1. Red de regulación fisiológica de los componentes del eje somatotrópico. Los rectángulos 
representan a las hormonas en diferentes tejidos. Los conectores representan interacciones estimuladoras 
(rojo) o inhibitorias (verde). GHRH, hormona liberadora de la hormona del crecimiento; GHBP, proteína de 
unión a la hormona del crecimiento; IGF-1, factor de crecimiento similar a insulina; IGFBP, proteína de unión 
a IGF-1; AsC, núcleo Arcuato; PeV, núcleo periventricular. Tomado de (Johnson et al., 2009). 
HIPOTÁLAMO	
GHRH	
Interneuronal	
SST	
Interneuronal	
GHRH	
Almacén	
SST	
Almacén	
Eminencia	media	
GHRH	
Hipofisiaria	
SST	
Hipofisiaria	Hipófisis	
anterior	
GH	
Almacén	
GH	
Sistémica	
Tejidos	 periféricos	
IGF-1	
Almacén	
IGF-1	
Sistémico	
EsEmulación	
Inhibición	
	 8	
Por otra parte, el eje tiroideo, que tiene un entrecruzamiento funcional con el eje 
somatotrópico a distintos niveles, es un sistema termosensible que se activa para regular la 
respuesta termorreguladora en endotermos (Silva, 2001) mientras que en ectotermos la 
actividad tiroidea es mayor durante la exposición a condiciones templadas y, por el 
contrario, disminuye a bajas temperaturas (Buffenstein and Louw, 1982a; Walker, 1973). 
La respuesta de estos dos ejes ante cambios en la temperatura ambiental, aunque parece ser 
muy importante en reptiles, aun no se ha estudiado, por lo que el objetivo del presente 
trabajo fue evaluar la respuesta de estos sistemas hormonales en iguana verde ante la 
exposición constante a bajas temperaturas (18 y 25 ºC), así como determinar una posible 
comunicación cruzada entre ambos sistemas. 
	 9	
7. ANTECEDENTES 
7.1. El eje somatotrópico 
7.1.1. Hormona liberadora de la hormona del crecimiento (GHRH) 
La hormona liberadora de hormona del crecimiento (GHRH) es un péptido que se 
ha descrito en numerosas especies, incluyendo a los protocordados (Sherwood et al., 2000). 
Es una hormona hipotalámica que se expresa principalmente en el núcleo arcuato de 
mamíferos y que tiene como principal función estimular la secreción de GH a través de la 
unión específica a su receptor (Bloch et al.), GHRH-R, miembro de la familia de receptores 
acoplados a proteínas G cuya activación incrementa el AMPc intracelular y activa la vía de 
señalización de la proteína cinasa A, PKA, (Gaylinn et al., 1993; Lin et al., 1993). 
Adicionalmente, la GHRH estimula la proliferación, diferenciación y crecimiento de los 
somatotropos en la parte anterior de la hipófisis (Billestrup et al., 1986; Mayo et al., 1988) 
y se le ha atribuido también un papel en la modulación del apetito y la regulación del sueño 
(Ehlers et al., 1986; Obal et al., 1988). 
La GHRH pertenece a una familia de péptidos que incluyen al glucagon, PACAP, 
secretina, Polipéptido Intestinal Vasoactivo (VIP), entre otros (Sherwood et al., 2000). 
Evolutivamente su estructura está relativamente bien conservada, con homólogos 
identificados en peces, aves y mamíferos (Lee et al., 2007; Wang et al., 2007; Wu et al., 
2008). La GHRH de rata consta de 43 aminoácidos y difiere de la GHRH humana en 15 
posiciones. La GHRH bioactiva y madura consta de 40-44 aminoácidos y es producto de un 
complejo procesamiento proteolítico de un péptido precursor más grande (pre-pro GHRH) 
en el que la enzima furina juega un papel muy importante (Dey et al., 2004; Posner et al., 
2004). La estructura primaria más corta de GHRH que mantiene toda su actividad biológica 
es una secuencia de 29 aminoácidos (Figura 2) ubicada en el extremo amino terminal 
(Kiaris et al., 2005). Los genes que codifican la GHRH en la rata (rGHRH) y en el humano 
(hGHRH) son similares, constan de 5 exones, de los cuales el 2, el 3, el 4 y una parte del 5 
codifican las secuencias de los respectivos precursores. El precursor de la rGHRH tiene 104 
aminoácidos y tras su procesamiento da lugar al péptido maduro de 43 aminoácidos, 
mientras que del gen de la hGHRH se producen dos precursores, uno de 107 y otro de 108 
aminoácidos, formados por procesamiento alternativo del ARN mensajero (ARNm) 
	 10	
primario. Estos dos precursores de la hGHRH, tras sufrir modificaciones proteolíticas, dan 
lugar a las formas de 40 y 44 aminoácidos presentes en el hipotálamo humano. 
 
Figura 2. Secuencia de la GHRH humana y sus variantes moleculares. La secuencia de aminoácidos 
corresponde al precursor de GHRH. Las líneas roja y verde representan la ubicación de las variantes 
moleculares 40 y 44 kDa, respectivamente. La línea azul señala los 29 aa de la GHRH necesarios para su 
bioactividad. Tomado de (Kiaris et al., 2005). 
En mamíferos, GHRH y PACAP están codificados por dos genes distintos. La 
GHRH se encuentra codificada con otro péptido denominado péptido C, del cual no se 
conoce su función, mientras que PACAP y el péptido similar a PACAP (PRP) se 
encuentran codificados en el mismo transcrito (Hosoya et al., 1992; Mayo et al., 1985). En 
vertebrados no mamíferos y protocordados se creía que GHRH y PACAP se encontraban 
codificados en el mismo gen (McRory and Sherwood, 1997), sugiriendo que la GHRH de 
mamíferos es el resultado de una duplicación del gen de PACAP que ocurrió justo antes de 
la divergencia del linaje de los mamíferos (Montero et al., 2000; Sherwood et al., 2000). 
Sin embargo,evidencia reciente indica que GHRH y PACAP de peces y aves están 
codificados en diferentes genes y presentan ciertas diferencias. El gen de la GHRH de 
pollo, por ejemplo, consta de 7 exones a diferencia de los 5 exones que constituyen el gen 
de GHRH de mamíferos (Montero et al., 2000; Sherwood et al., 2000). Además, el prepro-
GHRH de pollo es más largo (172 y 188 aa) que el de mamíferos (103-108 aa) conteniendo 
un péptido críptico de 41 aa (Wang et al., 2007). De igual manera se describió que el 
péptido que inicialmente se denominó como péptido similar a GHRH en peces y el cual era 
considerado el homólogo de GHRH de mamíferos, en realidad es el ortólogo del PRP de 
mamíferos, indicando que GHRH y PACAP se encuentran en genes separados desde peces 
(Lee et al., 2007). 
En contraste con los estudios reportados en mamíferos, el efecto fisiológico 
estimulador de la secreción de GH por la GHRH es controversial en vertebrados no 
mamíferos (Montero et al., 2000). En aves, se ha demostrado que la GHRH homóloga de 
pollos es capaz de inducir la secreción de GH en modelos in vivo e in vitro (Harvey et al., 
	 11	
2014). En teleósteos, la GHRH humana tiene un efecto moderado en la estimulación de la 
liberación de GH de cultivos primarios hipofisiarios de numerosas especies incluyendo la 
trucha arcoíris, tilapia y salmón rojo (Luo et al., 1990; Melamed et al., 1995; Parker et al., 
1997). Además en cultivos primarios hipofisiarios de la anguila europea, la GHRH no tiene 
efecto alguno en la secreción de GH (Montero et al., 1998). Por el contrario, se ha 
demostrado que PACAP actúa como un importante factor de liberación de GH en cultivos 
hipofisiarios de la carpa forrajera (Wong et al., 1998, 2005). Similares efectos 
estimuladores de la secreción de GH por PACAP han sido reportados también en anfibios 
(Wang et al., 2007). En reptiles, aunque no se ha descrito en ninguna especie la secuencia 
de GHRH, se sabe que PACAP y GHRH estimulan la liberación de GH de manera similar, 
mientras que en aves y mamíferos el principal estimulador de la GH es GHRH (Gahete et 
al., 2009). 
7.1.2. Polipéptido Activador de la Adenilato-Ciclasa Hipofisiaria (PACAP) 
PACAP, es un polipéptido que pertenece a la misma familia que GHRH. Presenta dos 
formas moleculares (PACAP27 y PACAP38, ambas con el extremo carboxilo α-amidado) 
aisladas originalmente en el hipotálamo de ovejas. Ambas isoformas son capaces de 
estimular la actividad de la adenilato ciclasa en células hipofisiarias de rata (Miyata et al., 
1989). La variante PACAP 27 es idéntica al extremo amino de PACAP38 y su estructura 
está filogenéticamente muy conservada (Montero et al., 2000; Vaudry et al., 2000), lo que 
sugiere que este péptido ejerce una función biológica esencial en todos los vertebrados 
(Arimura and Shioda, 1995; Ogi et al., 1990; Ohkubo et al., 1992; Okazaki et al., 1995) y 
en protocordados (McRory and Sherwood, 1997). En humanos, el ARN mensajero de 
PACAP codifica para un precursor de 176 aa, de los cuales 24 forman el péptido señal y 
124 aa conforman el precursor de PACAP, pre-PACAP (Hosoya et al., 1992). En el 
extremo carboxilo terminal de este precursor se encuentra PACAP38, mientras que río 
arriba se encuentra codificado un péptido de 29 aa, delimitado por residuos básicos en sus 
extremos amino y carboxilo terminal (Figura 3). Este péptido, que tiene moderada 
homología estructural con PACAP27, ha sido denominado péptido similar a PACAP, PRP 
(Hoyle, 1999; Ogi et al., 1990). 
	 12	
 
Figura 3. Representación esquemática del procesamiento postraduccional del precursor de PACAP de 
rata. En la figura se señalan la naturaleza y localización de cada sitio específico de corte y amidación. PAM, 
peptidil-glicina monooxigenasa; PC1, 2 o 4, convertasas de prohormonas y; SP, péptido señal. Tomado de 
(Vaudry et al., 2009). 
En peces, se ha descrito que ambas isoformas (PACAP27 y 38) estimulan la liberación 
de GH por células hipofisiarias del pez dorado, salmón y la anguila (Montero et al., 2000; 
Parker et al., 1997; Wong et al., 2000). Otros estudios en anfibios revelan que PACAP es 
capaz de incrementar la concentración citoplasmática de calcio en cultivos de somatotropos 
de rana (Gracia-Navarro et al., 1992) y de estimular la secreción de GH en la rana verde 
europea (Yon et al., 1993). De igual manera, se ha descrito que en aves PACAP induce una 
estimulación del AMPc por las células hipofisisarias, aunque la secreción de GH 
estimulada por PACAP es muy débil comparada con la producida por la GHRH humana 
(Peeters et al., 1998). En mamíferos el efecto de PACAP en la estimulación de la liberación 
de GH es controversial. Algunos estudios en rata, oveja y ganado indican que tiene un 
efecto estimulador (Goth et al., 1992; Hashizume et al., 1994; Sawangjaroen et al., 1997), 
mientras que otros reportes indican que PACAP no tiene efecto en la secreción de GH 
(Culler and Paschall, 1991; Sawangjaroen and Curlewis, 1994). Estos estudios sugieren que 
a lo largo de la historia evolutiva de los vertebrados, la secreción de GH se ha ido 
	 13	
especializando para que la lleve a cabo la GHRH, ya que en peces el principal factor 
estimulador de la liberación de GH es PACAP; en anfibios y reptiles se ha descrito que 
tanto PACAP como GHRH estimulan la liberación de GH con la misma equipotencia, 
mientras que en aves y mamíferos GHRH es el principal regulador positivo de la secreción 
de GH (Gahete et al., 2009). 
La localización de PACAP en el sistema nervioso central ha sido documentada en todos 
los grupos de vertebrados, incluyendo reptiles, y se ha descrito que en estas especies se 
muestra un patrón muy semejante de distribución en el que PACAP se encuentra 
ampliamente distribuida en el cerebro (corteza, amígdala, hipocampo, glándula pineal, 
sustancia nigra, cerebelo y puente) aunque tiene una alta concentración en el hipotálamo 
(Vaudry et al., 2009). En estos tejidos, la variante molecular más abundante es PACAP38, 
mientras que PACAP27 comprende menos del 10% del péptido total (Piggins et al., 1996). 
7.1.3. Somatostatina (SST) 
La somatostatina (SST) es un tetradecapéptido cíclico aislado originalmente en el 
hipotálamo de mamíferos y fue identificado como un inhibidor de la secreción de GH. En 
mamíferos, se sabe que SST es un péptido multifuncional ampliamente distribuido a lo 
largo del sistema nervioso central y en tejidos periféricos (Reisine and Bell, 1995). Sus 
funciones incluyen la modulación de la neurotransmisión, secreción celular, proliferación 
celular (Patel, 1999) y la inhibición de la secreción de varias hormonas (Florio et al., 1994). 
En mamíferos, existen dos variantes moleculares: SST14 y otra variante con una extensión 
de 14 aa en el amino terminal de SST14 denominada SST28. Ambas variantes se 
encuentran codificadas por un gen común el cual es expresado y procesado como un solo 
precursor (prepro-SST) (Patel and Srikant, 1997). Los dos péptidos, SST14 y SST28 son 
sintetizados en cantidades variables por las células productoras de preproSST y son el 
resultado de un procesamiento diferencial del precursor. Debido a esto, en el cerebro, 
estómago y páncreas es más abundante la variante SST14, mientras que SST28 predomina 
en el intestino (Tostivint et al., 2008). La isoforma SST14 ha sido más estudiada 
identificándola con la misma estructura primaria en al menos una especie representativa de 
cada clase de vertebrados (Conlon et al., 1997). Ambas isoformas poseen una conformación 
cíclica debido a la presencia de un puente disulfuro intramolecular entre 2 cisteínas (Figura 
	 14	
4). Esta región abarca el motivo fenilalanina-triptofano-lisina (Phe-Trp-Lys) el cual es 
esencial para su actividad biológica (Veber et al., 1979) misma que es mediada por una 
familia de receptores acoplados a proteínas G (SSTRs) con 5 subtipos codificados por 
genes diferentes, excepto SSTR2A (Patel, 1999). El péptido SST14se une a los 6 tipos, 
pero la afinidad por los receptores 1-4 es 2 a 3 veces mayor que la afinidad de SST28 por 
estos mismos receptores. En contraste, al receptor tipo 5 se une preferencialmente SST28 
(Patel et al., 1994). Además del prepro-SST, se ha descrito otro precursor que en 
vertebrados no mamíferos denominado prepro-SSTIII mientras que en mamíferos se conoce 
como cortistatina (CST) (de Lecea et al., 1996; Lin and Peter, 2001). Recientemente se ha 
determinado que los genes que codifican para estas proteínas son ortólogos (Tostivint et al., 
2004). 
 
Figura 4. Estructura primaria de la SST de distintas especies. A) Estructura primaria del precursor de SST 
de distintas especies. Las líneas verticales negras representan los sitios de procesamiento que originan las 
variantes 28 y 14, respectivamente. B) Puente de disulfuro de la variante SST-14 común a todos los 
vertebrados. Modificado de (Tostivint et al., 2008). 
La SST es el principal regulador negativo de la secreción de GH, ésta función 
inhibitoria se mantiene conservada durante la evolución, aunque con algunas diferencias. 
A	
B	
Armadillo 
Gato 
Humano, vaca, perro, elefante, mono, conejo, roedores, etc. 
Zarigüeya 
Ornitorrinco 
Pollo 
Rana 
Xenopus 
Pez pulmonado 
Bowfin 
	 15	
En peces teleósteos SST14 es un potente inhibidor de la secreción basal de GH (Cook and 
Peter, 1984; Melamed et al., 1995; Very et al., 2008). En otros vertebrados no mamíferos, 
la acción de SST en la liberación de GH es ligeramente diferente. En la rana de jardín, el 
sapo toro, la rana africana y dos especies de tortugas de agua dulce, SST aparentemente no 
tiene un efecto en la secreción basal de GH, pero si inhibe la liberación de GH estimulada 
por TRH en cultivos hipofisiarios de ambos grupos taxonómicos (Hall and Chadwick, 
1984b; Yon et al., 1993). En aves, la SST es capaz de inhibir la secreción de GH basal y la 
estimulada por GHRH (Dean et al., 1997; Spencer et al., 1986). En mamíferos, SST es 
esencial para mantener la pulsatilidad de la secreción de GH y se ha propuesto un modelo 
en el que GHRH y SST deben de ser secretadas alternadamente para estimular e inhibir esta 
secreción de GH (Tannenbaum et al., 1989). 
7.1.4. Hormona del Crecimiento (GH) 
La hormona del crecimiento se encuentra codificada en un gen que en los 
vertebrados terrestres estudiados comprende 5 exones divididos por 4 intrones con una 
longitud total de aproximadamente 2 kb siendo la mayor longitud ocupada por los intrones 
(Forsyth and Wallis, 2002). Por el contrario, en peces salmónidos se ha documentado la 
presencia de un intrón más, que resulta en 6 exones divididos por 5 intrones. Además, la 
longitud del gen que codifica la GH de peces es mayor que la de vertebrados terrestres, 
entre 3 y 5 kb en algunos teleósteos como los salmónidos y cerca de 14 kb en la lamprea 
(Moriyama et al., 2006). Sin embargo, y a pesar de la diferencia en la longitud del gen de 
GH entre las especies, éste se trascribe en un ARNm precursor que es procesado dando 
como resultado un ARNm maduro de aproximadamente 650 pb en todas las especies 
estudiadas. 
La hormona del crecimiento es una proteína que contiene 191 aa en la mayoría de 
los vertebrados estudiados, tiene un peso molecular de 22 kDa aproximadamente. Dentro de 
su estructura contiene cuatro residuos de cisteína conservados en las GHs de todas las 
especies estudiadas (Figura 5) , con lo que se forman dos puentes disulfuro (posiciones 53-
164 y 181-189) dando origen a una asa central grande y una más pequeña cercana al 
extremo carboxilo terminal (Scanes, 1995). Las estructuras secundaria y terciaria de la GH 
se han dilucidado gracias a los estudios de cristalografía de rayos X en mamíferos, 
	 16	
concluyendo que está formada por cuatro α-hélices antiparalelas que se extienden en los 
segmentos 7-34, 75-87, 106-127 y 152-183, en donde cada hélice presenta diferente 
carácter anfifílico, con la hélice 4 siendo mayormente hidrofóbica. Además, la estructura 
primaria de las GHs de vertebrados presenta considerable similitud dentro de estas regiones 
α-helicoidales. Se tienen también dos pequeñas formaciones tipo α-hélice en las regiones 
53-58 y 89-96 por lo que la conformación α-helicoidal abarca aproximadamente un 50% de 
la estructura total de la hormona (de Vos et al., 1992). 
 
Figura 5. Alineamiento múltiple de la estructura primaria de la GH de distintos vertebrados. La 
similitud entre aminoácidos de cada posición se señala de acuerdo a la matriz de sustitución BLOSUM62; 
puntuación máxima (3.0 ) residuos negros; puntuación media (1.5) gris obscuro y; puntuación baja (0.5) gris 
claro. Los cuatro residuos de cisteína conservados se señalan con flechas. Las posición de las cuatro alfa 
hélices se muestran con barras grises (hélices 1 -4). Los sitios consenso de glicosilación se muestran con 
recuadros de líneas punteadas. Tomado de (Ávila-Mendoza et al., 2014). 
La actividad de la hormona del crecimiento está mediada por la unión a su receptor 
específico, con el que forma un complejo heterotrimérico debido a que cada molécula de 
GH puede interaccionar con dos moléculas del receptor a través de los dos sitios de unión 
que la GH posee. El primero incluye la hélice 4 desde su región central hasta la región 
	 17	
carboxilo terminal, mientras que el segundo sitio incluye la hélice 3 y la hélice 1 (Juárez-
Aguilar et al., 1999). De esta manera, se forma un heterotrímero (Figura 6) con enlaces 
(puentes de hidrógeno y salinos específicos) entre la hormona y las dos moléculas del 
receptor, y entre ambos receptores a su vez (de Vos et al., 1992). Esta dimerización del 
receptor es aparentemente indispensable para iniciar la cascada de eventos de transducción 
de señales intracelulares (Goffin et al., 1996) que finalmente regulan sus efectos. Aunque 
en un principio se pensó que la GH inducía la dimerización del receptor al ponerse en 
contacto con la membrana, estudios recientes demuestran que el receptor se dimeriza en el 
retículo endoplásmico antes de que se una a su ligando (Gent et al., 2002). 
 
Figura 6. Mecanismo de acción de la GH. La GH se une a dos moléculas de su receptor (GHR) activando 
distintas vías de señalización intracelular. Modificado de (Brooks et al., 2008) 
Los efectos que desencadena la hormona del crecimiento al unirse a su receptor 
están relacionados con el crecimiento y el desarrollo de los organismos, aunque la GH 
también interviene en el metabolismo de proteínas, lípidos, carbohidratos, ácidos nucleicos 
y minerales (Casanueva, 1992; Davidson, 1987; Isaksson et al., 1982). Además, exhibe 
actividad sobre la proliferación y diferenciación celular. Estos efectos pueden ser directos 
GHR-1	
GHR-2	
GH	
	 18	
sobre las células blanco o mediados a través de otros mensajeros peptídicos regulados por 
la hormona, como es el caso del factor de crecimiento similar a insulina tipo I, IGF-1 
(Harvey, 1995). 
Tanto la estructura como la función de la hormona del crecimiento en reptiles ha 
sido poco estudiada. En cuanto a la estructura de la hormona, se conoce la secuencia de 
aminoácidos de esta hormona en cuatro especies de reptiles: una tortuga marina, el 
cocodrilo de Nueva Guinea, la del pitón, y recientemente la de iguana verde. Las tres tienen 
una composición de 190 aa con los cuatro residuos de cisteína conservados en todas las 
GHs (Avila-Mendoza et al., 2014; Noso, Lance, & Kawauchi, 1995; Yasuda, Yamaguchi, 
Papkoff, Yokoo, & Kawauchi, 1989). Esto sugiere que con los residuos de cisteína se 
forman los puentes disulfuro característicos de las GH de todas las especies. Estas 
secuencias, al ser alineadas con las secuencias de otras especies, presentan amplia similitud 
con la GH de aves por lo que se podría plantear la posibilidad de un efecto similar de la GH 
sobre aves y reptiles (Figura 5). 
Los estudios enfocados a discernir el papel funcional de la GH en reptiles hansido 
heterólogos. El primer acercamiento lo realizaron Noble y Bradley (Noble G. K, 1965) 
quienes observaron que la hipofisectomía en el lagarto Hemidactylus brookii disminuía 
considerablemente el proceso de muda; sin embargo, esta disminución era efecto de la falta 
de todas las hormonas hipofisiarias. Posteriormente, Licht y Pearson (Licht and Pearson, 
1969) describieron el efecto solo de la adenohipofisectomía en la función testicular del 
lagarto Anolis carolinensis concluyendo que el mantenimiento y desarrollo de las células 
germinales, así como la producción de andrógenos, depende de la adenohipófisis. Sin 
embargo, las hormonas que participan en este proceso no fueron identificadas. A este 
respecto se han realizado estudios usando GH heteróloga, donde se ha descrito que el 
contenido de colágeno en huesos largos se incrementa significativamente en lagartos de 
jardín (Podarcis sicula) tratados con GH porcina (Panigrahy and Patnaik, 1975). Por otra 
parte, el crecimiento de reptiles en respuesta a la administración exógena de GH fue 
evaluado por Andersen y cols. (Andersen et al., 1990), quienes describieron un aumento del 
18% en el peso corporal de cocodrilos del Nilo (Crocodylus niloticus) tratados con GH 
recombinante humana en comparación con los organismos control. Asimismo, tanto la 
longitud como la eficiencia de conversión alimenticia de estos organismos incrementaron 
	 19	
en un 10 y 8% respectivamente, sugiriendo una actividad somatotrópica de la GH en 
reptiles. 
7.1.5. Factor de Crecimiento similar a Insulina tipo 1 (IGF-1) 
El IGF-1 es un polipéptido de 70 aa que es estructural y funcionalmente similar a la 
insulina (Froesch et al., 1985). Adicionalmente a los efectos similares a insulina, el IGF-1 
exhibe un amplio rango de acciones biológicas que incluyen la proliferación y 
diferenciación celular, protección de la degradación de proteínas y apoptosis así como 
regulador de factores endocrinos (Párrizas and LeRoith, 1997). La importancia de las 
acciones biológicas del IGF-1 se reflejan en su alto grado de conservación estructural a lo 
largo de la escala filogenética que se ha estudiado gracias a las secuencias nucleotídicas que 
codifican para el IGF-1 en al menos 1 especie representativa de cada clase taxonómica (Cao 
et al., 1989; Duguay et al., 1995; Kajimoto and Rotwein, 1990, 1989; Roberts et al., 1987), 
incluyendo 11 especies de reptiles de distintos Ordenes (Sparkman et al., 2012). El IGF-1 
está constituido de 4 dominios: A, B, C y D (Figura 7) y aunque es evidente que la 
estructura de IGF-1 es conservada, existen regiones que muestran una gran divergencia, 
sobre todo en los dominios C y D (Upton et al., 1998). 
 
Figura 7. Representación esquemática de gen del IGF-1 de rata. El IGF-1 maduro está constituido de los 
dominios B, C, A y D que se encuentran codificados en los exones 3 y 4. En los exones 5 y 6 se codifica un 
péptido E presente en el precursor de IGF-1. En el exón 6 se encuentra la región 3’ no codificable. Tomado de 
(LeRoith et al., 1993). 
El IGF-1 es el principal factor de crecimiento secretado por el hígado bajo el control 
de la GH en una gran diversidad de especies (v.gr. desde la lamprea hasta el humano). El 
IGF-1 circulante ejerce una asa de retroalimentación en la secreción de GH tanto a nivel 
hipotalámico como a nivel hipofisiario (Daughaday, 2000; Le Roith et al., 2001). En peces 
teleósteos un efecto directo del IGF-1 en la secreción de GH ha sido reportado en cultivos 
de somatotropos de la anguila europea y de turbot (Duval et al., 2002; Rousseau et al., 
	 20	
1998). Esta acción directa también ha sido reportada en pollos, rata, oveja, y babuino 
(Buonomo et al., 1987; Fletcher et al., 1995; Luque et al., 2006) mostrando su función 
reguladora a lo largo de la escala filogenética. 
7.2. El eje tiroideo 
7.2.1. Hormona Liberadora de Tirotropina (TRH) 
La TRH es un tripéptido (p-Glu-His-Pro-NH2) sintetizado en las neuronas del 
núcleo paraventricular del hipotálamo que estimula la liberación de la tirotropina (TSH) y 
de prolactina (PRL) en la adenohipófisis. Adicionalmente, TRH actúa como estimulador de 
la liberación de GH por los somatotropos de todos los grupos de vertebrados, aunque con 
diferencias especie-específicas (Gahete et al., 2009). TRH es sintetizado como parte de una 
proteína precursora más grande, prepro-TRH (ppTRH). En humano este precursor 
comprende una proteína de 242 aa incluyendo un péptido señal de 24 aa y 6 copias (Figura 
8) de la secuencia de TRH (Yamada et al., 1990). Dentro de la secuencia de ppTRH, cada 
secuencia de TRH es seguida por una glicina (que provee el grupo amida del extremo 
carboxilo) y están flanqueadas por un par de aminoácidos básicos (lisina o arginina) que 
proveen de un sitio específico de corte para liberar la TRH madura. Este proceso es llevado 
a cabo por las enzimas convertasas de prohormonas (particularmente la PC1 y 3) y la 
carboxil peptidasa E (Schaner et al., 1997), las cuales cortan el precursor en péptidos más 
pequeños para que finalmente se complete la maduración del TRH mediante una ciclación 
de la glutamina N terminal, que origina una piroglutamato, y la amidación del C – terminal 
(Fragner et al., 1999). En numerosos vertebrados no mamíferos, prepro-TRH contiene 8 
copias del TRH maduro aunque no todos son siempre funcionales. Durante el curso de la 
evolución de los vertebrados, el número de copias funcionales de TRH ha sido reducido, 
tanto por deleción de una o más copias, como en el caso de peces, anfibios y reptiles, o por 
la acumulación de mutaciones. Las más significantes de estas reducciones se observan en la 
divergencia de los mamíferos que tienen 6 copias funcionales de TRH (Wallis, 2010). 
	 21	
 
Figura 8. Organización del gen del pre-pro-TRH humano. Las distintas copias de TRH se señalan con 
barras verticales negras. Los recuadros blancos representan secuencias inter-TRHs. Se señalan los dos 
intrones que componen el gen y las secuencias 5’ y 3’ no traducible. Tomado de (Wallis, 2010). 
Las neuronas TRHérgicas han sido localizadas en mamíferos en el área preóptica, 
núcleo paraventricular y núcleo arcuato (Lynn et al., 1991; Merchenthaler et al., 1988; 
Sasek et al., 1990). Una distribución similar se ha reportado para peces, anfibios, reptiles y 
aves en los que la TRH se encuentra principalmente en el área preóptica del hipotálamo 
aunque también se encuentra en tejidos extrahipotalámicos como la amígdala, septum, 
tectum y el romboencéfalo con marcadas diferencias entre especies (López et al., 2008). 
7.2.2. Hormona estimuladora de la tiroides, tirotropina (TSH) 
La tirotropina es una glicoproteína secretada por la hipófisis que modula la síntesis y 
liberación de hormonas tiroideas en la glándula tiroides (Yen, 2001). La TSH junto con la 
hormonas luteinizante (LH) y la folículo-estimulante (FSH), forman una familia de 
glicoproteínas hipofisisarias con estructura heterodimérica que tienen en común la 
subunidad α y difieren entre sí en la subunidad ß, la cual les confiere su especificidad 
hormonal (Pierce and Parsons, 1981). Se ha demostrado que las subunidades ß de estas 
glicoproteínas se generaron por duplicaciones sucesivas de un gen ancestral común 
iniciando en etapas tempranas de la evolución de los vertebrados (Dos Santos et al., 2011). 
Ambas subunidades son sintetizadas independientemente a partir de diferentes ARNm los 
cuales son expresados por genes diferentes. Posteriormente, la glicosilación conduce a una 
asociación de ambas subunidades mediante interacciones no covalentes para formar la 
hormona biológicamente activa (Szkudlinski et al., 2002). Una vez sintetizada, la TSH se 
almacena en gránulos en los tirotropos de la hipófisis y es secretada por acción de 
hormonas hipotalámicas como la TRH, aunque en peces se sabe que el factor liberador de 
corticotropina (CRH) juega un papel muy importante en la regulación dela secreción de 
	 22	
TSH (MacKenzie et al., 2009). La TSH secretada por los tirotropos se une a su receptor 
específico (TSHR), de la familia de receptores acoplados a proteína G (Farid and 
Szkudlinski, 2004) expresado por los tirocitos de la glándula tiroides. 
7.2.3. Hormonas tiroideas y Desyodasas 
La glándula tiroides está formada por folículos cerrados de tamaño variable (Figura 
9), revestidos de células epiteliales cilíndricas y llenas de sustancia coloide (Albarrán, 
2011). Dentro de los folículos se sintetizan las hormonas tiroideas (HT) a partir de la 
yodación de residuos de tirosina en una glicoproteína denominada tiroglobulina (Brent, 
2012). Los principales tipos de HT sintetizados son la tiroxina (T4) y la triyodotironina 
(T3) de los cuales la T4 tiene poca actividad biológica por lo que es considerada una 
prohormona que da lugar mediante una deshalogenación a T3 (Malgor and Valsecia, 2000). 
Además de la T4 y la T3, existen otras hormonas tiroideas incluyendo la 3, 3´,5´-
triyodotironina reversa (T3r) y la 3,3´-diyodotironina (T2). De esta última, anteriormente 
no se le había descrito actividad alguna, sin embargo, estudios recientes en peces sugieren 
que la T2 regula la expresión de los ARNm de varios genes que igualmente son regulados 
por T3 aunque con una dosis de hasta 100 veces mayor que la de T3 para generar efectos 
comparables (Orozco et al., 2014). En cuanto a la rT3, que también es producto de la 
deshalogenación de T4, presenta escasa actividad biológica y se cree que es una forma de 
regular las acciones de T3 (Malgor and Valsecia, 2000). 
La secreción de hormonas tiroideas inicia con una fagocitosis que introduce 
pequeñas cantidades de coloide, el cual contiene tiroglobulina con las HT conjugadas, hacia 
el citoplasma donde se fusionan con lisosomas que contienen enzimas que hidrolizan la 
tiroglobulina dejando libre a las HT para que puedan pasar al torrente sanguíneo (Figura 9). 
En vertebrados en general, alrededor de 93% de las HT secretadas es T4 y 7% es T3 
(Tresguerres, 2010), las cuales circulan unidas a proteínas de transporte como la globulina 
de unión a tiroxina (TGB), transtiretina (TTR) y la albúmina fijadora de la tironina, siendo 
las tres proteínas más afines por T4 que T3. Estás proteínas se encargarán de transportar a 
las HT hasta los tejidos blanco en donde ejercerán su efecto (Boron and Boulpaep, 2008). 
	 23	
 
Figura 9. Síntesis de hormonas tiroideas en la célula folicular de la glándula tiroides. Tomado de (Boron 
and Boulpaep, 2008). 
Otro componente del sistema tiroideo que regula finamente el funcionamiento de 
estas hormonas directamente en los tejidos blanco, es un conjunto de deshalogenasas de 
distribución ubicua denominadas desyodasas (Ds) las cuales, en el tejido blanco, catalizan 
la primera reacción en el mecanismo de acción de las HT a través de su receptor específico 
(Figura 10). Las desyodasas, son selenoproteínas integrales homodiméricas con una 
selenocisteína (Sec) en su centro catalítico que les permite catalizar de manera estéreo- 
específica y secuencial la remoción de átomos de yodo de la prohormona T4 generando 
tanto isómeros activos (T3 y T2) como inactivos (T3r). La Sec es codificada por un codón 
(UGA) que normalmente funciona como codón de paro de la traducción. Sin embargo, las 
desyodasas contienen una secuencia de inserción de Sec (SECIS) en la región 3’ no 
traducible del ARNm que las codifica (Figura 11). Este elemento SECIS forma una 
estructura secundaria que interactúa con elementos de la maquinaria de la traducción 
(selenocisteil-ARNt y factores de elongación) para colocar la Sec en el codón correcto 
(Berry et al., 1993). La biotransformación de las HT ocurre prácticamente en todos los 
tejidos de los vertebrados y es catalizada por tres distintos isotipos de Desyodasas: D1, D2 
Iodación	
Co
nju
gac
ión
	
Oxidación	
Coloide	
Endo
citos
is	
Tiroglobulina	
Exocitosis	
Folículo	:roideo	
Endotelio	
Célula	folicular	:roidea	
Pendrina	 Secreción	de	:roglobulina	
Proteólisis	
Núcleo	
Flujo	
sanguineo	
T4	
T3	
	 24	
y D3, cada una con diferentes propiedades catalíticas, distribución y expresión durante el 
desarrollo específicas (Orozco et al., 2012). Las desyodasas D1 y D2 participan en la vía de 
activación de las HT a través de la desyodación del anillo externo (ORD) de T4 generando 
la T3 (Figura 10). La inactivación o desyodación del anillo interno (IRD) es catalizada 
primariamente por la D3 la cual convierte la T4 y la T3 en T3r y T2, respectivamente. Por 
lo tanto, las Ds periféricas regulan fuertemente, de manera tejido específica, tanto los 
niveles circulantes como las concentraciones intracelulares de HT (Gereben et al., 2008). 
 
Figura 10. Estructura química y biotransformación de la hormonas tiroideas por acción de las 
desyodasas. En el esquema se representan los tres tipos de Desyodasas (D1, D2 y D3). Los círculos azules 
representan los átomos de yodo de las hormonas tiroideas. Tomado de (Gereben et al., 2008). 
La HT ejercen sus acciones a través de la unión a receptores específicos de los 
cuales las isoformas TRα1 y TRβ a través de la unión al DNA funcionan como factores de 
transcripción que regulan la transcripción de los genes blanco (Yen, 2001). Estos receptores 
median la vasta mayoría de las acciones tiroideas a nivel transcripcional; sin embargo, 
también han sido reportados efectos no genómicos de las HT que son mediados por otras 
moléculas (Davis and Davis, 1996). En conjunto, las acciones que comprenden las HT 
incluyen la regulación del crecimiento, diferenciación celular, metabolismo energético, 
reproducción y particularmente el desarrollo y maduración del sistema nervioso central 
(Malgor and Valsecia, 2000; Tresguerres, 2010). Además, dependiendo de la especie 
Tiroxina	
(T4)	
T3	reversa	
	 25	
también las HT participan en funciones específicas como la osmorregulación en algunos 
peces, metamorfosis en los anfibios, y termogénesis y conducta migratoria en las aves 
(Norris and Carr, 2013) mientras que, en reptiles, las HT forman parte fundamental en 
procesos como la muda de piel, reproducción, regeneración de la cola y modulación de la 
tasa metabólica y consumo de O2 (Chandola-Saklani and Kar, 1990; Rivera and Lock, 
2008). 
 
Figura 11. Esquema de la síntesis de desyodasas (selenoproteínas). En el esquema se representan la 
estructura secundaria que forma el elemento SECIS de la región 3’ no traducible. La secuencia SECIS recluta 
distintas proteínas para ubicar el en condón UGA a la tRNA aminoacil selenocisteína. 
7.3. Interacción entre los ejes somatotrópico y tiroideo 
La GH y las HT juegan un rol sinérgico en el control del crecimiento y en el 
desarrollo de los vertebrados (McNabb, 1992). Distintos entrecruzamientos fisiológicos han 
sido demostrados entre los ejes tirotrópico y somatotrópico tanto a nivel periférico como en 
el Sistema Nervioso Central. En humanos por ejemplo, se ha demostrado que la GH influye 
sobre la función tiroidea promoviendo la conversión extratiroidea de T4 a T3 (Grunfeld et 
al., 1988). Adicionalmente, se ha reportado que la GH incrementa los niveles circulantes de 
T3 a través de modular la actividad de la D2 de aves (Kühn et al., 1987) y teleósteos (de 
Luze and Leloup, 1984; MacLatchy et al., 1992). A nivel hipofisiario, se ha demostrado 
que la TRH, además de estimular la liberación de TSH, es capaz de inducir la síntesis y 
Translocación	entre	el	
citoplasma	y	el	núcleo	
Traducción	de	la	
proteína	
¿Múl7ples	
funciones?	
Intercambio	
	 26	
liberación de GH en diferentes vertebrados incluyendo aves, reptiles y anfibios (Harvey, 
1990). Asimismo, se ha observado que la hormona liberadora de corticotropina (CRH) 
también actúa como factor liberador de GH y de TSH en reptiles (Denver and Licht, 1989). 
Por otro lado, claramente se ha descrito que la T3 a través de la unión a sus 
receptores específicosregula la expresión de genes blanco uniéndose a elementos de 
respuesta a hormonas tiroideas (TRE) los cuales se localizan en los promotores de estos 
genes (Cheng et al., 2010). Uno de estos genes blanco es el gen de la hormona del 
crecimiento (gh) (Ye et al., 1988), el cual, en roedores, es regulado a la alta por la T3 
(Evans et al., 1982). Adicionalmente, se sabe que las HT son esenciales para que la 
hipófisis de humanos y otros mamíferos secreten de manera correcta GH (Valcavi et al., 
1992). Esto se ha demostrado en estudios en ratas y humanos con hipotiroidismo en los 
cuales los niveles séricos y el contenido hipofisiario de GH están disminuidos, mientras que 
cuando se restaura el estado eutiroideo estos niveles se recuperan (Williams et al., 1985). 
Sin embargo, numerosos reportes indican que las HT pueden además ejercer efectos 
inhibitorios sobre la síntesis de GH de humanos, bovinos, aves, reptiles (Cattini et al., 
1986; Denver and Licht, 1989; Rousseau et al., 2002; Silverman et al., 1988). Estos datos 
sugieren que la regulación positiva de la expresión de GH por la HT no es una característica 
generalizada y más bien es especie específica. 
El IGF-1 es otro componente del eje somatotrópico que podría ser influenciado por 
las HT, aunque los datos existentes son controversiales. En pollos por ejemplo, las HT son 
capaces de regular la producción de IGF-1 a través de modular la expresión hepática del 
receptor de GH (Tsukada et al., 1998). En peces, la T3 ha mostrado ser un inductor de la 
expresión hepática de IGF-1 tanto in vivo como in vitro (Schmid et al., 2003; Wang and 
Zhang, 2011). En contraste, las HT no estimulan la expresión de IGF-1 en bovinos (Hannon 
and Trenkle, 1991) e incluso tienen acciones inhibidoras sobre la expresión de IGF-1 en 
cultivos de hepatocitos porcinos (Brameld et al., 1995). En anfibios y reptiles no existen 
datos acerca de la interacción de estas hormonas por lo que se desconoce el efecto de las 
HT sobre la expresión de IGF-1 en estos vertebrados. 
7.4. Influencia de la temperatura ambiental sobre el eje somatotrópico 
El eje somatotrópico es un sistema hormonal que puede ser influenciado por 
	 27	
diversos factores medioambientales que incluyen la disponibilidad de nutrientes 
(Tannenbaum and Martin, 1976), el ciclo sueño-vigilia (Tannenbaum and Martin, 1976), la 
actividad física (Bridge et al., 2003), el fotoperiodo y la temperatura ambiental (Figura 12). 
Esta última es particularmente importante en organismos ectotermos, los cuales son 
incapaces de generar calor autónomo y en su lugar dependen de la temperatura ambiental 
para regular su temperatura interna. Existen algunas evidencias de que le temperatura puede 
influir sobre la actividad del eje somatotrópico a distintos niveles. Por ejemplo, estudios en 
peces han reportado una estrecha relación entre las variaciones estacionales en la 
temperatura ambiental y los niveles séricos de GH (Marchant and Peter, 1986) sugiriendo 
que la GH podría ser el mediador del efecto de la temperatura sobre el crecimiento, la cual, 
como lo sugieren Gabillard et al. (2003a), es una influencia directa independiente del 
estado nutricional. Además, se ha demostrado que la administración exógena de GH tiene 
efectos diferenciales sobre el crecimiento de peces mantenidos a distintas temperaturas 
ambientales (Danzmann et al., 1990). Adicionalmente, también en peces, se describió que 
la maduración sexual de hembras de la especie T. Trichopterus es afectada por cambios en 
la temperatura ambiental a través de modificar la expresión de hormonas hipofisiarias 
incluyendo a la GH (Levy and Degani, 2012), mientras que en machos de la misma especie 
en condiciones reproductivas la temperatura ambiental tiene mayor efecto sobre la 
expresión de hormonas involucradas en la reproducción (GnRH, FSH), que en hormonas 
asociadas al crecimiento (David and Degani, 2011). En adición al efecto de la temperatura 
sobre la síntesis de GH, este factor ambiental también influye sobre la expresión y 
liberación de IGF-1, aunque el aumento en esta hormona podría ser el resultado del 
aumento de la concentración sérica de GH más que una influencia directa de la temperatura 
ambiental sobre esta proteína (Gabillard, 2003b; Reinecke, 2010) 
Los datos antes descritos sugieren que la temperatura ambiental puede influir sobre 
las concentraciones de hormona del crecimiento en organismos ectotermos; sin embargo en 
vertebrados endotermos también se ha descrito esta relación. Por ejemplo, la concentración 
de hormonas hipofisiarias como la GH y la prolactina aumenta en humanos después de 
ejercitarse, y este aumento esta más en relación con el aumento de la temperatura que con 
la actividad física (Bridge et al., 2003; Ftaiti et al., 2008). 
	 28	
 
Figura 12. Influencia del ambiente sobre el eje somatotrópico de peces. En el esquema se representan los 
componentes del eje somatotrópico y como éstos son influenciados por distintos factores ambientales. 
Modificado de Reinecke (2010). 
7.5. Termorregulación 
Los organismos emplean distintos mecanismos de generación o pérdida de calor para 
hacer frente a los cambios en la temperatura ambiental propios de cada nicho ecológico, de 
tal manera que, dependiendo de la relación que se establece entre la temperatura corporal y 
la temperatura ambiental, los vertebrados se pueden clasificar, de manera general, en 
ectotermos o poiquilotermos (peces, anfibios y reptiles) y endotermos (aves y mamíferos) 
(Bicego et al., 2007). Los primeros tienen su temperatura corporal similar a la del medio 
ambiente por lo cual su temperatura corporal varia con respecto a variaciones en la 
temperatura ambiental. Estos organismos, generalmente regulan su temperatura corporal 
conductualmente y a través de la modulación del flujo cardiovascular (Seebacher and 
Grigg, 2001; Seebacher, 2000); los endotermos, además, son capaces de generar calor 
metabólico y activar mecanismos autonómicos de disipación de calor (Morrison et al., 
2008). Adicionalmente, existen los organismos homeotermos, organismos capaces de 
GH 
GH 
GH 
GH 
GH 
GH 
GH 
GH 
GH 
IGF-I 
Gónadas	
GH 
IGF-I 
Agallas	
GH 
IGF-I 
Riñón	
GH 
IGF-I 
Car0lago	
GH 
IGF-I 
Páncreas	
GH 
IGF-I 
Músculo	
GH
 
GH 
GH 
Fotoperiodo	Estación	
Temperatura	
Disrupción	
endocrina	
Disrupción	
endocrina	
Salinidad	
Disrupción	
endocrina	
Nutrición	 Salinidad	
Nutrición	
Salinidad	
Vías	
autocrina	-	
paracrina	
Vía	
endocrina	
Hígado	
Pituitaria	
cerebro	
	 29	
regular la producción fisiológica de calor (endotermia) y los heterotermos, organismos con 
variaciones temporales o regionales en su temperatura corporal. Estos mecanismos, en 
conjunto, forman parte del proceso de termorregulación de los vertebrados, que consiste en 
la detección de la temperatura ambiental y la subsecuente respuesta de los organismos para 
mantener su temperatura interna en un intervalo mas o menos estable, a fin de poder llevar 
a cabo de manera correcta todos sus procesos fisiológicos (Morrison et al., 2008). Las 
distintas etapas que comprende la termorregulación se pueden dividir en: sensación de la 
temperatura externa e interna; transmisión y procesado de esta información en el sistema 
nervioso central a través de vías aferentes; y el inicio de la respuesta mediante vías 
eferentes (Figura 13) (Seebacher, 2009). 
 
Figura 13.- Mecanismos de termorregulación en endotermos y ectotermos. Esquema hipotético de la 
relación entre el metabolismo celular y la temperatura ambiental. Se muestran las vías aferentes en rojo y las 
vías eferentes en verde. Tomado de Seebacher (2009). 
Vías	eferentes	 Vías	aferentes	
HIPOTÁLAMO	
N
e
u
ro
n
a
s	se
n
so
ria
le
s	
C
a
lo
r	
SN
	s
im
p
á
1
co
	
Respuesta	
cardiovascular	
Endo	y	Ectotermos	
RESPUESTA	METABOLICA	ADAPTATIVA	
Receptores	ß-adrenérgicos,	hormonas	1roideas	à	PGC-1ª	
>Unión	de	factores	de	transcripción>	Expresión	génica	
>	Biogénesis	mitocondrial	
ACLIMATACION	
METABÓLICA	
Endo	y	ectotermos	
TERMOGÉNESIS	
ADAPTATIVA	
Endotermos	
	 30	
En el curso de la evolución, la endotermia trajo consigo la necesidad de tener 
mecanismos capaces de generar calor para mantener en intervalos estables la temperatura 
corporal en ambientes generalmente más fríos. De esta manera, los mecanismos 
termogénicos son habitualmente clasificados como termogénesis obligada (TO) y 
termogénesis facultativa (TF). La TO representa la energía disipada en forma de calor en 
las muchas transformaciones energéticas que son inherentes a la vida (Silva, 2006). Esta 
termogénesis es controlada principalmente por las hormonas tiroideas y corresponde 
aproximadamente a la tasa metabólica basal o en reposo medida en la termoneutralidad y en 
el estado postabsortivo o el de consumo mínimo de oxígeno. La TF se refiere a la 
producción adicional de calor que el cuerpo activa en respuesta al frio. Este proceso 
fisiológico ocurre principalmente en dos órganos: el músculo esquelético y el tejido adiposo 
marrón (TAM). En el músculo, la TF es inducida por el frío con titiriteo, el ejercicio y es 
controlada por la acetilcolina mientras que en el TAM la TF es inducida por la dieta, el frío 
sin titiriteo y es controlada por la norepinefrina (Nakamura and Morrison, 2008). 
7.5.1. Vías aferentes 
La percepción de la temperatura ambiental se lleva a cabo mediante sensores 
térmicos para el frío y el calor localizados en la superficie cutánea (receptores periféricos), 
en la región pre-óptica del hipotálamo anterior (receptores centrales) y en otras partes del 
cuerpo como en el sistema digestivo a nivel de la mucosa de la boca, faringe, esófago, 
estómago y recto; en el sistema nervioso en la región inferior del tronco del encéfalo y 
bulbo, en la médula espinal y en la musculatura esquelética (Bicego et al., 2007). En las 
terminaciones nerviosas de estos sensores se localizan los receptores de potencial 
transitorio (TRPs por sus siglas en ingles) los cuales funcionan como canales iónicos 
dependientes de la temperatura. Los distintos miembros de esta familia de receptores tienen 
distintos umbrales (temperatura) de activación (Patapoutian et al., 2003). Por ejemplo, el 
TRPM8 (Bautista et al., 2007) y el TRPA1 (Kwan et al., 2006) actúan como sensores de 
baja temperatura (< 20 ºC) mientras que el TRPV1 es un sensor de altas temperaturas (>40 
ºC) (Caterina, 2007). Estos receptores se han localizado en mamíferos pero también han 
sido descritos en aves, cocodrilos, lagartos, anfibios y peces (Caron et al., 2008; Seebacher 
and Murray, 2007). Experimentalmente se ha determinado que el bloqueo farmacológico 
del TRPV1 conduce a una hipertermia en ratas y a una disminución del comportamiento de 
	 31	
desplazamiento (mecanismo de termorregulación) en cocodrilos debido a la ausencia del 
sensor de altas temperaturas (Gavva et al., 2007; Seebacher and Murray, 2007). 
En mamíferos, las señales aferentes provenientes del sistema nervioso periférico 
tienen un relevo en el área pre-óptica del hipotálamo y actúan como un mecanismo de 
anticipación que permite generar una respuesta termorreguladora antes de que cambie la 
temperatura corporal (Boulant, 2000; Dimicco and Zaretsky, 2007). Los termorreceptores 
corporales no contribuyen a la respuesta termorreguladora por efecto de señales 
ambientales; sin embargo son muy importantes en la repuesta de cambios no ambientales, 
por ejemplo los cambios en la temperatura corporal por efecto del ejercicio (Morrison et al., 
2008). Los TRPs transmiten información a través de fibras somatosensoriales primarias del 
asta dorsal (Patapoutian et al., 2003) donde la vía sensorial ascendente es a través de 
neuronas de la lámina I, las cuales hacen sinapsis directamente en el hipotálamo (Craig et 
al., 1994). El núcleo lateral parabraquial también recibe proyecciones del asta dorsal, 
incluyendo las de la lámina I, y éste media la respuesta termosensorial hacia el área pre-
óptica, principal núcleo efector en la regulación de la temperatura de mamíferos (Nakamura 
and Morrison, 2008). En contraste, poco se sabe acerca de las vías de termorregulación en 
vertebrados ectotermos o incluso en aves. Sin embargo, experimentos en los cuales se 
causó una lesión local en el cerebro y una posterior exposición al frío o al calor, mostraron 
que el hipotálamo, y particularmente el área pre-óptica, participan en la termorregulación 
de todos los vertebrados (Bicego et al., 2007). 
7.5.2. Vías Eferentes 
En la termorregulación de mamíferos, la respuesta eferente es mediada por el 
hipotálamo dorsomedial vía las neuronas simpáticas premotoras de la médula oblongata 
(Dimicco and Zaretsky, 2007; Nakamura et al., 2004), las cuales controlan las respuestas 
termorreguladoras incluyendo la vasoconstricción cutánea, respuestas cardiovasculares y 
cambios en el metabolismo (Cano et al., 2003; Nakamura et al., 2004). El flujo simpático 
desde el hipotálamo dorsomedial es inhibido por neuronas sensibles al calor localizadas en 
el área pre-óptica media. Esta inhibición es bloqueada por una disminución en la 
temperatura del cerebro y por eferencias de termorreceptores periféricos sensibles al frío, lo 
	 32	
cual conduce a un aumento en la producción endotérmica de calor (Morrison et al., 2008; 
Nakamura et al., 2005). 
En todos los vertebrados hay regiones cerebrales homólogas (Ghysen, 2003), aunque es 
necesario demostrar experimentalmente si los patrones de transmisión de la información de 
mamíferos es representativo o no para todos los vertebrados. Sin embargo, existe una gran 
similitud en la repuesta cardiovascular al calentamiento y enfriamiento periférico de 
mamíferos, cocodrilos y muchos otros vertebrados indicando que algunos procesos de la 
termorregulación son similares entre vertebrados (Seebacher and Franklin, 2005). Por 
ejemplo, la exposición al frío provoca la vasoconstricción simpática en la piel de los 
humanos como una respuesta termorreguladora para minimizar la pérdida de calor 
conectivo con el ambiente (Thompson et al., 2005). A la inversa, la perfusión de la piel 
incrementa la exposición al calor para facilitar la pérdida de calor del cuerpo, lo cual puede 
ser parcialmente mediado por la estimulación simpática colinérgica y por el óxido nítrico 
(Green et al., 2006; Kellogg, 2006). De manera similar, los vertebrados ectotermos 
modifican transitoriamente la transferencia de calor entre su cuerpo y el ambiente como 
mecanismo de termorregulación. El ritmo cardiaco varía en respuesta a cambios en la 
temperatura, disminuyendo durante el enfriamiento a fin de disminuir el intercambio de 
calor entre el cuerpo y la periferia con lo que se retarda la velocidad de enfriamiento 
(Franklin and Seebacher, 2003; Seebacher, 2000). En el caso de ectotermos como el 
cocodrilo (Crocoylus porosus), su flujo sanguíneo cutáneo es significativamente mayor 
durante temperaturas cálidas en comparación con temperaturas frías (Seebacher and 
Franklin, 2007). Las respuestas cardiovasculares en reptiles y aves están mediadas 
principalmente por mecanismos autónomos (Altimiras and Crossley, 2000; Galli et al., 
2007) y pueden también ser estimuladas localmente por óxido nítrico y prostaglandinas 
(Seebacher and Franklin, 2004, 2003). El patrón común de regulación autonómica de 
respuestas cardiovasculares en mamíferos y reptiles, insinúan una similitud más amplia de 
respuestas eferentes termorreguladoras que pueden también abarcar el control de las 
capacidades metabólicas de los tejidos. 
7.6. Control hormonal de la termorregulación 
7.6.1. Hormonas tiroideas en la termorregulación 
	 33	
Los efectos de las hormonas tiroideas (HT) en especies homeotérmicas están asociados 
con el aumento de la tasa metabólica y la termogénesis (Gupta and Chakrabarty, 1990; 
Weirich et al., 1987). La intolerancia al frío o al calor en