Efecto-in-vitro-de-los-extractos-de-Pithecellobium-dulce-guamuchil-contra-Entamoeba-histolytica

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Florián Guzmán L. A. 
 
2 
 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Efecto in vitro de los extractos de Pithecellobium 
dulce (guamúchil) contra Entamoeba histolytica”. 
 
 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 B I Ó L O G O 
 P R E S E N T A : 
 
 
 
LUIS ALFREDO FLORIÁN GUZMÁN 
 
Tutor : DR. ESPIRIDIÓN RAMOS MARTÍNEZ 
 
2011 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
2 
 
Hoja de datos del jurado 
 
 
1. Datos del alumno. 
 Florián 
Guzmán 
Luis Alfredo 
53 59 41 02 
Universidad Nacional Autónoma 
de México 
Facultad de Ciencias 
Biólogo 
304119657 
 
2. Datos del tutor. 
Dr. 
Espiridión 
Ramos 
Martínez 
 
3. Datos del sinodal 1. 
Dr. 
Guillermo 
Laguna 
Hernández 
 
 
 
4. Datos del sinodal 2. 
Dra. 
María del Rosario 
López 
Vancell 
 
5. Datos del sinodal 3 
Dra. 
Helia Reyna 
Osuna 
Fernández 
 
6. Datos del sinodal 4. 
Biól. 
Jovanny Fernando Yonatan 
Olvera 
Bautista 
 
7. Datos del trabajo escrito. 
Efecto in vitro de los extractos 
de Pithecellobium dulce 
(guamúchil) contra Entamoeba 
histolytica. 
76 p. 
2011 
3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Astucia, vanidad y soberbia en un solo ser. 
Fausuat 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
4 
 
 
 
El desarrollo de este trabajo, se llevo a cabo en la Facultad de Ciencias de la UNAM 
bajo la supervisión de la Dra. Helia Reyna Osuna Fernández del Laboratorio de 
Estructura y Fisiología de Plantas, Edificio B de Biología, 3er piso. 
 
También parte de esta investigación requirió el uso de materiales químicos y biológicos 
proporcionados por el Laboratorio de Patología Experimental de la Facultad de 
Medicina, UNAM, bajo la asesoría del Dr. Espiridión Ramos Martínez. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
5 
 
Agradecimientos. 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México, por brindarme 
la oportunidad de desarrollarme en el ámbito académico, 
científico, cultural y recreativo. 
 
A la grandiosa Facultad de Ciencias, quien me dio la oportunidad 
de estudiar una carrera bellísima de la cual voy a estar orgulloso 
toda la vida, en este lugar sucedieron acontecimientos muy 
importantes para mi formación profesional, además de muchos 
otros que marcaron mi vida para siempre, logros académicos y 
personales, alegrías y decepciones los cuales me brindaron las 
bases necesarias para desarrollarme en diversos ámbitos. 
 
Al Laboratorio de Patología Experimental de la Facultad de 
Medicina de la UNAM por permitirme desarrollar gran parte de 
mi proyecto de tesis. 
 
Al Dr. Espiridión Ramos Martínez quien su amplia experiencia y 
conocimientos me fueron de mucha ayuda en la realización de mi 
trabajo, además de que sus consejos me ayudaron a tener una 
perspectiva diferente hacia las cosas. 
 
A la Dra. Helia Reyna Osuna Fernández quien creyó en mí desde 
el primer momento, que me acompañó y apoyo siempre desde el 
inicio de este trabajo. 
 
Al M. en C. Armando Gómez Campos por inspirarme a seguir con 
la línea del estudio de las plantas medicinales, además de 
orientarme al sitio donde se recolectó el material biológico 
utilizado en este trabajo. 
 
Al Biol. Sol Cristians Niizawua por las facilidades brindadas para 
la utilización de equipo necesario para el desarrollo de esta 
investigación. 
 
A la Biol. Jazmín Terán Martínez por la gran ayuda obtenida en 
las salidas al campo, necesaria para la realización del presente 
proyecto. 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
6 
 
Dedicatorias 
 
A mis padres, Alfredo Florián Servín y Silvia Patricia Guzmán 
Guerra, por su amor incondicional, su apoyo siempre firme y 
consejos acertados que me fueron de gran ayuda en toda mi 
trayectoria académica y personal, por estar siempre detrás de mí en 
los momentos buenos y malos, dándome ánimos para seguir adelante 
y no rendirme a cumplir mis metas y sueños. 
 
A mis hermanos Alfonso y Rodrigo, por todos los momentos alegres y 
graciosos que hemos pasado juntos, así como el apoyo brindado en 
diversas situaciones, pero sobretodo aguantando mi mal genio y mis 
malos ratos. 
 
A mis abuelos, tíos, primos y demás familia que sirvieron de 
inspiración e influencia para mi crecimiento profesional, académico 
y personal a lo largo de toda mi vida. 
 
A Berenice mi simbionte de la carrera, a quien le debo la mayoría de 
los momentos alegres durante mi estancia en la facultad, compañera 
de estudio, prácticas, risas, platicas, juegos, aventuras, experiencias 
y travesuras. 
 
A mis amigos de la Facultad de Ciencias, Gabriela, Sebastián, Carla, 
Isabel, Jazmín (pescadora), Alejandro, Berenice (ratón), Ana, 
Andrea, Mónica, Dan, Rodrigo, Cinthya, Jesús, Marco, Diana y 
Gerardo con quienes pase muchos momentos agradables durante la 
carrera y que jamás olvidaré. 
 
A mis amigos del museo Universum, Cintia, Yadira, Blanca, Raquel, 
Ángeles, América, Leslie, Xochitl, Claudia, Laura, Ivonne, Geovani, 
Eligio, Martha, Paty, Betty, Carlita, Marisol, Luz, Ximena y Kike, 
por los momentos compartidos tanto dentro del museo como fuera de 
el. 
 
A todos los profesores de las distintas asignaturas que me ayudaron 
bastante a obtener los conocimientos necesarios para el buen 
desempeño de mi vida profesional y personal. 
 
A todas las personas que han formado parte de mi vida en distintas 
etapas clave, y que me dejaron experiencias, conocimientos y 
enseñanzas, que siempre han sido de gran utilidad para afrontar los 
retos que me depara la vida. 
Florián Guzmán L. A. 
 
7 
 
Citas. 
 
La botánica no es una ciencia; es el arte de insultar a las flores en 
griego y latín. 
 Jean Baptiste Alphonse Karr. 
 
 
 
El experimentador que no sabe lo que esta buscando no 
comprenderá lo que encuentra. 
Claude Bernard. 
 
 
 
Para las personas creyentes Dios está al principio. Para los 
científicos está al final de todas las reflexiones. 
Max Plack. 
 
 
 
¿Por qué esta magnífica tecnología científica, que ahorra trabajo 
y nos hace la vida más fácil, nos aporta tan poca felicidad? La 
repuesta es: porque aún no hemos aprendido a usarla con tino. 
Albert Einstein. 
 
 
 
No basta decir solamente la verdad, más conviene mostrar la 
causa de la falsedad. 
Aristóteles. 
 
 
 
Solo cerrando las puertas detrás de uno se abren ventanas hacía 
el porvenir. 
Françoise Sagan. 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
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Contenido 
Hoja de datos del jurado .................................................................................................. 2 
Agradecimientos. .............................................................................................................. 5 
Dedicatorias ...................................................................................................................... 6 
Citas. ................................................................................................................................. 7 
Contenido ......................................................................................................................... 8 
Índice de figuras ...............................................................................................................9 
Índice de cuadros. ........................................................................................................... 10 
Resumen ......................................................................................................................... 11 
Introducción ................................................................................................................... 14 
I. Antecedentes. ......................................................................................................... 15 
1.1 Amibiasis. .............................................................................................................. 15 
2.3 Situación de la amibiasis en México ..................................................................... 16 
II. Enfermedad y tratamiento. ..................................................................................... 18 
2.1. Entamoeba histolytica ..................................................................................... 18 
2.2. Ciclo biológico .................................................................................................. 18 
2.3. Epidemiología .................................................................................................. 21 
2.4. Sintomatología ................................................................................................. 23 
2.5. Cuadro clínico .................................................................................................. 24 
2.6. Diagnóstico ...................................................................................................... 24 
2.7. Tratamientos .................................................................................................... 25 
III. Búsqueda de nuevos tratamientos...................................................................... 28 
3.1. Estudios con plantas medicinales .................................................................... 28 
IV. Planta de estudio. ................................................................................................ 32 
4.1. Pithecellobium dulce (Rouxb.) Beth. 1844 ...................................................... 32 
4.2. Descripción botánica........................................................................................ 33 
4.3. Principales usos. ............................................................................................... 34 
4.4. Usos medicinales. ............................................................................................ 36 
V. Justificación y Objetivos .......................................................................................... 38 
5.1. Justificación ...................................................................................................... 38 
5.2. Objetivo general............................................................................................... 39 
5.3. Objetivos particulares ...................................................................................... 39 
Florián Guzmán L. A. 
 
9 
 
VI. Método. ............................................................................................................... 41 
6.1. Sitio de colecta. ................................................................................................ 41 
6.2. Preparación de los extractos ........................................................................... 42 
6.3. Cultivos de Entamoeba histolytica................................................................... 43 
6.4. Ensayos biológicos ........................................................................................... 43 
6.5. Análisis estadístico. .......................................................................................... 44 
6.6. Análisis e interpretación de la información. .................................................... 44 
VII. Resultados ........................................................................................................... 47 
7.1. Rendimiento de los extractos. ......................................................................... 47 
7.2. Evaluación del efecto amebicida de los extractos ........................................... 48 
7.2.1. Árbol en etapa no reproductiva ................................................................... 48 
7.2.2. Árbol en etapa reproductiva ........................................................................ 50 
7.3. Discusión. ......................................................................................................... 53 
VIII. Conclusiones ........................................................................................................ 61 
8.1. Propuestas ....................................................................................................... 61 
IX. Bibliografía ........................................................................................................... 63 
Anexo A ........................................................................................................................... 69 
Anexo B ........................................................................................................................... 75 
 
Índice de figuras 
 
Fig. 1 Trofozoito y quiste de Entamoeba histolytica ...................................................... 19 
Fig. 2 Ciclo de vida de Entamoeba histolytica ................................................................ 20 
Fig. 3 Árbol de Pithecellobium dulce. ............................................................................. 33 
Fig. 4 Distintos usos de la partes del árbol de Pitecellobium dulce. .............................. 35 
Fig. 5. Sitio donde se recolectó el material de P. dulce .................................................. 41 
Fig. 6 Diagrama de flujo en donde se muestra la metodología llevada a cabo. ............ 45 
Fig. 7 Efecto de los extractos de hoja de P. dulce en época no reproductiva sobre 
Entamoeba histolytica ................................................................................................... 49 
Fig. 8 Efecto de los extractos de corteza de P. dulce en época no reproductiva sobre E. 
histolytica ........................................................................................................................ 49 
Fig. 9 Efecto de los extractos de hoja de P. dulce en época reproductiva sobre E. 
histolytica........................................................................................................................ 51 
Florián Guzmán L. A. 
 
10 
 
Fig.10 Efecto de los extractos de corteza de P. dulce en época reproductiva sobre E. 
histolytica........................................................................................................................ 52 
Fig. 11 Efecto de los extractos de arilo de P. dulce sobre E. histolytica ........................ 52 
Índice de cuadros. 
 
Cuadro 1. Mecanismos de transmisión de la amibiasis ................................................. 21 
Cuadro 2. Rendimientos obtenidos de las diferentes extracciones en época no 
reproductiva de P. dulce. ................................................................................................ 47 
Cuadro 3. Rendimientos obtenidos de las diferentes extracciones en época 
reproductiva de P. dulce. ................................................................................................ 47 
Cuadro 4. Comparación entre ambas épocas reproductivas de los extractos que 
resultaron diferentes a los grupos control. .................................................................... 53 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
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Resumen 
 
Las infecciones por protozooarios y helmintos están entre las primeras causas de 
enfermedad en los países en vías de desarrollo. La amibiasis es una enfermedad 
ocasionada por el protozoario parásitoEntamoeba histolytica, esta patología con sus 
diferentes manifestaciones clínicas se encuentra entre las primeras cinco causas de 
parasitosis. 
En México existen muchas especies vegetales que han sido utilizadas en la medicina 
tradicional para el tratamiento de trastornos gastrointestinales entre los que se incluye 
a la amibiasis. Tales especies representan un potencial de productos que pueden ser 
utilizados en el tratamiento de ésta enfermedad. 
Tal es el caso de Pithecellobium dulce o guamúchil que pertenece a la familia Fabaceae, 
el árbol tiene una altura de hasta 20 metros y un diámetro a la altura del pecho de 
80cm hasta 1m, con ramas provistas de espinas. En forma tradicional, se ha sugerido 
una importante actividad antiparasitaria, tomando un té o infusión de la corteza, hoja 
o solamente ingiriendo la parte carnosa del fruto. 
En el presente trabajo se realizó el estudio del potencial antiamibiano de los extractos 
de hoja, corteza y arilo de la semilla de P. dulce, obtenidos de distintas épocas 
fenológicas del árbol, con los solventes hexano, diclorometano y metanol. Los ensayos 
biológicos se llevaron a cabo con 3 concentraciones: 250, 500 y 1000 g/mL para cada 
uno de los extractos y se determinó el porcentaje de sobrevivencia de las amibas una 
vez transcurridas 72 hrs de incubación, cada prueba se hizo por triplicado. 
Todos los extractos de hoja, corteza y arilo presentaron un efecto amebicida 
significativo en concentraciones mayores a 1000 g/mL, también hubo diferencias 
entre los distintos extractos utilizados, para la hoja en ambas épocas reproductivas y el 
arilo fue el diclorometano el más efectivo, en la corteza en época no reproductiva fue 
el hexano y en época reproductiva fue el metanol. 
Los resultados no mostraron diferencias significativas en la efectividad amebicida entre 
corteza y hoja, así como tampoco influyo la época de colecta de las estructuras. Este 
resultado es trascendental porque permite discriminar su uso en la medicina 
Florián Guzmán L. A. 
 
12 
 
tradicional y así evitar el daño que sufre el árbol al descortezarse, lo que promovería 
un mejor manejo de éste recurso y su conservación. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
13 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Capítulo 1 
~ ntróduccitfn 
p 
..--.. nttJCedentes 
Florián Guzmán L. A. 
 
14 
 
Introducción 
 
Existe evidencia histórica de que las plantas medicinales se han usado desde hace 60 
mil años y la experiencia repetida y transmitida por generaciones ha actuado como 
prueba y filtro de su efectividad. Así los remedios que no funcionan quedan en el 
olvido, mientras que los que sí lo hacen, se difunden y su uso se extiende no solo a 
través del tiempo, sino geográficamente (Tamayo, 2006). 
Aunque los antiguos pensaron que todas las especies vegetales podían tener interés 
desde el punto de vista médico, lo cierto es que esta condición parece ser patrimonio 
exclusivo de algunas cuya acción ha sido comprobada por la experiencia (Lázaro, 
2008). 
Las virtudes medicinales de las plantas solo pueden explicarse hoy por la existencia en 
ellas de determinados compuestos químicos, que son los llamados principios activos. 
Mucho varían éstos desde el punto de vista de su naturaleza química, como varía 
también el órgano vegetal en que radica su existencia (Lázaro, 2008). 
La mayoría de la literatura popular acerca de plantas medicinales es difícil de 
interpretar. Con contadas excepciones la información derivada del folklore, 
información pseudocientífica y conocimiento popular acerca de la seguridad y eficacia 
de muchas plantas medicinales está impregnada de exageraciones y efectos 
“milagrosos” imaginarios (Ferraro, 2006). 
Estudios serios realizados en universidades y centros de investigación, han demostrado 
que algunos de estos remedios naturales pueden prevenir y controlar enfermedades 
de difícil cura para la medicina moderna, tales como el cáncer, la diabetes y 
padecimientos cardiacos, entre otros (Ferraro, 2006). 
La presencia histórica de las plantas medicinales, su inestimable valor en el desarrollo y 
producción de múltiples drogas de consumo masivo y la inmensa variedad de especies 
de plantas medicinales son razones suficientes para que investigadores y profesionales 
de la salud sigan buscando la mejor evidencia y trabajar juntos y eliminar “su ausencia” 
(Tamayo, 2006). 
Florián Guzmán L. A. 
 
15 
 
Actualmente existe un interés creciente por el empleo de plantas medicinales en 
terapéutica, que ha conducido a desarrollar la fitoterapia científicamente, 
aprovechando los avances en las técnicas utilizadas para su desarrollo y control 
(Ferraro, 2006). 
I. Antecedentes. 
 
1.1 Amibiasis. 
 
Las infecciones gastrointestinales causadas por protozooarios están entre las primeras 
20 causas de enfermedades en los países en vías de desarrollo. La amibiasis, es una 
enfermedad ocasionada por el protozoario parásito Entamoeba histolytica. Esta 
patología con sus diferentes manifestaciones clínicas está entre las primeras cinco. Sin 
embargo, esta cifra puede ser ambigua ya que la mayoría de las infecciones 
intestinales causadas por parásitos (>50%), son una mezcla altamente heterogénea de 
patógenos. Este hecho trae gran complejidad para el estudio de las infecciones 
intestinales causadas por parásitos, particularmente para el estudio de la infección y 
enfermedad debido a E. histolytica (Ximenez, 2006). 
 
A nivel mundial, la amibiasis está considerada como la tercera parasitosis causante de 
muerte. Alrededor del 12 % de la población mundial se considera afectada y el 10% de 
esa población padece la enfermedad, con una letalidad que oscila entre el 0.1 y 0.25%, 
en números 480 millones de enfermos y entre 40 y 110 mil muertes (Bonomo y Salata 
1997; WHO, 1997). 
 
Se calcula que existen unos 500 millones de personas en el mundo infectadas por 
amibas; sin embargo, es difícil estimar la cifra exacta debido a que muchos hospederos 
no presentan síntomas (Pérez-Tamayo, 2000). 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
16 
 
2.3 Situación de la amibiasis en México 
 
En México se consideran los siguientes porcentajes promedio sobre población total: 
20% de portadores, 2% de enfermos y muertes entre 0.1 y 0.2% de los enfermos (en 
números 16 millones de portadores, 1.3 millones de enfermos y 10 mil a 30 mil 
muertes. Con base en estos datos, puede afirmarse que la amibiasis se encuentra 
entre las primeras causas de morbilidad en el país (Martínez, 1989). En nuestro país 
existe en casi todo el territorio pero principalmente en aquellos estados que tienen 
zonas con climas calientes y húmedos como Veracruz, Tabasco, Campeche, Yucatán, 
Chiapas, Oaxaca, Guerrero, Michoacán, Nayarit y Colima (Soberón y Peláez 1964). 
 
Un estudio realizado en el 2005 en Coahuixtla (zona rural del estado de Morelos), el 
64% de la población mostró que más de la mitad de la población estudiada estaba 
parasitada con algún protozoario, de esta población solo el 19% estaba infectado por 
E. histolytica. En este estudio se demostró que el parásito sigue prevaleciendo entre la 
población mexicana de zonas rurales en un índice que parece superar lo reportado en 
referido reportes (Ramos et al., 2005). 
 
Este tipo de trabajos muestran que la amibiasis es una enfermedad con una 
prevalencia importante entre la población mexicana rural y urbana además de que 
constituye un problema de salud pública importante por tener un porcentaje 
representativo en las estadísticas sanitarias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
17 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Capítulo 2 
p 
~ ráltrmientó 
Florián Guzmán L. A. 
 
18 
 
II. Enfermedad y tratamiento. 
 
2.1. Entamoeba histolytica 
 
La especie E. histolytica está ubicada dentro del Phylum Rhizopoda, Clase 
EntamoebideaOrden Entamoebida, Familia Entamoebidae y Género Entamoeba. Es un 
organismo eucarionte unicelular que presenta dos formas biológicas, una de ellas 
denominada trofozoito y el otro quiste. (Kudo, 1966; Ceceña, 2000). 
 
El trofozoíto es la forma activa y causante de la enfermedad, el cual consiste en una 
célula digitiforme que mide 20 a 40 m de diámetro (Beaver et al., 1986). Presenta un 
lobópodo eruptivo cuyo desplazamiento es unidireccional progresivo; las vacuolas se 
observan llenas de eritrocitos, tejido celular o leucocitos; el núcleo es poco visible, su 
reproducción es asexual por fisión binaria, la cual solo ocurre en esta forma biológica 
(Kudo, 1966). 
 
El quiste es la otra forma biológica del organismo y que constituye una fase de 
resistencia por la cual se transmite hacia otros individuos e inclusive al mismo 
hospedero, por lo que clínicamente es la fase infectiva. Su forma es esférica de 10 a 20 
m, el cual presenta de uno a cuatro núcleos (Kudo, 1966). 
 
2.2. Ciclo biológico 
 
Entamoeba histolytica solo afecta al hombre y a primates no humanos en cautiverio; 
este parásito no se encuentra en forma natural en ningún otro animal. Cabe mencionar 
que existen partes del ciclo que aún no se comprenden bien, existen interrogantes que 
no se han aclarado del todo, tales como el proceso de enquistamiento de los 
trofozoitos el cual hasta la fecha no ha podido llevarse a cabo en condiciones de 
laboratorio (Kudo, 1966; Beaver et. al, 1986; Bogitsh et. al., 2005). 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
19 
 
La infección comienza cuando los quistes de E. histolytica entran al organismo vía oral; 
esto es, cuando se consume algún alimento o agua contaminada con ellos (Ceceña, 
2000). 
 
Luego los quistes pasan por el estómago sin ser destruidos y continúan hasta llegar al 
intestino delgado, donde al parecer las condiciones hacen que se desenquisten, 
formando una amiba de cuatro núcleos, que inmediatamente se divide hasta dar 
origen a 8 células uninucleadas que reciben el nombre de trofozoítos metaquísticos. 
Estos llegan al intestino grueso donde se establecen en las paredes del mismo donde 
crecen y maduran (Beaver et. al., 1986; OPS, 2003). 
 
Por último algunos trofozoítos del lumen intestinal comienzan el proceso de 
enquistamiento, los cuales van cambiando su forma digitiforme a esférica, cubriendose 
de una membrana delgada que da lugar a la formación de la pared del quiste. Los 
quistes salen en las heces hacia el medio exterior donde pueden ser transportados por 
el viento, insectos y cuerpos de agua hasta que sean ingeridos nuevamente por un 
nuevo hospedero (Fig. 1) (Kudo, 1966; OPS, 2003; Bogitsh, 2005). 
 
Fig. 1 Trofozoito y quiste de Entamoeba histolytica. C: Cariosoma, N: núcleo, EC y EN: 
citiplasma y V: vacuola. Tomado de Pumarola 1987. 
Florián Guzmán L. A. 
 
20 
 
Fig. 2 Ciclo de vida de Entamoeba histolytica, donde se muestran sus distintas fases 
de desarrollo, así como los distintos tipos de invasión. Tomado de: 
http://www.humanhealth.com/ 
Eclosión 
Trofozoí~ 
• 3A 
Multiplicación 
A = Forma infeclante 
A = Forma diagnóstica 
Ingerido 
lA I = Colonización no invasiva 
[!] = Enfetn ledad intestinal 
= Enfetn ledad exlraintestina 
http://www.humanhealth.com/
Florián Guzmán L. A. 
 
21 
 
 
El mecanismo básico de transmisión es la ingestión de quistes provenientes de heces 
de portadores. En el cuadro 1 se consignan los mecanismos de transmisión y los 
principales factores asociados (Kretschmer, 1994) 
 
Cuadro 1. Mecanismos de transmisión de la amibiasis 
Mecanismo Factores de riesgo asociados 
Alimentos contaminados Hábitos higiénicos deficientes y control 
inadecuado en el procesamiento de los 
alimentos. 
Irrigación contaminada Irrigación y técnicas de fertilización 
inadecuadas. 
Contacto directo ano-mano-boca o ano-
boca 
Hábitos higiénicos deficientes, suministros 
insuficientes de agua, hábitos sexuales no 
ortodoxos. 
Agua contaminada Suministro inadecuado de agua o cercanía 
con tuberías de drenaje. 
Inoculación directa Enemas. 
 
Si bien los mecanismos de transmisión de la amibiasis se han identificado 
adecuadamente, se requiere mayor investigación con el fin de conocer mejor la 
importancia de cada uno de los mencionados en países y regiones con diferentes 
culturas y diferente nivel socioeconómico, pues seguramente existen variaciones que 
es necesario ponderar a fin de establecer prioridades en los programas de prevención 
y control. 
 
2.3. Epidemiología 
 
Como ya se mencionó la infección por E. histolytica tiene alta prevalencia en áreas 
tropicales y subtropicales, y es más frecuente en los países en vías de desarrollo que en 
los industrializados. Se calcula que existen entre 400 y 500 millones de personas 
Florián Guzmán L. A. 
 
22 
 
infectadas en todo el mundo y que entre 5 y 10% de ellas tienen síntomas (Perez – 
Tamayo, 2000; García y Bruckner, 1997). Esta enfermedad ocasiona aproximadamente 
100,000 muertes por año en el mundo (WHO, 1995; WHO, 1997). La frecuencia más 
elevada en los trópicos son resultado de las bajas condiciones en sanidad y la gran 
longevidad de los quistes en ambientes templados (Schmidt y Roberts, 1984). 
 
La forma infectante de E. histolytica es el quiste cuatrinucleado, a diferencia de los 
trofozoitos, los quistes pueden permenecer viables durante periodos prolongados y en 
diversas condiciones ambientales, e inclusive resisten la acción del jugo gástrico y de 
las enzimas digestivas. Los quistes amibianos, según la temperatura y la desecación, 
conservan su capacidad infectante en las heces, en el agua y en el suelo, hasta ocho 
días cuando la temperatura oscila entre 28 y 34 °C y hasta 1 mes cuando la 
temperatura baja a 10 °C; debajo de las uñas sobreviven hasta 45 min y solo 10 min 
sobre la superficie de las manos debido a la desecación; resisten también la acción del 
cloro en las cantidades que normalmente se usan para purificar el agua. Los quistes se 
destruyen cuando se exponen a 200 ppm de yodo, al acido acético o a temperaturas 
mayores a los 68 °C (Schmidt y Roberts, 1984; Kretschmer, 1994) 
 
El humano es el principal hospedero de E. histolytica y epidemiológicamente el único 
importante. Los principales factores de riesgo del estado del portador son los 
relacionados con la educación higiénica y el saneamiento ambiental, principalmente el 
abastecimiento de agua, la eliminación de excretas, la higiene de los alimentos y el 
hacinamiento, todos ellos frecuentemente asociados a la ignorancia y la pobreza 
(Schmidt y Roberts, 1984; Kretschmer, 1994). 
 
El control de la amibiasis consiste fundamentalmente en evitar la contaminación 
ambiental con heces humanas, y en educar al público en general sobre las medidas 
higiénicas que previenen la transmisión de la infección (OPS, 2003). Hay distintas 
medidas muy sencillas para evitar o disminuir el contagio mediante procedimientos 
higiénicos y campañas sanitarias: 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
23 
 
 Educar a la población en cuanto a sus hábitos higiénicos y a las autoridades 
gubernamentales. 
 Evitar la contaminación del agua potable, que en algunas poblaciones se debe a 
la proximidad de los tubos de drenaje con los de agua potable. 
 Tratar en campañas sanitarias a los portadores y obligar la detección de estos 
entre quienes manejan alimentos. 
 Evitar el empleo de excremento humano como fertilizantes de árboles frutales 
y legumbres. 
 Emplear solo aguas negras tratadas para las operaciones de riego en la 
agricultura. 
 
Una intensa campaña encausada hacia cada uno de los puntos antes expuestos, si no 
erradicará por completo la enfermedad la convertirá con toda probabilidad en un 
padecimiento de escasa frecuencia (Kretschmer, 1994). 
 
En México así como en muchos otros países en vías de desarrollo, aún no se cuenta en 
su totalidad con medidas sanitarias adecuadas tales como drenaje, letrinas, aguapotable, etc. Lo anterior, aunado a una educación sanitaria deficiente hace que se siga 
practicando actualmente el fecalismo al aire libre, y con ello el control de los 
mecanismos de transmisión en estos lugares sea difícil de lograr. (Tay, 1995). 
 
2.4. Sintomatología 
 
La mayoría de las infecciones por E. histolytica son asintomáticas, pero deben 
considerarse potencialmente patógenas debido al riesgo de que se transformen en 
enfermedades progresivas e invasoras (WHO, 1997). La enfermedad se produce 
cuando, por razones desconocidas, los quistes ingeridos se transforman en trofozoitos 
en la luz del intestino e invaden la pared destruyendo el epitelio intestinal y 
penetrándolo, llevándose a cabo la invasión de otros órganos como el hígado y 
raramente de otros tejidos. Las amibas al ulcerar la pared del intestino o bien 
perforarla pueden caer en la cavidad peritoneal produciendo una peritonitis grave 
(Pérez-Tamayo, 2000). 
Florián Guzmán L. A. 
 
24 
 
 
La sintomatología varía desde un malestar abdominal leve con diarrea mucosa y 
sanguinolenta alternada con periodos de estreñimiento o remisión, hasta una 
disentería aguda o mortal, con fiebre, escalofríos y diarrea sanguinolenta o mucosa 
(Benenson, 1997). 
 
2.5. Cuadro clínico 
 
En general, y tomando en consideración los mecanismos de adquisición de la amibiasis 
y las posibilidades de migración de los trofozoitos en el individuo afectado, la 
enfermedad generalmente se inicia por vía intestinal, desde el punto de vista clínico, la 
amibiasis se ha clasificado de la siguiente manera: 
 
 Amibiasis intestinal 
o Aguda 
o Crónica 
 
 Amibiasis extraintestinal o invasiva (según localización) 
o Hepática 
o Pulmonar 
o Cerebral 
o Mucocutánea 
o Otras 
 
Las manifestaciones clínicas no permiten diferenciar la disentería amibiana de otras 
causas de disentería e incluso de otras enfermedades gastrointestinales (Tay, 1995). 
 
2.6. Diagnóstico 
 
Para establecer un diagnóstico acertado, es necesaria la demostración de trofozoítos o 
quistes de E. histolytica. Sin embargo, una gran proporción de pacientes con amibiasis 
extraintestinal no presenta amibiasis intestinal al mismo tiempo; por lo que el 
diagnóstico en este tipo de casos se hace principalmente por ensayos clínicos e 
Florián Guzmán L. A. 
 
25 
 
inmunológicos con técnicas de hemoglutinación, contrainmunoelectroforesis, 
inmunofluorescencias y ELISA, con las que se han obtenido buenos resultados. El 
examen de muestras fecales es el método de confirmación más sencillo para el 
diagnóstico de las infecciones intestinales. El examen directo, ya sea de preparaciones 
frescas fijadas y teñidas, generalmente detecta las infecciones graves. Aun así, es 
necesario repetir los exámenes varias veces ya que pueden resultar falsos negativos al 
principio de la infección por el bajo conteo de quistes (Schmidt y Roberts, 1984; Tay, 
1995). 
 
2.7. Tratamientos 
 
El objetivo es erradicar a los parásitos en su localización intestinal y extraintestinal. 
Pero todavía no existe un fármaco eficaz para el 100% de los casos. (Atias, 1998). 
 
Dentro del tratamiento de la amibiasis existen fármacos antiamibianos con acción a 
diferentes niveles de los tejidos del hospedero como son los de acción luminal, tisular 
en el intestino, tisular fuera del intestino, de concentración selectivamente hepática y 
de acción mixta. (Romero, 1993). 
 
El metronidazol es el medicamento de principal elección para combatir a los parásitos. 
O compuestos como el tinidazol, secnidazol y ornidazol, derivados del nitromidazol, 
también son efectivos. (Bansal et al., 2006a). 
 
El metronidazol es considerado por muchos como el mejor fármaco, tanto para la 
amibiasis invasora como la amibiasis luminal, aunque es menos efectivo contra los 
parásitos del lumen intestinal. Su eficacia contra los trofozoitos en cualquier ubicación 
es alta. Tiene baja toxicidad, aunque se ha demostrado un efecto teratogénico y 
cancerígeno en animales, por lo que su uso está contraindicado en mujeres 
embarazadas, en especial durante el primer trimestre. (Atias, 1998; Upcroft, et al., 
1999). Por otra parte, el tratamiento con este fármaco tiene efectos secundarios 
desagradables tales como sabor metálico, dolor de cabeza y sequedad en la boca y en 
Florián Guzmán L. A. 
 
26 
 
menor medida náuseas, glositis, urticaria, prurito y orina de color obscuro. (Upcroft et 
al., 1999). 
 
En la amibiasis intestinal la dosis indicada es de 30 mg/kg/día, durante 7 a 10 días. 
Puede asociarse con otro fármaco de acción sobre las formas luminales, como es el 
furoato de diloxamida o la diyodohidroxiquinola (Atias, 1998). 
 
Una seria preocupación está relacionada con un aumento en la resistencia 
generalizada a muchos antiparasitarios, como ha ocurrido con la resistencia al 
cloroquin en la malaria y el metronidazol en los protozoarios anaeróbicos. El desarrollo 
de los nuevos medicamentos antiparasitarios se está llevando a cabo lentamente y las 
vacunas aún no están a la vista, por lo tanto, el aumento de resistencia a los 
medicamentos está seriamente amenazando el control de las enfermedades causadas 
por protozoarios. Ante este panorama, el estudio de los factores involucrados en la 
resistencia de medicamentos desarrollados por los parásitos tiene hoy la más alta 
prioridad (Orozco, et. al. 2002). 
 
Estudios recientes, en cultivos de E. histolytica han mostrado diferencias en la 
sensibilidad a medicamentos, indicando que un pequeño porcentaje de amibas están 
resistiendo o podrían eventualmente llegar a ser resistentes debido al uso 
indiscriminado de agentes antiamibianos. La acción se lleva a cabo por la 
sobreexpresión de un conjunto de genes que codifican para glucoproteinas (Pgp), esto 
produce el fenotipo resistente en protozoarios parásitos incluyendo Plasmodium, 
Trichomonas, Giardia, Leishmania y Entamoeba (Upcroft y Upcroft, 2001; Bansal et al., 
2006a y b). 
 
Por lo anterior, es evidente la necesidad de continuar las investigaciones dirigidas a la 
búsqueda de nuevos compuestos de utilidad para el desarrollo de nuevos fármacos 
antiamibianos que idealmente estén libres de efectos colaterales indeseables, no 
tóxicos e inclusive más potentes que los ya existentes (Keene et al., 1986, Sohni et al., 
1995) 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
27 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Capítulo 3 
de nU(J}7óS 
trtdcrmientós 
Florián Guzmán L. A. 
 
28 
 
III. Búsqueda de nuevos tratamientos 
 
3.1. Estudios con plantas medicinales 
 
En México existen muchas especies vegetales que han sido utilizadas en la medicina 
tradicional para el tratamiento de trastornos gastrointestinales entre los que se incluye 
a la disentería, estas plantas pueden ser fuente potencial importante para la obtención 
de nuevos fármacos (Sohni et al. 1995, Calzada et al., 1998; Heinrich, 2000; Upcroft y 
Upcroft, 2001). 
 
Cabe destacar que en nuestro país a pesar de la riqueza y variedad de la flora 
medicinal mexicana, el porcentaje de especies botánicas estudiadas desde el punto de 
vista fitoquímico es bajo y es menor el porcentaje de éstas que han sido objeto de una 
evaluación biológica. (Calzada et al., 1998; SSA, 1993) 
 
Se han realizado diversos trabajos para demostrar el potencial farmacológico de varias 
plantas medicinales. En el 2000 Cruz – Vega y colaboradores demostraron que los 
extractos acuosos de Lepidium virginicum, Acacia farnesiana, Acacia rigidula, 
Parkinsonia aculeata y Carlowrightia cordifolia tienen propiedades antiamibianas al 
inhibir el crecimiento de los trofozoitos in vitro. Todos los extractos acuosos probados 
inhibieron el crecimiento. La mayor actividad se detectó en los extractos de hoja, con 
excepción de L. virginicum en la que los extractos de tallo fueron más potentes. 
 
También se evaluaron los extractos crudos deetanol de las hojas de Zanthoxylum 
liebmannianum los cuales tuvieron un efecto inhibitorio en la reproducción de los 
trofozoitos de Entamoeba histolytica y Giardia lamblia. De ese extracto fueron aislados 
los compuestos de asarinina, hiperina, -sitosterol, and -sitosterol glucósido. Entre 
éstos, la asarinina fue la más activa y los demás compuestos mostraron moderada 
actividad contra ambos parásitos (Arrieta, 2001). 
 
Otro ejemplo es el estudio que se hizo con Geranium mexicanum o “pata de león” para 
evaluar una posible actividad antiprotozoaria del extracto crudo, fracciones 
Florián Guzmán L. A. 
 
29 
 
parcialmente purificadas y compuestos puros de la planta usando un ensayo in vitro 
contra E. histolytica y Giardia lamblia. Los resultados obtenidos mostraron que los 
extractos crudos con diclorometano y metanol de las raíces de G. mexicanum tienen 
una actividad antiprotozoaria a una concentración de 79.2 g/mL contra E. histolytica 
y 100.4 g/mL contra G. lamblia. (Calzada et al., 2005) 
 
En un reciente, estudio usando varios métodos cromatográficos y espectroscópicos, se 
aislaron siete compuestos puros del extracto etanólico de Pterocarpus angolensis; las 
estructuras de cinco de estos compuestos fueron determinadas. El efecto 
antimicrobiano de los siete compuestos purificados fueron evaluados in vitro contra 
Staphylococus aureus y Entamoeba histolytica. Todos los extractos funcionaron contra 
la bacteria, pero solo uno de los compuestos de P. angolensis y la piperitenona un 
compuesto puro aislado del aceite esencial de Lippia javanica, funcionaron contra E. 
histolytica, los demás compuestos no mostraron actividad contra las amibas en 
concentraciones por arriba de los 400 g/mL. (Samie et. al., 2009). 
 
Se estudió el efecto in vitro de los extractos obtenidos con hexano, diclorometano, 
metanol y agua, de tres plantas utilizadas en el tratamiento contra la amibiasis; el 
epazote (Chenopodium ambrosioides), el chaparro amargoso (Castela erecta texana) y 
la lentejilla de tierra (Lepidium virginicum). Los resultados mostraron actividad 
biológica contra E. histolytica, siendo C. ambrosioides la especie con mayor eficacia de 
todos sus extractos (Olvera et. al., 2010). 
 
Las investigaciones anteriores demuestran que en la medicina tradicional mexicana 
existen especies con propiedades antiamibianas. Esto ofrece una alternativa para el 
desarrollo de nuevos medicamentos y/o validación de su uso en la medicina popular. 
Además, es importante debido a que es una forma común de medicamentos para las 
personas que toman a la medicina tradicional como una alternativa, o como la única 
medicina disponible (Cruz – Vega, 2000). 
 
Existen varias plantas que figuran en listados etnobotánicos con distintos usos, pero el 
uso más común de las plantas es contra el tratamiento de enfermedades parasitarias o 
Florián Guzmán L. A. 
 
30 
 
malestares gastrointestinales, de la gran diversidad de estas plantas el Pithecellobium 
dulce (guamúchil) es una buena opción de estudio, a pesar de su uso la información 
farmacológica acerca de ella es escasa por lo que representa una excelente opción de 
estudio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
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Capítulo 4 
Florián Guzmán L. A. 
 
32 
 
IV. Planta de estudio. 
 
4.1. Pithecellobium dulce (Rouxb.) Beth. 1844 
 
Esta planta es comúnmente conocida como guamúchil (Fig.2) y su conocimiento por 
parte de la gente es muy amplio, ya que tiene diversos usos, entre ellos está el 
medicinal. Es un árbol nativo de México, tiene una amplia distribución en las zonas 
tropicales del país. En el Golfo: Tamaulipas, San Luis Potosí, Hidalgo, Querétaro, norte 
de Veracruz, y en la parte más seca de la península de Yucatán; en el Pacífico: desde 
Baja California y Sonora, hasta Chiapas, incluyendo cuenca del Balsas, en una altitud de 
0 a 1500 m.s.n.m (CONABIO, 2009). 
 
Su clasificación taxonómica es la siguiente: 
 
Reino: Plantae 
Phylum: Magnoliophyta 
Clase: Magnoliopsida 
Orden: Fabales 
Familia: Fabaceae 
Subfamilia: Mimosoidea 
Género: Pithecellobium 
Especie: Pithecellobium dulce 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
33 
 
 
Fig. 3 Árbol de Pithecellobium dulce. 
4.2. Descripción botánica 
 
Pithecellobium dulce pertenece a la familia Fabaceae, el árbol tiene una altura de hasta 
20 metros y con un diámetro a la altura del pecho de 80cm hasta 1m, sus ramas están 
provistas de espinas. Tiene una copa piramidal o alargada, ancha y extendida muy 
frondosa. Las hojas en espiral, aglomeradas, bipinnadas de 2 a 7 cm de largo, con un 
par de foliolos secundarios sésiles y con un haz de color verde pálido mate. El fruto es 
una legumbre péndula de hasta 16 cm de largo de color verde rojizo a rosado, 
enroscada, contraída entre las semillas, las cuales son dehiscentes y con numerosas 
semillas de color negro envueltas por un arilo carnoso (Martínez, 1994; CONABIO, 
2009). 
 
Comúnmente prospera en terrenos planos u ondulados. Es frecuente a la orilla de 
cauces de arroyos temporales, en carreteras, avenidas y en las viviendas. Crece en una 
amplia variedad de condiciones ambientales. Se desarrolla en clima tropical y 
subtropical, con precipitaciones de 450 a 1650 mm. En suelos someros, pobres y 
pedregosos generalmente, por lo que se convierte en una especie de fácil 
Florián Guzmán L. A. 
 
34 
 
establecimiento, tiene buena capacidad competitiva, con crecimiento rápido y 
vigoroso llegando a crecer 25 cm por año (Sir, 1844). 
 
En el aspecto ecológico tiene un papel importante en la fijación de nitrógeno, se utiliza 
en recuperación de terrenos degradados, mejorando la fertilidad del suelo por la 
generación de hojarasca, esto también permite la conservación del suelo pues controla 
la intensidad de la erosión del mismo (Sir, 1844). 
 
4.3. Principales usos. 
 
 Adhesivo (látex). Del tallo de extrae goma que da buen mucílago, similar a la 
goma arábiga. 
 Aromatizante (toda la plantas). Aceites esenciales aromáticos. 
 Colorantes (Corteza). Produce un tinte amarillo. 
 Combustible (Madera). Leña y carbón, produce bastante humo. 
 Comestible (fruto, semilla, arilo). El arilo carnoso agridulce que rodea a la 
semilla es sumamente apreciado en algunos lugares como complemento 
alimenticio. Se elaboran bebidas refrescantes (parecida a limonada). 
 Construcción (madera). Construcción rural (viviendas). 
 Curtiente (corteza). La corteza es rica en taninos, útil en la industria de la 
peletería. 
 Forrajero (fruto, hoja, tallo joven, semilla) Se usan como forraje en época de 
secas para el ganado bovino, caballar, ovino y caprino. El residuo de la semilla 
(una vez que se extrae el aceite) es rico en proteínas y lo consume el ganado. 
 Fuente de alimento para fauna silvestre. 
 Rompevientos y cercas vivas para el ámbito agroforestal. 
 Medicinal (hojas) Es utilizado para la diarrea, cólicos, malestar estomacal, 
llagas, heridas, granos y para reforzar la dentadura (Monroy y Colín, 2004). 
 
El guamúchil es una planta realmente versátil, teniendo distintos usos. El árbol se usa 
completo o en partes: raíz, tronco, corteza, hojas, fruto, semillas y savia. Se han 
Florián Guzmán L. A. 
 
35 
 
reportado un total de 25 formas de uso (Fig. 3): comestible con 3 formas: en fresco, en 
la preparación de salsas y atoles; maderable con ocho formas de uso; medicinal con 
siete; el resto de categorías solo registran una forma de uso. (Monroy y Colín, 2004) 
 
 
Fig. 4 Distintos usos de la partes del árbol de Pitecellobium dulce. 
 
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Florián Guzmán L. A. 
 
36 
 
4.4. Usos medicinales. 
 
En el aspecto medicinal y siguiendo con la línea de la actividad antiparasitaria hay 
distintos remedios que incluyen al guamúchil según Alarcón (1980), aquí se mencionan 
algunos: 
 En un cuarto de litro de agua se le agregan diez gramos de hojas y se dejan 
cocer. Tomar esa agua en una tacita durante 3 días seguidos en ayunas. 
 Se utiliza también la corteza en infusión de la manera antes mencionada. 
 Se puede comer el fruto en ayunas hasta que desaparezcan las molestias. 
 Otra forma es haciendo mezclas de distintas plantas, algunas sugeridas son las 
de guayaba (Psidium guajava), guaje (Leucaena esculenta), la raíz del granado 
(Punica granatum) y manrrubio (Waltheria americana) y se toma en infusión 
como agua de tiempo. 
 Se puede mezclar el hueso de aguacate (Persea americana), cuayotomate 
(Vitex mollis) así como el pericarpio de la granada (Punica granatum), para 
preparar un té y una vez hervido se le agrega una pizca de ceniza, se toma 
como agua de tiempo hasta que se quita el malestar. 
 Para la disentería se combinan la corteza del nanche (Byrsonima crassifolia) y 
guayaba (Psidium guajava) y se toman en forma de té. (Osuna et. al., 2005) 
 
Además de la actividad antiparasitaria que se reporta también tiene poder fungicida, 
este fue demostrado en un estudio donde se realizaron extractos acuosos y etanólicos 
de semillas y hojas, que se evaluaron en 3 especies de hongos Botrytis cinerea, 
Penicillium digitatum y Rhizopus stolonifer, tanto in vitro como in situ en cultivos de 
fresa. Como resultados se logró la caracterización preliminar del compuesto activo 
responsable por cromatografía en capa fina y espectrofotometría, el cual resulto ser el 
kaempferol. (Bautista et. al., 2003). 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
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Capítulo 5 
Florián Guzmán L. A. 
 
38 
 
V. Justificación y Objetivos 
5.1. Justificación 
Hasta la fecha no existe un tratamiento ideal para la amibiasis. Esto se debe 
principalmente a la toxicidad de los medicamentos antiamibianos y la aparición de 
resistencia de las cepas. En consecuencia, se está en la búsqueda de nuevos 
medicamentos antiamibianos que sean más potentes y menos tóxicos que los que 
actualmente están siendo utilizados. 
 
Debido a los efectos secundarios y la resistencia que generan los protozoarios 
patógenos a las drogas antiparasitarias, se ha tomado reciente atención a los extractos 
derivados de plantas empleadas en la medicina tradicional. En este sentido, el 
potencial antiprotozoario de las plantas como fuentes en el desarrollo de nuevos 
medicamentos se demuestra con los ejemplos tales como emetina, quinina y 
artemisina, aislados de especies de plantas superiores. 
 
La amibiasis es uno de los padecimientos más comunes en la sociedad mexicana, 
debido a diversos factores como la insalubridad y los malos hábitos alimenticios. El 
adecuado empleo de la medicina herbolaria ofrece una muy buena alternativa para el 
tratamiento de estos padecimientos disminuyendo los efectos secundarios. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
39 
 
5.2. Objetivo general 
 Evaluar el potencial amebicida de los extractos del árbol de guamúchil 
(Pithecellobium dulce) en cultivos in vitro contra Entamoeba histolytica. 
 
5.3. Objetivos particulares 
 Evaluar el potencial amebicida de los extractos de hojas de la planta del 
guamúchil (Pithecellobium dulce) en época reproductiva y no reproductiva, en 
un modelo in vitro contra Entamoeba histolytica. 
 
 Evaluar el potencial amebicida de los extractos de corteza de la planta del 
guamúchil (Pithecellobium dulce) en época reproductiva y no reproductiva en 
un modelo in vitro contra Entamoeba histolytica 
 
 Evaluar el potencial amebicida de los extractos del arilo del fruto del guamúchil 
(Pithecellobium dulce) en un modelo in vitro contra Entamoeba histolytica 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
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Capítulo 6 
Florián Guzmán L. A. 
 
41 
 
VI. Método. 
 
6.1. Sitio de colecta. 
 
El material biológico utilizado de Pithecellobium dulce se colectó en la comunidad de 
Xalitla, situada a 11 km de la ciudad de Iguala en el municipio de Tepecoacuilco de 
Trujano, Guerrero. El sitio se ubica en 17° 59’ 53’’ N y 99° 32’ 39’’ O, a 563 m.s.n.m. La 
primera colecta se llevó a cabo en el mes de octubre del 2009 donde se colectó hoja y 
corteza cuando el árbol estaba en estado no reproductivo y la segunda colecta fue en 
el mes de marzo del 2010, nuevamente se colectó hoja y corteza además de fruto al 
encontrarse en época reproductiva. 
 
Fig. 5. Sitio donde se recolectó el material de P. dulce. (Xalitla, en el municipio de 
Tepecoacuilco de Trujano, Guerreo). A) Vista del ambiente en donde se desarrolla el 
guamúchil. B) Mapa de ubicación del lugar de colecta. 
 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
42 
 
6.2. Preparación de los extractos 
 
La hoja y la corteza se dejaron secar a temperatura ambiente, en el caso del fruto, se 
separó la semilla del arilo carnoso, y también se dejó secar a temperatura ambiente. 
Una vez deshidratados todos los componentes, se molieron por separado cada una de 
las partes hasta obtener un polvo fino. 
 
Se prepararon tres extractos orgánicos por cada parte de la planta utilizada: hoja y 
corteza en estado no reproductivo; hoja y corteza en estado reproductivo y arilo. Los 
disolventes utilizados fueron hexano, diclorometano y metanol para separar 
compuestos de baja, mediana y mayor polaridad respectivamente. 
 
La extracción se llevó a cabo utilizando el equipo Soxhlet en el que se colocaron, para 
el caso de la hoja 35g, en la corteza 150g y de arilo 50g; todo perfectamente molido en 
un cartucho de papel filtro y se realizó la extracción por 8 horas y se repitió 3 veces con 
cada disolvente para obtener la mayor cantidad de compuesto, se pusieron distintas 
cantidades de material vegetal seco dependiendo de la capacidad del cartucho de 
papel para obtener una mayor cantidad de extracto. Cada fracción fue recolectada en 
frascos de vidrio con tapa hermética los cuales se cubrieron con papel aluminio y se 
rotularon con el nombre de la fracción correspondiente. Posteriormente se eliminó la 
mayor parte del disolvente de cada fracción con la ayuda de un rotavapor conectado a 
una bomba de vacío. El material resultante se vació en frascos limpios de vidrio 
previamente pesados en una balanza analítica y rotulados con el nombre de la planta y 
extracto correspondiente, así como el peso del frasco. Se les hizo una tapa con papel 
aluminio con pequeñas perforaciones para permitir la evaporación del disolvente 
remanente. Por último se determinó la masa obtenida con la ayuda de la balanza 
analítica en cada frasco y se calculó el rendimiento. De esta forma se obtuvieron las 
fracciones orgánicas de hexano, diclorometano y metanol que se utilizaron en los 
ensayos biológicos. 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
43 
 
6.3. Cultivos de Entamoeba histolytica 
 
Para las pruebas biológicas se utilizaron cultivos axénicos de E. histolytica HM-1:IMSS 
mantenidos enmedio TYI-S-33 de acuerdo al protocolo ya establecido (Diamond et al., 
1978). La cepa Entamoeba histolytica HM1 – IMSS fue proporcionada por el 
Laboratorio de Patología Experimental de la Facultad de Medicina de la UNAM. 
 
Para los cultivos amibianos se utilizaron cajas de cultivo de poliestireno con capacidad 
de 50 mL., cada caja se colocó en hielo por diez minutos para desprender los 
trofozoitos y posteriormente se vaciaron en condiciones de esterilidad, bajo la 
campana de flujo laminar en tubos de 50 ml para ser centrifugados durante siete 
minutos a 500 r.p.m. Se eliminó el sobrenadante y el sedimento fue resuspendido, de 
éste se tomaron 100 l y se agregaron a un tubo Eppendorff con 900 l de solución 
amortiguadora de fosfatos-salina (PBS-A) y se mezcló homogéneamente. De aquí se 
tomaron 50 l y se mezclaron en otro tubo Eppendorff con 50 l de azul de Trypan 
(proporción 1:1) y posteriormente se contaron los trofozoitos para determinar la 
concentración en el cultivo con la ayuda de una cámara de Neubauer. 
 
6.4. Ensayos biológicos 
 
Para todos los extractos se disolvieron 100 mg en 1mL de dimetilsulfóxido (DMSO) y 
posteriormente se disolvieron en medio de cultivo hasta una concentración de 
5mg/mL. Todos los extractos fueron esterilizados con filtros de membrana desechables 
con poro de 0.22 micras. 
 
En tubos de cultivo de plástico con tapas estériles se agregaron un millón de amibas en 
4mL de medio de cultivo, con concentraciones de 250, 500 y 1000 g/mL de cada 
extracto respectivamente. Cada cultivo se incubó a 37 °C por 72 horas. Todas las 
pruebas incluyeron un cultivo control (DMSO + trofozoitos + medio). 
 
Para contar los trofozoitos, cada tubo se colocó en hielo por 10 minutos, se tomaron 
50 l y se agregaron a un tubo Eppendorff con 50 l de azul de Trypan, se homogenizó y 
Florián Guzmán L. A. 
 
44 
 
se tomaron 25 l para su conteo con cámara de Neubauer considerando únicamente 
los trofozoitos viables (sobrevivientes). Cada prueba se realizó por triplicado. El 
método general seguido se observa en la Fig. 5. 
 
6.5. Análisis estadístico. 
 
Se aplicó un Análisis de Varianza (ANDEVA), con el programa STATGRAFICS PLUS 
versión 5, para detectar si había diferencias significativas en cuanto a la sobrevivencia 
de los trofozoitos con los distintos tratamientos, además se realizo una prueba de 
rango múltiple (Tuckey) para distinguir el tratamiento que causaba la diferencia. 
 
Para el análisis se utilizaron los datos obtenidos directamente del conteo de la 
sobrevivencia de los trofozoitos una vez aplicados los tratamientos, para poder utilizar 
el ANDEVA mencionado anteriormente fue necesario transformar estos datos para que 
se comportaran como una distribución normal, aplicándoles arcoseno a cada uno de 
ellos (Castañeda, 1990). 
 
Todos los valores se introdujeron de la misma manera al programa estadístico, 
evaluando si había diferencias entre las distintas categorías a evaluar, las cuales fueron 
época reproductiva, órgano utilizado, extracto y concentración, todos comparados con 
la sobrevivencia de los trofozoitos. 
 
6.6. Análisis e interpretación de la información. 
 
Después de realizar los análisis, se obtuvieron 2 alternativas: 
 
a). Se acepta la hipótesis nula (H0), es decir, no se encontraron diferencias 
significativas, entre los tratamientos al nivel de significancia usado. Esto significa que 
los extractos estudiados no tienen una variabilidad tal, que pudieran diferenciarse en 
dos o más grupos distintos y por eso se considera que las medias de los tratamientos 
son iguales. 
Florián Guzmán L. A. 
 
45 
 
b). Caso contrario, se rechaza H0, es decir, se considera que hay diferencias 
significativas entre las medias de los tratamientos. Para este caso, se aplicaron las 
pruebas de rango múltiple (Tuckey), para distinguir los niveles que causan diferencia. 
Fig. 6 Diagrama de flujo en donde se muestra la metodología llevada a cabo. 
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Florián Guzmán L. A. 
 
46 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Capítulo 7 
p 
Florián Guzmán L. A. 
 
47 
 
VII. Resultados 
 
7.1. Rendimiento de los extractos. 
 
 El rendimiento de los diferentes extractos en época no reproductiva se muestran en el 
cuadro 2. El mayor rendimiento se obtuvo del extracto metanólico, y fue 
significativamente mayor a los disolventes de menor polaridad. En el caso de las partes 
utilizadas en la época reproductiva (cuadro 3), la fracción metabólica mostró mayor 
rendimiento comparado con los demás disolventes. En cuanto a las partes utilizadas, el 
arilo mostró el mejor rendimiento seguido de la corteza y por último la hoja. 
 
Cuadro 2. Rendimientos obtenidos de las diferentes extracciones en época no 
reproductiva de P. dulce. 
 
 Hoja Corteza 
 Peso seco (g) % rendimiento Peso seco (g) % rendimiento 
C6H24 1.64 4.68 0.9 0.6 
CH2Cl2 0.56 1.6 0.702 0.468 
MeOH 5.588 15.96 45.132 30.088 
 
Cuadro 3. Rendimientos obtenidos de las diferentes extracciones en época 
reproductiva de P. dulce. 
 Hoja Corteza Arilo 
 Peso 
seco (g) 
% 
rendimiento 
Peso 
seco (g) 
% 
rendimiento 
Peso 
seco (g) 
% 
rendimiento 
C6H24 2.45 8.575 0.304 0.202 0.372 0.604 
CH2Cl2 0.803 2.29 0.318 0.212 0.257 0.514 
MeOH 6.982 19.943 18.275 25.516 35.33 70.66 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
48 
 
7.2. Evaluación del efecto amebicida de los extractos 
 
El análisis estadístico mostró que no se encontraron diferencias significativas entre 
ambas épocas reproductivas (F = 0.6010, P = 0.4357) (Anexo A, cuadro 1). Así como 
tampoco se encontraron diferencias entre hoja y corteza en época no reproductiva (F = 
0.063, P = 0.0819) (Anexo A, Cuadro 2). 
 
7.2.1. Árbol en etapa no reproductiva 
 
Hoja. 
 
 Haciendo la comparación entre las fracciones se observan diferencias significativas (F 
= 5.33, P = 0.0043) (Anexo A, Cuadro 3), siendo el diclorometano el que presentó un 
mayor efecto amebicida (Anexo A, Cuadro 4). En la fracción de hexano se observó un 
porcentaje de sobrevivencia del 98.03 ±2.08%, 83.51 ±2.51%, 90.90 ±1.52%; para el 
diclorometano del 76.47 ±7.21%, 56.04 ±7.21%, 28.57 ±3.05%; con el metanol fue del 
92.15 ±3.51%, 84.61 ±3.21%, 62.33 ±3.46% en concentraciones de 250, 500 y 1000 
g/ml respectivamente. Se encontraron diferencias en cuanto a la concentración (F = 
8.99, P = 0.0008) (Anexo A, Cuadro 5), siendo la concentración de 1000 g/mL la que 
tuvo un efecto significativo (Anexo A, Cuadro 6) (Fig. 6) 
 
Corteza. 
 
Esta vez el extracto hexánico tuvo una mayor actividad amebicida (Anexo A, Cuadro7 y 
8) con un porcentaje de sobrevivencia de trofozoitos del 73.86 ±4.16%, 81.92 ±2.08%, 
51.47 ±1.15%; con el diclorometano fue de 102.27 ±8.66%, 102.40 ±3.51%, 85.29 
±4.04% y con el metanol 86.36 ±3.05%, 98.79 ±3.51%, 86.76 ±2.08% en 
concentraciones de 250, 500 y 1000 g/mL respectivamente, siendo la de 1000 g/mL 
(Anexo A, cuadro 9 y 10). En la fig. 7 se muestra la gráfica correspondiente. 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
49 
 
 
Fig. 7 Efecto de los extractos de hoja de P. dulce en época no reproductiva sobre 
Entamoeba histolytica (*P < 0.05). 
 
 
Fig. 8 Efecto de los extractos de corteza de P. dulce en época no reproductiva sobre E. 
histolytica (*P < 0.05). 
Florián Guzmán L. A. 
 
50 
 
7.2.2. Árbol en etapa reproductiva 
 
Se hizo la comparación entre la hoja, corteza y arilo en época reproductiva mostrando 
que no existen diferencias significativas entre las distintas partes de la planta (F = 2.07, 
P = 0.1308) (Anexo A, Cuadro11). 
 
Hoja 
 
Para las pruebas de los extractos de hoja el porcentaje de sobrevivencia en el extracto 
de hexano fue de 88.54 ±3.21%, 93.68 ±3.21%, 4.62 ±2.88%; con el extracto de 
diclorometano la sobrevivencia fue de 110.41 ±4.72%, 40 ±3.51%, 2.77 ±0% y con el 
metanol 112.5 ±3.60%, 114.73 ±0.57%, 106.48 ±2.51% en las concentraciones de 250, 
500 y 1000 g/mL respectivamente para cada uno de los extractos. Se encontraron 
diferencias significativas de actividad entre los extractos (F = 4.33, P = 0.0113) (Anexo 
A, Cuadro 12), el diclorometano fue el que presentó una mayor actividad (Anexo A, 
Cuadro 13), además comparando las concentraciones la de 1000 g/mL fue la que tuvo 
mayor actividad amebicida con respecto a los controles (F = 7.9803, P = 0.0004) (Anexo 
A, Cuadro 14 y 15) (Fig. 8) 
 
Corteza 
 
En el extracto hexánico se presentó una actividad de 111.45 ±5.03%, 115.78 ±1.52%, 
97.22 ±1.73%, para el extracto de diclorometano los porcentajes fueron de 108.33 
±4.50%, 112.63 ±3.21%, 75.92 ±2.51% y con el metanol 82.29 ±3.78%, 51.57 ±5.50%, 
25.57 ±1.52% a concentraciones de 250, 500 y 1000 g/mL. Si se observó una 
diferencia significativa entre la actividad de los extractos (F = 21.074, P = 0.0000) 
(Anexo A, Cuadro 16), esta vez el metanol tuvo una mayor actividad amebicida que los 
demás (Anexo A, Cuadro 17). Comparando la actividad entre las concentraciones, la de 
1000 g /mL fue la que se diferenció significativamente de los grupos control (F = 
4.127, P = 0.0139) (Anexo A, Cuadro 18 y 19) (Fig. 9). 
 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
51 
 
Arilo 
 
Los porcentajes de sobrevivencia del extracto hexánico mostraron un 94.79 ±2.51%, 
106.31 ±4.16%, 84.25 ±2.08%, con el extracto del diclorometano 52.08 ±4.04%, 60 
±1%, 36.11 ±2% y con el metanol 87.5 ±7%, 101.05±1%, 64.81 ±4.04%, a 
concentraciones de 250, 500 y 1000 g/mL. Se observó una diferencia significativa 
entre la actividad de los extractos (F = 9.393, P = 0.0001) (Anexo A, Cuadro 20), siendo 
el extracto de diclorometano el que presento diferencias significativas conforme a los 
controles (Anexo A, Cuadro 21). Comparando la actividad entre las concentraciones, la 
de 1000 g /mL fue la que se diferenció significativamente de los grupos control (F = 
4.133, P = 0.0250) (Anexo A Cuadro 22 y 23) (Fig. 10) 
 
 
Fig. 9 Efecto de los extractos de hoja de P. dulce en época reproductiva sobre E. 
histolytica (*P < 0.05). 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
52 
 
 
Fig.10 Efecto de los extractos de corteza de P. dulce en época reproductiva sobre E. 
histolytica (*P < 0.05). 
 
 
Fig. 11 Efecto de los extractos de arilo de P. dulce sobre E. histolytica (*P < 0.05). 
 
Florián Guzmán L. A. 
 
53 
 
Cuadro 4. Comparación entre ambas épocas reproductivas de los extractos que 
resultaron diferentes a los grupos control. 
Extractos con más efecto a 1000 g/mL. 
(% de sobrevivencia) 
 Época no reproductiva Época reproductiva 
Hoja 28.57% (Diclorometano) 2.77% (Diclorometano) 
Corteza 51.47% (Hexano) 25.57% (Metanol) 
Arilo ------------- 36.11% (Diclorometano) 
 
7.3. Discusión. 
Los resultados obtenidos de los extractos de hoja en época no reproductiva muestran 
que la concentración de 1000 g/mL fue la más efectiva con diclorometano y metanol, 
disminuyendo la sobrevivencia de los trofozoitos hasta un 28.57% en el caso del 
diclorometano, y alcanzó un 56% con 500 g/mL, la más baja comparando con las 
demás fracciones. Por su parte las demás fracciones también presentan una ligera 
actividad amebicida pero no lo suficiente para poder asegurar que tienen una 
diferencia estadística con respecto a los grupos control. 
En los extractos de corteza cuando el árbol no presenta flores, la fracción de hexano 
fue la que presentó una mejor actividad amebicida, siendo este extracto el que 
presenta una diferencia significativa del grupo control, además de la disminución hasta 
51.47% de los trofozoitos en la concentración de 1000 g/mL. resultando ser la única 
que presenta diferencias en todos los extractos, con los demás si se observa una 
disminución en la sobrevivencia pero no estadísticamente diferente a los grupos 
control. 
Para los extractos de hoja en época reproductiva, el efecto se acentúa más, pero 
nuevamente la única concentración que es significativa es la de 1000 g/ml, teniendo 
un porcentaje de sobrevivencia de 4.6 y 2.7 % para hexano y diclorometano 
respectivamente, con este último hubo una disminución a 40% a una concentración de 
500 g/mL. 
Florián Guzmán L. A. 
 
54 
 
Los resultados en los extractos de corteza en época reproductiva son diferentes a los 
de la etapa no reproductiva, ya que la fracción de metanol es la que presenta un efecto 
significativo, reduciendo la sobrevivencia hasta un 25.92% en la concentración de 1000 
g/ml, siendo esta la única con diferencias significativas en todas las fracciones. 
Para el caso de los extractos del arilo de la semilla, la actividad amebicida se vio 
reflejada en el extracto de diclorometano, siendo este el que presenta diferencias 
significativas, en cuanto a las concentraciones la única significativa es la de 1000 
g/ml, presentando una reducción en la sobrevivencia de hasta un 36.11%. 
Los resultados revelan de manera general que el extracto que tuvo mayor efecto fue el 
de diclorometano obteniendo diferencias significativas en los extractos de hoja en 
ambas etapas fenológicas y en los extractos de arilo, para el caso de la corteza se 
presentan dos casos, en época no reproductiva el que mayor tuvo efecto fue el 
hexano, mientras que para la reproductiva fue el metanol , lo cual se puede constatar 
en el cuadro 4, pero lo que si permaneció unánime fue que la concentración de 1000 
g/mL es la que presento diferencias significativas para todos los extractos, lo que se 
puede interpretar que en todos los órganos de la planta utilizados presentan actividad 
amebicida a una determinada concentración. 
Hay que hacer notar que en las gráficas mostradas parecería que otras 
concentraciones distintas a las de 1000 g/mL presentan efecto amebicida 
significativo, sin embargo el análisis estadístico demostró lo contrario, para tener una 
mayor certeza en los resultados sería necesario hacer más repeticiones de los ensayos 
para que se pudieran observar y separar de una mejor manera los grupos 
homogéneos. 
La comparación entre las 2 etapas fenológicas del árbol demostró que no hay 
diferencias significativas en cuanto a la efectividad de los extractos entre ambas 
etapas, sin embargo la comparación hecha en el cuadro 4 demuestra que en el caso de 
la hoja hay una diferencia de 25.8% y para la corteza de 25.9%, lo que demuestra que 
la actividad amebicida es una cuarta parte más intensa en la época de floración que 
cuando no la hay, pero no fue reflejado en los análisis estadísticos realizados. 
Florián Guzmán L. A. 
 
55 
 
Es importante mencionar que se realizó la comparación entre 2 épocas reproductivas 
debido a que podría haber diferencias en la cantidad de metabolitos secundarios 
producidos en una u otra temporada del año, pero este efecto no se observó reflejado 
en los ensayos realizados, esto podría explicarse a que para que haya una sobre 
producción de metabolitos, la planta debe de estar bajo condiciones de cierto estrés 
en el ambiente, según la descripción de la planta, esta puede resistir y aclimatarse a 
distintos tipos de clima y suelos, por eso su amplia distribución en el país, esto implica 
que está completamente adaptada a casi cualquier tipo de ambiente, pudiendo 
soportar distintos factores que podrían amenazar la integridad del árbol, por lo tanto, 
el árbol no se ve en la necesidad de la producción de sustancias extras para su 
sobrevivencia (Monroy y Colín, 2004). O por otra parte el guamúchil no necesita tener 
una sobreproducción de metabolitos y ocupa la mayor parte de sus recursos en la 
producción de flores que posteriormente se convertiránen frutos, de esta manera se 
asegura mucho más la producción de semillas que serán la fuente de la próxima 
generación. 
Existen diversos estudios en donde se utilizan plantas medicinales en contra del 
parásito E. histolytica, en la mayoría de ellos se trata de comparar el porcentaje de 
sobrevivencia o inhibición que los extractos tienen sobre las amibas. Cruz – Vega y sus 
colaboradores en el 2000 hacen una comparación entre 5 plantas de distintas especie, 
en donde los porcentajes de sobrevivencia van desde el 35% hasta el 17.1%, en la 
concentración de 40 g/ml y los extractos fueron acuosos; los resultados caen en el 
rango de este estudio, aunque en este reporte se obtuvieron resultados con una 
concentración mucho menor. 
En otro estudio, donde se retomaron 26 plantas de la medicina tradicional para 
observar su actividad antiprotozoaria contra E. histolytica y Giardia lamblia y se 
reporta actividad en cada una de ellas. La concentración mínima con actividad que fue 
reportada fue de 2.5 g/ml que fue muy parecida al ensayo con metronidazol. Sin 
embargo solo hubo 9 plantas en las que la concentración inhibitoria fue mayor a 100 
g/ml lo cual podría deberse a que el componente responsable del efecto este 
sintetizado en muy pocas cantidades, similar a lo encontrado en este estudio en donde 
la concentración mínima es de 1000 g/ml. (Calzada, et.al. 2006). 
Florián Guzmán L. A. 
 
56 
 
Olvera et. al. en el 2010 comparó el efecto de los extractos acuoso, metanólico, 
diclorometánico y hexánico de 3 especies de plantas medicinales, siendo el extracto 
metanólico del epazote (Chenopodium ambrosioides) el que presento el mayor efecto 
amebicida, teniendo un 7.01% de sobrevivencia, ese porcentaje se obtuvo con una 
concentración de extracto de 150 g/mL la cual es una concentración mucho menor a 
la ocupada en este trabajo, que fue de 1000 g/mL, esto indica que la planta del 
epazote tiene un mejor efecto amebicida en caso del extracto metanólico, esto puede 
deberse a que el compuesto activo presente en la planta está mucho mayor 
concentrado o que son varios compuestos los que intervienen en el proceso de 
eliminar los trofozoitos, caso completamente contrario a lo que sucede con P. dulce. 
La concentración del extracto tuvo un papel importante en la actividad amebicida, 
como ya fue mencionado la de 1000 g/ml mostró mucho mejor actividad, comparado 
con otras plantas estudiadas es una concentración muy alta, sin embargo se comprobó 
que el efecto existe, debido a esto la propuesta de creación para un fitofármaco es 
posible, solo debe tomarse en consideración que el elemento activo está representado 
en bajas cantidades. Esto plantearía un primer reto para el aislamiento y 
caracterización de dicho elemento, aunque el efecto encontrado justifica esta 
propuesta. 
 Lo anterior explica porque no hubo diferencias entre las fracciones obtenidas con los 
distintos solventes, ya que el compuesto podría encontrarse en muy poca cantidad y 
por lo tanto necesitarse una concentración alta para que se revelara el efecto. 
Contrario a lo esperado, la fracción metanólica no tuvo el mayor efecto, esta 
suposición era debida a que este extracto tendría una mayor similitud con la polaridad 
del agua, ya que la administración tradicional de esta planta es por infusiones. Esto nos 
podría indicar que los compuestos que actúan como antiamibianos son de distinta 
polaridad y por lo tanto quedaron distribuidos en las distintas fracciones, caso 
contrario a lo reportado por Arrieta y colaboradores en el 2001 en donde al fraccionar 
el extracto metanólico de la hoja de Zanthoxylum liebmannianun, observo un menor 
efecto de las fracciones que del extracto crudo, asumiendo así, que los compuestos 
activos tienen distinta polaridad y que se presenta un efecto sinérgico en cuanto a la 
acción de los compuestos presentes en Z. liebmannianun. 
Florián Guzmán L. A. 
 
57 
 
Como en el análisis estadístico se mostraron diferencias entre los distintos solventes 
ocupados, al menos entre hoja y arilo (diclorometano) con los de corteza en distintas 
etapas reproductivas (hexano y metanol), esto podría sugerirnos un metabolito 
presente en hoja y arilo y otro distinto en la corteza, pero ambos igual de efectivos si 
se administran en la misma concentración. 
No es necesario descortezar al árbol y provocarle algún daño, al tratar de utilizarla 
como remedio, es suficiente con utilizar el follaje de la planta ya que obtendremos el 
mismo efecto, inclusive es indistinta la temporada del año en que se recolecte puesto 
que tendrá el mismo efecto, incluso con mayor intensidad que con la corteza y sin 
someter al árbol a un estrés innecesario. En la misma fabricación de artesanías, donde 
es uso común de la madera de guamúchil, se podría informar a las comunidades sobre 
las propiedades medicinales de la corteza, para el mejor aprovechamiento del recurso 
y que no fuera desperdiciada. 
La quimiotaxonomia es la rama de la ciencia que usa los caracteres químicos, y en 
particular a los metabolitos secundarios de un conjunto de organismos para así 
clasificarlos de acuerdo a sus componentes. Hay varias familias de plantas las cuales se 
caracterizan por la presencia de metabolitos específicos. Para el caso de la familia 
Fabaceae, a la que pertenece P. dulce, se reportan 550 géneros y 13 000 especies que 
presentan alcaloides tipo tiramina, pinitol (éter monometílico del inositol), sus semillas 
tienen ácidos arachídico, behínico y lignocérico. A los alcaloides se les ha considerado 
como productos terminales del metabolismo del nitrógeno, característico de las 
leguminosas en su fijación del nitrógeno, también se les ha asociado con la protección 
del vegetal ante los actos predatorios. En lo que concierne a su distribución en la 
planta, en ocasiones, se hayan restringidos a cierto órgano o a ciertas partes de la 
planta; y a veces se les encuentra en toda la planta. Son sustancias que poseen 
especial interés por sus actividades farmacológicas que se ejercen entre los campos 
más variados, uno de estos alcaloides es la emetina, que se ha demostrado tiene un 
efecto amebicida (Domínguez, 1988; Bruneton, 1991). 
Hasta el momento no se han hecho estudios fitoquímicos de alguna de las partes 
utilizadas en este estudio para poder atribuir su actividad a ciertos compuestos, hasta 
Florián Guzmán L. A. 
 
58 
 
el momento solo se han identificado algunos compuestos pero solamente en la semilla 
como en el trabajo de Nigam y colaboradores en 1970 y 1997 donde aislaron siete 
saponinas y las nombraron pithedulosides A – G. También se logró aislar un compuesto 
reportado como antinflamatorio, una saponina triterpenoide bisdesmodica (Niranjan 
et. al. 1994). 
Recientemente ha sido aislado un compuesto del tallo del guamúchil, el cual es un 
flavonoide que se extrajo de la fracción de metanol, no podemos asegurar que este 
compuesto sea el responsable de un posible efecto amebicida, en el artículo citado 
hacen referencia a que el uso de la planta como astringente y agente abortivo, se 
tendría que aislar el compuesto responsable del efecto amebicida y compararlo con el 
aislado en el trabajo de Saxena y Singhal de 1999. 
Para poder distinguir la posible molécula responsable del efecto amebicida es 
necesario hacer primero pruebas cualitativas que identificarían la presencia de 
metabolitos primarios o secundarios, algunas de ellas son: Dragendorff y ácido 
silicotungstico para alcaloides, ensayo de Shinoda para flavonoides, prueba de 
Liberman o Bayer para terpenos y esteroides; y Molish para glucósidos (Domínguez, 
1988; Bruneton 1991). 
Posteriormente se tendrían que hacer pruebas más específicas, una de ellas es una 
cromatografía en columna para poder separar en fracciones mucho más pequeñas el 
extracto obtenido con el solvente, como en este caso la corteza, la hoja y el arilo 
presentaron la misma actividad se tendría que