Estudio-comparativo-del-ciclo-estral-y-la-expresion-de-protenas-del-reloj-circadiano-en-el-ovario-de-hembras-obesas-y-delgadas-de-Neotomodon-alstoni

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
Estudio comparativo del ciclo estral y la 
expresión de proteínas del reloj circadiano en 
el ovario de hembras obesas y delgadas de 
Neotomodon alstoni. 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 B I Ó L O G A 
 P R E S E N T A : 
 
MARÍA GUADALUPE MARTÍNEZ MORALES 
 
 
 
 
 
DIRECTOR DE TESIS: 
M. en C. Cinthia Roció Juárez Tapia 
 2016 
 
Lourdes
Texto escrito a máquina
Ciudad Universitaria, DCMX
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
2 
 
Hoja de datos del jurado 
1. Datos del alumno 
Martínez 
Morales 
María 
Guadalupe 
53 07 48 78 
Universidad Nacional Autónoma de México 
Facultad de Ciencias 
Biología 
30813507-3 
2. Datos del Tutor 
M. en C. 
Cinthia Rocío 
Juárez 
Tapia 
3. Datos del sinodal 1 
Dra. 
Pilar 
Durán 
Hernández 
4. Datos del sinodal 2 
Dr. 
Manuel 
Miranda 
Anaya 
5. Datos del sinodal 3 
Dra. 
Elsa Guadalupe 
Chimal 
Escamilla 
6. Datos del sinodal 4 
Dr. 
Moisés 
Pérez 
Mendoza 
7. Datos del trabajo escrito 
Estudio comparativo del ciclo estral y la expresión de proteínas del reloj circadiano en 
el ovario de hembras obesas y delgadas de Neotomodon alstoni. 
96 p 
2016 
3 
 
 
 
 
“He estado hablando del tiempo por mucho tiempo; este mucho tiempo no sería tal si 
no fuera por el hecho de que el tiempo ha transcurrido mientras tanto, ¿Cómo puedo 
saber esto, si aún no sé lo que es el tiempo?....¡No sé lo que he medido!” 
San Agustín 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
Agradecimientos 
Agradezco a mi alma mater la Universidad Nacional Autónoma de México por la oportunidad de 
oportunidad de realizar mis estudios de licenciatura con tan alta calidad y por impulsar mi desarrollo 
desarrollo académico y personal. 
A la Facultad de Ciencias por darme un hogar en el cual adquirí la mayor parte de mis 
conocimientos como Bióloga y conocí a personas importantes en mi formación. Al personal que ahí 
labora, por su atención. 
A mis padres, Bertha y Antonio por el apoyo que siempre me han dado, por enseñarme el valor 
de las cosas e impulsarme a seguir mis sueños; a ellos porque este logró es también suyo. 
A mi hermana Pepita, por enseñarme a ser fuerte, por su apoyo y porque sé que siempre 
estarás a mi lado aún en los días malos. 
A mi Salvador, por ser precisamente eso, por escucharme, soportarme, ser mi mayor crítico, 
pero sobre todo por retarme a dar siempre lo mejor de mí. 
A mis hermanos de vida la Biol. Sally, Charls y Homero. Agradezco amiga, poder compartir 
contigo el gusto por la biología, gracias por tu apoyo incondicional y por aquellos momentos que 
aunque pocos, pareciera que no pasa el tiempo. A mis carnalillos, gracias por su apoyo, por tantos 
momentos buenos y por no desesperar en este proceso y darnos ánimos. 
Al Biol. Silvestre por todas las pláticas y debates interminables, por escucharme y 
principalmente por nunca alejarte, gracias. 
A mi tutora la candidata a Dra. Cinthia Rocío Juárez Tapia, quien también recorrió este camino, 
me enseñó a ser perseverante y siempre estuvo presionando para convertirme en una mejor 
estudiante, por las pláticas dentro y fuera de lo académico. 
Al Dr. Manuel Miranda por la invitación a ser parte de este proyecto, por todo el apoyo, 
hospitalidad y conocimiento sobre ritmos biológicos. 
A la Dra. Pilar Durán por su apoyo y por brindarme un espacio dentro de su laboratorio, 
incluyendo actividades de divulgación y seminarios. 
A los miembros del jurado, quienes dedicaron su tiempo en la revisión de este trabajo y 
aportaron sus comentarios para mejorarlo: 
 Dra. Pilar Dúran Hernández 
 Dr. Manuel Miranda Anaya 
 M. en C. Cinthia Rocío Juárez Tapia 
 Dra. Elsa Guadalupe Escamilla Chimal 
 Dr. Moisés Pérez Mendoza 
Al personal del Bioterio de la Facultad de Ciencias, los cuales siempre fueron muy atentos y me 
apoyaron en todas mis dudas, por enseñarme del manejo de roedores y por los buenos momentos, 
5 
 
especialmente al M. en C. Agustín Carmona. También quiero agradecer a la Dra. Juana de 
Alba por su apoyo en el congreso de la SMCF. 
A la Dra. Dalia Luna, al Dr. Moisés Pérez, al Biol. Hugo Rodríguez y a Luis Montoya que 
siempre mostraron la mejor disposición al apoyarnos en la realización del misterioso WB y nos 
compartieron sus trucos; también por compartir cronopaquetes (maruchan con atún), jueves 
pozoleros y ricas pizzas en Juriquilla. 
Al M. en C. Enrique Moreno por sus comentarios siempre críticos y por siempre 
sacarnos una sonrisa. 
Al Maestro Mario Cárdenas del laboratorio de Hormonas Proteicas del Instituto Nacional 
de Ciencias Médicas y Nutrición, Salvador Zubirán; por su apoyo en la cuantificación hormonal. 
A mis amigos de la Facultad: Daniel Quezada, Manuel Picazo y Lili Pelayo y a los chicos 
de las mesitas por hacer más ameno este viaje con las tardes de UNO, las pláticas y las risas. 
A mis compañeros del Taller de Ritmos Biológicos en Animales y del laboratorio de 
Biología Animal Experimental por ser una buena compañía en el saber científico; 
especialmente a la Biol. Dulce Bustamante quien siempre estuvo dispuesta a brindarme apoyo 
moral y académico al "jugar con mis datos", a Roberto Barraza por el apoyo matemático, a 
Jesús González por creer tanto en mí y al Biol. Martín Cano por los consejos. 
A los Biólogos y carcinólogos (Eric Moreno, Sharif Rodríguez, Raquel Hernández y 
Gustavo Olivares) que siempre fueron críticos, me aconsejaron y me apoyaron para la 
preparación de mi examen. 
Y por último y no por eso menos importantes a mis ratonas, que sin ellas nada de esto 
habría sido posible, que gracias a su fascinante fisiología (delgadas y obesas) tenemos muchas 
preguntas sin contestar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
Dedicatoria 
 
 
 
 
Este trabajo lo dedico a mi familia, con la que me unen 
lazos de sangre y con la que no; porque siempre han 
estado apoyándome para alcanzar mis sueños. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
 
Contenido 
I. Índice de figuras…………………………………..................................................... 9
 
II. Abreviaturas…………………………………………………………………………….. 12 
III. Resumen……………………………………………………………………………….… 15 
IV. Introducción…………………………………………………………………………….. 16 
1. Ritmos biológicos………………………………………………………………………………... 16 
2. Características de los ritmos circadianos…………………………………………………….. 17 
2.1. El sistema circadiano………………………………………………………………... 18 
2.2. El núcleo supraquiasmático (NSQ)………………………………………………... 21 
2.3. La maquinaria molecular del reloj circadiano…………………………………….. 23 
3. El eje Hipotálamo-Hipófisis-Gónadas (ovario)……………………………………………….. 25 
3.1. Regulación endocrina del eje HHO………………………………………………… 27 
3.2. El ciclo estral y el ovárico………………………………………………………….. 28 
4. Expresión de genes de reloj en el ovario…………………………………………………….. 32 
5. Ritmos circadianos y el metabolismo…………………………………………………………. 35 
6. ¿Qué es la obesidad?....................................................................................................... 38 
6.1. Alteración de ritmos circadianosy su relación con la obesidad……………….. 39 
7. Efectos de la obesidad sobre la reproducción………………………………………………. 41 
8. Neotomodon alstoni como modelo biológico………………………………………………… 43 
8.1. Biología reproductiva……………………………………………………………….. 44 
8.2. Obesidad en Neotomodon alstoni………………………………………………… 46 
V. Planteamiento del problema………………………………………………………… 49 
VI. Hipótesis…………………………………….…………………………………………… 50 
VII. Objetivos…………………………………….…………………………………………… 50 
1. General……………………………………………….…………………………………………... 50 
2. Particulares…………………………………………….……………………………………...…. 50 
8 
 
VIII. Material y método…………………………………………………………………….. 51 
1. Mantenimiento de los organismos…………………….……………………………………… 51 
2. Toma de frotis vaginal y revisión de citología vaginal……………………………………... 52 
3. Análisis de la concentración de estradiol por el método de ELISA………………………. 52 
4. Sacrificio de hembras de Neotomodon, conservación de los ovarios y análisis de proteínas 
mediante Western Blot………………………………………………………………………… 53 
IX. Resultados……………………………………………………………………………... 55 
X. Discusión………………………………………………………………………………. 64 
XI. Conclusión…………………………………………………………………………….. 71 
XII. Literatura citada………………………………………………………………………. 73 
XIII. Anexos…………………………………………………………….……………………. 86 
Anexo I. Técnica de ELISA…………………………………….……………………………….…. 86 
Anexo II. Método de Bradford………………………………….…………………………………. 88 
Anexo III. Protocolo Western Blot……………………………….………………………………... 90 
Anexo IV. Ajuste de COSINOR…………………………………………………………………... 93 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
9 
 
I. Índice de figuras 
Figura 1. Elementos característicos de los ritmos biológicos representados con una curva 
sinusoidal….………………………………………………………………………………………….. 17 
Figura 2. Principales componentes del sistema circadiano en mamíferos….…………………. 19 
Figura 3. Modelo de la comunicación entre el reloj central, el sistema endócrino y relojes 
periféricos……………………………………………………………………….………….………… 20 
Figura 4. Localización y principales divisiones del NSQ……………………..………………….. 22 
Figura 5. Maquinaria molecular del reloj circadiano……………………………………………… 24 
Figura 6. Esquema simplificado de las interacciones hormonales del eje Hipotálamo-Hipófisis-
Ovario…………………………………………………………………………………………………. 27 
Figura 7. Concentraciones hormonales durante el ciclo estral en rata………………………... 29 
Figura 8. Estadios del desarrollo del ovulo en el ovario………………………………………… 31 
Figura 9. Eje HHO, modelo clásico vs modelo de control multi-oscilador en mamíferos…… 32 
Figura 10. Efecto de la administración de hormona coriónica humana (hCG) en el patrón de 
expresión de Bmal1 y Per2 medido por PCR, en un modelo de rata inmadura 
hipofisectomizada…………………………………………………………………………………… 33 
Figura 11. Funcionamiento reproductivo normal vs desincronización de osciladores 
circadianos……………………………………………………………………………………………. 35 
Figura 12. Neotomodon alstoni alstoni…………………………………………………………….. 44 
Figura 13. Fotografía comparativa de hembra obesa y delgada de N. alstoni………………… 47 
Figura 14. Perfiles diarios de parámetros hormonales relacionados con el síndrome 
metabólico de machos y hembras de N. alstoni………………………………………………….. 48 
Figura 15. Gráfica de pesos (g), de hembras de N. alstoni a través del tiempo………………. 55 
10 
 
Figura 16. Gráfica del promedio de peso (g) de hembras delgadas y obesas de 
Neotomodon…………………………………………………………………………………………... 56 
Figura 17. Fotografías representativas de la citología vaginal de las cuatro etapas de ciclo 
estral en N. alstoni……………………………………………………………………………………. 57 
Figura 18. Gráficas representativas del recambio de poblaciones celulares durante 20 días en 
la citología vaginal de hembras delgadas de N. alstoni………………………………………….. 58 
Figura 19. Gráficas representativas del recambio de poblaciones celulares durante 20 días en 
la citología vaginal de hembras obesas de N. alstoni……………………………………………. 59 
Figura 20. Gráfica de la frecuencia de ciclos estrales en 20 días, de manera individual para 
hembras delgadas (n=10) y obesas (n= 10)………………………………………………………. 60 
Figura 21. Gráfica del promedio de los ciclos estrales presentados en 20 días en hembras 
delgadas y obesas de Neotomodon………………………………………………………………... 60 
Figura 22. Gráfica de las concentraciones promedio de estradiol en plasma (pg/ml) de 
hembras obesas de N. alstoni a lo largo del ciclo estral…………………………………………. 61 
Figura 23. Gráfica de las concentraciones promedio de estradiol en plasma (pg/ml) de 
hembras delgadas y obesas de N. alstoni en las etapas de diestro y proestro……………….. 62 
Figura 24. Presencia relativa de BMAL 1 y PER 1 /  Tubulina en ovario de hembras delgadas 
y obesas de N. alstoni……………………………………………………………………………..… 63 
Figura 25. Comparación de la presencia relativa de BMAL 1 /  Tubulina en ovario de hembras 
delgadas y obesas (A) y PER 1 /  Tubulina en ovario de hembras delgadas y obesas de N. 
alstoni (B)……………………………………………………………………………………………… 64 
Figura 26. Gráfica comparativa de acrofases y batifases de proteínas y RNAm de genes de 
reloj (Bmal 1 y Per 1) en ovario…………………………………………………………………….. 70 
Figura 27. Ajuste de COSINOR aplicado a la presencia relativa de BMAL1/ TUBULINA en el 
ovario de hembras delgadas de N. alstoni……………………………………………………....… 93 
11 
 
Figura 28. Ajuste de COSINOR aplicado a la presencia relativa de BMAL1/ TUBULINA en el 
ovario de hembras obesas de N. alstoni………………………………………………………...… 94 
Figura 29. Ajuste de COSINOR aplicado a la presencia relativa de PER 1/ TUBULINA en el 
ovario de hembras delgadas de N. alstoni………………………………………………………… 95 
Figura 30. Ajuste de COSINOR aplicado a la presencia relativa de PER 1/ TUBULINA en el 
ovario de hembras obesas de N. alstoni………………………………………………………...… 95 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 
 
II. Abreviaturas 
3V Tercer Ventrículo 
ACTH Hormona Adrenocorticotrópica o corticotropina 
ADH Hormona Antidiurética 
AMP Adenosin monofosfato 
AMPK Proteín quinasa activada por AMP 
ARC Núcleo Arcuato 
AVP Arginina Vasopresina 
AVPV Núcleo Anteroventral Paraventricular 
BMAL 1 Brain and muscle ARNT-like protein-1 
BSA Albumina de Suero Bovino 
CCG´s Clock- controlled gene (Genes controlados por reloj) 
CK1   Caseína quinasa 1 
CLOCK Circadian locomotor output cycles Kaput 
Cry ½ Cryptochrome gene (Criptocromo) 
CT Circadian Time (Tiempo circadiano) 
DBP D site of albumin protein (sitio D de la proteína de albumina) 
dm dorsomedial 
e.e. error estándar 
E4BP4 E4 promoter-binding protein 
E-box Caja E. Secuencia de ADN promotora (CACGTG) 
ELISA Enzyme-linked immunosorbent assay (ensayo por inmunoadsorción ligado a 
enzimas) 
ESSO Endogenous self-sustained oscillator (Oscilador endógeno auto sostenido) 
FAS Ligando de Fas (super familia del TNF, miembro 6) 
FBXL3 F-box and leucine-rich repeat protein 3 
FOXO3  Forkhead box O3 
FSH Hormona Folículo Estimulante o foliculotropina 
Gdf9 Gen que transcribe para el Factor de Crecimiento Diferencial 9 
GH Hormona de Crecimiento o somatotropina 
13 
 
GnRH Hormona Liberadora de Gonadotropinas 
hCG Hormona Coriónica Humana 
HHG Hipotálamo-Hipófisis-Gónadas 
HHO Hipotálamo-Hipófisis-Ovario 
HMG-CoA reductasa 3-hidroxi-3-metil-glutaril-CoA reductasa 
HRP Peroxidasa de rábano picante 
IMC Índice de Masa Corporal 
Kg/m2
 
kilogramo/metros al cuadrado 
LH Hormona Luteinizante o luteotropina 
m.s.n.m. Metros sobre el nivel del mar 
NHE3 Intercambiador de Na+/H+ isoforma 3 
nm nano metros 
NPAS 2 Neuronal PAS domain protein 2 
NSQ Núcleo Supraquiasmático 
OMS Organización Mundial de la Salud 
ox Quiasma Óptico 
PAI1 Inhibidor del Activador del Plasminógeno-1 
PBS Buffer Fosfato Salino 
PDK4 Piruvato deshidrogenasa quinasa 4 
PEPCK Fosfoenolpiruvato carboxiquinasa 
Per 1/2/3 Familia de genes que participan enla maquinaria molecular del reloj circadiano 
en mamíferos llamados Period (periodo) 
PKC Proteína de la familia de las protein quinasas 
PPAR  Proliferador de peroxisoma activado por receptor alfa
PRL Prolactina 
PVN Núcleo Paraventricular 
REV-ERB    Receptor Nuclear 
RNA m Ribonucleic acid (Ácido Ribonucleico mensajero) 
ROR  RAR-related orphan receptor alpha (Receptor huerfáno asociado a RAR) 
rpm revoluciones por minuto 
14 
 
RRE Elemento de respuesta a ROR. Secuencia nuclear 
SOP Síndrome de Ovarios Poliquisticos 
StAR Steroidogenic acute regulatory protein (Proteína reguladora aguda 
esteroidogenica) 
TGF    Factor de crecimiento transformante 
TRH Tracto Retino Hipotalámico 
TSH Hormona Estimulante de la Tiroides o tirotropina 
vl ventrolateral 
VMH Hipotálamo Ventromedial 
ZT Zeitgeber time (tiempo del sincronizador) 
β-TrCP1 Beta-transducin repeat containing protein 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
 
III. Resumen 
En los últimos años la obesidad se ha vuelto un grave y creciente problema de salud a nivel mundial, 
de tal manera que ha sido catalogada como una epidemia; tan solo en México una tercera parte de la 
población adulta la presenta, lo cual ha elevado la incidencia de enfermedades metabólicas y 
reproductivas. Estas últimas ocurren debido a que los mecanismos que controlan el balance de 
energía están recíprocamente vinculados con los que controlan la reproducción y en conjunto los 
mecanismos que optimizan el éxito reproductivo. En estudios con modelos de obesidad inducida en 
roedores se han demostrado alteraciones funcionales y estructurales en ovario; tales como, cambios 
en la secreción de las hormonas sexuales, en la tasa de ovulación y en la regularidad del ciclo estral. 
Además se sabe que la obesidad puede generar desincronización del sistema circadiano. 
El sistema circadiano tiene una organización jerárquica compuesta por un marcapasos central, que en 
mamíferos es el núcleo supraquiasmático; y por relojes periféricos, distribuidos en diversos tejidos del 
organismo. El ovario es un oscilador circadiano periférico, pues expresa ciclos de genes involucrados 
en la maquinaria molecular del reloj. 
Neotomodon alstoni, también conocido como el ratón de los volcanes, es un modelo que ha sido 
utilizado en diversos estudios tanto cronobiológicos como metabólicos, pues se sabe que una parte de 
la población, bajo condiciones de cautiverio y alimentados con una dieta isocalórica ad libitum, 
exhiben obesidad y algunos parámetros relacionados con el síndrome metabólico; siendo las hembras 
las más susceptibles a presentarlos. En el presente trabajo, se realizó un estudio comparativo de la 
regularidad del ciclo estral y la expresión diaria de las proteínas del reloj circadiano mediante Western 
blot (BMAL1 y PER1) en el ovario, así como de los niveles de estradiol presentes en plasma por la 
técnica de ELISA, en diferentes etapas del ciclo estral de hembras adultas de Neotomodon alstoni que 
fueron separadas en dos grupos: delgadas (49 ± 2 g) y obesas (63 ± 2 g). Los resultaros indican que 
en hembras obesas se presentó una disminución de casi el 50% de la regularidad del ciclo estral con 
respecto a las delgadas, incrementando la frecuencia y duración de la presencia del diestro, lo que 
genera una menor frecuencia de periodos de celo. Mientras que los niveles de estradiol en plasma, 
mostraron que durante las diferentes etapas del ciclo estral, en obesas se presenta una concentración 
igual en estro y proestro, lo que implica una secreción más prolongada de estradiol, posiblemente dada 
porque estos organismos presenten resistencia a dicha hormona, esto tiene como consecuencia 
efectos negativos sobre la retroalimentación tanto positiva como negativa del eje Hipotálamo-Hipófisis-
Gónadas, por otra parte, al comparar las etapas de diestro y proestro con hembras delgadas, se 
observó que las hembras obesas tienen una tendencia a presentar niveles más altos. 
La expresión diaria de PER1 en el ovario presentó un cambio de fase en las obesas en comparación 
con las delgadas, mientras que la expresión de BMAL1 no muestra cambios significativos, es decir, el 
ritmo diario de proteínas reloj en ovario de obesas no parece presentar una ritmicidad en antifase de 
PER1 con respecto a BMAL1. En conclusión, los resultados obtenidos indican un desajuste en los 
ciclos de la expresión de proteínas del reloj en ovario y del ciclo estral asociados a la condición de 
obesidad en hembras de Neotomodon, lo que además, produce alteraciones en la fisiología circadiana 
del ovario. Este estudio nos permite contribuir con información acerca de los efectos que tiene la 
obesidad sobre la fisiología ovárica y circadiana en mamíferos, así como aportar información valiosa 
en la biología reproductiva femenina de N. alstoni. 
16 
 
IV. Introducción 
1. Ritmos biológicos 
El intervalo de tiempo entre dos eventos sucesivos de un proceso recurrente se describe 
como ritmo, así entonces en un contexto biológico se nombra ritmo biológico. Esta ritmicidad 
biológica le permite a un organismo ser más eficiente para realizar sus funciones fisiológicas, 
pues marca el momento más adecuado para su realización (Menaker, 2002). 
Algunos fenómenos geofísicos han influenciado en la ritmicidad de los organismos vivos 
durante toda su vida (Dunlap, et al, 2004). Es por eso que los ritmos biológicos pueden 
clasificarse de dos maneras: de acuerdo a la frecuencia con la que se presentan en relación a 
un día o de acuerdo a su periodo. La primera clasificación incluye a aquellos que no 
completan un solo ciclo en un periodo de 24 h, ya que su periodo es mayor a 28 h y los que 
completan más de un ciclo en 24 h, pues su periodo es menor a 19 h, infradianos y 
ultradianos respectivamente. Por otro lado la segunda clasificación está conformada por los 
circadianos cuyo término fue acuñado en 1959 por Franz Halberg, a partir de los términos 
circa (lat., “alrededor”) y diem (lat., “día”) y poseen un periodo cercano a un día, es decir, de 
aproximadamente 24 h. Los circamareales, son aquellos con un periodo cercano a la duración 
de las mareas, es decir, 12.3 h; los circalunares presentan un periodo cercano al de un mes 
lunar (29.5 días) y por último los circanuales, con periodos cercanos a un año, 
correspondiente a 365 días (Aguilar-Robledo, et al, 2008). 
Por su naturaleza oscilatoria, los ritmos biológicos pueden ser graficados en una curva 
sinusoidal, a partir de la cual se obtienen diferentes parámetros como: el periodo, que 
representa al tiempo que transcurre entre dos fenómenos idénticos; la fase, que está 
representada por cualquier punto en la curva y puede ser establecido como una referencia; la 
acrofase, que representa el valor máximo del ritmo, en otras palabras, el punto máximo en la 
curva; por el contrario, la batifase representa el valor mínimo presente en la curva; el mesor, 
que es el valor medio de la función rítmica, es decir, el punto medio entre la acrofase y la 
batifase y por último la amplitud, que es la distancia entre la acrofase y la batifase. En el 
gráfico de una curva sinusoidal encontramos en el eje de las “x” el tiempo, mientras que en el 
eje de las “y” se grafica la variable a la cual se le mide su oscilación (Tamosiunas y Toledo, 
17 
 
2010). Dentro del ciclo es posible representar a la fase de luz, es decir, la fotofase y la fase de 
oscuridad, también llamada escotofase; son representadas generalmente con una barra en la 
parte inferior del gráfico (Figura 1) (Dunlap, et al, 2004). 
 
Figura 1. Elementos característicos de los ritmos biológicos representados con una curva sinusoidal. La 
imagen muestra en el eje de las “x” el tiempo en horas y el eje de las “y” corresponde a la variable a medir. 
Además ejemplifica los parámetros característicos de un ritmo, en este caso circadiano. Labarra en la parte 
inferior señala las horas de luz (barra en blanco) y las horas de oscuridad (barra en negro) (Imagen obtenida y 
modificada de: Vargas, et al, 2012). 
 
2. Características de los ritmos circadianos 
Los ritmos circadianos, son definidos así, ya que cuentan con las siguientes características: 
un oscilador endógeno auto sostenido (ESSO, por sus siglas en inglés); un período de 
aproximadamente 24 h, que sin embargo puede tener 3 o 4 h de diferencia. Lo anterior es 
observable cuando un organismo es puesto en condiciones constantes, es decir, sin estímulos 
externos y el periodo del ritmo circadiano medido es visto en libre corrimiento, también 
llamado free running (en inglés); en este fenómeno el periodo no marca las 24 h de manera 
exacta, sino que corre más rápido o más lento dependiendo del organismo (Dunlap, et al, 
2004). Cuentan además con la capacidad de ser desplazados o arrastrados por señales 
ambientales que representan sincronizadores, es decir, son sincronizables y la principal señal 
ambiental sincronizadora son los cambios en los ciclos de luz (Stuart, 2011), estos 
sincronizadores exógenos son nombrados zeitgebers; término alemán acuñado por Aschoff en 
1951, proveniente de zeit= tiempo y geber= dar, es decir dadores de tiempo (revisado en: 
18 
 
Menaker, 2002). Los sincronizadores ajustan el reloj interno elevando aún más la eficiencia 
del organismo y proporcionándole la capacidad de anticipación (Dunlap, et al, 2004). El 
ángulo o relación de fase que el ritmo tiene con su sincronizador se puede establecer 
conociendo la diferencia en horas entre la ocurrencia de la fase de referencia de una señal y 
otra; si la ocurrencia de la fase se presenta antes que la fase de referencia se considera un 
avance y si esta ocurre después será un adelanto (Menaker, 2002). 
Otra característica de los ritmos circadianos es la compensación de los cambios de 
temperatura, es decir; cuando un organismo se mantiene a una temperatura diferente que 
otro, el período sigue siendo más o menos constante en ambos; sin embargo el ritmo no es 
independiente de la temperatura, ya que la fase del ritmo sigue siendo sensible a los cambios 
abruptos de ésta (Stuart, 2011). La última característica es la ubicuidad del oscilador 
circadiano, que ha sido validada gracias a que los ritmos circadianos se encuentran presentes 
desde bacterias hasta vertebrados (Daan, 2010). 
Cuando alguna de estas características no se cumple o no ha sido verificada, se les nombra 
ritmos diarios; siempre y cuando la variable presente una conducta rítmica bajo un ambiente 
que cicla con un periodo de 24 h (Stuart, 2011). 
2.1. El sistema circadiano 
En mamíferos, la organización circadiana de manera anatómica, fisiológica y conductual está 
sumamente conservada (Menaker y Tosini, 1996). En términos fisiológicos la ritmicidad 
circadiana es manejada por asas neuroendocrinas que conforman al sistema circadiano. 
Este está conformado por vías aferentes que reciben información de sincronizadores del 
medio externo y la envían al núcleo supraquiasmático (NSQ) del hipotálamo, que es el 
marcapasos maestro; por último se encuentran las vías eferentes acopladas, tanto humorales 
como neurales que generan las respuestas rítmicas de salida (Menaker, 2002) (Figura 2). 
19 
 
 
Figura 2. Principales componentes del sistema circadiano en mamíferos. El sistema circadiano es 
sincronizable gracias a la participación de zeitgebers que envían señales al organismo; en el caso de la vía 
fótica, esto ocurre por medio del Tracto Retino Hipotalámico (TRH), hacia el NSQ, esta última estructura puede 
comunicarse de manera directa con osciladores periféricos o por medio de otros núcleos del hipotálamo; esta 
comunicación es efectuada gracias a la participación de neurotransmisores y/o hormonas (Imagen modificada 
de: Tamosiunas y Toledo, 2010). 
El NSQ, no es el único reloj que poseen los organismos, desde 1976, Aschoff y Wever, 
sostenían la idea de un sistema circadiano multioscilatorio. Actualmente se conoce que dicho 
sistema está conformado por un reloj central y relojes periféricos ubicados en tejidos 
específicos del organismo; aunque aún no se conocen en su totalidad los mecanismos 
mediante los cuales se da la comunicación entre el reloj central y los periféricos, se considera 
que se lleva a cabo mediante cascadas hormonales y neurales (Richards y Gumz, 2012) 
(Figura 3). Además se sabe que el NSQ cuenta con la capacidad de orquestar a los demás 
osciladores esparcidos en todo el organismo para la generación de ritmos y/o generarlos por 
sí mismo (Daan, 2010). 
20 
 
 
Figura 3. Modelo de la comunicación entre el reloj central, el sistema endócrino y relojes periféricos. El 
reloj central procesa señales de luz, que le permiten sincronizar a todos los osciladores periféricos (flechas 
negras). El sistema neuroendocrino a través de la acción neurohormonal, provee una posible retroalimentación 
de los osciladores periféricos, al reloj central (flechas discontinuas en rojo) (Imagen modificada de: Richards y 
Gumz, 2012). 
En la actualidad, el concepto de sistema circadiano implica un ensamblaje autosostenido de 
múltiples osciladores capaces de regular la ritmicidad en las funciones de un organismo. Estos 
osciladores periféricos y el marcapasos central, son los componentes del sistema, cuya 
interacción, produce una métrica de diversas alternativas que definen un periodo (Dunlap, et 
al, 2004). Dichos osciladores le dan a su vez, robustez al marcapasos; y se sugiere que han 
emergido como una adaptación significativa de los relojes circadianos y su fundamental 
trabajo es orquestar temporalmente al organismo (Mohawk, et al, 2012). 
Existen dos teorías sobre la relación entre el NSQ y los relojes periféricos: la primera es 
nombrada “maestro- esclavo” y sugiere que los relojes periféricos son sincronizados 
únicamente por el marcapasos central y este sistema no es afectado por ningún estímulo 
externo o interno. La segunda llamada “orquesta”, señala que el marcapasos central actúa 
guiando a cada una de las partes. Se adapta a distintos estímulos tanto externos como 
internos y es sincronizado principalmente por los ciclos de luz-oscuridad. Sin embargo los 
21 
 
relojes periféricos tienen oscilaciones independientes, que son capaces de acoplarse al reloj 
central y además responden a los estímulos de sincronizadores externos (Richards y Gumz, 
2012). 
Los mecanismos que generan las oscilaciones circadianas difieren dependiendo del 
organismo; pero en todos los casos están basadas en asas de retroalimentación que 
involucran la transcripción y traducción de genes (Dunlap, 1999). 
2.2. El núcleo supraquiasmático (NSQ) 
El NSQ es una estructura pareada que se encuentra en la parte anterior del hipotálamo y por 
encima del quiasma óptico; este par de núcleos están divididos por el tercer ventrículo (Moore 
y Eichler, 1972; Moore y Lenn, 1972). Cada núcleo unilateral contiene aproximadamente 
10,000 neuronas divididas en dos regiones, una dorsomedial (dm) también nombrada shell, y 
la otra ventrolateral (vl) que recibe el nombre de core (Abrahamson y Moore, 2001) (ver Figura 
4). La región dm es la principal zona de eferencias del NSQ (Swanson y Cowan, 1975) y la 
región vl principalmente es la zona retinorecipiente de las aferencias del tracto 
retinohipotalámico (TRH) (Hendrickson, et al, 1972). Estas aferencias son originadas en la 
retina a partir de células ganglionares (Klein y Moore, 1979). Las proyecciones del TRH 
permiten la sincronización a la luz, pero son independientes a las vías que participan en la 
percepción visual (Guadarrama-Ortiz, et al, 2014). 
22 
 
 
Figura 4. Localización y principales divisiones del NSQ. A.- Vista lateral del cerebro de rata, la línea presenta 
el sitio de corte, en la región del hipotálamo anterior. B.- Rebanada en corte coronal donde se aprecia en un 
círculo conlínea discontinua la localización del NSQ y el quiasma óptico (ox). C.- Fotografía del NSQ, que se 
localiza por una alta densidad celular inmediatamente superior al ox, dentro de unas líneas discontinuas y ambas 
estructuras divididas por el tercer ventrículo (3V). D.- Regiones celulares intranucleares bien delimitadas, la línea 
punteada muestra la región ventrolateral (vl) -retinorecipiente al tracto retinohipotalámico- y la región dorsomedial 
(dm). Preparación realizada por Guadarrama-Ortiz en el laboratorio y bajo la dirección del Dr. Raúl Aguilar 
Roblero, Departamento de Neurociencias, Instituto de Fisiología, UNAM; Dibujos superiores, técnica lápiz, 
propiedad del autor (Imagen obtenida de: Guadarrama-Ortiz, et al, 2014). 
 
Diversos estudios en los que se lesiono el NSQ comprueban la abolición de la ritmicidad 
circadiana en variables endocrinas, como la secreción de hormonas y conductuales, la 
actividad locomotriz y el ritmo de ingesta de agua; también ha sido reportada la perdida de la 
regularidad del ciclo estral (Stephan y Zucker, 1972; Moore y Eichler, 1972; Mosko y Moore, 
1979). El NSQ es la única estructura en la que se ha observado que en condiciones in vitro, 
sus neuronas generan ritmos circadianos en la frecuencia de descarga neuronal, es decir de 
manera in vivo o in vitro este núcleo es autosostenible; a diferencia de los demás osciladores 
encontrados en tejidos perifericos que presentan una persistencia límitada (Inouye y Kaamura, 
1979). Por lo anterior el NSQ es reconocido como el reloj maestro en mamíferos (Menaker, 
2002). 
23 
 
2.3. La maquinaria molecular del reloj circadiano 
Los pioneros de la base molecular de los ritmos circadianos en eucariotas superiores fueron 
los genetistas Ronald Konopka y Seymour Benzer, al reportar el descubrimiento del locus 
period (per) en Drosophila melanogaster ; estudios posteriores con mutaciones en este locus y 
otros componentes del reloj circadiano, elucidaron el mecanismo molecular que genera el reloj 
circadiano (Mohawk, et al, 2012).La maquinaria del sistema circadiano es sumamente 
conservada dentro de los vertebrados y pese a la distancia filogenética, muchos de los genes 
que lo componen son ortólogos, lo que significa que la maquinaria circadiana es muy similar 
entre especies (Lowrey y Takahashi, 2004). 
Las oscilaciones circadianas son generadas por un conjunto de genes que forman un asa de 
retroalimentación transcripcional auto regulable. En mamíferos esta asa incluye a los genes: 
Clock, Bmal1, Per1, Per2, Per 3, Cry1, y Cry2. Algunos otros genes han sido identificados y 
juegan papeles adicionales que involucran la retroalimentación del sistema, por ejemplo: 
enzimas que participan en la fosforilación o degradación proteica (Mohawk, et al, 2012). El 
asa de retroalimentación transcripcional/traduccional, inicia cuando las unidades del 
heterodímero formado en el núcleo celular por las proteínas CLOCK/BMAL1 se unen a la 
secuencia E-box (CACGTG), esta unión promueve la transcripción de los genes de las 
familias Period (Per1, Per2 Per3) y Cryptochrome (Cry1, Cry2); así como de Rev-erb  y 
ROR que tras la traducción, sus productos se acumulan en el citoplasma. Las proteínas 
PER y CRY forman heterodímeros que al unirse a CK1 y AMPK en citoplasma, translocan 
hacia el núcleo y participan en la retroalimentación negativa para reprimir su propia 
transcripción al unirse con la secuencia E-box. Por otra parte, los productos REV-ERB  y 
ROR compiten para unirse a RRE, promotor transcripcional de Bmal1 (y su paralogo, 
NPAS2); inhibiendo o activando la transcripción respectivamente. La degradación de ambos 
heterodímeros es regulada por el complejo E3 ubiquitin ligasa, β-TrCP1 y FBXL3, que 
conducen el declive de los niveles de PER y CRY, permitiendo así que un nuevo ciclo inicie. 
Los efectos de la retroalimentación de esta asa inciden sobre la transcripción de Bmal1 (y en 
menor medida, sobre Clock, ya que su transcripción es constitutiva) para causar una 
oscilación en antifase de BMAL1 con respecto a PER. Estos circuitos de retroalimentación 
toman aproximadamente 24 horas en completarse y forman la base de la generación celular 
24 
 
de los ritmos circadianos. La velocidad de esta reacción, y por lo tanto el período de la 
ritmicidad circadiana, es controlada por el estado de fosforilación, la estabilidad y la 
localización nuclear de las proteínas que participan. La información rítmica se comunica al 
resto del genoma, pues los productos de los genes del reloj circadiano que funcionan como 
factores de transcripción y son capaces de conducir la expresión rítmica de genes controlados 
por reloj (CCG´s, por sus siglas en inglés); hasta el momento se sabe que en los CCG´s se 
encuentran dos sitios: la secuencia E-box y el promotor RRE (Figura 5) (Borgs, et al, 2009; 
Welsh, et al, 2010; Mohawk, et al, 2012 y Boden, et al, 2013). 
 
Figura 5. Maquinaria molecular del reloj circadiano. Se muestran las asas de retroalimentación 
transcripcional/traduccional positiva (flechas) y negativa (líneas truncas): el heterodímero CLOCK/BMAL1 (flecha 
verde) se unen a la secuencia E-box, que promueve la transcripción de los genes de las familias Per y Cry 
(flecha roja) así como de Rev-erb/RORflecha azul) Los productos de dichos genes se acumulan en el 
citoplasma. Las proteínas PER y CRY forman un segundo heterodímero, que participa en el núcleo en la 
retroalimentación negativa para reprimir su propia transcripción (flecha roja). Las proteínas REV-Erb/ ROR 
compiten para unirse a RRE dentro del promotor de Bmal1 e inhiben (línea trunca azul) o activan la transcripción 
(flecha azul) respectivamente. Las secuencias E-box y RRE, participan en la comunicación del reloj con los CCG 
(flechas moradas) (genes controlados por reloj) (Imagen modificada: Boden, et al, 2013). 
 
En la actualidad se ha reconocido la importancia de la regulación circadiana y los genes de 
reloj, debido a la implicación encontrada, no únicamente con desordenes de sueño, también 
con enfermedades como el cáncer, enfermedades psiquiátricas como el desorden bipolar y 
25 
 
metabólicas como la diabetes tipo 2 (Takahashi, et al, 2008); además recientemente se ha 
prestado atención a la regulación por parte del sistema circadiano sobre la ritmicidad 
reproductiva (Sellix y Menaker, 2010). 
 
3. Eje Hipotálamo – Hipófisis – Gónadas (ovario) 
Para responder a estímulos del entorno, los organismos requieren sistemas de integración y 
coordinación central (Gal, et al, 2007). En mamíferos, dicho sistema se consigue por medio 
del sistema nervioso y el sistema endocrino, juntos conforman el sistema neuroendocrino 
(Tortora y Reynolds, 2002). De manera conjunta, coordinan las funciones de todos los 
sistemas o aparatos del cuerpo. El primero controla actividades corporales mediante impulsos 
nerviosos, que se conducen por los axones neuronales, formando circuitos de conexión 
neural, es decir: sinapsis (Gal, et al, 2007), lo cual permite la comunicación entre regiones del 
organismo en tiempos de milisegundos (Tortora y Reynolds, 2002). Las sinapsis 
desencadenan la liberación de moléculas mediadoras: los neurotransmisores (Gal, et al, 
2007). 
Por otro lado, las glándulas del sistema endocrino liberan moléculas llamadas hormonas. El 
termino hormona deriva de la palabra griega hormaein que significa excitar o agitar y son 
moléculas orgánicas muy potentes que ejercen sus acciones a concentraciones pequeñísimas 
(10-6 a 10-12), actuando como catalizadores de reacciones preexistentes. Algunas hormonas 
actúan sobre un tipo celular específico, mientras que otras lo hacen sobre distintos tipos 
celulares (tejido diana u órgano diana). Estas células diana tienen receptores a los que se 
unen las hormas con alta afinidad y especificidad; cuando están unidas a sus receptores, las 
hormonas disparan respuestas biológicas característicasen las células diana (Gal, et al, 
2007). 
En contraste con el sistema nervioso, el sistema endocrino está especializado en la 
comunicación lenta y prolongada, por medio de señales químicas (Tortora y Reynolds, 2002). 
Algunas de estas hormonas son liberadoras; es decir, inducen secreciones en las células 
blanco. Otras son inhibidoras y vuelven más lentas las secreciones de las células blanco; ya 
sean liberadoras o inhibidoras, salen por los extremos de los axones de las neuronas del 
hipotálamo y son recogidas por el plexo capilar en el infundíbulo, localizado por encima de la 
26 
 
hipófisis y desde allí se difunden hacia los tejidos (Starr y Taggart, 2008). El sistema 
neuroendocrino es una pieza básica en la regulación de un número importante de procesos 
fisiológicos tales como: la nutrición, el metabolismo, el crecimiento, el desarrollo, la 
maduración física y conductual; los mecanismos de la reproducción, así como de las 
adaptaciones necesarias para el funcionamiento del organismo en conjunto (Gal, et al, 2007). 
Además, se sabe que la concentración circulante de la mayor parte de las hormonas presenta 
fluctuaciones rítmicas (Hiriart, 2008). 
Durante mucho tiempo, se consideró a la hipófisis como la glándula endocrina maestra, ya 
que secreta múltiples hormonas que regulan a otras glándulas. Sin embargo hoy se sabe que 
la hipófisis tiene un nivel de jerarquía secundario, pues el hipotálamo a partir de la 
participación de varios de sus núcleos como el Arcuato (ARC), el Paraventricular (PVN) el 
Ventromedial (VMH), el Supraquiasmático (NSQ), etc., envía señales neuroendocrinas a la 
hipófisis, coordinando sus funciones (Tortora y Reynolds, 2002).La hipófisis es una pequeña 
región encefálica, situada bajo el tálamo y es el principal centro de integración entre los 
sistemas nervioso y endocrino. Es una estructura en forma de chícharo y unida con el 
hipotálamo por un tallo llamado infundíbulo. Posee dos porciones separadas anatómica y 
funcionalmente: una anterior también llamada adenohipófisis y una posterior conocida con el 
nombre de neurohipófisis. La neurohipófisis almacena y libera hormonas que se producen en 
el hipotálamo (oxitocina y hormona antidiurética (ADH o vasopresina), mientras que la 
adenohipófisis produce y secreta sus propias hormonas (hormona del crecimiento -GH- o 
somatotropina, hormona estimulante de la tiroides -TSH- o tirotropina, hormona 
adrenocorticotrópica -ACTH- o corticotropina, hormona folículo estimulante -FSH- o 
foliculotropina, hormona luteinizante -LH- o luteotropina y la prolactina -PRL-) 
Por otra parte, el hipotálamo tiene la función de centro de integración y control, por lo que 
participa en diversos ejes neuroendocrinos. En el caso de las funciones reproductivas, esta 
regulación se lleva a cabo mediante ciclos de retroalimentación homeostática; y es conocido 
como eje hipotálamo- hipófisis – gónadas (HHG), particularmente los ovarios (HHO) en el 
sistema reproductor femenino (Rippe, 2009). 
 Los ovarios son órganos reproductores pareados que tienen dos funciones: la generación y 
maduración de oocitos (óvulos inmaduros) y la producción de hormonas sexuales 
27 
 
(testosterona, dihidrotestosterona, estrógenos y progesterona) (Tienhoven, 1983). Estas 
hormonas estimulan la maduración de los ovogonias, la formación del cuerpo lúteo y la 
preparación del cuerpo uterino para el embarazo (Starr y Taggart, 2008). 
3.1. Regulación endocrina del eje HHO 
El eje HHO es regulado de forma clásica, a partir de un asa de retroalimentación endocrina ; 
en donde neuronas del hipotálamo localizadas a la altura de la eminencia media, producen la 
Hormona Liberadora de las Gonadotropinas (GnRH) (Bakker y Baum, 2000); la GnRH se 
difunde a través de los capilares al sistema porta-hipofisario y de allí a las células de la 
hipófisis anterior, en donde su función es estimular la producción y secreción de las hormonas 
gonadotrópicas: Hormona Folículo Estimulante (FSH) y Hormona Luteinizante (LH), que 
posteriormente tendrán su blanco en el ovario, estimulando la ovulación, producción de 
algunas hormonas esteroideas y otros efectos sexuales secundarios (Figura 6) (Rippe, 2009). 
 
Figura 6. Esquema simplificado de las interacciones hormonales del eje Hipotálamo-Hipófisis-Ovario. En 
la parte superior se encuentra el hipotálamo, el cual regula positivamente a la hipófisis a partir de GnRH, 
generando que la hipófisis sintetice FSH y LH que son las hormonas que tendrán su blanco en los ovarios, 
promoviendo la síntesis de hormonas y funciones fisiológicas secundarias. La retroalimentación negativa se lleva 
a cabo por el estradiol y la progesterona, hormonas sintetizadas en ovario (Figura modificada de: Rippe, 2009). 
 
Hipófisis 
28 
 
En las hembras, la LH junto con la FSH, estimulan la secreción de estrógenos a partir de las 
células ováricas y la consecuente liberación ovárica de un ovocito secundario; este proceso es 
llamado ovulación. Además estimula la formación del cuerpo lúteo en el ovario (después de la 
ovulación) y la secreción de la progesterona, otra hormona sexual femenina, secretada por el 
propio cuerpo lúteo y que participa en la retroalimentación negativa. Los estrógenos y la 
progesterona se encargan de preparar el útero para la implantación del óvulo fecundado, así 
como a las glándulas mamarias para la secreción de leche (Tortora y Reynolds, 2002). Se 
conoce que en caso de no existir implantación, tanto los estrógenos como la progesterona (en 
menor medida), estimulan a las neuronas secretoras de GnRH para reiniciar el ciclo (Bakker y 
Baum, 2000). 
En el 2006, de la Iglesia y Schwartz; realizaron una breve revisión sobre la regulación 
circadiana en el eje HHG femenino; en la cual señalan que la coincidencia de dos señales: el 
incremento en las concentraciones de estradiol ovárico, durante la fase folicular del ciclo estral 
y las debidas señales neuronales durante la tarde del proestro que permiten la liberación de 
GnRH, son las responsables de la retroalimentación positiva que genera la activación 
preovulatoria de las neuronas encargadas de secretar GnRH. Sin embargo aún se desconoce: 
¿cómo es que estas señales convergen en el cerebro, para generar dicha retroalimentación? 
 
3.2. El ciclo estral y el ovárico 
En la mayoría de roedores de laboratorio encontramos que el ciclo estral tiene una duración 
promedio de 4 a 5 días, durante este tiempo las concentraciones hormonales presentan 
fluctuaciones. En los días uno y dos (transición entre metaestro y diestro) la mayoría de las 
concentraciones hormonales son bajas y constantes, al final del día tres comienza una 
elevación en la secreción de estradiol, al que le precede un pico de LH y de prolactina 
(proestro), el incremento de dichas concentraciones hormonales prevén el estro, es decir la 
fase receptiva de la hembra. El pico de LH es la señal que permite la ovulación y una vez que 
ésta se ha dado, los niveles de progesterona comienzan a subir, restableciéndose hasta el día 
dos del nuevo ciclo (Figura 7) (Tienhoven, 1983; McCarthy y Becker, 2002). 
29 
 
 
Figura 7. Concentraciones hormonales durante el ciclo estral en rata. Se muestra el cambio en las 
concentraciones de hormonas sexuales (estradiol, progesterona, LH y FSH), durante el transcurso del ciclo estral 
en rata. En el eje de las “x” observamos el tiempo, marcado cada dos horas y en el eje de las “y” las cuatro 
diferentes escalas de las concentraciones hormonales (pg/ml) en sangre (Figura modificada de: Fillingim y Ness, 
2000). 
En ratas y ratones, a partir de un frotis vaginal podemos saber la etapa del ciclo estral en la 
que está presente la hembra, gracias al tipo de células que encontramos en el epitelio vaginal 
(Tienhoven, 1983). De manera arbitraria, consideramos al estro como la primera etapa; en 
donde la población de células que observamos son cornificadas, al microscopio semejan 
hojuelasde maíz; esta etapa tiene una duración aproximada de 12h. El estro es seguido por 
un periodo en el que las células cornificadas comienzan a reducir su número y los leucocitos 
comienzan a aparecer, esta etapa es nombrada metaestro y tiene una duración aproximada 
de 21h. Subsecuentemente encontramos al diestro, que se caracteriza por contener 
poblaciones muy grandes de leucocitos; tiene una duración aproximada de 65h, sin embargo, 
algunos autores suelen incluir al metaestro y al diestro como una sola etapa, únicamente 
separándolos como diestro I y diestro II dependiendo de la cantidad de leucocitos en la 
muestra. La siguiente etapa está caracterizada por la presencia de células nucleadas y una 
reducción en el número de leucocitos, tiene una duración de 12h, es nombrada proestro y es 
la última del ciclo. Los recambios citológicos que podemos observar en las muestras son 
30 
 
dados gracias a la preparación de las paredes de la vagina durante el ciclo estral para el 
momento de la fecundación (Nelson, 2006). 
En forma paralela al ciclo estral, el ciclo ovárico es regulado hormonalmente. Durante la 
gestación, las células germinales emigran hacia los ovarios y se multiplican, dando como 
resultado millones de ovogonias, sin embargo la mayor parte de ellas mueren por apoptosis 
antes del nacimiento. Las ovogonias restantes comienzan la meiosis hacia el final de la 
gestación, que es cuando se denominan ovocitos primarios, estos detienen su división en la 
profase I de la primera división meiótica; por lo tanto, los ovocitos primarios todavía son 
diploides. Los ovocitos primarios que no se han estimulado para concluir la primera división 
meiótica están contenidos dentro de pequeños folículos primarios, estos constan de sólo una 
capa de células foliculares; en respuesta a la estimulación de FSH durante la pubertad, 
algunos de estos ovocitos y folículos aumentan de tamaño y las células foliculares se dividen 
para producir múltiples capas de células de la granulosa que rodean al ovocito y llenan el 
folículo (Fox, 2011). 
Al ser estimulados y crecer, los folículos primarios forman una serie de cavidades llenas de 
líquido llamadas microvesículas, en esta etapa se denominan folículos secundarios. El 
crecimiento continuo de estos folículos es acompañado de la fusión de sus microvesículas 
para formar una sola cavidad llena de líquido, llamada antro folicular. En esta etapa se conoce 
al folículo como un folículo maduro o folículo de Graaf; al desarrollarse el folículo, el ovocito 
primario concluye su primera división meiótica, pero no forma dos células completas, pues 
solo una –el ovocito secundario- adquiere todo el citoplasma y la otra célula formada se 
convierte en un cuerpo polar pequeño que acaba por fragmentarse y desaparecer. Esta 
división desigual del citoplasma garantiza el crecimiento del ovocito para convertirse en un 
embrión viable en caso de ser fecundado. Luego el ovocito secundario empieza la segunda 
división meiótica, pero se detiene nuevamente, esta vez en la metafase II. La segunda división 
meiótica se termina sólo cuando el ovocito es fecundado. El ovocito secundario, detenido en 
la metafase II, está contenido dentro de un folículo de Graaf, las células de la granulosa de 
este folículo forman un anillo alrededor del ovocito y una prominencia que brinda soporte al 
ovocito, denominada cumulus oophorus. El anillo de células de la granulosa que rodea al 
ovocito se conoce como corona radiada, entre el ovocito y la corona se encuentra una capa 
31 
 
gelatinosa delgada, compuesta por proteínas y polisacáridos que se denomina zona pelúcida 
(Figura 8) (Fox, 2011). 
Las gonadotropinas LH y FSH, llegan a células de la teca y de la granulosa respectivamente y 
promueven la esteroidogénesis, en donde el estradiol es producido a partir de su precursor la 
testosterona y ésta a su vez a partir del colesterol, que es abastecido por las células de la teca 
interna. El incremento de las concentraciones de gonadotropinas es regulada por un pico 
hormonal de GnRH, que fue estimulado por un incremento anterior de estradiol. El pico de LH 
estimula la ovulación, en donde dependiendo de la especie, habrá uno o más folículos de 
Graaf dominantes capaces de ser expulsados y algunos folículos secundarios se volverán 
atrésicos, pues experimentan regresión a partir de un proceso de apoptosis. La estimulación 
hormonal durante la ovulación genera cambios en la organización estructural del folículo, 
produciendo la formación de un cuerpo amarillo o cuerpo lúteo que en realidad es un folículo 
que quedo vacío tras expulsar al ovocito secundario. El cuerpo lúteo comienza la producción 
de progesterona y estradiol, que en un inicio detienen la producción de GnRH y 
posteriormente la progesterona inhibe la producción de estradiol. La producción de 
progesterona se detiene cuando el cuerpo lúteo experimenta regresión y se convierte en un 
cuerpo albicans no funcional. El ovocito liberado, puede ser fecundado o bien es reabsorbido, 
dando inicio a un nuevo ciclo estral (Figura 8) (McCarthy y Becker, 2002). 
 
Figura 8. Estadios del desarrollo del óvulo en el ovario. Dentro del ovario podemos observar las distintas 
fases por las que atraviesa un ovocito durante su desarrollo hasta el proceso de ovulación; en dicho desarrollo 
son observables folículos primordiales, folículos primarios y secundarios y como último estadio antes de la 
ovulación, folículos de Graaf; posteriormente observamos que las células foliculares forman cicatrices llamadas 
cuerpo lúteo y cuerpo albicans (Figura modificada de: Luis, 2004). 
32 
 
4. Expresión de genes de reloj en el ovario 
El desarrollo del conocimiento de la maquinaria del reloj circadiano, ha traído consigo el 
descubrimiento de la presencia de genes de reloj en diversas estructuras periféricas que 
tienen influencia sobre procesos tanto endocrinos como neuroendocrinos (Sellix y Menaker, 
2010). En el caso del eje reproductivo femenino, los osciladores circadianos están presentes 
en células del ovario, útero y oviducto (Fahrenkrug, et al, 2006; Karman y Tischkau, 2006 y 
He, et al, 2007); debido a ello, la fisiología reproductiva, podría estar dependiendo de la 
coordinación de los relojes circadianos en el eje HHO (Figura 9) (Sellix y Menaker, 2010). 
 
Figura 9. Eje HHO, modelo clásico vs modelo de control multi-oscilador en mamíferos. (a) Modelo clásico 
del eje HHO; su representación es de manera lineal, es decir, un suceso lleva a otro. El único componente que 
presenta oscilaciones rítmicas son las neuronas del NSQ. (b) Modelo revisado: control multi- oscilador; cada uno 
de los componentes del eje HHO tienen oscilaciones independientes que participan de manera coordinada para 
el funcionamiento del mismo (Figura modificada de: Sellix y Menaker, 2010) 
Se sabe que las células del ovario contienen una maquinaria molecular similar a la de las 
células del NSQ, porque estas también presentan la expresión en antifase de los RNAm de 
Bmal1 y Per2 (Figura 10) (Karman y Tischkau, 2006). Estos productos muestran sensibilidad a 
la presencia de hormonas sexuales tales como la LH y el estradiol (Karman y Tischkau, 2006; 
Yoshikawa, et al, 2009), ya que al administrar hormona coriónica humana (que simula el 
33 
 
incremento de LH en la tarde del proestro) se observó que sirve como sincronizador de la 
ritmicidad de transcripción de genes de reloj Bmal1 y Per2 en ovario (Figura 10) (Karman y 
Tischkau, 2006). 
 
Figura 10. Efecto de la administración de hormona coriónica humana (hCG) en el patrón de expresión de 
Bmal1 y Per2 medido por PCR, en un modelo de rata inmadura hipofisectomizada. El grupo experimental 
recibió un tratamiento con hCG y el grupo control recibió únicamente vehículo. El apagado de las luces se indica 
con una barra gris. A) La expresión de Bmal1 en el grupo control no es rítmica. El tratamiento con hCG induce 
ciclicidad en la expresiónde Bmal1 con una acrofase a las 12h después del tratamiento (ZT 16). B) La expresión 
de Per2 en el grupo control tampoco es rítmica. El tratamiento con hCG induce ciclicidad en la expresión de 
Bmal1 con una acrofase a las 4h después del tratamiento (ZT 8) (Figura modificada de: Karman y Tischkau, 
2006). 
 
El descubrimiento de un temporizador circadiano interno en el ovario plantea la posibilidad de 
que la ovulación es programada por una interacción entre los relojes en el hipotálamo, la 
hipófisis y el ovario; y que el oscilador circadiano ovárico es de suma importancia en la función 
reproductiva (Yoshikawa, et al, 2009); de hecho se considera que podría ser la pieza más 
importante en el funcionamiento eficiente del eje HHO, pues como se mencionó anteriormente 
el eje HHO funciona gracias a mecanismos de retroalimentación positiva y/o negativa y es el 
ovario el órgano encargado de activar o inhibir el asa (Sellix y Menaker, 2010). 
34 
 
El estudio de Yoshikawa, et al, (2009), señala que la ritmicidad de los elementos de la 
maquinaria circadiana del ovario es regulada por la presencia de las gonadotropinas FSH y 
LH. De acuerdo a sus experimentos, la regulación se lleva a cabo dependiendo de la hora de 
secreción, en este caso en la tarde del proestro y de una dosis hormonal elevada presente; 
pues en sus resultados observaron cambios en la expresión de Per 1- luc en el cultivo de 
tejido ovárico al cual se le adicionó FSH y LH durante lo que sería la tarde del proestro, 
probando diferentes dosis; es decir, existe una ventana temporal en la que la maquinaria es 
sensible ante la presencia de las concentraciones adecuadas del sincronizador, en este caso 
las gonadotropinas. 
Por otro lado en esta misma publicación se provee evidencia de la sincronización endocrina 
del reloj circadiano ovárico ya que en ausencia de una inervación directa con el NSQ, no se 
observaron cambios significativos en la expresión de Per1 - luc entre los ovarios no inervados 
y los intactos; sugiriendo que la comunicación neural no es el principal sincronizador ovárico y 
que entonces la señal dada por la FSH y la LH es la principal candidata putativa de la 
sincronización temporal del oscilador circadiano en el ovario. Sin embargo esto no determina 
en su totalidad la influencia que puedan tener las conexiones neurales sobre el proceso de 
ovulación (Yoshikawa, 2009). 
Respecto a la secreción de LH, se sabe, gracias a la investigación de Everett y Sawler (1950), 
que un sistema de sincronización neuronal conduce la secreción rítmica de dicha hormona. En 
este sistema participa el NSQ y el Núcleo Anteroventral-Paraventricular (AVPV), su 
comunicación se realiza a partir de neuronas de arginina- vasopresina (AVP), neuronas 
liberadoras de kisspeptina y por último neuronas liberadoras de GnRH (Ojeda y Lomniczi, 
2014). 
Se sabe que la interrupción del sistema circadiano en el eje HHO es un factor causante de 
enfermedades que afectan la fertilidad; se ha visto que dicha interrupción en la coordinación o 
sincronización de los relojes de manera central y/o en la periferia, puede tener efectos 
negativos en la salud reproductiva de las hembras (Sellix y Menaker, 2010). Por ejemplo, en 
diversos grupos de trabajo han encontrado que en ratones knock out al gen Bmal1 se 
presenta un ciclo estral irregular y poca fertilidad, sugiriendo que las proteínas reloj están 
involucradas con el reclutamiento folicular y que cualquier modificación en la maquinaria 
35 
 
molecular circadiana afectara los procesos reproductivos (Figura 11) (Cheong, et al, 2014; 
Boden, et al, 2010). 
 
Figura 11. Funcionamiento reproductivo normal vs desincronización de osciladores circadianos. Un buen 
funcionamiento reproductivo depende de la sincronización adecuada entre cada una de las partes del eje HHO, 
así como el señalamiento adecuado ya sea neural o humoral; es posible observar reducción de la fertilidad si 
alguno u algunos de los componentes del HHO si no tienen una relación de fase adecuada (Imagen modificada 
de: Sellix y Menaker, 2010). 
La disrupción o desincronización circadiana se ha convertido también en un factor importante 
que contribuye al desarrollo de patologías, pues una buena sincronización entre el reloj 
maestro y lo osciladores periféricos, permite muchos de los procesos de regulación 
homeostática; además la coincidencia de señales internas y externas permite un mejor 
acoplamiento de las funciones fisiológicas (Golombek, et al, 2013), es por eso que, la 
alteración de procesos metabólicos rítmicos (Zhu, et al 2015), genera un desbalance 
energético importante; que se verá reflejado en procesos de reproducción (Schneider, 2004). 
5. Ritmos circadianos y el metabolismo 
La regulación del metabolismo está dada gracias al control en el consumo de alimento y el 
gasto u obtención de energía; el hipotálamo juega un papel importante en estas funciones. Sin 
36 
 
embargo pocos núcleos hipotalámicos reciben proyecciones directas del NSQ y de los tejidos 
periféricos: como hígado, páncreas y tejido adiposo (Delezie y Challet, 2011). 
Existen hormonas que participan en la regulación del metabolismo: la leptina (sintetizada por 
adipocitos), participa en la inhibición del apetito y estimula el gasto energético; la insulina 
(liberada por células  del páncreas) , que también tiene efectos anorexigénicos, es decir, 
actúa en la disminución del apetito, y por último la grelina (liberada por el estómago, páncreas 
e hipotálamo), esta última participa en la activación del neuropéptido Y, que incrementa el 
apetito y disminuye el gasto energético (Delezie y Challet, 2011). Estas, representan un 
puente de información que permite regular la actividad hipotalámica y la ingesta de alimento. 
Las hormonas metabólicas tienen patrones rítmicos circadianos. La grelina por ejemplo, 
aumenta su concentración en plasma anticipándose a los momentos de alimentación; lo 
anterior sugiere a este péptido como posible candidato sincronizador de señales del alimento; 
sin embargo se ha encontrado un ritmo nocturno en los niveles de grelina, ya que son 
elevados en el comienzo de la noche y comienzan a bajar al amanecer, conservándose 
constantes durante lo que resta del día (Cummings, et al, 2001), estos resultados fueron 
obtenidos en sujetos con horarios de alimentación restringidos; de igual manera, en ratas con 
alimento y agua ad libitum, los niveles de grelina circulantes aumentaron bruscamente justo 
antes de la escotofase y se redujeron repentinamente al término de ésta. En el estómago, por 
otra parte, los niveles de grelina son elevados durante el período de ayuno, aún en la fotofase 
y bajan durante el noche, por lo tanto se presenta una correlación inversa con la ingesta de 
alimentos y coinciden con la idea de que la grelina juega un papel importante en la 
anticipación al alimento (Sánchez, et al, 2004). A su vez, la privación de sueño se ve 
acompañada por el incremento de los niveles de grelina e incremento en la sensación de 
hambre, representando otro vínculo entre el control circadiano y la regulación metabólica 
(Bodosi, et al, 2004). 
Otra hormona que muestra ritmos diurnos similares en suero, es la leptina gástrica la cual 
aumenta durante la escotofase y disminuye gradualmente durante la fotofase (Kalsbeek, et 
al, 2001 y Sánchez, et al, 2004). Además se ha observado una relación positiva entre la 
expresión de leptina en los diferentes depósitos de tejido adiposo y los niveles circulantes de 
la misma (Sánchez, et al, 2004). A partir de la lesión total del NSQ en ratas, se ha observado 
37 
 
la pérdida del ritmo circadiano de leptina, acompañado de un incremento importante en los 
niveles de dicha hormona, comparados con los niveles de animales control; lo que indica que 
el NSQ es el encargado del control rítmico de secreción de la leptina (Kalsbeek, et al, 2001). 
Se ha demostrado que la insulina y la glucosaen sangre muestran un control circadiano que 
responde a la ingesta de alimento, esto ha sido probado mediante protocolos con 
establecimiento de horarios de ingesta de alimento o administración de glucosa exógena; en 
ambos casos los niveles de glucosa e insulina basales aumentaron durante la fotofase y 
disminuyeron durante la escotofase (Kalsbeek y Strubbe, 1998). Es importante resaltar que no 
solo la síntesis hormonal y proteica presentan patrones rítmicos; por ejemplo, a nivel de 
hígado, los mecanismos postranscripcionales y traduccionales de algunas proteínas 
contribuyen en el control circadiano, pues se presentan de manera rítmica, coordinando las 
funciones del hígado (Delezie y Challet, 2011). 
En roedores nocturnos la mayoría de las hormonas metabólicas antes mencionadas tienen su 
pico durante la escotofase, lo cual corresponde con su fase activa de alimentación y digestión, 
por el contrario en animales diurnos estos picos coinciden con la fotofase (Kumar, et al, 2015). 
De la misma manera las enzimas involucradas en el metabolismo del colesterol como HMG-
CoA reductasa y Cholesterol 7- monooxygenasa presentan un pico robusto durante el 
periodo de oscuridad en rata (Davidson, et al, 2004). 
Los estudios de análisis mediante microarreglos en el transcriptoma del hígado de ratón 
muestran que el 9% de más de 2000 genes oscilan de manera circadiana. Además se ha 
observado que alrededor del 10% de transcripciones en el NSQ, hígado y glándulas 
adrenales son reguladas de manera circadiana (Hughes, et al, 2009). 
El control circadiano esta sincronizado principalmente por los cambios en los ciclos de luz y 
oscuridad, sin embargo la ritmicidad de genes de reloj en tejidos periféricos se ha observado 
que puede ser modificada por protocolos de restricción de alimento y/o consumo de dietas con 
algún desbalance nutricional (Feillet, et al, 2006). En ratas, la destrucción del NSQ elimina la 
ritmicidad circadiana de la ingesta de alimento (Nagai, et al, 1978) y si bien lesiones en el 
NSQ no eliminan la ritmicidad de Per2 en los tejidos periféricos, sí genera desincronización 
interna, lo que produce un desacople en las oscilaciones; esto se ve traducido en la 
38 
 
modificación de fase o atenuación del ritmo y de parámetros importantes en el metabolismo, 
como la síntesis de hormonas metabólicas o patrones de alimentación (Yoo, et al, 2004). 
En humanos, por ejemplo, los niveles de leptina son elevados durante la noche, cuando el 
apetito disminuye y se elevan durante el día promoviendo el apetito, sin embargo, en 
individuos con obesidad los niveles de leptina están incrementados, comparados con los de 
una persona delgada; indicando un estado de resistencia a la leptina (Yildiz, et al, 2004). 
6. ¿Qué es la obesidad? 
La obesidad es una condición caracterizada por un exceso de grasa corporal, distribuida en 
distintos depósitos del organismo; a diferencia del sobrepeso que se define como un 
excedente de peso corporal considerando la edad, la altura del organismo y su complexión; 
sin embargo el termino de sobrepeso muchas veces se ve sustituido por obesidad dado que 
es difícil delimitar todos los factores que están involucrados en términos patológicos. Por lo 
general los depósitos de grasa se pueden encontrar en el abdomen, la cadera, extremidades 
superiores e inferiores (Bray, 2011).Otra definición dada por la organización mundial de la 
salud (OMS), dice que la obesidad se define como una acumulación anormal o excesiva de 
grasa que puede ser perjudicial para la salud. De tal modo que es el quinto factor de riesgo de 
defunción en el mundo. Cada año fallecen por lo menos 2,8 millones de personas adultas 
como consecuencia de la obesidad. Además, a la obesidad se le atribuye el 44% de las 
personas con diabetes, el 23% de las que sufren de cardiopatías isquémicas y entre el 7% y el 
41% de la gente con algún tipo de cáncer (OMS, 2015). 
Desde la década de 1980 las cifras de obesidad se han elevado más del doble en todo el 
mundo. En el 2014 más de 1900 millones de adultos por encima de los 18 años, tenían 
sobrepeso, de los cuales más de 600 millones eran obesos. Lo anterior corresponde a un 39% 
de personas adultas con sobrepeso (38% de los hombres y un 40% de las mujeres) y el 13% 
de personas con obesidad (11% de hombres y 15% de las mujeres) como podemos observar 
en términos de porcentajes, el sexo femenino, presenta el mayor número de casos de 
sobrepeso y obesidad a nivel mundial (OMS, 2015). 
En términos de obesidad, el cuerpo humano puede ser analizado a distintos niveles, en 1992, 
Wang, et al, propusieron cinco niveles. El primer nivel corresponde a todo el cuerpo y puede 
ser medido a partir del índice de masa corporal (IMC); el segundo nivel corresponde al de los 
39 
 
tejidos y órganos del sistema, que engloba a la sangre, al esqueleto, al músculo esquelético y 
al tejido adiposo considerando sus diversos depósitos; el tercer nivel se refiere a la 
composición celular e incluye a las células del tejido conectivo, las neuronas, las células 
epiteliales y de manera independiente a los adipocitos; el cuarto nivel se refiere a la 
composición molecular, considera a proteínas, lípidos, cantidad de agua, minerales y 
glucógeno y por último el quinto nivel es el bioquímico que considera a las interacciones de 
átomos como el hidrógeno, el carbono, el oxígeno, nitrógeno, calcio y demás compuestos del 
cuerpo (revisado en: Bray, 2011). 
La causa fundamental de la obesidad es un desequilibrio energético entre calorías 
consumidas y gastadas, sin embargo no es el único, pues también es causada por la falta de 
actividad y por la misma carga genética. El IMC es un indicador simple de la relación entre el 
peso y la talla que se utiliza frecuentemente para identificar la obesidad en los adultos y 
usualmente es expresado en términos métricos como kg/m2 (OMS, 2015). 
En el caso de los roedores el índice de Lee es un indicador de obesidad que toma en 
consideración la talla (desde la nariz a la apertura anal) y peso del organismo. Este índice se 
utiliza en organismos adultos, pues la fórmula contiene constantes que han sido ajustadas de 
acuerdo a los requerimientos nutricionales (Lee, 1929). Es un estimador sencillo que nos 
permite evaluar los excesos de masa corporal en los roedores de estudio, sin necesidad de 
sacrificio o alteración de variables experimentales (Simson y Gold, 1981). 
6.1. Alteración de ritmos circadianos y su relación con la obesidad 
En un estudio reciente, se demostró que la expresión rítmica del gen reloj Rev-
erbparticipante de la retroalimentación negativa de la maquinaria del reloj circadiano, se 
interrumpe en células pancreáticas en respuesta a la exposición de una dieta alta en grasas 
(Vieira, et al, 2012). En otro estudio en ratones, la exposición al alto contenido de grasa 
nutricional a largo plazo, resultó en anormalidades en los patrones de expresión génica de 
genes de la maquinaria del reloj circadiano (Bmal 1, Per 1/2/3 y Cry 1/2/3) y de CCG´s (Dbp, 
E4BP4, CK1, PEPCK, PDK4 y NHE3) en tejidos periféricos tales como el hígado y el riñón 
(Hsieh, et al, 2010). Se ha observado que la inducción de obesidad a partir de dietas genera 
perturbaciones en el centro de la maquinaria de reloj circadiano, dichas alteraciones 
aumentan el riesgo de contraer enfermedades; por otro lado la obesidad y el síndrome 
40 
 
metabólico que es definido como: el conjunto de patologías que representan un factor de 
riesgo metabólico a contraer enfermedades cardiacas, derrames o diabetes (García-García, et 
al, 2008), están altamente relacionados con la expresión de genes circadianos y sus salidas, 
es decir los CCG´s (Hsieh, et al, 2010). 
En tejido adiposo e hipotálamo, se observó que la nutrición rica en grasas no solamente 
induce alteraciones moleculares en el sistema del reloj circadiano, sino también cambios en 
ritmos de comportamiento, talescomo: actividad locomotriz, ingesta de alimento y sueño 
(Kohsaka, et al, 2007). Se ha reportado que cuando se obliga a roedores a alimentarse a 
partir de una dieta alta en grasa durante la fotofase o al término de la escotofase, ocurren 
perturbaciones en el organismo, que inducen un incremento en el tejido adiposo y un 
decremento en la tolerancia a la glucosa (Arble, et al, 2009). Sin embargo si se mantiene esta 
restricción de alimento durante su fase de actividad, se atenúa la ganancia de peso mejorando 
el metabolismo de lípidos y glucosa (Hatori, et al, 2012; Tsai, et al, 2013). 
Por otro lado, en ratones en los que inactivaron componentes claves de la maquinaria del reloj 
molecular (Bmal 1 y Clock); desarrollaron patologías metabólicas como: obesidad, hígado 
graso, hiperinsulinemia, hiperglicemia, hiperlipidemia e hiperleptinemia (Turek, et al, 2005). 
Estas patologías forman parte del diagnóstico del síndrome metabólico, y en los últimos años 
su prevalencia ha ido en incremento (Cagampang y Bruce, 2012). En otro estudio en donde 
también se inactivaron Bmal1 y Clock, pero en este caso únicamente en páncreas, 
encontraron alterada la tolerancia a la glucosa, reducción de la secreción de insulina y 
observaron defectos en el tamaño y proliferación de islotes - pancreáticos, por lo que se 
señala que la interrupción del reloj conduce a alteraciones en todo el transcriptoma de la 
expresión de los genes implicados en el crecimiento, la supervivencia y el ensamblaje de 
vesículas sinápticas en los islotes, generando diabetes tipo 2 debido a fallas en la función de 
las células -pancreáticas durante la etapa de acoplamiento estímulo-secreción (Marcheva, et 
al, 2010). 
En ratones, la gluconeogénesis es abolida por la eliminación de los genes Bmal1 y Clock, sin 
embargo la respuesta de regulación de corticosterona y del glucagón a la insulina, que es 
inducida por hipoglucemia se conserva, lo que indica que las señales asíncronas de hormonas 
41 
 
metabólicas en diabéticos pueden modificar la homeostasis de la glucosa a través de sus 
interacciones con relojes moleculares periféricos (Rudic, et al, 2004). 
 
Por todo lo anterior, es importante el entendimiento del reloj circadiano, ya que es considerado 
un candidato putativo de los mecanismos que generan mayor susceptibilidad a patologías 
metabólicas, influenciados por una dieta alta en grasa (Cagampang y Bruce, 2012). 
7. Efectos de la obesidad sobre la reproducción 
En los últimos años se han observado que afecciones en el eje HHO, generan problemas de 
infertilidad, uno de los motivos por los que ocurren estas afectaciones es debido a que los 
mecanismos que controlan el balance de energía están recíprocamente vinculados a los que 
controlan la reproducción y en conjunto los mecanismos optimizan el éxito reproductivo 
(Schneider, 2004). 
La obesidad, como ya se mencionó anteriormente, ha ido en incremento en los últimos 
tiempos y además de estar relacionada con alteraciones metabólicas, también se vincula con 
la incidencia de problemas reproductivos (Schneider, 2004). Estudios con modelos de 
obesidad inducida por dieta, han puesto a la luz trastornos ovulatorios a nivel estructural y 
funcional que terminan mermando la capacidad reproductiva del organismo y en algunos 
casos causando infertilidad (Balasubramanian, et al, 2012). En estos estudios se ha 
observado un incremento en la irregularidad estral del 50% comparada con animales sin dieta 
alta en grasas y de hasta un 70% comparada con animales que además de estar expuestos a 
dietas altas en grasa presentan propensión genética a generar obesidad, además se ha visto 
que después de la presencia de la dieta estos organismos tienen una menor frecuencia de los 
periodos de celo, es decir, la distancia temporal entre uno y otro se ve prolongada 
(Balasubramanian, et al, 2012). 
En ratones, se ha sugerido que el desbalance generado en la reproducción por obesidad está 
caracterizado por la presencia de altos niveles de hormonas sexuales, como el estradiol y la 
LH (van Houten y Visser, 2014); también se ha reportado, que la leptina presenta niveles 
mayores a los de los animales control (Balasubramanian, et al, 2012 y van Houten y Visser, 
2014) y se sabe que ésta hormona metabólica, está implicada en el sistema reproductivo, 
42 
 
pues en ratones homocigotos recesivos (ob/ob), se ha observado que la falta de ésta no solo 
genera animales obesos, también infértiles, lo cual es reversible con la administración externa 
de leptina. Los investigadores tienen la teoría de que la leptina sirve como una señal para la 
adecuada deposición de grasa, permitiendo de esta manera la disponibilidad de energía para 
el sistema reproductor (Chehab, et al, 1996 y Barash, et al, 1996). A cuenta de esto se sabe 
que la concentración de leptina se eleva un 10% durante el pico de LH, en condiciones 
normales, lo cual se ha asociado con la sintesis de hormonas como el estradiol y la 
progesterona, ya que el tejido adiposo es una fuente de producción de leptina y también de 
estradiol (Ahrens, et al, 2013). 
Sin embargo, no todos los reportes son congruentes, pues también han observado que con la 
exposición de dieta alta en grasa, la síntesis de estradiol se encuentra a la baja, lo cual no 
coincide con la síntesis de animales control, y la hormona LH presenta niveles muy bajos aún 
en la tarde del proestro, sin embrago, al retirar la dieta alta en grasas la síntesis de LH 
incrementa a niveles mayores en comparación con los animales control; se cree que estas 
diferencias pueden deberse al tipo de administración de la dieta, a los componentes de la 
misma y al tiempo de administración (Balasubramanian, et al, 2012). 
Otro transtorno ovarico relacionado con la obesidad es el sindrome de ovarios poliquisticos 
(SOP) y es la causa más común de infertiladad femenina. Esta patología es estudiada en 
modelos de ratas que a nivel metabólico presentan alteraciones como el aumento de talla, 
aumento de grasa corporal, así como niveles elevados de leptina y resistencia a la insulina; a 
nivel reproductivo las alteraciones que se presentan en este sindrome son: ciclos estrales 
irregulares, la presencia de quistes formados a partir de foliculos atresicos y la disminución en 
el tamaño de la capa de la granulosa, en algunos casos presentan niveles altos de LH y 
anovulación. El conjunto de estas alteraciones disminuye en gran medida la capacidad 
reproductiva de las hembras (Mannerås, et al, 2007, van Houten y Visser, 2014). 
En un estudio donde se analizó si la obesidad materna durante el embarazo tiene 
consecuencias perjudiciales en el crecimiento folicular y el desarrollo en los ovarios de su 
descendencia, se observó que la obesidad inducida por dieta afecta el potencial reproductivo 
de la descendencia femenina; ya que se encontró una disminución significativa del número de 
ovocitos primarios con antro y de folículos de Graaf, además los niveles de expresión de 
43 
 
genes implicados en la apoptosis (FOXO3), el crecimiento folicular y el desarrollo ovárico 
(Gdf9), fueron elevados, indicando un aumento en la perdida de ovocitos viables para ser 
fertilizados, debido al aumento de apoptosis y acelerado crecimiento folicular (Cheong, et al, 
2014). 
En otros mamíferos como los conejos que también son considerados un modelo clásico para 
estudiar reproducción, se observó que la administración de una dieta alta en grasa durante la 
pubertad genera una respuesta adecuada para la síntesis de LH dada por GnRH, esto durante 
las primeras semanas de la administración de la dieta, sin embargo, una vez alcanzada la 
madurez sexual, la respuesta de síntesis de LH a partir del estímulo de GnRH se ve 
disminuido significativamente. También se vio incrementado el número de folículos atrésicos y 
reducido el número de folículos de Graaf significativamente en el caso de las conejas con 
dieta alta en grasa, en