Estudio-electrofisiologico-de-las-interacciones-entre-dos-estructuras-propuestas-como-marcapasos-del-sistema-circadiano-del-acocil-Procambarus-clarkii

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
POSGRADO EN CIENCIAS 
BIOLÓGICAS 
 
 Facultad de Ciencias 
 
 
 
Estudio electrofisiológico de las interacciones entre dos 
estructuras propuestas como marcapasos del sistema 
circadiano del acocil Procambarus clarkii 
 
 
 
 
 T E S I S 
 
QUE PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE 
 
MAESTRA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
(BIOLOGÍA EXPERIMENTAL) 
 
 
 P R E S E N T A 
 
 
MARLEN VALDÉS FUENTES 
 
 
 
TUTORA PRINCIPAL DE TESIS: DRA. MARÍA LUISA FANJUL PEÑA 
 
COMITÉ TUTOR: DRA. MARCIA HIRIART URDANIVIA 
 DR. RAÚL AGUILAR ROBLERO 
 
 
 
MÉXICO, D.F. NOVIEMBRE, 2010 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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Dr. Isidro Ávila Mart inez 
POSGRAOO EN CIENCIAS BIOLÓGiCAS 
fACULTAD DE CIENCIAS 
DIVISiÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO 
Director Genera l de Administración Escolar. UNAM 
P r es e n te 
OFICIO FCIEtDEPI0543110 
ASUNTO OfiCIO de JUlaclo 
Me pemlllo ,nlonnar a usted que en la retJllIón ordmana del C<wnl1e Academoco del Posgrado en 
Ciencl<ls Biológicas. celeorada el dia 26 de otlubre de 2009. se aprobó el ~ulen1e Jurado para el 
examen de grado de MAESTRA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS (BIOLOGIA EXPERIMENTAL) del 
Oa) alumno (a) VAl DÉS FUENTES MARLEN con numero de cuen1a 96217~90 con la lesis Iolulada 
"E$l udio elec trof isiológico de las interacclonell entre dos estructu r~s propuestas como 
marca pasos del s istema circadiano del acocil ProcambafUS dar/u;" , real izada baJO la direCCión 
del (la) ORA. MARIA LUISA FANJUl PENA: 
Presidente' 
V=I 
Seaelano 
Suplente 
Suplente 
DRA. MARCIA HtRIART URDANtVtA 
DRA ElVlRA GALARRACA PAlACIO 
DRA MARtA LUISA FANJUL PEAA 
UH MANUELMIRANOAANAYA 
DR RAUL ANTONIO AGUILAR RDBlERO 
Sin Olro particulllr. me es gralO enviarle un cordial salUdo 
A tentam e n te 
·POR Mi RAZA HABLARA EL ESPIRiTU-
Cd UnlVerSltana, O F 
JNFIDCRVIASRlmnm 
 
 
Agradecimientos 
 
 
 
 
 
Al Posgrado en Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Autónoma de 
México. 
 
 
Al Concejo Nacional de Ciencia y Tecnología, CONACYT, por el otorgamiento 
de la beca Núm. 210560, así como a los proyectos de investigación financiados 
por el Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación Tecnológica (PAPIIT IN-
207008) y al CONACYT con el número de proyecto 46193-Q. 
 
 
Al Programa de Apoyo a los Estudios de Posgrado, PAEP, por el otorgamiento 
de un estímulo económico para la presentación de un trabajo en el congreso 
internacional de la sociedad de Neurosciencia, 2007. 
 
 
A mi tutor principal la Dra. María Luisa Fanjul Peña coordinadora del laboratorio 
de Neurofisiología Comparada, Facultad de Ciencias, UNAM, así como a los 
miembros del comité tutoral formado por la Dra. Marcia Hiriart Urdanivia y el Dr. 
Raúl Aguilar Roblero, por la asesoría, críticas y sugerencias en el desarrollo de 
esta tesis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Agradecimientos personales 
 
 
 
 
 
A la Dra. María Luisa Fanjul de Moles por permitir integrarme a su equipo de 
investigación y dirigir este proyecto, por ser un ejemplo de superación y 
constancia. 
 
A los miembros del jurado, a la Dra. Marcia Hiriart Urdanivia, Dra. Elvira 
Galarraga Palacio, Dr. Manuel Miranda Anaya y al Dr. Raúl Aguilar Roblero, por 
el tiempo dedicado a la revisión final así como a las correcciones y sugerencias 
hechas a esta tesis. 
 
Al Dr. Arturo Vega Gonzáles del departamento de Fisiología de la Facultad de 
Medicina, UNAM, por la asesoría que amablemente me proporciono para el 
análisis de los resultados. 
 
A la Dra. Elsa Escamilla Chimal y al M. en C. Julio Prieto Sagredo por su 
asesoría y colaboración en el laboratorio de Neurofisiología Comparada para el 
enriquecimiento de esta tesis. 
 
Al Biólogo Rafael Martínez por su asesoría técnica en el montaje del equipo 
electrofisiológico. 
 
Finalmente quiero agradecer al personal de la Coordinación del Posgrado en 
Ciencias Biológicas por el apoyo otorgado en trámites administrativos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedicatorias 
 
 
 
 
 
Quisiera dedicar especialmente este trabajo a mis papás Felipe y Margarita que 
me han apoyado en todos los momentos, buenos, malos, felices y tristes de mi 
vida. Al igual que a mis hermanitos Erika, Felipe, Chiquis y Camila por darme 
todo su tiempo y cariño siempre. Su comprensión, amor invaluable y confianza 
me han levantado constantemente. 
 
Mi estancia por el laboratorio de Neurofisiología Comparada desde el año 2002 
me ha permitido conocer a personas maravillosas que han sido muy importantes 
en mi desarrollo personal y resultó ser una experiencia extraordinaria. No 
quisiera olvidar algún nombre de los “neurocuates”, así es que a todos ustedes 
chicos les agradezco el apoyo y por supuesto todos los momentos agradables, 
chistosos, injustos, placenteros y sobre todo su disposición para poder 
intercambiar opiniones. 
 
Agradezco a mis amigos por estar conmigo en diversas situaciones, por ser 
personas sencillas y humanas que me han brindado consejos tan valiosos para 
mi vida. Especialmente a aquellas personas que me brindaron su apoyo 
incondicional durante estos últimos meses. A los chicos GUTE y a las personas 
que directa o indirectamente han contribuido a impulsarme para terminar esta 
etapa de mi vida. 
 
A todos ustedes, muchas gracias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Marlen Valdés Fuentes 
 
 
 
Índice 
 
INDICE 
 
1. Resumen …………………………………………………………………………………….….. 
2. Abstract …........................................................................................................................ 
 
 
3. Introducción 
3.1 Generalidades del acocil Procambarus clarkii ....................................................... 
3.2. Sistema Nervioso del Acocil ................................................................................... 
3.2.1 Ganglio cerebroide ............................................................................... 
a) Protocerebro .................................................................................................. 
i) Neurópilos del ganglio óptico y protocerebro lateral. .......................... 
ii) Protocerebro medio .......................................................................... 
b) Deuterocerebro .............................................................................................. 
c) Tritocerebro ................................................................................................... 
3.3. Sistema Endocrino ……………………………………………………………………….. 
3.4. Ritmos Biológicos .................................................................................................. 
 3.4.1 Generalidades ........................................................................................ 
 3.4.2 Clasificación ........................................................................................... 
 3.4.3 Ritmos Circadianos ................................................................................. 
 3.4.4 Ritmos en el acocil .................................................................................. 
3.5. La Retina del acocil ........……...................................................................................3.5.1 Respuesta Eléctrica a la Luz, Electrorretinograma (ERG) …..................... 
3.5.2 Ritmo de la amplitud del Electrorretinograma (ERG) ................................. 
3.6. Serotonina 
3.6.1. Síntesis y receptores ….…………………………………………………….. 
3.6.2. La serotonina en los crustáceos …..……………………………………….. 
 
 
4. Planteamiento y justificación del Problema ........................................................................... 
 
5. Hipótesis ............................................................................................................................... 
 
6. Objetivos ................................................................................................................................ 
 
7. Material y Método 
 7.1 Animales y diseño experimental................................................................................. 
 7.1.1 Procedimiento experimental....................................................................... 
 7.1.2 Preparación de cabeza-retina aislada in vitro…......................................... 
 7.1.3 Equipo electrofisiológico…………………………………………………..…… 
7.2. Respuesta eléctrica provocada por la estimulación visual 
 Registros Ortodrómicos …….………………………….……………………………… 
7.3. Estimulación cerebral y respuesta provocada en el ERG 
 Registros Antidrómicos …………….……………………………………………….… 
7.4. Estimulación cerebral y respuesta provocada en el ERG tras la aplicación 
 del agonista y los antagonistas…….…………………………………………………..... 
7.5 Análisis de los datos 
7.5.1. Electrorretinograma ................................................................................ 
 7.5.2. Análisis de frecuencia de la respuesta eléctrica provocada….…………… 
1 
2 
 
 
 
3 
4 
4 
4 
4 
6 
6 
7 
7 
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9 
9 
9 
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17 
 
 
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22 
22 
22 
23 
 
23 
 
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26 
 
27 
28 
 
 
Índice 
 
 
 
 
 
8. Resultados 
 8.1 Estimulación Ortodrómica 
Respuesta eléctrica provocada por la estimulación visual .………..……………. 
8.2 Estimulación Antidrómica 
Estimulación cerebral y respuesta provocada en el ERG ……........................... 
 8.2.1. Estimulación eléctrica del puente protocerebral (PB) sobre el ERG, 
grupo control .……………………………………………………………………..…. 
 8.2.2. Efecto de la estimulación eléctrica del puente protocerebral (PB) sobre 
el ERG y la aplicación exógena de 5HT ……………………………………....…. 
 8.2.3. Efecto de los antagonistas de serotonina sobre la estimulación 
antidrómica de la retina 
a) Methysergida……………………….…………………………..………………… 
b) Comparación entre la amplitud del ERG con la aplicación exógena de 
5-HT y el antagonista para receptores 5-HT2, Methysergida ……………….…. 
c) Cyproheptadina…………………….…………………………..………..……… 
d) Comparación entre la amplitud del ERG con la aplicación exógena de 
5-HT y el antagonista para receptores 5-HT1, Cyproheptadina …………….… 
e) Comparación entre la amplitud del ERG con la aplicación exógena de los 
antagonistas para receptores de serotonina 5-HT1, Cyproheptadina, 
y 5-HT2, Methysergida …………………………………………..……………….... 
f) Cyproheptadina + Methysergida …………………………….………………… 
g) Comparación entre la amplitud del ERG con la aplicación exógena de la 
serotonina y la solución 1:1 de ambos antagonistas para receptores de 
serotonina 5-HT1 y 5-HT2, (Cyproheptadina-Methysergida) …………….…... 
 
 
9. Discusión ….………………………………………………………………………………………… 
 
10 Conclusión ............................................................................................................................. 
 
11. Literatura Citada ................................................................................................................ 
29 
 
33 
 
33 
 
35 
 
 
38 
 
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42 
 
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50 
 
 
51 
 
54 
 
55 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Resumen 
 
 
1. Resumen 
 
El sistema circadiano de Procambarus clarkii se considera como un sistema distribuido de 
naturaleza jerárquica en el que participan tanto la retina como los lóbulos ópticos y el cerebro, sin 
embargo el conocimiento de las vía nerviosas que interaccionan entre estas estructuras para 
integrar la salida de los ritmos son aún desconocidas. En esta tesis se abordó la posible interacción 
de dos estructuras propuestas como marcapasos circadiano, el protocerebro medio y la retina la que 
es también un efector circadiano. A dos horas diferentes del día y utilizando técnicas de registro 
electrofisiológico se investigó el efecto de la estimulación ortodrómica y antidrómica sobre la 
actividad eléctrica de estas dos estructuras. Además y con el objeto de determinar si parte de su 
interacción neural es de naturaleza serotonérgica, se utilizaron tanto un agonista (serotonina 
exógena) como antagonistas serotonérgicos. 
Los resultados muestran que tanto la actividad espontánea protocerebral como la magnitud del ERG 
son mayores a las ZT15 que a las ZT3. Sin embargo la estimulación fótica de la retina produce 
cambios estadísticamente significativos en la actividad protocerebral (P=0.030) a las ZT3 y la 
estimulación antidrómica protocerebral provocó cambios estadísticamente significativos en la 
amplitud del ERG a esta misma hora del día pero no durante la noche. Sin embargo tanto la 5HT 
exógena como los antagonistas serotonérgicos produjeron efectos estadísticamente significativos a 
las ZT15, la 5HT incrementó la magnitud del ERG y tanto la ciproheptamida como la metilsergida 
produjeron un decremento del mismo, lo que sugiere un efecto antagonista. Estos resultados 
indican a la 5HT como un neurotransmisor relacionado con el protocerebro y el ritmo del ERG en P. 
clarkii . 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
Resumen 
2 
 
 
2. Abstract 
 
This thesis investigated the interaction of two structures proposed as putative circadian pacemakers 
of the electroretinogram (ERG) amplitude circadian rhythm, the retina and the medial protocerebrum 
of the brain (PB). Experiments were performed on a semi isolated, eyestalk–brain preparation, that 
provide access to the dorsal surface of the brain while keeping the eyes intact. At two different times 
of day (10 and 24h) and using, photic and electric stimulation as well as electrophysiological 
recording techniques, we investigated the effect of the photic stimulation of retina on the electrical 
activity of PB, as well as the effect of the electrical stimulus of PB on the ERG amplitude, at two 
times of day. Moreover, to determine whether there is a serotonergic neural pathway involved in the 
ERG rhythm’s output we proved the effect of serotonin (5HT) agonist on the ERG amplitude. 
The results showed that both the PB spontaneous activity and the ERG magnitude are always higher 
at the subjective day time that at the subjective night. Albeit retina’s photic stimulation produced 
statistically significant changes in the protocerebral activity (P<0.03) at night but the antidromic 
stimulation at protocerebral, 10h, caused statistically significant changes in the amplitude of the ERG 
at this hour of the day but not overnight, 24h. However, the 5HT agonist and antagonists effects on 
the ERG amplitude were statistically significant at 24h. Exogenous 5HT increased the magnitude of 
the ERG and as a result of both antagonists: metylsergide and cyproheptadine stimulation an ERG 
decrement occurred suggesting an antagonistic effect. on the 5HT. These results indicate the 5HT 
as a neurotransmitter related to protocerebrum and rhythm of ERG in Procambarus clarkii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Introducción… 
 
3. Introducción 
3.1. Generalidades del acocil Procambarus clarkii 
Procambarus clarkii es un crustáceo dulceacuícola de hábitos nocturnos, pertenece al orden 
Decapoda representando a la familia Cambaridae del grupo Astacidae. Estos animales se han 
adaptado a una gran variedad de ambientes, como ríos, cavernas, lagos, canales de riego, entre otros 
(Castañón et al, 1996). Los acociles se encuentran ampliamente distribuidos en ambos hemisferios 
terrestres,lo que nos habla de sus adaptaciones fisiológica, ecológicas y conductuales. Procambarus 
clarkii se distribuye desde el norte de México hasta la zona central de los Estados Unidos (Holdich, 
2002) 
Este invertebrado permite el montaje de técnicas sencillas para el estudio de ciertas neuronas y 
su interacción con otros grupos celulares, por lo tanto su estudio ha aportado información sobre la 
actividad neural y los ritmos biológicos, entre otros temas (Gherardi, 2002). 
La morfología externa de los crustáceos decápodos está compuesta por dos regiones, anterior 
(cefalotórax) y posterior (abdomen). Presenta veinte segmentos corporales, un par de anténulas, un 
par de antenas, mandíbula, maxílulas, tres pares de maxilípedos, cinco pares de pereiópodos, de los 
cuales los tres anteriores son quelados y los cuatro posteriores están adaptados para caminar, cinco 
pares de pleópodos, un par de urópodos y el telson (Fig. 1.) (Holdich, 2002). 
 
 
. 
Figura 1. Anatomía externa de los crustáceos decápodos. Detalles en el texto. 
 
 
 
3 
Introducción… 
4 
3.2. Sistema Nervioso del Acocil 
Los acociles poseen tres tipos de neuronas: las neuronas sensoriales, las motoras y las 
interneuronas. Estas están asociadas con tejido glial y sus somas se localizan en órganos sensoriales 
o en ganglios, a su vez estos ganglios están organizados en neurópilos, cada uno incluye axones, 
dendritas, sinapsis y grupos periféricos de somas celulares (Vogt, 2002). Definición de neuropilo 
El sistema nervioso central es ganglionar, compuesto de un ganglio cerebroide y un cordón 
central ventral longitudinal en forma de escalera, localizado debajo del tracto digestivo, formado por 
ganglios bilaterales unidos por en línea media por comisuras y longitudinalmente por conectivos. La 
estructura ganglionar en el sistema nervioso de lo invertebrados presenta una capa externa de somas y 
un núcleo interno compuesto de prolongaciones de los somas, que forma un neurópilo denso (red de 
axones y dendritas) (Sandeman, 1982) (Fig. 2). 
El cerebro está situado en la parte anterior del cefalotórax y está conectado al ganglio 
subesofágico a través del conectivo circunesofágico, para su estudio se divide en el protocerebro, el 
deutorecerebro y el tritocerebro (Fig. 2-C) 
 
3.2.1 Ganglio cerebroide 
 
Como se mencionó anteriormente el cerebro se divide en tres regiones para su estudio. Los neurópilos 
del ganglio óptico y el protocerebro lateral están localizados en los tallos oculares. El protocerebro 
medio, el deuterocerebro y el tritocerebro componen el resto del ganglio cereboide (Figura 2-C) 
 
a) Protocerebro 
 
i) Neurópilos del ganglio óptico y protocerebro lateral. Incluye al ganglio óptico, que es un 
conjunto de neurópilos que procesan información proveniente de los fotorreceptores de la retina, y 
comprenden a la lámina (L), la médula externa (EM) y la médula interna (IM). Por otro lado el 
protocerebro lateral, incluye a la médula terminalis (TM), donde se encuentra el órgano X que se 
comunica vía axónica con la glándula sinusal colocado contralateralmente entre las médulas externa e 
interna, y representa un importante sistema endocrino en los crustáceos, y el cuerpo Hemielipsoidal 
(HB), estructura glomerular que contiene características parecidas a la corpora pedunculata de los 
insectos (Sandeman et al., 1988) (Fig. 2-B). Se ha documentado la presencia de ciertos grupos de 
neuronas, caracterizadas como “cluster” 4, muy cercanas a la medula terminalis y “cluster” 5 
adyacentes al HB (Sandeman et al., 1992) 
Introducción… 
A B 
Ganglio cerebroide 
Ganglio subesofágico 
Ganglios toráxicos 
Ganglios abdominales 
C 
 
 
 
 
Figura 2. Representación esquemática del Sistema Nervioso del Acocil. La cadena ganglionar (A), 
,el ganglio cereboride (B), PR, protocerebro; PT, tracto protocerebral; DC, deuterocerebro; TC, 
tritocerebro y del tallo ocular del acocil P. clarkii (C), R, retina, ME, medula externa, MI, medula interna, 
MT medula terminalis, HB, cuerpo hemielipsoidal, LG, lamina ganlionaris, XO, órgano X y SG, glándula 
sinusal. (Modificado de Aréchiga, et al., 1993 y Fanjul-Moles ML., et al., 2004) 
 
 
 
 
 
5 
Introducción… 
6 
 
ii) Protocerebro medio: Está formado por dos neurópilos anteriores protocerebrales 
mediales (AMPN) y dos posteriores mediales (PMPN), el puente protocerebral (PB) en el que 
terminan los axónes de los fotorreceptores extrarretinianos (Sullivan, et al. 2009) además del 
cuerpo central (CB) que contiene numerosas sustancias inmunoreactivas. Se han 
documentado proyecciones de aferencias primarias entre los nuerópilos y el protocerebro 
medio. Los AMPN son dos neurópilos localizados uno en cada lado del centro del 
protocerebro anterior y del medio. Los PMPN, son dos neurópilos ubicados en el centro, 
posterior a los neurópilos protocerebrales anteriores mediales. El puente protocerebral (PB) 
incluido en el borde del neuropilo protocerebral anterior medio, posee una forma anatómica 
característica en “V” y se demostró que en esta región corren diversos axones, de los 
fotorreceptores extrarretinales cerebrales descritos para el acocil Cherax destructor 
(Sandeman et al., 1990), también sobre esta región se encuentra el grupo de células 6, que 
se extiende desde la superficie dorsal a la ventral sitio en el cual Fanjul-Moles y 
colaboradores en el 2004, encontraron inmunoreacividad a la proteína CRY (Fanjul-Moles 
ML, et al., 2004). El cuerpo central (CB) es un neuropilo que atraviesa el cerebro y divide a 
los neurópilos protocerebrales mediales anteriores de los posteriores (Sandeman et al., 
1998). El grupo de células 7 se encuentran muy cercano, entre el cuerpo central y el grupo 
6, mientras que el grupo 8 se localiza a ambos lados del cuerpo central, entre los neurópilos 
protocerebrales mediales anterior y posterior. (Sandeman et al., 1992) (Fig. 3) 
 
 
 
b) Deuterocerebro. Esta estructura está formada por los lóbulos olfatorios (ON), el neurópilo 
antenal lateral I (LAN), el neurópilo antenal medio I (MAN), los lóbulos accesorios (AcN), el 
neurópilo de la comisura deuterocerebal (DCN) y el neurópilo del tracto globular olfatorio 
(OGTN). Dentro del deuterocebro se encuentra el grupo neuronal 9, cuyos axones proyectan 
al lóbulo olfatorio y al accesorio, mientras que el grupo 10, se ubica en la parte lateral de 
ambos lóbulos, siendo este también un grupo neuronal grande (Fig. 3). El deuterocerebro es 
el responsable del procesamiento y la integración de las vías de entrada olfatorios y mecano 
sensorial (Derby y Blaustein, 1988), además se consideran como centros de integración 
sensorial (Vogt, 2002). 
 
 
Introducción… 
7 
c) Tritocerebro. Este neuropilo se encuentra situado posteriormente al lóbulo accesorio y está 
compuesto por el neuropilo antenal II (AnN) y el neuropilo tegumentario (TN), así como el 
conectivo esofágico que une a todo el ganglio cerebroide con el ganglio subesofágico y la 
cadena ganglionar (Sandeman DC., et al., 1988) (Fig. 3). Este neurópilo contiene campos 
sinápticos procedentes tanto de las antenas como de motoneuronas que controlan el 
movimiento de las mismas, dos largos tractos nerviosos, los conectivos circunesofágicos, que 
unen al cerebro con el ganglio subesofágico, y este a su vez da origen a la cadena ganglionar 
ventral que consiste de cinco ganglios torácicos y seis abdominales, unidos por nervios 
conectivos, posee once raíces nerviosas de cada lado (Fig. 2-A), siete nervios corren a la 
glándula antenal, mandíbula, maxílula y maxila y maxílipedos 1-3 y cuatro nervios corren a los 
músculos dorsoventrales y longitudinales del tórax (Vogt, 2002) 
 
 
 
 
3.3 Sistema Endocrino 
Consiste de algunos órganos que son de origen neural o epitelial. Los órganos 
neuroendocrinos están compuestos de centros somáticos de neuronas neurosecretoras que sintetizan 
hormonas, las cuales en algunos casos envían sus secreciones a centros secretores comunicados con 
el aparatocirculatorio constituyendo órganos neurohemales. Los órganos neuroendocrinos en acociles 
incluyen el complejo órgano X- glándula sinusal, el órgano post-comisural y el órgano pericárdico. 
Mientras que los órganos endocrinos son grupos de células epiteliales modificadas e incluyen al órgano 
mandibular, el órgano Y y la glándula androgénica (Vogt, 2002). 
 
Introducción… 
A 
8 
 
 
 
 
 
 
B 
 
Figura 3. Ganglio cerebroide de acocil. Vista dorsal (A) y ventral (B) Detalles en el texto. 
(Modificado de Sandeman et al., 1992). 
 
 
 
 
 
 
Introducción… 
9 
3.4 Ritmos Biológicos 
3.4.1. Generalidades 
Podemos definir a un ritmo biológico como la recurrencia de un fenómeno biológico a intervalos 
regulares de tiempo. Estos ritmos son de naturaleza endógena y deben sincronizarse a cambios 
rítmicos en el ambiente mediante señales externas periódicas. Aquella señal cíclica externa que 
sincroniza un ritmo es denominada “zeitgeber” (del alemán, dador de tiempo). Aunque se han 
identificado ritmos con duraciones que van desde algunas horas hasta años, los más estudiados y 
sobresalientes son los que se relacionan con ciclos diarios, estos son llamados ritmos circadianos. 
(Aschoff, 1981). 
Algunos parámetros utilizados en la caracterización de los ritmos biológicos son, el periodo, la amplitud, 
el mesor y la fase. (Moore-Ede et al., 1982) 
 
3.4.2 Clasificación 
Los ritmos biológicos se clasifican de acuerdo con su frecuencia diaria en ultradianos, 
circadianos e infradiano, si la frecuencia es mayor, cercano o inferior a las 24 horas respectivamente. 
Otra forma de clasificar a los ritmos biológicos es en relación a su capacidad de sincronización a 
los ciclos geofísicos externos. En aquellos ritmos biológicos que son el resultado de la adaptación del 
organismo a las variaciones cíclicas en el ambiente en condiciones naturales, la frecuencia del ritmo 
endógeno es igual a la de los ciclos geofísicos con los que se relacionan (Aréchiga, 1993). Sin 
embargo cuando se estudian en condiciones constantes, por ejemplo, en el laboratorio, tales ritmos 
biológicos se presentan con una frecuencia cercana, pero no necesariamente igual a la del ciclo 
ambiental, es decir el periodo de oscilación espontánea (τ) es aproximado, mas no igual, al periodo del 
ciclo ambiental al que se sincroniza (T). El prefijo circa (aproximadamente igual a) se aplica a los 
ritmos que se repiten con una frecuencia cercana a las de las mareas, al del día y la noche, a del mes 
lunar y al ciclo anual, consecuencia de la translación de la tierra. En esta forma existen ritmos 
circamareales, circadianos, circalunares y circanuales; esto nos indica que son endógenos (Brady, 
1979). 
3.4.3 Ritmos circadianos. 
La palabra circadiano deriva de dos vocablos latinos: (circa) cerca de; (dies) día, propuesto por 
Franz Halberg en 1959. Los ritmos circadianos como ya se mencionó anteriormente son aquellos que 
se presentan con periodos aproximados a las 24 horas. Ejemplo de ellos son los ritmos de secreción 
Introducción… 
10 
del cortisol, la melatonina, los ciclos sueño-vigilia y actividad-reposo, así como numerosos ritmos 
metabólicos en vertebrados e invertebrados. Además se ha comprobado la sincronización y su 
carácter endógeno de este tipo de ritmos a factores externos (Moore-Ede et al, 1982). 
Las características de los ritmos circadianos son: 
- Endógenos y programados genéticamente. 
- Susceptibles de ser sincronizados. 
- Al ser endógenos persisten en oscilación espontánea en ausencia de señales externas. 
- En general y en condiciones de oscuridad constante el periodo es mayor de 24 horas para 
especies diurnas y menor en especies nocturnas. 
- Son capaces de compensar cambios de temperatura. 
- Generalmente desaparecen bajo luz intensa constante. 
Para que estos ritmos se generen y se sincronicen a los cambios del medio se necesita de un reloj 
biológico interno por lo que se ha estudiado ampliamente y se han descubierto estructuras 
independientes con vías o rutas sensoriales primarias. Pittendrigh y Aschoff definen al reloj biológico 
como una estructura orgánica que funciona como marcapaso; es una entidad funcional localizable, 
capaz de oscilar autosostenídamente y capaz de detectar y sincronizarse a cambios rítmicos externos, 
impone el periodo y la fase a los procesos orgánicos. (Moore-Ede et al., 1982). El control de los ritmos 
circadianos se da a tres niveles de integración: 
 1) La generación de una señal por un marcapaso circadiano; 
 2) La sincronización del ritmo por influencia del medio y a través del marcapaso. La comunicación 
del marcapaso con una señal interna o externa, genera la información rítmica que controla los 
diferentes efectores. 
 3) El acoplamiento de marcapasos circadianos con los sistemas responsables de la expresión del 
ritmo efector. (Daan y Aschoff, 2001). 
La organización celular de los marcapasos circadianos han sido ampliamente estudiados en los 
ojos de los moluscos, la glándula sinusal en crustáceos y el núcleo supraquiasmático en los mamíferos, 
mientras que el acoplamiento de la ritmicidad han sido estudias en aves y mamíferos (Moore-Ede et al., 
1982). 
3.4.4. Ritmos en el acocil 
Los mecanismos reguladores de los ritmos circadianos de los crustáceos decápodos han sido 
explorados por varias décadas. La importancia del sistema neuroendocrino en el control diario de los 
ritmos en invertebrados, fue de interés para muchos científicos, Demoll (1911) sugirió que el cambio de 
Introducción… 
11 
color en los artrópodos era un fenómeno periódico controlado por el sistema nervioso. Kalmus en 1938 
concluyó que el tallo ocular, en el que se encuentran el pedúnculo óptico y el protocerebro lateral, era el 
sistema neurosecretor que controlaba la actividad rítmica de los cromatoforos en los acociles y Welsh 
en 1940 propuso que existían centros nerviosos, controlados por factores humorales que intervenían 
en la migración rítmica de los pigmentos en el acocil. La actividad circadiana se expresa en diversos 
procesos fisiológicos como la locomoción, diferentes respuestas sensoriales, cambios en la posición de 
los pigmentos de blindaje en la retina y el tegumento, la amplitud en el ERG, la frecuencia cardiaca y 
algunas funciones endocrinas y metabólicas (Larimer y Smith, 1980; Aréchiga et al., 1985; Fanjul-Moles 
y Prieto-Sagredo, 2003). 
La existencia de un ritmo circadiano endógeno se han propuesto para muchos mecanismos 
modulatorios. La retracción o dispersión de los pigmentos retinianos, así como la secreción de 
diferentes neurohormonas durante la fase nocturna o diurna en condiciones constantes tienen una clara 
ritmicidad circadiana. Algunas de estas funciones rítmicas presentan acrofases nocturnas, como la 
locomoción, la respuesta eléctrica de los fotorreceptores (ERG) y la secreción de algunas hormonas 
como la hormona hiperglicemiante de crustaceos (CHH) y la hormona concentradora de pigamentos 
rojos (RPCH). Otras funciones fisiológicas muestran su actividad máxima durante el día, como es el 
caso de la dispersión de los pigmentos retinales y tegumentarios, además la secreción de una posible 
hormona neurodrepresora (NDH) y la hormona dispersadota de pigmentos (PDH) (Gorgles-Kallen y 
Voorter, 1985; Aréchiga et al., 1993; Rodríguez-Sosa et al., 1994) 
En general en los crustáceos decápodos varias estructuras se han propuesto como sitios de actividad 
circadiana. Por lo tanto se han tratado de localizar los mecanismos específicos que controlan la 
sincronización y génesis de algunos de estos ritmos (Page and Larimer, 1975a,b) Se han realizado 
diferentes experimentos para proponer la organización del sistema circadiano del acocil, tales como la 
interferencia quirúrgica (Barrera-Mera, 1976, Barrera–Mera, 1978) y la ablación de algunas estructuras 
(Barrera-Mera y Block,1990), así como experimentos donde se involucran trasplantes (Aréchiga et al 
,1973); y registros de estructuras aisladas (Sánchezy Fuentes-Pardo,1976) propuestas como posibles 
marcapasos. Todos estos resultados han llevado a proponer al sistema circadiano del acocil como un 
sistema multioscilatorio distribuido de naturaleza jerárquica, en el que el posible marcapaso central se 
encontraría a nivel del ganglio cerebroide. 
Una de las estructuras propuestas como marcapaso es la retina y a continuación se detalla la 
morfología y la función de esta. 
 
 
Introducción… 
12 
3.5. La Retina del acocil 
Los acociles poseen ojos de tipo compuesto y pedunculado. Por debajo de la retina se localiza 
un espacio vascular, enseguida se encuentra la lámina ganglionaris, así como otros neurópilos bien 
definidos, la médula externa, la médula interna y la médula terminalis (Fig 4). Cada uno de los ojos 
está formado por unidades estructurales llamadas omatidias que en conjunto conforman cerca de 2500. 
Cada una de las omatidias está constituida por la córnea y el cono cristalino, una retina fotosensible, 
pigmentos de blindaje y células tapetales (Fig. 5-A) (Vogt, 2002). 
La omatidia es la unidad funcional y está constituida por un rabdomo central formado por el 
conjunto de las vellosidades de siete células retinulares que se orientan hacia la región interna 
formando el rabdomo (Fig. 5B) (Eguchi, 1965; Rao, 1985). Existe una octava célula retinular de tamaño 
reducido que no participa en la formación del rabdomo (Vogt, 2002). La función del este rabdomo es la 
absorción de la luz, pues la molécula de rodopsina, el pigmento fotosensible que capta la luz, se 
encuentra en dichas microvellosidades y desencadena la fototransducción. Entre las células retinulares 
se encuentran las células tapetales, que son células gliales y de sostén. Dentro de las células 
retinulares (R1-R7) se encuentra el pigmento proximal (Rao, 1985). El pigmento distal está constituido 
por un grupo de gránulos obscuros localizados dentro de las células del pigmento distal que corren 
paralelamente a las células retinulares. Cada una de las omatidias se encuentra sobre una membrana 
basal la cual es atravesada por axones de las células retinulares, formando grupos de axones 
(cartuchos) que proyectan hacia la lámina ganglionaris (Sandeman, 1982; Vogt, 2002). Las células 
tapetales contienen también gránulos de pigmento que no absorbe la luz sino que la refleja (pigmento 
reflejante) (Rao, 1985). 
Por debajo de la retina se localiza un espacio vascular, enseguida se encuentra la lámina 
ganglionaris, así como otros neurópilos bien definidos, la médula externa, la médula interna y la médula 
terminalis. Por lo tanto los pigmentos de blindaje modulan el flujo de fotones, además se presentar 
cambios en la membrana fotosensible del rabdomo y rearreglos en los componentes del citoesqueleto. 
Todos estos elementos son parte del proceso de adaptación del ojo a la luz y a la oscuridad. Trabajos 
realizados en moscas por Kirschfeld y Franceschini en 1969 demostraron que en las células retinulares, 
los gránulos de pigmentos se dispersaban en la oscuridad y que durante los primeros segundos de 
adaptación a la luz estos gránulos se movían hacia los rabdomos, mecanismo análogo al reflejo pupilar 
en los mamíferos. Lo anterior demostró que el sistema de migración de pigmentos en la pseudopupila 
de las moscas actúa como un mecanismo de control automático, regulado por vía refleja. 
Posteriormente en 1976, reportaron que después de un bloqueo en la síntesis de pigmentos, no se 
Introducción… 
mostraban cambios ante la adaptación de luz-oscuridad en la pseudopupila, atribuyendo este efecto a 
la ausencia de los gránulos de pigmentos en estos mutantes (Kirschfeld y Franceschini, 1969, 
Stavenga, 1979). 
En el acocil bajo iluminación el pigmento proximal se dispersa, impidiendo el paso de la luz 
hacia el fotorreceptor, mientras que en la oscuridad se encuentra retraído en los axones de las células 
retinulares, de esta forma el rabdomo queda expuesto a la luz. En la oscuridad el pigmento distal se 
retrae hacia el extremo distal de las células accesorias, y se dispersa bajo iluminación. Mientras que el 
pigmento reflejante no tiene un efecto modulatorio (Rao, 1985). 
Aréchiga y Rodríguez-Sosa (1997) demostraron que el curso temporal de la migración de 
ambos pigmentos era diferente. La retracción del pigmento proximal en la oscuridad era mucho más 
rápida que la del pigmento distal, así los componentes del ojo podían operar dentro de tres rangos de 
intensidad, y la función de los fotorreceptores, a bajos niveles de iluminación estaría determinada por el 
flujo de fotones sobre el rabdomo, el estado de adaptación a la luz y la ganancia de la transducción 
fotoeléctrica (Fig. 5). De esta forma los desplazamientos del pigmento proximal son el resultado de la 
acción directa de la luz sobre los fotorreceptores, las células del pigmento distal son los efectores de un 
reflejo neuroendocrino iniciado por fotorreceptores extrarretinales y bajo el control de dos 
neurohormonas, la RPCH y la PDH (Aréchiga et al., 1985). 
 
 
Figura 4. Representación esquemática del tallo ocular (Modificado de Vogt, 2002) 
 
13 
Introducción… 
C
CCC
CC
PD
PP
CR
R
CT
MB PPA
Microvellosidades 
 del rabdomero
Célula retinular
A
B
Adaptación a la 
 oscuridad
Adaptación a la
 luz 
 
 
5.1 Respuesta eléctrica a la luz, Electrorretinograma (ER
14 
 
2. G) 
3.5.1. Respuesta eléctrica a la luz, electrorretinograma (ERG) 
Figura 5. Estructura de la omatidia de un acocil. A) Omatidias adaptada a la luz (izquierda) o a la oscuridad 
(derecha), mostrando la dispersión y retracción de los pigmentos distal y proximal. B) Células retinulares formando un 
rabdomo, las microvellosidades están orientadas hacia la región interna del rabdomo. C, córnea; CCC, células del cono 
cristalino; CC, cono cristalino; PD, pigmento distal; PP, pigmento proximal; CR, célula retinular; R, rabdomo; CT, células 
tapetales; MB, membrana basal y A, axones (Modificado de Vogt, 2002) 
El ojo es un órgano sensorial complejo, sin embargo es un buen objeto de estudios 
experimentales ya que el estímulo aplicado, la luz a las células retinulares, puede ser controlado. 
Cuando el ojo responde a la luz, muchas células nerviosas en la retina generan cambios en el potencial 
eléctrico (Naka y Kuwabara, 1959). En muchos estudios sobre la sensibilidad del ojo del acocil a la luz, 
se ha utilizado el electrorretinograma (ERG) para analizar las respuestas rítmicas de los 
fotorreceptores; por tal motivo el ERG constituye una herramienta útil para éste tipo de estudios, pues 
permite hacer estudios crónicos en animales íntegros a largo plazo, así como en retinas aisladas, 
además de haber sido considerado como un marcador del metabolismo de la retina. 
El electrorretinograma es la respuesta extracelular del ojo ante un estímulo luminoso. Esta 
respuesta se origina como una diferencia de potencial eléctrico entre un electrodo activo en el ojo y un 
electrodo indiferente. La diferencia de voltaje, producida por las estructuras visuales del ojo del acocil, 
como el rabdomo y las células retinulares, puede registrarse debido a que el líquido extracelular se 
comporta como un conductor ante el estímulo luminoso (Oakley y Shafer, 1992) 
Naka y Kuwabara registraron el ERG en el acocil, sobre la superficie de la córnea, encontrando 
que el ERG consiste de dos componentes que denominaron como H-I y H-II (Fig. 6). H-I respondía 
Introducción… 
solo al encendido de la luz, mientras que la amplitud de H-II se mantenía durante el estímulo. 
Registrando con microelectrodos y ubicándolos en diferentes regiones de la retina, encontraron que los 
componentes antes descritos eran originados por diversas estructuras, proponiendo al rabdomo como 
la estructura que origina H-I, pico inicial rápido y las células retinulares para H-II que correspondía a la 
meseta que permanecía mientras duraba el estímulo (Naka y Kuwabara, 1959, Eguchi, 1965). 
 
 
 
 
Figura 6. Electrorretinograma(ERG) de acocil Procambarus clarkii. Registro muestra típico ERG sus 
componentes lo conforman H-I, originado en el rabdomo y H-II en las células retinulares. Tomado de Naka y 
Kuwabara, 1959. 
 
3.5.2. Ritmo de la amplitud del Electrorretinograma (ERG) 
Acociles intactos se han utilizado principalmente para caracterizar el ritmo circadiano del ERG de los 
crustáceos, además se ha identificado el ritmo del movimiento de la pseudopupila, mediada por la 
posición de dos grupos de pigmentos intracelulares, el pigmento proximal (PP) y el pigmento distal (PD) 
(Aréchiga et al., 1993). 
De lo anterior se desprende que la amplitud de la respuesta de los fotorreceptores a los pulsos de luz 
de una intensidad fija depende de ciertos mecanismos, como la ganancia de los fotorreceptores y la 
posición del PP y del PD pues son capaces de cambiar la sensibilidad a la luz de la retina. La 
ritmicidad endógena del ERG es más conspicua en el PP bajo oscuridad constante y en el PD bajo 
iluminación continua (Rodríguez-Sosa et al., 1997). 
El ritmo circadiano de sensibilidad visual se ha documentado tanto en los fotorreceptores de la retina 
así como descargas de fibras de acción sostenida del lóbulo óptico. En acociles P. clarkii, así como en 
P. bouvieri y C. maenas intactos, se encontró que existía una mayor sensibilidad en los fotorreceptores 
15 
Introducción… 
durante la noche que en el día (Aréchiga y Wiersma, 1969). Tal efecto en la amplitud del ERG, se 
mantiene en condiciones de iluminación u oscuridad constantes (Fig. 7) (Aréchiga et al., 1993). 
El ritmo circadiano de la respuesta de los fotorreceptores a la luz, en tallos aislados mantenidos en 
oscuridad constante persiste, sugiriendo un origen local de la ritmicidad (Sánchez y Fuentes-Pardo, 
1977; Aréchiga et al., 1993). Se ha propuesto que éste ritmo subyace en mecanismos de control de 
naturaleza neuroendocrina y neuronal (Fanjul-Moles y Prieto Sagredo, 2003). 
La retina se ha propuesto como un posible generador de la ritmicidad circadiana, pues su actividad 
eléctrica, en condiciones artificiales de cultivo, varía a lo largo de un ciclo de 24 horas. Aréchiga y 
Rodríguez-Sosa (1998), encontraron una ritmicidad circadiana en la retina y lámina aislada, conservada 
en cultivo, lo que indicaría que este ritmo circadiano estaría controlado por un reloj biológico endógeno. 
Se han propuesto otras estructuras como osciladores circadianos responsables de éste ritmo, que 
podrían estar localizadas en cierto número de células neurosecretoras (Page y Larimer, 1975b), 
localizadas probablemente en el protocerebro medio (Barrera-Mera, 1978) y lateral, específicamente el 
complejo OX-GS (Aréchiga et al. 1993). Pero todos los estudios parecen ajustarse al modelo 
conceptual propuesto por Larimer y Smith (1980) en el que el ritmo de sensibilidad visual está 
controlado por un par de fotorreceptores extrarretinianos cerebrales y tres pares de osciladores, la 
retina, las células secretoras del lóbulo óptico y un par de posibles marcapasos a nivel cerebral. 
 
Fig. 7. Variaciones circadianas de la amplitud del ERG. Cada punto representa el promedio ± error 
estandar. La barra negra horizontal muestra el fotoperiodo. Tomado de Aréchiga y Rodriguez-Sosa, 
1998. 
 
 
16 
Introducción… 
17 
3.6 Serotonina (5HT) 
3.6.1 Síntesis y receptores 
La serotonina es una amina que se sintetiza a partir del aminoácido L-triptófano, presente en la 
dieta. Este aminoácido se transforma en 5-hidoxitriptofano por medio de la enzima triptófano hidroxilasa 
y por acción de la descarboxilasa 5-hidoxitriptofano da origen a la 5HT. La degradación, en los 
vertebrados, de esta se lleva a cabo mediante la monoaminooxidasa (MAO-A) y la aldehído 
deshidrogenasa que transforman a la serotonina en el ácido 5-hidroxindoloacético (5-HIAA) (Finberg y 
Younidm, 1983; Barnes y Sharp, 1999). La acción de la serotonina en sus órganos o tejidos blanco es 
mediada por diferentes tipos de receptores. En los mamíferos se ha demostrado que existen 14 
subtipos pertenecientes a siete clases de receptores, que se identifican como 5-HT1 al 5-HT7 , que a 
su vez se dividen en subgrupos A, B, C o D (Fink K y Göthert M, 2007; Barnes y Sharp, 1999) y están 
acoplados a proteínas G con excepción del 5HT3, el cual se encuentra acoplado a un canal iónico 
(Barnes y Sharp, 1999). Dependiendo del tipo de proteína G al que se acopla el receptor de serotonina 
es la respuesta intracelular. 
Los receptores 5HT1 acoplados a proteínas G del tipo inhibitorio (Gi) inhiben a la enzima adenilato 
ciclasa y como consecuencia disminuyen la síntesis del AMPc a partir del ATP. El estímulo de los 
receptores 5HT2 acoplados a proteínas Gq se traduce en un incremento en la formación de fosfolipasa 
C y como resultado aumenta la concentración de calcio (Ca2+) intracelular (Barnes y Sharp, 1999; Fink 
y Göthert, 2007). Mientras que, los receptores 5HT4, 5HT6 y 5HT7 acoplados a proteínas Gs cuando se 
activan, favorecen la formación de adenilato ciclasa y del AMPc (Galligan, 1995, Graveleau et al, 2000). 
 
3.6.2. La Serotonina en los crustáceos 
La serotonina regula una gran variedad de funciones en los crustáceos, el incremento en la 
liberación de la serotonina, provoca tanto funciones excitatorias como inhibitorias en algunas células. 
Se ha demostrado que los niveles de la serotonina en el cerebro de los algunos crustáceos está bajo 
un control circadiano (Castañón-Cervantes et al., 1999; Wildt, et al., 2004). En algunos sistemas el 
aumento de a la contracción de la serotonina de fibras musculares (Glusman and Kravitz, 1982), 
modula la sensibilidad de neuronas sensoriales e incrementa la frecuencia e intensidad del pulso 
cardiaco (Battelle and Kravitz, 1978) y la actividad de motoneuronas (Gill and Skorupski, 1996). La 
serotonina participa como regulador de la neurogénesis en el cerebro de langosta (Benton y Beltz, 
2001) y en la generación de nuevas neuronas del sistema, bajo control circadiano. 
Introducción… 
18 
La 5-HT es capaz de ciclar de manera circadiana tanto en el tallo ocular como en el cerebro del 
acocil (Castañón-Cervantes et al, 1999; Beltz et al, 2008 y 2007). Por otra parte, se ha reportado 
inmunoreactividad a 5-HT tanto en neuronas de la médula terminalis del protocerebro lateral como en 
las términales axónicas de la glándula sinusal, en las que se acumulan diferentes hormonas asociadas 
con el ritmo de sensibilidad visual (Escamilla-Chimal et al, 2001), en la lámina ganglionaris (Rodríguez-
Sosa et al, 1998) así como en la retina (Escamilla-Chimal et al., 2002) 
En diversos estudios, tanto en Cherax destructor como en Orconectes virilis, se han 
caracterizado grandes neuronas de tipo serotonergico, ocupando gran parte de los lóbulos olfatorios así 
como la región del puente Protocerebral (Sandeman, et al., 1988, Sandeman y Sandeman, 1897). 
Diversos estudios indican que los receptores involucrados en el reconocimiento de la serotonina en los 
crustáceos es del tipo 5HT1 y 5HT2 (Rodríguez-Sosa ket al., 2006) por lo que se ha documentado el 
efecto antagónico tanto de la Methysergida, así como de la Cyproheptadina, antagonistas para dos 
tipos de receptores respectivamente (Aréchiga et al., 1990, Lorenzon et al., 2004). Algunos autores 
sugieren que el efecto antagónico de la Cyproheptadina también puede actuar sobre receptores 
específicos para la histamina, esta ha sido identificada como un neurotransmisor en insectos y 
crustáceos, lo que indicaría que los fotorreceptores cerebrales, particularmente de C. destructor, 
también emplean esta amina para la transmisión de señales en ciertas vías del protocerebro central. 
(Sullivan et al., 2009) 
Por otro lado se ha reportado que la presencia de la serotonina en algunas estructuras induce 
una liberación de la hormona hiperglucemiente de los crustáceos (CHH) del tallo ocular, en el 
protocerebro lateral, hacia la hemolinfa produciendo una hiperglucemia (Lorenzon et al., 2005, Lee, etal 2000). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Justificación… 
19 
4. Planteamiento y justificación del problema 
 
El sistema circadiano de los decápodos se considera un sistema multioscilatorio de naturaleza 
jerárquica. Por lo tanto se han tratado de localizar los mecanismos específicos que controlan la 
sincronización y génesis de algunos ritmos, como es el ERG. Se han realizado diferentes 
experimentos para proponer un sistema circadiano en estos organismos. Existe evidencia en donde se 
demuestra la presencia de diversas expresiones de ritmos biológicos de estos organismos, como son la 
persistencia del ritmo del ERG en los tallos oculares aislados en condiciones in Vitro (Sánchez y 
Fuentes Pardo, 1977), un ritmo de secreción de la hormona concentradora de pigmento rojo (RPCH) 
(Rodríguez-Sosa et al., 1994), de la hormona hiperglicemiante de los crustáceos (CHH) (Escamilla-
Chimal et al., 2001; Kallen et al., 1990) así como un ritmo de la hormona neurodepresora (NDH) 
(Aréchiga et al., 1977) entre otros. Se proponen dos sitios generadores de ritmicidad circadiana, el 
primero en la retina y lámina ganglionaris, generando la ritmicidad fotorreceptora, y el otro sitio en la 
lámina terminalis, como responsable del ritmo en la neurosecreción (Aréchiga et al., 1993) 
Se ha propuesto que el ritmo de sensibilidad visual, está controlado por un par de fotorreceptores 
extrarretinianos cerebrales y tres pares de osciladores, la retina, las células secretoras del lóbulo óptico 
y un par de posibles marcapasos a nivel cerebral (Larimer y Smith, 1980). 
A pesar de que los estudios moleculares sobre el reloj circadiano son pocos, se han demostrado la 
expresión de proteínas reloj en estructuras de la retina y la lámina (Aréchiga y Rodríguez-Sosa, 1998) 
en el protocerebro lateral y medio y en el cuerpo hemielipsoidal del lóbulo óptico. (Fanjul-Moles et al 
2004; Velazquez Amado, 2009) Sin embargo, se desconoce en que forma podrían estar 
interaccionando estas estructuras. Algunos agentes moduladores se conocen como inductores de 
respuestas especificas, como la serotonina (5-HT) que es capaz de provocar múltiples respuestas y 
tiene acción en diferentes sitios del sistema nervioso central y periférico. Se ha documentado que la 
5HT es capaz de ciclar de manera circadiana tanto en el tallo ocular como en el cerebro del acocil 
(Castañón-Cervantes et al ,1999; Beltz et al., 2000). Por otra parte, se ha reportado inmunoreactividad 
a 5-HT tanto en neuronas de la médula terminalis del protocerebro lateral como en las términales 
axónicas de la glándula sinusal, en las que se acumulan diferentes hormonas asociadas con el ritmo de 
sensibilidad visual (Escamilla-Chimal et al, 2001), en la lámina ganglionaris (Rodríguez-Sosa et al, 
1998) así como en la retina (Escamilla-Chimal et al, 2001). Todo lo anterior parece indicar que la 5HT 
juega un papel fundamental entre las diferentes estructuras propuestas como osciladores responsables 
del ritmo de ERG. 
Hipótesis … 
20 
 
 
 
 
5. Hipótesis 
 
 
 
1. Si el protocerebro medial es un sincronizador y/o modulador circadiano del rimo de amplitud del 
ERG su estimulación provocará cambios en esta respuesta de acuerdo con la hora del día. 
 
 
2. Si existe una interacción circadiana entre la retina y el protocerebro medio la estimulación 
retiniana producirá cambios en la actividad de eléctrica protocerebral, estos cambios 
dependerán del tiempo circadiano. 
 
 
3. Si la 5HT es un neurotransmisor implicado en esta modulación, tanto la aplicación de 
agonistas como sus antagonistas serotonérgicos sobre el protocerebro modificarán la 
amplitud del ERG de manera rítmica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Objetivos … 
21 
 
 
 
 
 
6. Objetivos 
 
 
 
1. Caracterizar el efecto de la estimulación eléctrica del protocerebro medial sobre el ritmo de 
amplitud del ERG a dos horas del día (ZT3 y ZT15). 
 
 
2. Caracterizar el efecto de la fotoestimulación retiniana sobre la frecuencia de la actividad 
eléctrica espontánea del protocerebro medial a las mismas horas del día. 
 
 
3. Investigar el efecto de pulsos restringidos tanto de serotonina como de antagonistas de 5HT, 
sobre el protocerebro medio, sobre la amplitud del ritmo del ERG. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Material y Método … 
22 
 
7. Material y Método 
 
7.1. Animales y diseño experimental 
Se emplearon 60 acociles adultos de la especie Procambarus clarkii en estado de intermuda, 
de cualquier sexo. Los animales se colectaron en el Río Conchos, Saucillo Chihuahua, y en el 
laboratorio se mantuvieron en acuarios de 50 litros, oxigenados con ayuda de una bomba de aire y 
mantenidos a una temperatura constante de 20º C, bajo ciclos diarios de luz-oscuridad (LO)12:12. 
Todos los animales se alimentaron con una dieta repetida, cada tercer día con verduras (zanahoria, 
chayote y calabaza). Todos los animales se dividieron en dos grupos experimentales. Primero bajo un 
ciclo LO 12:12 con encendido de la luz a las 07:00 h y apagado a las 19:00 h; mientras que el segundo 
grupo experimental bajo el mismo ciclo pero invertido (encendido a las 19:00 h). Para cada grupo se 
realizaron cinco experimentos en cada una de las condiciones realizadas. 
 
 
7.1.1 Procedimiento experimental 
El registro se llevo a cabo en una preparación de cabeza-retina aislada (Sandeman et al., 
1998) lo que permite tanto la estimulación ortodrómica de los fotorreceptores retinianos hacia el 
protocerebro, así como la estimulación antidrómica de las neuronas de proyección protocerebral. 
 
 
7.1.2 Preparación de cabeza-retina aislada in vitro 
Cada uno de los acociles se colocó en hielo durante 20 minutos para su inmovilización y 
anestesia, inmediatamente después se decapitó el animal en presencia de Van-Harreveld + HEPES 
(NaCl 197.77 mM, KCl 5.37 mM, CaCl2 13.51mM, MgCl2 2.63 mM, HEPES 10 mM, pH 7.55 (Van 
Harreveld, 1936). Se disectaron y retiraron con cuidado los músculos y tejido conectivo de la región 
dorsal de la cabeza, dejando el ganglio cerebroide al descubierto, los ojos del animal permanecieron 
intactos. Esta preparación de cabeza-retina aislada fue colocada in vitro en una cámara de registro con 
perfusión constante de Van Harreveld + HEPES y se utilizó para realizar a) registros ortodrómicos, b) 
registro antidrómicos y c) la aplicación del agonista y los antagonistas. Todas las disecciones se 
realizaron una hora antes del registro electrofisiológico (a las ZT3 y ZT15). Durante este tiempo todos 
los pigmentos de blindaje se adaptaron a la oscuridad. 
 
 
Material y Método … 
23 
 
7.1.3. Equipo Electrofisiológico 
El electrodo de registro (tungsteno, 1MΩ) y el electrodo de referencia (plata) se conectaron en una 
sonda de alta impedancia (GRASS Modelo HIP511GA) que a su vez se conectaba a un amplificador 
(GRASS Serie P5). La señal amplificada se envió a un digitalizador (Axon Instrument, Serie 1200) y los 
datos se capturaron en una PC, con ayuda del programa Axoscope (Versión 9) para su posterior 
análisis en el programa Clampfit (Versión 10.2). Se empleó una unidad de estímulos aislados (GRASS 
SIU5) y un fotoestimulador (GRASS P533) ambos se conectaron a un estimulador (GRASS S48) donde 
eran automatizados de manera sincronizada, la frecuencia de disparo y la duración del tren de 
estímulos, tanto de los pulsos eléctrico (3V/2ms) como de los luminosos. 
 
 
7.2 Respuesta eléctrica provocada por la estimulación visual 
Registro ortodrómicos 
Mediante la preparación descrita previamente se estimuló fóticamente y en forma restringida a 
la retina y se registró la respuesta provocada sobre el protocerebro medio (Fig. 8). Se registraron tres 
zonas ubicadas dentro del protocerebro medio. Estas se representan como, región 1, que se ubicó en 
el área cercana al puente protocerebral (PB), la región 2 en el neurópilo anterior protocerebral medio 
(AMPN) y la región 3 se ubicó entre el neurópilo anterior protocerebral medio y el neurópilo posterior 
protocerebralmedio, (AMPN-PMPN) (Fig. 9). Cada una de estas zonas se registró mediante un 
electrodo de tungsteno con una resistencia de 1MΩ y un electrodo de referencia (plata) que se ubicó en 
el tejido conectivo cercano al cerebro (Fig. 8.). Los pulsos luminosos dirigidos directamente a la retina 
desde el fotoestimulador mediante una guía totalmente cubierta de plástico negro, tuvieron una 
intensidad de 25 luxes y una duración de un segundo. La captura de los registros de campo, se realizó 
antes, durante y un segundo después de la estimulación fótica. 
 
 
 
 
 
 
 
Material y Método … 
 
 
24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Electrodo de registro 
(tungsteno 1MΩ) 
Estimulación 
fótica 
Electrodo de 
referencia (plata) 
Figura 8. Estimulación ortodrómica. En la figura se representa la inserción del electrodo de registro a nivel 
del protocerebro medio (en tres regiones específicamente, ver detalle en el texto) y el electrodo de referencia 
sobre el tejido conectivo ubicado en la parte superior del cerebro. La estimulación fótica se realizó en una sola 
retina (Modificado de Sandeman et al., 1998) 
 
 
 
 
 
 
Figura 9. Regiones del protocerebro medio. Detalle de las zonas registradas y clasificadas como Región 1, 
puente protocerebral (PB), línea continua; Región 2, neurópilo anterior protocerebral medio (AMPN), línea 
punteada y Región 3, neurópilo anterior protocerebral medio y neurópilo posterior protocerebral medio, (AMPN-
PMPN) líneas discontinuas (Modificado de Sandeman et al., 1992). 
Material y Método … 
 
7.3 Estimulación cerebral y respuesta provocada en el ERG 
Registros Antidrómicos 
Mediante esta preparación sometida a un baño de flujo constante se registró la respuesta 
producida por la estimulación del protocerebro medio sobre la amplitud del ERG (Fig. 10). Dentro de la 
retina se insertó un electrodo de registro (tungsteno 1MΩ) y en el protocerebro medio, a nivel del 
puente protocerebral, un electrodo de estimulación (tungsteno 1MΩ). Los pulsos luminosos de 52 lux 
de intensidad y de 100ms de duración, así como los pulsos eléctricos (3V de intensidad y 2mseg de 
duración) se automatizaron y sincronizaron (detalles sección 6.1.4), de tal forma que se creo un tren de 
8 estímulos luminosos y 4 de estímulos eléctricos, a intervalos de siete segundos entre cada uno. 
Cada punto del curso temporal del ERG se capturó cada diez minutos hasta completar 120 minutos de 
registro (Fig. 11). 
Electrodo de 
estimulación 
(tungsteno) 
25 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Estimulación 
fótica 
Electrodo de registro 
(tungsteno 1MΩ) 
Electrodo de 
referencia (plata) 
Figura 10. Estimulación antidrómica. En la figura se representa la inserción del electrodo de registro, dentro de la 
retina, mientras que el electrodo de estimulación, el cual emitía 3V de intensidad por 2mseg, se colocó sobre el área del 
puente protocerebral. El electrodo de referencia se ubicó fuera del tejido, en la cámara de registro dentro de la solución 
salina. La estimulación fótica se realizó únicamente en una de las retinas (Modificado de Sandeman et al., 1998). 
Material y Método … 
Curso temporal del 
ERG 
Adaptación a la obscuridad y 
periodo de incubación con fármaco 
o VH+HEPES 
Inicia periodo de lavado 
VH+HEPES 
(1h) (1h) 
Inicia registro Termina registro 
10 20 30 50 40 60 80 70 90 100 110 120 
7 s 
ERG sin pulso eléctrico ERG con pulso eléctrico 
26 
7.4 Estimulación cerebral y respuesta provocada en el ERG tras la aplicación del agonista y los 
antagonistas 
Figura 11. Curso temporal del ERG. Durante una hora la preparación se adapta a la obscuridad y se incuba 
con los fármacos o con VH+HEPES, una vez que inicia el registro la respuesta se capturó cada 10 minutos hasta 
completar 120. Cada circulo uestra detalle de un conjunto de ocho ERG’s, de los cuales los 4 primeros 
son el control y los últimos representan el efecto de la estimulación eléctrica producida a nivel del puente 
protocerebral. 
( ) m
 
Para medir el efecto de la aplicación de serotonina y dos antagonistas para los receptores 5HT1 y 
5HT2 se utilizó el método descrito en la sección 6.3 con estimulación antidrómica. Cada una de las 
sustancias se aplicó de forma exógena por goteo manual directamente sobre el ganglio cerebroide y a 
concentraciones probadas en otros crustáceos. Todas las soluciones con los antagonistas y el 
agonista se incubaron durante una hora antes del registro electrofisiológico, la incubación se realizó 
colocando a la preparación de cabeza-retina aislada dentro de un pozo que contenía dicha solución. Se 
utilizó serotonina (5-hydroxytryptamine Hydrocloride, Sigma Aldrich) a una concentración de 0.1mM 
(Aréchiga et al 1990), methysergida (Methysergida maleate salt, Sigma-Aldrich) [100μM] (Aréchiga et al 
1990), Cyproheptadina (Cyproheptadine hydrochloride, Sigma-Aldrich) [12μM] (Lorenzon et al., 2004) y 
solución salina (Van Harreveld + Hepes,) (Van Harreveld, 1936) como solución control, para ambas 
condiciones experimentales (ZT3 y ZT15). Después de una hora de registro con cada una de las 
sustancias fue eliminada por perfusión constante de VH+HEPES hasta finalizar el experimento (Fig. 
11). 
Material y Método … 
27 
 
7.5. Análisis de los datos 
7.5.1 Electrorretinograma 
Los datos obtenidos durante 120 minutos del experimento se capturaron en el programa 
Axoscope (Versión 9.0) y se transfirieron para su análisis posterior al programa PClamp (Versión 10.2). 
Los valores, del curso temporal, de la amplitud del ERG para los componentes (HI y HII) fueron 
medidos en milivoltios y procesados en una hoja de cálculo del programa Corel Quatro Pro (Versión 
4.0). Todos los puntos del curso temporal se dividieron para formar 4 grupos de datos, como se 
muestra en la tabla 1, se calculó la media y el error estándar de la amplitud de H-I y H-II del ERG, para 
cada uno de los datos tanto en los controles como en los experimentales. Con los datos promediados y 
porcentualizados se realizaron las gráficas de amplitud del ERG con en el programa Sigma Plot 5.0. El 
análisis estadístico que se utilizó contemplo pruebas de normalidad, homogeneidad de varianzas, 
pruebas de t-student y una ANOVA de datos repetidos. 
 
Tabla 1. Muestra la organización de los datos del curso temporal en grupos de tiempo. 
Tiempo 1 y 2 representan la aplicación del fármaco y tiempo 3 y 4 representan el periodo de lavado con 
solución salina. 
 
Tiempo 1 
1er Periodo 
minuto 10, 20 y 30 
Tiempo 2 
2do Periodo 
minuto 40, 50 y 60 
Tiempo 3 
Lavado 1 
minuto 70, 80 y 90 
Tiempo 4 
Lavado 2 
minuto 100, 110 y 120 
 
 
 
Material y Método … 
28 
 
 
 7.5.2 Análisis de frecuencia de la respuesta eléctrica provocada 
 
 Los registros capturados se analizaron con el programa Clampfit (Version 10.2), usando un 
intervalo de discriminación de ruido, se contó el número de espigas producidas antes, durante y 
después de la estimulación fótica. Se calculó la media y el error estándar, con los datos promediados y 
porcentualizados se realizaron las gráficas de frecuencia. Todos los datos se normalizaron para el 
análisis estadístico que contempló pruebas de normalidad, homogeneidad de varianza y una prueba de 
t-student. Todas las pruebas estadísticas se realizaron en el programa SPSS Versión 16.0. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Resultados 
8. Resultados 
 
8.1. Estimulación Ortodrómica 
Respuesta eléctrica provocada por la estimulación visual 
 
Los potenciales espontáneos y provocados del protocerebro medio se registraron antes, durante y 
después de un segundo de estimulación fótica en la retina. Los registros se capturaron y analizaron 
como se muestra en la figura 12, esté análisis se hizo tanto para los animales en la condición de las 
ZT3 así como para las ZT15. Para cada uno de los registros se utilizó una ventana de discriminación 
de ruido y se contabilizó la frecuencia de disparo del neuropilo en cada condición.50 µV 
100 mseg 
 
 
 
 
 
Figura 12. Selección de espigas con el programa Pclamp (V. 9.2). El registro muestra un 
segundo previo, un segundo durante y un segundo después de la estimulación fótica. La barra 
negra muestra el periodo de estimulación fótica y la flecha muestra la línea que establece la ventana 
de discriminación de ruido para contabilizar a partir de este el número de espigas para cada 
condición. Los rombos sobre la espiga representa la espiga contabilizada. 
 
Con el fin de evaluar el comportamiento de los potenciales provocados por la estimulación visual en 
las diferentes zonas del protocerebro medio, el registro se realizó en las tres secciones descritas 
anteriormente, 1 puente protocerebral, 2 neurópilo anterior protocerebral medio (AMPN) y la zona 3 
entre el neurópilo anterior protocerebral medio y el neurópilo posterior protocerebral medio (AMPN-
PMPN). Para el análisis estadístico todos los registros se transformaron mediante el logaritmo 
natural y de esta forma los datos se ajustaron a una curva normal. 
En la figura 13 se muestran los registros realizados a las ZT3. Se construyó una grafica de barras 
representando el promedio ± el error estándar de la frecuencia de disparo, antes, durante y después 
de la estimulación fótica de las tres regiones antes descritas. Se realizó una prueba de t-student 
para comparar el efecto entre el grupo control (antes de la estimulación) y los registros durante y 
después de la estimulación, para cada zona. El análisis estadístico reveló una diferencia 
estadísticamente significativa (P=0.030), la frecuencia de disparo aumento durante la estimulación 
29 
Resultados 
en ZT3 en la región del puente protocerebral (PB), antes y durante la estimulación fótica. Después 
del aumento de la frecuencia durante la estimulación se observa una disminución en la frecuencia, 
aunque no estadísticamente significativa, en el periodo de post-estimulación (Fig. 13-A). Las espigas 
espontáneas, de la región del neurópilo protocerebral medial anterior (AMPN) y la región entre el 
neurópilo protocerebral medio anterior y posterior (AMPN-PMNPN), obtenidas en las tres 
condiciones no reveló cambios estadísticamente significativo para ninguno de los caso, 
manteniéndose en valores cercanos a las 25 y 37 espigas por segundo en promedio 
respectivamente (Fig. 13-B y C). Se puede observar que el valor promedio de frecuencia es mayor, 
en todos los casos, en la región del puente protocerebral (PB), presentándose más de 50 Hz. 
 
 
Los registros obtenidos para la condición de las ZT15 se muestran en la figura 14. Los análisis 
estadísticos no mostraron diferencias significativas para ninguna de las tres regiones analizadas, 
Punte protocerebral (PB), neurópilo protocerebral medial anterior (AMPN) y neurópilo protocerebral 
medio anterior y posterior (AMPN-PMPN), en sus diferentes condiciones, control, estimulación fótica 
y post-estimulación (Fig. 14- A-C). Sin embargo se puede observar que el promedio de la frecuencia 
de disparo en todas las regiones analizadas, PB, AMPN y AMPN-PMPM, es mayor de 65, 70 y 63 
Hz respectivamente. 
30 
Resultados 
Neuropilo Protocerebral Medial
 Anterior (AMPN)
Fr
ec
ue
nc
ia
 d
e 
es
pi
ga
s
H
z
0
20
40
60
80
100
Neuropilo Protocerebral Medial 
Anterior y Posterior
(AMPN-PMPN)
Control Estimulación
Fe
cu
en
ci
a 
de
 e
sp
ig
as
H
z
0
20
40
60
80
100
Puente Protocerebral (PB)
Fr
ec
ue
nc
ia
 d
e 
es
pi
ga
s
H
z
0
20
40
60
80
100 A
Post-estimulación
C
B
ZT3
*
 
 
 
Figura 13. Frecuencia de disparo de espigas producidas en el protocerebro medio al ZT3. 
En A) Región 1, puente protocerebral, PB; B) Región 2, neurópilo Anterior Protocerebral Medial 
(AMPN) y C) Región 3. Neurópilo Anterior Protocerebral Medial y el Neurópilo Posterior 
Protocerebral Medial (AMPN-PMPN) al ZT3. El asterisco muestra diferencia significativa entre el 
grupo control y la estimulación fótica (P=0.030). n=5. En el recuadro del esquema se muestra la 
zona de registro de espigas para cada una de las regiones (Modificado de Sandeman, et al., 1992) 
 
31 
Resultados 
ZT15 
Puente Protocerebral 
(PB)
Fr
ec
ue
nc
ia
 d
e 
es
pi
ga
s
H
z
0
20
40
60
80
100 A
Neuropilo Protocerebral Medial 
Anterior (AMPN)
Fr
ec
ue
nc
ia
 d
e 
es
pi
ga
s
H
z
0
20
40
60
80
100 B
Neuropilo Protocerebral Medial
 Anerior y Posterior (AMPN-PMPN)
Control Estimulación
Fr
ec
ue
nc
ia
 d
e 
es
pi
ga
s
H
z
0
20
40
60
80
100 C
Post-estimulación
 
Figura 14. Frecuencia de disparo de espigas producidas en el protocerebro medio al ZT15. 
Región 1, puente protocerebral, PB; B) Región 2, neurópilo Anterior Protocerebral Medial (AMPN) y 
C) Región 3. Neurópilo Anterior Protocerebral Medial y el Neurópilo Posterior Protocerebral Medial 
(AMPN-PMPN) al ZT15. No se encuentran diferencias significativas en ninguno de los grupos. n=5. 
En el recuadro del esquema se muestra la zona de registro de espigas para cada una de las 
regiones 
32 
Resultados 
8.2. Estimulación Antidrómica 
Estimulación cerebral y respuesta provocada en el ERG 
Debido a que los resultados de la estimulación ortodrómica sobre el puente protocerebral (Fig. 13-A) 
fueron los únicos significativos y tomando en cuenta la importancia de esta zona como sitio de 
proyección del tracto protocerebral así como de los fotorreceptores cerebrales, en esta tesis 
únicamente se contemplo esta zona del protocerebro medio para observar el efecto de la 
estimulación eléctrica sobre la respuesta generada en el ERG, excluyendo así a las otras dos 
regiones antes mencionadas. El tiempo total del experimento (120 minutos) se dividió en cuatro 
secciones de tiempo de 30 minutos cada uno, para su análisis posterior (Tabla 1). 
 
Tabla 1. Muestra la organización de los datos del curso temporal en grupos de tiempo. 
Tiempo 1 y 2 representan la aplicación del fármaco y tiempo 3 y 4 representan el periodo de lavado 
con solución salina. 
Tiempo 1 
1er Periodo 
minuto 10, 20 y 30 
Tiempo 2 
2do Periodo 
minuto 40, 50 y 60 
Tiempo 3 
Lavado 1 
minuto 70, 80 y 90 
Tiempo 4 
Lavado 2 
minuto 100, 110 y 120 
 
8.2.1. Estimulación eléctrica del puente protocerebral (PB) sobre el ERG, grupo control 
En la figura 15 se representan la media ± el error estándar para el grupo de datos para los ERGs de 
cerebros colocados en una solución con Van Harreveld + HEPES y la estimulación eléctrica, a las 
ZT 3 del ERG. Las barras negras representan el promedio de los registros controles (sin 
estimulación) mientras que las barras grises muestran el grupo experimental (con estimulación 
eléctrica de 3V/2mseg). Para el tiempo 2 y 4 se muestra un aumento estadísticamente significativo 
(ANOVA p<0.05) ante la estimulación. El grupo control a las ZT15 no registró diferencia significativa 
en ninguna de las condiciones, tanto la condición de estimulación eléctrica y sin esta, presentando 
valores cercanos a 100% (Fig. 16) 
33 
Resultados 
Control
Van Harreveld + Hepes
ZT3
Tiempo 1 Tiempo 2 Tiempo 3 Tiempo 4
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
Sin estimulación eléctrica
Con estimulación eléctrica
*
*
 
 A Figura 15. Cambios en la amplitud del ERG, a las ZT3. Las barras negras representan el grupo 
Control, sin aplicación de voltaje, mientras que las barras grises representan los registros 
estimulados eléctricamente (3V/2mseg). Tiempo 2 y 4, muestra una diferencia significativa, (ANOVA 
de datos repetidos y prueba de contraste Bonferroni, p<0.05). 
 
Control
Van Harreveld + Hepes 
ZT15
Tiempo 1 Tiempo 2 Tiempo 3 Tiempo 4
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
Sin estimulación eléctrica
Con estimulación eléctrica 
Figura 16. Cambios en la amplitud del ERG, a las ZT15. Las barras negras representan el grupo 
Control, sin aplicación de voltaje, mientras que las barras grises representan los registros 
estimulados eléctricamente (3V/2mseg). Losdatos no muestran ninguna diferencia significativa, 
(ANOVA de datos repetidos p>0.05) 
34 
Resultados 
8.2.2 Efecto de la estimulación eléctrica del puente protocerebral (PB) sobre el ERG y la 
aplicación exógena de 5HT 
 
Los datos obtenidos a las ZT3 se muestran en la figura 17. En la gráfica se muestra un aumento al 
aplicar la 5HT [0.1mM], tanto en presencia como en ausencia de la estimulación eléctrica, sin 
embargo este aumento no fue estadísticamente significativo. Durante la primera hora de lavado se 
produjo una disminución estadísticamente significativa en su amplitud, tanto en presencia como en 
ausencia de la estimulación eléctrica, siendo más notable durante la estimulación, los valores 
decrecen para el tiempo 3 y 4 aproximadamente 40 y 30% respectivamente con respecto a su grupo 
control (Fig. 17-A y B). 
Los cambios producidos por la 5HT [0.1mM] a las ZT15 se muestran en la figura 18. El análisis 
estadístico indicó aumentos significativos en la amplitud del ERG al aplicar el agonista tanto en los 
registros control, sin estimulo, como con estímulo eléctrico (Fig. 18–A y B). Sin la estimulación 
eléctrica se observa durante las dos horas de exposición del agonista un aumento de casi 30% y 
25% respectivamente. El lavado provocó decrementos en ambas condiciones, sin embargo la 
estimulación fue estadísticamente significativo durante la última hora de lavado (p<0.05) (Fig. 18–
B). 
 
35 
Resultados 
Serotonina 
ZT 3
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
VH + Hepes
Serotonina
Sin estimulación eléctrica
Con estimulación eléctrica
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
*
* *
A
B
Tiempo 1 Tiempo 2 Tiempo 3 Tiempo 4
 
Figura 17. Cambios en la amplitud del ERG y serotonina exógena. a las ZT3. A) Registros sin 
estimulación eléctrica, B) Registros con estimulación eléctrica (3V/2mseg). Las barras negras 
representan el experimento control (VH+Hepes) y las barras grises los experimentos sometidos a la 
serotonina. Los asterisco representan la diferencia significativa entre los tiempos (p<0.05). Las 
barras negras horizontales muestran la presencia del la serotonina [0.1mM]. (ANOVA de datos 
repetidos y prueba de contraste Bonferroni, p<0.05) 
36 
Resultados 
Serotonina
ZT15
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
VH + Hepes
Serotonina
Sin estimulción eléctrica
Con estimulación eléctrica
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
*
A
B
*
* *
Tiempo 1 Tiempo 2 Tiempo 3 Tiempo 4
 
 
Figura 18. Cambios en la amplitud del ERG con la aplicación exógena de serotonina [0.1mM] a 
las ZT15. A) Registros sin estimulación eléctrica, B) Registros con estimulación eléctrica 
(3V/2mseg). Las barras negras representan el experimento control (VH+Hepes) y las barras grises 
los experimentos sometidos al la serotonina. Los asterisco representan la diferencia significativa 
entre los tiempos (p<0.05). Las barras horizontales negras muestran la presencia del la serotonina. 
[0.1mM] (ANOVA de datos repetidos y prueba de contraste Bonferroni, p<0.05) 
 
37 
Resultados 
 
8.2.3. Efecto de los antagonistas de serotonina sobre la estimulación antidrómica de la retina 
a) Methysergida 
La methysergida es un antagonista de los receptores 5HT2. Los registros analizados para este 
antagonista a las ZT3 se muestran en la figura 19. La exposición de la methysergida aunque en su 
condición control no mostró cambios significativos ante la aplicación de la estimulación eléctrica, 
sobre el protocerebro medio, la amplitud del ERG disminuyó durante la segunda hora en la 
presencia de este antagonista. Este decremento fue estadísticamente significativo (p<0.05) y se 
presentó durante las dos horas de lavado (tiempo 3 y 4), en ambas condiciones, es decir, sin y con 
estimulación eléctrica (Fig. 19-A y B). Durante la primera hora de lavado (tiempo 3), sin estimulación 
eléctrica, se presentó una disminución del 30% y la segunda hora (tiempo 4) fue del 20% (Fig. 19-A). 
Esta disminución se hizo más evidente durante la estimulación eléctrica pues el descenso durante la 
primera hora de lavado (tiempo 3) fue cercano al 50% y la segunda hora (tiempo 4) fue del 34% (Fig. 
19-B) 
 
La figura 20 muestra el promedio ± el error estandar de los registros analizados para los animales a 
las ZT15. Durante la primera hora (tiempo 1) en presencia del antagonista methysergida [100μM] se 
observa un aumento significativo de aproximadamente 20% (p<0.05) (Fig. 20-A), el mismo efecto se 
presentó durante la aplicación del estímulo eléctrico (tiempo 1 y 2) sin embargo este aumento no 
muestra una diferencia estadísticamente significativa (Fig 20-B) 
Paradójicamente la aplicación exógena del antagonista de los receptores de 5HT produjo un 
aumento no significativo en las primeras 2 etapas del experimento. Sin embargo los registros en el 
periodo de lavado (tiempo 3 y 4) tuvieron descensos significativos (p<0.05) en ambos casos. (Fig. 
20-A y B) 
 
38 
Resultados 
. 
Antagonista de receptor 5-HT2
ZT3 
Sin estimulación eléctrica
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
VH + Hepes
Methysergida
Con estimulación eléctrica
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
*
A
B
*
* **
Tiempo 1 Tiempo 2 Tiempo 3 Tiempo 4
 
Figura 19. Cambios en la amplitud del ERG con la aplicación exógena del antagonista 
Methysergida a las ZT3. A) Registros sin estimulación, B) Registros con estimulación eléctrica 
(3V/2mseg). Las barras negras representan el experimento control (VH+Hepes) y las barras grises 
los experimentos sometidos al reactivo. Las barras negras horizontales representan la presencia del 
antagonista Methysergida [100μM]. (ANOVA de muestras repetidas, prueba de contraste Bonferroni 
(p<0.05) 
39 
Resultados 
 
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
VH + Hepes
Methysergida
Sin estimulación eléctrica
Con estimulación eléctrica
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
* A
B
* *
**
Antagonista de receptor 5HT2
ZT15 
Tiempo 1 Tiempo 2 Tiempo 3 Tiempo 4
 
Figura 20. Cambios en la amplitud del ERG con la aplicación exógena del antagonista 
Methysergida a las ZT15. A) Registros sin estimulación. B) Registros con estimulación eléctrica 
(3V/2mseg). Las barras negras representan el experimento control (VH+Hepes) y las barras grises 
los experimentos sometidos al antagonista. Las barras negras horizontales representan la presencia 
del antagonista methysergida [100μM]. Los asterisco muestran la diferencia significativa entre los 
tiempos (ANOVA de muestras repetidas, prueba de contraste Bonferroni (p<0.05). 
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Resultados 
b) Comparación entre la amplitud del ERG con la aplicación exógena de 5-HT y el antagonista 
para receptores 5-HT2, Methysergida 
 
Con el fin de evaluar el efecto de la aplicación exógena de la serotonina y la función de los 
antagonistas para los receptores 5HT1 y 5-HT2, se hizo un análisis estadístico entre estos grupos. 
La prueba estadística aplicada fue una ANOVA de datos repetidos y mostró que la aplicación del 
antagonista Methysergida en una concentración de 100μM comparado con los registros analizados 
con la aplicación exógena de la serotonina presentaron diferencias significativas únicamente en ZT3. 
La figura 21 muestra las diferencias que se observaron durante las dos horas de exposición a la 
serotonina (tiempo 1 y 2) y el primer periodo de lavado (tiempo 3) y la segunda hora del periodo del 
lavado tras la aplicación del antagonista methysergida (tiempo 4) (p<0.05). La comparación entre la 
serotonina y el antagonista a las ZT15 no mostró cambios significativos, datos no mostrados. 
 
5HT - Methysergida
ZT3
Sin estimulación eléctrica
Tiempo 1 Tiempo 2 Tiempo 3 Tiempo 4
A
m
pl
itu
d 
ER
G
 (%
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
a
a
b b
5HT
Methysergida 
Figura 21. Comparación