Estudios-de-nanodominios-membranales-en-tres-modelos-fisiologicos-de-especies-vegetales

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
Maestría y Doctorado en Ciencias Bioquímicas 
 
 
 
ESTUDIOS DE NANODOMINIOS MEMBRANALES EN TRES MODELOS 
FISIOLÓGICOS DE ESPECIES VEGETALES 
 
 
TESIS 
 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
 
Doctora en Ciencias 
 
 
 
PRESENTA: 
LAURA CARMONA SALAZAR 
 
 
 
TUTOR PRINCIPAL 
DRA. MARINA GAVILANES RUÍZ 
Facultad de Química 
 
MIEMBROS DEL COMITÉ TUTOR 
DR. LUIS ALFONSO VACA DOMÍNGUEZ 
DR. LUIS E. GONZÁLEZ DE LA VARA 
 Instituto de Fisiología Celular 
Centro de Investigación y de Estudios Avanzados, Unidad Irapuato 
 
 
Ciudad de México. Noviembre, 2018 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
2 
 
 
 
 
 
JURADO ASIGNADO 
 
 
Presidente: Dr. Rogelio Rodríguez Sotres 
Vocal: Dr. Luis Cárdenas Torres 
Vocal: Dra. Sobeida Sánchez Nieto 
Vocal: Dr. Otto Geiger 
Secretario: Dr. Dimitris Georgellis 
 
 
 
 
 
Sitio en donde se desarrolló el tema: 
Laboratorio 101. Departamento de Bioquímica 
Conjunto E. Facultad de Química, UNAM 
 
 
 
 
 
Asesor del tema: _____________________________ 
 Dra. Marina Gavilanes Ruíz 
 
 
 
 
Sustentante: __________________________ 
 M. en C. Laura Carmona Salazar 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Miembros del comité tutor: 
Dr. Luis Alfonso Vaca Domínguez 
Dr. Luis E. González de la Vara 
 
3 
 
RECONOCIMIENTOS 
 
Laura Carmona Salazar, recibió becas de CONACYT (No 183583) y Apoyo 
integral para la Formación de Doctores en Ciencias UNAM CONACYT (No 53790). 
 
El trabajo de tesis fue financiado por los proyectos DGAPA, UNAM (PAPIIT 
IN207806, IN211409-3, IN220618 e IN222815); PAIP, Facultad de Química, 
UNAM (5000 9115); CONACYT (101521, 106856 y 238368) y UC-MEXUS, 
Universidad de California (CN-03-118). 
 
Al Programa de Apoyo a los Estudios de Posgrado (PAEP) por el apoyo para 
asistir a congresos nacionales y uno internacional. 
 
 
A la colaboración de la M. en C. Ariadna González Solís, de la Q. A. Liliana Noyola 
Martínez, de la Dra. Mariana Saucedo García, del M. en C. Christian A. Vázquez 
Vázquez y del Dr. Alonso Zavaleta Fernández de Córdoba en varios aspectos del 
trabajo. 
 
A la ayuda técnica de la Q.F.B. Consuelo Enríquez Arredondo, de la Q. Laurel 
Fabila Ibarra, de la Q.F.B. Adelita Gonzalez Hernández (Facultad de Química, 
UNAM), de la Prof. Bárbara Lino Alfaro (CINVESTAV, Irapuato) y de la Dra. 
Georgina Duarte (USAI, Facultad de Química, UNAM) y. 
 
Al Dr. Mohammed El-Hafidi del Departamento de Biomedicina Cardiovascular del 
Instituto Nacional de Cardiología por su participación en el trabajo de 
determinación de ácidos grasos y esteroles. 
 
Al Dr. Diego González Halphen y a los especialistas Jorge Sepúlveda y Rodolfo 
Paredes por su participación en el trabajo de microscopía electrónica de 
transmisión realizada en la Unidad de Microscopía del Instituto de Fisiología 
Celular. 
 
A los Dres. Edgar B. Cahoon y Rebecca E. Cahoon del Center of Plant Science 
Innovation & Department of Biochemistry, University of Nebraska-Lincoln USA por 
haber proporcionado las líneas de Arabidopsis thaliana y haber determinado los 
esfingolípidos. 
 
Al Dr. Luis E. González de la Vara del CINVESTAV, Irapuato, por haber 
proporcionado uno de los anticuerpos contra la ATPasa de H+ de la membrana 
plasmática. 
 
Al jurado asignado, por la revisión y las correcciones realizadas al presente 
trabajo. 
 
 
4 
 
ÍNDICE 
ÍNDICE DE TABLAS ........................................................................................................................ 7 
ÍNDICE DE FIGURAS ...................................................................................................................... 9 
ABREVIATURAS ............................................................................................................................ 13 
RESUMEN ....................................................................................................................................... 15 
ABSTRACT ..................................................................................................................................... 17 
INTRODUCCIÓN ............................................................................................................................ 19 
ESTRUCTURA BÁSICA DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA Y MODELOS QUE 
EXPLICAN SU ORGANIZACIÓN ............................................................................................ 19 
HISTORIA DEL MODELO DE BALSAS LIPÍDICAS ............................................................. 23 
APORTES DE LAS MEMBRANAS MODELO A LA HIPÓTESIS DE BALSAS ............ 23 
LOS ESTUDIOS DE CÉLULAS EPITELIALES QUE SENTARON LAS BASES PARA 
EL MODELO ........................................................................................................................... 24 
EL CONCEPTO DEL MODELO DE BALSAS LIPÍDICAS O “LIPID RAFTS” ................... 26 
EL PAPEL DE LAS PROTEÍNAS COMO MARCADORES DE BALSAS LIPÍDICAS .. 28 
EL CRITERIO DE DRM SOBRE EL TAMAÑO DE LOS MICRODOMINIOS ............... 30 
BALSAS, MICRODOMINIOS O NANODOMINIOS EN PLANTAS ................................. 31 
ESTUDIOS DE LOS NANODOMINIOS EN PLANTAS ........................................................ 32 
PROTEÍNAS ASOCIADAS A NANODOMINIOS QUE EVIDENCIAN LAS 
FUNCIONES FISIOLÓGICAS EN PLANTAS .................................................................... 38 
LÍPIDOS CONSTITUYENTES DE LOS NANODOMINIOS DE PLANTAS ................... 46 
CONTRIBUCIÓN DE LOS ESFINGOLÍPIDOS Y FITOESTEROLES A LA 
ESTRUCTURA Y DINÁMICA DE LOS NANODOMINIOS DE PLANTAS ..................... 61 
HIPÓTESIS ..................................................................................................................................... 71 
OBJETIVO GENERAL ................................................................................................................... 71 
OBJETIVOS PARTICULARES ..................................................................................................... 71 
MATERIALES Y MÉTODOS GENERALES ............................................................................... 72 
REACTIVOS ................................................................................................................................ 72 
MATERIAL BIOLÓGICO ........................................................................................................... 72 
I. AISLAMIENTO Y PURIFICACIÓN DE MEMBRANA PLASMÁTICA (MP) DE LOS 
DIFERENTES TEJIDOS VEGETALES ................................................................................... 73 
II. DETERMINACIÓN DE PROTEÍNA. .................................................................................... 77 
5 
 
III. OBTENCIÓN DE MEMBRANAS RESISTENTES A LA SOLUBILIZACIÓN POR 
DETERGENTE (DRM) A PARTIR DE MEMBRANAS PLASMÁTICAS. ............................ 77 
IV. EVALUACIÓN DE ACTIVIDADES ENZIMÁTICAS COMO CRITERIO DE PUREZA 
DE LAS MEMBRANAS PLASMÁTICAS ................................................................................. 78 
V. DETERMINACIÓN DEL PERFIL PROTEICO E IDENTIFICACIÓN DE LA ATPasa DE 
H+ DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA EN PREPARACIONES OBTENIDAS DE MP Y 
DRM DE LAS ESPECIES VEGETALES ................................................................................78 
VI. ANÁLISIS ULTRAESTRUCTURAL DE FRACCIONES MEMBRANALES 
OBTENIDAS DE TEJIDOS FOTOSINTÉTICOS Y NO-FOTOSINTÉTICOS. ................... 80 
VII. ANÁLISIS LIPÍDICO DE LAS MP Y DRM AISLADAS DE EMBRIONES DE Zea 
mays Y DE HOJAS DE Phaseolus vulgaris ........................................................................... 80 
VIII. DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE ESFINGOLÍPIDOS EN FRACCIONES 
MEMBRANALES DE HOJAS DE Arabidopsis thaliana ....................................................... 84 
RESULTADOS ................................................................................................................................ 86 
ARTÍCULO 1. Isolation of detergent-resistant membranes from plant photosynthetic and 
non-photosynthetic tissues. ...................................................................................................... 88 
RESUMEN ............................................................................................................................... 88 
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................... 88 
RESULTADOS ........................................................................................................................ 89 
DISCUSIÓN ............................................................................................................................. 95 
ARTÍCULO 2. Fatty acid profiles from the plasma membrane and detergent resistant of 
two plant species. ..................................................................................................................... 104 
RESUMEN ............................................................................................................................. 104 
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 104 
RESULTADOS ...................................................................................................................... 106 
DISCUSIÓN ........................................................................................................................... 117 
DETERMINACIÓN DEL PERFIL DE ESFINGOLÍPIDOS EN FRACCIONES 
MEMBRANALES, MICROSOMAS, MEMBRANAS PLASMÁTICAS Y DRM DE HOJAS 
DE Arabidopsis thaliana .......................................................................................................... 126 
RESUMEN ............................................................................................................................. 126 
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 126 
RESULTADOS ...................................................................................................................... 128 
DISCUSIÓN ........................................................................................................................... 151 
SÍNTESIS DE RESULTADOS .................................................................................................... 172 
6 
 
CONCLUSIONES PARTICULARES ......................................................................................... 173 
CONCLUSIÓN GENERAL .......................................................................................................... 174 
CONTRIBUCIONES ..................................................................................................................... 175 
PERSPECTIVAS .......................................................................................................................... 176 
ANEXO ........................................................................................................................................... 177 
REFERENCIAS ............................................................................................................................ 186 
ARTÍCULOS PUBLICADOS ....................................................................................................... 203 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
I. Modelos de membrana plasmática, sus características y pioneros 
en su estudio. 
II. Estudios de nanodominios de diversos tejidos de especies 
vegetales utilizando el criterio de aislamiento de DRM. 
III. Proteínas asociadas a nanodominios que fueron identificadas por 
el criterio de DRM y evidenciada su localización en nanodominios 
por técnicas diversas de microscopía. 
IV. Soluciones utilizadas para la obtención de las fracciones 
subcelulares a partir de diferentes tejidos vegetales. 
V. Composición de las mezclas de fases para la obtención de MP de 
diferentes tejidos vegetales en repartos de fases de 4 g de peso. 
ARTÍCULO 1 
1. Rendimiento de las fracciones membranales y submembranales 
aisladas de hojas de frijol y embriones de maíz. 
2. Composición de esteroles libres de las MP y DRMs aislados de hojas 
de frijol y embriones de maíz. 
ARTÍCULO 2 
1. Distribución de las clases de ácidos grasos de la membrana plasmática 
y de membranas resistentes a la solubilización por detergente de hojas 
de frijol y embriones de maíz. 
2. Efecto de la FB1 sobre la síntesis de esfingolípidos de los embriones 
de maíz. 
CAPÍTULO 3 
I. Determinación de la actividad de enzimas marcadoras en las 
fracciones de MP purificadas de hojas de Arabidopsis. 
II. Rendimiento de las fracciones membranales FM, MP y DRM a partir 
de hojas de Arabidopsis. 
8 
 
III. Contenido de BCL totales determinadas en las diferentes especies 
de esfingolípidos presentes en las distintas fracciones 
membranales de hojas de Arabidopsis. 
ANEXO 
S1. Composición de ácidos grasos de la membrana plasmática y 
membranas resistentes a detergente aisladas de hojas de frijol. 
S2. Composición de ácidos grasos de la membrana plasmática y 
membranas resistentes a detergente aisladas de embriones de maíz. 
S3. Comparación de los contenidos de LCFA, VLCFA, SFA y UFA entre 
las membranas plasmáticas y membranas resistentes a detergente de 
hojas de frijol y embriones de maíz. 
S4. Efecto de la FB1 sobre el contenido de ácidos grasos de la membrana 
plasmática y membranas resistentes a detergente de embriones de maíz. 
Suplementaria 5.- Perfil de purificación de las fracción de MP de hojas de 
Arabidopsis thaliana. 
Suplementaria 6. Contenido de BCL totales determinadas en las 
diferentes especies de esfingolípidos presentes en las distintas 
fracciones membranales de hojas de Arabidopsis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
9 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
Figura 1. Estructura básica de una bicapa lipídica. 
Figura 2. Representaciones de los modelos de organización de la 
membrana plasmática. 
Figura 3. Estructuras químicas representativas de esteroles (colesterol), 
de glicerolípidos (fosfatidilcolina) y de esfingolípidos (gangliósido GM1). 
Figura 4. Insolubilidad de los componentes de las balsas lipídicas en 
presencia de Tritón X-100 y obtención de preparaciones de membranas 
resistentes a detergente (DRM). 
Figura 5. Hipótesis de balsas lipídicas propuesta por Simos e Ikonen 
1997. 
Figura 6. Representación esquemática de nanodominios membranales 
con el canal aniónico SLAH3, implicado en la señalización por ABA y del 
transportador ABCB19 implicado en el movimiento de auxinas. 
Figura 7. Modelo del tráfico celular de ABCB19 mediado por esteroles y 
esfingolípidos con ácidos grasos de cadena muy larga (VLCFA). 
Figura 8. La localización de la proteína remorina en nanodominios de la 
MP es mediada por esteroles y PI4P. 
Figura 9. Modelo hipotético de la regulación de la permeabilidad de los 
plasmodesmos vía las balsas lipídicas. 
Figura 10. Especies de bases de cadena larga (BCL) y esfingolípidos 
identificados en plantas. 
Figura 11. Ruta de biosíntesis de esfingolípidos. 
Figura 12. Modelo del flujo de síntesis de los esfingolípidos complejos en 
plantas. 
Figura 13. Estructura química de los principales esteroles deplantas. 
Figura 14. Esquema de biosíntesis y metabolismo de fitoesteroles en 
plantas. 
Figura 15. Propiedades de la membrana que son influenciadas por la 
composición lipídica. 
10 
 
Figura 16. Modelos estructurales de la distribución espacial de 
esfingolípidos y su interacción con sitosterol en un modelo de bicapa. 
Figura 17. Modelo para la organización de lípidos en la membrana 
plasmática de tabaco. 
Figura 18. Procedimiento de obtención de la fracción microsomal de los 
embriones de Zea mays y hojas de Phaseolus vulgaris y de Arabidopsis 
thaliana. 
Figura 19. Diagrama que muestra el procedimiento de purificación de MP 
a partir de diferentes tejidos vegetales. 
ARTÍCULO 1. 
Fig.1. Purificación y caracterización de vesículas de MP de hojas de frijol 
y embriones de maíz. 
Fig. 2. Caracterización de DRMs de hojas de frijol y embriones de maíz. 
Fig. 3. Distribución de esteroles libres de DRM s aislados de las MP de 
hojas de frijol y embriones de maíz. 
ARTÍCULO 2. 
Fig. 1. Composición de ácidos grasos de la membrana plasmática (MP) y 
membranas resistentes a detergente (DRM) aisladas de hojas de frijol. 
Fig. 2. Composición de ácidos grasos de la membrana plasmática (MP) y 
membranas resistentes a detergente (DRM) aisladas de embriones de 
maíz. 
Fig. 3. Comparación de los contenidos de ácidos grasos de cadena larga 
(LCFAs), ácidos grasos de cadena muy larga (VLCFAs), ácidos grasos 
saturados (SFAs) y ácidos grasos insaturados (UFAs) entre las 
membranas plasmáticas (MP) y las membranas resistentes a detergente 
(DRM) de hojas de frijol y embriones de maíz. 
Fig. 4. Efecto de la FB1 sobre el contenido de ácidos grasos de la 
membrana plasmática de los embriones de maíz. 
Fig. 5. Efecto de la FB1 sobre el contenido de ácidos grasos de 
membranas resistentes a detergente de los embriones de maíz. 
11 
 
CAPÍTULO 3. 
Fig. 1 Evaluación de la pureza de MP a través de la inmunodetección de 
proteínas marcadoras de membranas. 
Fig. 2. Análisis ultraestructural de las membranas plasmáticas de hojas 
de Arabidopsis purificadas. 
Fig. 3. Análisis lipídico y ultraestructural de las DRM de hojas de 
Arabidopsis. 
Fig. 4. Contenido de esfingolípidos complejos determinados en las FM, 
MP y DRM de hojas de Arabidopsis thaliana. 
Fig. 5. BCL constituyentes de ceramidas, ceramidas hidroxiladas, glucosil 
ceramidas y glucosilinositolfosfoceramidas de fracciones membranales 
de hojas de Arabidopsis. 
Fig. 6. Ácidos grasos constituyentes de ceramidas de fracciones 
membranales de hojas de Arabidopsis. 
Fig. 7. Ácidos grasos unidos a las ceramidas hidroxiladas de la FM, MP y 
DRM. 
Fig. 8. Perfil de ácidos grasos presentes en las glucosilceramidas 
identificadas en las membranas estudiadas. 
Fig. 9. Perfil de ácidos grasos presentes en las 
glucosilinositolfosforilceramidas identificadas en las membranas 
estudiadas. 
Fig. 10. Modelo de la organización de lípidos en la membrana plasmática 
de diferentes especies vegetales. 
ANEXO 
Fig. S1A. Análisis de CG/MS de esteres de metilo de ácidos grasos de 
cadena muy larga de membrana plasmática de hojas de frijol. 
Fig. S1B. Análisis de espectrometría de masas de C32:0 como éster de 
metilo de ácido graso. El análisis fue realizado en el equipo HP5972 
GC/MS con impacto electrónico ajustado a 70 eV. 
12 
 
Fig. S1C. Análisis de espectrometría de masas de C30:0 como éster de 
metilo de ácido graso. 
Fig. S1D. Análisis de espectrometría de masas de C28:0 como éster de 
metilo de ácido graso. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
13 
 
ABREVIATURAS 
ABA, Ácido abscísico 
APCI/MS, Cromatografía Líquida acoplada a masas con sistema de ionización 
APCI válida para compuestos de baja a alta polaridad 
ASG, Acil esteril glucósidos 
BCL, Base de cadena larga 
BTP, 1,3-bis [tris (hidroximetil)-metilamino] propano 
CG, Cromatografía de gases 
CG-MS, Cromatografía de gases acoplada a espectroscopia de masas 
DRM, Membranas resistentes a la solubilización por detergente 
DEX, Dextrán 
DTT, DL-ditiotreitol 
EDTA, ácido etilendiaminotetracético 
FA, Ácido graso 
FB1, Fumonisina B1 
FM, Fracción microsomal 
HEPES, N-[2-hidroxietil] piperazina-N’-[2-ácido etanosulfónico] 
HMGR, Hidroxi 3-metilglutaril-CoA reductasa 
HPLC, Cromatografía de líquidos de alta eficiencia 
HP-TLC, Cromatografía en capa fina de alta resolución 
GIPC, Glucosilinositolfosforilceramidas 
GluCer, Glucosilceramida 
GPI, Glucosilfosfatidilinositol 
GSII, Glucan sintasa II 
IPC, Inositolfosforilceramida 
KSR, 3-cetoesfinganina reductasa 
LCFA, Ácidos grasos de cadena larga 
MALDI-MS, Matriz asistida por desorción/ionización por láser en tiempo de vuelo 
acoplada a masas 
MES, 2-[N-morfolino] ácido etanosulfónico 
14 
 
MET, Microscopia electrónica de transmisión 
MDKC, línea celular Madin Darby Canine Kidney aislada a partir del riñón de un 
perro adulto 
MF, Mezcla de fases 
MP, Membrana plasmática 
MS, Espectroscopia de masas 
MS/MS, Espectroscopia de masas en secuencia 
PEG, Polientilenglicol 
PD, Plasmodesmas 
PIP, Acuaporina 
psi, unidad de presión, libras por pulgada cuadrada por sus siglas en inglés 
PVDF, Polivinildifluoruro 
RE, Retículo endoplasmático 
SF, Sistema de fases 
SFA, Especies de ácidos grasos saturados 
SG, Esteril glucósidos 
SPT, Serina palmitoiltransferasa 
TGN, Región trans del aparato de Golgi 
TX-100, Tritón X-100 
UFA, Especies de ácidos grasos insaturados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
 
RESUMEN 
 Las membranas biológicas y los procesos relacionados a las membranas 
son esenciales para cualquier ser vivo (Anderson y Köper 2016). Estas estructuras 
separan compartimentos funcionales, pero la membrana de la superficie celular –
la membrana plasmática (MP)- representa la frontera celular, siendo la interfase 
entre el citoplasma y el medio externo. La exploración de esta frontera ha revelado 
que las proteínas y los lípidos membranales están dinámicamente organizados en 
dominios o fases que cambian en el espacio y en el tiempo (Simons e Ikonen 
1997). Esta subcompartamentalización es crítica para la señalización celular y por 
tanto para el desarrollo y sobrevivencia de los organismos (Gronnier et al. 2017). 
Por ello resulta esencial investigar los mecanismos moleculares que establecen 
dicha subcompartamentalización en las células a fin de comprender cómo 
funcionan las membranas. A través de los estudios sobre proteínas de la MP se ha 
evidenciado su implicación en la organización submembranal en diversos 
procesos celulares (Jarsh et al. 2014). Comparativamente, la parte lipídica ha sido 
poco explorada dadas las diversas limitantes que presenta su estudio. Sin 
embargo, en los últimos años el desarrollo de novedosas técnicas analíticas ha 
permitido elucidar detalles de su diversidad y funcionalidad. En el presente trabajo 
nos hemos abocado al análisis lipídico de un tipo de organización submembranal, 
los nanodominios de la MP, a través de su aislamiento como fracciones 
resistentes a detergente (DRM). Para ello, primeramente se estableció un 
protocolo para la obtención de MP de alta pureza y a partir de dichas 
preparaciones se desarrolló la técnica para recuperación de nanodominios a 
través de su aislamiento como DRM, del cual derivó el primer artículo intitulado 
“Isolation of detergent-resistant membranes from plant photosynthetic and 
non-photosynthetic tissues” (Carmona-Salazar et al. 2011, Analytical 
Biochemistry 417:220-227). Este integra la caracterización de las MP y DRM 
obtenidas para embriones de Zea mays y de hojas de Phaseolus vulgaris, tejidos 
que no habían sido estudiados y que representan estados diferentes de desarrollo 
y de metabolismo. La segunda etapa del trabajo se enfoca al estudio lipídico en 
extenso de los ácidos grasos presentes en las MP y DRM, cuyos resultados se 
16 
 
integran en el segundo artículo, intitulado “Fatty acid profiles from the plasma 
membrane and detergent resistant membranes of two plant species” 
(Carmona-Salazar et al. 2015, Phytochem109:25-35). Este presenta la 
composición de ácidos grasos totales presentes en las MP y DRM y los efectos de 
la adición de un inhibidor de la biosíntesis de esfingolípidos. Finalmente, se incluye 
un capítulo que reúne los resultados aún no publicados y obtenidos del análisis del 
esfingolipidoma de preparaciones membranales, microsomas, MP y DRM de hojas 
de Arabidopsis thaliana. 
 Con base en los resultados presentados y en el modelo de heterogeneidad 
lateral de la membrana, el presente trabajo describe: 1) la presencia de micro o 
nanodominios reconocidos como balsas membranales en tres especies vegetales 
no exploradas en el campo de plantas y en estadios tempranos de desarrollo, 2) la 
composición lipídica de la membrana y de los nanodominios membranales, 
específicamente de esteroles, ácidos grasos de cadena muy larga y esfingolípidos 
en estas especies. Las estructuras lipídicas identificadas permiten contribuir al 
entendimiento de las bases moleculares de la formación de estos micro- o 
nanodominios membranales. Con ello, se aporta información para entender la 
organización y la función de la membrana plasmática de las plantas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
ABSTRACT 
Biological membranes and processes related to membranes are essential for any 
living organism (Anderson and Koper 2016). These structures separate functional 
compartments, but the membrane of the cell surface - the plasma membrane (PM) 
- represents the cellular frontier, being the interface between the cytoplasm and the 
external environment. The exploration of this frontier has revealed that membrane 
proteins and lipids organized in domains or phases change in space and time 
(Simons and Ikonen 1997). This subcompartmentalization is critical for cell 
signaling and therefore for the development and survival of organisms (Gronnier et 
al. 2017). Therefore, it is essential to investigate the molecular mechanisms that 
establish cell subcompartmentalization in order to understand how the membranes 
work. Studies on PM proteins have shown their involvement in submembrane 
organization in diverse cell processes (Jarsh et al. 2014). Comparatively, the lipid 
part has been scarcely explored; given the various limitations that its study 
presents. However, in recent years the development of innovative analytical 
techniques has allowed to elucidate details of its diversity and functionality. In the 
present work, we focus on the lipid analysis of a type of submembrane 
organization, the nanodomains of the PM, through its isolation as detergent-
resistant membranes (DRM). For this purpose, a protocol was first established to 
obtain high purity PM and from these preparations, the technique for recovery of 
nanodomains was developed through its isolation as DRM, from which derived the 
first article "Isolation of detergent-resistant membranes from plant 
photosynthetic and non-photosynthetic tissues "(Carmona-Salazar et al. 
2011, Anal Biochem 417: 220-227). This integrates the characterization of PM 
and DRM obtained from embryos of Zea mays and leaves from Phaseolus 
vulgaris, tissues that have not been studied and that represent different states of 
development and metabolism. 
The second part of the work focuses on an study of the fatty acids (FA) present in 
the PM and DRM, whose results are integrated in the second article "Fatty acid 
profiles from the plasma membrane and detergent resistant membranes of 
18 
 
two plant species" (Carmona-Salazar et al. 2015, Phytochemistry 109: 25-35). 
This work describes the composition of total FA present in the PM and DRM and 
the effects of the addition of an inhibitor of sphingolipid biosynthesis. Finally, a 
chapter is included that gathers non published results of the sphingolipidome of 
three membrane preparations: microsomes, PM and DRM from Arabidopsis 
thaliana leaves. 
Based on our results and considering the model of lateral heterogeneity of the PM, 
the present work describes: 1) the presence of micro or nanodomains recognized 
as membrane rafts in three plant species not previously explored and at early 
stages of development, 2) the lipid composition of the PM and their nanodomains, 
specifically sterols, fatty acids and sphingolipids. The lipid composition so detailed, 
allow us to contribute to the understanding of the molecular basis of the formation 
of these micro- or nanodomains. This information provides elements to understand 
the organization and function of the PM from plants. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
INTRODUCCIÓN 
 La membrana biológica representa una estructura esencial para la dinámica 
celular, clásicamente ha sido considerada como un medio físico para 
compartamentalizar, dar identidad y proteger a las células, pero en años recientes 
ha resaltado su papel como centro organizador del metabolismo y procesos de 
señalización (Bernardino de la Serna et al. 2016). Esta nueva percepción es el 
resultado del avance tecnológico en las técnicas de su estudio, incrementándose 
las evidencias que identifican claramente una heterogeneidad en la distribución de 
sus constituyentes, con lo cual se han propuestos varios modelos membranales 
que permiten comprender la dinámica de este sofisticado organelo. En este trabajo 
nos hemos enfocado al estudio de la membrana plasmática (MP) con base en uno 
de estos modelos, el de balsas lipídicas (Simons e Ikonen 1997) cuya metodología 
de investigación ha sido su aislamiento como membranas resistentes a detergente 
(DRM; Brown y Rose 1992). Dos son los resultados principales del proyecto que 
abarco esta tesis de investigación. Uno contempla el establecimiento de un 
protocolo de obtención de DRM de plantas que representa ventajas técnicas sobre 
los análogos reportados en la literatura de plantas. Otro es la caracterización de 
las fracciones sub-membranales obtenidas, con énfasis en su composición 
lipídica, particularmente de esteroles, ácidos grasos y esfingolípidos. 
ESTRUCTURA BÁSICA DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA Y MODELOS 
QUE EXPLICAN SU ORGANIZACIÓN 
 En 1972, se postuló el Modelo de Membrana del Mosaico Fluido por Singer 
y Nicolson, con objeto de comprender la dinámica de las membranas biológicas. 
Este modelo las describió con una composición química de glicerofosfolípidos y 
proteínas globulares que interaccionan y se distribuyen aleatoriamente en el 
tiempo dando como resultado una estructura homogénea y fluida. 
 Los constituyentes de la membrana plasmática son los lípidos, 
carbohidratos y proteínas, la figura 1 esquematiza de forma general la estructura 
básica de la bicapa y sus componentes. 
20 
 
 
Figura 1. Estructura básica de una bicapa lipídica. (A) Las membranas biológicas presentan un 
centro hidrofóbico y en su superficie grupos polares. Se muestra en el cuadro rojo un 
glicerofosfolípido y en verde el colesterol. (B) Las proteínas membranales pueden ser integrales o 
transmembranales (i), asociadas a través de lípidos (ii e iii) o periféricas, unidas a través de 
interacciones electrostáticas (iv). (C) Se muestran ejemplos de proteínas asociadas con la 
membrana vía interacciones proteína-proteína del lado citosólico (v) o en la interface entre la 
membrana plasmática (MP) y la matriz extracelular (vi). Algunos lípidos de la parte externa de la 
MP (vii) y proteínas con dominios extracelulares (viii) que pueden estar glucosiladas. Tomado y 
modificado de Bernardino de la Serna et al. (2016). 
 
 En el caso de la membrana plasmática, las investigaciones en las últimas 
dos décadas han revolucionado la percepción del modelo del mosaico fluido, al 
reconocer una heterogeneidad en la distribución de sus componentes, esta 
heterogeneidad se da en el espacio y en el tiempo y, específicamente, ha 
evidenciado la existencia de dominios dentro de la membrana plasmática. 
Posterior a 1972, surgieron varios modelos que han contribuido desde diferentes 
enfoques para una mejor comprensión de cómo lamembrana plasmática, 
orquesta sus funciones, las cuales se presentan en la figura 2 y son descritos en la 
tabla I: 
 
 
21 
 
 
Figura 2. Representaciones de los modelos de organización de la membrana plasmática. (A) 
Modelo del Mosaico Fluido, (B) Modelo hidrodinámico, (C) Modelo de dominios lipídicos de 
membrana, (D) Modelo del lípido anular y (E) Modelo de la reja y el citoesqueleto. Tomado y 
modificado de Bernardino de la Serna et al. (2016). 
 
 
22 
 
Tabla I. Modelos de membrana plasmática, sus características y pioneros en su estudio. 
Basado en Bernardino de la Serna et al. (2016). 
MODELO DESCRIPCIÓN PIONEROS 
Mosaico 
Fluido 
Constituye el primer modelo de la MP que permitió la 
comprensión de su composición, estructura y dinámica. La 
palabra mosaico hace referencia a su composición, para la 
que diversos lípidos, proteínas y carbohidratos coexisten en 
una estructura laminar y el término fluido, corresponde a su 
dinámica, interpretándose que sus constituyentes tienen una 
distribución homogénea a lo largo de toda la membrana y a 
través del tiempo. 
Singer y 
Nicolson 1972 
Hidrodinámico Considera que la tasa de difusión de los constituyentes de la 
MP depende de la viscosidad y de su grosor membranal, 
aplicado solamente para aquellas moléculas que se 
encuentran libres, lo cual implica que su movimiento depende 
de su densidad y del ambiente lipídico. Si bien tiene muchas 
limitaciones, puede ser aplicable en regiones muy localizadas 
como los nanodominios. 
Saffman y 
Delbrück 1975 
Dominios 
lipídicos 
Las bases que sentaron este modelo fueron las observaciones 
de: agregados proteicos, segregación de lípidos y la 
distribución heterogénea de ciertos lípidos y proteínas en la 
membrana apical y basolateral de células polarizadas. Estas 
fueron evidencias que gestaron el Modelo de Balsas lipídicas 
por Simons e Ikonen, 1997. Este modelo se revisará en 
extenso más adelante. 
DePierre y 
Karnovsky 
1973 
Shimshick y 
McConnell 
1973 
Klausner et al. 
1980 
Simons y van 
Meer 1988 
Brown y Rose 
1992 
Lípido anular Considera que los lípidos que se localizan alrededor de 
proteínas transmembranales presentan un comportamiento 
particular. Se ha encontrado que durante la síntesis de 
proteínas transmembranales, los lípidos con cadenas aciladas 
largas y saturadas son capaces de formar cubiertas muy 
estables alrededor de estas proteínas, promoviendo la 
formación de heterogeneidades en la membrana. 
Mouritse y 
Bloom 1993 
Anderson y 
Jacobson 2002 
Kaiser et al. 
2011 
De reja de 
citoesqueleto 
Contempla un esqueleto membranal que impone una barrera 
para varios de los constituyentes de la membrana plasmática, 
que es el resultado de la interacción de proteínas de la MP 
con la actina del citoesqueleto, por lo que la movilidad queda 
comprometida. 
Golan y Veatch 
1980 
Ritchie et al. 
2003 
 
 Si bien cada uno de estos modelos contempla diferentes dinámicas de la 
membrana plasmática y explica su participación en diversos procesos celulares, 
en años recientes ha surgido un consenso sólido relacionado a que en el ambiente 
celular diferentes regiones de la membrana plasmática adoptan configuraciones 
acordes a los diferentes modelos propuestos dando como resultado una 
membrana plasmática compleja, sofisticada y dinámica en su estructura y, por 
23 
 
tanto, en las funciones que modula. Uno de los modelos más explorados en las 
últimas dos décadas corresponde al de balsas lipídicas, tópico que discutiremos 
ampliamente a continuación enfatizando su exploración en el campo de plantas. 
HISTORIA DEL MODELO DE BALSAS LIPÍDICAS 
 La historia de la hipótesis de las balsas lipídicas se remonta hasta hace 
más de dos décadas y la cual emergió de estudios de Bioquímica, Biología Celular 
y Biofísica sobre dos hechos a investigar: los hallazgos de una distribución 
heterogénea de los lípidos en trabajos con membranas modelo (Grant et al. 1974; 
Lentz et al. 1976; Grosjean et al. 2015) y los encontrados con células epiteliales de 
riñón (MDKC; Simons y van Meer, 1988; Brown y Rose 1992). 
APORTES DE LAS MEMBRANAS MODELO A LA HIPÓTESIS DE BALSAS 
 Los estudios con membranas modelo han sido muy valiosos para 
comprender la dinámica de los lípidos membranales, ya que estos sistemas al 
reducir la complejidad natural de la membrana en términos de su composición, 
favorecen un estudio más claro de las interacciones específicas que pueden darse 
entre los constituyentes de las membranas biológicas, específicamente las 
interacciones entre los esteroles con los glicerolípidos y esfingolípidos (Andersson 
y Köper 2016). La figura 3 muestra estructuras de este tipo de lípidos 
membranales. 
 
Figura 3. Estructuras químicas representativas de esteroles (colesterol), de glicerolípidos 
(fosfatidilcolina) y de esfingolípidos (gangliósido GM1). Se muestran respectivamente de arriba 
hacia abajo. Tomado de Sonnino y Prinetti (2013). 
24 
 
 Estos sistemas de estudio fueron los pioneros en reportar la presencia de 
dominios de lípidos (Karnovsky et al. 1982), los cuales señalaban que ciertas 
especies de lípidos membranales no presentaban una distribución homogénea 
dentro de las bicapas lipídicas artificiales (Grosjean et al. 2015). Estos 
experimentos evidenciaron el impacto del colesterol en la arquitectura de la bicapa 
y se encontró que, en ausencia de esteroles, las bicapas de glicerolípidos pueden 
presentar dos tipos de arreglos o fases, la de gel o líquido desordenado (ld) 
dependiendo de la composición y la temperatura. Tras la incorporación de 
colesterol a la mezcla lipídica, se favoreció la formación de una fase líquido-
ordenada (lo), que coexiste con las regiones líquido-desordenadas de la bicapa. 
La presencia de colesterol tiene un efecto de ordenamiento sobre la estructura, ya 
que conduce hacia una conformación de empaquetamiento como consecuencia de 
su intercalación y de la interacción de sus anillos con las cadenas 
hidrocarbonadas de los lípidos, para dar una conformación compacta que limita la 
movilidad de sus lípidos constituyentes (Mishra y Joshi 2007). Esta propiedad es el 
fundamento de una de las metodologías más ampliamente utilizada para el estudio 
de balsas, la que considera las propiedades fisicoquímicas de la fase líquida-
ordenada descrita. Estas son capaces de resistir la solubilización por detergentes 
no-iónicos (como el Tritón X-100) a bajas temperaturas. Estas formaciones 
pueden ser aisladas a través de gradientes de densidad (como los gradientes de 
sacarosa), tal como se describe en la figura 4; a estas regiones membranales se 
les denominó membranas resistentes a su solubilización por detergente (DRM; 
Brown 2006). 
LOS ESTUDIOS DE CÉLULAS EPITELIALES QUE SENTARON LAS BASES PARA EL 
MODELO 
 Con base en lo anterior, las membranas modelo establecieron la idea de la 
existencia de múltiples fases de lípidos en un ambiente membranal, lo cual se 
formuló fraseando “…que los componentes lipídicos se encuentran organizados en 
dominios” (Karnovsky et al. 1982). 
 
25 
 
 
Figura 4. Insolubilidad de los componentes de las balsas lipídicas en presencia de Tritón X-
100 y obtención de preparaciones de membranas resistentes a detergente (DRM). Los 
detergentes en concentraciones por encima de la concentración micelar crítica (c.m.c) se agregan 
formando micelas. La c.m.c del Tritón X-100 es 0.31 mM; a la concentración de 1% utilizada para 
aislar DRM, los monómeros de detergente se presentan en solución siendo posible que se 
intercale en regiones fluidas de la membrana. El detergente no se intercala en las regiones menos 
fluidas de la membrana, las cuales contienen proteínas y están enriquecidas en lípidos como 
esfingolípidos y colesterol. La membrana en estas áreas podría mantener la estructura de la 
bicapa. Los componentes de membrana solubilizados y los no-solubilizados con el detergente 
pueden ser separados a través de un gradiente de densidad por centrifugación.La figura solo 
precisa detalles de la monocapa externa, las proteínas no son ilustradas y tampoco se precisan los 
tamaños de las regiones de membrana representadas. Tomado de Sonnino y Prinetti (2013). 
 
 Esta idea de que los lípidos membranales se agrupan como consecuencia 
de una solubilidad limitada y que puede conducir a una separación de fases, pero 
ya en una membrana celular, fue considerada por Simons y van Meer en 1988. 
Este grupo de trabajo al investigar células epiteliales de riñón de una línea celular 
de canino (MDKC), encontró una composición diferencial de especies de lípidos 
entre los dominios de la membrana apical (enriquecimiento en esfingolípidos y 
colesterol) y basolateral (principalmente glicerolípidos) de la membrana plasmática 
polarizada de estas células, lo cual representó la base sobre la cual se formuló la 
hipótesis de balsas lipídicas (Simons y van Meer 1998). Considerando que los 
dominios de las membranas apical y lateral están físicamente separados a través 
de las uniones estrechas, resultaba intrigante la biogénesis de los dominios 
apicales de la membrana, ya que forzosamente tendrían en algún momento que 
26 
 
ser sorteados selectivamente a través del flujo intracelular hacia dicha localización. 
Ellos propusieron que precisamente las propiedades de auto-asociación 
espontánea de estos esfingolípidos y esteroles podrían ser la causa de esta 
clasificación (Sonnino y Prinetti 2013). La evidencia experimental que sustenta 
esta afirmación fue demostrada 21 años más tarde, en 2009, por el mismo grupo 
de investigación que evidenció esta segregación de lípidos y señaló al aparato de 
Golgi como el responsable de clasificar los lípidos de membrana plasmática 
(Klemm et al. 2009). Retomando la línea de tiempo, el trabajo de Brown y Rose, 
en 1992, había sido la primera evidencia que sustentaba las afirmaciones de 
Simons y van Meer. Este grupo utilizó la estrategia bioquímica de aislamiento de 
DRM a partir de células MDKC y encontraron que ciertas proteínas del dominio 
apical se asociaban a estas DRM, las cuales mostraban además un 
enriquecimiento en especies de esfingolípidos, lo cual fortaleció la hipótesis de 
Simons y van Meer, en cuanto a que las proteínas podían ser clasificadas hacia 
los dominios apicales a través de su asociación con dominios lipídicos (Brown y 
Rose 1992). Más aún, se estableció el criterio de obtención de DRM como una 
herramienta de estudio de estas regiones membranales que influenció 
importantemente la investigación de este aspecto durante muchos años (Sonnino 
y Prinetti 2013). 
EL CONCEPTO DEL MODELO DE BALSAS LIPÍDICAS O “LIPID RAFTS” 
 Con este antecedente histórico, en 1997, Simons e Ikonen establecen la 
hipótesis de las balsas lipídicas como modelo para entender la función de la 
membrana plasmática. Este nuevo concepto postuló que ciertos tipos de lípidos 
membranales: esfingolípidos, colesterol y proteínas se pueden ensamblar en 
microdominios, los cuales se caracterizan por un empaquetamiento lipídico similar 
al observado en membranas modelo, particularmente en las fases líquidas 
ordenadas, dependientes de esteroles pero que coexisten con otras regiones que 
se ajustan a los postulados del modelo del mosaico fluido, tal como se muestra en 
la figura 5. En este modelo, las proteínas pueden segregarse acorde a su afinidad 
27 
 
por las balsas y cuyas funciones están implicadas en el tráfico membranal y en 
procesos de señalización. 
 
Figura 5. Hipótesis de balsas lipídicas propuesta por Simons e Ikonen 1997. La fase líquida 
ordenada (Io) corresponde a una región con una composición de lípidos cuyas cadenas aciladas 
son saturadas y extendidas, mismas que pueden interaccionar entre sí y con la parte rígida y 
planar del colesterol que se intercala entre las cadenas aciladas. La fase líquida desordenada (Id) 
se caracteriza por lípidos con cadenas aciladas insaturadas que también interactúan con el 
colesterol pero en menor grado, ambas fases coexisten y las proteínas pueden asociarse a 
cualquiera de estas regiones. Tomado y adaptado de Brown (2006). 
 
 Los términos de balsas lipídicas y DRM han sido comúnmente utilizados 
como sinónimos por razones históricas, ya que el modelo membranal fue 
establecido con base en el criterio de DRM (Tapken y Murphy 2015). Esta 
estrategia bioquímica promovió en diferentes grupos de trabajo un gran flujo de 
artículos que establecían que todo aquel componente membranal que resistía la 
solubilización a detergente estaba asociado a una balsa (Simons y Vaz 2004). 
Dicha idea fue fortalecida por los resultados de dos estrategias a través: 
1) del uso de agentes que disminuyen o secuestran el colesterol de membranas, 
como antibióticos polienos (filipina o nistatina) o la metil -ciclodextrina, que son 
capaces de intercalarse en las membranas y unirse a los esteroles, 
secuestrándolos e impidiendo otro tipo de interacciones. Considerando que los 
esteroles promueven la formación de las balsas, el impedimento de su libre 
interacción con los demás lípidos membranales afectaría la estructura de los 
dominios de lípidos e impactaría la obtención de DRM. Los resultados de los 
28 
 
estudios que utilizaron este tipo de secuestradores de esteroles, mostraron que su 
uso conducía a la pérdida de resistencia ante el detergente. 
2) de la aplicación de tratamientos de estímulos fisiológicos, como la exposición de 
células del sistema inmune ante un antígeno para identificar selectivamente 
proteínas de balsas relacionadas con procesos biológicos específicos (Pike 2009). 
No obstante, había un aspecto crítico a considerar, el hecho de que la separación 
de fases sea dependiente de la temperatura hace que el criterio de obtención de 
DRM requiera realizarse a bajas temperaturas. Lo anterior implicaría que, en el 
momento del enfriamiento de las membranas celulares, existe la posibilidad de 
inducir una separación de fases y con ello, de aumentar el tamaño de las balsas, 
reclutándose proteínas y lípidos adicionales (Brown 2006). Esta controversia 
promovió el desarrollo de nuevas técnicas de estudio de los dominios 
membranales, a fin de dilucidar la composición precisa de los componentes de las 
balsas lipídicas (Simons y Vaz 2004). Es importante señalar que dicha 
controversia trasciende a dos aspectos del modelo: la definición de marcadores de 
balsas y del tamaño de estos dominios. 
EL PAPEL DE LAS PROTEÍNAS COMO MARCADORES DE BALSAS LIPÍDICAS 
 Tradicionalmente en mamíferos, las proteínas asociadas a DRM fueron 
consideradas como marcadoras de balsas (Ma et al. 2015) y los estudios de las 
mismas por otras técnicas como la microscopía y FRET demostraron una 
asociación con dominios membranales. Los casos de los trabajos de señalización 
en células hematopoyéticas, linfocitos y mastocitos, particularmente los receptores 
de las células B y T, así como el receptor de unión a IgE “FcRI” de los mastocitos, 
evidenciaron la capacidad de reclutamiento de otras proteínas y lípidos a estos 
dominios, como la familia Scr de cinasas tipo Lyn con el receptor de células-B 
(Simons y Toomre 2000; Simons y Gerl 2010). También, esto se confirmó en los 
estudios con bacterias y virus patógenos, como la toxina del cólera de Vibrio 
cholerae que utilizan proteínas y lípidos de la superficie de las membranas. 
 El término de “rafttophilic” fue establecido por Brown en 2006, el cual se 
define como la afinidad que puede tener una proteína por asociarse a las balsas 
29 
 
cuando estás se forman. Los estudios de proteómica de preparaciones de DRM, 
ayudaron a identificar en la estructura de las proteínas motivos que les confieren 
dicha afinidad y a los cuales se les denominó señales de asociación a balsas 
(Brown 2006). Entre los motivos que se han reconocido en estos trabajos y que 
favorecen dicha afinidad por las balsas son: 
a) La unión a GPI (glucosilfosfatidilinositol), que son los primeros motivosreconocidos de afinidad a balsas (Brown y Rose 1992). 
b) La modificación lipídica de la proteína en un residuo de cisteína que se une a un 
ácido graso como el palmítico o mirístico. En el caso de las proteínas 
transmembranales, los estudios en membranas modelo han observado que, en lo 
general, esta modificación no clasifica a las proteínas hacia las regiones 
ordenadas si bien la palmitoilación en las regiones hidrofóbicas de las proteínas o 
en la parte externa o citoplasmática favorece su asociación a balsas. 
c) Interacciones proteína-proteína en las que se ha encontrado que inclusive 
cuando una proteína pierde motivos de afinidad a balsas, como los lípidos, estas 
pueden asociarse nuevamente de forma indirecta a través de interacciones con 
otras proteínas residentes de las balsas (interacción proteína-proteína). En este 
sentido, podemos citar el caso de la caveolina, proteína con localización en 
dominios, que modula interacciones proteína-proteína para dar origen a 
estructuras membranales de curvatura denominadas caveolas (Sonnino y Prinetti 
2013). 
 Las funciones de las proteínas membranales pueden ser modificadas por 
esta asociación a las balsas a través de los siguientes mecanismos: 
i) La asociación de una proteína a una fase ordenada puede contribuir a dar 
estabilidad a interacciones proteína-proteína, los estudios realizados en células B 
y T han evidenciado este mecanismo. También, existe la posibilidad de que tenga 
un efecto contrario y más bien prevenga interacciones proteína-proteína o 
proteína-lípido cuyo efecto puede ser desde una activación o inhibición de la 
función de la proteína implicada. 
30 
 
ii) La fase ordenada corresponde a un área de membrana rígida, por lo que podría 
afectar la conformación de la proteína y con ello modificar su función biológica, 
independientemente de los efectos señalados en el punto i). 
iii) La afinidad por estas balsas lipídicas puede favorecer o impedir interacciones 
proteína-lípido que influirían en la conformación de la proteína y esto llevaría a 
efectos en su función biológica. Particularmente, los carbohidratos unidos a los 
lípidos, como en el caso de los esfingolípidos, también pueden modificar las 
funciones de las proteínas vía la unión del oligosacárido con algunos residuos de 
aminoácidos de la proteína localizados en motivos extracelulares (interacción 
carbohidrato-proteína); la orientación que adquiera la cadena de oligosacáridos de 
las proteínas glucosiladas en la región extracelular puede modificar mecanismos 
de reconocimiento a través de la parte hidrofílica del –GPI que estaría localizada 
cerca de la superficie extracelular de la membrana (Sonnino y Prinetti 2013). 
 Por tanto, podemos decir que los estudios de DRM en mamíferos fueron 
valiosos en términos de que lograron identificar proteínas como marcadores 
putativos de balsas lipídicas, mismas que fueron investigadas con otras técnicas 
no invasivas, con las ventajas de promover el desarrollo de nueva tecnología, pero 
sobre todo para investigar las funciones de estos dominios membranales. 
EL CRITERIO DE DRM SOBRE EL TAMAÑO DE LOS MICRODOMINIOS 
 Como hemos enfatizado, los estudios tempranos sobre las balsas lipídicas 
se basaron fundamentalmente en la utilización del aislamiento de DRM, por lo que 
la gran mayoría de resultados se enfocaba en la propiedad de la extracción de 
resistir a la solubilización por detergentes no-iónicos. Derivado de estos trabajos, 
la percepción de una balsa se identificaba como microdominios de un tamaño 
aproximado entre 100-500 nm, cuya estabilidad era justificada únicamente por 
interacciones lípido-lípido. Las proteínas podían asociarse a estos dominios si 
tenían afinidades apropiadas por los lípidos de estas regiones, tal como hemos 
indicado en el tema anterior. Prontamente, estos hallazgos evidenciaron que las 
balsas lipídicas no eran iguales en términos de su composición y estructura, ya 
que podían ser el resultado de una colección de dominios que podían diferir en 
31 
 
términos de su composición y de su estabilidad temporal. Así fue que, entonces, el 
papel del componente proteico sobre la organización de las balsas fue 
considerado (Pike 2009). Esta nueva percepción fue adoptada y se redefinió el 
concepto durante un Congreso de Balsas lipídicas y Función Celular que se llevó a 
cabo en Steamboat Springs, CO, en el que por consenso entre la comunidad 
científica se estableció: “Las balsas membranales son pequeñas (10-200 nm), 
heterogéneas, altamente dinámicas, con dominios enriquecidos en esteroles 
y esfingolípidos que compartamentalizan procesos celulares. Los dominios 
pequeños algunas veces pueden ser estables y formar grandes plataformas 
a través de interacciones proteína-proteína y proteína-lípido” (Pike 2006). 
BALSAS, MICRODOMINIOS O NANODOMINIOS EN PLANTAS 
 En el campo de las plantas, la existencia de microdominios fue establecida 
por el grupo de Oelmüller (Peskan et al. 2000) en hojas de Nicotiana tabacum a 
través del criterio de aislamiento de DRM. Su caracterización evidenció una 
composición proteica muy diferente a la de la membrana plasmática de la cual se 
habían extraído las DRM, encontrándose un enriquecimiento de proteínas 
implicadas en procesos de señalización. Hasta el 2004, se publicó y confirmó de 
forma independiente, la existencia de estas regiones en el mismo tejido vegetal 
(Mongrand et al. 2004) y un año más tarde, en otra especie, Arabidopsis thaliana 
(Borner et al. 2005). Estos trabajos brindaron información más detallada de la 
composición lipídica (Mongrand et al. 2004) y proteica (Borner et al. 2005) que 
permitieron consolidar el concepto en este campo. A partir de estos estudios, se 
dió el auge de investigación de las balsas lipídicas en plantas a fin de poder 
comprender su papel en la fisiología vegetal. 
 Como hemos presentado, las balsas membranales en mamíferos han sido 
bien caracterizadas en términos de su función, tamaño y tiempo de vida. Sin 
embargo, esta caracterización en sistemas vegetales no ha sido establecida tal 
como se precisó por Pike (2006). La principal metodología de estudio en plantas 
ha sido por el criterio de DRM y, en años recientes, se ha evidenciado la 
existencia de agrupaciones de componentes de DRM in vivo sobre la membrana 
32 
 
plasmática de las células de plantas (Malinski et al. 2013; Minami et al. 2017). En 
este tenor, el concepto de microdominio se considera como aquel compartimento 
lateral dentro del plano de la membrana plasmática que exhibe una composición, 
estructura y función biológica distinta de la membrana que lo rodea, 
independientemente de su tamaño, estabilidad o mecanismo de formación. 
Precisando que un microdominio de membrana individual, puede surgir de una 
segregación lateral espontánea que resulta en una composición de lípidos y 
proteínas que difieren sustancialmente del resto de la membrana plasmática 
(Malinski et al. 2013). Ahora bien, los estudios recientes que utilizan metodologías 
microscópicas muy modernas y de alta resolución han sido muy consistentes en 
cuanto a identificar tamaños del orden nanométrico, por lo que también podemos 
definirlos como nanodominios, que serían estructuras membranales que 
incrementan la estabilidad y actividad de proteínas asociadas y de complejos 
proteicos cuyo tamaño oscila entre el orden nano y micrométrico; al momento no 
existe un tamaño definido concretamente, en cuanto a su relación con el término 
DRM, las membranas resistentes a detergente corresponden a una definición 
operacional basada en una estrategia bioquímica, mientras que el término 
nanodominios hace referencia a ensamblajes moleculares de lípidos y proteínas 
funcionales en la membrana plasmática (Tapken y Murphy 2015). 
ESTUDIOS DE LOS NANODOMINIOS EN PLANTAS 
 A continuación presentaremos los estudios de nanodominios en la 
membrana plasmática de plantas investigados a través desu aislamiento como 
DRM (Tabla II). Los trabajos presentados evidencian la evolución de esta línea de 
investigación. A inicios del 2000 todo se centró en la caracterización a través de 
identificar su composición proteica y lipídica, para poder comprender su función, 
por lo que hacia finales de la década hubo un auge de estudios funcionales. Es 
importante destacar que si bien hemos señalado que ambos términos de DRM y 
nanodominios no deben ser utilizados como sinónimos, los análisis de proteómica 
sobre las DRM han provisto de información funcional relevante acerca de las 
proteínas que potencialmente pueden estar asociadas a los nanodominios a través 
33 
 
de su asociación con esteroles y esfingolípidos (Borner et al. 2005; Morel et al. 
2006; Minami et al. 2008; Fujiwara et al. 2009; Takahashi et al. 2012). Estos 
trabajos resultaron ser el punto de partida para estudios posteriores, en busca de 
la relación nanodominio-función. De forma similar al estudio de mamíferos, en 
plantas el uso del criterio de DRM sentó las bases para el desarrollo de otras 
técnicas para determinar las funciones de los nanodominios en los sistemas 
vegetales (Tapken y Murphy 2015). 
34 
 
Tabla II. Estudios de nanodominios de diversos tejidos de especies vegetales utilizando el criterio de aislamiento de DRM. Basado en 
Minami et al. (2017) y Malinsky et al. (2013). 
Especie vegetal y 
material biológico 
Métodos de 
detección de 
proteínas 
Proteínas asociadas 
a DRM 
Análisis lipídico y 
especies 
investigadas 
Referencia 
Nicotiana tabacum 
Fracción MP de hojas 
Electroforesis en gel, 
inmunoréplica, 
criofractura e 
inmunolocalización 
6 GPIs, subunidad  
de una proteína G 
heterotrimérica 
 
 
No realizado 
Análisis estructural 
por criofractura. 
 
Peskan et al. 2000 
 
Nicotiana tabacum 
Fracción MP de hojas 
y de células BY-2 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos, MS* 
7 enriquecidas en 
hojas y 7 en células 
BY-2 
HP-TLC*, CG y 
MALDI-TOF* 
Glicerofosfolípidos, 
esfingolípidos y 
esteroles 
Pioneros en realizar 
un análisis 
ultraestructural por 
MET. 
 
Mongrand et al. 2004 
 
Arabidopsis thaliana 
MP de cotiledones de 
plántula 
Sinapis alba 
MP de cotiledones de 
plántula 
 
 
Electroforesis en gel, 
inmunoréplica 
Enriquecimiento de 7 
proteínas receptores 
con actividad de 
cinasas con 
repeticiones de 
leucina, 10 cinasas y 
5 proteínas de unión a 
GTPasas 
No realizado 
 
 
Shahollari et al. 2004 
Arabidopsis thaliana 
Membranas totales de 
callo 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos, MS 
Enriquecimiento de 15 
proteínas y 
disminución de aprox. 
15 proteínas 
CG, HPLC 
Esteroles y contenido 
de BCL 
 
Borner et al. 2005 
Nicotiana tabacum 
Fracción MP de 
células BY-2 
Electroforesis en gel, 
MS 
Enriquecimiento de 
145 proteínas 
 
No realizado 
 
Morel et al. 2006 
35 
 
Arabidopsis thaliana 
MP de plántulas y de 
cultivo celular 
 
 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos, MS 
ATPasa PMA2, 
acuaporina PIP1, 
remorina (2-4 veces 
de enriquecimiento) 
HP-TLC, CG-MS 
Glicerofosfolípidos, 
esfingolípidos y 
esteroles. 
Utilizaron una mutante 
en la ruta de 
biosíntesis de 
esteroles. 
Pioneros en realizar 
un estudio funcional 
de los microdominios. 
 
Laloi et al. 2007 Allium porrum 
MP de plántulas y de 
cultivo celular 
ATPasa PMA2, 
acuaporina PIP1 (2-4 
veces de 
enriquecimiento) 
Medicago truncatula 
MP de raíces 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos, MS 
Identificación de 270 
proteínas, ATPasa de 
H+ de la MP con un 
enriquecimiento de 7 
veces 
HP-TLC, CG-MS 
Glicerofosfolípidos, 
esfingolípidos y 
esteroles. 
 
Análisis de 
ultraestructura por 
MET 
 
Lefebvre et al. 2007 
 
Arabidopsis thaliana 
MP de células en 
suspensión 
Marcaje metabólico 
con 14N/15N, uso de 
metil -ciclodextrina, 
proteomica 
cuantitativa 
Identificación de una 
agrupación proteica 
dependiente de 
esteroles con 
alrededor de 37 
proteínas, las cuales 
incluyen proteínas de 
asociación a pared 
celular y modificadas 
con glucanos y lípidos 
 
 
 
APCI/MS* 
Análisis de esteroles 
 
Segundo grupo en 
realizar un estudio 
funcional y el criterio 
de uso de un 
secuestrador de 
esteroles como la 
metil -ciclodextrina 
 
Kierszniowska et al. 
2009 
 
Arabidopsis thaliana 
Fracciones MP de 
plántulas 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos, MS 
Proteínas de DRM 
que responden al frío 
(6 se incrementan y 
10 disminuyen) 
TLC 
Glicerolípidos, 
esfingolípidos y 
esteroles 
 
Minami et al. 2009 
Nicotiana tabacum Electroforesis en gel, Disminución de 4 Pioneros en realizar 
36 
 
Fraccción MP de 
células BY-2 
MS, Marcaje 
metabólico con 
14N/15N en presencia 
de un elicitor, la 
criptogeina, 
proteomica 
cuantitativa 
proteínas de tráfico 
celular (dinaminas) y 
enriquecimiento de 
una proteína de 
señalización, la 
proteína 14-3-3 
No realizado un estudio funcional 
con relación a la 
respuesta de defensa 
de la planta ante un 
patógeno 
 
Stanislas et al. 2009 
 
Oryza sativa 
Fracciones de MP de 
células en suspensión 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos, MS 
192 proteínas 
asociadas a DRM con 
alrededor de 51 
proteínas 
relacionadas a la 
inmunidad innata. 
No realizado Pioneros en realizar 
estudios funcionales 
de las DRM asociados 
a respuesta inmune 
 
Fujiwara et al. 2009 
Populus tremula 
Populos tremuloides 
Fracciones de MP de 
células híbridas en 
suspensión 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos 
Enriquecimiento de 
proteínas ancladas a 
GPI y sintasa de 
glucanos 
TLC, CG 
Glicerolípidos, 
esfingolípidos y 
esteroles 
Pioneros en realizar 
estudios funcionales 
de las DRM en un 
árbol y estar 
asociados a la 
biosíntesis de 
polisacáridos de la 
pared celular 
 
Bessueille et al. 2009 
 
Arabidopsis thaliana 
Fracciones de MP de 
células en suspensión 
Marcaje metabólico 
con 14N/15N, MS, 
proteomica 
cuantitativa 
Utiliza flagelina 
(fgl22), un patrón 
Identificación de 316 
proteínas, de las 
cuales 188 se 
encuentran en MP y 
DRM. El 34% (64) se 
enriquecen en las 
No realizado Segundo grupo que 
realiza estudio 
funcional de las DRM 
con relación a la 
respuesta de defensa 
ante patógenos 
37 
 
molecular asociado a 
una bacteria patógena 
(PAMP) 
DRM y de estás el 
56% presentan un 
dominio 
transmembranal, 12% 
poseen un ancla a 
GPI y 5% una 
modificación lipídica. 
 
Keinath et al. 2010 
 
Phaseolus vulgaris y 
Nicotiana tabacum 
Fracciones de MP de 
hojas 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos (anti-
ATPasa de H+ de la 
MP) 
ATPasa de H+ de la 
MP 
CG, MS 
Esteroles 
Ácidos grasos 
 
 
Carmona-Salazar et 
al. 2011 
Carmona-Salazar et 
al. 2015 
Zea mays 
Fracciones MP de 
embriones 
Avena sativa 
Fracciones MP de 
hojas 
 
Electroforesis en gel, 
inmunoanálisis con 
anticuerpos 
específicos, MS 
Identificación de 219 
proteínas 
No realizado 
 
Takahashi et al. 2012 
Secale cereale 
Fracciones de MP de 
hojas 
Identificación de 213 
proteínas 
*Abreviaciones: MP, membrana plasmática; MS, Espectroscopia de masas; HP-TLC, Cromatografía en capa fina de alta resolución; CG, 
Cromatografía de gases; MET, microscopia electrónica de transmisión; BCL, base de cadena larga; MALDI-MS, Matriz asistida por 
desorción/ionización por láser en tiempo de vuelo acoplada a masas; APCI/MS, Cromatografía Líquida acoplada a masas con sistema de 
ionización APCI válida para compuestos de baja a alta polaridad. 
 
38 
 
PROTEÍNAS ASOCIADAS A NANODOMINIOS QUE EVIDENCIAN LAS FUNCIONES 
FISIOLÓGICAS EN PLANTAS 
 Con base en lo anterior, un número de estudios biológicos ha revelado la 
localización de proteínas asociadas a la membrana plasmática y que se 
encuentran en nanodominios de células vivas en sistemas vegetales. La Tabla III 
integrainformación con relación a proteínas que fueron identificadas previamente 
a través del criterio de DRM y que, posteriormente, se investigaron por otras 
técnicas microscópicas. Dentro de estos ejemplares se encuentran las remorinas, 
flotilinas, transportadores de auxinas y canales como el de potasio y uno de 
aniónes, que han contribuido a dilucidar las posibles funciones de los 
nanodominios en las plantas y que a continuación revisaremos. 
Transducción de señales.- Durante la regulación del movimiento estomatal en 
respuesta al ácido abscísico (ABA) se ha identificado la participación de canales 
de potasio (KAT1) y cloruros (SLAH3) asociados a la membrana plasmática y que 
se organizan en nanodominios por mecanismos bien definidos (Sutter et al. 2006; 
Demir et al. 2013; Tapken y Murphy 2015). Así como durante la señalización de la 
fitohormona auxina, los transportadores ABCB19 y PIN1 están implicados en su 
movimiento de célula a célula (Yang et al. 2013). En ambos tipos de señalización 
de estas hormonas, se ha encontrado evidencia de que los nanodominios facilitan 
interacciones proteína-proteína a fin de modular las funciones de los residentes 
proteicos en dichas plataformas; la figura 6 esquematiza estas interacciones. 
 
 
 
 
39 
 
Tabla III. Proteínas asociadas a nanodominios que fueron identificadas por el criterio de DRM y evidenciada su localización en 
nanodominios por técnicas diversas de microscopía. Basado en Tapken y Murphy (2015). 
PROTEÍNAS 
IDENTIFICADAS 
EN DRM 
FUNCIÓN IDENTIFICADA EN 
NANODOMINIOS 
(Microscopía 
confocal) 
DEPENDENCIA 
DE 
ESFINGOLÍPIDOS 
/ESTEROLES 
EN LAS DRM 
REFERENCIAS 
ABCB9 Transportador de 
auxinas 
 Dependencia por 
esfingolípidos y 
esteroles demostrado 
con el uso de 
mutantes en enzimas 
de metabolismos y 
uso de metil -
ciclodextrina 
Titapiwatanakun et al. 
2009 
Yang et al. 2013 
PIN1 Proteína acarreadora 
del eflujo de auxinas 
 Dependencia de unión 
a ABCB9 
Titapiwatanakun et al. 
2009 
Yang et al. 2013 
Flot 1 Flotilina 
Participa en la ruta 
endocítica 
 
Marcaje con oro para 
inmunodetección por 
Dependencia de 
dominios enriquecidos 
en esteroles, 
Borner et al. 2005 
Li et al. 2012 
Jarsch et al. 2014 
40 
 
independiente de 
clatrina durante el 
desarrollo de la 
plántula. 
microscopía de 
electrónica de 
transmisión. 
evidenciado por el uso 
de metil -
ciclodextrina 
KAT1 Canal de potasio  No determinada Sutter et al. 2006 
Jarsch et al. 2014 
PIP2;1 Acuaporina  Dependencia por 
esteroles evaluado 
con el uso de metil -
ciclodextrina 
Li et al. 2011 
SLAH3 Canal de anión 
inducido por ácido 
abscísico ABA 
 No determinada Demir et al. 2013 
Remorinas 
Remorina 1.3 
Proteínas periféricas 
que se agregan en 
grupos. 
Remorina 1.3 
participa durante la 
respuesta inmune 
ante virus 
 No determinada Raffaele et al. 2009 
Lefebvre et al. 2010 
Jarsch et al. 2014 
 
41 
 
Tráfico celular.- El canal de potasio KAT1 ha sido clasificado hacia la membrana 
plasmática durante el tráfico celular por un mecanismo dependiente de SNARES, 
las cuales controlan su distribución membranal dentro de nanodominios de 
aproximadamente 500 nm de diámetro (Sutter el al. 2006). 
 El transportador de auxinas ABCB19 es una glucoproteína que participa en 
el transporte de la fitohormona auxina, que va desde el ápice de los tallos hacia 
las raíces implicando un largo desplazamiento que va sucediendo de célula a 
célula. Durante este transporte, ABCB19 recluta a PIN1, otro transportador de 
auxinas cuya asociación se da a través de la formación de nanodominios que son 
dependientes de esfingolípidos y esteroles; la figura 7 ilustra este mecanismo. 
 
 
Figura 6. Representación esquemática de nanodominios membranales con el canal aniónico 
SLAH3, implicado en la señalización por ABA y del transportador ABCB19 durante el 
movimiento de auxinas. En la izquierda se presenta el canal aniónico SLAH3 activo cuando está 
presente ABA, ya que este recluta ABI1 e impide que se una a CPK21, lo cual favorece la 
formación del complejo SLAH3/CPK21 en nanodominios enriquecidos en esfingolípidos y 
esteroles. La parte central corresponde a la ausencia de ABA, por lo que ABI1 puede unirse a 
CPK21 e impide la localización de SLAH3 en nanodominios inactivándolo. En la derecha, puede 
observarse como ABCB19 interactúa con PIN1 en nanodominios favoreciendo el transporte de 
auxinas. La presencia de FLA2 junto con otras proteínas arabidogalactanas con uniones a GPI ha 
sido consistentemente co-purificadas con ABCB19, sugiriendo un papel en la interacción con la 
pared celular. Tomado y modificado de Tapken y Murphy (2015). 
42 
 
 
Figura 7. Modelo del tráfico celular de ABCB19 mediado por esteroles y esfingolípidos con 
ácidos grasos de cadena muy larga (VLCFA). 1, La proteína FKBP42 (proteína en color azul) 
facilita el plegamiento de ABCB19 (proteína mostrada en color verde) en el retículo endoplasmático 
(ER); 2, Las interacciones ABCB19 con esfingolípidos inician en el aparato de Golgi; 3, La 
asociación de ABCB19 con esteroles sucede en la región trans del aparato de Golgi (TGN). 
Tomado y modificado de Yang et al. (2013). 
 
 La flotilina Flot1 es una proteína que está implicada en la inducción de 
curvaturas o invaginaciones de la membrana plasmática durante los procesos 
endocíticos. Esta formación de vesículas está asociada a microdominios y se ha 
encontrado que dicho mecanismo es independiente de clatrina y resulta crítico 
para el desarrollo de las plántulas (Li et al. 2012). 
Respuesta al estrés.- El grupo de Uemura fue de los primeros en realizar 
estudios funcionales de los nanodominios en plantas, en las que utilizaron la 
aclimatación al frío para evaluar los efectos sobre las DRM obtenidas de la MP de 
Arabidopsis, encontrando cambios en la composición lipídica y proteica de las 
DRM, a consecuencia del estrés por frío; particularmente las proteínas 
involucradas evidenciaron un papel de los microdominios en tráfico membranal, 
interacciones con citoesqueleto y procesos de transporte (Minami et al. 2009). En 
43 
 
este sentido, resultó interesante la presencia de acuaporinas, ya que este tipo de 
proteínas también fueron estudiadas durante el estrés por salinidad. Para ello, se 
fusionó una acuaporina PIP2;1 con la proteína verde fluorescente a fin de 
investigar su distribución membranal por técnicas microscópicas, encontrándose 
una distribución heterogénea, es decir se puede mover dentro y fuera de los 
microdominios. Durante su internalización celular están involucrados dos 
mecanismos, uno dependiente de clatrina y otro asociado a su localización en 
balsas, cuya asociación no depende de esteroles y es estimulado por salinidad. 
Estos hallazgos sugieren que tanto el reparto dinámico a lo largo de la MP como 
las vías de su reciclaje pueden estar implicadas de múltiples formas para regular 
la permeabilidad del agua (Li et al. 2011). 
Respuesta a patógenos.- La familia de proteínas REMORINAS representa a las 
proteínas asociadas a MP más investigadas en el campo de los nanodominios de 
plantas. Los estudios genéticos, de imágenes de células vivas y bioquímicos, 
sugieren que las remorinas se segregan en dominios para dar lugar a plataformas 
moleculares implicadas en la señalización por hormonas e interacciones planta-
patógeno (Raffaele et al. 2009; Jarsch et al. 2014; Gronnier et al. 2017). En las 
remorinas se ha identificado un motivo de unión a lípido, REM-CA no 
convencional, que determina la posibilidad de su organización en nanodominios 
(Gronnier et al. 2017). En cuanto al papel de las remorinas durante la interacción 
planta-patógeno, la remorina REM1.3 se ha encontrado asociada a nanodominios 
y en los plasmodesmos (PD), en donde impidió el movimiento del virus X de papa, 
protegiendo a la planta de la infección (Raffaele et al. 2009). Este dato es muy 
interesanteporque resulta contrario a lo observado en mamíferos, en los que las 
balsas han sido más bien utilizadas por los virus para infectar a las células 
(Simons y Gerl 2010). Sin embargo, esta misma proteína REM1.3 ha sido 
implicada en la susceptibilidad a la infección por el oomiceto Phytophthora 
infestans (Bozkurt et al. 2014). En cuanto a su localización en nanodominios cabe 
señalar que para dirigir esta proteína a la MP se encontró que utiliza un 
mecanismo independiente de la vía clásica de secreción mediada por COP-II, y 
además, su asociación a los nanodominios es dependiente de esteroles, sitosterol 
44 
 
y de fosfatidilinositol 4-fosfato (Gronnier et al. 2017), tal como se presenta en la 
Figura 8. 
 
Figura 8. La localización de la proteína remorina en nanodominios de la MP es dirigida por 
esteroles y PI4P. A) El modelo muestra la remorina en forma de trímeros que se asocian a los 
nanodominios enriquecidos en sitosteroles y fosfatidilinositol 4-fosfato (Pi4P). B) Estructura 
primaria de la remorina REM1.3 que presenta dos regiones 1 y 2 (R1 y R2) que constituyen el 
dominio de unión a nanodominios, denominado REM-CA. C) Modelo de inserción de REM-CA en la 
cara interna de la MP, en donde interaccionan dos residuos de lisina con los grupos fosfato de los 
PIPs. Modificado de Gronnier et al. (2017). 
 
Comunicación celular.- Como se ha destacado, las balsas lipídicas están 
implicadas en diversas funciones que son relevantes para la comunicación celular, 
particularmente, podemos citar el caso de los PD. Los PD son canales delimitados 
por una membrana que es una extensión de la MP, pero que se especializa en 
términos de proteínas específicas asociadas a estos sitios y que se encargan de 
controlar la comunicación intercelular en las plantas. Recientemente, se ha 
encontrado la existencia de nanodominios en las membranas de los PD que son 
importantes para la apropiada función de estos canales (Grison et al. 2015). 
45 
 
Específicamente, los nanodominios controlan la homeostasis de la callosa, la cual 
modula el paso de moléculas a través de los PD (Iswanto y Kim 2017), y controla 
el paso de patógenos. Previamente, se indicó que la Remorina REM3.1 se localizó 
en los PD (Raffaele et al. 2009; Grison et al. 2015). La figura 9 ilustra estas 
funciones. 
 
Figura 9. Modelo hipotético de la regulación de la permeabilidad de los plasmodesmos vía 
las balsas lipídicas. A. La biosíntesis de esteroles y esfingolípidos se inicia en el retículo 
endoplasmático (RE), en donde estás moléculas son transportadas hacia la membrana plasmática 
(MP) a través de la vía de exocitosis mediada por vesículas para formar balsas lipídicas, tanto en la 
MP como en los plasmodesmos (PD). B. Se presentan los cambios en los PD tras una infección 
por patógenos donde se observa cómo se cierra el PD. C. Se precisa la identidad de algunas de 
las moléculas mostradas en la figura. Tomado y modificado de Iswanto y Kim (2017). 
 
 Finalmente, podemos citar el trabajo de Jarsh et al. (2014) en el que se 
realizó un estudio exhaustivo de la localización membranal de varios integrantes 
de la familia de las remorinas, que se clasifican con base en el tipo de funciones a 
las que han sido asociadas. En dicho trabajo se evidenció la existencia de varios 
tipos de microdominios, que coexisten en la MP, hecho que sucede en dos 
especies vegetales independientes, Arabidopsis y Nicotiana benthamiana. El 
46 
 
análisis de los niveles de expresión de estos integrantes en la MP, reveló que la 
gran mayoría de ellas se localizan predominantemente en plataformas de 
microdominios inmóviles, donde se observó una relación función-tipo de dominio, 
lo cual sugiere que proteínas relacionadas evolutivamente se asocian a dominios 
membranales similares. Esta especialización funcional de los dominios 
membranales podría ser biológicamente seleccionada, no solo para favorecer la 
formación de complejos proteicos, sino para separar físicamente actividades 
enzimáticas de procesos fisiológicos no relacionados (Jarsh et al. 2014). 
 Considerando los datos mostrados de las funciones de los nanodominios 
con base en los estudios de las proteínas asociadas a los mismos y de que 
pueden existir dominios diferentes en la membrana plasmática, resulta relevante 
enfocarnos al estudio del papel que desempeña la composición lipídica de los 
nanodominios. Si bien se ha evidenciado el papel de las proteínas en varios 
procesos celulares, el ambiente lipídico de la membrana plasmática puede influir 
importantemente en la función de éstas. Con objeto de comprender esta 
interdependencia a continuación revisaremos la composición lipídica de esta 
vecindad de la membrana plasmática. 
LÍPIDOS CONSTITUYENTES DE LOS NANODOMINIOS DE PLANTAS 
 Los componentes lipídicos de las membranas plasmáticas son muy 
heterogéneos, altamente dinámicos y pueden modular muchas de las funciones de 
las células (Valitova et al. 2016). La composición lipídica se constituye por tres 
especies de lípidos, los glicerolípidos, esteroles y los esfingolípidos, los cuales en 
total dan lugar a más de 100 000 especies moleculares diferentes. Esto depende 
del organismo investigado e implica que cada clase de lípidos contiene miles de 
especies moleculares individuales. Una parte considerable del genoma es 
requerido para sintetizar, metabolizar y regular esta diversidad lipídica 
(Shevchenko y Simons 2010). Durante mucho tiempo estas biomoléculas 
permanecieron en la sombra de los estudios ómicos, debido a la gran complejidad 
de las especies involucradas y las limitantes técnicas para su identificación 
precisa. En ese sentido, los estudios de los glicerolípidos de plantas muestran 
47 
 
mucha similitud con las de especies de mamíferos y de hongos. Sin embargo, los 
esfingolípidos y esteroles son muy diferentes en plantas comparados con los otros 
reinos, por lo que a continuación revisaremos en extenso estos dos tipos de 
lípidos, principales constituyentes de los nanodominios en plantas (Cacas et al. 
2016). Primero revisaremos su estructura que será explicada a través de su 
biosíntesis, para posteriormente enfocarnos a su contribución en la formación de 
los nanodominios en plantas. 
ESFINGOLÍPIDOS DE PLANTAS: DIVERSIDAD Y BIOSÍNTESIS 
 Los esfingolípidos son lípidos estructuralmente muy diversos, 
constituyentes de las membranas biológicas y también moléculas bioactivas 
(Markham et al. 2013). Fueron descubiertos en 1884 en mamíferos y desde 
entonces han sido ampliamente investigados, asociándoseles con diversas 
enfermedades de desórdenes del metabolismo de lípidos. Sin embargo en plantas, 
algunas especies de esfingolípidos fueron identificadas hasta 1958 y durante casi 
4 décadas su estudio fue muy limitado. A principios de este siglo, con los recientes 
avances en las técnicas de su identificación (Markham y Jaworski 2007), junto con 
la caracterización de mutantes en su metabolismo y biosíntesis, ha sido posible 
conocer más de sus estructuras y, por tanto, de las diversas funciones que 
desempeñan en las plantas (Luttgeharm et al. 2016). Si bien, los esfingolípidos 
complejos como los GIPC y GluCer contribuyen importantemente a la 
estructuración y función de las membranas biológicas, las especies de 
esfingolípidos menos abundantes como ceramidas, ceramidas fosforiladas y otros 
intermediarios de su biosíntesis como las bases de cadena larga (BCL) y BCL 
fosforiladas están involucradas en otros procesos fisiológicos de las plantas como 
segundos mensajeros reguladores del cierre estomatal de las células guarda, 
durante la muerte celular programada, en la resistencia a patógenos y en el estrés 
por congelamiento (Luttgeharm et al. 2016). 
ESTRUCTURA Y COMPLEJIDAD DE LOS ESFINGOLÍPIDOS 
 Los esfingolípidos están constituidos por un esqueleto de ceramida que 
típicamente presenta un componente polar anclado, como un azúcar, para formar 
48 
 
un clásico lípido anfipático