Evaluacion-in-vitro-de-la-actividad-de-tres-nuevos-derivados-del-bencimidazol-contra-los-parasitos-giardia-lamblia-y-trichomonas-vaginalis

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
 FACULTAD DE QUÍMICA 
 
“Evaluación in vitro de la actividad de tres 
nuevos derivados del bencimidazol contra 
los parásitos Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis” 
 
 
 
TESIS 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
QUÍMICA FARMACÉUTICA BIÓLOGA 
 
 
PRESENTA: 
ARACELI MONROY TOVAR 
 
 
 CIUDAD UNIVERSITARIA, CD. MX., 2017 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: ABEL GUTIERREZ RAMOS 
VOCAL: MARÍA EVA GONZALEZ TRUJANO 
SECRETARIO: LILIÁN YÉPEZ MULIA 
1er. SUPLENTE: JOSE CORDERO HERNÁNDEZ 
2° SUPLENTE: RUTH IVONNE TELLEZ BALLESTEROS 
 
 
El presente trabajo se desarrolló en el Laboratorio de Parasitología Experimental de 
la Unidad de Investigación Médica en Enfermedades Infecciosas y Parasitarias del 
Hospital de Pediatría “Dr. Silvestre Frenk Freund” en Centro Médico Nacional Siglo 
XXI del IMSS. 
 
ASESOR: 
 Dra. Lilián Yépez Mulia 
 
 
 
ASESOR TÉCNICO: 
 Dra. María Alicia Hernández Campos 
 
 
SUSTENTANTE: 
 Araceli Monroy Tovar
I 
 
 
ÍNDICE 
ÍNDICE DE FIGURAS ............................................................................................ III 
ÍNDICE DE TABLAS............................................................................................... IV 
1. RESUMEN ........................................................................................................ 1 
2. INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 2 
2.1 Giardia lamblia ........................................................................................... 5 
2.1.1 Taxonomía ........................................................................................... 6 
2.1.2 Morfología ............................................................................................ 6 
2.1.3 Ciclo biológico ...................................................................................... 8 
2.1.4 Características clínicas ...................................................................... 11 
2.1.5 Patogenia........................................................................................... 11 
2.1.6 Diagnóstico ........................................................................................ 13 
2.1.7 Prevención ......................................................................................... 15 
2.2 Trichomonas vaginalis .............................................................................. 16 
2.2.1 Taxonomía ......................................................................................... 16 
2.2.2 Morfología .......................................................................................... 17 
2.2.3 Ciclo biológico .................................................................................... 19 
2.2.4 Características clínicas ...................................................................... 22 
2.2.5 Patogenia........................................................................................... 23 
2.2.6 Diagnóstico ........................................................................................ 25 
2.2.7 Prevención ......................................................................................... 26 
2.3 Quimioterapia contra giardiasis y trichomoniasis ..................................... 27 
2.3.1 Derivados de 5-nitroimidazoles .......................................................... 27 
2.3.2 Bencimidazoles .................................................................................. 31 
II 
 
2.3.3 Derivados de 5-nitrotiazoles .............................................................. 34 
2.4 Desarrollo de nuevos fármacos con actividad giardicida y tricomonicida . 36 
3. JUSTIFICACIÓN ............................................................................................. 39 
4. HIPÓTESIS ..................................................................................................... 42 
5. OBJETIVO GENERAL .................................................................................... 42 
6. OBJETIVOS PARTICULARES ....................................................................... 42 
7. DIAGRAMA DE FLUJO .................................................................................. 43 
8. METODOLOGÍA ............................................................................................. 45 
8.1 Curva de crecimiento de Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis .......... 45 
8.2 Evaluación de la actividad biológica de los compuestos ATLR-13C, 13D y 
13E contra Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis.......................................... 45 
9. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 47 
9.1 Curvas de crecimiento de los trofozoítos de G. lamblia y de T. vaginalis . 47 
9.2 Evaluación de la actividad biológica de los compuestos derivados de 
bencimidazol contra los trofozoítos de G. lamblia y T. vaginalis ....................... 48 
10. CONCLUSIONES ........................................................................................... 55 
11. REFERENCIAS .............................................................................................. 56 
12. ANEXOS ......................................................................................................... 63 
12.1 Preparación del medio ce cultivo TYI-S-33 .............................................. 63 
12.2 Preparación de PBS 1x ............................................................................ 64 
12.3 Conteo de trofozoitos con Cámara de Neubauer ..................................... 64 
12.4 Diluciones empleadas en el método de subcultivo. .................................. 66 
12.5 Resultados del Programa Probit............................................................... 67 
 
III 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
Figura 1 Incidencia de giardiasis en México por grupo de edades registradas en el 
2015. ....................................................................................................................... 3 
Figura 2 Incidencia de tricomoniosis por grupo de edades en México en 2015. ..... 4 
Figura 3 Incidencia de tricomoniosis por sexo en México en 2015. ........................ 4 
Figura 4 Estructura del trofozoíto (A) y quiste (B) de Giardia lamblia. ..................... 8 
Figura 5 Ciclo biológico Giardia lamblia ................................................................ 10 
Figura 6 Diagrama que muestra el conjunto de mecanismos de patogenia de G. 
lamblia.. ................................................................................................................. 13 
Figura 7 Morfología Trichomonas vaginalis .......................................................... 19 
Figura 8 Ciclo de vida de Trichomonas vaginalis .................................................. 21Figura 9 Estructura química del bencimidazol ....................................................... 31 
Figura 10 Micrografías electrónicas de barrido de trofozoítos de G. lamblia. ........ 33 
Figura 11 Estrategias para el desarrollo de fármacos antimicrobianos. ................ 37 
Figura 12 Curva de crecimiento de G. lamblia ...................................................... 47 
Figura 13 Curva de crecimiento de T. vaginalis. ................................................... 48 
Figura 14 Coeficiente de potencia giardicida respecto al metronidazol. ................ 50 
Figura 15 Coeficiente de potencia tricomonicida respecto al metronidazol. .......... 51 
Figura 16 Coeficiente de potencia giardicida respecto al albendazol. .................. 51 
Figura 17 Coeficiente de potencia tricomonicida respecto al albendazol. ............. 52 
Figura 18 Cámara de Neubauer ............................................................................ 64 
Figura 19 Conteo de trofozoítos en Zig-zag .......................................................... 65 
Figura 20 Diagrama de diluciones ......................................................................... 66 
 
IV 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
Tabla 1. Nuevos derivados bencimidazólicos………………………….…….…….…40 
Tabla 2. Resultados evaluación de actividad biológica de los compuestos ATLR-13A 
y 13B………………………………………………………..........….……..…………….41 
Tabla 3. Actividad biológica de los compuestos derivados del bencimidazol sobre 
los trofozoítos de Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis……...…………….……49 
Tabla 4. Potencia giardicida y tricomonicida de los compuestos ATLR-13C, ATLR-
13D y ATLR-13E con respecto al metronidazol y al albendazol…...……………….50 
Tabla 5. Sustituyentes de los compuestos ATLR-13A – ATLR-13E……..….….….54 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
 
1. RESUMEN 
 
En México una de las principales causas de diarrea aguda persistente es la 
giardiasis y esta se presenta predominantemente en niños. Aunada a esta 
enfermedad se encuentra la tricomoniosis, parasitosis de gran importancia por su 
transmisión sexual no viral, con un estimado de 170 millones de casos a nivel 
mundial cada año. Para dichas parasitosis el medicamento más utilizado es el 
metronidazol (MTZ), seguido del albendazol (ABZ) y la nitazoxanida. Sin embargo, 
muchos pacientes llegan a interrumpir su tratamiento puesto que el metronidazol 
ocasiona diversos efectos adversos, además se han reportado casos de cepas 
resistentes a dicho fármaco. 
Es por ello que el objetivo de este trabajo fue evaluar tres nuevos derivados del 
bencimidazol, ATLR-13C, ATLR-13D y ATLR-13E, en trofozoítos de Giardia lamblia 
y Trichomonas vaginalis de tal manera que en un futuro se pueda contar con nuevas 
alternativas en el tratamiento de estas parasitosis. 
 
La actividad biológica de los 3 compuestos derivados del bencimidazol se 
determinó empleando el método de subcultivo previamente descrito por Cedillo y 
Muñoz. Los resultados obtenidos mostraron que ninguno de los 3 compuestos tuvo 
mejor actividad giardicida que el ABZ y que el MTZ. En el caso de T. vaginalis 
ninguno fue más activo que el MTZ; sin embargo, los 3 fueron más activos que el 
ABZ, siendo el compuesto ATLR-13E el que tuvo mayor actividad. 
 
 
 
 
 
2 
 
 
2. INTRODUCCIÓN 
 
La giardiasis es una parasitosis con incidencia mundial, causada por el protozoario 
flagelado Giardia lamblia. Se estima que existen 2.8 x 10 8 casos por año (Lane y 
Lloyd, 2002) siendo una causa común de diarreas agudas o persistentes entre los 
niños, principalmente de países en desarrollo (Organización Mundial de la Salud, 
OMS, 1991). 
Las tasas de prevalencia notificadas varían, estimándose que en África, Asia y 
América Latina alrededor de 200 millones de personas tienen giardiasis sintomática 
con unos 500,000 nuevos casos reportados cada año (OMS, 1996). 
En los países desarrollados la resistencia de los quistes de Giardia a las medidas 
convencionales de tratamiento de agua ha contribuido a la presencia de brotes de 
giardiasis (Vázquez y Campos, 2009). En Estados Unidos para el año de 2012 se 
reportaron 15,223 casos, teniendo una incidencia de 5.8 casos por 100 000 
habitantes (Yoder y cols., 2015). 
En México, de acuerdo al Boletín Epidemiológico emitido por la Secretaria de Salud, 
en el año de 2015 se reportaron 11, 575 casos, siendo Yucatán, Sinaloa, Chiapas y 
San Luis Potosí los estados con mayor número de casos de giardiasis. Este boletín 
muestra que la incidencia de giardiasis fue mayor en los niños que se encuentran 
entre 1-4 años de edad y de 5 a 9 años de edad (Fig. 1). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Otra parasitosis de gran importancia por su transmisión sexual no viral es la 
tricomoniosis, la cual es causada por el protozoario Trichomonas vaginalis, con un 
estimado de 170 millones de casos a nivel mundial cada año (Cudmore y cols., 
2004). La OMS ha estimado que esta infección representa casi la mitad de todas 
infecciones curables en todo el mundo (Schwebke y Burgess, 2004). 
En 2015, el Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica de México informó de 
61,516 casos de tricomoniosis, en más del 90% de los casos reportados se trataba 
de mujeres (Fig. 2) y el grupo de edad en donde se presentó la mayor incidencia 
fue de 20 a 24 años, seguida de los grupos de 25 a 44 años y 45 a 49 años de edad 
(Fig. 3). 
Epidemiológicamente, las infecciones por T. vaginalis se asocian comúnmente con 
otras enfermedades de transmisión sexual, en especial la gonorrea, y son un 
marcador de comportamiento de alto riesgo sexual. La mayoría de las mujeres con 
tricomoniosis también tienen vaginosis bacteriana. Las tasas de tricomoniosis se 
distribuyen de manera más uniforme entre las mujeres sexualmente activas de 
todos los grupos de edad (Schwebke y Burgess, 2004). Aunque la infección 
neonatal con T. vaginalis es reportada infrecuentemente, se ha observado que ésta 
Figura 1 Incidencia de giardiasis en México por grupo de edades 
registradas en el 2015 (Boletín Epidemiológico de México, 2016). 
4 
 
causa infecciones del tracto urinario y vaginitis en bebés y en prematuros con 28 
semanas de gestación (Smith y cols., 2002). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2 Incidencia de tricomoniosis por grupo de edades en México 
en 2015 (Boletín Epidemiológico de México, 2016). 
Figura 3 Incidencia de tricomoniosis por sexo en México en 2015 
(Boletín Epidemiológico de México, 2016). 
5 
 
Para el tratamiento de estas parasitosis existen diferentes fármacos disponibles, 
entre los más comunes se encuentran el metronidazol, albendazol y nitazoxanida, 
siendo el metronidazol el fármaco de elección para ambas enfermedades. Sin 
embargo, este fármaco ocasiona diversos efectos adversos que llevan a la 
interrupción del tratamiento por parte del paciente, además se han reportado casos 
de resistencia tanto para G. lamblia como para T. vaginalis por lo que es necesario 
buscar nuevas alternativas para tratar dichas parasitosis. 
 
2.1 Giardia lamblia 
Giardia lamblia (sinónimo de G. intestinalis, G. duodenalis) es un microorganismo 
eucarionte, unicelular, flagelado que causa enfermedades diarreicas alrededor del 
mundo. Fue descrito por van Leeuwenhoek en 1681 mientras estaba examinando 
sus propias heces diarreicas bajo el microscopio. El organismo fue descrito en 
mayor detalle por Lambl en 1859 (Adam, 2001). Fue hasta 1882 que Kunster creó 
el nombre genérico de Giardia para designar protozoos flagelados que observó en 
el intestino de batracios. En 1888, Blanchard había sugerido que el parásito fuera 
denominado Lamblia para honrar a Lambl. Más tarde, en 1914 Alexeif señaló que 
la especie encontrada en el hombre pertenecía a este género. En 1915, atendiendo 
al criterio de prioridad, Stiles propuso la unificación de la terminología con la 
designaciónbinomial de Giardia lamblia (Tay y cols., 2002). En 1952, Filice publica 
en detalle la descripción morfológica de Giardia y propone tres nombres de especies 
usando como base la morfología del cuerpo medio: Giardia duodenalis (en el 
hombre) que tiene el cuerpo medio en forma de garra, Giardia muris (pájaros y 
roedores) que tiene el cuerpo medio redondo y Giardia agilis (en anfibios) que tiene 
el cuerpo medio en forma de lágrima (Gómez, 2010). 
Giardia es un parásito intestinal muy común de los animales domésticos, incluyendo 
el ganado, perros, gatos y la vida silvestre. La giardiasis es considerada una 
enfermedad zoonótica. Históricamente, los análisis de aloenzimas colocaron todos 
los aislados de los seres humanos en dos ensamblajes genéticos (ensamblajes A y 
6 
 
B) que abarcan al menos cuatro grupos genéticos (grupos I a IV). En los grupos AI 
y AII se encuentran los humanos mientras que los animales se encuentran en los 
grupos AI, AIII y AIV. Los ensamblajes de G. lamblia encontrados en animales 
fueron identificados como: los ensamblajes C y D en perros, ensamblaje E en 
artiodáctilos, ensamblaje F en gatos, el ensamblaje G en ratas y el ensamblaje H en 
mamíferos marinos (Feng y Xiao, 2011; Luján y Svärd, 2011). 
 
2.1.1 Taxonomía 
Phylum Sarcomastigophora 
Subphylum Mastigophora 
Clase Zoomastigophorea 
Orden Diplomonadida 
Familia Hexamitidae 
Género Giardia 
Especie Lamblia 
 
Giardia lamblia se encuentra clasificado dentro de la clase Zoomastigophorea, es 
decir, tiene flagelos como medios de locomoción (Vázquez y Campos, 2009). 
Perteneciente al orden Diplomonadida (dos cariosomas) cada uno con cuatro 
flagelos, dos núcleos, sin mitocondrias ni aparato de Golgi, con estadio de quistes 
presente y pueden ser de vida libre o parásitos, se agrupa dentro de la familia 
Hexamitidae (seis y ocho flagelos, dos núcleos, simetría bilateral y en ocasiones 
axostilos y cuerpos medios o parabasales) (Gómez, 2010). 
 
2.1.2 Morfología 
 
Estructura trofozoíto 
Los trofozoítos de G. lamblia tienen forma piriforme y miden aproximadamente 12-
15 µm de largo por 5-9 µm de ancho y 1-2 µm de espesor (Adam, 2001). Su 
extremidad anterior es redondeada y la posterior puntiaguda (Gómez, 2010). 
7 
 
El citoesqueleto de los trofozoítos está conformado por un cuerpo medio, cuatro 
pares de flagelos (anterior, posterior, caudal y ventral), funis y un disco ventral. El 
disco ventral mide de 8 a 10 µm y parece una estructura cóncava con una 
profundidad máxima de 0.4 µm, cubriendo toda la superficie ventral. Los flagelos 
nacen de cuatro pares de cuerpos basales (Romero, 1999). Durante el movimiento, 
el parásito tiende a enroscarse sobre sí mismo, mostrando lo que se conoce como 
movimiento de “hoja que cae” (Zaman, 1988). El disco ventral está compuesto de 
microtúbulos constituidos por α y β-tubulina, estos microtúbulos forman la base de 
las cintas dorsales que están constituidas por un conjunto de proteínas llamadas 
giardinas (Adam, 2001). El disco ventral participa activamente en la adherencia del 
parásito a la célula intestinal. Los flagelos, funis y cuerpo medio también están 
constituidos por microtúbulos. La membrana citoplasmática, posee lectinas que 
también juegan una importante función en los mecanismos de adhesión del parásito. 
En el citoplasma se encuentran dos núcleos ovoides simétricos, con endosoma 
central bien diferenciado, además aquí están localizadas vacuolas lisosomales, 
gránulos de glucógeno y gránulos ribosomales (Adam, 2001; Vázquez y Campos, 
2009) (Fig. 4A) 
 
Estructura quiste 
Los quistes de G. lamblia son la fase infectiva del parásito, miden aproximadamente 
de 5 a 7-10 µm de diámetro, están cubiertos por una pared de 0.3 – 0.5 µm de 
grueso y están compuestos de una capa filamentosa exterior y una capa 
membranosa interior ambas separadas por el espacio periplásmico. La porción de 
la pared externa del quiste está cubierta por una red de 7 – 20 nm de filamentos y 
la galactosamina en forma de N-acetilgalactosamina es el azúcar que predomina en 
dicha capa (Adam, 2001). 
En preparaciones teñidas se aprecia en el interior del quiste un citoplasma granular 
en el que se encuentran inmersos varios núcleos que van en número de 2 a 4, dicho 
número dependerá del grado de madurez quística, los quistes inmaduros poseen 2 
núcleos, mientras que los maduros tienen 4 en su interior (Vázquez y Campos, 
8 
 
2009). Además, se observan unas fibrillas curvas en forma de “S” que corresponden 
a los futuros flagelos del trofozoíto (Gómez, 2010) (Fig. 4B). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2.1.3 Ciclo biológico 
 
El ciclo biológico de transmisión de G. lamblia se inicia con la ingestión de quistes, 
determinándose que entre 10 y 100 quistes son necesarios para establecer la 
infección (Vázquez y Campos, 2009). 
 
La transmisión del parásito por vía oral se realiza a través de la ingesta de alimentos 
y agua contaminada con quistes viables del parásito, aunque también la transmisión 
puede ser fecal-oral. El agua no filtrada de corrientes o de lagos expuestos a la 
contaminación por heces humanas y de animales constituye una fuente común de 
infección (Chin, 2001) (Fig. 5). 
Figura 4 Estructura del trofozoíto (A) y quiste (B) de Giardia 
Lamblia. (FA= flagelo anterior, FPL= flagelo posterior lateral, 
FC= flagelo caudal y FV= flagelo ventral) (Ankarklev y cols., 
2010) 
9 
 
Los quistes son relativamente inertes, pueden sobrevivir largo tiempo en diferentes 
condiciones ambientales, por ejemplo soluciones hipotónicas como el agua, se ha 
visto que a 21°C los quistes pueden sobrevivir alrededor de un mes y a 8°C por más 
de dos meses; sin embargo no resisten la desecación ni temperaturas mayores de 
50°C durante 15 minutos, pero tienen gran resistencia ante los desinfectantes 
clorinados (Vázquez y Campos, 2009). 
 
Después de la ingestión, ocurre el proceso de desenquistamiento en el duodeno, 
como resultado de la exposición al pH gástrico ácido y a las enzimas pancreáticas 
tripsina y quimiotripsina; produciendo dos trofozoítos de cada quiste. Los trofozoítos 
se replican en las criptas del duodeno y el yeyuno superior, se reproducen 
asexualmente por fisión binaria (Ortega y Adam, 1997). 
 
Los trofozoítos, forma vegetativa del parásito, se adhieren a la pared intestinal del 
hospedero utilizando su disco ventral adhesivo, es ahí donde obtienen los nutrientes 
necesarios para su proliferación (Adam, 2001). 
 
Un pH ligeramente alcalino de 7.8 conjugado con sales biliares y ácidos grasos son 
condiciones que promueven el enquistamiento de trofozoítos en el yeyuno (Adam, 
2001). Así comienza el enquistamiento en el intestino delgado en donde el trofozoíto 
sufre retracción de sus flagelos y, más tarde, se rodea de una pared quística; 
proceso que por lo regular ocurre en las porciones bajas del íleon, como 
consecuencia de lo anterior los quistes son excretados con las heces. Los quistes 
excretados son susceptibles a ser ingeridos de nuevo por otro huésped para 
reiniciar su ciclo biológico (Vázquez y Campos, 2009). 
10 
 
 
 
 
Figura 5 Ciclo biológico Giardia lamblia (Tomado de www.cdc.gov) 
11 
 
 
2.1.4 Características clínicas 
 
El periodo prepatente es de nueve días, el de incubación de 12 a 19 días y el de 
infección dura algunas semanas a varios meses. Esta parasitosis puede ser 
asintomática o sintomática en fase aguda o crónica (Becerril, 2008). Se estima que 
alrededor de un 60% de las giardiasis cursan de manera asintomática, aunque esta 
cifra puede modificarse dependiendo del grupo de población y el área geográfica 
estudiada. La giardiasis asintomática es más frecuente en niños y adultos de áreas 
endémicas donde las reinfecciones son muy frecuentes (Vázquez y Campos, 2009). 
 
Cuandola enfermedad es sintomática se suele presentar con diarrea crónica, 
esteatorrea, cólicos abdominales, sensación de distensión abdominal y expulsión 
frecuente de heces laxas, pálidas y grasosas, así como fatiga y pérdida de peso 
(Chin, 2001). 
 
2.1.5 Patogenia 
 
Investigaciones realizadas durante las últimas dos décadas han establecido que la 
fisiopatología de la giardiasis es multifactorial e involucra factores parasitarios del 
huésped, la dieta y los factores ambientales, así como procesos inmunológicos y no 
inmunológicos (Buret y cols., 2015). 
 
La fisiopatología de la diarrea aguda en giardiasis implica diferentes procesos como 
son el aumento de apoptosis de los enterocitos, interrupción de la función de la 
barrera intestinal, acortamiento de las microvellosidades con o sin atrofia de las 
vellosidades, deficiencia de disacaridasas, malabsorción intestinal, hipersecreción 
de aniones y el aumento del tránsito intestinal (Buret y cols., 2015)(Fig.6). 
 
En estudios utilizando modelos in vivo e in vitro se ha demostrado que Giardia causa 
malabsorción de glucosa, sodio, agua y se reduce la actividad de la enzima 
12 
 
disacaridasa, debido a la pérdida del área de superficie de absorción epitelial. Este 
parásito también puede alterar las respuestas secretorias de cloruro en células de 
colon humanas in vitro, así como en modelos murinos. La giardiasis crónica puede 
provocar una hipersecreción de iones cloruro en los seres humanos; por lo tanto, 
una combinación de malabsorción y secreción de electrolitos parece ser 
responsable de la acumulación de líquido en el lumen intestinal durante esta 
infección (Buret, 2007). 
 
 La reducción de la función intestinal inducida por la giardiosis implica la ruptura de 
las uniones celulares del epitelio intestinal, afectando las proteínas zonula ocludens 
1 (ZO-1), claudina 1 y 4, ocludina, así como de F-actina y α-actina componente del 
anillo de actomiosina que regula el flujo paracelular. La pérdida de la integridad de 
la barrera epitelial es mediada por la activación de la cinasa miosina de cadena 
ligera. La alteración del complejo de proteínas de uniones estrechas epiteliales son 
dependientes de la caspasa-3 (Buret y cols., 2015). Todos estos mecanismos 
contribuyen al daño epitelial y a la malabsorción. La atrofia de las vellosidades y el 
recambio acelerado de los enterocitos que, debido al aumento del índice mitótico, 
generan enterocitos inmaduros con producción enzimática defectuosa o disminuida 
(Becerril, 2008). 
Estudios in vitro demostraron que el co-cultivo de trofozoítos de G. lamblia con la 
línea celular Caco-2 estimula la secreción de las enzimas arginina deiminasa (ADI), 
enolasa y ornitina carbomoil transferasa (OCT). Estas enzimas son reconocidas por 
sueros de pacientes con giardiasis. Estudios en los que se estimuló a las células 
Caco-2 con las interleucinas, IL-1α, TNFα e IFN para la producción de óxido nítrico 
(ON), y en presencia de ADI recombinante del parásito, demostraron una menor 
producción de ON, sugiriendo que ADI puede interferir directamente en la respuesta 
inmune de mucosas, facilitando la colonización eficaz del intestino delgado humano 
(Ringqvist y cols., 2008). 
 
13 
 
 
 
 
2.1.6 Diagnóstico 
 
En pacientes con evacuaciones blandas o diarreicas se indica examen directo en 
fresco puesto que hay mayor probabilidad de encontrar trofozoítos. El análisis de 
laboratorio por examen directo microscópico y macroscópico se realiza utilizando 
lugol 1% o solución salina 0.83% o solución salina-eosina o hematoxilina férrica 
(Gómez, 2010). 
 
Los estudios coproparasitoscópicos (CPS) cualitativos de concentración, como el 
de flotación de Faust (sulfato de zinc) o de sedimentación de Ritchie (formol-éter), 
Figura 6 Diagrama que muestra el conjunto de mecanismos de patogenia de G. 
lamblia. (Tomado de Buret y cols., 2015). 
14 
 
se llevan a cabo en pacientes con evacuaciones de consistencia formada o 
semiformada en donde es muy posible encontrar quistes. La sensibilidad de los CPS 
se incrementa cuando se analizan varias muestras de diferentes días: con una 
muestra la sensibilidad es de 76 a 86%; con dos, de 90% y con tres hasta de 97.6% 
(Becerril, 2008). 
 
Debido a la intermitencia de expulsión de trofozoítos y quistes en heces, a veces se 
hace necesario recurrir a otros métodos como la observación directa del protozoo 
en aspirado de líquido duodenal al microscopio (Vázquez y Campos, 2009). 
 
Para la obtención de líquido duodenal se utiliza la cápsula de Beal la cual es de 
gelatina de 2 ceros unida a un hilo de nylon de 90 cm, en su interior tiene un hilo de 
algodón trenzado, en la porción proximal de éste se encuentra unido un pedazo de 
plomo recubierto de silicones que sirve como marca radiológica. La cápsula se 
administra en pacientes mayores de 4 años de edad en ayunas, se fija un extremo 
del hilo de nylon a la comisura labial, después, cuando la cápsula ha permanecido 
en duodeno 1 o 2 horas, se extrae y, en el líquido absorbido por el hilo de algodón 
trenzado se buscan trofozoítos (Vázquez y Campos, 2009). 
 
En algunas circunstancias, aún con un diagnóstico epidemiológico y clínico, los 
métodos de laboratorio no confirman todos los casos, esto puede ser debido a que 
tal vez los métodos diagnósticos no son lo suficientemente sensibles para detectar 
infecciones leves. En estas circunstancias se puede recurrir a métodos más 
sensibles como la detección por ELISA o inmunofluorescencia del antígeno de 
Giardia (GSA65) en heces, que no presenta reactividad cruzada con otras bacterias 
o levaduras intestinales. Debido a que en estas pruebas se utilizan anticuerpos 
monoclonales o policlonales contra el antígeno GSA65, son mucho más sensibles 
que los métodos coproparasitoscópicos, con una sensibilidad del 98% y una 
especificidad cercana al 100% (Vázquez y Campos, 2009). 
 
 
15 
 
 
 
2.1.7 Prevención 
 
Para prevenir la giardiosis es necesario educar sobre higiene personal a las familias, 
residentes y miembros del personal en instituciones, y sobre todo a quienes trabajan 
en guarderías o jardines infantiles, en cuanto a la necesidad de lavarse las manos 
antes de manipular alimentos y de comer, y después de defecar (Chin, 2001). 
 
Es necesario desinfectar todas las frutas y verduras que se consumen sin cocción. 
El método más seguro y económico de obtener agua para beber es la ebullición. La 
filtración es un método excelente, ya que retiene a los quistes de G. lamblia e incluso 
a bacterias enteropatógenas (Becerril, 2008). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
 
 
2.2 Trichomonas vaginalis 
 
Trichomonas vaginalis es el agente causante de tricomoniosis, una causa común 
de vaginitis (Schwebke y Burgess, 2004). Este parásito fue descubierto por Donné, 
en 1836, cuando examinaba al microscopio las secreciones vaginales de una mujer 
con vaginitis; sin embargo, su acción patógena fue puesta en duda durante muchos 
años, hasta que en 1916, Hoehne insistió sobre la participación de ese 
microorganismo en los cuadros clínicos de vaginitis (Tay y cols., 2002). Trussell y 
Plass determinaron que T. vaginalis era el agente causal de vaginitis puesto que 
satisface los postulados de Koch. Esto se logró demostrar mediante la inoculación 
de T. vaginalis en la vagina de voluntarias saludables no infectadas. En 1947 
Trussell publicó una monografía en la que describe la infección del conducto genital 
bajo causada por T. vaginalis (Faro y Soper, 2002). 
 
2.2.1 Taxonomía 
 
T. vaginalis es un parásito protozoario, y su clasificación taxonómica se basa en el 
esquema de clasificación propuesto por Dyer (Schwebke y Burgess, 2004). 
 
Phylum Zoomastigina 
Clase Parabasalia 
Orden Trichomonadida 
Familia Trichomonadidae 
GéneroTrichomonas 
Especie Vaginalis 
 
El Phylum Zoomastigina refiere a protozoos que poseen flagelos. La clase 
Parabasalia indica la presencia de un cuerpo parabasal: Golgi asociado con 
17 
 
cinetosomas; axostilo (microtúbulos en paquetes); membrana ondulante, una 
extensión de la membrana de plasma que envuelve el flagelo recurrente. El orden 
Trichomonadida refiere la presencia de cuatro a seis flagelos, libres o unidos a una 
membrana ondulante; no hay quistes verdaderos. La familia Trichomonadidae 
describe la presencia de un citostoma, tres a cinco flagelos libres (un flagelo en el 
margen de la membrana ondulante); axostilo que sobresale a través de la parte 
posterior de la célula. En el género Trichomonas se encuentran los protozoos con 
cuatro flagelos libres; uno recurrente, a lo largo del margen exterior de la membrana 
ondulante; una costa en la base de la membrana ondulante, y un axostilo que se 
extiende a través de la célula (Schwebke y Burgess, 2004). 
 
Tres especies de tricomonas pueden estar presentes en el ser humano: T. vaginalis, 
T. tenax, parásito comensal propio de la cavidad bucal, y T. hominis, característica 
del tubo digestivo, sin ser claramente patógena (Santos, 2014). 
 
 
2.2.2 Morfología 
 
La forma de T. vaginalis típicamente es piriforme, aunque las formas ameboides son 
evidentes en parásitos adheridos a tejidos vaginales in vivo (Schwebke y Burgess, 
2004). Mide de 7 a 30 micras de largo por 4 a 15 micras de ancho; el rango de 
tamaño aparentemente depende del pH, la temperatura y la concentración de 
oxígeno del ambiente específico que infecta o del tipo de medio de cultivo donde se 
desarrolle (Faro y Soper, 2002; Tay y cols., 2002). El pH óptimo de crecimiento es 
de 5.5 a 5.8, sobrevive poco tiempo en secreciones vaginales de acidez extrema 
(Tay y cols., 2002). 
Los organismos no divididos tienen cuatro flagelos anteriores los cuales nacen en 
el blefaroplasto, encima del núcleo, y recorren el canal periflagelar que está rodeado 
por la pelta, una red de microtúbulos, que recubre parcialmente las estructuras 
basales de los cuatro flagelos. El quinto flagelo está formado por un citoesqueleto 
18 
 
de actina y tubulina y proporciona un movimiento ondulante. Este flagelo está 
situado en la parte posterior formando la membrana ondulante, asociada a una 
estructura llamada costa, cuya función es dar resistencia a la estructura del parásito 
(Schwebke y Burgess, 2004; Santos, 2014). El núcleo es excéntrico, situado en la 
parte anterior del cuerpo del parásito, con la cromatina distribuida en forma uniforme 
y envuelto en una membrana nuclear porosa. El axostilo es una estructura delgada, 
hialina, en forma de sable, que se inicia en el núcleo y atraviesa en forma 
longitudinal el cuerpo del parásito para terminar en punta en la porción posterior. 
Tanto en la costa como en el axostilo existe una gran cantidad de gránulos 
siderófilos; estos organelos son negativos a la catalasa, lo que indica que carecen 
de peroxisomas y producen moléculas de hidrógeno (hidrogenosomas) con 
actividad considerable en el metabolismo parasitario. Los gránulos paracostales y 
paraaxostilares se hallan dispuestos en tres hileras paralelas y hay además 
gránulos de glucógeno observables mediante microscopia electrónica de 
transmisión (Petrin y cols., 1998) (Fig. 7). 
No se han descrito formas quísticas; sin embargo, en situaciones desfavorables, T. 
vaginalis puede interiorizar sus flagelos y adoptar una configuración de 
pseudoquiste (Santos, 2014). 
 
 
19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2.2.3 Ciclo biológico 
 
El ciclo de vida de T. vaginalis es simple, ya que el trofozoíto se transmite 
generalmente a través del coito y no se conoce alguna forma de quiste. El transporte 
del parásito entre las mucosas en el acto sexual se hace mediante las secreciones 
de quienes participan en él, como el flujo vaginal, el líquido preseminal y el semen. 
El pH alcalino es ideal para que T. vaginalis produzca la infección. Durante la 
excitación y el acto sexual, la mujer secreta fluidos que aumentan el pH vaginal, 
normalmente ácido (2-4.8); además el semen, que es alcalino, favorece la 
transmisión del parásito. Una vez que el parásito invade la mucosa genital, tiene 
preferencia por localizarse, en el caso de la mujer, en las glándulas de Bartholino y 
parauretrales y en sus secreciones, además de la vagina y el cérvix. En el hombre 
coloniza principalmente el surco balano-prepucial, las glándulas prepuciales, la 
uretra prostática y las vesículas seminales. Una vez que el trofozoíto se encuentra 
Figura 7 Morfología Trichomonas vaginalis 
(Tomado de: https://instruct.uwo.ca/biology/332a/wk2trc.jpg) 
 
20 
 
en la mucosa, se reproduce mediante fisión binaria longitudinal con un periodo de 
incubación que oscila entre 4 y 28 días, y crece con la presencia de sales de hierro, 
como las que se encuentran en la sangre menstrual, y de la glucosa, presente en el 
epitelio vaginal durante la edad fértil (Schwebke y Burgess, 2004; Santos, 2014) 
(Fig. 8). 
 
El ser humano es el único hospedero de T. vaginalis y aunque su transmisión es, 
por lo general, por contacto sexual, se han realizado experimentos en donde se ha 
visto que las toallas húmedas, ropa interior y artículos similares pueden ser fuentes 
de infección entre los niños y los adultos, ya que se han recuperado trofozoítos 
viables de paños húmedos 24 horas después de la contaminación. Además, se han 
encontrado parásitos vivos y con capacidad de infectar en inodoros, piscinas y 
zonas húmedas, tras 24 horas a 35 °C. En ambientes secos, calurosos y en la luz 
solar directa, el parásito muere aproximadamente a los 30 minutos (Burton y cols., 
2013; Santos, 2014). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8 Ciclo de vida de Trichomonas vaginalis (Tomado de 
http://www.cdc.gov/dpdx/trichomoniasis/) 
22 
 
2.2.4 Características clínicas 
 
De acuerdo con la gravedad de la infección, la tricomoniosis puede clasificarse 
como aguda, crónica, o asintomática (Petrin y cols., 1998) Casi la mitad de todas 
las mujeres con T. vaginalis son asintomáticas (Schwebke y Burgess, 2004). 
El cuadro clínico de la infección aguda revela flujo vaginal (42%), olor desagradable 
(50%), y edema o eritema (22 a 37%). La secreción se describe clásicamente como 
espumosa, pero en realidad es espumosa en alrededor del 10% de los pacientes, 
el color de la secreción puede variar (Schwebke y Burgess, 2004). A la exploración 
ginecológica se observa edema y eritema de los labios con afección de las glándulas 
de Skene y de Bartholin; la vagina y el cuello uterino se tornan friables con lesiones 
edematosas y hemorragias puntiformes descritas como “cuello en fresa” (macularis 
colpitis) (Becerril, 2008). 
 
En la infección crónica, los síntomas predominantes son suaves, con prurito y 
dispareunia, mientras que la secreción vaginal puede ser muy escasa y se mezcla 
con moco. Esta forma de la enfermedad es particularmente importante desde el 
punto de vista epidemiológico, ya que estos individuos son la fuente principal de la 
transmisión del parásito (Petrin y cols., 1998). 
 
Las complicaciones asociadas con la tricomoniosis en mujeres incluyen varias 
condiciones inflamatorias, erosión cervical, cáncer de cuello uterino, y la infertilidad. 
En las mujeres embarazadas, hay predisposición a la ruptura prematura de 
membranas (debido a la inducción de citocinas proinflamatorias producidas por el 
sistema inmune al atacar a T. vaginalis), lo que lleva a entrar en trabajo de parto 
pretérmino y el producto es de bajo peso al nacer (Santos, 2014). 
 
La tricomoniosis en hombres por lo general se manifiesta como uretritis clínicamente 
similar a otras infecciones no gonocócicas que generalmente se resuelveen 10 días 
o menos. Los hombres sintomáticos pueden presentar una secreción transparente 
o mucopurulenta, disuria, prurito en el glande, edema prepucial, erección dolorosa 
23 
 
y eyaculación precoz. Las complicaciones asociadas con T. vaginalis suelen incluir 
prostatitis, uretritis, cistitis, balanopostitis, epididimitis y esterilidad (Cudmore y cols., 
2004; Santos, 2014). 
 
 
2.2.5 Patogenia 
 
La relación parásito-célula-huésped se inicia por un mecanismo de adhesión el cual 
se realiza una vez que el parásito se une, degrada y atraviesa el moco vaginal. La 
adhesión de T. vaginalis a las células del epitelio urogenital, es un evento 
multifactorial en el que participan diversas moléculas de la superficie del parásito 
como adhesinas (AP65, AP51, AP33 y AP23), receptores específicos para 
componentes de la matriz extracelular y lipofosfoglicanos, además de que se 
requiere de la actividad de proteasas de tipo cisteína (CPs) de 30 kDa, y de 65 kDa 
(Cp30 y CP65, respectivamente) (Arroyo y cols., 2010). CP30 es necesaria para 
llevar a cabo la adhesión del parásito a la célula blanco en la vagina y el ectocérvix; 
CP65 funciona como una de las moléculas que participan en la citotoxicidad del 
parásito hacia la célula blanco, ambas se encuentran en la superficie del parásito y 
degradan proteínas del microambiente vaginal (Becerril, 2008) como fibronectina y 
colágenas I y IV, así como inmunoglobulinas. La actividad proteolítica de estas 
moléculas se modula diferencialmente por hierro y por poliaminas (Arroyo y cols., 
2010). 
 
Desde el punto de vista histopatológico, este parásito produce degeneración y 
destrucción celular en el epitelio vaginal, con lo que se genera una respuesta 
inflamatoria a expensas sobre todo de polimorfonucleares y escasos eosinófilos; 
estas alteraciones generan una respuesta vascular importante con la presencia de 
puntos hemorrágicos y edema de la mucosa, con aparición de placas eritematosas 
que a la exploración han sido descritas “en fresa”; este edema e infiltrado 
leucocitario dan lugar a erosión y descamación de las células superficiales, lo que 
24 
 
aunado a la sobreinfección bacteriana produce el exudado característico (Becerril, 
2008). 
 
Para su nutrición, T. vaginalis aprovecha el glóbulo rojo, utilizando el colesterol de 
su membrana y el hierro de la hemoglobina que transporta. Para ello tiene en la 
superficie dos carbohidratos importantes en la adherencia a los eritrocitos y la lisis 
de los mismos: D-lactosa y N-acetil-B-D-glucosamina (Santos, 2014). 
 
En los mecanismos de patogenicidad independientes del contacto intervienen el 
factor de desprendimiento celular (CDF), los desechos del parásito y la merma de 
la concentración de estradiol en la vagina. Cuando el CDF interactúa con la célula 
epitelial, induce su desprendimiento. Se acepta que el CDF es un marcador de 
virulencia porque al elevarse su concentración aumenta la sintomatología. Durante 
la menstruación el déficit de estrógenos aumenta la concentración de CDF y da 
lugar a una sintomatología más fuerte (Santos, 2014). 
 
Posiblemente la complicación más significativa de T. vaginalis ha sido que, 
aumenta la transmisión del VIH hasta en 2 veces. Existen diferentes mecanismos 
posibles para esto. Primero, la infección con T. vaginalis resulta en una respuesta 
inflamatoria, que conduce al reclutamiento de los linfocitos y los macrófagos CD4 a 
la mucosa vaginal y cervical. En segundo lugar, T. vaginalis tiene un efecto 
directamente citopático in vitro, lo que resulta en microhemorragias puntiformes 
comprometiendo potencialmente la barrera mecánica para la adquisición del VIH. 
En tercer lugar, se ha demostrado que este parásito se asocia con un aumento de 
la carga viral en los compartimientos seminales y cérvico-vaginal. La carga viral es 
reconocida como un factor de riesgo significativo para la transmisión del VIH entre 
parejas discordantes. Por último, algunos estudios han demostrado que T. vaginalis 
aumenta la susceptibilidad a la vaginosis bacteriana o la colonización con otra flora 
vaginal anormal que a su vez podría incrementar el riesgo de contraer el VIH 
(Johnston y Mabey, 2008). 
 
25 
 
 
2.2.6 Diagnóstico 
 
El método más común de diagnóstico es la visualización de las tricomonas móviles 
en una preparación de solución salina con fluido vaginal. Esto debe llevarse a cabo 
dentro de los primeros 10 a 20 min después de la recolección de la muestra, o los 
organismos pierden su viabilidad. Los organismos son del tamaño de una célula 
blanca de la sangre y pueden ser activamente móviles o se pueden ver golpear sus 
flagelos en reposo (Schwebke y Burgess, 2004). 
 
Los estudios que comparan la microscopia en fresco con las pruebas de detección 
molecular altamente sensibles documentan la baja sensibilidad de la microscopia, 
que oscila entre 44% a 68%. Además, las condiciones de almacenamiento o 
transporte de muestras subóptimas, especialmente temperaturas inferiores a 22 ° 
C, reducen aún más la movilidad del parásito y por lo tanto la sensibilidad de dicho 
método de diagnóstico (Hobbs y Seña, 2013). 
 
En la mayoría de los casos hay aumento en el pH vaginal de aproximadamente 4 a 
tan alto como 7, provocado por una disminución o eliminación de especies 
endógenas de Lactobacillus (Cudmore y cols., 2004). La prueba de olor, adición de 
hidróxido de potasio al fluido vaginal para la detección olfativa de aminas, es 
variable (Schwebke y Burgess, 2004). 
 
En la actualidad, el "estándar de oro" para el diagnóstico de la tricomoniosis es el 
cultivo, tradicionalmente logrado en medio de Diamond; debido a que dicho medio 
no está ampliamente disponible, se usa el método de cultivo InPouch TV compuesto 
por medio líquido en una bolsa clara (Faro y Soper, 2002). En esta técnica es posible 
tener un retraso en la inoculación, esto permite la lectura inicial de la preparación 
en fresco y la posterior inoculación de la bolsa de cultivo si la preparación en fresco 
es negativa. Los resultados de la prueba de cultivo están disponibles en 2 a 5 días 
(Schwebke, 2004). En comparación con las pruebas de alta sensibilidad de 
amplificación de ácidos nucleicos por el método de la reacción de la polimerasa 
26 
 
(PCR, por sus siglas en inglés), la sensibilidad del cultivo oscila entre 44% a 75% 
para la detección de T. vaginalis en muestras de mujeres. En los hombres, la 
sensibilidad del cultivo varía de 40% a 56%; siendo la orina más sensible que una 
muestra de exudado uretral para cultivo (Hobbs y Seña, 2013). 
Las tricomonas se pueden observar en las pruebas de Papanicolaou con una 
sensibilidad de alrededor del 60% y una especificidad del 95% (Schwebke y 
Burgess, 2004). 
 
Recientemente se ha utilizado el ensayo inmunoenzimático para la detección de 
tricomonas, este tipo de ensayo demostró una sensibilidad y especificidad de 78.5 
y 98.6%, respectivamente, en comparación con el método de cultivo (Schwebke y 
Burgess, 2004). La FDA de Estados Unidos ha aprobado una prueba 
inmunocromatográfica, el “OSOM Trichomonas Rapid Test” (Genzyme Diagnostics) 
con sensibilidad mayor a 83% y especificidad mayor a 97%. Los resultados de esta 
prueba están disponibles en aproximadamente 10 minutos (Gómez, 2010). 
 
Existen sondas genéticas comerciales (Affirm VP III, Becton-Dickinson) que 
detectan la presencia de Candida spp., G. vaginalis y T. vaginalis en muestras 
vaginales con resultados disponibles en 45 minutos, con sensibilidad del 83% y 
especificidad del 100% para T. vaginalis, en comparación con el cultivo y el examen 
en fresco (Gómez, 2010). 
 
El diagnóstico de esta infección es más difícil en el caso de los hombres, los mejores 
resultados se producen mediante la combinación del cultivo de muestras de uretra 
y del sedimento de orina, cabe mencionar que es mejor el diagnóstico utilizando 
PCR pues tiene más sensibilidad (Schwebkey Burgess, 2004). 
 
2.2.7 Prevención 
 
Puesto que el contacto sexual es la forma más frecuente de transmitir la infección, 
el problema más importante es la promiscuidad, por lo que es necesario administrar 
27 
 
el tratamiento a todos los compañeros sexuales del paciente; el uso del condón es 
una buena alternativa para la prevención no sólo de estos casos, sino de todos los 
padecimientos de transmisión sexual (Becerril, 2008). 
 
2.3 Quimioterapia contra giardiasis y trichomoniasis 
 
2.3.1 Derivados de 5-nitroimidazoles 
 
El tratamiento de estas dos infecciones se basa principalmente en el uso de 
fármacos, entre ellos, los derivados nitroimidazoles. Esta clase (metronidazol, 
tinidazol, ornidazol y secnidazol) fue descubierta en 1955 y se encontró que era muy 
eficaz contra varias infecciones por protozoos (Gardner y Hill, 2001). 
 
El metronidazol, el cual, en un principio estaba determinado a ser usado contra T. 
vaginalis y Entamoeba histolytica tras su descubrimiento a finales de 1950, se 
empezó a emplear para tratar la giardiasis (Gardner y Hill, 2001). El metronidazol 
es actualmente el fármaco de elección para el tratamiento de la tricomoniosis y la 
giardiasis. 
 
El mecanismo de acción de este fármaco inicia cuando entra al trofozoíto por 
difusión pasiva. Una vez dentro de la célula ocurre reducción del grupo nitro por el 
metabolismo anaerobio de la piruvato ferrodoxina oxidorreductasa (PFOR) (Gardner 
y Hill, 2001), que cataliza la descarboxilación del piruvato a acetil-CoA y CO2, y de 
modo paralelo reduce la ferrodoxina (Fd) (Santos, 2014). Otro mecanismo para la 
reducción del grupo nitro es a través de la tiorredoxina reductasa de G. lamblia 
(GlTrxR) que actúa directamente en el metronidazol como nitroreductasa (Leitsch y 
cols., 2011). El metronidazol reducido sirve como un aceptor terminal de electrones 
que se une a las macromoléculas de ADN, lo que da lugar a la pérdida de la 
estructura y rotura de las cadenas helicoidales y con ello la muerte del trofozoíto 
(Gardner y Hill, 2001).Es muy probable que el modo de acción de otros 5-
28 
 
nitroimidazoles, por ejemplo, tinidazol y ornidazol sea idéntico al reportado para el 
metronidazol (Leitsch y cols., 2011). 
 
Tanto para el tratamiento de giardiasis como de tricomoniosis la dosis recomendada 
de metronidazol en pacientes adultos es de 250 mg tres veces al día durante 7 días, 
500 mg dos veces al día durante 7 días o 2 g en dosis única (Cudmore y cols., 
2004). En el caso de giardiasis en niños, la dosis debe ser de 15 mg/Kg/día, una 
vez al día por siete días (Escobedo y Cimerman, 2007). El tinidazol y ornidazol se 
administran como dosis únicas de 1 o 2 g (Leitsch y cols., 2015). 
La vida media del metronidazol en plasma es de unas ocho horas y su volumen de 
distribución es aproximadamente el del agua corporal total (Goodman & Gilman, 
1996). La concentración máxima en el plasma se alcanza en 1-3 horas (Katzung, 
2007). En promedio, 10% del compuesto está ligado a proteínas plasmáticas. El 
metronidazol penetra adecuadamente a los líquidos y tejidos corporales que 
incluyen secreciones vaginales, líquido seminal, saliva y leche materna. El 
metronidazol se metaboliza en el hígado mediante el citocromo P450 (CYP450), y 
tal función explica más de 50% de la desaparición del metronidazol a nivel sistémico 
(Goodman & Gilman, 1996). La excreción es, en orden descendente, renal (77%), 
fecal (14%) y pulmonar (5%). El 4% restante se excreta en la leche materna, el 
semen, el fluido vaginal, la saliva y la bilis (Santos, 2014). 
 
Durante la terapéutica pueden observarse lengua saburral, glositis y estomatitis. 
Entre los efectos neurotóxicos que obligan a interrumpir el consumo de metronidazol 
están mareos, vértigos y, en raras ocasiones, encefalopatía, convulsiones, 
incoordinación y ataxia (Goodman & Gilman, 1996). También se ha observado 
eosinofilia, leucopenia, palpitaciones, confusión, y la neuropatía periférica; además 
se han señalado casos de urticaria, hiperemia facial, prurito, disuria, cistitis y una 
sensación de presión pélvica (Cudmore y cols., 2004). El uso del metronidazol 
durante el embarazo ha sido objeto de debate porque se conoce que atraviesa la 
placenta. Además, el metronidazol es mutagénico en bacterias y carcinogénico en 
ratones por lo que, la teratogenicidad ha sido una preocupación. El fármaco ha sido 
29 
 
contraindicado en el primer trimestre y se considera una segunda línea de terapia 
en la última etapa del embarazo (Cudmore y cols., 2004). 
Puesto que el metronidazol se secreta en la leche materna en pequeñas cantidades 
se recomienda que las madres lactantes sean tratadas con una dosis única de 2 g 
de metronidazol, seguido por una interrupción de 24 h en periodo de lactancia para 
evitar la exposición neonatal al medicamento (Cudmore y cols., 2004). 
 
Ya que el metronidazol es el único tratamiento aprobado para la tricomoniosis en 
los Estados Unidos, la infección por T. vaginalis recurrente o resistente se trata con 
dosis crecientes del medicamento por períodos más largos. Los efectos secundarios 
del tratamiento con metronidazol son mucho más comunes en estas dosis más 
altas, lo que lleva a la intolerancia del paciente, tratamientos incompletos y fracaso 
del tratamiento (Cudmore y cols., 2004). 
 
Hay evidencias de resistencia al metronidazol en aislados de G. lamblia y T. 
vaginalis. En el caso de T. vaginalis existen dos tipos de resistencia: la "resistencia 
aeróbica," en donde la ferredoxina y otros componentes del sistema antioxidante 
parecen jugar un papel importante, y la "resistencia anaeróbica," en donde la 
reducción de las funciones del hidrogenosoma en general, la PFOR y actividades 
de la hidrogenasa en particular, son aparentemente responsable de la resistencia. 
Las cepas aeróbicamente resistentes al metronidazol se han encontrado en 
aislados de pacientes, mientras que, las cepas con resistencia anaeróbica se han 
desarrollado “in vitro” al aumentar la concentración del metronidazol en los cultivos 
con este parásito (Ali y Nozaki, 2007). 
 
Debido a que el oxígeno es un aceptor de electrones eficiente, al aumentar los 
niveles de oxígeno celular, en los hidrogenosomas se da lugar a la alteración de la 
reducción y la activación de metronidazol. Las altas concentraciones de oxígeno 
probablemente inhiben la acumulación del fármaco. Si el metronidazol no se reduce, 
no hay gradiente de concentración del fármaco a través de la membrana plasmática 
para permitir la entrada del fármaco a la célula. Además, los radicales nitro libres 
30 
 
son oxidados de nuevo al compuesto original por el oxígeno y a su vez produce un 
anión superóxido. Este proceso resulta en un daño limitado a las células a través de 
aniones superóxido en comparación a la muerte celular debido a los radicales nitro 
reactivos (Ali y Nozaki, 2007). 
En cepas de T. vaginales aeróbicamente resistentes al metronidazol se demostró 
la reducción de la transcripción del gen ferredoxina, sugiriéndose que es el resultado 
de una mutación puntual en la región 5 del gen ferredoxina. La reducción de 
expresión de la ferredoxina daría lugar a la activación disminuida de metronidazol 
(Cudmore y cols., 2004). En las cepas con resistencia anaerobia se ha encontrado 
una actividad disminuida o ausente de la PFOR e hidrogenasa (Ali y Nozaki, 2007). 
En el caso de G. lamblia, la prevalencia de aislados clínicos resistentes al 
metronidazol es reportada en hasta el 20% con una tasa de recurrencia de hasta un 
90%. Los organismos resistentes han sido aislados de pacientes refractarios al 
metronidazol y a la furazolidona (Upcroft y Upcroft, 2001). Esta resistencia es 
relativamente fácil de inducir en el laboratorio mediante la exposición de Giardia a 
dosis crecientes del fármaco o a luz UV (Leitsch, 2015). 
 
La resistencia de G. lamblia al metronidazol no se encuentradel todo esclarecida 
puesto que mientras algunas investigaciones indican que parece estar asociada con 
la regulación negativa de la actividad de la PFOR (Upcroft y Upcroft, 2001) y una 
alteración en la expresión de los genes de la piruvato oxidorreductasa (Müller y 
cols., 2007); otras investigaciones realizadas en líneas celulares de Giardia 
resistentes a C17, una segunda generación de 5-nitroimidazoles, con una alta 
resistencia al metronidazol muestran que la pareja PFOR/Fd se encuentra 
totalmente funcional. Por lo tanto, la inactivación de la vía PFOR/Fd no es un 
requisito previo para la resistencia a 5-nitroimidazoles (Leitsch, 2015). 
Actualmente se sabe que las nitrorreductasas (GlNR) 1 y 2 de G. lamblia pueden 
tener un papel importante en el metabolismo del metronidazol. La GlNR1 puede 
activar el metronidazol a metabolitos reactivos, mientras que la GlNR2 tiene, por el 
contrario, un efecto protector, posiblemente a través de la reducción completa del 
grupo nitro con seis electrones a un grupo amino no tóxico. De acuerdo con esta 
31 
 
idea, la expresión de la GlNR1 regula negativamente líneas celulares resistentes al 
metronidazol, mientras que la GlNR2 regula positivamente. Además se encontró 
que la sobreexpresión de la GlNR2 hace a Giardia más tolerante al metronidazol 
(Leitsch, 2015). 
 
2.3.2 Bencimidazoles 
El bencimidazol es un compuesto orgánico aromático heterocíclico. Es un 
farmacóforo importante y con una estructura privilegiada en la química médica 
(Ramanpreet y cols., 2011). El bencimidazol es una estructura isóstera de 
nucleótidos de origen natural, debido a la cual interactúa fácilmente con los 
biopolímeros del sistema vivo. Esta condición es responsable de sus numerosas 
actividades y funciones biológicas como antihelmíntico, antifúngico, antialérgicos, 
antibiótico, antiviral y antineoplásico (Khokra y Choudhary, 2011).El bencimidazol 
es un sistema de anillos en donde el benceno está condensado con un sistema de 
anillo de cinco miembros teniendo un heteroátomo en la posición 1 y 3 (Khokra y 
Choudhary, 2011) (Fig.9). 
 
 
 
 
 
 
 
 
La optimización de las estructuras basadas en el bencimidazol han dado lugar a 
diversos fármacos que están actualmente en el mercado, tales como omeprazol 
Figura 9 Estructura química del bencimidazol 
32 
 
(inhibidor de la bomba de protones), pimobendan (Ionodilator), albendazol y 
mebendazol (antihelmínticos) (Ingle y Magar, 2011). 
El albendazol y mebendazol son derivados de carbamato de bencimidazol, 
ampliamente utilizados para el tratamiento de las infecciones por helmintos. Debido 
a su amplio espectro, la baja absorción intestinal y toxicidad son usados 
comúnmente para los parásitos helmintos intestinales, tanto para propósitos 
individuales como el tratamiento de masas (Chávez y cols., 1992). 
Chávez y cols. (1992) mostraron que diferentes concentraciones de albendazol y 
mebendazol indujeron cambios morfológicos en trofozoítos de G. lamblia después 
de 24 h de exposición. Los fármacos indujeron la pérdida de la morfología típica en 
forma de pera de los trofozoítos y fragmentación o desaparición del disco ventral 
(Fig. 10). Además, ambos fármacos ocasionaron desprendimiento del parásito a 
células epiteliales, así como pérdida de su viabilidad. A una concentración de 0.05 
µg/ml los efectos del albendazol son irreversibles y a 0.1 µg/ml se observaron 
efectos estructurales profundos. 
Cedillo y Muñoz (1992) mostraron que el albendazol y mebendazol son 
considerablemente más activos contra G. lamblia que otros fármacos como el 
ornidazol, tinidazol, metronidazol. Se ha encontrado que el albendazol es 6, 10 y 20 
veces más efectivo que el mebendazol, ornidazol y metronidazol, respectivamente 
(Chávez y cols., 1992). 
33 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El mecanismo de acción de estos fármacos es la inhibición de la polimerización de 
la β-tubulina, afectando la formación de microtúbulos y alterando la absorción de la 
glucosa. El efecto sistémico del albendazol es debido a su metabolito primario, 
sulfóxido de albendazol (Gardner y Hill, 2001). 
La resistencia al albendazol ha sido observada repetidamente en aislados clínicos 
y en el laboratorio. En helmintos, la resistencia a los bencimidazoles generalmente 
esta conferida por mutaciones en el gen de β-tubulina, preferentemente a las 
posiciones de aminoácidos 167 y 200. Sin embargo, en cepas de Giardia resistentes 
al albendazol no se han encontrado estas mutaciones, en su lugar se han 
A B 
C D 
Figura 10 Micrografías electrónicas de barrido de trofozoítos de 
G. lamblia. A) Control, visto desde el lado ventral muestra las 
características morfológicas normales del disco adhesivo. B-D) 
Trofozoítos tratados con albendazol, se observan cambios 
notables en la forma celular y la desaparición del disco adhesivo. 
Los flagelos parecen intactos (Chávez y cols., 1992). 
34 
 
encontrado, reordenamientos cromosómicos, aberraciones del citoesqueleto, 
expresión alterada de varios genes, incluyendo una proteína de superficie (VSP), 
constituyentes del disco ventral (α2-giardina) o varias enzimas como la NADH 
oxidasa y la triosafosfato isomerasa (Leitsch, 2015). 
La dosis en niños y adultos del albendazol es de 400 mg/día (una sola toma) durante 
7 días. Los efectos adversos que se pueden presentar con su toma son: trastornos 
digestivos, vértigo, urticaria, alopecia y elevación transitoria de las transaminasas. 
El uso del mebendazol en giardiosis es de 200 mg, tres veces al día durante cinco 
días, tanto para niños como para adultos (Becerril, 2008). 
 
2.3.3 Derivados de 5-nitrotiazoles 
 
La nitazoxanida es un derivado 5-nitrotiazol, con actividad potencialmente útil contra 
una amplia gama de infecciones parasitarias. Cedillo-Rivera y cols. (2002) 
demostraron mediante un estudio in vitro que la nitaxozanida provoca cambios 
estructurales en G. lamblia incluyendo la formación de grandes áreas vacías en el 
citoplasma, formación de ampollas en la membrana y perturbación de la misma 
tanto en la superficie dorsal como en el disco adhesivo. También observaron que 
en T. vaginalis este fármaco producía una redistribución de las vacuolas así como 
las grandes áreas vacías en el citoplasma y la interrupción de la membrana 
plasmática. 
 
Este fármaco y su metabolito, tizoxanida, han demostrado ser más activos que el 
metronidazol. En estudios in vitro se mostró que el metabolito tizoxanida es 8 veces 
más activo en cepas sensibles al metronidazol y 2 veces más activo en aislados 
resistentes. En cuanto a T. vaginalis ha mostrado tener una actividad 1.5 veces 
mayor en aislados susceptibles al metronidazol y casi 5 veces más activo en 
aislados resistentes (Adagu y cols., 2002). 
 
35 
 
Si bien se ha demostrado que tanto la nitazoxanida como su metabolito tizoxanida 
inhiben la actividad de la piruvato oxidorreductasa ferredoxina en Giardia, 
Trichomonas, Entamoeba y varias bacterias anaerobias, no hay evidencia de que el 
grupo nitro se reduzca realmente en el tratamiento de dichos organismos. Se ha 
sugerido que la nitazoxanida no reducida inhibe la actividad de PFOR interviniendo 
con su cofactor pirofosfato de tiamina (Müller y cols., 2007). 
 
Bernal-Redondo y cols. (2004) evaluaron el efecto de la nitazoxanida en quistes de 
G. lamblia de aislados de niños infectados, mostrando que este fármaco provoca un 
daño en la pared de éste, además de la formación de áreas con contenido granular 
y la presencia de componentes citoplasmáticos en el espacio peritrópico. Con lo que 
se propone que la nitazoxanida tiene un elevado efecto sobre la viabilidad y 
estructura de los quistes de Giardia. 
 
Este fármaco está disponible en suspensión oral a una dosis de 100 mg por 5 ml o 
en formulación de comprimidos a una dosis de 500 mg. La dosis recomendada para 
niños de 12-47 meses es de 100 mg dos veces durante3 días, y para niños de 4-
11 años, la dosis recomendada es de 200 mg dos veces durante 3 días. La dosis 
recomendada en adultos es de 500 mg dos veces durante 3 días (Fox y Saravolatz, 
2005). 
 
La nitazoxanida es generalmente bien tolerada; tiene pocos efectos adversos 
importantes (principalmente molestias gastrointestinales), que puedan surgir 
después de la administración de las dosis normales. Los efectos no deseados más 
frecuentes reportados incluyen dolor abdominal, diarrea, vómitos, dolor de cabeza 
y la orina de color amarillento. Todas ellas han sido consideradas leves y transitorias 
en la naturaleza. Incluso cuando se toma con o sin comida hasta la dosis máxima 
de 4 g, la frecuencia de efectos secundarios con este medicamento han sido leves, 
aunque aumentan con el nivel de dosis (Escobedo y Cimerman, 2007). 
 
36 
 
2.4 Desarrollo de nuevos fármacos con actividad giardicida y 
tricomonicida 
 
Un objetivo en la obtención de nuevos antiparasitarios ha consistido en optimizar 
las diferentes clases de fármacos que existen. Los principales ejemplos para 
optimizar el potencial de una clase de fármacos son los compuestos 5-
nitroimidazoles (5-NI) (Miyamoto y Eckman, 2015). Mientras que el metronidazol 
tiene cadenas laterales cortas (metilo e hidroxietilo) en el 1' y 2' del anillo de 
imidazol, varios estudios han demostrado que la sustitución con grupos funcionales 
más grandes y complejos puede dar lugar a compuestos con una mayor actividad 
contra Giardia. Es importante destacar que algunos de los nuevos compuestos 5-NI 
no sólo son 100 veces más potentes contra Giardia sensible a metronidazol, sino 
que también han vencido la resistencia a metronidazol en diversos grados y son 
activos en modelos animales de giardiasis. Los mecanismos subyacentes de la 
actividad mejorada de los nuevos compuestos 5-NI no se conocen, pero pueden 
estar relacionados con la activación diferencial de drogas por una o varias 
reductasas o diferentes objetivos de medicamentos microbianos (Tejman y 
Eckmann, 2011). 
De manera general se considera que existen dos estrategias fundamentales para el 
desarrollo de la próxima generación de antiparasitarios (Fig.11). La primera se 
enfoca en la identificación de una molécula parasitaria con importancia terapéutica, 
seguida del diseño y síntesis de nuevos compuestos específicos hacia la molécula 
específica y la validación de su actividad antiparasitaria; la segunda estrategia se 
enfoca en el diseño y síntesis de moléculas con posible actividad antiparasitaria 
seguido de su evaluación in vitro contra los parásitos y posteriormente la 
caracterización de su mecanismo de acción (Tejman y Eckmann, 2011). La primera 
estrategia es reduccionista y tiene atractivo lógico, y se ha promovido como el 
"nuevo camino" del desarrollo de fármacos antimicrobianos. Sin embargo, hasta 
ahora no se han desarrollado antiparasitarios eficaces in vivo. La segunda 
estrategia, la actividad centrada fue el modus operandi en los primeros años del 
37 
 
descubrimiento de los antibióticos y recientemente ha hecho una reaparición como 
un enfoque "de células enteras” para el descubrimiento de fármacos (Tejman y 
Eckmann, 2011). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Navarrete-Vázquez y cols. (2001) diseñaron y sintetizaron nuevos compuestos 
derivados del bencimidazol con un sustituyente H o CH3 en posición 1 y un 
trifuorometilo en posición 2. Estos compuestos fueron más activos que el 
metronidazol con excepción de uno de ellos; sin embargo, ninguno de los 
compuestos fue más activo que el albendazol. Los derivados del bencimidazol no 
inhibieron la polimerización in vitro de la beta tubulina, lo que sugiere que su 
mecanismo de acción es diferente, y que el átomo de hidrógeno y el carbamato de 
metilo en la posiciones 1 y 2, respectivamente, es importante para la unión de los 
bencimidazoles a la tubulina. También se demostró que cuando la molécula del 
bencimidazol tiene un sustituyente CH3 en posición 1 no pierde su actividad 
giardicida. 
Posteriormente, Valdez y cols. (2002) diseñaron y sintetizaron compuestos 
derivados del 1H-bencimidazol, con diferentes sustituyentes en posición 2 (CH3, SH, 
SH3, NH2, NHCO2CH3) y en posiciones 5/6 un sustituyente H o Cl. La mayoría de 
Figura 11 Estrategias para el desarrollo de fármacos 
antimicrobianos (Tejman y Eckmann, 2011). 
38 
 
los compuestos fueron más activos que el metronidazol contra G. lamblia. En 
particular el compuesto con sustituyentes H y SH3 en posición 1 y 2 
respectivamente, también fue 244 y 7.4 veces más activo que el metronidazol y el 
albendazol, respectivamente. Además, se demostró que los compuestos que 
tuvieron el carbamato de etilo en posición 2 y el sustituyente H en posición 1, al igual 
que el albendazol inhibieron la polimerización de la tubulina, confirmándose la 
importancia de estos 2 sustituyentes en la unión a la tubulina. 
Recientemente, moléculas hibridas de nitazoxanida y N-metilbencimidazol, se 
sintetizaron con actividad in vitro contra Giardia lamblia, Entamoeba histolytica y 
Trichomonas vaginalis superior a la de los fármacos de referencia nitazoxanida, 
albendazol y metronidazol (Soria Arteche y cols., 2013). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
39 
 
3. JUSTIFICACIÓN 
 
En México la giardiasis es una de las principales causas de diarrea aguda 
persistente y se presenta predominantemente en niños, de tal manera que sigue 
siendo considerada como un problema de salud pública. Otra parasitosis con alta 
incidencia en nuestro país es la tricomoniosis, que de acuerdo a la OMS, se ha 
estimado que representa casi la mitad de todas las infecciones curables en todo el 
mundo; en México más del 90% de los casos reportados se trata de mujeres, con 
edad de entre 20 y 24 años. 
 
Para ambas parasitosis el medicamento de elección es el metronidazol, con 
alternativas como el albendazol para la giardiasis y la nitazoxanida para las dos 
enfermedades. Sin embargo, el metronidazol ocasiona varios efectos adversos lo 
cual conlleva a una interrupción del tratamiento por parte del paciente, además se 
han reportado casos de cepas resistentes a dicho fármaco. Lo anterior pone de 
manifiesto la necesidad de contar con nuevas alternativas en el tratamiento de la 
giardiosis y tricomoniosis. 
 
Con la finalidad de contar con nuevas alternativas en la quimioterapia de estas 
parasitosis, el grupo de investigación del doctor Rafael Castillo en la Facultad de 
Química, UNAM, ha sintetizado nuevas moléculas teniendo como base al 
bencimidazol. Algunos de estos nuevos derivados han tenido actividad giardicida y 
tricomonicida superior al metronidazol y albendazol. Recientemente, se sintetizó 
una nueva serie de derivados bencimidazólicos ATLR-13A - ATLR-13E (Tabla 1). 
 
 
 
 
 
 
 
40 
 
Tabla 1 Nuevos derivados bencimidazólicos 
Clave Estructura Peso molecular 
(g/mol) 
 
ATLR-13A 
 
255.73 
 
ATLR-13B 
 
269.75 
 
ATLR-13C 
 
 
283.77 
 
ATLR-13D 
 
 
283.77 
 
ATLR-13E 
 
 
311.83 
 
 
41 
 
 
 
 
De éstos, la actividad biológica de ATLR-13A y ATLR-13B se evaluó con 
anterioridad (Tabla 2). 
Tabla 2 Resultados evaluación de actividad biológica de los compuestos ATLR-
13A y 13B. 
Compuestos CI50 (µM) 
G. lamblia T. vaginalis 
ATLR-13A 0.291 0.484 
ATLR-13B 0.189 0.617 
MTZ 1.228 0.216 
ABZ 0.037 1.592 
 
 
Con lo cual se concluyó que ambos compuestos tienen mejor actividad que el 
metronidazol (CI50 = 1.228 µM), fármaco de elección para el tratamiento contra G. 
lamblia; pero no fueron mejores que el albendazol (CI50 = 0.037 µM). Para el caso 
de T. vaginalis los dos compuestos fueron más activos que el albendazol (CI50 = 
1.592 µM) pero no tuvieron más actividad que el metronidazol (CI50 = 0.216 µM). 
 
El presente trabajo tiene como finalidad concluir la evaluación biológica de esta serie 
de compuestos (ATLR-13C,ATLR-13D y ATLR-13E) y conocer los requerimientos 
estructurales para su actividad antiparasitaria. 
 
 
 
 
 
 
42 
 
4. HIPÓTESIS 
 
Los derivados del bencimidazol ATLR-13C, ATLR-13D y ATLR-13E, tendrán 
actividad contra los trofozoítos de Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis superior 
a los fármacos de referencia, metronidazol y albendazol. 
 
5. OBJETIVO GENERAL 
 
Evaluar la actividad antiparasitaria “in vitro” de tres nuevos derivados del 
bencimidazol en trofozoítos de Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis. 
 
 
6. OBJETIVOS PARTICULARES 
 
 Determinar la actividad giardicida y tricomonicida (CI50) de los compuestos 
ATLR-13C, ATLR-13D y ATLR-13E. 
 
 Comparar la actividad giardicida y tricomonicida de los compuestos ATLR-
(13C, 13D y 13E) con la del Albendazol y Metronidazol, in vitro. 
 
 Establecer la relación estructura-actividad de cada uno de los compuestos 
derivados del bencimidazol. 
 
 
 
 
 
 
 
43 
 
7. DIAGRAMA DE FLUJO 
Curva de crecimiento de G. lamblia y T. vaginalis 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Curva de crecimiento G. lamblia y T. vaginalis 
5x104 trofozoítos de G. lamblia o 6x103 
trofozoítos de T. vaginalis 
+ 
Medio TYI-S-33 complementado con 
suero de ternera al 10%, y vitaminas 
Tween al 3% para T. vaginalis, hasta 
obtener volumen final de 1 mL. 
 
Incubación a 37°C por 24h, 48h, 72h, 96h 
y 120h. 
 
Conteo de trofozoítos a diferentes tiempos. 
 
Gráfica número trofozoítos vs tiempo 
 
44 
 
Determinación de la actividad biológica contra G. lamblia y T. vaginalis 
por el método de subcultivo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Determinación de la actividad biológica contra 
G. lamblia y T. vaginalis 
Método de subcultivo 
 
Preparación de stocks (10 mg/mL) de los nuevos derivados del 
bencimidazol y fármacos de referencia albendazol y metronidazol, 
Diluciones para obtener concentraciones de 0.005, 0.01, 0.05, 0.1 y 
0.5 µg/mL. 
 
 
Incubación a 37°C por 48 horas. 
 
Enfriar los tubos en hielo por 30 minutos. 
Colocar 50 µL de trofozoítos tratados en tubos con 950 
µL de medio de cultivo de G. lamblia o de T. vaginalis. 
 
Incubación a 37°C por 48 horas. 
 
Conteo de trofozoítos viables en la cámara de 
Neubauer. 
Determinación de CI50 con el análisis Probit 
 
5x104 trofozoítos de G. lamblia o 6x103 trofozoítos de T. vaginalis 
+ 
Compuestos de referencia o derivados de bencimidazol 
+ 
Medio TYI-S-33 complementado con suero de ternera al 10%, y 
para T. vaginalis añadir vitaminas Tween al 3%, hasta obtener 
volumen final de 1 mL. 
 
45 
 
 
 
8. METODOLOGÍA 
 
8.1 Curva de crecimiento de Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis 
De un cultivo axénico de trofozoítos de G. lamblia (cepa WB) se sembraron 15 tubos, 
cada uno con 5x104 trofozoítos/mL en medio TYI-S-33 complementado con suero 
de ternera al 10% y antibiótico. En el caso de T. vaginalis se utilizó un inóculo de 
6x103 trofozoítos, en medio TYI-S-33 complementado con suero de ternera al 10% 
y antibiótico, al que se le añadieron vitaminas Tween al 3%. Los tubos se incubaron 
a 37°C (Ver diagrama 1). 
El número de trofozoítos viables se contabilizó a diferentes tiempos de incubación 
(24, 48, 72, 96 y 120) h por triplicado. El número de trofozoítos obtenidos a los 
diferentes tiempos se graficó. Con dicha gráfica se determinó el tiempo al cual los 
trofozoítos se encontraban en fase de crecimiento exponencial ya que, este tiempo 
se utilizó para los ensayos de subcultivo (Ver diagrama 1). 
 
8.2 Evaluación de la actividad biológica de los compuestos ATLR-13C, 13D 
y 13E contra Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis 
 
Se determinó la actividad biológica de los 3 compuestos derivados del bencimidazol 
contra los trofozoítos de G. lamblia y T. vaginalis empleando el método de subcultivo 
previamente descrito por Cedillo y Muñoz (1992) (Ver diagrama 2). 
 
A partir de stocks de 10 mg/mL de cada uno de los compuestos de referencia 
(albendazol y metronidazol) y de los 3 nuevos derivados del bencimidazol ATLR-
(13C, 13D y 13E) se realizaron las correspondientes diluciones para obtener las 
diferentes concentraciones (0.005, 0.01, 0.05, 0.1 y 0.5 µg/mL) empleadas en el 
ensayo. 
46 
 
 
En tubos Eppendorf se colocaron 5x104 trofozoítos de G. lamblia o 6x103 trofozoítos 
de T. vaginalis, y se añadió el volumen determinado para cada una de las 
concentraciones de los compuestos de referencia o de los derivados del 
bencimidazol y el medio de cultivo necesario para tener un volumen final de 1 mL. 
Los tubos se incubaron a 37°C por 48 h. Como control negativo se incubaron 
trofozoítos en medio de cultivo libre de compuestos. Una vez terminada la 
incubación se añadieron 50 µL de los trofozoítos tratados a tubos con 950 µL de 
medio de cultivo libre de compuestos. Los nuevos tubos se incubaron a 37°C por 48 
h. Cada ensayo se realizó por triplicado (Ver diagrama 2). 
 
Transcurrido el tiempo de incubación se realizó el conteo de los trofozoítos viables, 
es decir, aquellos que se encontraron móviles y reflejantes en los cuadrantes 
secundarios de la cámara de Neubauer. A partir de dicho dato se calculó con 
respecto al control negativo el número de trofozoítos muertos, valor necesario para 
el conocer la concentración inhibitoria al 50% (CI50) utilizando el programa Probit 
(Ver diagrama 2). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
47 
 
9. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
9.1 Curvas de crecimiento de los trofozoítos de G. lamblia y de T. 
vaginalis 
La curva de crecimiento de trofozoítos de G. lamblia de la cepa WB se realizó con 
el fin de conocer el tiempo de incubación requerido para que el parásito alcanzara 
la fase de crecimiento exponencial. 
Como puede observarse en la Figura 12, la fase exponencial de crecimiento del 
parásito se encuentra entre las 24 y 72 horas, y la fase estacionaria inicia a partir 
de las 72 horas. Con esta curva se logró determinar que a las 48 h se podía evaluar 
la actividad giardicida de los compuestos bencimidazólicos sobre el crecimiento de 
G. lamblia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 12 Curva de crecimiento de G. lamblia empleando 
un inóculo de 5x104 trofozoítos/ mL. 
 
48 
 
En el caso de T. vaginalis, la curva de crecimiento se presenta en la Figura 13. En 
la gráfica puede observarse que la fase exponencial de crecimiento de T. vaginalis 
se encuentra entre las 24 y 72 horas. A partir de esto se determinó que a las 48 h 
se podía evaluar la actividad tricomonicida de los compuestos bencimidazólicos 
sobre el crecimiento del parásito. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
9.2 Evaluación de la actividad biológica de los compuestos derivados de 
bencimidazol contra los trofozoítos de G. lamblia y T. vaginalis 
En la Tabla 3 se presentan las CI50 (M) de los compuestos de referencia 
metronidazol (MTZ) y albendazol (ABZ), y de los compuestos derivados del 
bencimidazol evaluados contra los trofozoítos de G. lamblia y T. vaginalis. 
 
 
Figura 13 Curva de crecimiento de T. vaginalis 
empleando un inóculo de 6x103 trofozoítos/ mL. 
49 
 
 
Tabla 3 Actividad biológica de los compuestos ATLR-13C, ATLR-13D y ATLR- 13E 
sobre los trofozoítos de Giardia lamblia y Trichomonas vaginalis 
 
 
Compuestos 
G. lamblia T. vaginalis 
CI50 
(µg/mL) 
COEFI-
CIENTE DE 
VARIACIÓN 
(%CV) 
CI50 
(µM) 
CI50 
(µg/mL) 
COEFI-
CIENTE DE 
VARIACIÓN 
(%CV) 
CI50(µM) 
MTZ 0.203 2.147 1.186 0.036 7.349 0.210 
ABZ 0.012 9.362 0.045 0.420 2.051 1.583 
ATLR-13C 1.165 6.356 4.105 0.151 6.273 0.532 
ATLR-13D 1.199 4.068 4.225 0.122 5.443 0.430 
ATLR-13E 0.791 6.364 2.536 0.117 6.996 0.375 
 
Al analizar las CI50 obtenidas, se muestra que en el caso de G. lamblia ninguno de 
los compuestos fue más activo que el MTZ o el ABZ, las concentraciones de 
inhibición fueron hasta cuatro veces mayores que la del metronidazol y 94 veces 
más altas que la del