Feromonas-olores-masculinos-y-seleccion-intersexual-en-abejas-del-genero-Euglossa

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María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ I ~ 
 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
UNIDAD DE BIOTECNOLOGÍA Y PROTOTIPOS 
LABORATORIO DE FARMACOGNOSIA 
 
“Feromonas, olores masculinos y selección intersexual 
en abejas del género Euglossa” 
 
DIRECTORA DE TESIS: 
DRA. CLAUDIA TZASNA HERNÁNDEZ DELGADO 
 
 
LOS REYES IZTACALA, ESTADO DE MÉXICO 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
B I Ó L O G A 
P R E S E N T A : 
MARÍA DEL PILAR RAMÍREZ RAMÍREZ 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ II ~ 
 
 
 
 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ III ~ 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
El presente estudio se realizó en el Laboratorio de Farmacognosia de la 
Unidad de Biología y Prototipos (UBIPRO) de la Facultad de Estudios 
Superiores Iztacala, UNAM. 
 
 
 
 
 
 
 
Este trabajo conto con el apoyo de: 
PAPIT proyecto IN204408 
Estación de Biología “Los Tuxtlas”; Veracruz. 
Dr. Francisco Espinoza García del Centro de Investigación en 
Ecosistemas de la UNAM, en Morelia, Michoacán.(CIEco) 
Fue revisado por el siguiente jurado: 
Dr. Raúl Cueva de Castillo Mendoza 
Dra. María del Coro Arizmendi Arriaga 
Dra. Claudia Tzasna Hernández Delgado 
Dra. Ma. Margarita Canales Martínez 
Biol. Luis Barbo Hernández Portilla. 
 
Euglossa villosa 
 
~ IV ~ 
 
Instituto Nacional de Salud Pública de Cuernavaca, Morelos, México. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ V ~ 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
A todos los maestros que me asesoraron, porque cada uno, con sus valiosas 
aportaciones, me ayudaron a crecer como persona y como profesionista. 
 
En especial a la Dra. Tzasna por ser algo más que mi asesora,por ser mi amiga, 
gracias por formar parte de mi vida. 
 
A mi familia por apoyarme en los buenos y malos momentos de mi vida 
 
A todas y cada una de las personas que participaron en la investigación 
realizada, ya que invirtieron su tiempo y conocimientos para ayudarme a 
completar mi proyecto de tesis, gracias a: Ximena, Karla, Brenda, Itzel, 
Melissa, Marco, Horacio, Eduardo y Ricardo, porque sin ustedes no hubiese 
sido lo mismo. 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ VI ~ 
 
A la familia Galguera por su cariño y amistad. Son parte importante de mi 
vida, los quiero mucho. 
 
A la Sra. Vida por abrirme las puertas de su casa y por sus grandes platicas. 
 
Por último, quiero agradecer a todas aquellas personas que sin esperar nada a 
cambio compartieron pláticas, conocimientos y diversión. A todos aquellos que 
durante los cinco años que duró este sueño lograron convertirlo en una 
realidad.
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ VII ~ 
 
 
DEDICATORIAS 
 
Quiero dedicar este trabajo a mi familia, por acompañarme en cada una de las 
metas que me he emprendido a lo largo de mi vida. 
 
En especial a mi hermano Rodrigo porque tú me inspiraste a crecer más y más 
cada día. Además de ser un buen amigo eres la mejor compañía para compartir 
el mismo techo, TE AMO. 
 
A mis padres Rodrigo y Alberta por todo lo que me han dado en esta vida por 
sus sabios consejos y por estar a mi lado en los momentos difíciles. 
 
A mi hermana Paty por ser una inspiración más en mi vida. 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ VIII ~ 
 
A Eduardo que ha compartido conmigo los buenos y malos momentos de mi 
vida, este trabajo también es tuyo bby gracias por el apoyo que me has 
brindado. Te amo 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ IX ~ 
 
No culpes a nadie 
 
Nunca te quejes de nadie ni de nada, 
Porque fundamentalmente, tú has hecho tú vida. 
 
Acepta la responsabilidad de edificarte a ti mismo 
Y el valor de acusarte en el fracaso, para volver a 
Empezar corrigiéndote. 
 
El triunfo del verdadero hombre surge de las 
Cenizas del error. 
 
Nunca te quejes del ambiente o de los que te 
Rodean; hay quienes en tu mismo ambiente 
Supieron vencer las circunstancias, sean 
Buenas o malas, según la voluntad o fortaleza 
De tú corazón. 
 
Aprende a convertir todas situación difícil en 
Un arma para luchar. 
 
No te quejes de tú pobreza, de tú soledad o de 
Tu suerte, enfrenta con valor y acepta que de 
Una u otra manera todo dependerá de ti; 
 
No te amargues de tu propio fracaso, ni se 
Lo cargues a otro, acéptate ahora ¿O seguirás 
Justificándote como un niño? 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ X ~ 
 
Recuerda que cualquier momento es 
Bueno para comenzar, y que ninguno 
Es tan terrible para claudicar. 
 
Deja ya de engañarte, eres la causa de ti 
Mismo, de tu necesidad, de tu dolor, de 
Tu fracaso. 
 
Si,tú has sido el ignorante, el 
Irresponsable, tú, únicamente tú, nadie te 
Empujó a los aconteceres de tus errores. 
 
Deja de penar por ti, levanta la cabeza y 
Aprende de esos errores. 
 
Aprende de los fuertes, de los audaces; imita 
A los enérgicos, a los vencedores, a quienes no aceptan 
Situaciones, a quienes vencieron a pesar de todo. 
 
Piensa menos en tus problemas y más en tu 
Trabajo, que tus problemas, sin alimento, morirán 
 
Pablo Neruda 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ XI ~ 
 
 
 
ÍNDICE GENERAL 
RESUMEN 
INTRODUCCIÓN 
Construcción de Nidos y resinas. 
Terpenoides. 
Feromonas. 
 
1 
3 
5 
6 
7 
ANTECEDENTES 8 
JUSTIFICACIÓN 10 
OBJETIVOS 11 
MATERIAL Y MÉTODOS 
Colecta de organismos. 
Análisis químico. 
Determinación de la relación del peso relativo de cada compuesto con 
el fenotipo de los machos. 
Aromas, tamaño de los machos 
Preferencias femeninas 
Evaluación de la actividad antibacteriana. 
Evaluación cualitativa de la actividad antibacteriana. 
Evaluación cuantitativa de la actividad antibacteriana. 
12 
12 
14 
15 
 
15 
16 
18 
18 
19 
RESULTADOS 20 
DISCUSIÓN 33 
CONCLUSIONES 39 
PERSPECTIVAS 
REFERENCIAS 
40 
45 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ XII ~ 
 
 
 
APÉNDICE I 
Método de difusión en agar Kirby-Baüer. 
 
34 
APÉNDICE II 
Efecto de los compuestos sobre el crecimiento bactriano. 
 
37 
APÉNDICE III 
Enfermedades de origen bacteriano que afectan a las abejas 
 
45 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ XIII ~ 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
 
Cuadro 1. Estudios realizados sobre abejasE. villosa. 8 
Cuadro 2. Parámetros morfométricos de 16 machos E. villosa capturados en 
la estación de biología “Los Tuxtlas” Veracruz. 
20 
Cuadro 3. 
 
Cantidades relativas de las esencias obtenidas de los apéndices 
traseros de 16 machos de Euglossa villosa reportados 
individualmente, colectados en La estación de biología “Los 
Tuxtlas” Veracruz. 
 
22 
Cuadro 4. Componentes de las mezclas de macho chico y grande. 24 
Cuadro 5. Actividad antibacteriana de los compuestos seleccionados deE. 
villosa. 
 
27 
 
Euglossa villosa 
 
~ XIV ~ 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1 Área de estudio en la región noreste de los Tuxtlas, Veracruz, 
México. 
13 
Figura 2 Túnel de viento. 17 
Figura 3 Número de vuelos observados y esperados de las abejas E. 
villosa. 
25 
Figura 4 Efecto de los diferentes compuestos de las abejas E. villosa 
sobre la curva de crecimiento de E. coli. 
28 
Figura5 Efecto de los diferentes compuestos de E. villosa sobre el 
crecimiento de M. luteus. 
29 
Figura 6 Efecto de diferentes concentraciones de los compuestos 
ensayados de E. villosa sobre el crecimiento bacteriano de S. 
marcescens. 
30 
Figura 7 Efecto de Trans,trans-farnesal sobre el crecimiento de tres 
cepas bacterianas. 
31 
Figura 8 Efecto de Octadecanetiolsobre el crecimiento de tres cepas 
bacterianas. 
31 
Figura 9 Efecto de Ledol sobre el crecimiento de tres cepas bacterianas. 31 
Figura 10 Efecto de la mezcla deMacho chico sobre el crecimiento de tres 
cepas bacterianas. 
31 
Figura 11 Efecto de la mezcla de Macho grande sobre el crecimiento de 
tres cepas bacterianas. 
32 
Figura 12 Efecto de Geranil acetato sobre el crecimiento de tres cepas 
bacterianas. 
32 
 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 1 ~ 
 
RESUMEN 
Los machos de las abejas del género Euglossa dedican gran parte de su vida a 
colectar néctar, polen, fragancias y resinas, que almacenan entre las fibras 
enmarañadas que están dentro de sus grandes patas posteriores. Sin 
embargo, previo a este estudio, no se sabía el papel que jugaban estas 
fragancias en la elección de pareja por parte de las hembras, ni sus potenciales 
repercusiones evolutivas. 
El objetivo de este trabajo fue determinar si existen diferencias en la 
composición química de los aromas asociados al tamaño de los machos; así 
como determinar si las hembras de E. villosa son capaces de discriminar entre 
los fenotipos masculinos a través de las diferencias de aromas asociados a 
ellos. Las abejas fueron colectadas en la estación de biología “Los Tuxtlas”, 
Veracruz. La identificación de los compuestos presentes en los apéndices 
traseros de las abejas E. villosa se realizó por cromatografía de gases 
acoplada a una espectrometría de masas (CG-EM) lográndose identificar 
61compuestos. Mediante un análisis de regresión univariada se obtuvieron 
cuatro compuestos (Trans. Trans-farnesal, geranil acetato, octadecanetiol y 
ledol) asociados a los diferentes tamaños de machos los cuales fueron 
utilizados para realizar las mezclas de macho chico y grandey exponerlas 
frente a hembras mediante un túnel de viento. La actividad antibacteriana se 
evaluó en tres cepas bacterianas (Dos Gram negativas y una Gram positiva) de 
acuerdo al método de difusión en agar de Kirby-Baüer.yse evaluó elefecto de 
los compuestos sobre el crecimientobacteriano. 
 
Euglossa villosa 
 
~ 2 ~ 
 
Los resultados obtenidos mostraron que i) Existen una variación en la 
concentración de los compuestos asociadas al tamaño de los machos de 
Euglossa villosa. ii) Las hembras son capaces de discriminarentre los fenotipos 
masculinos, a través de las diferencias de aromas asociados a ellos.iii).Las 
diferencias encontradas en la concentración de los compuestos representa una 
señal honesta por parte de los machos que está asociado con la tolerancia a 
patógenos. Lo cual sugiere que las hembras podrían estar evaluando señales 
por parte de los machos y estas podrían indicarles la resistencia que tienen 
para algunas enfermedades, así como la capacidad que tienen para colectar 
estas fragancias. Ambos elementos podrían representar ventajas inmediatas 
para las hembras en términos de reducir la posibilidad de ser infectadas por 
machos enfermos, pero también si estas capacidades tienen base genética, 
podrían ser heredadas a su progenie. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 3 ~ 
 
INTRODUCCIÓN 
 
La teoría de la selección sexual ha sido propuesta para explicar la presencia de 
estructuras epigámicas en los machos de muchas especies animales (Darwin, 
1859). Este proceso se origina a partir de las diferencias en costos energéticos 
que implican la producción de los gametos para cada sexo y la imposición de 
diferentes límites a su éxito reproductivo (Trivers, 1972). Los machos invierten 
menos recursos en la producción de una célula sexual, mientras que las 
hembras invierten una considerable cantidad de energía en la formación de un 
óvulo y en su aprovisionamiento una vez que el óvulo es fecundado. De esta 
forma, el éxito reproductivo de los machos no depende de su capacidad para 
producir células sexuales, sino de su habilidad para fecundar los óvulos con 
estas células. En contraste, el éxito reproductivo de las hembras está limitado 
por su capacidad para producir óvulos viables para ser fertilizados. Como 
resultado de estas diferencias la selección sexual puede actuar 
intersexualmente (las hembras eligen a los machos) e intrasexualmente (los 
machos compiten por el acceso a las hembras) (Darwin, 1871). La selección 
intrasexual consiste en la competencia entre los miembros de un mismo sexo, 
típicamente los machos, por el acceso a las hembras. Las hembras, al 
aparease con los vencedores de las contiendas entre machos o por elegir 
activamente a su pareja, pueden obtener recursos para producir huevos, o para 
ser utilizados para la crianza de la progenie y/ o beneficios genéticos, si los 
atributos seleccionados son heredables (Andersson, 1994). La selección inter e 
intrasexual pueden explicar el origen así como el mantenimiento en los machos 
 
Euglossa villosa 
 
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de atributos como ornamentos y armas, o el que éstos sean más grandes que 
las hembras, patrones de coloración vistosos, y la emisión de cantos y 
fragancias para conseguir pareja para el apareamiento(Thornhill&Alcock 1983, 
Andersson 1994). En insectos estos mecanismos de cortejo incluyen la emisión 
de señales tales como feromonas que son producidas por especies de distintos 
órdenes como Diptera, Hymenoptera, Lepidoptera, Homoptera, Coleoptera y 
Orthoptera. (Thornhill&Alcock, 1983;Andersson, 1994 y Cueva, 2007). No 
obstante, las preferencias de las hembras por los atributos de los machos 
pudieron haberse originado y evolucionado en un contexto diferente al de la 
selección sexual, y antes de que estos atributos estuvieran presentes en los 
machos. Este modelo evolutivo ha sido denominado de “interferencia 
sensorial”. El sistema sensorial de las hembras pudo haber sido moldeado por 
selección natural para percibir colores, sonidos, o aromas que se asociaran con 
alimento. Si un macho de la población fuera capaz de producir este estímulo, 
existiría el potencial de que dicho macho atrajera a las hembras al explotar los 
sesgos sensoriales preexistentes en ellas. Esto se traduciría en un mayor éxito 
reproductivo para este macho. 
Las hembras atraídas por los machos podrían incrementar su adecuación al 
transmitir a su descendencia atributos que serán sexualmente atractivos para 
las hembras de la población. También es posible que los atributos de los 
machos pudieran reflejar su condición o vigor.La similitud entre los aromas de 
las flores y las feromonas o aromas que emiten los machos de diferentes 
especies de polinizadores que las visitan ha sido documentada en murciélagos 
y diferentes especies de insectos como abejas y mariposas (Greenfield, 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
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2002;Harder&Barrett 2007), considerándose como un ejemplo de interacción 
coevolutiva. Sin embargo, Greenfield (2002) propuso que la similitud entre los 
aromas emitidos por los polinizadores y los aromas florales podría explicarse 
por el modelo de la interferencia sensorial. En el caso de las abejas, se ha 
documentado la relación entre los aromas que emiten los machos para atraer 
hembras y los aromas de las flores de las que se alimentan varios géneros de 
Xylocopas (Williams et al., 1987;McAuslane et al., 1990;Vinson et al., 
1986;Vinson et al., 1994) y Euglossas (Eltz et al., 1999; Peruquetti 2000;Eltz et 
al., 2003;Eltz et al., 2005a, b; Moises et al., 2006). En el caso de las Xylocopas, 
los machos tiene una glándula mesosomal que secreta una feromona 
(Minckley, 1994), mientras que los machos del géneroEuglossa dedican gran 
parte de su vida a recoger néctar,polen, fragancias y resinas, que las 
almacenan entre las fibras enmarañadas que están dentro de sus grandes 
patas posteriores (Eltz et al., 1999). Almacenado una vez dentro del saco de la 
tibia trasera las sustancias volátiles persisten largos periodos de tiempo, y 
mientras se agregan nuevas fragancias se va haciendo un ramo complejo de 
fragancias (Zimmermann et al., 2006), las cuales pueden ser utilizadas como 
regalo nupcial durante la copula o bien, por su efecto antimicrobiano, para la 
construcción de sus nidos (Roubik, 1989). 
 
Euglossa villosa 
 
~ 6 ~ 
 
 
 
Construcción de nidos y resinas 
Tanto las hembras como los machos de las abejas de las orquídeas dependen 
fuertemente de materiales que se encuentran en su entorno. Los machos 
necesitan recolectar químicos y las hembras materiales para construir sus 
nidos.A diferencia de los abejorros, las abejas de miel y las abejas sin aguijón, 
las abejas de las orquídeas no usan cera en la construcción de sus nidos ellas 
dependen mucho de las resinas para construirlos. Las resinas son recolectadas 
en dos tipos de fuentes ya sean ciertas flores o de las heridas de las plantas 
(Riubik, 1989). Se sabe que una de las flores que secreta resina es 
Clusiasp.(Clusiaceae) la cual tiene un poder bactericida. La actividad biológica 
o microbiana de la resina de esta flor se deriva de químicos conocidos como 
benzofenonasprenilasy látex de benzofenonas. Probablemente estos químicos 
son esenciales en la construcción de las celdas ya que podrían servir como 
barrera y proteger las provisiones de polen de los ataques de microbios (ver 
apéndice III). 
 (Lokvamet al., 2000; Langenheim 2003).Lasresinas forman una línea de 
defensa, ubicada en el cuerpo de la planta y estácompuesta de un complejo de 
sustancias, principalmente terpenos. 
 
Terpenos 
Los terpenos constituyen el grupo más numeroso de metabolitos secundarios 
(más de 40.000 moléculas diferentes), constituye los componentes principales 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 7 ~ 
 
de aceites esenciales, resinas, piretrinas de origen natural y saponinas.Los 
terpenos se encuentran ampliamente distribuidos en microorganismos, plantas 
y animales. Su gran importancia como agentes de comunicación química entre 
organismos dentro y entre especies, probablemente resulta de su volatilidad, 
combinada con la diversidad estructural tan extraordinaria que poseen (Anaya, 
2003). Estos se registran normalmente como agentes de defensa, feromonas, 
alelos químicos, moléculas de señal en algunos insectos (Harborne y Barberan, 
1991). 
Feromonas 
La conducta de los insectos parece estar controlada por una serie de 
compuestos o señales químicas que provienen de contribuyentes orgánicos 
volátiles liberados por un insecto y que afecta a otro. Estas sustancias son 
activas en pequeñas cantidades y reciben el nombre de feromonas. Las 
feromonas están estrechamente relacionadas con todos los aspectos de la vida 
de los insectos (y también, por supuesto, de la vida de muchos otros animales 
incluyendo al hombre); alimentación, sexo, agregación, ovoposición, defensa y 
marcaje dependen de ellas (Anaya, 2003). La feromona de cortejo, como la de 
algunos Hymenópteros, contiene compuestos que pueden ser tomados por los 
machos directamente de las plantas, retenidos y emitidos por cerdas olorosas 
especiales para seducir a las hembras (Harborne, 1988). 
Se han realizado diversos estudios acerca del género Euglossa, los cuales se 
encuentran resumidos en el cuadro 1, donde se puede observar que este 
género de abejas cuenta con una mezcla de compuestos muy compleja y que 
se encuentran en diferentes proporciones. 
 
Euglossa villosa 
 
~ 8 ~ 
 
 
ANTECEDENTES 
Cuadro 1. Estudios realizados sobre abeja Euglossa villosa 
Autor País Aportación 
 
Zimmermannet al., 
2009 
 
Alemania 
 
Reportaron un análisis químico delas fragancias 
encontradas en lastibiasdelos machosde 
15especiessimpátricas delgénero Euglossa. El 
análisisrevelólas diferenciasquímicasentretodos 
loslinajes, mediación enlos compuestosqueeran 
exclusivosdeciertas especies; yla 
cantidadrelativadecompuestoscompartidos entre sí. El 
97% de las especies presentó 
hexahydrofarnesilacetona. 
 
Cancino y Damon, 
2007 
México Reportaronunanálisis químico 
delasfraganciasemitidaspor cinco especies de 
orquídeas, para contribuir a la comprensión de la 
química del aroma de las orquídeas que son atractivas 
para las abejas. Encontrándose 
untotalde72sustanciasvolátiles. Catasetuminterrimum 
contiene15 compuestos, el componente más abundante 
para esta especie fue α-pineno (32.52 %), 
Cycnochesventricosumcontiene 10 compuestos, donde 
abundódimetoxibenceno (97.74 %), 
Mormodeslineatacon15 compuestos el más abundante 
fuep- dimetoxibenceno (92.15%), Notyliabarkericon 20 
compuestos, el más abundante fue 1,8-cineol (29.35 %) 
y Gongora galeatacon 17 compuestos donde el más 
abundante fue e-ocimeno (65.23%). 
 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 9 ~ 
 
 
Zimmermannet al., 
2006 
Alemania Evaluaron si las fragancias de la tibia atraían a machos, 
hembras o ambos. Se realizaron observaciones de 
campo y un análisis químico de las fragancias de los 
apéndices traseros, de E. meriana y E. bombimorfis. 
Ambas especies presentaron una amplia gama de 
compuestos, entre los cuales los más abundantes para 
E. merianafueron 4-terpineol, sabineno y 1,8- Cineol; 
mientras que E. bombimorfis sólo presentó β-
ocimeno.Los extractos de los apéndices E. 
bombimorfisatrajeron a tres machos y E. meriana atrajo 
solamente un macho. Las hembras no fueron 
observadas. 
 
Eltzet al., 2003 Alemania Reportaron un experimento en jaula que permitió 
observar el apareamiento entre hembras y machos de 
E.hemichora y realizar un análisis químico de las 
fragancias de sus apéndices posteriores. 
Un total deseiscópulasytresintentos decópula fueron 
observados. El análisis GC-MS detectó mezclas 
complejas decompuestos aromáticosy terpenoides(un 
total de 70compuestosdiferentes),dominado por 
hexahydrofarnesilacetona, ocimeno y p-dimetoxi 
benceno 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 10 ~ 
 
 
Justificación 
Entre los polinizadores en general, los machos de las abejas de las orquídeas 
son únicos, pues sus visitas no solo son para recolectar alimento sino también 
para recoger compuestos aromáticos o químicos asociados (Riubik y Hanson 
2004). Sin embargo, se sabe muy poco de las causas evolutivas por las cuales 
estas abejas coleccionan fragancias y el papel que las fragancias pueden jugar 
en la comunicación intraespecifica, así como los patógenos que aparentemente 
afecta a los euglosinos. Pese a que repetidamente se ha señalado la similitud 
entre los aromas florales y las feromonas o aromas emitidos por los machos de 
diferentes especies de polinizadores (Eltz 1999), ninguna de las hipótesis 
planteadas para explicar esta relación ha sido puesta a prueba.Debido a lo 
anterior surge la necesidad de determinar si existen diferencias en la 
composición química de los aromas asociados al tamaño de los machos de E. 
villosa; si las hembras de E. villosa son capaces de discriminar entre los 
fenotipos masculinos a través de las diferencias de aromas asociados a ellos, 
así como, evaluar si estos compuestos proporcionan cierta protección frente a 
enfermedades de origen bacteriano. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 11 ~ 
 
 
 
Objetivo general 
 
Determinar si existen diferencias en la composición química de los aromas 
asociados al tamaño de los machos de E. villosa; si las hembras de E. villosa 
son capaces de discriminar entre los fenotipos masculinos a través de las 
diferencias de aromas asociados a ellos, así como, evaluar si estos 
compuestos proporcionan cierta protección frente a enfermedades de origen 
bacteriano. 
 
Objetivos particulares 
 
I) Determinar si las diferencias morfológicas entre losmachos están 
asociadas a diferencias en los compuestos aromáticos. 
II) Determinar si las hembras son capaces de discriminar entre los 
fenotipos masculinos, a través de las diferencias de aromas 
asociados a ellos. 
III) Determinar si las diferencias encontradas en la composición química de 
los aromas asociados a machos de diferente tamaño muestran 
algunas ventajas para resistir enfermedades de origen bacteriano 
(Actividad antibacteriana). 
 
Euglossa villosa 
 
~ 12 ~ 
 
Material y Método 
 
1.-Colecta de organismos 
Las abejas fueron colectadas en la Estación de Biología “Los Tuxtlas”; 
Veracruz, localizada entre los 18º 05’ y 18° 43’ de latitud norte y los 94º 35’ y 
95º 30’ de longitud Oeste La superficie de la Reserva es de 155,122 ha, 
cubierta por selva húmedaneotropical(Figura1).(SEMARNAP, 1998). El clima 
es cálido, con temperaturas medias anuales en torno a los 20 °C y mínimas 
nunca inferiores a 18 °C (García, 1970). 
Se realizó una colecta, en Febrero del 2009 de las 7:00 a las 17:00 horas. 
Para la colecta se construyeron 20 trampas empleando botellas de plástico de 
2.8 L. En el centro de cada botella se le realizó un orificio de aproximadamente 
1 cm de diámetro, en el cual se colocó un embudo de4 cm de longitud. El 
embudo fue construido con una lámina de acetato para transparencias. 
Posteriormente a cada tapa se le hizo un orificio para atar un cordón de 
aproximadamente 7 cm de longitud. En el extremo del cordón se ató una 
torunda de algodón, la cual fue impregnada con una de las dos esencias 
empleadas como atrayentes en este estudio (Eucaliptol yCineol). Las esencias 
fueron elegidas a partir de los químicos reportados por Roubik y Hanson 
(2004). Las 20 trampas se colocaron a intervalos regulares a lo largo de 4 
veredas del área de experimentación, estas fueron inspeccionadas en 
intervalos de 2 horas. Los organismos capturados fueron trasladados al 
laboratorio de la estación, donde fueron sacrificados por congelamiento y se les 
retiraron los apéndices posteriores, los cuales se depositaron en viales de 1mL, 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 13 ~ 
 
con 200µL de hexano, para un posterior análisis de CG-EM. A todos los 
organismos se les midió el ancho de cabeza y tórax empleando un calibrador 
electrónico digital (TRUPER). Posteriormente fueron colocados en viales de 5 
mL de capacidad. Los viales fueron etiquetados tanto para los apéndices como 
para los cuerpos de las abejas esto se realizó para identificar el sexo y la 
especie de cada una de las muestras mediante las claves taxonómicas de 
Roubik y Hanson (2004). 
 
 
Figura 1. Mapa del área de estudio en la región noreste de los Tuxtlas, 
Veracruz, México. El área punteada corresponde a la Estación de Biología 
Tropical “Los Tuxtlas. 
 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 14 ~ 
 
2.- Análisis químico. 
El análisis de Cromatografía de gases acoplado a una espectrometría de 
masas (CG-EM) se realizó en el Centro de Investigación en Ecosistemas 
(CIEco) de la UNAM, en Morelia, Michoacán, utilizandoun cromatógrafo Hewlett 
Packard modelo 6890 serie IIequipado con una columna de medio polar (HP-
5MS, 30M x 20 mm y diámetro interno de 20 μm) y un detector selectivo de 
masas (Hewlett Packard, Wilmington, Delawere, USA). Las condiciones de 
separación fueron: temperatura del horno 60-300°C en 1mL/min con una 
programación automática de lapresión. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 15 ~ 
 
3.- Determinación de la relación del peso relativo de cada 
compuesto con el fenotipo de los machos. 
Una vez caracterizados los compuestos y sus proporciones asociadas a los 
organismos se procedió a realizar un análisis de componentes principales para 
poder resumir la composición de los compuestos y determinar el peso relativo 
de cada uno de ellos en la mezcla. 
Estimando el peso relativo de cada compuesto se procedió a realizar una serie 
de regresiones univariadas (Sokal&Rolf, 1995; Zar, 2010) entre la proporción 
de cada compuesto que tuvo un alto peso relativo en la mezcla, contra el ancho 
del tórax y cabeza de los machos. Los compuestos que mostraron una relación 
significativa con el tamaño corporal de los machos fueron empleados para 
sintetizar mezclas experimentales asociadas a machos de diferente tamaño 
relativo. Estas mezclas fueron empleadas en los experimentos de elección de 
pareja por parte de las hembras. 
 
4.- Aromas, tamaño de los machos y preferencias femeninas. 
 
Siguiendo un protocolo similar al descrito en el punto 1.0, Se realizaron cuatro 
colectas, durante los siguientes periodos: Febrero, Julio, Noviembre del 2010 y 
Marzo del 2011, en este caso las trampas fueron monitoreadas en intervalos de 
15 minutos de las 9:00 a las 15:00 hrs. en cuanto los organismos fueron 
capturados se trasladaron al laboratorio para analizar las preferencias de las 
hembras.
 
Euglossa villosa 
 
~ 16 ~ 
 
 
a.-Preferencias femeninas. 
Para analizar las preferencias de las hembras se construyó un túnel de viento 
en forma de “Y”fabricado con tubos de acrílico con un diámetro interno de 5 cm. 
El brazo principal tenía una longitud de 60 cm. Uno de sus extremos se 
conectaba a una cámara removible de 500 cm3 de capacidad fabricada con 
acrílico. La cámara tenía una compuerta corrediza con múltiples orificios de 
1mm que permitían el flujo de aire entre el túnel de viento y la cámara una vez 
que esta era fijada al brazo principal. El otro extremo de este brazo se 
bifurcaba en dos tubos con una extensión similar (30 cm). (Figura 2). Previo a 
la realización del experimento la abeja era depositada en la cámara removible 
por 5 minutos; la cámara se colocaba en el extremo del túnel y se cubría con 
un tejido opaco. Posteriormente en cada extremo de la “Y” se colocaban un 
algodón humedecido con aroma asociado a machos grandes, mientras que en 
el otro se colocaba un algodón humedecido con el aroma asociado a 
machospequeños.Para eliminar la posibilidad de sesgos en la dirección del 
vuelo de las abejas y evitar que esto afectara los resultados del experimento de 
elección, la posición de los algodones se estableció aleatoriamente en cada 
ensayo. Transcurridos dos minutos la compuerta de la cámara fue removida 
para permitir el vuelo de la abeja. Se registró el tiempo transcurrido entre la 
apertura de la compuerta y el tiempo de vuelo hasta uno de los extremos del 
túnel, así como la dirección de vuelo elegida. Considerando como elección 
hasta que la abeja tocará el algodón, al término de cada elección el túnel de 
viento fue lavado con agua y jabón, esto con el fin de evitar que los olores se 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 17 ~ 
 
mezclaran. El número de vuelos realizados hacia cada uno de los extremos del 
túnel fue comparado mediante pruebas de X². Las abejas que no volaron en el 
lapso de 5 minutos después de haber abierto la compuerta fueron remplazadas 
por otro organismo. Cundo la abeja no respondió al diseño experimental en tres 
ocasiones fue descartada del estudio. 
 
 
 
Figura 2. Ilustración del túnel de viento, utilizado para la elección aromas 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 18 ~ 
 
 
 
Evaluación de la actividad antibacteriana 
 
Se trabajó con tres cepas bacterianas dos Gram negativas, Escherichiacoli y 
Serratiamarcescensy una Gram positiva,Micrococcusluteus, las cuales fueron 
donadas por elInstituto Nacional deSalud Pública de Cuernavaca,Morelos, 
México. 
 
5.- Actividad antimicrobiana de los compuestos seleccionados. 
 
Ya identificados los compuestos asociados a los aromas de los machos y 
diferencias individuales en ellos, se procedió a realizar un ensayo de actividad 
antimicrobiana empleando las proporciones de los compuestos asociados a los 
machos de E. villosagrandes y chico. El ensayo fue dividió en dos partes: 
 
 
a.- Evaluación cualitativa 
 
Se realizó de acuerdo con el método de difusión de agar Kirby- Baüer 
(VanderBergheyVlietinck, 1991). Se impregnaron sensidiscos con 2 μg de los 
compuestos a probar: como control positivo se utilizó cloramfenicol (25 μg por 
disco). Todos los bioensayos se realizaron por triplicado (ver apéndice I). 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 19 ~ 
 
 
 
b.- Evaluación Cuantitativa. 
La determinación del efecto de los compuestos y mezclas sobre las curvas de 
crecimiento se realizó de acuerdo al método propuesto por Kuboet al.,1993, 
modificado por Ávila, 1996 (ver apéndice II) para lo cual se trabajó con tres 
cepas bacterianas dos Gram negativas, Escherichiacoli y Serratiamarcescensy 
una Gram positiva,Micrococcusluteus 
 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 20 ~ 
 
RESULTADOS 
 
1.- Colecta de organismos 
En total se capturaron 16 machos y una hembra (las cuales no fueron 
empleadas en esta parte del experimento), las medidas tomadas del ancho de 
cabeza y tórax (cuadro 2) se realizaron con la finalidad de determinar las 
medidas del macho chico y macho grande. El criterio que se determinó para 
decidir las medidas del macho chico y grande fueron las diferencias relativas 
del tamaño de los machos 
 
 
Cuadro 2. Parámetros morfométricosde 16 machos E. villosa. Capturadas 
en la estación de biología “Los Tuxtlas”; Veracruz 
 
Organismo Ancho de cabeza 
mm 
Ancho de tórax 
mm 
T1 5.18 5.35 
T2 5.12 5.25 
T3 5.30 5.50 
T4 4.97 5.35 
T5 5.14 5.21 
T6 4.90 5.51 
T7 5.33 5.67 
T8 5.00 5.31 
T9 5.24 5.64 
T10 5.63 5.79 
T11 5.33 5.63 
T12 5.13 5.45 
T13 4.99 5.60 
T14 5.15 5.28 
T15 5.28 5.84 
T16 5.10 5.56 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 21 ~ 
 
2.-Análisis de los compuestos 
 
Se lograron detectar un total de 61 compuestos diferentes en las mezclas de 16 
machos E. villosa, de los cuales el 35% corresponde a monoterpenos y el 26 % 
a sesquiterpenos. En el cuadro 3 se muestran los compuestos detectados por 
el CG-EM, asimismo el porcentaje relativo de los compuestos de cada 
individuo. 
Algunos compuestosidentificados como ocimeno, limoneno, α-pineno y β-
pineno.Son bien conocidos como componentes de las fragancias de orquídeas 
neotropicales (Williams yWhitten, 1983; GerlachySchill, 1991). 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 22 ~ 
 
Cuadro 3. Cantidades relativas de las esencias obtenidas de los apéndices traseros de 16 machos de Euglossa villosa 
reportados individualmente, colectados en La estación de biología “Los Tuxtlas” Veracruz. 
 
ORGANISMO TR COMPUESTO 
T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8 T9 T10 T11 T12 T13 T14 T15 T16 
4.83 Triciclo[2.2.1.02,6]heptano 0.12 - 0.21 - - 0.07 0.21 0.19 0.04 - - - 0.25 0.21 - 0.50 
5.06 α-Pineno 0.15 - 0.71 - - 0.24 9.29 0.96 1.58 - - 1.19 - 9.29 - - 
5.4 Camfeno - - - - - - 0.32 0.07 - - - - - 0.32 - - 
5.9 Sabineno - - - 0.25 - - 0.72 0.11 - 0.11 0.25 - 0.22 0.72 - - 
6 β-Pineno - - 0.09 - - 0.11 0.97 0.55 0.09 - - - - 0.97 - - 
6.23 β-Mirceno 0.09 - 0.17 - - 0.06 0.32 0.17 - - - - - 0.32 - - 
6.6 α-Felandreno 0.14 - 0.16 - - - 0.20 0.36 0.07 - - - - 0.20 - - 
6.75 3-Careno 0.11 - 0.10 - - - 0.15 0.80 - - - - - 0.15 - - 
7.09 β- Cimeno 0.41 - 0.66 0.10 - 0.24 0.82 0.63 0.18 - - - - 0.82 - - 
7.19 D-Limoneno 0.31 - 1.43 0.60 - 0.27 1.08 1.46 0.67 - - 0.68 - 1.08 - - 
7.27 Eucaliptol 11.97 52.64 17.30 3.60 17.79 2.92 9.53 3.96 8.88 - 0.08 9.79 16.95 9.53 12.84 31.28 
7.63 β-Ocimeno - - - - - - 2.08 0.33 - 0.36 0.14 - 0.79 2.08 - - 
7.94 t-Terpineno 0.14 - 0.30 - - 0.10 0.27 0.27 0.11 - - - 0.18 0.27 - - 
8.73 Terpinoleno - - - - - - 0.28 0.06 - - - - 0.15 0.28 - - 
9.36 Alcohol feniletilico - 0.65 - - - - - 0.05 - - - - 0.32 - - - 
11.12 4-Terpineol - 1.75 0.26 - 0.70 0.09 0.14 0.07 - - - - 0.19 0.14 0.22 - 
11.46 α-Terpineol - 6.51 0.64 0.47 4.05 0.24 0.28 0.14 0.31 - 0.24 0.20 0.78 0.28 1.24 1.48 
11.58 Metil Salicilato 0.10 - - 0.15 - 0.21 0.24 - 0.04 - - 0.44 0.14 0.24 - - 
13.63 EtilSalicilato 0.40 - - - - 2.71 2.09 0.11 0.82 0.14 - 3.49 0.57 2.09 - - 
14.36 Timol - - - 0.13 - - 0.15 - - - - - 0.54 0.15 0.19 - 
15.5 δ-2-Careno - 0.23 - 0.12 - - - - - 0.17 0.16 0.62 0.16 - - - 
15.68 (+)-4-Careno 0.14 1.08 3.10 1.15 - 1.41 1.44 0.78 0.95 - 0.14 - - 1.44 0.48 - 
16.49 Geranilacetato - - - - - 0.24 0.15 0.24 0.09 - - - 0.16 0.15 - - 
17.34 α-Gurjuneno - - 0.31 - - 0.19 0.19 0.14 0.12 - - - - 0.19 0.12 - 
17.6 Cariofileno - - - 1.27 - - - - 0.13 0.11 0.07 0.16 0.14 - 0.40 - 
17.92 β-Gurjuneno - - 0.09 0.23 - 0.08 0.20 0.15 - - - - - 0.20 - - 
18.09 α-Cariofileno - - 1.65 0.69 - - 1.10 0.76 0.66 - 0.13 0.27 - 1.10 0.33 - 
18.63 Aromandreno - - 0.43 - - 0.29 0.32 0.24 0.19 - - - - 0.32 - - 
19.13 β-Cubebeno 0.10 - 0.31 - - - 0.05 1.06 - 2.58 0.47 - 0.19 - 1.04 - 
19.45 Ledeno - - - - - 0.15 0.07 - - - - - - 0.07 - - 
19.63 α-Farneseno - - - 0.74 - - - 0.19 0.34 - - - - - 0.11 - 
19.7 β-bisaboleno - - - 1.11 - - - 0.86 0.99 0.89 0.13 - 0.47 0.46 - - 
20.1 δ-Cadineno - - - - - 0.16 0.06 0.34 - 0.13 0.15 - 0.20 0.06 - - 
21.01 Epiglobulol - - 0.11 - - 0.18 0.09 0.07 0.25 - - - - 0.16 - - 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 23 ~ 
 
21.59 (-)-Globulol - - 0.57 0.40 0.47 0.65 0.49 - 0.76 - - - 0.19 0.49 1.17 0.93 
21.78 Ledol - - 0.18 - - 0.23 0.08 0.15 0.21 - 0.71 - 0.15 0.08 0.50 - 
23.8 α-Bisabolol - - - - - 0.12 - 0.06 0.07 - - - - - 0.23 - 
24.98 trans, trans- Farnesal - - - 0.35 - 0.07 0.06 - 0.17 - - - 0.13 0.06 - - 
27.07 Hexaidrofarnesilacetona - - - 0.73 - 0.30 - - - 0.09 0.20 - - - 0.67 - 
33.64 1-Octadecanetiol 0.08 - - - - 0.07 0.09 0.26 - - - - - 0.09 0.12 - 
33.74 ÁcidoNonahexacontanoico 0.16 - - 0.17 - 0.12 0.22 0.83 0.05 - - - - 0.22 1.27 - 
33.93 1-Octadecanetiol 0.17 - - - - 0.31 0.05 0.14 0.05 - - - - 0.05 0.11 - 
35.47 Hexatriacontane 0.48 - 0.12 - - 0.19 0.34 1.21 - - - - - 0.34 2.27 - 
36.9 1,9-Tetradecadieno 2.20 - - - 0.42 2.92 0.23 0.21 - 0.25 0.32 2.69 - 0.23 - - 
37.11 Heptacosano 0.69 - - 0.67 - - 0.45 1.24 0.70 - - - - 0.45 2.27 - 
38.69 Hexatriacontano 2.04 - 0.27 1.10 0.29 0.48 1.12 1.88 0.38 0.47 0.70 0.41 - 1.12 - - 
40.21 Heneicosano 1.18 - - 0.20 - 0.09 0.78 1.01 - 0.12 0.13 - 0.17 0.78 0.63 - 
40.55 Z-11-Octadecen-1-ol acetato 1.46 - 0.30 0.62 0.31 2.03 0.20 1.17 0.53 0.66 1.07 0.16 0.16 0.20 - - 
41.35 Heptacosanol 0.95 0.06 0.35 0.52 1.77 0.21 0.55 0.56 0.32 0.82 0.83 0.23 0.33 0.55 0.17 0.50 
41.68 Heptacosano 1.51 - 0.15 0.61 0.31 0.21 0.89 1.00 0.04 0.20 - 0.11 0.20 0.89 0.69 - 
41.77 Eicos-9-enil-1,20- diacetato 0.35 - 0.16 0.60 0.32 1.20 0.35 0.80 0.26 0.89 1.26 0.14 0.15 0.35 0.11 0.00 
42.83 Z-5,17-Octadecadien-1-ol acetato 0.32 0.11 0.36 0.11 0.43 0.69 0.10 0.28 0.22 0.24 0.25 0.24 0.16 - 0.11 0.87 
43.19 5-Nonadecen-1-ol 57.31 - 60.71 0.93 0.36 60.01 20.7 51.15 36.76 81.12 65.26 72.44 0.14 - 0.10 - 
43.46 Z-14-Octadecen-1-ol acetato 0.07 0.07 0.09 0.83 0.73 0.41 0.10 0.64 1.53 0.20 0.12 0.32 0.15 0.10 0.19 1.15 
43.61 Geranilcitronelol 0.15 0.08 - 0.12 - 0.56 0.22 - - 0.20 0.43 0.26 0.23 0.22 0.19 0.56 
44.21 1-Docoseno 6.72 0.07 2.30 0.19 2.33 6.05 5.23 6.93 - 0.13 7.45 5.01 1.85 5.23 4.36 0.77 
44.48 Heptacosano 1.18 - - 0.22 1.09 0.30 0.65 0.38 0.19 - 0.23 - 0.19 0.65 0.86 - 
45.81 Eicosano 0.85 0.09 - 0.09 0.47 0.27 0.64 0.07 - - 0.07 0.14 0.29 0.64 0.15 0.70 
46.85 17-Pentatriaconteno 0.76 0.06 0.08 0.70 0.53 0.58 0.54 0.94 3.22 0.35 0.76 0.10 0.26 0.54 0.30 1.11 
47.11 Eicosano 1.09 0.07 0.07 0.10 0.49 0.41 1.01 0.27 0.05 - 0.15 - 0.16 1.010 0.56 1.10 
47.65 Z,E-2,13-Octadecadien-1-ol 0.69 21.70 0.18 0.19 0.34 1.32 0.07 1.03 23.25 1.72 0.89 0.38 10.12 0.07 0.26 1.06 
 %Total identificado: 94.59 85.15 93.92 20.06 33.23 13.68 105 84.63 83.7 91.9 82.79 99.03 37.89 47.65 34.31 42.01 
 % Monoterpenos: 14.9 73 27 32.5 67.8 63.6 29 12 14.7 .9 1.3 16.1 56.4 64.4 44 79.1 
 
% Sesquiterpenos 
% Otros 
0.10 
85 
- 
27 
4 
69 
27.5 
40 
1.6 
30.6 
17.7 
18.7 
2.5 
68.5 
5 
83 
4.7 
80.6 
4.10 
95 
2.2 
96.5 
.5 
83.4 
4 
39.6 
6.5 
29.1 
13.1 
42.9 
2.2 
18.7 
T: número de organismo, TR: tiempo de retención, (-) no detectado 
 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 24 ~ 
 
3.-Determinación de la relación del peso relativo de cada 
compuestocon el fenotipo de los machos. 
 
Las regresiones univariadas fueron relacionadas con la proporción relativa de 
los compuestos (cuadro 3) contra el tamaño (cabeza y tórax) de las abejas esto 
se realizó con el fin de poder determinar que compuestos mostraban una 
asociación significativa con el tamaño de las mismas teniendo como resultado 
cuatro compuestos (Ledol, Octadecanetiol, Trans,trans- Farnesal, Geranil 
acetato), a partir de estos se originaron 2 mezclas una asociada a macho chico 
y otra a macho grande (Cuadro 4). 
 
Cuadro 4. Componentes de las mezclas de macho chico y grande de E. 
villosa (reportados en µL). 
Compuesto Densidad (mezcla del 
macho chico) 
µL 
(mezcla del 
macho grande) 
µL 
Fórmula 
 
 
 
Ledol 
 
 
 
.900 g/Ml 
 
 
 
2 
 
 
 
2 
 
Octadecanetiol 0.847 g/Ml 1 1 
Geranil 
acetato 
0.913 g/Ml 3 1 
Trans,trans- 
Farnesal 
0.887 g/Ml 1 2 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 25 ~ 
 
 
4.- Aromas, tamaño de los machos y preferencias femeninas 
Se capturaron un total de 21 hembras de E. villosade las cuales 15(79%)se 
orientaron hacia el extremo del túnel que contenía la mezcla asociadas a 
machos grandes y 4 hembras(21%)se orientaron hacia la mezcla del macho 
chico. Las diferencias entre el número de hembras orientadas hacia cada uno 
de los extremos resultaron ser significativas entre ambos grupos (x² =6.37; g.l. 
= 1; P = 0.0116) las cuales se pueden observar en la figura 3. Los vuelos 
esperados se calcularon dividiendo el total de los vuelos observados entre dos. 
 
Figura. 3. Número de vuelos observados y esperados de las abejas E. villosa. 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 26 ~ 
 
5.- Actividad antimicrobiana de los compuestos seleccionados 
 
a.- Evaluación cualitativa 
Los resultados obtenidos al evaluar la actividad antibacteriana de los 4 
compuestos y 2 mezclas asociadas a los machos de E. villosa se presentan en 
el cuadro 5.Trans-transFarnesalmostró actividad en las tres cepas desafiadas 
mostrando los mayores halos de inhibición en S. marcescens, mientras 
queLedol presentó un menor halo de inhibición en M. luteusyE. coli. Para 
Octadecanetiol y Geranil acetato solo se mostró una disminución en la 
población. La mezcla asociada al macho grande fue la que mostróel mayor halo 
de inhibición en la cepa de E. coli, en tanto que la mezcla del macho chico 
presentó un halo de inhibición mayor enM. luteus. Como en general el efecto 
observado en algunos compuestos y mezclas fue de una disminución en la 
población se decidió cuantificar el efecto de diferentes concentraciones de los 
compuestos y mezclas sobre el crecimiento bacteriano. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 27 ~ 
 
Cuadro 5.Actividad antibacteriana de los compuestos seleccionados de 
género E. villosa 
 
Compuesto 
 
E. coli M. luteus S. marcescens 
Ledol 8.33±0.60 8.33±0.60 - 
Trans-transFarnesal 8.33±1.20 9.33±0.06 8.33±1.20 
Octadecanetiol - - - 
Geranil acetato - - - 
Grande 9.00±1.00 8.33±0.60 - 
Chico - 9.33±1.20 - 
Simbología: (-): Disminución de la población, Escherichiacoli, 
Micrococcusluteus, Serratiamarcescens,(n): 3 
 
 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 28 ~ 
 
b.- Evaluación Cuantitativa 
 
 
El efecto observado en el número de Unidades Formadoras de Colonias (UFC) 
de E. coliexpuesta a diferentes concentraciones. 
 
 
Figura 4. Efecto de los diferentes compuestos de las abejas E. villosa sobre la 
curva de crecimiento de E. coli. El testigo se incubo durante 24 horas pasado 
este tiempo se contó el número Unidades Formadoras de Colonias. 
 
 
E. coli mostró una reducción en el número de las colonias al ser expuestas a 
diferentes concentraciones de los compuestos seleccionados. Geranil 
acetatofue el que presentó una mayor disminución en la población ya que a 
una concentración de 4mg/mL disminuye la población hasta inhibir el 
crecimiento bacteriano. Por otra parte, Ledol, Farnesal, Octadecanotiol y las 
mezclas asociadas a machos grandes y chicosno mostraron una inhibición 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 29 ~ 
 
completa del crecimiento bacteriano, pero si existe una disminución en cuanto 
al número de Unidades Formadoras de Colonias (Figura 4). 
0
2
4
6
8
10
12
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Concentrac ion   mg/ml
L
o
g
. 
#
 U
F
C
Geranil L edol
Mez c la  del macho grande Mez cla del macho chico
F arnes al Octadecanotiol
Tes tigo Figura 5 Efecto de los diferentes compuestos de E. villosa 
sobre el crecimiento de M. luteus 
 
El efecto que tuvieron Octadecanetiol y Ledol no mostraron una inhibición 
completa del crecimiento bacteriano de M. luteus a ninguna concentración en 
comparación con los compuestos de Geranil acetato, Farnesal y mezclas 
asociadas a machos grandes y chicosdonde se obtuvo una inhibición completa 
del crecimiento bacteriano a partir de 0.125 mg/mL(Figura 5). 
 
Euglossa villosa 
 
~ 30 ~ 
 
 
 
Figura 6 Efecto de diferentes concentraciones de los compuestos ensayados 
de E. villosa sobre el crecimiento bacteriano de S. marcescens. 
 
En lo que corresponde a S. marcescensninguno de los compuestos tiene un 
efecto bactericida sobre la población (Figura 6). 
 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 31 ~ 
 
0
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6
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10
0 2 4 6 8 10
Concentración mg/ml
L
o
g
 #
 U
F
C
E. coli M. luteus S. marcescens
M. luteus resultó ser la bacteria más sensible a los compuestos de Trans,trans-
farnesal, Geranil acetato y las mezclas asociadas a machos grandes y chicos a 
concentraciones de 0.125 mg/mL en donde se obtuvo una inhibición completa. 
Sin embargo S. marcescens fue la bacteria más resistente al no presentar una 
inhibición completa en ninguno de los compuestos. E. colipresentóuna 
inhibición completa con Geranil acetato a una concentración de 8 mg/mL (Fig. 
12), mientras que los demás compuestos resultaron ser bacteriostáticos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
0
2
4
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0 2 4 6 8 10
concentración mg/mL
L
o
g
 #
 U
F
C
E.coli M. luteus S. marcescens
0
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0 2 4 6 8 10
Concentración mg/mL
L
o
g
 #
U
F
C
E.coli M. luteus S. marcescens
0
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0 2 4 6 8 10
Concentración mg/mL
L
o
g
 #
 U
F
C
E. coli M. luteus S. marcescens
Figura 7. Efecto de Trans,trans-farnesal sobre
el crecimiento de tres cepas bacterianas. 
Figura 8. Efecto de Octadecanetiol sobre el
crecimiento de tres cepas bacterianas. 
Figura 9 Efecto de Ledol sobre el
crecimiento de tres cepas bacterianas. 
Figura 10. Efecto de la mezcla de macho 
chico sobre el crecimiento de tres cepas 
bacterianas. 
 
Euglossa villosa 
 
~ 32 ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
0
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0 2 4 6 8 10
Concentración mg/mL
L
o
g
 #
 U
F
C
E. coli M. luteus S. marcescens
0
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0 2 4 6 8 10
Concentración mg/mL
L
o
g
 #
 U
F
C
E. coli M. luteus S. marcescens
Figura 11. Efecto de la Mezcla de macho
grande sobre el crecimiento de tres cepas
bacterianas. 
Figura 12. Efecto de Geranil acetato sobre el
crecimiento de tres cepas bacterianas. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 33 ~ 
 
DISCUSIÓN 
 
El resultado del análisis CG-EM mostró que las tibias traseras de los machos 
de abejas E. villosacontienen mezclas muy complejas compuestas por terpenos 
y compuestos aromáticos principalmente (cuadro 3). Esto concuerda con los 
análisis realizados por Eltzy col. (2003). En donde reportaron un complejo de 
mezclas de terpenos(monoterpenos, sesquiterpenos) y compuestos aromáticos 
en otros euglossinos. Asimismolos apéndices de E.hemichlora contienen una 
mezcla muy compleja de monoterpenos, sesquiterpenos y compuestos 
aromáticos tales como ocimeno, limineno, α-pineno, β-pineno, que han sido 
encontrados en fragancias de orquídeas tropicales (Williams yWhitten, 1983; 
GerlachySchill, 1991).Estos compuestos también fueron identificados en los 
extractos de E. villosa en cantidades pequeñas. 
Las diferencias encontradas en el patrón de la composición de losextractos de 
los apéndices de E. villosa y E. hemiclora es probable que se deba 
principalmente alas épocas del año en las cuales se colectaron los organismos, 
el tipo de flores que visitan, ya que se sabe que la producción de metabolitos 
secundarios varía dependiendo de factores como localización geográfica, edad 
de la planta, época del año, de manera que la composición de las fragancias 
puede variar tanto en la cantidad o tipo de componentes presentes en las 
fragancias ya sea en las concentraciones de cada componente o en el número 
de componentes presentes en las fragancias que se contienen en los 
apéndices posteriores de las abejas. 
 
Euglossa villosa 
 
~ 34 ~ 
 
Las fragancias contenidas en las tibias de E. villosa fueron dominadas por un 
cierto número de compuestos principales presentes en la mayoría de los 
individuos. A parte de éstos, los extractos contenían componentes menores, 
que por lo general estaban representados en pequeñas cantidades y sólo se 
encuentra en un número pequeño de organismos. Uno podría suponer que los 
compuestos que se encuentren en mayor abundancia sean los más 
importantes para las abejas mientras que los menores son involuntariamente 
acumulados (Eltz, 1999). Sin embargo, esto resulta más complicado, ya que 
algunos de los compuestos que se encuentran en menor cantidad han 
demostrado ser muy atractivos para algunas especies cuando se exponen en 
forma pura como atrayente (Ackerman, 1989,) un ejemplo de ello es Alcohol 
feniletilico que ha servido como excelente a trayente de estas abejas. Muchas 
de los compuestos son atractivos para las abejas y podrían tener interés sólo 
para ciertos compuestos y descuidar otros. A demás algunos de los 
compuestos de las fragancias sólo puede ser perceptible a las abejas cuando 
se presenta en combinación con otros componentes (Eltz, 1999) 
Los resultados que se obtuvieron al determinar si las hembras eran capaces de 
discriminar entre los fenotipos masculinos, a través de las diferencias de 
aromas asociados a ellos, fueron significativos al observar que las hembras se 
orientaban hacia la mezcla del macho grande (Figura 3). Que ellas hayan 
elegido la mezcla del macho grande podría deberse a que las hembras poden 
obtener beneficios directos ya que si estos aromas tienen una actividad 
antibacteriana, las hembras disminuirían la posibilidad de ser infectadas 
durante la cópula, de tal manera que si estos compuestos fueran transferidos a 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 35 ~ 
 
las hembras les estarían proporcionando químicos que serían esenciales para 
proteger cada celda de las crías y las provisiones de polen de los ataques de 
microbios a sus nidos (Roubik y Hanson, 2004). Por otro lado estos 
compuestos podrían ser un indicador de la condición fisiológica y/o genética de 
los machos. Eltz (1999) menciona que los machos que tienen las fragancias a 
adecuadas deben haber vivido lo suficiente para que hayan podido colectar 
varias sustancias raras en el bosque, y eso es una muestra de que poseen 
algunos rasgos principales como: poder volar muy lejos y tener éxito en la 
búsqueda de alimentos. Un individuo que logra triunfar obteniendo sustancias 
valiosas, puede tener buenos genes y que por lo tanto será capaz de tener una 
progenie con estas mismas cualidades. Asimismo en algunos trabajos se ha 
sugerido que las fragancias que los machos del género Euglossa coleccionan, 
pudieran ser usadas como feromonas. Eltz et al., (2003) sugieren que las 
sustancias son de alguna manera llevadas a la hemolinfa, modificadas 
químicamente y reutilizadas como feromonas. Zimmerman et al., (2006) 
mencionan que laexposicióndelas fraganciaspuede que permitan una 
evaluaciónmutuadela calidadfenotípicasin incurrir enel riesgo delesiones. 
Además deser especie específica, las fraganciaspueden comunicar 
asuspropietarios la fuerzafísica, maniobrabilidad, capacidad cognitiva, o 
edad(SchemskeyLande, 1984; Eltzetal.,1999). 
De igual modo en la identificación de los compuestos presentes en las 
muestras de los apéndices traseros de las abejas se observó que contienen un 
alto porcentaje de terpenos. Metzler (2004) reporta que las feromonas están 
formadas por acetatos, aldehídos, alcoholes, cetonas,terpenoides y otros, 
 
Euglossa villosa 
 
~ 36 ~ 
 
dependiendo de la especie y el tipo de feromona, de los compuestos 
empleados trans,trans-Farnesal se ha reportado como el principal componente 
de la feromona sexual de la polilla de arroz (Türker, 1998). También se ha 
logrado identificar en algunos Lepidópteros compuestos volátiles que no son 
emitidos por las hembras pero si por el macho (Viu, 2007). Esto podría 
explicarnos la razón por la cual las hembras se orientaron hacia la mezcla del 
macho grande ya que la cantidad de este compuesto es mayor (2µL) que en la 
mezcla del macho chico (1µL) (Cuadro 4), esto lograría ser más atractivo para 
las hembras ya que los insectos son capaces de mandar señales químicas a 
otros insectos ya sea como mecanismo de defensa, sexual y antimicrobianos 
entre otros. 
En la evaluación cualitativa de la actividad antibacteriana de compuestos y 
mezclas utilizadas de los extractos de apéndices de Euglossa villosa el 
compuesto que mostró actividad fue Trans, trans-Farnesal al presentar un 
efecto mayor en las tres cepas bacterianas (cuadro 7). 
No se cuenta con estudios sobre la actividad antibacteriana de Trans, trans-
Farnesal, sin embargo la actividad biológica que muestran las plantas se debe 
a un sin número de metabolitos secundarios, que pueden actuar como defensa 
ante bacterias, hongos y virus y forman parte en la interrelación entre plantas e 
insectos(Mangas et al., 2008)entre ellos se encuentran los terpenos y Trans, 
trans-Farnesal es un sesquiterpeno. Se ha reportado que los sesquiterpenos 
tienen actividad antimicrobianade amplio espectro frente a una grandiversidad 
de bacterias, actividad antioxidante, actividadantiinflamatoria, entre otras. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 37 ~ 
 
Asimismo en algunos trabajos realizados sobre plantas que presentan actividad 
antibacteriana, se han elaborado estudios químicos en las cuales se presentan 
una gran variedad de compuestos entre ellos estáreportado Trans, trans- 
Farnesal, uno de los estudios es el de las plantas del género Clusiasp., de la 
cual las abejas colectan el látex,las cuales muestran una gran versatilidaden 
cuanto a actividades biológicas, lo que hace de ellas una fuente interesante de 
compuestosactivos que pueden ser usados con diversos fines, uno de ellos es 
la actividad antibacteriana (Mangas et al., 2008), y si estos compuestos fueran 
tomados por las abejas al usar el látex que produce esta planta para la 
construcción de sus nidos les estaría confiriendo una resistencia a los 
patógenos (Pestalozzi, 2008)esto sería muy importante ya que recorren largas 
distancias y tener estas ventajas les podría servir para ser menos vulnerables a 
las infecciones que causan las bacterias que se encuentran en el medio 
ambiente (Roubik y Hanson, 2004). 
En la evaluación cuantitativa se observó queM. luteusfue la cepa más sensible 
presentando una inhibición completa a una concentración de 0.125 mg/mL 
(Figura 12). 
Se observa que las bacterias Gram negativas como son E. coli y S.marcescens 
fueron las menos sensibles a los compuestos y mezclas empleadas. Que las 
bacterias Gram negativas sean más resistentes podría deberse a la estructura 
de la pared celular, ya que es más compleja (tanto desde el punto de vista 
estructural como químico) que la pared de las bacteriasGram positivas, poseen 
una sola capa de peptidoglucanos interna y una membrana externa en donde la 
cara externa está compuesta por lipopolisacáridos (LPS) y la cara interna por 
 
Euglossa villosa 
 
~ 38 ~ 
 
fosfolípidos. Además, esta membrana es rica en proteínas, de igual manera 
funciona como una barrera depermeabilidad para ciertas sustancias como 
antimicrobianos y disminuye el paso de otros que pueden ser inactivados en el 
periplasma(Murray et al., 2005). 
El que se observara una inhibición en la prueba cuantitativa y en la prueba 
cualitativa solo se obtuviera una disminución en la población, puede deberse a 
que la prueba cualitativa es una prueba de susceptibilidad de bacterias ante 
agentes microbianos que sebasa solamente en la presencia o ausencia de una 
zona de inhibición, mientras que la prueba cuantitativa trata de determinar la 
reducción del número de UFC. Esto con el objetivo de determinar la tasa de 
reducción decimal (relación logarítmica entre el número de bacterias inicial y el 
de supervivientes). 
Nuestros resultados sugieren que los machos de E. villosa adquieren 
continuamente una gran variedad de compuestos volátiles, que son guardados 
y finalmente forman una fragancia muy compleja y específica. Que les sirven 
como señales químicas, estas pueden contener información fenotípica y 
genotípica que las hembras podrían estar valuando en los machos. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 39 ~ 
 
 
 
 
Conclusiones 
 
I) Se encontró variación en la concentración de los compuestos asociados al 
fenotipo (tamaño de los machos). 
 
II) Las hembras discriminaron entre los aromas (fenotipos), por lo que emplean 
estas diferencias para discriminar entre machos. 
 
III) Lasdiferencias encontradas en la composición de los compuestos 
representa una señal honesta por parte de los machos que están asociado con 
tolerancia a patógenos. 
 
Euglossa villosa 
 
~ 40 ~ 
 
 
 
 
Perspectivas 
 
 
Realizar un estudio comparativo de los compuestos que se encuentran 
en los apéndices de E. villosa y las que se encuentran las diferentes 
selvas de México donde han sido reportadas. 
 
Realizar un análisis químico de las mezclas que se encuentran en los 
apéndices posteriores de las diferentes especies de abejas Euglossa, 
encontradas en la estación de los Tuxtlas, Veracruz. 
 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 41 ~ 
 
 
Apéndice I. Método de difusión en agar Kirby- Baüer (VanderBerghe y 
Vlietinck, 1991) 
 
El medio de cultivo utilizado en esta técnica es el agar Muller-Hinton debido a 
que con este se realizan pruebas de susceptibilidad y promueve una alta 
capacidad en el desarrollo de numerosos microorganismos, además de que se 
debe observar que esté presente una solidez y espesor adecuado en la caja 
para el buen desarrollo de las bacterias. 
 
En el caso de inóculo el procedimiento que se lleva a cabo es por medio de un 
asa de siembra estéril, con la cual se tocan las superficies convexas de las 
colonias (de 4 a 5 aprox.) a usar fijándose que estas presenten una apariencia 
semejante de los organismos a ensayar. Después de obtener los 
microorganismos se sumerge el asa en el caldo Muller-Hinton, descargando 
todo el material, y enjuagando muy bien el asa en el líquido, una vez retirado el 
material se saca el asa. Posteriormente se pone a incubar el tubo del cultivo a 
una temperatura de 37 °C durante aproximadamente 24 h, o hasta que la 
turbidez del medio sea equivalente al estándar N° O.5 de MacFarland, lo que 
equivale a una concentración de aproximadamente 1.5 X108 bacterias/mL. En 
el caso que la suspensión de organismos sea más turbia que el estándar, se le 
agrega solución salina al 0.9% hasta igualarlas. 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 42 ~ 
 
Posteriormente se sumerge un hisopo estéril y seco en la suspensión 
bacteriana, tratando de retirar el exceso de humedad en las paredes del cultivo. 
 
Finalmente se siembra por estrías en por lo menos tres direcciones, dando 
vueltas a la placa en ángulos de aproximadamente 60° luego de cada estría. 
 
Para realizar la prueba de susceptibilidad, los sensidiscos se colocan en cada 
una de las zonas de la superficie del agar (en la cual ya se encontraba la 
bacteria) a una distancia de 22 a25 mm. entre ellos y a 14 mm del borde de la 
caja utilizando una pinza estéril; los sensidiscos se presionan suavemente con 
la punta de la pinza tratando de no moverlos una vez colocados en su lugar. 
Posteriormente se toma la cantidad del compuesto (Trans,trans-Farnesal, 
Octadecanethiol, Geranil acetato, Ledol, mezcla del macho chico y mezcla del 
macho grande) necesaria para evaluar la actividad antibacteriana (2 µL) con 
una micropipeta, y se agrega el compuesto al sensidisco tratando de cuidar que 
la punta solo toque el sensidisco y este lo absorba, haciéndose de manera 
cuidadosa y rápida para que el compuesto a probar no se volatilice. 
 
Como control positivo se usan sensidiscos con un antibiótico sintético 
(cloranfenicol 25 µg) en el cual se evalúan las cepas experimentales, se realiza 
impregnando los sensidiscos con la solución y dejándolos en la campana estéril 
a temperatura ambiente a que el solvente se evapore, posteriormente se 
colocan los sensidiscos en la superficie del agar con una pinza estéril (en la 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 43 ~ 
 
cual ya se encuentra la bacteria) a una distancia igual a la mencionada 
anteriormente, presionando los sensidiscos suavemente. 
 
Una vez que las cajas con agar estén ya preparadas para la prueba de 
susceptibilidad,son invertidas y puestas en un incubadora 36- 37°C, sin mayor 
tensión de CO2 (esto es importante ya que el CO2 puede formar ácido 
carbónico en la superficie húmeda del agar, provocando un descenso en el pH, 
por lo cual el desarrollo de algunos microorganismos es inhibido a pH ácido, lo 
cual puede provocar una estrechez en la inhibición) durante las 24 horas. 
 
Interpretación de resultados 
Las zonas de inhibición se miden con una regla calibrada en mm, todos los 
bioensayos se realizan por triplicado. Los valores obtenidos se promedian y 
son reportados en mm. 
 
Euglossa villosa 
 
~ 44 ~ 
 
APÉNDICE II Efecto de los compuestossobre el crecimiento bacteriano 
(Modificado de Ávila, 1996). 
 
Preparación y rotulación de un tubo con 5 ml de caldo Muller-Hinton por cada 
concentración problema a realizar y por bacteria. Una vez marcado cada tubo 
se agrega el inóculo con aproximadamente 1X106 UFC /mL (100µL) y 
posteriormente se le agrega la concentración de compuesto rápida y 
cuidadosamente para que este no se volatilice, se mezcla perfectamente y se 
pone a incubar a 37 °C durante 24 horas. 
Transcurridas las 24 hrs.se toman 50 µL y se siembra en la caja, 
posteriormente se toman otros 50µL de la solución y se diluyen en 5 mL de 
solución salina al 0.8 % (dilución 1), agitando nuevamente se toman 50 µL de 
muestra y se siembran, de esta solución (dilución 1) se toman otros 50 µL de 
muestra y se vuelven a diluir en solución salina (dilución 2) y se repite el mismo 
procedimiento para cada compuesto. Se prepara y rotula otro tubo sin antídoto 
que sirve como control del desarrollo. El inóculo se preparara con 
aproximadamente 1X106 UFC/Ml en un tubo de ensayo en caldo Muller- Hinton 
y se repite el mismo procedimiento. Una vez que las cajas estén listas se 
colocan en una incubadora a 37°C durante 24 Horas. Pasado este tiempo se 
cuenta el número de UFC y se multiplica por el factor de dilución 
 
Se grafica el logaritmo del número de sobrevivientes en el eje de las “Y” contra 
la concentración mg/mL en el eje de las “X”. Para determinar que concentración 
fue la que presentó una disminución en la población y a que concentración. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 45 ~ 
 
APENDICE III Enfermedades de origen bacteriano que afectan a abejas 
Son varias las enfermedades que pueden sufrir las abejas como resultado de 
lasacciones de diferentes organismos. La capacidad que muestran muchas 
especies al fabricar algún tipo de forma de resistencia, que permite soportar las 
condiciones ambientales desfavorables. 
En las abejas adultas las infecciones bacterianas suelen producir septicemiay 
diarreas.El agente causal de la septicemia es Serratiamarcescens,transmitida 
por varroa y parece ser que los brotes aparecen en colonias fuertemente 
estresadas (Padillay Flores, 2010),mientras que las diarreas son producidas 
por Escherichiacoli que encuentra generalmente en los intestinos de los 
insectos (Rodríguez, 2002). 
 
Euglossa villosa 
 
~ 46 ~ 
 
Bibliografía 
 
Ackerman, J. D. 1989. Geographic and seasonal variation in fragrance choice 
and preferences of male euglossine bees. Biotropica 21: 340-347. 
 
Anaya. A. L. 2003, Ecología química. Editorial Plaza y Valdez, México. pp. 210-
220. 
 
Andersson, M. 1994. Sexual Selection. Princeton University Press. Princeton. 
N.J. pp. 143-290 
 
Ávila, J. G. 1996. Actividad anti-Vibrio choleraede dos plantas utilizadas en la 
medicina tradicional purépecha. Tesis de Maestría en Microbiología. Facultad 
de Estudios Superiores Cuautitlán. Universidad Nacional Autónoma de México. 
México. pp 11 
 
Cancino M. A. y Damon A., 2007. Fragrace analysis of euglossine bee 
pollinated orchids from Soconusco, sounth- east Mexico, México, 60: 833-843. 
 
Cueva del C. R. 2007. Sexual selection in tropical insects, in International 
Commission on Tropical Biology and Natural Resources, [Eds. Kleber Del 
Claro,Paulo et al.], in Encyclopedia of Life Support Systems (EOLSS), 
Developed under the Auspices of the UNESCO, EOLSS Publishers, Oxford 
,UK, [http://www.eolss.net]. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 47 ~ 
 
Darwin, C. R., 1859. On the Origin of species by means of Natural Selection, on 
the Preseservation of Favoured Races in the Struggle for Life, John 
Murray,Cambridge, Massachusetts: Harvard University Press, pp. 495. 
 
Darwin, C. R., 1871. The descent of msn and selection in relation to sex, Edaf, 
Madrid, p. 523. 
 
Eltz, T., Roubik, D. &Lunau, K. 2005 a. Experience-dependent choices ensure 
species-specific fragrance accumulation in male orchid bees. Behav. Ecol. 
Sociob. 59:149-156. 
 
Eltz, T., Sager, A. &Lunau, K. 2005 b. Juggling with volatiles: exposure of 
perfumes by displaying male orchid bees. J. COMP. Physiol. Neuroethol S. 
Neural Behav Physiol. 191: 575-581. 
 
Eltz, T., Roubik, D.W. & Whitten, M. W. 2003. Fragrances, male display and 
mating behaviour of Euglossahemichlora: a flight cage experiment. Physiol. 
Entomol. 28: 251-260. 
 
Eltz. T., Whitten W., Mroubik, D. W. y Linsenmair. 1999. Fragrance Collection, 
Storage, and Accumulation by Individual Male Orchid Bees, Journal of 
Chemical Ecology, Vol. 25, 153-1176. 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 48 ~ 
 
García, E. 1970. Los climas del estado de Veracruz. Anales del Instituto de 
Biología. UNAM. Ser. Botánica 41:3-42. 
 
Gerlach, G. y Schill, R., 1991, Composition of orchid scents attracting 
euglossine bees. BotanicaActa, 104, 379-391. 
 
Greenfield, D. 2002. Signalers and Receivers. Oxford University Press, New 
York, pp. 9-29 
 
Harborne J. B. y Barberan T. F. A. 1991. Ecological Chemistry and 
Biochemistry of Plant Terpenoids, Oxford University Press, New York, pp. 297-
400. 
 
Harborne, J.B.1988. Introduction to ecological biochemistry, Academic Press. 
New York, 3rd edition, 356 p 
 
Harder L. D. y Barrett, S.C.H. 2007. The Ecology and Evolution of Flowers. 
Oxford University Press, Oxford, UK. Pp 159-179. 
 
Kimsey, L.S. 1984. A re-evaluation of the phylogenetic relationships in the 
Apidae activities in euglossine bees (Hymenoptera: Apidae). J. Zool., Lond. 
2004: 541-550. 
 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 49 ~ 
 
Langenheim, J.H. 2003. Plant resins. Chemistry, evolution, Ecology, 
Ethnobotany. Portland, Oregon, Timber Press, p. 586 
 
Lokvam, J; Braddock, P.B.; Reichardt, P.B.; Clausen, T.P. 2000. Two 
polyisoprenylatedbenzophenones from the trunk latex of Clusiagrandiflora 
(Clusiaceae). Phytochemistry 55:29-34. 
 
Mangas, M. R., Montes de de O. P. R., Bellos A. A. y Nival V. L. A., 2008. 
Caracterización por Cromatografia de gases/ espectrometría de Masas del 
Extracto Apolar de las hojas de Clusiaminor L.Journal of Pharmacy, 27(5): 747-
51 
 
McAuslane, H. J.; Vinson, S. B.; & Williams, H. J. 1990. Change in mandibular 
and mesosomal gland contents of male Xylocopamicans (Hymenoptera: 
Anthophoridae) associated with mating system. J. Chem. Ecol.16: 1877-1898. 
1990. 
 
Metzler H. B. 2004.Las feromonas y sus usos en el manejo integrado de 
plagas. Costa Rica. 71:112-118. 
 
Minckley, R. L. 1994. Comparative morphology of the mesosomal 'gland' in 
male large carpenter bees (Apidae: Xylocopini). Biol. J. Linn. Soc. 53: 291-308. 
 
 
Euglossa villosa 
 
~ 50 ~ 
 
Moises C., Ferreira-Nocelli, R., Netto, C. &Chaud, J. 2006. The Mesosomal 
Gland of Xylocopafrontalis (Hymenoptera, Apidae, Xylocopini). Sociobiology. 
47: 543-552. 
 
Murray P. R.,Rosenthal K. S., Pfaller M. A., 2005. Microbiología Médica 
ElsevierInc, Madrid. Pp. 11-24 
 
Padilla A. F. y Flores S. J. M., 2010. Patología Apícola, VI Congreso Nacional 
de Apicultura,Universidad de Córdoba, Departamento de Zoología, edificio 
Charles Darwin del Campus de Rabanales, 14071 Córdoba (España). 
 
Peruquetti, R. C. 2000. Function of fragrances collected by Euglossini males 
(Hymenoptera: Apidae). EntomologiaGeneralis. 25: 33-37. 
 
Pestalozzi J. E.2008. Sistema inmunológico de insectos. Boletin de la 
corporación de la investigación científica 
 
Rodríguez Á. G., 2002, Principales características y diagnóstico de los grupos 
patógenos de Escherichiacoli Salud Publica México, 44:464-475. 
 
Roubik W. y Hanson. 2004 Orchidbees of tropical America, Instituto Nacional 
de Biodiversidad, Editorial INBio, Costa rica pp. 320-332 
 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 51 ~ 
 
Roubik, D.W. 1989. Ecology and natural history of tropical bees. New York, 
Cambridge Univ. Press, p. 514. 
 
Schemske D.W., Lande R., 1984. Fragrance collection and territorial display by 
male orchids bees. AnimBechav 32:935-937. 
 
Secretaría de Medio Ambiente Recursos Naturales y Pesca (SEMARNAP). 
1998. Decreto de Reserva de la Biosfera, la región de Los Tuxtlas. Diario 
Oficial de la Federación 23 de Noviembre de 1998. pp. 6-21. 
 
Sokal R. y Rohlf J. 1995. Biometry. Freeman and company, New York, pp. 586- 
824 
 
Thornhill R. &Alcock J. 1983. The Evolution of Insect Mating Systems, 
Cambridge, MA. USA. Harvard University. Press, pp.546 
 
Trivers, R. L. 1972. Parental investment and sexual selection. Pp.136-179. In B. 
Campbell Ed. Sexual selection and descent of man. Aldine. Chicago Il. 
 
Türker L. 1998. A Theoretical study on the Sex-pheromones of the Rice Moth, 
Corcyra cephalonicaStainton. Journal of Biology 22: 229-232 
 
Vander Berghe, D. A y Vlietinck., A. J. 1991 Screning methods for antibacterial 
agents from higher plants. In: Methods in plant biochemistry. Vol. 6 “Assays for 
 
Euglossa villosa 
 
~ 52 ~ 
 
Bioactivity”. Edited by Hostettmann, K. Series editor dey p. m. Academia Press. 
New York, USA. pp. 47-71. 
 
Vinson, S. B. 1994. Ultrastructure of the mesosomal gland of 
XylocopamicansLepeletier (Hymenoptera: Anthophoridae) associated with 
pheromone release J. Insect Morphol. Physiol. 23: 243-252. 
 
Vinson, S. B., Frankie G. W., Williams H. J., 1986. Description of a new dorsal 
mesosomal gland in two Xylocopa species (Hymenoptera: Anthophoridae) from 
Costa Rica. J. Kans. Entomol. Soc. 59: 185-189. 
 
Viu A. P., 2007. Identificación de Feromonas y Proteínas Implicadas en la 
Percepción Feromonal de Lepidópteros Plaga, Tesis de Doctorado Facultad de 
Farmacia Universidad de Barcelona. pp. 216-217. 
 
Williams, H.J.; Vinson, S.B.; Frankie, G. W. 1987. Chemical content of the 
dorsal mesosomal gland of two Xylocopa species (Hymenoptera: 
Anthophoridae) from Costa Rica. Comp. Biochem. Physiol. B. 86: 311-312. 
 
Williams, N. H. y Whitten, W.M. 1983. Orchid floral fragrances and male 
euglossine bees: methodsand advances in the last sesquidecade. 
 
Zar H., 2010. Biostatistical Analysis. Department of Biological Siences Northern 
Illinois University, New Jersey. pp. 328-378. 
 
María del Pilar Ramírez Ramírez 
 
 
~ 53 ~ 
 
 
Zimmermann Y., Ramirez R. S. y Eltz T. 2009. Chemical niche differentiation 
among sympatric species of orchid bees. Ecology 90: 2994-3008. 
 
Zimmermann Y., Roubik W. D., Eltz T. 2006. Specie-specific attraction to 
pheromonal analogues in orchid bees, 60: 833-843. 
 
 
	Portada
	Índice General
	Resumen
	Introducción
	Antecedentes
	Justificación
	Objetivo general
	Material y Método
	Discusión
	Conclusiones
	Perspectivas
	Bibliografía
	Apéndices