Deteccion-de-Staphylococcus-aureus-en-pacientes-de-la-clnica-de-endoperiodontologa-en-la-Facultad-de-Estudios-Superiores-Iztacala-UNAM-durante-el-perodo-de-marzo-octubre-de-2016

Vista previa del material en texto

i 
 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
ESPECIALIZACIÓN EN ENDOPERIODONTOLOGÍA 
 
Detección de Staphylococcus aureus en pacientes de la clínica de 
Endoperiodontología en la Facultad de Estudios Superiores 
Iztacala UNAM durante el período de Marzo-Octubre de 2016 
TESIS 
Que para obtener el grado de 
Especialista en Endoperiodontología 
PRESENTA: 
C.D. Florangel Kú Erguera 
DIRECTOR DE TESIS: 
C.D.E.E.P. Javier Antonio Garzón Trinidad 
Proyecto financiado: 
 FESI-DIP-PAPCA-2016-26 
LOS REYES IZTACALA, TLALNEPANTLA, ESTADO DE MÉXICO 
SEPTIEMBRE 2017 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
ii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Esta Tesis de Especialización ha sido realizada en el Laboratorio de análisis clínicos 
de la CUSI (Clínica Universitaria de la Salud Integral) y en la clínica de 
Especialización en Endoperiodontología financiado por el Proyecto de Investigación 
al Programa de Apoyo a los Profesores de Carrera (PAPCA): 
 
 
 FESI-DIP-PAPCA2016-26 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iii 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
Mi agradecimiento por siempre a las personas que colaboraron en la realización de 
este estudio de investigación. 
 
Dr. Javier Antonio Garzón Trinidad, director de la tesis. 
 
Dr. Juan Ángel Martínez Loza, asesor metodológico. 
 
Dr. César Redondo, asesor metodológico. 
 
Dr. Jesús Villavicencio Pérez, asesor metodológico. 
 
Dra. Lourdes Catalina Aguilar Laurents, asesor metodológico. 
 
Por su contribución fundamental y el tiempo que me han dedicado siempre que la 
he necesitado, por su gran ejemplo académico, humano y estímulo profesional. 
 
Dr. Sergio Vaca Pacheco, Dra. Gloria Luz Paniagua Contreras, Dr. Eric Monroy 
Pérez, Biol. Ma. Patricia Sánchez Yáñez, integrantes del Laboratorio de análisis 
clínicos de la CUSI, por la atención interdisciplinaria de los casos tratados en este 
estudio, permitirme aprender y colaborar con el estudio microbiológico, su paciencia 
para enseñarme y aclarar mis dudas en todo momento, su compañerismo, estímulo 
y ejemplo profesional. 
 
A mis profesores de la Especialización, por la oportunidad de convivir con personas 
de admirable inteligencia y humildad, demostrado en la disposición en ayudar, 
enseñar y solucionar de forma tan generosa y sencilla. 
 
A Harold Perea, Linda Mejía y a mi familia, por el amor incondicional y apoyo en 
absolutamente todos los momentos. 
 
 
 
 
 
iv 
 
ÍNDICE 
PROYECTO PAPCA ………………………………………………………ii 
AGRADECIMIENTOS ……………………………………………………..iii 
ÍNDICE DE FIGURAS ……………………………………………………..v 
ÍNDICE DE TABLAS ……………………………………………………….vi 
ÍNDICE DE GRÁFICAS …………………………………………………...vii 
GLOSARIO ........................................................................................ viii 
RESUMEN ........................................................................................ viii 
ABSTRACT……………………………………………………………….... xi 
1. INTRODUCCIÓN ........................................................................................ 1 
1.1 Planteamiento del problema ........................................................... 1 
2. MARCO TEÓRICO ...................................................................................... 5 
2.1 Biopelícula o biofilm bacteriano .......................................................... 5 
2.2. La placa dental como biofilm ............................................................ 10 
2.3 Biofilm periodontal ........................................................................... 13 
2.4 Biofilm endodóntico .......................................................................... 16 
2.5.1 Staphylococcus aureus ................................................................... 19 
2.5.1.1 Factor de virulencia y biofilm de Staphylococcus aureus ............ 20 
2.5.1.2 Staphylococcus aureus y enfermedad periodontal ...................... 24 
2.5.1.3 Staphylococcus aureus y lesión endodóntica ............................... 26 
2.5.2 Identificación del Staphylococcus aureus ....................................... 27 
3. MATERIALES Y MÉTODOS ....................................................................... 29 
4. RESULTADOS .......................................................................................... 34 
5. DISCUSIÓN ............................................................................................. 44 
6. CONCLUSIÓNES ...................................................................................... 48 
BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................49 
v 
 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1. Formación de un biofilm. Modificado de: Orozco, 2015 ........................... 6 
 
Figura 2. Sistemas de detección. Dufour D, 2012. .................................................. 8 
 
Figura 3. Acumulación de células en el biofilm. Kolenbrander, 2006. ................... 11 
 
Figura 4: Representación de los complejos microbianos. Socransky, 2005. ......... 14 
 
Figura 5. Biofilm extrarradicular. Siqueira, 2012 .................................................... 17 
 
Figura 6. Factores de virulencia del Staphylococcus aureus. Cervantes, 2014 .... 23 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vi 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Tabla 1 Infecciones involucradas con biofilms bacterianos. Costerton, 1999. ........ 8 
 
Tabla 2. Lugar de origen. ...................................................................................... 34 
 
Tabla 3. Edad y género de la población. ............................................................... 36 
 
Tabla 4. Intervalo de edades. ................................................................................ 36 
 
Tabla 5 Intervalo de edades en enfermedad sistémica. ........................................ 38 
 
Tabla 6. Enfermedad sistémica asociada a entidad clínica. .................................. 39 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vii 
 
ÍNDICE DE GRÁFICAS 
 
Gráfica 1. Ciudad de origen................................................................................... 35 
 
Gráfica 2. Enfermedades sistémicas asociadas. ................................................... 37 
 
Gráfica 3. Entidades clínicas ................................................................................. 39 
 
Gráfica 4. Tipo de infección. .................................................................................. 40 
 
Gráfica 5. Resultado microbiológico. ..................................................................... 41 
 
Gráfica 6. Asociación entre microorganismos (Coinfecciones). ............................ 42 
 
Gráfica 7. Asociación de microorganismo y entidad clínica .................................. 43 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
viii 
 
GLOSARIO 
 
Absceso apical: Colección purulenta localizada en el hueso alveolar que rodea el 
ápice de un diente que ha sufrido un proceso inflamatorio. 
Biofilm: Comunidades de microorganismos que crecen embebidos en una matriz 
de exopolisacáridos y adheridos a una superficie inerte o un tejido vivo. 
Coinfección: Infección por más de un microorganismosimultáneamente. 
Colonización. Establecimiento y proliferación de un microorganismo en el huésped 
sin causar enfermedad; es sensiblemente diferente a la contaminación, que es la 
presencia accidental por contacto entre el huésped y el microorganismo, y donde 
no hay proliferación, enfermedad ni respuesta del huésped. 
Enfermedad infecciosa. Enfermedad producida por un microorganismo, se suele 
denominar agente etiológico al agente causal de esa enfermedad. 
Enfermedad sistémica: Enfermedad que afecta al cuerpo entero, en lugar de una 
sola parte o un solo órgano. 
Entidad clínica: Manifestación de una enfermedad. 
Enterobacterias: Bacterias gramnegativas que se encuentran en el suelo, el agua 
y la vegetación, forma parte de la flora intestinal del hombre. 
Infección. Establecimiento y proliferación de un microorganismo patógeno en un 
huésped; generalmente se desarrolla una enfermedad y una respuesta del huésped. 
Lipopolisacárido (LPS): Componente de la membrana externa de las bacterias 
Gram negativas; compuesto por una parte lipídica y cadenas características de 
oligosacáridos y polisacáridos. 
Microbiota: Microorganismos que viven en un entorno específico. 
 
ix 
 
Necrosis pulpar: Descomposición séptica o no (aséptica), del tejido conjuntivo 
pulpar que cursa con la destrucción del sistema microvascular y linfático de las 
células y, en última instancia, de las fibras nerviosas. 
Patogenicidad. Propiedad de un microorganismo para provocar daño al hombre. 
Patógeno. Microorganismo que daña al hombre directamente, por invasión o lesión, 
o porque produce sustancias tóxicas, los factores de patogenicidad son los 
componentes o propiedades del microorganismo que son importantes para ella. 
PCR (reacción en cadena de la polimerasa): Reacción enzimática in vitro que 
amplifica millones de veces una secuencia específica de ADN durante varios ciclos 
repetidos en los que la secuencia blanco es copiada fielmente. 
Placa dental: Masa blanda, tenaz y adherente de colonias bacterianas que se 
deposita sobre la superficie de los dientes, la encía y otras superficies bucales 
(prótesis, material de restauración, etc.) cuando no se practican métodos de higiene 
bucal adecuados. 
Periodontitis crónica: Inflamación de la encía y el periodonto de soporte, 
afectando de forma significativa el tejido conectivo gingival (TC), ligamento 
periodontal, cemento y hueso. 
Virulencia. Describe el grado de patogenicidad del microorganismo: cuanto más 
virulento sea, más fácil es que produzca la enfermedad y más grave es. 
 
viii 
 
RESUMEN 
 
 Se considera que más de 700 especies diferentes de microorganismos son 
capaces de colonizar la cavidad oral, se ha reportado la presencia de 
microorganismos que no son residentes normales de la cavidad oral y que son 
considerados oportunistas, siendo un claro ejemplo el Staphylococcus aureus; a 
pesar de no formar parte de la microbiota habitual, se ha podido aislar en la 
enfermedad periodontal y/o endodóntica, siendo este el objetivo de estudio. 
 
 Las muestras se tomaron de 44 pacientes de la clínica de Endoperiodontología, 
entre 18 y 90 años, con enfermedad periodontal y/o endodóntica; el S. aureus se 
identificó por PCR mediante la detección del marcador cromosómico 23S rRNA. 
 
 14% de la muestra total presentó S. aureus y se concluyó que la severidad y 
cronicidad de la enfermedad periodontal y/o endodóntica no se encuentra asociada 
a la presencia de S. aureus. 
 
Palabras claves. Biofilm, placa dental, Staphylococcus aureus. 
 
 
 
 
 
 
 
ix 
 
ABSTRACT 
 
 It is considered that more than 700 different species of microorganisms are 
able to colonize the oral cavity, it has been reported that the presence of 
microorganisms that are not normal residents of the oral cavity and are considered 
opportunistic, being a clear example Staphylococcus aureus; Although it doesn’t 
form part of the usual microbiota, it has been isolated in periodontal and / or 
endodontic disease, this being the objective of the study. 
 
 The samples were taken from 44 patients of the Endoperiodontology clinic, 
between 18 and 90 years of age, with periodontal and / or endodontic disease; S. 
aureus was identified by PCR by the detection of the 23S rRNA chromosomal 
marker. 
 14% of the total samples indicated the presence of S. aureus and it was 
concluded that the severity and chronicity of periodontal and / or endodontic disease 
has no association with the presence of S. aureus. 
 
Keywords. Biofilm, dental plaque, Staphylococcus aureus. 
 
 
 
 
 
1 
 
 1. INTRODUCCIÓN 
 
1.1 Planteamiento del problema 
 
 El Staphylococcus aureus (S. aureus) forma parte de la microbiota natural 
del ser humano (piel, mucosas, intestinos), alrededor del 25 al 50% de la población 
sana tiene esta bacteria, es considerada la especie más virulenta de su género y se 
transmite por contacto con otras personas o por exposición al ambiente; la 
colonización es más frecuente en la mucosa nasal siendo más susceptibles las 
personas inmunocomprometidas, afectando principalmente tejidos blandos y piel, 
puede causar infecciones mortales, como la bacteremia y presenta resistencia a 
diversos antibióticos, principalmente a la meticilina, lo que lo hace más difícil de 
controlar. 
 El S. aureus es un microorganismo que no forma parte de la microbiota 
bacteriana periodontopatógena y endodóntica habitual, sin embargo, debido a que 
es una bacteria en constante evolución, es capaz de adaptarse al medio en el que 
se encuentre; se ha reportado en la literatura que por sus factores de virulencia y la 
capacidad que tiene de formar su propio biofilm, facilita la superviviencia, 
acumulación y dispersión de bacteroides gingivalis en el surco gingival por medio 
de la placa dental y bacteroides endodónticos por medio del depósito de proteínas 
en la película adhesiva sobre la dentina, donde encuentra condiciones ideales para 
desarrollar su patogenicidad. 
 En la actualidad, la cavidad oral es considerada un ecosistema con una 
microbiota compleja que comprende más de 700 especies que incluyen 
microorganismos endógenos y exógenos capaces de colonizar las mucosas y 
tejidos orales.1 
 
2 
 
 Estos microorganismos requieren ciertos factores para poder desarrollarse, 
tales como: 
● Temperatura 
● Humedad 
● Potencial oxido reducción 
● pH bajo 
● Nutrientes 
 
 Estos factores le permiten a las bacterias causar un desequilibrio en la 
microbiota normal y el desplazamiento a nuevos sitios, incluso que nuevas bacterias 
puedan llegar a estar presentes. 2 
 Recientemente se ha reportado la presencia de microorganismos que no 
son residentes habituales de la cavidad oral, tal es el caso del Staphylococcus 
aureus, siendo identificado en la enfermedad periodontal, como lo mencionan 
Listgarten y col.(1993), detectaron su presencia en la enfermedad periodontal en un 
1.5% de pacientes por medio de Inmunofluorescencia, 3 mientras que, Cuesta y col. 
(2008) lo identificaron en un 13.4% en la bolsa periodontal y 15.8% en la mucosa 
oral mediante la prueba de bacteriostásis; 4 y Contreras y col. (2014), utilizando la 
prueba molecular de Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) en tiempo real, 
identificaron su presencia en un 10.8% en la bolsa periodontal y 19.6% en la mucosa 
oral. 5 
 En los últimos años también se ha reportado su presencia en lesiones de 
origen pulpar, como lo refieren Kannagara y col. (1999), Ingham y col. (2003), 
Sklavanus y col. (2005), Siqueira y col. (2006), 6 y más recientemente Shweta y col. 
en el 2013, 7 por lo que se desprende la siguiente pregunta de investigación: 
 
¿El S. aureus se encuentra asociado a la enfermedad periodontal y/o endodóntica 
en pacientes que acuden a la Clínica de EndoperiodontologíaFES Iztacala? 
3 
 
 1.2 Justificación 
 
 El S. aureus es una bacteria Gram-positiva que forma su propio biofilm, lo 
que le permite desarrollar factores de virulencia que aumentan su persistencia y lo 
hacen resistente a la terapia antimicrobiana, entre estos destacan la proteína A, 
implicada en la interacción con Streptococcus gordonii y Porphyromonas gingivalis, 
causantes de la enfermedad periodontal, y el péptido staph-CAM373 que activa la 
transferencia de genes de Enterococcus faecalis a S. aureus, presentes en las 
lesiones endodónticas, esta condición favorece la permanencia de ambas 
enfermedades y la colonización de nuevas bacterias, por todo lo anterior es 
conveniente conocer si el S. aureus está presente en los pacientes que acuden a la 
clínica con enfermedad periodontal y/o endodóntica y si se encuentra asociada a la 
misma, por lo que planteamos: 
 
 Hipótesis de trabajo: 
 
 Los pacientes que acuden a la clínica de Endoperiodontología que 
presenten enfermedad periodontal y / o endódontica no está asociada al S. aureus. 
 
 Hipótesis nula: 
 
 Los pacientes que acuden a la clínica de Endoperiodontología que 
presenten enfermedad periodontal y / o endódontica está asociada al S. aureus. 
 
4 
 
 Objetivo general 
 
 Asociar la presencia de S. aureus mediante PCR convencional a la 
enfermedad periodontal y/o endodóntica en los pacientes que acuden a consulta a 
la Clínica de Endoperiodontología de la Facultad De Estudios Superiores-Iztacala 
UNAM en el período Marzo-Octubre del 2016. 
 
 Objetivos específicos 
 
● Cuantificar cuantos pacientes tienen enfermedad periodontal y endodóntica. 
● Conocer las enfermedades sistémicas más presentes en los pacientes con 
enfermedad endódontica y/o periodontal. 
● Cuantificar cuantos pacientes con enfermedad endódontica y/o periodontal 
están asociados al S. aureus. 
● Registrar el rango de edad de las personas afectadas en las que se detectó 
el S. aureus. 
● Identificar cual es el género con mayor prevalencia del S. aureus. 
● Mencionar la relación del S. aureus con otros microorganismos periodontales 
y/o endodónticos. 
 
 
 
 
 
5 
 
 2. MARCO TEÓRICO 
 
 2.1 Biopelícula o biofilm bacteriano 
 
 La formación de la biopelícula o biofilm proporciona a las bacterias 
individuales la capacidad de colaborar y adaptarse a una gama de condiciones 
ambientales drásticas, sobre todo, evadir la depredación de células fagocíticas. Al 
irse desarrollando el biofilm otorga una medida de control sobre el medio ambiente 
local, abarcando las fluctuaciones de la temperatura, el pH, la luz ultravioleta, la falta 
de nutrientes y la exposición a agentes tóxicos. 8,9 Se ha comprobado, según 
avances en la investigación médica, que los biofilms representan la forma 
predominante de vida bacteriana durante la colonización de tejidos y puede estar 
presente en más del 80% de las infecciones microbianas en el cuerpo. 10 La 
comunidad en el biofilm puede estar integrada por miembros de la misma especie 
o múltiples especies, mostrando diferentes etapas de diferenciación, 
intercambiando información, metabolitos y genes entre sí, encontrándose en una 
diversidad de condiciones fisiológicas influenciadas por la distribución desigual de 
nutrientes y subproductos metabólicos, resultando en subpoblaciones con mayor 
tolerancia a los microbianos y las tensiones ambientales, al sistema inmune del 
huésped y a los microorganismos depredadores. 11, 12, 13, 14 
 
 
 
 
6 
 
 Usualmente, en el desarrollo del biofilm se han identificado cinco etapas que 
están presentes en la mayoría, pero no en todos los biofilms. 1) Agregación 
reversible de células planctónicas sobre una superficie, 2) adhesión irreversible, 3) 
formación de microcolonias, 4) maduración del biofilm y 5) desprendimiento y 
dispersión de las células (figura 1). 15 
Figura 1. Formación de un biofilm. Modificado de: Orozco, 2015 
 
 
 Los biofilms producen una matriz extracelular (ECM) que se une a las células 
y en su mayoría está compuesto por polisacáridos, lipopolisacáridos, proteínas y 
puede incluir DNA extracelular, la matriz, con sus propiedades químicas y físicas, 
contribuye a la diferenciación de las células dentro de la población encapsulando y 
protegiendo a las bacterias de la acción de los agentes antimicrobianos, la 
respuesta inmunitaria del huésped, los bacteriófagos y la ameba fagocítica. 
 A medida que la microcolonia crece a través de la división celular o el 
reclutamiento de más células planctónicas, el biofilm crece y adopta una estructura 
tridimensional que a menudo incluye canales abiertos de agua. 15, 16 
 
 
7 
 
 La organización tridimensional del biofilm provoca gradientes de oxígeno, pH 
y nutrientes, lo que resulta en el desarrollo de micronichos diferentes. Las 
adaptaciones fisiológicas individuales de la célula a estos micronichos resultan en 
una heterogeneidad fisiológica. Las células cerca de la superficie del biofilm estarán 
expuestas a más nutrientes y oxígeno y, por lo tanto, son más activas 
metabólicamente, mientras que las células en las regiones profundas serán menos 
activas o incluso latentes. Esta heterogeneidad resulta en un rango de respuestas 
a los agentes antimicrobianos, con células metabólicamente activas en la superficie 
que se destruyen rápidamente, mientras que más internas, las células latentes son 
comparativamente no afectadas. 17, 18, 19 
 Habiendo una concentración local alta de células en el biofilm, se crea un 
ambiente ideal para el intercambio de información a través de la comunicación de 
célula a célula y transferencia lateral de genes. La señalización celular mediada por 
moléculas mensajeras secretadas y acumuladas, conocidas como detección de 
quórum (quórum sensing), permite a las bacterias percibir y responder a su entorno 
y unirse a la densidad celular y otras señales ambientales con la expresión génica 
de manera que permitan respuestas fenotípicas adaptativas. Se ha demostrado que 
el quorum sensing está implicado en el control de la formación de biofilm y la 
producción de factores de virulencia y colonización en una variedad de organismos 
de importancia médica (Figura 2). La señalización célula a célula también está 
involucrada en la dispersión de biofilms, que es de interés clínico (Tabla 1). 19, 20 
 
8 
 
Figura 2. Sistemas de detección. Dufour D, 2012. 
 
 
Tabla 1 Infecciones involucradas con biofilms bacterianos. Donlan, 1999. 
 
9 
 
 Con base a las evidencias anteriores, podríamos incluir en la definición de 
biofilm que es una estructura asociativa de una o varias estirpes bacterianas, 
embebidas en una matriz extracelular de polisacáridos auto-producida, adherida a 
una superficie de sustrato y que muestran un fenotipo alterado en cuanto al grado 
de multiplicación celular o la expresión de sus genes. 21, 22 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
 2.2. La placa dental como biofilm 
 
 En la cavidad oral existe un ambiente propicio para el crecimiento de una 
gran variedad de microorganismos, al ser un ambiente húmedo, con una 
temperatura relativamente constante (34-36°) y un pH que tiende a la neutralidad 
en la mayoría de sus superficies, favorece el acúmulo bacteriano y por lo tanto la 
formación de la placa dental. 23 
 La placa dental es un claro modelo de biofilm, al estar conformada por 
diferentes bacterias que responden a las condiciones de sus microambientes 
específicos presentando diferentes patrones de crecimiento, haciendo de esta, 
comunidades microbianas muy eficientes donde existe un patrón ordenado de 
colonización (sucesión microbiana). Los colonizadores primarios(Streptococcus 
spp. y Actinomyces spp), 24 se adhieren a la superficie dental por medio de 
interacciones físico-químicas entre las moléculas cargadas de la célula bacteriana 
y de la superficie del huésped, 25 posteriormente se establecen interacciones 
intermoleculares entre las adhesinas bacterianas y los receptores complementarios 
de la película adherida, estás moléculas se derivan principalmente de la saliva y en 
la región subgingival del líquido crevicular, resultando de esto una adherencia 
irreversible; 26, 27 los colonizadores primarios crecen y modifican las condiciones 
medioambientales locales favoreciendo la colonización de especies anaerobias que 
se unen a especies bacterianas ya adheridas por medio de la coagregación (Figura 
3). 24 
 
 
11 
 
Figura 3. Acumulación de células en el biofilm. Kolenbrander, 2006. 
 
 
 Con el tiempo, la placa dental se convierte en una estructura organizada con 
un balance dinámico entre los diferentes grupos microbianos, incrementando el 
catabolismo de nutrientes endógenos (proteínas y glicoproteínas) proporcionando 
protección, incluso alterando sus patrones de expresión genética, lo que les permite 
persistir, crecer e incrementar la eficiencia metabólica dentro de la comunidad 
formando una matriz, la cual, no solamente funciona como un andamio, también 
contribuye de manera significativa a la integridad y tolerancia general del biofilm a 
los factores ambientales (por ejemplo, desecación) y a los agentes antimicrobianos. 
La matriz del biofilm de la placa dental puede ser biológicamente activa y retener 
agua, nutrientes y enzimas dentro de la misma, y químicamente puede excluir o 
restringir la penetración de otras moléculas. 24, 27 
 
 
12 
 
 Lindhe (2006) define la placa dental como un depósito microbiano natural que 
representa un verdadera biofilm compuesto de bacterias en una matriz constituida 
principalmente por polímeros bacterianos extracelulares y productos salivales o de 
exudado gingival. 23 
 Nadal-Valldaura (1995) describe la placa dental como un sistema ecológico 
formado por una densa capa de gérmenes que se desarrollan sobre las superficies 
dentarias donde los mecanismos de auto-limpieza oral son escasos o nulos. 28 
 La placa dental con el paso del tiempo se va acumulando, causando daño a 
los tejidos periodontales y favoreciendo la proliferación de bacterias acidúricas y 
acidogénicas, ocasionando desmineralización del esmalte, por lo que se considera 
a la placa dental el principal agente etiológico de las enfermedades periodontales y 
del tejido pulpar. 29 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
13 
 
 2.3 Biofilm periodontal 
 
 Las infecciones periodontales son un conjunto de enfermedades localizadas 
en la encía y las estructuras de soporte del diente (ligamento y hueso alveolar), 
producidas por bacterias provenientes de la placa subgingival. La evidencia actual 
señala que la enfermedad periodontal es iniciada por una disbiosis en el ecosistema 
oral y una microbiota sinergista, lo que hace posible que existan una variedad de 
comunidades potencialmente patógenos. 30 En 1998 Socransky y col. examinaron 
más de 13,000 bacterias, en donde demuestran la presencia de biofilm provenientes 
de la placa subgingival e identificaron seis grupos bacterianos específicos, 
clasificándolos según la similitud taxonómica en seis complejos, asignándoles a 
cada uno de estos un color, quedando de la siguiente manera: 
● Amarillo: especies de Streptococcus orales, con capacidad para coagregar 
entre especies del mismo género. 
● Púrpura: Actinomyces odontolyticus y Veillonella parvula (único Gram-
negativo y anaerobio entre los colonizadores primarios). 
● Azul: todas las especies de Actinomyces excepto A. viscosus. 
● Verde: bacilos Gram-negativos anaerobios facultativos. 
● Naranja: complejo puente. Primeros colonizadores secundarios. Todos 
anaerobios y mayormente Gram-negativos (excepto Streptococcus 
constellatus, Peptostreptocpccus micros y Eubacterium nodatum, que son 
Gram-positivos). Inicia la etapa de remodelación de la placa supragingival. 
● Rojo: anaerobios más fuertemente asociados con periodontitis (Figura 4). 
 
14 
 
Figura 4: Representación de los complejos microbianos. Socransky, 2005. 
 
 
 Tomando como referencia el estudio anterior, se encontró que las bacterias 
anaerobias Gram-negativas son las más importantes porque inician y desarrollan la 
enfermedad periodontal, participando en la formación de la bolsa periodontal, 
destrucción del tejido conectivo y reabsorción del hueso alveolar, además de ser las 
más prevalentes en el área subgingival. 31 
 
 Conforme la enfermedad periodontal se establece, se inicia un infiltrado 
inflamatorio constituido por diferentes tipos celulares como macrófagos y linfocitos, 
estos producen distintos subtipos de citosinas y mediadores biológicos, lo que 
favorece el avance de la enfermedad periodontal. 32 
 
 
15 
 
 Las bacterias de la placa dental producen enzimas hidrolíticas que pueden 
destruir tejido conectivo. Las enzimas bacterianas que contribuyen al proceso 
patológico y contribuyen al desarrollo del biofilm incluyen: colagenasas, proteasas, 
elastasa, hialuronidasa, condroitín sulfatasa, fosfatasa alcalina y ácida; a su vez, la 
respuesta inflamatoria desencadena la liberación de una serie de enzimas por parte 
del huésped, gran parte de ellas pertenecen a la familia de las metaloproteinasas 
de la matriz (MMP). Las células que pueden ser inducidas para expresar distintos 
tipos de MMPs, incluida la colagenasa, son las células polimorfonucleares (PMN), 
células epiteliales, fibroblastos, células endoteliales, monocitos/macrófagos y 
células plasmáticas. 33 
 Las bacterias relacionadas con la enfermedad periodontal, especialmente 
Porphyromonas gingivalis, que invaden el tejido, tienen mayor capacidad de unión 
y de degradación de la membrana basal, que las bacterias no periodontopáticas 
mediante anticuerpos monoclonales frente a colágeno tipo IV, se ha visto que es 
frecuente encontrar roturas en la membrana basal del epitelio gingival en la 
enfermedad periodontal. 34 
 Por todo lo anterior, se puede decir que el diagnóstico microbiológico en la 
enfermedad periodontal puede depender de la identificación de los 
microorganismos involucrados específicamente, siendo éstos aislados de muestras 
de microbiota subgingival obtenidas del fondo de las lesiones periodontales. 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
 2.4 Biofilm endodóntico 
 
 El proceso de formación del biofilm endodóntico se caracteriza 
principalmente por su capacidad de resistencia, la cual aumenta en el interior del 
sistema de conductos por su anatomía de difícil acceso a los agentes 
desinfectantes. 
 La teoría más aceptada en la formación del biofilm es la de Svensäter y 
Bergenholtz (2004), ellos mencionaron que este proceso consta de cuatro fases, 
descritas de manera textual de la siguiente forma: 
 “En la primera fase se forma una película adhesiva sobre la dentina 
promovida por el depósito de proteínas y otros compuestos derivados de las 
bacterias en suspensión, del proceso necrosis y/o inflamación, etc. En la segunda, 
sobre esa película pegajosa, se fijan algunas bacterias específicas con capacidad 
de adhesión, de todas las que están en suspensión. En la tercera, la primera capa 
de bacterias ya adherida, segrega mediadores que, por un lado van fijando más y 
más bacterias, de esa estirpe o de otras, y por otro, va formando la matriz 
extracelular de polisacárido, primera barrera defensiva característica del biofilm. En 
la cuarta y última, el biofilm va madurando y creando sistemas de defensa más 
complejos. Al mismo tiempo, arroja bacterias al exterior que hacen crónica la 
respuesta inflamatoria del huésped.”35 
 Siqueira y Rojas (2012) exponen que el biofilm puede consistir en 15% de 
bacterias y 85% de matriz de polisacáridos que actúan como una barrera física y 
química evitando la penetración de agentes externos indeseables y fomentando el 
intercambio de material genético entre las bacterias, con esto favorece la resistencia 
y por tanto, aumenta la capacidad de defensa del biofilm, junto con las enzimas que 
promueven la adhesión a otros sustratos o a otras bacterias. 36 
 
 
17 
 
 Las especies bacterianas más reportadas corresponden a cocos, bacilos y 
filamentos, ocasionalmente espiroquetas, las especies del género Prevotella spp 
son muy frecuentes debido a su capacidad de autoagregarse y coagregarse, al igual 
que Fusobacterium nucleatum, el cual es considerado como la bacteria clave o 
puente en el desarrollo del biofilm y por su afinidad a Porphyromonas gingivalis.37 
 Otras de las bacterias que se han descrito como formadoras de biofilm en 
Endodoncia es Enterococcus faecalis (E. faecalis), tiene un plásmido sexual 
(pAM373) que se une al péptido staph-cAM373 de S. aureus, y activa la 
transferencia de genes de E. faecalis a S. aureus. 38 
 El desarrollo del biofilm puede ser tanto en el interior del conducto radicular 
como en la superficie externa de la raíz, así como la producida en los tejidos 
periodontales y pueden comunicarse a través de los túbulos dentinarios, foramen 
apical, conductos laterales y/o ramificaciones laterales, esto debido también a que 
no hay una flora bacteriana tan específica para cada sitio, como lo menciona 
Jansson y col. (2011); ellos concluyeron que las bacterias alojadas en los conductos 
radiculares necróticos podían estimular el crecimiento apical epitelial a lo largo de 
la superficie de dentina denudada con comunicaciones marginales (Figura 5).35, 36 
Figura 5. Biofilm extrarradicular. Siqueira, 2012 
 
18 
 
 2.5 Relación de biofilm dental y Staphylococcus aureus 
 
 El S. aureus no se considera una bacteria oral residente (Kouidhi 2010), 
cuando esto ocurre, se considera un microorganismo transitorio; la colonización es 
mediada por la adherencia a las células huésped o a otros microorganismos, 
deteriorando la homeostasis microbiana, lo que le permite competir, establecerse, 
crecer y finalmente infectar, tomando el control sobre las bacterias residentes. 39 
 A pesar de que la pulpa y los tejidos periodontales tienen células inmunes, la 
respuesta a los antígenos bacterianos se puede difundir a través de la bolsa 
periodontal o de los túbulos dentinarios, guiada en parte por la hidrólisis de enzimas 
como la ureasa; Xie y col. (2000) demostraron que el S. aureus puede modular la 
expresión genética para que pueda unirse al biofilm de la placa dental. 40 
 El S. aureus puede estar asociado a infecciones endodónticas, 
periodontales, periapicales e infecciones supurativas de las glándulas salivales y en 
prótesis dentales, aislándose principalmente de la saliva y de la placa supra y 
subgingival. 41, 42 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
 2.5.1 Staphylococcus aureus 
 
 El S. aureus pertenece al género Staphylococcus spp, este género está 
conformado por un amplio grupo de bacterias Gram-positivas, tienen un diámetro 
que oscila entre 0.5 y 1.5 micras, se dividen en agrupaciones que asemejan racimos 
(por lo que recibe su nombre), tienen una gran capacidad de adaptación. 
 En este género se agrupan 35 especies y 17 subespecies, entre las que 
destacan: S. epidermidis, S. saprophyticus, S. capitis, S. wameri, S. schleferi, S. 
haemolyticus y S. aureus, siendo este último el de mayor importancia, ya que entre 
sus múltiples propiedades, es capaz de producir la enzima coagulasa, 
diferenciándose de este modo de las restantes especies conocidas como 
Staphylococcus coagulasa-negativas, además de que es sumamente resistente a 
la meticilina (MRSA), evento de gran relevancia clínica. 
 S. aureus es un comensal humano Gram-positivo que coloniza de manera 
persistente un 20-25% de la población adulta sana, mientras que el 60% se coloniza 
intermitentemente, suele ser agente patógeno oportunista que infecta 
principalmente a personas inmunocomprometidas; se encuentra con frecuencia a 
nivel intrahospitalario, depositándose en la piel y en la nasofaringe, causando 
infecciones locales, además de poder alojarse en la uretra, vagina y tejido 
gastrointestinal. Cuando el S. aureus infecta la piel o las mucosas puede penetrar 
en el tejido subyacente, causando un absceso local y si llega a los canales linfáticos 
o a la sangre produce septicemia, la ingestión de enterotoxina producida por cepas 
del S. aureus en los alimentos contaminados puede causar intoxicación alimentaria; 
se ha estimado que aproximadamente del 20 al 30% de la población general es 
portadora de esta bacteria, encontrándose en prótesis cardiacas, dentales, de 
mamas y en lentes de contacto. 43, 44, 45 
 
20 
 
 Las infecciones por S. aureus suelen ser agudas y de fácil erradicación, estás 
son producidas por bacterias planctónicas, en contraste, las infecciones crónicas 
están asociadas al biofilm y suelen ser de difícil erradicación. 46 
 Diversos factores de virulencia pueden estar involucrados en la formación 
del biofilm de S. aureus, por ejemplo la producción de proteínas capaces de permitir 
su adherencia a la célula del huésped referido como “componentes de superficie 
microbiana que reconocen las moléculas de la matriz adhesiva (MSCRAMM y 
ECM). 44, 46 
 
 2.5.1.1 Factor de virulencia y biofilm de Staphylococcus aureus 
 
 
 La colonización y producción de enfermedades por S. aureus se debe a la 
expresión de factores de virulencia que participan en la adhesión, adquisición de 
nutrientes y evasión de la respuesta inmune del huésped, modificando la superficie 
bacteriana para evitar su reconocimiento. 
 Los factores de virulencia se clasifican en tres categorías: 
● Factores involucrados en la adherencia de la célula huésped o matriz 
extracelular: proteínas de unión a fibrinógeno, fibronectina, colágeno y 
coagulasa. 
● Factores involucrados en la evasión de las defensas del huésped: 
enterotoxinas estafilocócicas (SEs), proteína A, lipasas y polisacáridos 
capsulares. 
● Factores involucrados en la invasión de la célula huésped y penetración de 
tejidos: toxinas y hemolisinas. 
 Un mismo factor de virulencia puede tener varias funciones durante la 
patogénesis o varios factores de virulencia pueden realizar la misma función. 45, 46 
21 
 
 Durante la infección el S. aureus produce numerosas enzimas como: 
proteasas, lipasa, y elastasa, que le permiten invadir y destruir los tejidos del 
huésped y poder hacer metástasis a otros sitios iniciando una producción de 
citosinas, además, la producción de proteínas MSCRAMMs dirigen la adherencia a 
los tejidos del huésped y se unen al colágeno, fibronectina y fibrinógeno, 
permitiendo el desarrollo del S. aureus. 
 Adicionalmente la bacteria cuenta con la proteína A que disminuye la 
opsonización y limita el proceso de fagocitosis, llevando a cabo el reconocimiento y 
unión de la fracción Fc de la inmunoglobulina G, esta proteína A es la misma que 
regula el catabolismo en las bacterias estreptocócicas, la cual está implicada en la 
interacción de los microorganismos Streptococcus gordonii y Porphyromonas 
gingivalis, causantes de la enfermedad periodontal. 46, 47 
 El S. aureus tiene la capacidad de formar pequeñas variantes de colonias 
“VCS”, estos desarrollan un fenotipo más virulento ocultándose en las células 
huésped induciendo una infección recurrente, ya que están protegidos de los 
antibióticos y las defensas del huésped, además de unirse a superficie debiomateriales y subsecuentemente formar el biofilm, agregándole la producción de 
un fármaco antifagocítico que puede inducir la formación de abscesos. Además, 
esta bacteria tiene al menos 16 sistemas reguladores que se expresan al máximo 
durante el crecimiento bacteriano exponencial y más de 50 genes implicados en su 
patogénesis expresados en la superficie bacteriana, destacando el gen IrgA que 
controla la muerte celular y la lisis durante la formación del biofilm. 47 Gross y col. 
(2001), encontraron que los ácido teicoicos en la pared celular son los primeros que 
inician el biofilm. 
 
 
22 
 
 Por otra parte Mack y col. (1994) establecieron un modelo de dos fases para 
la formación del biofilm del Staphylococcus spp, señalando que la primera fase es 
la unión inicial o primaria a un sustrato sólido, la unión puede ser directa o indirecta 
a través de moléculas producidas por el huésped; la segunda fase es de 
acumulación, donde se facilita la adhesión célula-célula y puede haber división 
celular para formar múltiples capas y tener un biofilm grueso que proteja a las 
bacterias colonizadoras del ambiente exterior. 47, 48 
 En la unión inicial, la autolisina de las cepas de S. aureus favorecen la capa 
de polisacáridos extracelular, esta forma una red de adherencia bacteriana a 
diferentes superficies y células, lo que le permite colonizar nuevos sitios y la protege 
contra la fagocitosis y los antibióticos, dando oportunidad de esta manera a las 
proteínas de superficie (SSP-1, SSP-2) para ligarse a los tejidos del hospedero, 
facilitando su internalización y acumulación. 45, 47 
 Una fase importante en la formación del biofilm es la acumulación, mediada 
inicialmente por polysaccharide intercelular adhesin(PIA): adhesina de polisacárido 
intercelular, codificada por el gen ica, seguido de accumulation-associated 
protein: proteína asociada a la acumulación (AAp), biofilm-associated 
protein: proteína asociada al biofilm (BAP) y el amplio grupo de proteínas receptoras 
(MSCRAMM) involucradas con la adhesión del microorganismo a la matriz 
extracelular del hospedero. 43, 45, 47 
 Todos estos factores son necesarios para la virulencia, siendo 
sobrerregulados por circunstancias anaerobias, condición que se presenta de igual 
manera en el biofilm. Además de los exopolisacaridos y las proteínas, el biofilm 
posee DNA extracelular (eDNA), que le confiere estabilidad estructural, una vez 
establecido el biofilm, la bacteria se vuelve refractaria a tratamientos 
antimicrobianos y a los mecanismos innatos del hospedero (Figura 6). 47, 49 
 
23 
 
Figura 6. Factores de virulencia del Staphylococcus aureus. Cervantes, 2014 
 
 
 Debido a todo lo descrito, hoy por hoy, es posible encontrar al S. aureus en 
la cavidad oral, específicamente en alguna lesión periodontal y/o endodóntica, ya 
que este tipo de lesiones representan un reservorio para esta bacteria y le permite 
iniciar su biofilm, con ello dando paso a que nuevas especies colonicen los tejidos 
periodontales y/o pulpares. 
 
 
 
 
 
24 
 
 2.5.1.2 Staphylococcus aureus y enfermedad periodontal 
 
 La enfermedad periodontal es iniciada y sostenida por factores producidos 
en la microbiota subgingival (biofilm). 
 Page y Schroeder (1976) comprobaron que después de 2 a 4 días de 
acumulación de placa dental, existe una respuesta celular bien establecida, 
mantenida por la acción de sustancias quimiotácticas originadas en la microbiota de 
la placa, así como en las células del huésped y sus secreciones; después de varios 
días de acumulación de placa los vasos del plexo dentogingival aumentan su 
número y se dilatan, lo que se refleja en un mayor enrojecimiento del margen 
gingival, predominando linfocitos, PMN, leucocitos y células plasmáticas. 
 Varios fibroblastos presentes y fibras colágenas empiezan a desaparecer, 
dando más espacio para el infiltrado celular, produciendo pérdida de la porción 
coronaria del epitelio de unión, lo que permite la formación del biofilm subgingival, 
si la exposición a la placa continua, aumentan los procesos inflamatorios en la encía 
y también aumenta el flujo del líquido gingival. 
 La pérdida de colágeno continúa generando espacios que se extienden hacia 
la profundidad de los tejidos, siendo ocupados estos espacios por el infiltrado 
inflamatorio y la acumulación de leucocitos, sustituyendo el epitelio de unión por un 
epitelio de la bolsa que no se encuentra unido a la superficie dentaria, esto facilita 
la migración del biofilm en dirección más apical, albergando gran número de 
leucocitos (PMN). 
 
 
 
25 
 
 El epitelio de la bolsa se hace más permeable al pasaje de sustancias hacia 
dentro y hacia fuera del tejido conjuntivo subyacente, encontrándose ulcerada en 
algunos sitios, a medida que se profundiza, el biofilm continúa su migración apical 
y madura en este un nicho ecológico anaerobio, de esta manera la bolsa periodontal 
actúa como un reservorio y foco séptico potencial donde puede llegar a formar un 
biofilm el S. aureus, aumentando significativamente su capacidad para evadir las 
defensas del huésped y la eficacia antibiótica. 23, 50 
 La proximidad del S. aureus con los microorganismos del biofilm periodontal 
facilita sus procesos sinérgicos e interacciones antagónicas, desarrollando en el 
metabolismo de los microorganismos cambios fluctuantes en las condiciones 
ambientales, pudiendo alterar los patrones de expresión genética. 51 
 Rudne y col. (2005) demostraron que la naturaleza intracelular 
polimicrobiana del S. aureus es similar a la del biofilm periodontal, lo que puede 
proporcionar un entorno protector in vivo y un reservorio para la colonización 
bacteriana en la bolsa periodontal. 52 
 Vitkov y col. (2005) comprobaron que la persistencia del proceso inflamatorio 
en la bolsa periodontal, puede inducir a las células epiteliales a expresar moléculas 
específicas que favorecen la adherencia e internalización del S. aureus. 53 
 Varios estudios han evaluado la participación del S. aureus en la enfermedad 
periodontal aislándola en la placa dental y bolsas periodontales, sugiriendo que 
puede contribuir a su establecimiento y recolonización, además de estar involucrado 
en el proceso y progresión de dicha enfermedad. 52, 53 
 
 
26 
 
 2.5.1.3 Staphylococcus aureus y lesión endodóntica 
 
 En condiciones de salud, la pulpa y el periápice son tejidos estériles, por lo 
que la presencia de microorganismos va a determinar el inicio de una enfermedad. 
54 
 Los microorganismos colonizan el sistema de conductos por distintas vías, 
mediante los túbulos dentinarios, siendo mayor cerca de la pulpa y completamente 
permeables en una pulpa necrótica, también pueden ingresar a través de conductos 
laterales y accesorios o por anacoresis, es decir, mediante el transporte de 
microorganismos a nivel de la sangre o linfa. 36, 54 
 La microbiota implicada en la infección pulpar ejerce su acción patógena por 
medio de factores de virulencia, y las interacciones de sinergismo a través de su 
metabolismo. Entre los microorganismos más persistentes en la lesión endodóntica 
se ha identificado a E. faecalis, siendo este el más relacionado con S. aureus. El E. 
faecalis puede sobrevivir en un ambiente pobre en nutrientes, formando biofilms en 
conductos laterales y accesorios, estas características lo hacen compatible con el 
S. aureus, además de que este último secreta un péptido (staph CAM373) que actúa 
como una feromona sexual para las cepas de E. faecalis, que llevan el plásmido de 
feromona sexual pAM373; al unirse ambos péptidos, el S. aureus secreta una señal 
que permite la transferencia de genes entre las cepas de E. faecalis, regulando de 
esta maneralos factores de virulencia y haciendo más resistente el biofilm. 38, 55, 56 
 Actualmente no se sabe si la presencia del S. aureus en la lesión endodóntica 
depende de mecanismos especializados de colonización codificados 
cromosómicamente. 38, 56 
 
27 
 
 2.5.2 Identificación del Staphylococcus aureus 
 
 Diferentes técnicas y procedimientos se han aplicado para establecer la 
identidad del S. aureus, recordaremos que estas bacterias son aerobias facultativas 
de 0.5-1 µm de tamaño, además que en medios no selectivos se observan colonias 
de color beige a amarillo, ligeramente pigmentadas, de 1 a 3 mm de diámetro, lisas, 
levemente elevadas, de bordes continuos, convexos; en un medio selectivo como 
el agar sangre se pueden apreciar zonas de β-hemólisis rodeando las colonias. 58 
 Para su identificación se establecen pruebas bioquímicas, medios selectivos 
y más recientemente métodos moleculares. 
 Entre las pruebas bioquímicas se usan las siguientes: 
● Prueba de la catalasa Staphylococcus spp con catalasa positivos. 
● Prueba de la coagulasa: En una prueba positiva se evidencia la formación de 
grumos o coágulos. 
● Aglutinación en partículas de látex, este es un test alternativo para detectar 
la presencia de la coagulasa y la proteína A. 
● Presencia de desoxirribonucleasa (DNASA): Se utiliza un medio sólido que 
contiene verde de metilo, cuando no se da la combinación con DNA 
altamente polimerizado, por acción de la enzima DNAsa, se produce 
decoloración del medio. 
● Presencia de nucleasa termoestable, esta enzima solo la contiene el S. 
Aureus. 
● Susceptibilidad a la novobiocina 
● Medios selectivos 
● Agar Baird-Parker. Es un medio excelente para el recuento de 
Staphylococcus aureus, en este medio se torna negro, debido a la reducción 
del telúrico con un halo transparente. 
28 
 
● Agar Salado Manitol: las colonias de S. aureus se tornan amarillo y doradas 
con un medio circundante de color amarillento. 
● Agar estafilococos N° 110. Es un medio selectivo para aislar estafilococos 
con base en la fermentación de manitol, la formación de pigmento y la 
actividad gelatinasa. 
● Medio Agar Sangre. Es un medio sensible y selectivo que favorece detectar 
aislados productores de hemólisis. 
 
Métodos moleculares 
● Estas pruebas se caracterizan por ser altamente sensibles, de bajo costo y 
con la enorme ventaja, respecto de las pruebas microbiológicas, de ser muy 
rápidas (2-3 horas). 
● Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR). Es una prueba que incluye 
fragmentos de DNA híbridas y amplifican fragmentos muy específicos de los 
microorganismos en estudio. 
● Secuenciación automatizada. A partir de la obtención de fragmentos 
específicos de DNA se puede identificar al microorganismo además de 
analizar resistencia, polimorfismos, mutaciones, intercambio de material 
genético dinámica epidemiológica, entre otros. 57, 58 
 
 En México poco se ha reportado acerca de la presencia de Staphylococcus 
aureus en la enfermedad periodontal y/o endodóntica por lo que en el presente 
trabajo se planteó hacer un estudio de casos de pacientes con alguna enfermedad 
periodontal y/o endodóntica con signos y síntomas característicos de una infección 
bacteriana. Para lo cual se propuso el análisis microbiológico de muestras 
procedentes de estas lesiones. 
 
 
29 
 
 3. MATERIALES Y MÉTODOS 
 
 Se realizó un estudio de tipo observacional, descriptivo y longitudinal. 
 
 Población 
 Todos los pacientes que acudieron a la clínica de Endoperiodontología de la 
F.E.S. IZTACALA durante marzo-octubre de 2016. 
 
 Muestra 
 Pacientes que firmaron el consentimiento por escrito para participar en el 
estudio y que cumplieron los criterios de inclusión. 
 
 Criterios de inclusión 
• Mayores de 18 años. 
• Diagnosticados con alguna enfermedad periodontal y/o endodóntica. 
• Mínimo 20 dientes naturales en boca. 
• No tomando antibióticos en los tres meses previos a la toma de muestra. 
• Sin tratamiento periodontal previo. 
 
 Criterios de exclusión 
• Pacientes que no regresaron a continuar su tratamiento. 
• Pacientes con expediente incompleto. 
• Pacientes con enfermedades autoinmunes. 
30 
 
 Diagnóstico clínico de enfermedad periodontal y/o endodóntica 
 Se realizó un expediente clínico con historia clínica, fotografías, 
periodontograma, diagnóstico, pronóstico, plan de tratamiento y consentimiento 
informado, se elaboró el diagnóstico de acuerdo a la clasificación de las 
enfermedades periodontales y/o endodónticas de la clínica de Endoperiodontología, 
se tomó en cuenta la profundidad de bolsa, presencia de lesión periapical, pérdida 
ósea, nivel de inserción, sangrado, cambio de color gingival, movilidad, supuración 
y acumulo de placa. 
 
 Toma de muestra microbiológica 
 Se tomaron las muestras con hisopos estériles en los sitios con enfermedad 
periodontal y/o endodóntica, principalmente de la placa subgingival y secreciones 
purulentas, de 44 pacientes de la clínica de Endoperiodontología, las muestras se 
colocaron en tubos con medio de cultivo BHI (Infusión Cerebro-Corazón) a 37° C X 
24 hrs., fueron transportadas al Laboratorio de Análisis Clínicos de la CUSI, FES 
Iztacala, UNAM, y se incubaron a 37º C por 24 horas. Al término los cultivos se 
sembraron en los medios selectivos de Agar Sabouraud (Bioxon, México), Agar 
sangre (Bioxon, México), Eosina azul de metileno (EMB, Bioxon, México) y S-110 
(Bioxon, México) y se incubaron a 37º C por 24 horas. 
 
 
 
 
 
 
31 
 
 Identificación de los microorganismos 
 A partir de los cultivos puros S. aureus fue identificada por su morfología 
colonial en el medio S-110 y por las pruebas de manitol y coagulasa. S. epidermidis 
fue identificada por ser negativo a la prueba de manitol y coagulasa. Escherichia 
coli fue identificada por su crecimiento produciendo un color verde metálico en el 
medio EMB (eosina azul de metileno) además de las pruebas bioquímicas de citrato, 
urea, manitol, kligler (lactosa, sacarosa), movilidad e indol. Klebsiella spp. fue 
identificada por las mismas pruebas bioquímicas y Candida albicans fue identificada 
por la formación del tubo germinativo y mediante la tinción de Gram. 
 
 Extracción de DNA de las cepas de S. aureus para la identificación por 
el método de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) 
 Para la extracción del DNA bacteriano las cepas de S. aureus se crecieron 
en placas de agar S-110 a 37ºC durante 24 horas. Al término de este tiempo se 
tomaron varias colonias por medio de un asa estéril y se depositaron en un tubo de 
13 x 100 con 2 ml de agua desionizada estéril. Se agitó en un vortex durante 30 
segundos y se colocó a baño maría durante 20 minutos. Posteriormente el tubo con 
la muestra fue colocado en hielo por 10 minutos. Finalmente la muestra se 
centrifugó a 14,000 rpm durante 10 minutos, y el sobrenadante (que contiene el 
DNA) se llevó a otro tubo estéril y se guardó a -20ºC hasta su utilización. 
 
32 
 
 Identificación de S. aureus por PCR. 
 S. aureus se identificó por PCR mediante la detección del marcador 
cromosómico 23S rRNA (Nashev et al., 2004). Los oligonucleótidos utilizados 
fueron; rRNA1 (ACGGAGTTACAAAGGACGAC) y rRNA2 
(AGCTCAGCCTTAACGAGTAC) (Integrated DNA Technologies). Para la 
amplificación por PCR se utilizó el kit Kapa Taq Ready MixTM (Kapa BiosystemsTM) 
que contenía Taq polimerasa (0.5 U/μL), amortiguador de pH con Mg2+ como 
cofactor y 0.4 mM de dNTPs. Para un volumen final de 20 μL por mezcla de reacción 
se empleó 10 μL del kit Kapa Taq Ready MixTM, 1 μL de cada oligonucleótido (5 
pmol) (Integrated DNA TechnologiesTM), 5 μL de agua libre de nucleasasy 3 μL 
(100 ng) de DNA molde. La amplificación del DNA se realizó en un termociclador 
de PCR con las siguientes condiciones: Desnaturalización inicial a 94º C por 5 min, 
37 ciclos (desnaturalización a 94ºC por 40 segundos, alineación a 64ºC por 1 minuto 
y extensión a 72º C por 75 segundos). Finalmente la extensión se prolongó por 10 
minutos a 72º C. Como control positivo se utilizó la cepa de S. aureus ATCC-33592 
(mecA +). 
 
 Electroforesis 
 Después de la amplificación, 4µl de cada muestra fue analizada en geles de 
agarosa al 2% en TBE (Tris borato) 1x, bajo las siguientes condiciones: 120 volts, 
94 miliamperes por 30-40 minutos. Los geles fueron teñidos con 0.3 µl de Midori 
Green para ser fotografiados bajo luz UV utilizando el sistema de fotodocumentación 
modelo GEL LOGIC 100 KODAK. Las cepas con banda de igual tamaño a las cepas 
controles fueron consideradas como positivas 
 
 
33 
 
 
 Análisis de resultados 
 Los resultados se presentan de manera descriptiva usando gráficas y 
cuadros. 
 
 Consideraciones éticas 
 A todos los pacientes se les explicó los tipos de pruebas que se practicarán 
y se les solicitó su firma de consentimiento por escrito para participar en el estudio, 
mencionándoles que éstas son universalmente aceptadas y no causan ningún daño. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
 4. RESULTADOS 
 
 Fueron estudiados 49 pacientes quienes firmaron consentimiento informado 
y fueron reconocidos en el estudio, según los criterios de inclusión descritos en 
material y métodos; el protocolo fue revisado y autorizado por el comité ético y 
científico de la Especialización en Endoperiodontología. 
 Se tomaron un total de 44 muestras para la realización de los cultivos 
microbiológicos, 5 pacientes fueron excluidos, ya que no regresaron a la clínica. 
 El 75% de los pacientes fueron provenientes del Estado de México (Tabla 2), 
principalmente de Tlalnepantla y Atizapán de Zaragoza (Gráfica 1). 
 
 
Tabla 2. Lugar de origen. 
 
 
 
 
35 
 
Gráfica 1. Ciudad de origen. 
 
 
 
 El 59% de la población estudiada estuvo conformada por el género 
femenino, estando la mayoría entre la cuarta y sexta década de vida. (Tabla 3 y 4). 
 
 
 
36 
 
Tabla 3. Edad y género de la población. 
 
 
 
Tabla 4. Intervalo de edades. 
 
 
 
 
37 
 
 Así mismo, la enfermedad sistémica más frecuente fue la diabetes, seguida 
de la hipertensión y el sobrepeso u obesidad (Gráfica 2), estando el intervalo de 
edad entre la quinta y sexta década de vida.(Tabla 5) 
 
 
Gráfica 2. Enfermedades sistémicas asociadas. 
 
 
 
 
 
38 
 
Tabla 5 Intervalo de edades en enfermedad sistémica. 
 
 
 
 Entidades clínicas 
 
 La periodontitis crónica moderada fue la entidad clínica más presente entre 
la población (Gráfica 3), es importante mencionar que estas no son entidades 
únicas, sino que, se encuentran asociadas a enfermedades sistémicas. (Tabla 6). 
 
 
 
 
 
 
 
39 
 
Gráfica 3. Entidades clínicas 
 
 
 
Tabla 6. Enfermedad sistémica asociada a entidad clínica. 
 
40 
 
 Análisis microbiológico y molecular 
 La mayoría de los pacientes presentaron un solo microorganismo, es decir, 
una infección única (Gráfica 4), siendo el 14% de la muestra total el que presentó 
S. aureus, el 33% corresponde a S. epidermidis, seguido de la enterobacteria 
Escherichia coli, Candida albicans y Klebsiella spp. (Gráfica 5) 
 
 
Gráfica 4. Tipo de infección. 
 
 
 
 
 
 
 
41 
 
Gráfica 5. Resultado microbiológico. 
 
 
 
 También nos interesó saber los tipos de asociaciones entre bacterias y 
encontramos que S. aureus tuvo una mayor asociación con C. albicans, la mayor 
asociación fue entre E. coli y S. epidermidis, seguido de S. epidermidis y C. albicans. 
(Gráfica 6) 
 
 
 
 
 
 
 
14%
30%
9%
33%
14%
S. aureus E. Coli Klebsiella spp S. epidermidis C. albicansspp 
42 
 
Gráfica 6. Asociación entre microorganismos (Coinfecciones). 
 
 
 
 Asociación entre microorganismos 
 Se valoró la presencia de un solo microorganismo o la coinfección 
asociados a la entidad clínica (Gráfica 7), destacando que S. aureus se encontró en 
la enfermedad periodontal y en absceso apical crónico, asociado a S. epidermidis 
en la periodontitis crónica severa y a Klebsiella spp. en la periodontitis crónica 
moderada. 
 
S. aureus + S. epidermidis
4%
S. aureus + C. 
albicans
14%
S. aureus + 
Klebsiella spp.
7%
E. coli + S. 
epidermidis
43%
E. coli + 
Klebsiella spp. 
11%
S. epidermidis 
+ C. albicans
21%
spp 
spp 
43 
 
Gráfica 7. Asociación de microorganismo y entidad clínica 
 
 
 
 
 Como se puede ver, la presencia de uno o dos microorganismos no parece 
estar relacionado con la severidad de la enfermedad, pero sí a la cronicidad de esta, 
ya que como se recordará, las entidades clínicas más predominantes fueron la 
periodontitis crónica moderada y absceso apical crónico. 
 
 
 
 
spp 
spp 
spp 
spp spp spp 
44 
 
5. DISCUSIÓN 
 
 Los resultados de la prevalencia del S. aureus en la enfermedad periodontal 
y/o endodóntica en esta investigación corresponde a lo reportado por Cuesta y col. 
(2008), donde analizaron la muestra de 82 pacientes entre 18 y 70 con enfermedad 
periodontal, en el encontraron que 13.4% presentó S. aureus,4 Contreras y col. 
(2014) en su estudio realizado en 22 países de Latino América, entre las que se 
encontraba México, no detectó la presencia de S. aureus, el cual no coincide con 
nuestro estudio, sin embargo en la población Brasileña reportó un 10.8% de 
prevalencia de este microorganismo, principalmente en pacientes con periodontitis 
crónica;5 recientemente Koukos y col. (2015), examinó a 720 pacientes con 
diferentes grados de severidad en la enfermedad periodontal, detectando que solo 
el 10% de las muestras presentó S. aureus.59 En la enfermedad endodóntica, el S. 
aureus se detectó en el absceso apical crónico, coincidiendo con Shweta y col. 
(2013). 7 Todos estos datos coinciden con nuestra investigación, principalmente en 
la prevalencia de S. aureus en la periodontitis crónica y el absceso apical crónico, 
siendo esta el 14% de nuestra población. 
 
 Es importante enfatizar que los casos relacionados con la presencia de S. 
aureus son crónicos, y muy probablemente están asociados al biofilm, esto permite 
que los factores de virulencia, principalmente los involucrados en la evasión de las 
defensas del huésped, específicamente la proteína A, regule el catabolismo en las 
bacterias estreptocócicas y de esta manera interactúe con el microorganismo P. 
gingivalis, causante de la enfermedad periodontal.46, 47 
 
 El S. aureus también secreta un péptido (staph CAM33) que actúa como una 
feromona sexual para las cepas de E. faecalis, la cual por medio del plásmido de 
feromona sexual pAM373, se une al péptido de S. aureus, dando lugar a la 
transferencia de genes entre ambas cepas, dañando constantemente el tejido 
pulpar.38, 55, 56 
45 
 
 El hecho de que S aureus se encuentre asociado a otro microorganismo, en 
este caso, con C. albicans genera un mal pronóstico debido a que ambos 
microorganismos tiene la capacidad potencial de producir biofilm; esto ha sido 
demostrado por Fox y col. (2014).60 Harriott y col (2009) reportaron que más del 
27% de los casos presentan infecciones con este tipo de coinfección, 61 poco más 
de lo reportado en esta investigación, el 14%. 
 
 Debido a la gravedad que implica la posible asociación de S. aureus con C. 
albicans, sugerimos una abordaje enérgico en el tratamiento, tan pronto se cuente 
con el antibiograma. 
 
 Otra especiede Staphylococcus observado en el estudio fue S. epidermidis, 
reportada en un 33% como microorganismo único y 4% en asociación con S. 
aureus, S. epidermidis se ha relacionado con la enfermedad periodontal, 
principalmente con la pérdida ósea por medio de su factor de virulencia denominado 
asociación superficial (SAM), compuesta por la cápsula, fimbrias y pili, la cual 
produce una actividad osteoclástica en su superficie exterior, como lo menciona 
Meghji y col. (1997). 62 
 
 Es importante mencionar que otros factores pueden estar participando en el 
nivel de severidad de la enfermedad periodontal y/o endodóntica, inclusive como 
factores de riesgo, tal es el caso de la diabetes, obesidad, y otras enfermedades 
sistémicas, como lo mencionan Simpson y col. (2010) y Taylor y col. (2008).63, 64 
 
 Con respecto a la edad de las personas afectadas, se reportó en el 
Epidemiology of Periodontal Diseases (2005), que alrededor del 90% de la 
población afectada con alguna enfermedad periodontal tienen entre 45 y 64 años 
de edad, siendo mayormente mujeres, dato que concuerda con lo reportado en 
nuestra población estudiada.65 
46 
 
 Los estudios microbiológicos y moleculares, también nos muestran la 
presencia de dos enterobacterias, E. coli y Klebsiella spp., siendo la primera la 
predominante en la población, un 30%, principalmente en la enfermedad periodontal 
crónica y en pacientes con diabetes e hipertensión, coincidiendo con el estudio de 
Colombo y col. (2015), reportando que el 33% de las personas con enfermedad 
periodontal presentaron E. coli. 66 
 
 Las enterobacterias no sólo son indicadores de materia fecal, también están 
relacionadas con el desarrollo de biofilm, especialmente E. coli, se caracteriza por 
no formar esporas y crecer tanto en ambientes aerobios como anaerobios, tienen 
una membrana citoplasmática, una capa de peptidoglucanos y una cápsula en la 
que se encuentran los lipopolisacáridos (LPS). 
 
 El LPS posee un alto grado de antigenicidad por su fracción polisacárida y 
de toxicidad por la fracción lipídica, además de activar monocitos a través de la 
activación de las citoquinas (particularmente TNF-alfa) aumentando el riesgo 
cardiovascular. Dentro de la cavidad oral puede estar a muy bajas proporciones; 
1.2% en líquido crevicular, 3.2% en lengua y 2.3% en saliva, siendo indetectable en 
la placa bacteriana supragingival.67 Por otro lado, en casos de pacientes con 
compromiso inmunológico o que presenten factores de riesgo, diabetes, 
hipertensión, sobrepeso u obesidad, como son los casos del presente estudio, la 
posibilidad de septicemia podría ser muy factible. 
 
 Tal como lo reportó Kubar y col. (2005), la presencia de S. aureus ha 
demostrado estar relacionado con un aumento en los niveles de bacterias 
periodontopatógenas, observándose más concretamente, cuando existe una 
coinfección, donde la progresión de la enfermedad periodontal puede aumentar la 
expresión de citoquinas y quimioquinas las cuales pueden agravar el cuadro y dañar 
el tejido periodontal. 
 
47 
 
 Estos autores destacan la asociación del cuadro periodontal a una 
enfermedad sistémica como la Diabetes Mellitus, circunstancia reportada en nuestro 
estudio.68 
 Por lo tanto, es crítico subrayar que puede existir una relación directa entre 
la presencia de microorganismos patógenos con la enfermedad sistémica asociada 
y esto se refleja en la severidad de la enfermedad periodontal y/o endodóntica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
48 
 
6. CONCLUSIÓNES 
 
 El estudio estuvo dirigido a encontrar S. aureus en la enfermedad periodontal 
y/o endodóntica mediante PCR convencional, utilizando la cepa S. epidermidis 
como control negativo, además de aislar 3 cepas más, E. coli, C. albicans y 
Klebsiella spp. 
 
 Concluimos que la severidad y cronicidad de la enfermedad periodontal y/o 
endodóntica no se encuentra asociada a la presencia de S. aureus, pero, si se 
encuentra directamente relacionada con la infección de patógenos capaces de 
generar biofilm independientemente de estar o no asociados entre ellos. 
 
 Otros factores tales como una enfermedad sistémica, así como a la edad y 
el género representaron factores de riesgo en la población estudiada. 
 
 Particularmente encontramos enterobacterias como las más frecuentes en la 
población estudiada, de donde se infiere los pacientes no cuentan con condiciones 
adecuadas de urbanización y por lo tanto, la higiene es deficiente; es importante 
sugerir a los médicos odontólogos, que hacerles la observación a las personas que 
acuden a la clínica, no solo mejorará la salud periodontal y/o pulpar, si no, el estado 
de salud en general. 
 
 Se sugiere continuar con la investigación para conocer más sobre el tema y 
evitar complicaciones en la enfermedad periodontal y/o pulpar de la población 
mexicana, así como el control de la ingesta inmoderada de antibióticos, ya que se 
puede crear una mayor resistencia y permitir que bacterias oportunistas invadan los 
tejidos periodontales y/o pulpares, desarrollando nuevas asociaciones y un biofilm 
más difícil de erradicar, dificultando de esta manera el tratamiento periodontal y/o 
pulpar. 
 
49 
 
 BIBLIOGRAFÍA 
 
1. Aas J, Paster B, Stokes L, Olsen I, Dewhirst F. Defining the Normal Bacterial 
Flora of the Oral Cavity. J. of Clinical Microbiology. Nov. 2005; 43 (11): 5721–
5732. 
2. Jenkinson H. Beyond the oral microbiome. Environmental Microbiology. 
2011; 13 (12): 3077–3087. 
3. Listgarten M, Lai C, Young V. Microbial Composition and Pattern of Antibiotic 
Resistance in Subgingival Microbial Samples From Patients With Refractory 
Periodontitis. J. Periodontology. 1993; (64): 155- 161. 
4. Cuesta AI, Jewtuchowicz V, Brusca MI, Nastri ML, Rosa AC. Prevalence 
of Staphylococcus spp and Candida spp in the oral cavity and periodontal 
pockets of periodontal disease patients. Acta Odontol Latinoam. 2010, 
23(1):20-26. 
5. Contreras A, Moreno S, Jaramillo A, Peláez M, Duque A, Botero E et al. 
Periodontal microbiology in Latin América. Periodontology 2000. 2015; 67 (1): 
58-86. 
6. Negroni M. Microbiología Estomatológica: Fundamentos y guía práctica. 2ª 
ed. Argentina: Editorial Médica Panamericana; 2009. 
7. Shweta S, Prakash K. Dental abscess: A microbiological review. Dent Res J 
(Isfahan). 2013; 10(5): 585–591. 
8. Hall-Stoodley L, Costerton J, Stoodley P. Bacterial biofilms: From the natural 
environment to infectious diseases. Nat Rev Microbiol. 2004; 2: 95-108. 
9. Harrison J, Ceri H, Turner R. Multimetal resistance and tolerance in microbial 
biofilms. Nat Rev Microbiol. 2007; 5: 928-938. 
10. Health. NIo. Research on microbial biofilms (PA-03-047). [Online].2002; [cited 
2015 January 10.] Available from: HYPERLINK 
"http://grants.nih.gov/grants/guide/pafiles/PA-03-
047.html"http://grants.nih.gov/grants/guide/pa-files/PA-03-047.html. 
50 
 
11. Donlan R, Costerton J. Biofilms: Survival mechanisms of clinically relevant 
microorganisms. Clin Microbiol Rev. 1999; 15: 167-193. 
12. Annous B, Fratamico P, Smith J. Scientific status summary. J Food Sci. 2009; 
74: R24-37. 
13. Hooshangi S, Bentley W. From unicellular properties to multicellular behavior: 
Bacteria quorum sensing circuitry and applications. Curr Opin Biotechnol. 
2008; 19: 550-555. 
14. Stewart P, Franklin M. Physiological heterogeneity in biofilms. Nat Rev 
Microbiol. 2008; 6: 199-210. 
15. Fux CA, Costerton JW, Stewart PS, Stoodley P. Survival strategies of 
infectious biofilms. Trends Microbiol. 2005; 13: 34-40. 
16. Sauer K, Camper A, Ehrlich G, Costerton J, Davies D. Pseudomonas 
aeruginosa displays multiple phenotypes during development as a biofilm. J 
Bacteriol. 2002; 184: 1140-1154. 
17. Hall-StoodleyL, Stoodley P. Evolving concepts in biofilm infections. Cell 
Microbiol. 2009; 11: 1034-1043. 
18. Davies D. Understanding biofilm resistance to antibacterial agents. Nat Rev 
Drug Discov. 2003; 2: 114-122. 
19. Spoering A, Gilmore M. Quorum sensing and DNA release in bacterial 
biofilms. Curr Opin Microbiol. 2006; 9: 133-137. 
20. Kaplan J. Biofilm dispersal: Mechanisms, clinical implications, and potential 
therapeutic uses. J Dent Res. 2010; 89: 205-218. 
21. Marsh P, Moter A, Devine D. Dental plaque biofilms: communities, conflict 
and control. Periodontology 2000. 2011; 55: 16–35. 
22. Dufour D, Leung V, Lévesque C. Bacterial biofilm: structure, function, and 
antimicrobial resistance. Endodontic Topics. 2012; 22: 2–16. 
23. Lindhe J. Periodontología Clínica e Implantología Odontológica. 5ª ed. Tomo 
2. Argentina: Editorial Médica Panamericana; 2009. 
 
51 
 
24. Kolenbrander P, Palmer R, Rickard A. Bacterial interactions and successions 
during plaque development. Periodontology 2000. 2006; 42: 47-79. 
25. Busscher HJ, Van Der Mei HC. Physico-chemical interactions in inicial 
microbial adhesión and relevante for biofilm formation. Adv Dent Res. 1997; 
11: 24-32. 
26. Whittaker CJ, Klier CM, Kolenbrabder PE. Mechanisms of adhesión by oral 
bacteria. Annu Rev Microbiol. 1996; 50: 513-52. 
27. Donlan R. M., Costerton J. W. Biofilms: Survival Mechanisms of Clinically 
Relevant Microorganisms. Clin Microbiol Rev. 2002; 15 (2): 167- 193. 
28. Nadal Valldaura A. Patología dental. En: Echeverría JJ, Cuenca E, Pumarola 
J, editores. El manual de odontología. 1ª ed. Barcelona: Masson; 1995. 
29. Philip D, Marsh PD, Bradshaw D. Microbial community aspects of dental 
plaque. En: Newman HN, Wilson M. Dental plaque revisited. Oral biofilms in 
health and disease. UK: BioLine. 1999:237-53. 
30. Dentino A, Lee S, Mailhot J, Hefti A. Principles of periodontology. 
Periodontology 2000. 2013; 61: 16–53. 
31. Socransky S, Haffajee A. Periodontal microbial ecology. Periodontology 
2000. 2005; 38: 135–187. 
32. Beltran E, Eke P, Thornton G, Petersen P. Recording and surveillance 
systems for periodontal diseases. Periodontology 2000. 2012; 60: 40–53. 
33. Genco R, Borgnakke W. Risk factors for periodontal disease. Periodontology 
2000. 2013; 62: 59–94. 
34. Mombelli A. Clinical parameters: biological validity and clinical utility. 
Periodontology 2000. 2005; 39: 30–39. 
35. Bergenholtz G, Lindhe J. Effect of experimentally induced marginal 
periodontitis and periodontal scaling on the dental pulp. J Clin Periodontology. 
1978; 5 (1): 59-73. 
 
52 
 
36. Siqueira J Jr, Rôças I, Ricucci D. Biofilms in endodontic infection. Endodontic 
Topics. 2012; 22: 33–49. 
37. Tong S, Davis J, Eichenberger E, Holland T, Fowler V. Staphylococcus 
aureus Infections: Epidemiology, Pathophysiology, Clinical Manifestations, 
and Management. Clinical Microbiology Reviews. 2015; 28 (3): 604-660. 
38. Muscholl-Silberhorn A, Samberger E, Wirth R. Why does Staphylococcus 
aureus secrete an Enterococcus faecalis-specific pheromone? FEMS 
Microbiology Letters. 1997; 157: 261-266. 
39. Kouidhi B, Zmantar T, Hentati H, Bakhrouf A. Cell surface hydrophobicity, 
biofilm formation, adhesives properties and molecular detection of adhesins 
genes in Staphylococcus aureus associated to dental caries. Microb Pathog. 
2010; 49: 14–22. 
40. Xie H, Cook GS, Costerton JW, Bruce G, Rose TM, Lamont RJ. Intergeneric 
communication in dental plaque biofilms. J Bacteriol. 2000; 182:7067–7069. 
41. Brito LC, Teles FR, Teles RP, França E, Ribeiro-Sobrinho A, Haffajee AD, 
Socransky S. Use of multiple-displacement amplification and checkerboard 
DNA-DNA hybridization to examine the microbiota of endodontic infections. J 
Clin Microbiol. 2007; 45: 3039–3049. 
42. Colombo A, Teles RP, Torres MC, Souto R, Rosalém WJ, Mendes M, Uzeda 
M. Subgingival microbiota of Brazilian subjects with untreated chronic 
periodontitis. J Periodontol. 2002; 73: 360–369. 
43. Jenkinson HF, Lamont RJ. Streptococcal adhesion and colonization. Crit Rev 
Oral Biol Med. 1997; 8:175-200. 
44. Baehni PC, Takeuchi Y. Anti-plaque agents in the prevention of biofilm 
associated oral diseases. Oral Diseases. 2003;9(Tomo I):23-9 
45. Foster T, Geoghegan J, Ganesh J, Hook V., M. Adhesion, invasion and 
evasion: the many functions of the surface proteins of Staphylococcus 
aureus. Nat. Rev. Microbiol. 2014; 12: 49–62. 
 
 
53 
 
46. Thurlow L, Hanke M, Fritz T, Angle A, Aldrich A, Williams S, et al. 
Staphylococcus aureus biofilms prevent macrophage phagocytosis and 
attenuate inflammation in vivo. J Immunol. 2011 June 1; 186(11): 6585–6596. 
47. Merino N, Toledo A, Vergara M, Valle J, Solano C, Calvo E, et al. Protein A 
Mediated Multicellular Behavior in Staphylococcus aureus. J. Of Bacteriology. 
2009; 191 (3):832–843. 
48. Gross M, Cramton SE, Gotz F, Peschel A. Key role of teichoic acid net charge 
in Staphylococcus aureus colonization of artificial surfaces. Infect Immun. 
2001; 69:3423–3426. 
49. Cervantes-García E, García-González R, Salazar-Schettino P. 
Características generales del Staphylococcus aureus. Rev Latinoam Patol 
Clin Med Lab 2014; 61 (1): 28-40. 
50. Page RC, Schroeder HE. Pathogenesis of inflammatory periodontal disease. 
A summary of current work. Laboratory investigation; a journal of technical 
methods and pathology. 1976; 34(3):235-249. 
51. Cuesta A, Jewtuchowicz V, Brusca MI, Nastri ML, Rosa AC. Prevalence of 
Staphylococcus spp and Candida spp in the oral cavity and periodontal 
pockets of periodontal disease patients. Acta Odontol Latinoam. 
2010;23(1):20-26. 
52. Rudney JD, Chen R, Zhang G. Streptococci dominate the diverse flora within 
buccal cells. J Dent Res. 2005; 84: 1165–1171. 
53. Vitkov L, Krautgartner WD, Hannig M. Bacterial internalization in periodontitis. 
Oral Microbiol Immunol. 2005; 20: 317–321. 
54. Vertucci F. Root canal anatomy of the human permanent teeth. Oral Surg 
Oral Med Oral Pathol.1984; 58: 589-599. 
55. Sakamoto M, Siqueira J Jr, Rôças I, Benno Y. Bacterial reduction and 
persistence after endodontic treatment procedures. Oral Microbiol Immunol. 
2007; 22 (24): 19–23. 
 
54 
 
56. Vianna M, Horz H, Gomes B, Conrads G. In vivo evaluation of microbial 
reduction after chemomechanical preparation of human root canals 
containing necrotic pulp tissue. Int Endod J. 2006; 39: 484–492. 
57. Holland T, Arnold C, Fowler V Jr. Clinical Management of Staphylococcus 
aureus Bacteremia. JAMA. 2014; 312(13): 1330–1341. 
58. Zendejas-Manzo G, Avalos-Flores H, Soto-Padilla M. Microbiología general 
de Staphylococcus aureus: Generalidades, patogenicidad y métodos de 
identificación. Rev Biomed. 2014; 25:129-143. 
59. Koukos G, Sakellari D, Arsenakis M, Tsalikis L, Slini T, Konstantinidis A. 
Prevalence of Staphylococcus aureus and methicillin resistant 
Staphylococcus aureus (MRSA) in the oral cavity. Archives of oral biology. 
2015; 60: 1410 –1415. 
60. Fox E.P, Cowley E, Nobile C, Hartooni N, Newman D.K, Johnson A. 
Anaerobic bacteria grow within Candida albicans biofilms and induce biofilm 
formation in suspension cultures. Curr. Biol. 2014; 24:2411–2416. 
61. Harriott M, Noverr M. Candida albicans and Staphylococcus aureus Form 
Polymicrobial Biofilms: Effects on Antimicrobial Resistance. Antimicrob 
Agents Chemother. 2009; 53(9): 3914–3922. 
62. Meghji S, Crean S, Nair S, Wilson M, Poole S, Harris M, Henderson B. 
Staphylococcus epidermidis produces a cell-associated proteinaceous 
fraction which causes bone resorption by a prostanoid-independent 
mechanism: relevance to the treatment of infected orthopaedic implants. 
British Journal of Rheumatology. 1997; 36: 957-963. 
63. Simpson T, Needleman I, Wild S, Moles D, Mills J. Treatment of periodontal 
disease for glycaemic control in people with diabetes. Australian Dental J. 
2010; 55 (4): 472–474. 
64. Taylor G, Borgnakke W. Periodontal disease: