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Biológicas / Saúde

Aprendiendo Medicina

2/8/2022

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Medicina

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA
DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES
CUAUTITLÀN
EFECTO DEL SISTEMA PORTA RENAL SOBRE EL TIEMPO
DE INDUCCIÒN A LA ANESTECIA CON KETAMINA EN
REPTILES DE LOS ORDENES QUELONIA sp Y
SQUAMATA sp

T E S I S

QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

P R E S E N T A:

LEONARDO RUIZ MEDINA

Asesor: M en MVZ. Gerardo López Islas

CUAUTITLÁN IZCALLI, ESTADO DE MEXICO 2012

UNAM – Dirección General de Bibliotecas
Tesis Digitales
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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTlTLÁN
UNIDAD DE ADMINISTRACIÓN ESCOLAR
DEPARTAMENTO DE EXÁMENES PROFESIO,N~'-tES
nJ~'" :nJQl )~
ASUNTO: VOTO APR6'itA'FORIO
DRA. SUEMI RODRÍGUEZ ROMO
DIRECTORA DE LA FES CUAUTlTLÁN
PRESENTE
'"""-
ATN: L.A. ARACELI HERRERÁ H RNÁ.NDEZ
Jefa del Departamímto' d~Éxámenes
Profesionales de fu FES Cl!3utitlán
~A~ ~, ~L::5
Con base en el Art. 28 del Reglamento de Exámenes Profesionales nos pennitimos comunicar a
usted que revisamos LA TESIS:
"Efecto del sistema porta renal sobre el tiempo de inducción a la anestesia con ketamina en
reptiles de los ordenes Quelonia sp, y Squamata sp"
Que presenta el pasante: Leonardo Ruiz MediDa
Con número de cuenta: 30014415-4 para obtener el Título de: Médico Veterinario Zootecnista
Considerando que dicho trabajo reUne los requisitos necesarios para ser. discutido en el ·EXAMEN
PROFESIONiU, correspondiente, otorgamos nuestro VOTO APROBATORIO: .
ATENTAMENTE .
".POR MI RAZA HABLARA "EL ESPÍRITU"
Cuautitián Izcalli, Méx. a 16 de Febrero de 2012.
PROFESORES QUE INTEGRAN EL JURADO
NOMBRE
PRESIDENTE MVZ. Rodolfo Córdoba Ponce
VOCAL MVZ. Gerardo López Islas
SECRETARIO MC. Ismael Hernández Ávalos
ler SUPLENTE MVZ. Silvia Leticia Bonilla Orozco
2do SUPLENTE MVZ. Ma. del Consuelo Álvarez Rodríguez
NOTA: los slnodales suplente's están obligados a presentarse el día y hora del Examen Profesional (art. 120).
HHA/pm
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)
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN
UNIDAD DE ADMINISTRACIÓN ESCOLAR
DEPARTAMENTO DE EXÁMENES PROFESIQNALES
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ASUNTO: VOTO APR'6't'J)\'fORIO
DRA. SUEMI RODRÍGUEZ ROMO
DIRECTORA DE LA FES CUAUTlTLÁN
PRESENTE
ATN : L.A. ARACELI HERRERA HERNANDEZ
Jefa del Departamento d~Éxámenes
Profesionales dé' la ~ES CI!3utitlán
~ \L.:5
Con base en el Art. 28 del Reglamento de Exámenes Profesionales nos permitimos comunicar a
usted que revisamos LA TESIS:
"Efecto del sistema porta renal sobre el tiempo de inducción a la anestesia con ketamina en
reptiles de los ordenes Quelonia sp, y Squamata sp"
Que presenta el pasante: Leonardo Ruiz MediDa
Con número de cuenta: 30014415-4 para obtener el Título de: Médico Veterinario Zootecnista
Considerando que dicho trabajo reUne los requisitos necesarios para ser.discutidQ en el -EXAMEN
PROFESION~L correspondiente, otorgamos nuestro VOTO APROBATORIO: - -
ATENTAMENTE _
",POR MI RAZA HABLARA 'EL ESPÍRITU"
Ctiautitlán lzcalli, Méx. a 16 de Febrero de 2012.
. .
PROFESORES QUE INTEGRAN EL JURADO
PRESIDENTE
VOCAL
SECRETARIO
ler SUPLENTE
NOMBRE
MVZ. Rodolfo Córdoba Ponce
MVZ. Gerardo López Islas
MC. Ismael Hernández Á valos
MVZ. Silvia Leticia Bonilla Orozco
2do SUPLENTE MVZ. Ma. del Consuelo Álvarez Rodríguez
I
NOTA: los sInodales suptente"s están obligados a presentarse el día y hora del Examen ProfeSional (art. 120).
HHA/pm
~RMA ,/
)

Dedicatoria:

A: Dios padre creador del cielo y de la tierra, por ponerme en este camino hermoso y no
rendirme ante su voluntad, por darme el placer de atender a sus criaturas terrenales, por
darme la fortaleza de vencer los obstáculos que la vida me ofrece, por permitirme acabar
una carrera tan noble, al servicio de sus seres, compañeros del hombre en la tierra.

Y les dijo: vayan por todo el mundo y anuncien la buena nueva a toda la creación
Marcos. 16 : 15, 16.
A: Mis padres Leonardo Ruiz Monroy y Elia Medina García, por su amor incondicional
verdadero. Por el apoyo moral, de mi padre y de lucha de mi madre, porque ambas fuerzas
se complementaron por lo que me hicieron ser un hombre de bien.
A: Mis hermanos que somos muchos, pero me hicieron feliz todos estos años, por vivir con
ellos una vida tan hermosa en la cual todos somos mas que amigos, hermanos de verdad,
por lo mucho que hemos pasado, en lo cual lo hemos superados los quiero mucho.
A: Luz Liliana, por su compañía todos estos años, que han sido hermosos, por su
tolerancia, comprensión, su apoyo y amor, gracias nena.
A: Mis amigos que algunos están lejos, otros no, por sus buenos consejos y recuerdos, su
compañía incondicional y en verdad lo comparto con ellos.
A: Mi maestro Gerardo López Islas, por apoyarme en este trabajo tan hermoso, por su
apoyo, paciencia y sabiduría `por ayudarme a encontrar el camino y sentir lo que es hacer
una tesis.
A: Mis Sinodales Rodolfo Córdoba, a Ismael Hernández, a Leticia Bonilla a Consuelo
Álvarez, Por su apoyo incondicional, puro y sensato gracias en verdad.

ÍNDICE GENERAL

1. Resumen……………………………………………………………………...………………………………………… 1
2. Introducción………………………………………………………………………….………………………………… 2
3. Revisión de literatura………………………………………………………………..…………………………………. 4
3.1 Características físicas y fisiológicas de los reptiles……………………………………………………………….. 4
3.1.1 Sistema tegumentario………………………………………………………………………………………….. 4

3.1.2 Aparato circulatorio……………………………………………………………………………………………. 4
3.1.3 Sistema urogenital……………………………………………………………………………………………... 7
3.2 Sistema porta renal…………………………………………………………………………………………………… 9
3.3 Anestesia disociativa…………………………………………………………………..…………………………….. 10
3.4 La ketamina en reptiles………………………………………………………………………………………………. 13

4. Justificación…………………………………………………………………………………………………………… 15
5. Objetivo general.………………………………………………………………………………………………………. 16
5.1 Objetivos particulares……………………………………………………………………………………………… 16

6. Hipótesis……………………………………………………………………………………………………………….. 16
7. Materiales y métodos………………………………………………………………………………………………….. 17
7.1 Metodología……………………………………………………………………………………………………….. 21
7.2 Diseño experimental y análisis estadístico……………….……………………………………………………...... 27
8. Resultados……………………………….……………….…………………………………………………....………. 28

8.1 Orden chelonia sp………………………………………………..…………………………………………………………. 28
8.2 Orden Squamata sp………………………………………………….…………………….…………………………….…. 31

9. Discusión…………………………………………….………………………………………….……………………... 35
10. Conclusiones…….……………………………………………………………………………………………………. 37
11. Bibliografía consultada……………………………………………………………………….………………………. 38

ÍNDICE DE FIGURAS, TABLAS Y GRÁFICOS
Figura 1 Circulación menor del corazón de quelonios…………………………………………………………. 6
Figura 2 Corazón cuadripartito de los cocodrilos………………………………………………………………. 6
Tabla 1 Muestra del material biológico y no biológico en el experimento………………………………….. 17
Figura 3 Tortuga de orejas rojas (Trachemys scripta elegans)………………………………………………….. 18
Figura 4 Serpiente cincuate (Pituophis deppei)………………………………………………………………… 19
Figura 5 Iguana verde(Iguana iguana)…………………………………………………………………………. 19
Figura 6 Tortuga casquito (Kinosternon spp)…………………………………………………………………... 20
Figura 7 Tortuga jicotea u orejas amarillas (Trachemys scripta)…………………………………….………… 20
Figura 8 Material químico y de curación usado en el experimento…………………………………………….. 21
Figura 9 Contención física de una tortuga en el momento de inyección……………………………………….. 23
Figura 10 Contención física durante la administración del fármaco…….……………………………................ 23
Figura 11 Tortuga en estado de sedación………………………………………………………………………... 24
Figura 12 Contención física de una serpiente…………………………………………………………………… 24
Figura 13 Inyección intramuscular del farmaco en una serpiente cincuate……………………………………... 25
Figura 14 Estado de sedacion del paciente serpiente……………………………………………………………. 25
Figura 15 Sitio de administración intramuscular en iguanas……………………………………………………. 26
Figura 16 Sitio de administración de la ketamina en miembro posterior………………………………………. 26
Figura 17 Estado de sedación de una iguana……………………………………………………………………. 27
Tabla 2 Tiempos de inducciòn del orden chelonia……………………………………………………………... 28
Tabla 3 Análisis de varianza de un factor del orden chelonia………………………………………………….. 29
Tabla 4 Tabla de contingencia para el analisis de datos Xi cuadrada…………………………………………... 30
Grafico1 Promedios y desviación estándar del tiempo de inducción anestésica en el orden Quelonia……… 31
Tabla 5 Tiempos de inducción del orden squamata sp…………………………………………………………. 32
Tabla 6 Análisis de varianza de un factor del orden squamata sp……………………………………………… 32
Grafico 2 Promedios y desviación estándar del tiempo de inducción anestésica en el orden squamata sp……. 33

1. RESUMEN.
Con la finalidad de valorar la influencia farmacocinética, que tiene el sistema porta
renal en lograr anestesia disociativa utilizando ketamina en reptiles, se procedió a la
exploración y evaluación pre anestésica de 33 animales del orden Chelonia sp., y 10
semovientes del orden Squamata sp., mismos que fueron distribuidos en tres grupos
experimentales. El grupo 1 (n=33) fue formado con tortugas de los géneros Trachemis sp.,
y Kinosternon sp. El grupo 2 (n=8) fue integrado por la especie Iguana iguana. El grupo 3
(n=2) fue formado por serpientes Pituophis deppei. En todos los casos, los semovientes
fueron divididos de forma aleatoria en subgrupos A y B, mismos que se alojaron a 20°C
previo a la inducción de anestesia y posteriormente el subgrupo A del orden Chelonia fue
tratado con ketamina (40 mg/kg) intramuscular en el miembro anterior, mientras que el
subgrupo A de las especie Iguana iguana fue tratada con el mismo anestésico a una dosis
de 35 mg/kg intramuscular en el miembro anterior y finalmente el subgrupo A de las
serpientes fue tratada de la misma forma con una dosificación de 60 mg/kg del anestésico
disociativo. Los 3 subgrupos fueron evaluados 15 días después con las mismas dosis pero
con la administración intramuscular en el miembro y tercio posterior. Los resultados fueron
analizados estadísticamente, por estadística descriptiva y ANOVA, donde se observó que
en todos los casos se obtuvo sedación. También se observó una diferencia estadísticamente
significativa en el tiempo de inducción de la anestesia, siendo mas corta en los casos de
aplicación en los miembros y/o tercios anteriores. Se concluye que sin importar el sitio de
inyección, siempre se logró un estado de sedación del ejemplar, sin embargo, cuando se
inyectan en el tercio posterior no se presenta un estado totalmente de anestesia. Por lo tanto
existe la posibilidad de utilizar tanto el tren anterior, como el tren posterior para la
administración intramuscular de ketamina, para sedación en las especies que se utilizaron
para este experimento. Por otro lado, la diferencia observada en el tiempo de inducción
indica que es mas corta la inducción en el miembro y /o tercio anterior, por lo que se debe
considerar por el clínico al momento de planear sus procedimientos, debiendo calcular una
espera mas larga para alcanzar el estado de sedación, no obstante, es posible el uso del
miembro y/o tercio posterior para aplicación intramuscular de ketamina en estos reptiles.

2. INTRODUCCIÓN.
Los reptiles son vertebrados ectotermos (poiquilotermos) con respiración pulmonar
y con corazón parcialmente dividido. En las formas más frecuentes tienen el cuerpo y la
cola alargada, así como una locomoción ondulatoria; las extremidades no mantienen el
cuerpo separado del suelo, sino que solo sirven para suministrar un punto de apoyo al
empujar hacia adelante, sin embargo, otros reptiles como los quelonios poseen un cuerpo
corto y generalmente deprimido (Grasser, 1977).
Por otra parte, las serpientes u ofidios, tienen el cuerpo cilíndrico, alargado, cubierto
de escamas o de escudos, sin extremidades, a veces con restos de pelvis o de extremidades
posteriores; estos se mueven mediante movimientos serpentiniformes. Tienen numerosas
vertebras con costillas, que se unen a los escudos ventrales, de manera que estos,
inclinándose, prestan apoyo en la locomoción (Grasser, 1977).

Los reptiles biológicamente se clasifican en 4 órdenes:
1. Orden Rhynchocephalia. Sphenodon punctatus, quien es la única especie
existente en la actualidad.
2. Orden Quelonios o Testudines (latín; testudo, tortuga) se integran por 330
especies, cuyas características principales son: cuerpo rodeado por un armazón óseo de
placas dérmicas con un caparazón dorsal y ventral; mandíbula sin dientes, pero provista de
placas córneas robustas; cuadrado inmóvil; vertebras y costillas fusionadas al caparazón;
ano formado por una hendidura longitudinal.
3. Orden Squamata o Escamosos, caracterizado por 2700 especies de
serpientes, 3000 especies de lagartos y 130 de anfisbenios. Estos organismos cuentan con
piel, misma que es cubierta por escamas o placas dérmicas córneas que sufren mudas
periódicas, asimismo poseen dientes sujetos sobre las mandíbulas con un cuadrado con
movimiento libre.
4. Orden Crocodilios donde se describen 25 especies y entre sus
características se cita que poseen un corazón cuadripartito, vértebras normalmente cóncavas

por delante; extremidades anteriores generalmente con cinco dedos, mientras que las
posteriores tienen cuatro; así también tienen cuadrado inmóvil (Cleveland et al; 1992).

La finalidad del presente estudio es evaluar la influencia farmacocinética, que tiene
el sistema porta renal en el tiempo de inducción de anestesia disociativa con ketamina en
reptiles de los órdenes Squamata sp y Chelonia sp.

3. REVISIÓN DE LITERATURA
3.1 Características físicas y fisiológicas de los reptiles.
3.1.1 Sistema Tegumentario.
Los reptiles tienen una piel dura, seca, escamosa que les ofrece protección contra la
desecación y daños físicos. La piel consta de una delgada epidermis, que se muda
periódicamente, no obstante también poseen una dermis bien desarrollada y mucho más
gruesa. Esta estructura está provista de cromatóforos, descritos como las células portadoras
de pigmentos que proporcionan a muchos lagartos y serpientes sus llamativos colores. Las
escamas características de los reptiles están formadas por queratina que derivan de la
epidermis y por tanto, son homólogas de las escamas de peces, que son estructuras óseas y
dérmicas (Cleveland et al; 1992).
3.1.2 Aparato circulatorio.
Los reptiles tienen un sistema circulatorio más efectivo que los anfibios, debido a que
la aurícula derecha recibe sangre no oxigenada del cuerpo y se encuentra separada de la
aurícula izquierda, misma que recibe sangre oxigenada de los pulmones. Por el contrario,
en los cocodrilos existen también dos ventrículos completamente separados; mientras que
en los restantes reptiles, los ventrículos están separados solo de forma parcial, así los
cocodrilos son,por lo tanto, los primeros vertebrados con un corazón cuadripartito. De esta
manera, todos los reptiles tienen dos circulaciones funcionalmente separadas, esto es,
poseen una parte pulmonar (oxigenada) y otra sistémica (no oxigenada) (Cleveland et al;
1992).
El corazón de serpientes, lagartos y quelonios estructuralmente está formado por 3
cámaras (2 atrios y 1 ventrículo), donde aparentemente se mezcla la sangre oxigenada con
la sangre venosa, sin embargo si se separa correctamente por el atrio derecho, ya que éste
recibe la sangre venosa que regresa de la circulación sistémica vía vena sinusal,
considerada como una larga cámara localizada en la superficie dorsal del atrio (figura 1)
(Mader, 2006).

Al respecto, la pared de esta cámara o vena sinusal es muscular pero no es tan densa
como la del atrio, por lo que esta vena recibe la sangre directamente de la vena precaval.
Esta última se localiza en el atrio izquierdo y su función es recibir la sangre oxigenada de
los pulmones vía vena pulmonar izquierda y derecha. De este modo, el ventrículo solitario
es dividido en 3 subcàmaras llamadas: cavum pulmonale, cavum venosum y el cavum
arteriosum. El primero de ellos es la cámara mas ventral y se extiende cranealmente a la
arteria pulmonar, mientras que el cavum arteriosum y el cavum venosum están situados
dorsalmente al primero de ellos, por lo que recibe la sangre de ambos atrios izquierdo
derecho respectivamente (Mader, 2006).
En el corazón, un surco muscular separa al cavum pulmonale del cavum arteriosum
y venosum, sin embargo, estas cámaras se presentan de formas continuas e interconectadas
por un canal intraventricular. Las válvulas atrio – ventriculares surgen del canal
intraventricular craneal y están anatómicamente ligados a la oclusión parcial del atrio
ventricular durante la sístole atrial, cuya función principal se lleva a cabo durante la sístole
ventricular y que se menciona es la prevención del regreso de la sangre del ventrículo al
atrio. De esta forma, una serie de contracciones musculares y variaciones subsecuentes de
presión del corazón de los no cocodrilianos, suceden para crear un sistema doble, donde la
sístole atrial hace que la sangre fluya en el ventrículo y las válvulas atrio – ventriculares
llenan el cavum venoso y el cavum pulmonale. Fisiológicamente, con esta sístole el cavum
arterioso inicia una contracción, lo cual forza a la sangre del cavum venoso para que ésta se
desplace hacia la circulación sistémica, vía arco aórtico izquierdo y derecho. Así, la
contracción ventricular causa un espasmo dándole rigidez al músculo en la región ventral
de la pared ventricular, creando así una barrera contra el flujo de la sangre del cavum
arterioso, hacia el cavum pulmonale. Por otro lado, las válvulas atrio ventriculares
izquierda y derecha, previenen el retorno de la sangre hacia el atrio, por lo que se puede
inferir que estos eventos preceden solo durante una respiración normal (Mader, 2006).
Los cocodrilianos, tienen una estructura cardiaca muy parecida a las aves y
mamíferos, excepto porque tienen un foramen de panizza que es una apertura en el septo
interventricular que separa al ventrículo izquierdo del derecho, no obstante, también poseen
un arco aórtico izquierdo que es originado a partir del ventrículo derecho (figura 2). En este

contexto, la estructura cardiaca doble es esencial para el cocodrilo, ya que una pequeña
mezcla de sangre oxigenada y no oxigenada puede ocurrir en el foramen de panizza en la
aorta dorsal, donde confluyen el arco aórtico izquierdo y derecho, de esta manera, en
circunstancias normales de respiración esta mezcla no ocurre debido a que la presión en el
lado de la circulación sistémica aumenta la circulación pulmonar, así que se equilibran las
circulaciones en el foramen de panizza y una pequeña cantidad de sangre oxigenada entra al
lado derecho del ventrículo (Mader, 2006).

Figura 1. Circulación menor del corazón de los Quelonios (Tomado de http:// circulatorio
reptile.gif.com).

Figura 2. Corazón cuadripartito de los cocodrilos (Tomado de http://taringa-net heart)

El sistema venoso posterior presenta gran semejanza con el de los anfibios, pero
existen diferencias típicas. Una de ellas, se refiere a que la sangre venosa de la cola es
recogida por medio de una vena caudal, misma que se bifurca en la base de la cola para
formar las dos venas porta – renal, quienes llevan sangre al riñón adyacente. Antes de
entrar al riñón, cada una da lugar a una vena lateral pélvica, quienes anastomosan con las
venas ciáticas y femorales que proceden de los miembros posteriores, antes de unirse para
formar la epigástrica media o abdominal, que eventualmente penetra en el lóbulo izquierdo
del hígado. Por otra parte, las venas renales eferentes llevan sangre desde los riñones y
forman un par de largos troncos que pronto se unen para formar la post – cava media, la
cual corre hacia adelante y se dirige al corazón (Marshall et al., 1991).

3.1.3 Sistema urogenital.
Los riñones de los reptiles son de tipo metanefridio avanzado, con sus propios
conductos (uréteres) de comunicación con el exterior, lo cual permite que los riñones sean
eficientes en la producción de pequeños volúmenes de orina, pero con la salvedad de que
retienen agua metabólica para el organismo. Así que, funcionalmente estos órganos
permiten que los residuos nitrogenados sean expulsados como ácido úrico más que como
urea o amoniaco, ya que en su forma primaria tiene una baja solubilidad y precipita en
solución de forma espontánea, como resultado de esto, la orina de muchos reptiles es una
pasta semisólida (Cleveland et al., 1992).
El sistema urogenital de los reptiles se diferencia en varias tendencias evolutivas del
de los anfibios; ya que se han desarrollado mecanismos para la regulación de la economía
hídrica, mismos que fueron evolucionando hasta la separación de los conductos renales y
sexuales. Así por ejemplo, el riñón adulto de todos los reptiles es como todos los demás
amniotas, es decir, un metanefros (Ziswiler, 1986).
Los riñones flanquean la columna vertebral en la región posterior del tronco y por lo
general son estructuras alargadas, menos compactas que los riñones de los mamíferos,
asimismo, los glomérulos son relativamente pequeños lo cual permite que absorban poco
líquido del cuerpo, de modo que pueden prescindir de largos túbulos para reabsorber de

nuevo el agua. Las nefronas carecen de asa de Henle, sin embargo, algunas serpientes y
lagartos han reducido por completo sus glomérulos. Por otro lado, al igual que en los
anfibios, los glomérulos se forman de capilares de la arteria renal, cuya sangre luego es
recogida por el sistema capilar de la vena cava posterior. Al respecto, la vena porta renal,
que recibe sangre de la cola y en parte, de las extremidades posteriores, forma un sistema
capilar en la zona de los túbulos y da sangre a los vasos de la vena cava posterior (Ziswiler,
1986).
De esta manera, tanto anfibios como reptiles son incapaces de producir una orina
hipertónica (es decir de osmoralidad superior a la del plasma), lo cual se debe a que carecen
de un sistema de contracorriente del asa de Henle que se precisa para producir orina de
osmoralidad significativamente superior a la del plasma. Se sabe que solo los mamíferos y
las aves poseen una organización renal en contracorriente, por lo que estos animales
aparentemente tienen su sistema de túbulos tan organizado como para permitir la
multiplicación de osmosis por contracorriente (Rondall et al., 1998).
La gran osmolalidad que existe por el mecanismo de contracorriente se establece
por las actividades de las asas de Henle y se mantiene por las características especiales de la
irrigación de la médula renal. Por ello, es importante considerar en estas especies que existe
unsistema de intercambio a contracorriente en túbulos o vasos en donde el flujo de entrada
de líquido corre paralelo en contra u opuesto, cercano al flujo de salida por cierta distancia.
Estas características son comunes al presentarse las asas de henle y vasos rectos (Dukes,
1999).
Las excreciones nitrogenadas de los reptiles comprenden amoniaco, urea y ácido
úrico en proporciones específicas de la especie. Así, los dos primeros son solubles en agua
y no hay ninguna dificultad en eliminarlas del cuerpo, por lo cual las tortugas acuáticas y
cocodrilos excretan estas sustancias nitrogenadas en más de un 75% de amoniaco. En
cuanto a las tortugas de vida anfibia, éstas excretan partes aproximadamente iguales de
amoniaco, urea y ácido úrico, mientras que las tortugas terrestres producen hasta un 90% de
ácido úrico. Finalmente, cabe destacar que todas las serpientes y lagartos expulsan entre un
80 y un 98% de ácido úrico junto con cantidades menores de urea y amoniaco (Ziswiler,
1986).

3.2 Sistema Porta Renal
El sistema porta se define como una ruta común para los organismos en que un
conducto o

vía, comúnmente de irrigación o transporte, se divide ramificándose en
pequeños conductos hasta un punto en el que estos conductillos vuelven a unirse des –
ramificándose para volver a formar la vía principal sin cambiar la función (Bernal et al.,
2002).
En este sentido, el sistema porta renal probablemente sirve para mantener el flujo
sanguíneo nutricional del riñón, por lo que en condiciones de deshidratación, conserva agua
disminuyendo así la filtración glomerular. En esos momentos el sistema porta renal irriga
los túbulos renales para mantener la perfusión. Holz (1999), describió una válvula entre las
venas femorales y abdominales, que regulan el flujo sanguíneo a través de los riñones,
durante los momentos en que se está conservando agua, lo cual se lleva a cabo porque las
válvulas cierran las venas abdominales y entonces se reduce el flujo sanguíneo hacia las
venas iliacas y los riñones (Fowler et al., 1999).
El sistema porta renal es una característica anatómica que se presenta en reptiles,
aves y anfibios, e históricamente se ha considerado que la administración de fármacos por
la vía parenteral en reptiles, en el miembro caudal y cola, no estaba recomendado, esto, por
presuntos efectos secundarios al riñón (nefrotoxicidad), asociado a la distribución de
fármacos directamente en el sistema porta renal (Mader, 2006).
La importancia de la inyección de fármacos en los miembros posteriores de los
reptiles ha sido motivo de especulación por muchos años, ya que existe la preocupación de
que las drogas a través de la eliminación renal, son excretadas antes de entrar al sistema
general (Mader, 2006) por lo tanto no tendrían efecto terapéutico en el paciente.
Correlativamente, el sistema porta renal pierde algo de su importancia; de hecho, en
algunos reptiles ya no es un verdadero sistema en el sentido de que las venas denominadas
porta están conectadas directamente con la vena cava mediante gruesos segmentos venosos
que no hacen más que atravesar el riñón sin que la sangre se detenga en ellos (Pirlot, 1976).

3.3 Anestesia disociativa
El término anestesia disociativa se originó a partir de su uso en humanos, donde fue
descrito un estado en que el paciente se encuentra disociado o indiferente respecto a su
entorno; en algunos casos puede compararse esa condición con un estado cataléptico, en el
que los ojos permanecen abiertos, existe hipertonicidad, rigidez muscular y los reflejos
motores no son inhibidos, además de que se acompaña de una marcada analgesia en la
mayor parte de las especies animales (Adams, 2003; Ruiz et al.,2011).
Al respecto, algunos autores definen a este estado anestésico como la disociación
electroencefalografica de la actividad del SNC donde el paciente no responde a un estímulo
físico normal pero si lo puede hacer a los estímulos luminosos y auditivos (Sumano y
Ocampo, 2006).
También se ha documentado que persisten además los reflejos de la deglución y el
faríngeo, aunque cabe destacar que los fármacos más utilizados en medicina veterinaria son
la Ketamina y Tiletamina (Ruiz, 2011), por lo que en los siguientes párrafos se procede a
realizar la descripción farmacológica del primero de éstos y que fue utilizado en el
desarrollo experimental de la presente tesis.

a) Ketamina
Nombre genérico: Clorhidrato de Ketamina.
Origen y Química:
Su nombre químico es 2 (0-clorofenil)2-(metilamino)-ciclohexanona, tiene peso
molecular de 237.7 daltons (Da), su fórmula condensada es C13 H16 CINO y tiene un pKa
de 7.5. Es un polvo blanco cristalino e hidrosoluble derivado del acido lisérgico (LSD). El
pH de la ketamina inyectable es de 3.5 – 5.5. Puede diluirse en agua estéril inyectable o en
solución salina, pero debe evitar mezclarla en la misma jeringa con barbitúricos, por que
puede precipitar (Adams, 2003; Ruiz et al., 2011).

Acción farmacológica: Anestésico disociativo de acción ultracorta
Farmacocinética:
Absorción.- es un compuesto hidrosoluble que se absorbe con facilidad por las vías
IV.IM y epidural. Distribución - en todo el organismo, inclusive atraviesa la barrera
placentaria, aunque no esta asociada con abortos. Se une a proteínas plasmáticas en un 50%
aunque en el gato este parámetro puede ser de 37 – 53 %. Los niveles máximos se
presentan a los 10 minutos de haberse administrado, sobre todo en aquellos órganos de alta
perfusión, como el hígado, pulmón y encéfalo. Puede utilizar a la grasa corporal como sitio
de depósito. Biotrasnformacion- se da en el hígado por dimetilación o hidroxilacion del
anillo ciclohexanona. Excreción- se elimina en su forma activa y como en metabolitos en
orina así también en menor cantidad por las heces (Ruiz, 2011).
Farmacodinamia:
Los anestésicos disociativos logran su efecto interrumpiendo la trasmisión
ascendente desde la parte inconsciente a la parte consciente del cerebro (sistemas tálamo –
cortical y reticular ascendente), más que por medio de una depresión generalizada de todos
los centros cerebrales. La evidencia electroencefalografica muestra además una disociación
entre el tálamo y el sistema límbico. Dichos bloqueos han sido relacionados con la
inhibición del transporte neuronal de las mono aminas cerebrales (serotonina, noradrenalina
y dopamina). La inhibición de la recaptación sináptica del GABA (ácido gamma – amino
butírico), está asociado a la presencia de rigidez muscular. La analgesia esta asociada a
través de su efecto antagonista sobre los receptores N-metil –D-aspartato (NMDA) y al
receptor opioide µ (Adams, 2003; Ruiz et al., 2011).
Posología:
La ketamina es un agente versátil porque puede administrarse vía IV o IM sin
provocar irritaciones de importancia a los tejidos. A sí por ejemplo, en el gato para
procedimientos de anestesia que no requieran de relajación muscular se sugieren de 22 – 33
mg/kg IM. En otras especies como los caninos se indican desde 10 – 40 mg/kg IM, en
felinos 40mg/kg IM para procedimientos de anestesia mas profundas, en fauna silvestre por

ejemplo en Serpientes 22 – 132 mg/kg IM y en Tortugas 20 – 50 mg/kg IM para alcanzar
grados de sedación y anestesia (Ruiz, 2011).
Usos terapéuticos:
Anestesia de corta duración, inmovilización para exámenes clínicos, radiológicos y
cirugías (Ruiz, 2011).
Reacciones adversas:
Hipotensión, taquicardia, dolor en el sitio de aplicación, laringoespasmos, aumento
del tono muscular, alucinaciones, hipotermia, sialorrea, midriasis, opistotonos, bradicardia,
deshidratación de cornea y aumento de la presión intracraneal e intraocular. Rara vez en
dosis altas provoca depresión respiratoria, hipotensión y arritmias. La temperatura corporal
disminuye en promedio hasta 1.6 grados, sobre el aparato cardiovascular semenciona que
se produce aumento del volumen minuto frecuencia cardiaca, presión arterial y presión
venosa central (Ruiz, 2011).
Contraindicaciones:
No se administre en pacientes con hipotensión, lesión hepática y/o renal severa y
deshidratación. También está contraindicado como agente único en cirugías o bien o en
intervenciones quirúrgicas de de laringe, faringe y celiotomias, debido a que permanecen
los reflejos involucrados (Ruiz, 2011).
Interacciones:
El uso de barbitúricos, diacepam, acepromacina o narcóticos alargan el tiempo de
recuperación de anestesia. Potencializa el bloqueo neuromuscular y la depresión
respiratoria de la tubocurarina, succinilcolina y en general de los relajantes musculares. El
cloranfenicol aumenta los efectos anestésicos de la ketamina, por inhibición del sistema
microsomal hepático (Ruiz, 2011).
Forma farmacéutica:
Anesket 100mg/ 1ml Clorketam 10%

3.4 La ketamina en reptiles
Este anestésico disociativo normalmente se inyecta vía IM con dosis de 20 – 60
mg/kg, sin embargo, como dosis máxima se han sugerido hasta 110 mg (particularmente en
cocodrilos), esto por supuesto aunado al uso de sonda endotraqueal. En inyecciones
intravenosas las dosis normalmente son más bajas es decir de un 25 a 50% menos que las
dosis aplicadas vía IM, pero un reptil inyectado con ketamina puede experimentar tonicidad
muscular, rigidez y espasmo, debido a que este fármaco es excretada vía renal, así que su
uso está contraindicado en sospecha de insuficiencia renal (Frye, 1991).
La ketamina se ha utilizado con éxito en todos los órdenes de reptiles, donde la
respuesta no solo depende de la dosis, sino también varía con la especie y el individuo.
Ahora bien, la farmacocinética y farmacodinamia en reptiles no ha sido profundamente
investigada, pero se sabe que dosis mayores a 110 mg pueden resultar en bradicardia y paro
cardiaco (Girling et al., 1998).
La inducción anestésica en reptiles toma de 10 a 30 minutos cuando es administrado
por vía intramuscular y su recuperación puede tardar desde 24 hasta 96 horas después de
una dosis alta. El anestésico disociativo produce una inyección dolorosa por lo que no está
recomendada en pacientes débiles, ya que los efectos son de una larga recuperación
debilitando más al animal (Girling et al., 1998).
La ketamina está claramente contraindicada en pacientes deshidratados o con
insuficiencia renal o hepática, de hecho bajas dosis son utilizadas en chelonios para facilitar
la extracción de la cabeza del paciente, ya sea para intubarlo o hacer una venipunción
yugular, igualmente bajas dosis son utilizadas para facilitar la intubación en otras especies
de reptiles (Girling et al., 1998).
Comúnmente la anestesia disociativa, como el derivado del acido lisérgico es usada
en reptiles para inducir inmovilización o inducir anestesia. En serpientes la ketamina sola se
observa que produce depresión respiratoria, hipertensión y taquicardia, sin embargo
raramente se usa sola y en algunos casos se combina con otros fármacos depresores, para
producir potencialización de efectos y disminución de reacciones adversas (Mader, 2002).

El mecanismo de eliminación de ketamina en reptiles es desconocido pero se cree
que es similar a los gatos y perros, donde la eliminación primaria es vía renal. Los reptiles
tienen un sistema porta renal, donde la mayor parte de la sangre caudal del reptil pasa a
través del riñón antes de alcanzar la circulación sistémica, si la ketamina es excretada vía
renal, la inyección en miembros posteriores puede disminuir el efecto de la droga (Mader,
2002).

4. JUSTIFICACIÓN
El sistema porta renal es una característica anatómica que se presenta en reptiles y
otros vertebrados inferiores, donde como ya fue mencionado históricamente la
administración de drogas por la vía parenteral en el miembro caudal (patas), no estaba
recomendado por presuntos efectos secundarios al riñón (nefrotoxicidad) (Stuart y Jean,
2006).
La importancia de la inyección de fármacos en los miembros posteriores (patas) de
los reptiles ha sido motivo de especulación por muchos años, ya que existe la preocupación
de que las drogas a través de la eliminación renal, sean excretadas antes de entrar al sistema
general (Mader, 2006) por lo tanto no tendrían efecto terapéutico en el paciente.
El mecanismo para la eliminación de ketamina en reptiles es renal, sin embargo,
autores como Stuart (2006) y Mader (2006) describen que el significado clínico de esta área
de la farmacocinética es de modo especulativo, ya que no hay datos definitivos para
sustanciar estas preocupaciones. Por esta razón, otros investigadores como Stuart y Jean
(2006) mencionan que la región posterior drenada por el sistema porta renal, no debe
utilizarse para la administración de medicamentos, sin embargo, esta sugerencia puede
cambiar a medida de que una nueva investigación lo dicte (Mader, 2006).
El beneficio que se espera en éste trabajo es: demostrar que la existencia del sistema
porta renal no nulifica a los miembros posteriores como otra vía factible para la
administración de fármacos o de ciertos medicamentos, ya que demostramos que la
administración en el miembro posterior, resulta en el efecto terapéutico deseado. De esta
forma, se dispone de más sitios de inyección intramuscular en cada paciente, y de masas
musculares de buen tamaño, lo que es útil para no abusar de los pequeños músculos de los
miembros anteriores, en los tratamientos prolongados que requieren la administración
repetida de medicamentos. Al no inyectar con mucha frecuencia en miembros anteriores y
evitar traumatismos y estrés innecesario en el paciente, al contar con la región posterior
para medicar a los reptiles y evitar el manejo de animales peligrosos como víboras
venenosas o cocodrilos, cerca de la boca que es la parte mas peligrosa de estos animales.

5. OBJETIVO GENERAL
 Evaluar la influencia farmacocinética que tiene el sistema porta renal en el efecto
terapéutico de anestesia disociativa con ketamina en reptiles de los órdenes
Squamata sp y Chelonia sp.

5.1 OBJETIVOS PARTICULARES
 Valorar la influencia del sitio de inyección (miembro anterior o miembro posterior)
en el tiempo de inducción de la ketamina en reptiles de los órdenes Squamata sp y
Chelonia sp.
 Conocer si existe diferencia significativa en la inducción de anestesia producida por
Ketamina cuando se utilizan sitios de administración diferentes.

6. HIPÓTESIS
 La absorción y distribución de la ketamina en reptiles de los ordenes Quelonia y
Squamata no se nulifica por el sistema porta renal.

7. MATERIALES Y MÉTODOS
El experimento se realizó en el zoológico de San Juan de Aragón que se localiza en
el nor – oriente de la Ciudad de México a un lado del Bosque de San Juan de Aragón. Sita
en Av. Loreto Fabela s/n Col. San Juan de Aragón. Del. Gustavo A. Madero. C.P. 17920,
con una altitud de 2240 msnm. Esta zona geográfica tiene una temperatura anual máxima
de 22 °C, con una anual mínima 9 °C.
En la tabla 1 se muestra el material biológico y no biológico utilizado en el
experimento.

Tabla 1. Material biológico y no biológico utilizado en el experimento.
Material biológico Material no biológico

En el experimento se contó con 33
ejemplares del orden chelonia, distribuidos de la
siguiente manera;
 18 tortugas de orejas rojas (Trachemys
scripta elegans) con un peso de entre 1 – 3
kilos, edad de entre 1 – 4 años.
 13 Tortugas de orejas amarillas (Trachemys
scripta) con un peso promedio de entre 1 –
5 kilos, con edades de 1 – 7 años.
 2 Tortugas casquito (Kinosternon spp) Con
un promedio de 300 – 800 gramos, edad
promedio de 1 – 2 años.
Del mismo modo, también se incluyeron en
la población experimental 10 ejemplaresdel orden
Squamata:
 8 ejemplares de iguana verde (Iguana
iguana) suborden lacertilia, con un peso
promedio de 1.5-5 kilos con edades de entre
1-4 años.
 Dos serpientes Cincuate (Pituophis deppei)
Medicamentos:
Clorhidrato de Ketamina (100mg en 1ml)

Material de Curación:
Jeringas del 3 ml y de 1 ml (estériles)
Agujas hipodérmicas calibre 30G X 13 mm y 23G
X 1 mm (estériles)
Alcohol
Torundas.

Material de Contención:
Jaulas de plástico para perros (kenels) de 60 cm de
alto por 1.20 m de largo, peceras de 50 cm de largo
por 30 cm de alto, y 20 cm de ancho. Tinas con 65
cm de diámetro, para guardar y observar a los
ejemplares durante la anestesia.

Misceláneos:
Báscula de precisión electrónica marca Mercurio
con capacidad para 10 kg.

sub orden ophidia, con un peso promedio de
.7-1 kilos, con edades de 2-3 años de edad,
todos los ejemplares clínicamente sanos

Cronómetro de reloj, para medir el tiempo de
inducción e cada ejemplar.
Termómetro ambiental para medir la temperatura del
cuarto donde se alojaron los animales
Cámara fotográfica modelo HP
Guantes de carnaza para la captura y sujeción de las
iguanas
Gancho herpetológico para la captura y sujeción de
los ophidia
Costales, para contener a las iguanas y cincuates para
su transporte y pesaje.

Todos los animales pertenecen a la colección del zoológico de San Juan de Aragón,
por lo cual fueron mantenidos en cautiverio bajo las condiciones de bienestar animal
proporcionadas por dicha institución. Los semovientes fueron alimentados, en el caso de los
quelonios, con una dieta diaria de tortugueta (pellet para adulto con 35% de proteína cruda)
así como charal de mar seco, en el caso de las Iguanas, se les proporcionaba fruta fresca,
como también alfalfa del día, en el caso de las serpientes se les proporcionaba un ratón
vivo, dadas por el bioterio del zoológico, cada semana y agua ad libitum durante el tiempo
que duró el estudio.
En las figuras 3, 4, 5, 6 y 7 se muestran las fotografías de algunos de los ejemplares
utilizados en el presente experimento.

Figura 3. Tortugas de orejas rojas (Trachemys scripta elegans) (Ruiz, 2012).

Figura 4. Especie de serpiente Cincuate (Pituophis deppei) (Ruiz, 2012).

Figura 5. Especie de iguana verde (Iguana iguana) (Ruiz, 2012)

Figura 6. Especie de tortuga casquito (Kinosternon spp) (Ruiz, 2012).

Figura 7. Especie tortuga jicotea u orejas amarillas (Trachemys scripta) (Ruiz, 2012).

A continuación, en la figura 8 se muestra el producto comercial del anestésico
disociativo utilizado, así como el material consumible empleado en el experimento.

Figura 8. Fotografía del material químico y de curación usado en el experimento (Ruiz, 2012).

7.1 Metodología
Lo primero que se hizo fue pesar a los semovientes en la báscula de precisión, con
la finalidad de determinar dosis para cada uno de los reptiles, ofídicos fueron dispuestos
dentro de costales, donde el peso del animal se obtuvo por tara, esto es, se restó el peso del
costal al del semoviente que había sido previamente medido.
Una vez hecho esto, se procedió a la evaluación física de los pacientes y
posteriormente se formaron grupos con las diferentes especies de reptiles, quedando
distribuidos como sigue:
Un grupo de 33 tortugas, de los géneros Trachemys y Kinosternon spp, otro de
ocho iguanas verdes Iguana iguana y uno de dos cincuates Pituophis deppei. Para cada
grupo, el mismo animal fue inyectado en una ocasión en el miembro posterior y quince
días después en el miembro anterior. El fármaco administrado fue Clorhidrato de Ketamina

(más adelante se indican las dosis) y posteriormente se observó y midió el efecto de
sedación en minutos.
Se determinó si hay diferencia estadísticamente significativa entre miembro anterior
o miembro posterior de los reptiles y entre los diferentes grupos taxonómicos, mediante
análisis estadístico, en comparación de medias por el método de Tukey (P<0.05) de las
diferentes especies y sitios de inyección.
La dosis de ketamina fue de 40 mg/kg en tortugas; 35 mg/kg en iguanas y 60 mg/kg
en las serpientes (Carpenter, 2006).
El experimento se empezó con quelonios, dividiendo la población en 2 grupos (A)
miembro anterior y un grupo (B) miembro posterior, tomándolas de su albergue del
zoológico de Aragón. Se procedió a la inyección intramuscular de ketamina primero en el
grupo A, las cuales se alojaron en un cuarto caliente a temperatura de 23 °C dentro de un
contenedor a cada individuo, y se procedió a tomar el tiempo de inducción de la sedación
por cada ejemplar. Este procedimiento como ya fue comentado, se repitió a los 15 días con
el grupo B, con la variable de que se cambió el sitio de inyección intramuscular hacia el
miembro posterior.
El segundo ejercicio por orden fue con las iguanas verdes, donde de igual manera se
dividieron en grupo A y B. Estos semovientes también fueron tomados del albergue del
zoológico. A estos individuos se les trabajó de la misma forma que los chelonios.
El tercer ejercicio, fue para el orden de las serpientes, donde estas también se
dividieron en grupo A y B. Al igual que los animales anteriores fueron tomados del
albergue del zoológico sólo que esta operación fue hecha con gancho herpetológico y
guantes. Otra diferencia en el procedimiento es el manejo trans y post – anestésico ya que
las serpientes pueden manifestar agresividad permanente luego de ser anestesiadas
(Carpenter, 2006).
Para la evaluación de la sedación en los reptiles, se tomó en cuenta la relajación
muscular de sus extremidades o en el caso de las serpientes, la no oposición al tacto por el
hombre, así como la falta de movimiento en sus contenedores.

En las figuras 9 y 10 se muestra el método de contención física de una tortuga
durante la administración del anestésico.

Figura 9. Método de contención física de una tortuga en el momento de la inyección intramuscular del
anestésico (Ruiz, 2012).

Figura 10. Método de contención física utilizado durante la administración del fármaco (Ruiz, 2012).

Figura 11. Fotografía de una tortuga en estado de sedación debida a la inducción de la Ketamina (Ruiz,
2012).

Figura 12. Método de contención física de una serpiente (Luna, 2012).

Figura 13. Método de inyección intramuscular del fármaco en una serpiente cincuate (Pintle, 2012).

Figura 14. Fotografía que muestra el estado de sedación del paciente debido a la administración intramuscular
del anestésico (Ruiz, 2012).

Figura 15. Sitio de administración intramuscular en iguanas (obsérvese que es en el miembro anterior) (Pintle,
2012).

Figura 16. Sitio de administración de la ketamina en el miembro posterior (Pintle, 2012).

Figura 17. Estado de sedación de una iguana después de la administración intramuscular del anestésico
disociativo (Ruiz, 2012).

7.2 Diseño experimental y análisis estadístico
El análisis realizado fue un ANOVA con diseño completamente al azar, bajo el
siguiente diseño:
Ŷij = µ + Ti + Ej
Donde: µ = media aritmética
Ti = efecto del tratamiento (administración intramuscular en el miembro anterior y
posterior)
Ej = error aleatório

Los resultados obtenidos en el presente estudio fueron evaluados mediante el
análisis ya citado, seguido de la comparación de medias aritméticas por prueba de Tukey
con una P (<0.05), en el programa Excel versión XP Professional de MicrosoftOffice ®.

8. RESULTADOS

Los resultados obtenidos en el presente experimento en las tres especies de reptiles
utilizadas se presentan en gráficos y tablas, mismos que en cada caso son explicados.

8.1 Orden Chelonia sp.
En la tabla 2 se presentan los resultados obtenidos en los tiempos de inducción en
las diferentes especies de tortuga utilizadas en el experimento (promedio y mediana), así
también se muestran las medidas de dispersión (varianza y desviación estándar), rango
menor y rango mayor medido en minutos.

Tabla 2. Tiempos de inducción (promedio y mediana), medidas de dispersión (varianza y
desviación estándar), rango menor y rango mayor obtenidos en las diferentes especies de
tortuga utilizadas en el experimento.
Especie Vía de
administración
Promedio
(*)
Mediana Desviación
estándar
Varianza Rango
menor
(minutos)
Rango
mayor
(minutos)
Trachemys
scripta
elegans (**)
M.A. 20.60 a 18.00 9.39 88.25 5 45
M.P. 32.72 b 38.50 18.45 340.56 14 55
Trachemys
scripta
M.A. 21.58 a 19.50 10.25 105.17 7 41
M.P. 35.76 b 35.00 13.60 185.19 15 60
Kinosternon
spp.
M.A. 22.00 a 22.00 8.48 72.00 16 28
M.P. 31.50 b 31.50 19.09 364.50 18 45
(*) Letras diferentes indican diferencia significativa P<0.05
(**) En esta especie hubo tres ejemplares que no presentaron sedación cuando se les inyectó Ketamina en el
miembro posterior.

En la tabla 3 se presenta el análisis de varianza (ANOVA) realizado a los resultados
obtenidos en la inducción anestésica en las tres especies de quelonios, donde se señala que
existe diferencia significativa (P<0.05), por lo que se puede inferir que aunque las tortugas
presentan sedación, si es una condicionante inyectar en el miembro posterior, ya que se
tardan más tiempo en ser inducidas a la anestesia.

Tabla 3. Análisis de varianza de un factor.

RESUMEN
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Miembro
anterior 29 612 21.1034 88.3103
Miembro
posterior 33 1117 33.8484 264.3200

ANÁLISIS DE
VARIANZA

Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados F Probabilidad
Valor
crítico
para F
Entre grupos 2507.277 1 2507.277 13.7624 0.000455 4.0011
Dentro de los
grupos 10930.932 60 182.182

Total 13438.209 61

Ahora bien, debido a que existieron 3 tortugas que no presentaron sedación cuando
se les inyectó Ketamina en el miembro posterior, se procedió a realizar la prueba de ji
cuadrada para comprobación de hipótesis, por lo que en la tabla 4 se presenta la
comparación (tabla de contingencia) de las vías o sitios de administración.

Tabla 4. Tabla de contingencia para análisis de datos por xi cuadrada.
Administración en
miembro anterior
Administración en
miembro posterior

FO FE FO FE Total
Trachemys scripta elegans 15 15 16 18 33
Trachemys scripta 12 12 12 13 25
Kinosternon spp. 2 2 2 2 4
29 33 62

A partir de esta tabla, entonces se procede al cálculo de xi cuadrada (x
2
), con la
siguiente fórmula:
x2 = Σ (fo – fe)2
fe

Donde se obtiene lo siguiente:
x
2
= 0 + 0 + 0 + 0.222 + 0.076 + 0
x
2
= 0.298
Sin embargo, este valor es a dimensional por lo que se requiere conocer el valor de
x
2
de tablas, donde para calcular los grados de libertad se hace la siguiente fórmula:
gl = (columnas – 1) (renglones – 1)
Por lo que, el resultado de x
2
de tabla es: 0.103 con una probabilidad de P≤0.05
Por tanto, se rechaza la Ho y se acepta la Ha, donde se estipula que la absorción y
distribución por el sistema porta renal incrementa el tiempo de inducción en la anestesia
con Ketamina en reptiles de los órdenes Quelonia sp.

En el gráfico 1 se muestran los promedios obtenidos en el tiempo de inducción
anestésica, mismos que se expresan en minutos.

Gráfico 1. Promedios y desviación estándar del tiempo de inducción anestésica en
individuos del orden Quelonia sp. (se incluyen las tres especies de tortuga), producidos por
la sedación con Ketamina.

8.2 Orden Squamata sp.

En la tabla 5 se presentan los resultados obtenidos en los tiempos de inducción en
las diferentes especies de ofidios utilizados en el experimento (promedio y mediana), así
también se muestran las medidas de dispersión (varianza y desviación estándar), rango
menor y rango mayor medido en minutos.

0
5
10
15
20
25
30
35
40
min ala anestesia min ala anestesia
Miembro anterior Miembro posterior
Series1
21.1 ± 9.3 a
33.8 ± 16.2 b

Tabla 5. Tiempos de inducción (promedio y mediana), medidas de dispersión (varianza y
desviación estándar), rango menor y rango mayor obtenidos en las diferentes especies de
ofidios utilizados en el experimento.
Especie Vía de
administración
Promedio
(*)
Mediana Desviación
estándar
Varianza Rango
menor
(minutos)
Rango
mayor
(minutos)
Pituophis
deppei
M.A. 16.50 a 16.50 2.12 4.50 15 18
M.P. 33.50 b 33.50 7.78 60.50 28 39
Iguana
iguana
M.A. 16.62 a 11.50 12.99 168.84 7 47
M.P. 46.37 b 39.00 20.60 424.27 30 85
(*) Letras diferentes indican diferencia significativa P<0.05

En la tabla 6 se presenta el análisis de varianza (ANOVA) realizado a los resultados
obtenidos en la inducción anestésica en las dos especies de ofidios, donde se señala que
existe diferencia significativa (P<0.05), por lo que se puede inferir que aunque las
serpientes e iguanas presentan sedación, si es una condicionante inyectar en el miembro
posterior y/o en el tercio posterior, ya que se tardan más tiempo en ser inducidas a la
anestesia. Misma situación observada en tortugas.

Tabla 6. Análisis de varianza de un factor

RESUMEN
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Columna 1 10 166 16.6 131.822
Columna 2 10 438 43.8 366.177

ANÁLISIS DE VARIANZA

Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados F Probabilidad
Valor
crítico
para F
Entre grupos 3699.2 1 3699.2 14.856 0.00116 4.4138
Dentro de los
grupos 4482 18 249

Total 8181.2 19

De esta manera, en el gráfico 2 se muestran los promedios obtenidos en el tiempo de
inducción anestésica, mismos que se expresan en minutos.

Gráfico 2. Promedios y desviación estándar del tiempo de inducción anestésica en
individuos del orden Squamata sp. (se incluyen las especies Pituophis deppei e Iguana
iguana), producidos por la sedación con Ketamina.

En este contexto, en las siguientes líneas se explica y presenta un esquema que
permite observar la diferencia de rangos expresada en minutos entre la administración de
Ketamina en el miembro anterior y/o miembro posterior. Obsérvese en su caso, que en
algunos casos los minutos en las tablas se superponen, sin embargo, como se demuestra en
el ANOVA si existe diferencia significativa (P<0.05) entre ambos grupos.

0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
Miembro anterior
min a la anestesia
Miembro posterior
min a la anestesia
Promedio
16.6 ± 11.1 a
43.8 ± 19.1 b

 Orden Quelonio.
Miembro anterior (MA) Miembro posterior (MP)
Media 21+sd 9.3=30.3 R mayor 33.8+sd16.5=50.05 R mayor
=11.7 R menor 33.8-16.25=17.55 R menor
M.A ↓ M.P↓

10 20 30 40 50 60

 Orden Escamoso (ofidios y lagartos).
Miembro anterior (M.A) Miembro posterior (M.P)
Media 16.6+ sd 11.48=28.08 Rmayor Media 43.8+sd 19.13=62.9 R mayor
16.6-11.48 =5.12 R menor 43.8-19.13=24.6 R menor

M.A ↓ M.P↓

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70

9. DISCUSIÓN
De acuerdo a los resultados obtenidos en el presente estudio, se puede inferir que el
sistema porta renal en estos órdenes de reptiles, si influye en la farmacocinética de la
Ketamina, ya que conforme a lo observado en el miembro posterior éste fármaco tardó más
tiempo en producir un estado de sedación (33.8 ± 16.2 y 43.8 ± 19.1 en quelonios y ofidios
respectivamente) en comparación con los tiempos obtenidos cuando la administración
intramuscular fue en el miembro anterior (21.1 ± 9.3 y 33.8 ± 16.2 en quelonios y ofidios
respectivamente) , por lo que se puede observar que si existe una diferencia significativa en
tiempos (P<0.05).
Al respecto, Mader (2006) menciona que la administración de fármacos en el
miembro posterior puede disminuir el efecto de la droga. Por otro lado, en el presente
estudio se logró demostrar que la ketamina si alcanzó un efecto significativo en ambos
sitios de inyección, ya que los animales eventualmente lograron el efecto terapéutico de
sedación, sin embargo, los pacientes que recibieron el anestésico en el tercio anterior si
profundizaron más en anestesia además de que los tiempos de inducción fueron menores.
En este contexto, autores como Pirlot (1976) asumen que las venas porta renales
están directamente conectadas en el seno venoso, lo cual permite inferir que los miembros
posteriores pueden ser otra vía de elección para poder inyectar a los animales. Estas
observaciones pueden proporcionar un beneficio para el caso de estas especies, ya que el
MVZ tendrá más opciones de administrar fármacos, lo cual tiene mayor importancia en el
manejo de animales peligrosos, como serpientes o cocodrilos donde se puede utilizar el tren
posterior, esto con la finalidad de estar alejados de la cabeza y en su caso disminuye el
riesgo de recibir alguna agresión.
En un simposium de Bayer que se llevó a cabo en febrero del 2011 en el World
Trade Center, Ciudad de México se mencionó que los niveles renales en las tortugas
inyectadas con fármacos en la cola y posiblemente también en las extremidades posteriores
son impredecibles, en todos los casos convendría inyectar los medicamentos en las
extremidades craneales de las tortugas para evitar su eliminación rápida.

En este experimento se logró demostrar que los semovientes inyectados en el
miembro posterior alcanzaron un estado terapéutico a la sedación por ketamina, por lo tanto
se puede notar que el anestésico no se eliminó antes de entrar al sistema general como se
decía en el simposium de Bayer. Por eso sí es factible la inyección de fármacos en
miembros posteriores en Quelonios
Holz et al, evaluaron la farmacocinética de la carbenicilina en 7 pitón carpetas
(Morelia spilote svariegata) estas fueron utilizadas para el presente estudio, a cada una se
le administro 200mg/kg intramuscular en el tercio craneal. Cinco meses después de la
aplicación, las serpientes nuevamente recibieron 200mg/kg intramuscular de carbenicilina,
pero ahora el sitio de inyección fue en el tercio caudal, en lo cual no se encontró diferencia
significativa en la farmacocinética entre el sitio de inyección. Sin embargo la concentración
de droga que se administro cranealmente en las serpientes fue mas alta pasando las 6-8
horas, curiosamente el rango de concentración fue bastante variada en cada lapso de
tiempo. A pesar de esta diferencia Holz et al, encontraron que la concentración del
medicamento en plasma en ambos sitios fueron suficientes, para controlar las bacterias
patógenas susceptibles. Ahora bien esto nos puede sugerir que se han hecho mas estudios,
en este caso con antibióticos, por lo que podemos convencernos que la ketamina estudiada
en este trabajo nos puede dar buenos resultados, para dar pie a nuevas indagaciones.
Holz (1999) dice que la investigación en la farmacocinética y efectos patológicos
de los fármacos administrados en las extremidades caudales, es limitada a varias especies y
generalizar estos resultados a las mas de 7500 especies de reptiles puede ser peligroso, por
esto se debe elaborar información o investigación adicional de los efectos de diferentes
drogas en el sistema porta renal de los reptiles, es decir se debe promoverse nuevas
investigaciones. Por lo que en este experimento se demuestra, que en su caso la ketamina
es otro fármaco de estudio, por lo que expone que los miembros posteriores en estas
especies no se limitan al uso de este.

10. CONCLUSIONES

Se concluye que el sistema porta renal tiene influencia farmacocinética, en cuanto a
absorción y distribución del fármaco, mas no sobre la eliminación de este, obteniendo
efecto terapéutico de la anestesia disociativa con ketamina en los reptiles utilizados en el
presente estudio, sin importar el sitio de aplicación.

11. BIBLIOGRAFÍA CONSULTADA
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16. Carpenter J. Formulario de Animales Exóticos. 3
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Portada
Índice General
1. Resumen
2. Introducción
3. Revisión de Literatura
4. Justificación
5. Objetivo General 6. Hipóteis
7. Materiales y Métodos
8. Resultados
9. Discusión
10. Conclusiones
11. Bibliografía Consultada