Estandarizacion-de-modelo-experimental-porcino-para-defectos-oseos-maxilares

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
FACULTAD DE MEDICINA 
DIVISION DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN 
SECRETARÍA DE SALUD 
HOSPITAL GENERAL “DR. MANUEL GEA GONZÁLEZ” 
 
 
 
ESTANDARIZACIÓN DE MODELO EXPERIMENTAL PORCINO PARA 
DEFECTOS ÓSEOS MAXILARES 
 
 
TRABAJO DE INVESTIGACIÓN QUE PRESENTA EL 
DR. ALEXANDRO FERNANDO AGUILERA SALGADO 
 
PARA OBTENER EL DIPLOMA DE LA ESPECIALIDAD EN 
CIRUGÍA PLÁSTICA Y RECONSTRUCTIVA 
 
 
ASESOR DE TESIS: DRA. MARCIA ROSARIO PÉREZ DOSAL 
 
NO. DE REGISTRO: 05-80-2012 
 
MÉXICO D.F, 25 DE JULIO 2014 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
Agradecimientos 
 
En primer lugar a Dios, por darme lo oportunidad de estar aquí, de aprender, de 
conocer gente muy importante a lo largo de mi vida y por permitirme desarrollarme al 
máximo como ser humano y como profesionista. 
 
A mis padres, quienes siempre han creído en mi, por apoyarme toda la vida, por 
hacer de mi la persona y el hombre que soy, y por caminar junto a mi siempre, los 
amo con todo mi corazón. 
 
A mi hermana, quien es mi mejor amiga, mi confidente, mi gran apoyo en la vida, por 
siempre estar a mi lado, por escucharme, darme consejos, hacerme reir, por vivir a 
mi lado y por ser un gran ser humano, te amo anita. 
 
A Beto, mi segundo hermano, quien la vida puso en mi camino en momentos muy 
difíciles para mi, que nunca ha dejado de estar a mi lado y será mi abogado de 
cabecera por siempre. 
 
A Tania, quien ha caminado junto a mi gran parte de esta aventura por Cirugía 
Plástica y ha sido siempre un gran apoyo en mi carrera y en mi vida personal, 
muchas gracias por todo chaparra te amo. 
 
A mis mejores amigos, Navo, Jaime, Toro y en especial a Juan por dejarme 
operarlo. Los quiero mucho amigos gracias por todos los momentos que pasamos 
juntos y por siempre estar a mi lado. 
 
Al Maestro Fernando Ortiz Monasterio y al Dr. Fernando Molina Montalva por darme 
la oportunidad de entrar a ésta gran escuela, por transmitirme un poco de sus 
conocimientos y por hacer de mi sueño una realidad. 
 
Al Dr. Javier López Mendoza por sus enseñanzas, por ayudarme y apoyarme 
siempre y por su amistad, gracias por todo Doc. 
 
Finalmente, pero no menos importante, a la Dra. Marcia Pérez Dosal, por siempre 
creer en mí desde el primer día que pisé éste hospital, por sus enseñanzas y su 
dedicación y por ser una triunfadora siempre, la quiero mucho Dra. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Este trabajo fue realizado en la División de Cirugía Plástica y Reconstructiva, la 
UMEDETEC, el Servicio de Radiología e Imagen y el Departamento de Anatomía 
Patológica del Hospital General “Dr. Manuel Gea González”, bajo la Dirección de la 
Dra. Marcia Rosario Pérez Dosal. 
 
 
 
 
Con la colaboración de Departamento de Producción Porcina de la Facultad de 
Veterinaria (UNAM), del Laboratorio de Biotecnología (CENIAQ), la Unidad de 
Ingeniería de Tejidos, Terapia Celular y Medicina Regenerativa y los laboratorios de 
del Instituto Nacional de Rehabilitación. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Este trabajo de Tesis con No. 05-80-2012, presentado por el alumno Alexandro 
Fernando Aguilera Salgado se presenta en forma con visto bueno por la Tutora 
principal de la Tesis Dra. Marcia Rosario Pérez Dosal, con fecha del 25 Julio de 
2014 para su impresión final. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tutor principal 
Dra. Marcia Rosario Pérez Dosal 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 5 
Colaboradores 
 
 
Dr. Florencio de la Concha Bermejillo 
Encargado de la Unidad de Medicina Experimental y Desarrollo Tecnológico 
(UMEDETEC) / Hospital General “Dr. Manuel Gea González” 
 
 
Dr. José Luis Villalobos Juárez 
Jefe de Servicio de Radiología e Imagen / Hospital General “Dr. Manuel Gea 
González” 
 
 
Dra. Sara Paraguirre Martínez 
Jefe de División de Anatomía Patológica / Hospital General “Dr. Manuel Gea 
González” 
 
 
DC. José Iván Sánchez Betancourt 
Jefe del Departamento de Producción Porcina de la Facultad de Veterinaria 
Universidad Nacional Autónoma de México. 
 
 
Dra. María Cristina Velasquillo Martínez 
Jefa del Laboratorio de Biotecnología del Centro Nacional de Investigación y 
Atención de Quemados (CENIAQ) / Instituto Nacional de Rehabilitación. 
 
 
MCB. Valentín Martínez López 
Biólogo Adscrito a la Unidad de Ingeniería de Tejidos, Terapia Celular y 
Medicina Regenerativa / Instituto Nacional de Rehabilitación. 
 
 
 
Dra. María Elisa Vega Memije 
HOSPITAL GENERAL 
J~NUEL GEA GONZAlEZ 
__ ~~---E-__ ~~~~uaO'RECCfOH 
DE INVESTlf;ACION 
nzález" 
Dr. Antonio fuente del Campo 
Jefe de la División de Ir l ' lástica y Recon stru ctiva 
\ 
\ 
\ 
Dra. Marcia Rosa rio Pérez Dosal 
G6rr... HOSPITAL GENERAl 
'" aDR. MANUEL GEA 
GONZÁLEZ· 
DIRECCiÓN DE 
ENSEÑANZA 
E INVESTIGACiÓN 
Médico Adscrito y Jefa de la Clinica de Labio y Paladar Hendido 
del Hospital General "Dr. Manuel Gea González' 
6 
 7 
ÍNDICE 
 
RESUMEN________________________________________________________ 8 
 
ABSTRACT _______________________________________________________10 
 
INTRODUCCIÓN___________________________________________________12 
 
MATERIALES Y MÉTODO___________________________________________15 
 
RESULTADOS ___________________________________________________20 
 
DISCUSIÓN _____________________________________________________ 38 
 
CONCLUSIONES _________________________________________________40 
 
BIBLIOGRAFÍA ___________________________________________________41 
 
 
 
 
 
 
 
 8 
RESUMEN 
Estandarización de un modelo experimental porcino para defectos óseos maxilares. 
 
INTRODUCCIÓN: 
Existen múltiples patologías que se caracterizan por tener defectos óseos en las 
cuales se hace indispensable contar con una fuente eficaz e ilimitada de tejido óseo 
para instaurar un tratamiento reconstructivo adecuado. En la literatura encontramos 
algunos modelos experimentales que no han tenido una estandarización adecuada 
que les permita evaluar adecuadamente su intervención. Este proyecto forma parte 
de una línea de investigación que tiene la finalidad de desarrollar un implante óseo 
mediante técnicas de ingeniería de tejidos. Presentamos la primera etapa, que 
consiste en estandarizar un modelo experimental en crecimiento. 
 
MATERIAL Y MÉTODOS: 
Se incluyeron 8 cerdos criollos sanos, destetados, de entre 3 y 6 semanas de vida, 
con un peso mayor a 5kg y de ambos sexos. 5 hembras y 3 machos. En cada cerdo 
se realizaron 4 defectos óseos, dos en la región maxilar y dos en la región 
mandibular tomando como referencia la emergencia del canino. Se midió el alto, 
ancho y espesor de cada defecto con un compás quirúrgico. Posterior a la cirugía se 
les realizó una TAC de cráneo con reconstrucción tridimensional, midiendo los 
mismos valores. Para evaluar el grado de regeneración lograda y los volúmenes 
residuales, a las 8 semanas de seguimiento se realizó una nueva TAC de cráneo 
midiendo los mismos parámetros. Finalmente se analizaron clínicamente los 
defectos en cada cerdo posterior a someterse a eutanasia. En esta etapa, se 
tomaron muestras del tejido regenerado para su análisis morfológico, histológico, 
bioquímico, y molecular. 
 
Para evaluar la reproductibilidadde la técnica, se utilizó el coeficiente de correlación 
intraclase, y para la correlación entre las evaluaciones clínicas y tomográficas, 
utilizamos el coeficiente de correlación de Pearson. 
 
RESULTADOS: 
Se realizaron un total de 32 defectos óseos de las siguientes dimensiones: 5x5x5mm 
en la región mandibular derecha, 10x5x5mm en la región mandibular izquierda, 
 9 
10x10x5mm en la región maxilar derecha y de 10x10x7mm en la región maxilar 
izquierda. 
 
Se encontró una alta reproducibilidad en la medición clínica y topográfica del tamaño 
de los defectos óseos, con altos coeficientes de correlación intraclase. 
 
Después de 8 semanas encontramos un alto porcentaje de regeneración ósea en 
todos los defectos, realizando la caracterización del tejido regenerado mediante 
microscopía electrónica, tinción de hematoxilina y eosina y de von Kossa, análisis de 
componentes orgánicos, y PCR obteniendo datos compatibles con tejido óseo. 
 
CONCLUSIONES: 
• Nuestro proyecto nos permitió la estandarización de la técnica quirúrgica para 
crear defectos óseos maxilares en el modelo porcino, con buena 
reproducibilidad, con bajo tiempo quirúrgico y sin complicaciones en la zona. 
• Evaluamos la regeneración ósea en 32 defectos de forma clínica y 
radiológica, encontrando buena correlación, lo cual hace a la tomografía un 
buen método para evaluar la progresión del tamaño de los defectos. 
• Realizamos la caracterización histológica del tejido óseo regenerado 
mediante tinciones específicas; al igual que la morfología de superficie 
mediante microscopía electrónica. 
• Realizamos la caracterización molecular, encontrando expresión de RUNX2, 
osteopontina, osteocalcina y fosfatasa alcalina. 
• Aportamos nueva información sobre el análisis de componentes orgánicos del 
hueso porcino regenerado y el hueso sano; información relevante que aporta 
parámetros basales de comparación para futuras investigaciones en 
regeneración ósea. 
• No logramos obtener un tamaño crítico de defecto óseo en donde la 
regeneración sea mínima. Estamos estudiando el mismo fenómeno en 
defectos más grandes buscando una regeneración ósea menor al 20%. 
 
PALABRAS CLAVE: 
Regeneración ósea, modelo porcino en crecimiento, tamaño de defecto crítico, 
defectos óseos mandibulares y maxilares. 
 10 
ABSTRACT 
Standardization of a porcine experimental model for osseous maxillary defects. 
 
BACKGROUND: 
There are multiple pathologies that are characterized for having osseous defects, in 
which is mandatory to have an unlimited and reliable source of osseous tissue in 
order to establish an adequate reconstructive treatment. There are some articles 
published regarding experimental models, which have not had an appropriate 
standardization, which may allow them to correctly evaluate their intervention. This 
project is part of an investigation line with the final objective to develop an osseous 
implant using tissue-engineering techniques. We present the first stage, where we 
standardize an experimental model in growing age. 
 
STUDY DESIGN: 
Experimental, Analytic, Longitudinal, Prospective. 
 
METHODS: 
The study included 8 healthy Creole pigs, weaned, of 3 to 6 weeks of life, with a 
weight above 5kg and of both genders. 5 females and 3 males. In each pig, we 
realized 4 osseous defects, two in the maxillary region, and two more in the 
mandible, taking as a reference the canine. We measured width, thickness and 
length of each defect with a surgical compass. After the surgery, a head CT scan 
with 3D reconstruction was performed, measuring the same values. In order to 
evaluate the degree of regeneration achieved and the residual volumes, 8 weeks 
following the surgery, a new head CT scan with 3D reconstruction was performed. 
Finally we analyzed clinically the defects in each pig after being euthanized. At this 
stage, we took samples of the regenerated tissue for its morphologic, histological, 
biochemical and molecular analysis. 
 
To evaluate the reproducibility of this technique, we used the intraclass correlation 
coefficient, and for the correlation between the clinical and tomographic evaluations, 
we used the Pearson coefficient correlation. 
 
 
 11 
RESULTS: 
A total of 32 osseous defects were made with the following dimensions: 5x5x5mm in 
the right mandible, 10x5x5mm in the left mandible, 10x10x5mm in the right maxillary 
region, and 10x10x7mm in the left maxillary region. We found a high reproducibility in 
the clinical and tomographic measure of the size of the defects, with high interclass 
correlation coefficients. 
 
After 8 weeks, we found a high percentage of osseous regeneration in all of the 
defects. We achieved the characterization of the regenerated tissue using electronic 
microscopy, hematoxylin and eosin stain, von Kossa stain, organic component 
analysis, and PCR, obtaining values that are similar to osseous tissue. 
 
CONCLUSIONS: 
• Our project allowed us the standardization of the surgical technique to create 
maxillary osseous defects in the porcine model, with good reproducibility, with 
low surgical times and without complications in the zone. 
• We evaluated the osseous regeneration in 32 defects through clinical and 
radiological studies, finding a good correlation, which makes the CT scan an 
adequate method to evaluate the progression of the size of the defects. 
• We made the histological characterization of the regenerated osseous tissue 
using specific stains; the surface morphology through electronic microscopy. 
• We made the molecular characterization, finding expression of RUNX2, 
osteopontine, osteocalcine and alkaline phosphatase. 
• We brought new information about the analysis of organic components of the 
regenerated porcine bone and the healthy bone; this is relevant information 
that demonstrated new basal parameters of comparison for future 
investigations in osseous regeneration. 
• We did not obtain a critical size of the osseous defect in which the 
regeneration is minimum. We are studying the same phenomena in larger 
defects looking for an osseous regeneration below 20% 
 
KEY WORDS: 
Osseous regeneration, growing age porcine model, critical size defect, maxillary and 
mandible osseous defects. 
 12 
INTRODUCCIÓN 
 
Los injertos óseos son ampliamente usados para resolver deficiencias de tejido. El 
material más comúnmente empleado para este problema es el hueso esponjoso 
autólogo (tomado de la cresta ilíaca, mentón o tibia); dado sus características: 
rigidez, resistencia mecánica y a la interfase con la zona receptora, requiriendo para 
ello estabilidad en las partes que lo rodean y vascularidad. 
 
La toma del injerto de hueso es un procedimiento asociado con múltiples 
complicaciones, constituyendo una fuente limitada de material óseo, dependiente del 
defecto óseo a reconstruir. 
 
La regeneración tisular es la respuesta que consigue la restitución al integrum del 
tejido perdido tras un trauma, a diferencia de la reparación, donde el tejido que se 
forma es un tejido cicatrizal, con características diferentes al original (morfométricas, 
histológicas y moleculares). En este sentido el hueso es el único tejido del 
organismo, a excepción del tejido embrionario, que se restituye totalmente tras una 
lesión. La regeneración ósea origina una respuesta en la que están involucrados los 
vasos sanguíneos, las células y la matriz extracelular. 
 
Los modelos experimentales donde se han probado intervenciones para evaluar 
regeneración ósea han sido descritos en las siguientes especies: roedores, conejos, 
cabras, ovejas, gorilas, chimpances, perros y cerdos. Las dos últimas son especies 
mayores y han sido preferidas por el manejo requerido para su especie y costo. 
 
En cuanto a defectos óseos mandibulares y regeneración ósea, Liu y Zheng han 
propuesto modelos experimentales porcinos para evaluar la eficacia de la aplicaciónde células madre encontrando buenos resultados en cuanto a regeneración ósea. El 
problema metodológico de ambos estudios es que no se estandarizó el modelo 
experimental antes de aplicar la intervención. Las dimensiones de los defectos 
óseos creados en la mandíbula fueron arbitrarios, de manera que, el éxito de la 
intervención pudo haber sido atribuido a los mecanismos propios del huésped que 
favorecieron la regeneración ósea espontánea. Ruehe demuestra en un modelo 
animal porcino para investigación de regeneración ósea que los defectos 
 13 
mandibulares de 10.1cm3, 4.2cm3 y 1.9cm3 presentan regeneración ósea del 85.5%, 
87% y 57% respectivamente a las 8 semanas después de realizados, por lo que 
pone en duda el concepto de que el defecto de tamaño crítico para regeneración 
ósea, establecido en modelos craneales, sea de 5cm3. Schlegel propuso un modelo 
experimental en cerdos adultos con defectos mandibulares monocorticales de 
10x10x10m, no encontrando regeneración completa a las 8 semanas. Debido a que 
nosotros deseamos como objetivo final (fase III de este proyecto) evaluar la eficacia 
y seguridad de un implante ostegénico en un modelo experimental porcino “en 
crecimiento” y no adulto, requerimos de la estandarización del modelo y la 
determinación del defecto de tamaño crítico en cerdos recién destetados (3 a 6 
semanas de edad). 
 
Por otra parte NO hay información existente en la literatura que hable del tamaño del 
defecto crítico necesario para que no haya regeneración ósea en defectos óseos 
maxilares. La información existente se encuentra publicada para defectos óseos 
craneales y mandibulares con resultados divergentes en cuanto a dimensión y 
volumen de los defectos. 
 
El Hospital General “Dr. Manuel Gea González” es un centro nacional de 
referencia para el tratamiento de niños con labio y paladar hendido, que se 
caracterizan por tener defectos óseos maxilares que requerirán de tratamiento en 
algún momento de su vida, procedimiento conocido como injerto óseo alveolar. La 
cantidad de tejido requerido para ese procedimiento depende directamente del 
tamaño de la fisura y si el problema es bilateral o unilateral. Actualmente las zonas 
donadoras disponibles son cresta iliaca, tabla externa del cráneo, mentón, costilla y 
menos preferidas tibia y radio; todas ellas asociadas con morbilidad. Otros 
problemas congénitos que requieren de empleo de injertos óseos son: Treacher 
Collins y fisuras faciales. 
 
Otros problemas graves que ocasionan falta de tejido óseo son causados por trauma 
y cáncer, requiriendo que el cirujano plástico disponga de sustitutos óseos cuando 
estos defectos son de grandes dimensiones y de opciones reconstructivas con 
colgajos locales y microquirúrgicos. 
 
 14 
Este proyecto forma parte de una línea de investigación que tiene la finalidad de 
desarrollar un implante óseo mediante técnicas de ingeniería de tejidos y que 
permitirá la reconstrucción de defectos óseos maxilares con mínima morbilidad 
y con una zona donadora no visible; la primera etapa consiste en estandarizar un 
modelo experimental en crecimiento, donde se puedan obtener las dimensiones 
mínimas necesarias para que un defecto óseo NO se regenere por sí solo. 
 
Obtener un modelo experimental estandarizado favorecerá realizar estudios 
experimentales donde puedan compararse distintos tipo de sustitutos óseos. El 
elegir un modelo experimental en una especie mayor como el cerdo permite 
comparaciones indirectas y ascensos más rápidos para estudios pre-clínicos en el 
campo de la cirugía craneofacial, cirugía maxilofacial, odontología y oncología. 
 
Es un proyecto innovador debido a que no se ha cuestionado cuál es el tamaño de 
defecto óseo crítico en la región maxilar y mandibular antes de probar la efectividad 
de cualquier sustito óseo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 15 
MATERIALES Y MÉTODO 
Se realizó un estudio experimental, analítico, prospectivo, y longitudinal, con el 
objetivo de realizar la estandarización de la técnica quirúrgica para obtener defectos 
óseos maxilares reproducibles. Nuestra población objetivo incluyó un modelo animal 
porcino, siendo la población elegible, cerdos de la especie criolla (cerdo blanco). en 
un periodo comprendido entre noviembre y diciembre del 2012. 
 
Tamaño de la muestra 
En los estudios donde se reportan modelos experimentales porcinos, solamente se 
han realizado defectos mandibulares y no maxilares para probar distintas 
intervenciones y han reportado sus resultados con un tamaño de muestra máximo 
de 6 cerdos debido a la complejidad del manejo de esta especie y el seguimiento a 
largo plazo. La determinación del defecto crítico en región maxilar o mandibular no 
se ha evaluado por lo que no tenemos un referente para realizar el cálculo del 
tamaño de muestra (media, diferencia de medias, desviación estándar, etc.). 
 
Esta etapa del proyecto es un estudio piloto para estandarización de un modelo 
experimental; si bien, podría optarse por una muestra por conveniencia, decidimos 
calcular un tamaño de muestra en base a la reproducibilidad del procedimiento 
quirúrgico, pues nuestro objetivo más relevante es la estandarización de una técnica. 
Así, si deseamos detectar un Coeficiente de correlación de 0.950, con un nivel de 
confianza del 99.0%, una potencia de prueba del 90%, con error alfa del 1% y una 
hipótesis a 2 colas, requerimos un tamaño de la muestra de 8 casos. 
 
Se eligieron cerdos criollos, provenientes de una sola camada, destetados, de entre 
3 y 6 semanas de vida, con un peso peso mayor a 5kg, sanos y de ambos sexos. Se 
excluyeron aquellos con un antecedente quirúrgico previo o con instrumentación en 
el sitio de manipulación. Se eliminaron aquellos con alguna enfermedad que requiera 
de aplicación de medicamentos inmunosupresores o alguno otro que retrase la 
cicatrización durante el periodo de seguimiento y los que sufieron muerte no 
relacionada con el procedimiento realizado. 
 
 
 16 
Descripción de procedimientos 
Los animales fueron donados por el Departamento de Producción Porcina de la 
Facultad de Veterinaria de la UNAM y fueron manejados conforme a la NOM-062-
ZOO-1999. Los animales contaron con un periodo de cuarentena y adaptación antes 
de ser utilizados, durante el cual se valoró su estado de salud, se aplicó tratamiento 
antiparasitario para endoparásitos y ectoparásitos. 
 
A su llegada al bioterio de la UMEDETEC se les proporcionó libre acceso a agua 
potable diariamente y una dieta que reunía los requerimientos nutricionales de la 
especie (Criacerdina de la marca Purina) y fueron alojados en jaulas colectivas. 
 
En la primera etapa los procedimientos se realizaron en el siguiente orden: 
 
1. Realización de los defectos óseos maxilares en Bioterio de la UMEDETEC. 
A las 4 semanas de vida se realizaron 4 defectos maxilares en cada modelo animal 
con las siguientes dimensiones: 
• A: 5x5x5mm en la región maxilar derecha. 
• B: 10x10x5mm en la región maxilar izquierda. 
• C: 10x10x10mm en la región mandibular derecha. 
• D: 15x15x10mm en la región mandibular izquierda. 
 
Manejo Anestésico 
Se dió un ayuno de 12 horas previo a la cirugía. Los animales fueron inducidos con 
una combinación de tiletamina zolazepam a dosis de 4.4mg/kg vía intramuscular, 
xilazina a 2.2mg/kg vía intramuscular y ketamina a dosis de 2.2mg/kg via 
intramuscular; y anestesiados con Isoflurono líquido inhalado (1.5-2%) mezclado con 
oxígeno puro (100%) y mantenido con este durante el procedimiento quirúrgico. 
 
Procedimiento Quirúrgico 
Se realizó en quirófano bajo condiciones de esterilidad obligatorias en la 
UMEDETEC del Hospital General “Dr. Manuel Gea González”. Previa asepsia y 
antisepsia de la cavidad oral con isodine, se realizaron 2 incisiones vestibulares: una 
superior y otra inferior. Mediante disección subperióstica se disecó la cara anterior 
del maxilarsuperior y la cara anterior de la mandíbula. El punto de referencia para 
 17 
los 4 defectos fue la raíz dental del canino, a partir de esta, los defectos óseos se 
realizaron 5mm por arriba (en el caso de la región maxilar) y 5mm por debajo (en el 
caso de la región mandibular) y con las dimensiones arriba descritas, mediante 
osteotomías con cincel y martillo. Se vigiló el postoperatorio inmediato en las salas 
de recuperación y el tardío en las aulas, donde el cerdo permaneció aislado durante 
los primeros 4 días. Posteriormente se regresó a su hábitat habitual. 
 
Analgesia postquirúrgica 
Los cerditos recibieron analgesia en el postoperatorio inmediato con meglubina de 
flunixin a dosis de 2.0-2.2mg/kg/peso por vía intravenosa, y subcutánea durante los 
primeros 3 días después de la cirugía. 
 
Antibiótico postquirúrgico 
Los cerditos recibieron como antibiótico profiláctico amoxicilina a dosis de 
7mg/Kg/peso durante 5 dias después de realizado el procedimiento quirúrgico. 
 
2. Tomografía Axial Computada de cráneo del modelo porcino para evaluar la 
anatomía de la región maxilar y mandibular 
Los cerditos fueron transportados de la Unidad de Bioterio (UMEDETEC) al 
departamento de Radiología dentro del mismo hospital durante el postoperatorio 
inmediato. Durante el transporte y el procedimiento de tomografía, los animales 
fueron tranquilizados con 2.2 mg/kg xilacina vía intramuscular. 
 
El estudio se realizó en el Departamento de Radiología del Hospital General “Dr. 
Manuel Gea González” con el Equipo de Tomografía Computada de 64 detectores 
marca SIEMENS Modelo sensation 64®. 
 
Al finalizar el procedimiento los animales fueron trasladados al bioterio de la 
UMEDETEC para su recuperación postoperatoria. Al tolerar la vía oral se les 
proporcionó libre acceso a agua potable diariamente y una dieta que reunía los 
requerimientos nutricionales de la especie (Criacerdina de la marca Purina) y fueron 
alojados en jaulas colectivas durante 24hrs. Posterior a ello fueron trasladados al 
Departamento de Producción Porcina de la Facultad de Veterinaria de la UNAM. 
 
 18 
3. Seguimiento Clínico: Estancia en el Departamento de Producción Porcina 
de la Facultad de Veterinaria de la UNAM. 
Los cerditos recibieron cuidados y atención en un área reservada en la Facultad de 
Medicina durante 8 semanas, tiempo en el que otros estudios han evaluado defectos 
óseos mandibulares en modelos experimentales porcinos. 
 
Descripción cualitativa sobre el manejo de los animales 
Todos los investigadores, académicos, técnicos y estudiantes que realizan proyectos 
que involucren animales, deben basarse y cumplir con la Norma Oficial Mexicana 
(NOM-062-ZOO-1999), sobre las Especificaciones Técnicas para la Producción, 
Cuidado y Uso de los Animales de Laboratorio. 
 
4. Evaluaciones finales antes del sacrificio 
Los cerdos fueron transportados de la Facultad de Veterinaria de la UNAM a la 
Unidad de Bioterio (UMEDETEC) donde fueron tranquilizados con 2.2 mg/kg 
xilacina vía intramuscular, y transportados al departamento de Radiología dentro del 
mismo hospital, donde fueron sometidos a una segunda tomografía con las mismas 
especificaciones. Posteriormente fueron conducidos a la unidad de bioterio del 
UMEDETEC y fueron sometidos a eutanasia. 
 
5. Eutanasia del modelo experimental 
Al término del seguimiento los animales fueron sacrificados mediante una sobredosis 
de pentobarbital sódico (90-210 mg/kg). Los cadáveres fueron manejados conforme 
a la NOM-087-ECOL-SSA1, depositados en bolsas color amarillo y trasladados al 
Depósito Temporal de Desechos del hospital para su posterior incineración. Las 
cabezas fueron preservadas para sus análisis histopatológico y caracterización 
bioquímica, siendo transladadas al Departamento de Patología del “Hospital General 
Dr. Manuel Gea González”. 
 
6. Análisis morfométrico, histopatológico y caracterización molecular 
La morfología del defecto óseo se evaluó mediante microscopia electrónica, la cual 
permitió evaluar la presencia o no de espículas óseas en los defectos maxilares. 
 
 19 
El análisis histológico se realizaó mediante la tinción de hematoxilina-eosina (para 
identificar la presencia de osteoblastos y matriz extracelular) y la tinción de von 
Kossa (para identificar la matriz ósea mineralizada). 
 
La caracterización bioquímica del tejido regenerado se realizó mediante difracción 
de rayos X para evaluar la presencia de depósitos de fosfato y calcio, los cuales 
forman los cristales de hidroxiapatita, y los microminerales que se determinaron 
fueron Na, Fe, Zn, y Mg. 
 
La caracterización molecular del tejido regenerado se realizó mediante PCR para 
determinar diversos genes, proteínas y enzimas, entre los cuales encontramos el 
RUNX2, osteopontina, y fosfatasa alcalina 
 
Validación de Datos 
Las variables peso, edad, diferencia clínica y tomográfica de volúmenes inicial y final 
de los defectos óseos y regeneración ósea serán reportadas mediante estadística 
descriptiva, empleando frecuencias para variables categóricas media como medida 
de tendencia central y desviación estándar como medida de dispersión. 
 
Para evaluar la reproducibilidad de la técnica utilizaremos la variable diferencia 
clínica de volúmenes inicial y final de los defectos óseos, calcularemos el coeficiente 
de correlación intraclase y el coeficiente de correlación de Pearson. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 20 
RESULTADOS 
El plan preoperatorio era realizar en el modelo porcino cuatro defectos óseos 
maxilares con las siguientes dimensiones y distribución de los defectos: 
• A: 5x5x5mm en la región maxilar derecha. 
• B: 10x10x5mm en la región maxilar izquierda. 
• C: 10x10x10mm en la región mandibular derecha. 
• D: 15x15x10mm en la región mandibular izquierda. 
 
Dichas dimensiones se basaron en la revisión de la literatura donde se 
recomendaban realizar defectos óseos de dimensiones iguales al defecto B y C en 
cerdos maduros (doble de edad que los nuestros y pesos mayores a 20Kg). Nuestro 
modelo porcino tenía la cualidad de ser cerdos recién destetados (4 semanas de 
edad) con peso alrededor de los 10Kg. Debido a lo anterior decidimos realizar un 
tamaño menor al defecto B (defecto A) y uno mayor al defecto C (defecto D) así 
cubriríamos los espectros de dimensiones descritas. 
 
Realizamos una tomografía axial y reconstrucción tridimensional de la cabeza de un 
cerdito antes de realizar los procedimientos quirúrgicos, para realizar la planeación 
preoperatoria, evaluar la anatomía del maxilar superior e inferior en cerdos de 1 mes 
de vida y si el tamaño de los defectos propuesto podría realizarse en el modelo 
experimental. (Figura 1) 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
RESULTADOS 
 
El plan preoperatorio era realizar en el modelo porcino cuatro defectos óseos maxilares 
con las siguientes dimensiones y distribución de los defectos: 
 
A- 5 x 5 x 5 mm en la región maxilar derecha 
B- 10 x 10 x 5 mm en la región maxilar izquierda 
C- 10 x 10 x 10 mm en la región mandibular derecha 
D- 15 x 15 x 10 mm en la región mandibular izquierda 
 
Dichas dimensiones se basaron en la revisión de la literatura donde se recomendaban 
realizar defectos óseos de dimensiones iguales al defecto B y C en cerdos maduros (doble de 
edad que los nuestros y pesos mayores a 20Kg). Nuestro modelo porcino tenía la cualidad de 
ser cerdos recién destetados (4 semanas de edad) con peso alrededor de los 10Kg. Debido a 
lo anterior decidimos realizar un tamaño menor al defecto B (defecto A) y uno mayor al 
defecto C (defecto D) así cubriríamos los espectros de dimensiones descritas. 
 
Realizamos una tomografía axial y reconstrucción tridimensional de la cabeza de un 
cerdito antes de realizar los procedimientos quirúrgicos, para realizar la planeación 
preoperatoria, evaluar la anatomía del maxilar superior e inferior en cerdos de 1 mes de vida 
y si el tamaño de losdefectos propuesto podría realizarse en el modelo experimental. (Figura 
1. Tomografía axial con reconstrucción tridimensional en la cabeza del cerdo) <Anexo 4> 
 
 
 
 
Figura 1. Tomografía axial con reconstrucción tridimensional 
 
 21 
Encontramos que los cerditos tenían una profundidad menor a 10mm, siendo de 
7mm en las cuatro regiones maxilares, por tanto, se modificaron las dimensiones 
propuestas en cada defecto, distribuyéndose de la siguiente manera: 
• A: 5x5x5mm en la región maxilar derecha (0.125cm3). 
• B: 10x10x5mm en la región maxilar izquierda (0.25cm3). 
• C: 10x10x10mm en la región mandibular derecha (0.50cm3). 
• D: 15x15x10mm en la región mandibular izquierda (0.70cm3). 
 
Se incluyeron 8 cerdos criollos, de 4 semanas de edad, destetados y con un peso 
promedio de: 13.13 ± 3.04kg (IC95% 11.68-14.57). 
 
 
 
La selección aleatoria entre las dos camadas (20 cerdos) permitió la inclusión de 5 
hembras (62.5%) y 3 machos (37.5%), misma relación hembra : macho de 0.6 como 
se apreciaba en los 20 cerdos de la población elegible. 
 
Se realizaron 32 defectos óseos (4 en cado cerdo) distribuidos de la siguiente 
manera de acuerdo al sexo: 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
Encontramos que los cerditos tenían una profundidad menor a 10mm, siendo de 7mm 
en las cuatro regiones maxilares, por tanto, se modificaron las dimensiones propuestas en 
cada defecto, distribuyéndose de la siguiente manera: 
 
A- 5 x 5 x 5 mm en la región maxilar derecha (0.125cm3) 
B- 10 x 5 x 5 mm en la región maxilar izquierda (0.25cm3) 
C- 10 x 10 x 5 mm en la región mandibular derecha (0.50cm3) 
D- 10 x 10 x 7 mm en la región mandibular izquierda (0.70cm3) 
 
 Se incluyeron 8 cerdos criollos, de 4 semanas de edad, destetados y con un peso 
promedio de: 13.13+3.04 Kg (IC95% 11.68-14.57) 
 
 
 
. 
 La selección aleatoria entre las dos camadas (20 cerdos) permitió la inclusión de 5 
hembras (62.5%) y 3 machos (37.5%), misma relación hembra:macho de 0.6 como se 
apreciaba en los 20 cerdos de la población elegible. 
 
 Se realizaron 32 defectos óseos (4 en cado cerdo) distribuidos de la siguiente manera 
de acuerdo al sexo: 
 
 22 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
En cuanto a la estandarización de la técnica quirúrgica, se realizaron un total de 32 
defectos óseos de las siguientes dimensiones: 
• A: 5x5x5mm en la región maxilar derecha (0.125cm3). 
• B: 10x10x5mm en la región maxilar izquierda (0.25cm3). 
• C: 10x10x10mm en la región mandibular derecha (0.50cm3). 
• D: 15x15x10mm en la región mandibular izquierda (0.70cm3). 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
 
 
 
 En cuanto a la estandarización de la técnica quirúrgica, se realizaron un total de 32 
defectos óseos de las siguientes dimensiones: 
 
A- 5 x 5 x 5 mm en la región maxilar derecha (0.125mm3) 
B- 10 x 5 x 5 mm en la región maxilar izquierda (0.250mm3) 
C- 10 x 10 x 5 mm en la región mandibular derecha (0.500mm3) 
 D- 10 x 10 x 7 mm en la región mandibular izquierda (0.700mm3) 
 
 
 Fig. 2. Imagen de los defectos óseos 
 en el maxilar superior 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
 
 
 
 En cuanto a la estandarización de la técnica quirúrgica, se realizaron un total de 32 
defectos óseos de las siguientes dimensiones: 
 
A- 5 x 5 x 5 mm en la región maxilar derecha (0.125mm3) 
B- 10 x 5 x 5 mm en la región maxilar izquierda (0.250mm3) 
C- 10 x 10 x 5 mm en la región mandibular derecha (0.500mm3) 
 D- 10 x 10 x 7 mm en la región mandibular izquierda (0.700mm3) 
 
 
 Fig. 2. Imagen de los defectos óseos 
 en el maxilar superior 
 
 
 23 
Las dimensiones largo y ancho fueron consistentes de acuerdo a la planeación 
prequirúrgica. La medida espesor presentó cierto grado de variación en los defectos 
B y C. Esto dependió directamente de la anatomía del modelo experimental, pues el 
espesor fue afectado por la dimensión del maxilar superior (antro maxilar) y la 
mandíbula en algunos de los cerdos, siendo en todos estos casos defectos 
bicorticales. 
 
Mostramos en la cuarta columna la mediana y la varianza en cada tipo de defecto. El 
volumen al ser obtenido mediante la multiplicación de estos 3 parámetros también 
tuvo variación, como puede observarse en la última columna de esta tabla. 
 
El tiempo promedio para realizar los 4 defectos óseos en el cerdo fue de: 50+17.04 
minutos. 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
 Las dimensiones largo y ancho fueron consistentes de acuerdo a la planeación pre 
quirúrgica La medida espesor presentó cierto grado de variación en los defectos B y C. Esto 
dependió directamente de la anatomía del modelo experimental, pues el espesor fue afectado 
por la dimensión del maxilar superior (antro maxilar) y la mandíbula en algunos de los cerdos, 
siendo en todos estos casos defectos bicorticales. 
 
Tabla 1. Promedio de medidas clínicas de acuerdo al tipo de defecto 
Defecto Largo 
(mm) 
Ancho 
(mm) 
Espesor 
(mm) 
Volumen 
(mm3) 
A 
(n=8) 
5.00 5.00 5.00 250.00 
B 
(n=8) 
10.00 5.00 5.00 
+1.125 
250 
+53.03 
C 
(n=8) 
10.00 10.00 5.00 
+0.5 
500.00 
+70.71 
D 
(n=8) 
10.00 10.00 7.00 700.00 
 
 Mostramos en la cuarta columna la mediana y la varianza en cada tipo de defecto. El 
volumen al ser obtenido mediante la multiplicación de estos 3 parámetros también tuvo 
variación, como puede observarse en la última columna de esta tabla. 
 
 
 El tiempo promedio para realizar los 4 defectos óseos en el cerdo fue de: 50+17.04 
minutos. 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
 Las dimensiones largo y ancho fueron consistentes de acuerdo a la planeación pre 
quirúrgica La medida espesor presentó cierto grado de variación en los defectos B y C. Esto 
dependió directamente de la anatomía del modelo experimental, pues el espesor fue afectado 
por la dimensión del maxilar superior (antro maxilar) y la mandíbula en algunos de los cerdos, 
siendo en todos estos casos defectos bicorticales. 
 
Tabla 1. Promedio de medidas clínicas de acuerdo al tipo de defecto 
Defecto Largo 
(mm) 
Ancho 
(mm) 
Espesor 
(mm) 
Volumen 
(mm3) 
A 
(n=8) 
5.00 5.00 5.00 250.00 
B 
(n=8) 
10.00 5.00 5.00 
+1.125 
250 
+53.03 
C 
(n=8) 
10.00 10.00 5.00 
+0.5 
500.00 
+70.71 
D 
(n=8) 
10.00 10.00 7.00 700.00 
 
 Mostramos en la cuarta columna la mediana y la varianza en cada tipo de defecto. El 
volumen al ser obtenido mediante la multiplicación de estos 3 parámetros también tuvo 
variación, como puede observarse en la última columna de esta tabla. 
 
 
 El tiempo promedio para realizar los 4 defectos óseos en el cerdo fue de: 50+17.04 
minutos. 
 
 
 
 
 
 24 
Se aprecia claramente un gradiente en reducción de tiempo quirúrgico a medida que 
el cirujano progresa en experiencia y número de casos: primer tiempo quirúrgico 
90minutos, último tiempo quirúrgico 35 minutos. 
 
 
 
Un cerdo (12.5%) presentó como complicación postoperatoria inmediata bronco 
aspiración que se resolvió con maniobras del médico veterinario, aspiración de vía 
digestiva y aérea, aporte de O2 suplementario y terapia pulmonar postoperatoria y 
uso profiláctico de antibiótico. El cuadro se resolvió favorablemente dentro de las 
primeras 12hrs y el cerdito no desarrolló ningún padecimiento broncopulmonar 
subsecuente. Ningún cerdo presentó infección de área quirúrgica. Debido al 
aislamiento en el postoperatorio ningún cerdo agredió a otro durante la recuperación. 
 
Al realizar el análisis de reproducibilidad de las medidas clínicas obtenidas en los 8 
cerdos, encontramos un coeficiente de correlación intraclase (CCI) de 0.774 para la 
medida altura basal clínica (p=0.0001), CCI de 0.80 (p=0.001) para la medida ancho 
basal, CCI de 0.809 para el espesor basal. 
 
De forma global la confiabilidad de las medidas fue de: r=0.875 (alfa de Cronbach) lo 
cual es un indicador de que la técnica quirúrgico es confiable y reproducible, con un 
valor de p= 0.018. 
 
Al realizar la correlaciónentre las medidas encontradas con el tipo de defecto, 
encontramos buenas correlaciones con la altura basal (r=.775), ancho basal (r=0.89) 
y volumen basal (r=0.97) y una correlación baja en la medida espesor basal (r=0.68). 
 
Posterior a ello se realizaron tomografías axiales con reconstrucción tridimensional y 
se obtuvieron las siguientes mediciones de acuerdo a cada defecto: 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
 Se aprecia claramente un gradiente en reducción de tiempo quirúrgico a medida que el 
cirujano progresa en experiencia y número de casos: primer tiempo quirúrgico 90minutos, 
último tiempo quirúrgico 35 minutos. 
 
Tabla 2. Reducción progresiva en tiempo quirúrgico 
Caso 1 Caso 2 Caso 3 Caso 4 Caso 5 Caso 6 Caso 7 Caso 8 
90min 60min 50min 45min 40min 40min 40min 35min 
 
 
 Un cerdo (12.5%) presentó como complicación postoperatoria inmediata bronco 
aspiración que se resolvió con maniobras del médico veterinario, aspiración de vía digestiva y 
aérea, aporte de O2 suplementario y terapia pulmonar postoperatoria y uso profiláctico de 
antibiótico. El cuadro se resolvió favorablemente dentro de las primeras 12hrs y el cerdito no 
desarrolló ningún padecimiento broncopulmonar subsecuente. Ningún cerdo presentó 
infección de área quirúrgica. Debido al aislamiento en el postoperatorio ningún cerdo agredió 
a otro durante la recuperación. 
 
 Al realizar el análisis de reproducibilidad de las medidas clínicas obtenidas en los 8 
cerdos, encontramos un coeficiente de correlación intraclase (CCI) de 0.774 para la medida 
altura basal clínica (p=0.0001), CCI de 0.80 (p=0.001) para la medida ancho basal, CCI de 
0.809 para el espesor basal. 
 
 De forma global la confiabilidad de las medidas fue de: r=0.875 (alfa de Cronbach) lo 
cual es un indicador de que la técnica quirúrgico es confiable y reproducible, con un valor de 
p= 0.018. 
 
 
Tabla 3. Estadísticos de fiabilidad 
Valor de 
P 
Alfa de Cronbach 
basada en los 
elementos tipificados 
N de elementos: 
Tipo de defectos y 
medidas 
.018 .985 2 
 
 
 Al realizar la correlación entre las medidas encontradas con el tipo de defecto, 
encontramos buenas correlaciones con la altura basal (r=.775), ancho basal (r=0.89) y 
volumen basal (r=0.97) y una correlación baja en la medida espesor basal (r=0.68). 
 
 Posterior a ello se realizaron tomografías axiales con reconstrucción tridimensional y se 
obtuvieron las siguientes mediciones de acuerdo a cada defecto: 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
 Se aprecia claramente un gradiente en reducción de tiempo quirúrgico a medida que el 
cirujano progresa en experiencia y número de casos: primer tiempo quirúrgico 90minutos, 
último tiempo quirúrgico 35 minutos. 
 
Tabla 2. Reducción progresiva en tiempo quirúrgico 
Caso 1 Caso 2 Caso 3 Caso 4 Caso 5 Caso 6 Caso 7 Caso 8 
90min 60min 50min 45min 40min 40min 40min 35min 
 
 
 Un cerdo (12.5%) presentó como complicación postoperatoria inmediata bronco 
aspiración que se resolvió con maniobras del médico veterinario, aspiración de vía digestiva y 
aérea, aporte de O2 suplementario y terapia pulmonar postoperatoria y uso profiláctico de 
antibiótico. El cuadro se resolvió favorablemente dentro de las primeras 12hrs y el cerdito no 
desarrolló ningún padecimiento broncopulmonar subsecuente. Ningún cerdo presentó 
infección de área quirúrgica. Debido al aislamiento en el postoperatorio ningún cerdo agredió 
a otro durante la recuperación. 
 
 Al realizar el análisis de reproducibilidad de las medidas clínicas obtenidas en los 8 
cerdos, encontramos un coeficiente de correlación intraclase (CCI) de 0.774 para la medida 
altura basal clínica (p=0.0001), CCI de 0.80 (p=0.001) para la medida ancho basal, CCI de 
0.809 para el espesor basal. 
 
 De forma global la confiabilidad de las medidas fue de: r=0.875 (alfa de Cronbach) lo 
cual es un indicador de que la técnica quirúrgico es confiable y reproducible, con un valor de 
p= 0.018. 
 
 
Tabla 3. Estadísticos de fiabilidad 
Valor de 
P 
Alfa de Cronbach 
basada en los 
elementos tipificados 
N de elementos: 
Tipo de defectos y 
medidas 
.018 .985 2 
 
 
 Al realizar la correlación entre las medidas encontradas con el tipo de defecto, 
encontramos buenas correlaciones con la altura basal (r=.775), ancho basal (r=0.89) y 
volumen basal (r=0.97) y una correlación baja en la medida espesor basal (r=0.68). 
 
 Posterior a ello se realizaron tomografías axiales con reconstrucción tridimensional y se 
obtuvieron las siguientes mediciones de acuerdo a cada defecto: 
 
 
 
 
 
 25 
 
 
Se muestra la distribución de las mediciones de acuerdo a cada tipo de defecto en 
las siguientes gráficas: 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
Tabla 4. Mediciones tomográficas después de realizar los defectos óseos 
Defecto Altura 
Basal 
Ancho 
Basal 
Espesor 
Basal 
Volumen 
basal 
A 6.0+0.57 7+2.12 8.5+3.4 367.5+138.74 
B 6.5+2.42 10.0+2.22 9.0+4.9 661+179.2 
C 14.5+2.19 12.0+3.5 8.0+0.5 837.5+312.6 
D 13.0+2.27 13.0+8.13 9.0+2.29 747.5+433.5 
 
 
 Se muestra la distribución de las mediciones de acuerdo a cada tipo de defecto en las 
siguientes gráficas: 
 
 
Gráfica 1. Altura del defecto 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
Tabla 4. Mediciones tomográficas después de realizar los defectos óseos 
Defecto Altura 
Basal 
Ancho 
Basal 
Espesor 
Basal 
Volumen 
basal 
A 6.0+0.57 7+2.12 8.5+3.4 367.5+138.74 
B 6.5+2.42 10.0+2.22 9.0+4.9 661+179.2 
C 14.5+2.19 12.0+3.5 8.0+0.5 837.5+312.6 
D 13.0+2.27 13.0+8.13 9.0+2.29 747.5+433.5 
 
 
 Se muestra la distribución de las mediciones de acuerdo a cada tipo de defecto en las 
siguientes gráficas: 
 
 
Gráfica 1. Altura del defecto 
 
 
 
 
 26 
 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
Gráfica 2. Ancho del defecto 
 
 
 
 
 
Gráfica 3. Espesor del defecto 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()3)
 
Gráfica 2. Ancho del defecto 
 
 
 
 
 
Gráfica 3. Espesor del defecto 
 
 
 
 
 
 27 
A través de estas reconstrucciones se realizó la estandarización de los dos 
evaluadores independientes (Radiólogo y Cirujano Plástico) de forma independiente, 
obteniendo una buena correlación en las siguientes medidas: altura basal 0.83, 
ancho basal 0.72 y volumen basal de 0.74. Se encontró una baja correlación en el 
espesor r=0.40. 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 A través de estas reconstrucciones se realizó la estandarización de los dos evaluadores 
independientes (Radiólogo y Cirujano Plástico) de forma independiente, obteniendo una 
buena correlación en las siguientes medidas: altura basal 0.83, ancho basal 0.72 y volumen 
basal de 0.74. Se encontró una baja correlación en el espesor r=0.40. 
 
 
Figura 3. Defectos óseos maxilares izquierdos 
 
 
Figura 4. Defectos óseos maxilares derechos 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 A través de estas reconstrucciones se realizó la estandarización de los dos evaluadores 
independientes (Radiólogo y Cirujano Plástico) de forma independiente, obteniendo una 
buena correlación en las siguientes medidas: altura basal 0.83, ancho basal 0.72 y volumen 
basal de 0.74. Se encontró una baja correlación en el espesor r=0.40. 
 
 
Figura 3. Defectos óseos maxilares izquierdos 
 
 
Figura 4. Defectos óseos maxilares derechos 
 28 
La comparación entre evaluaciones clínicas y radiológicas mostraron una correlación 
baja en las variables: altura (r=0.54), espesor (r=0.30) y volumen (r=0.55). Hubo 
buena correlación en la medición ancho del defecto (r=0.72). Secundario a 
capacitación de evaluadores se realizaron segundas mediciones radiológicas 
encontrando una mayor correlación clínica-radiológica: altura (r=0.74), ancho 
(r=0.82), espesor (r=0.72) y volumen (r=0.76). 
 
Después de 8 semanas los cerdos fueron sometidos a eutanasia previa realización 
de TC con reconstrucción 3D. Realizamos las mismas mediciones al final del 
seguimiento encontrando las siguientes: 
 
En las gráficas se muestra la distribución de cadauna de las mediciones. 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()33)
 
 
 La comparación entre evaluaciones clínicas y radiológicas mostraron una correlación 
baja en las variables: altura (r=0.54), espesor (r=0.30) y volumen (r=0.55). Hubo buena 
correlación en la medición ancho del defecto (r=0.72). Secundario a capacitación de 
evaluadores se realizaron segundas mediciones radiológicas encontrando una mayor 
correlación clínica-radiológica: altura (r=0.74), ancho (r=0.82), espesor (r=0.72) y volumen 
(r=0.76). 
 
 
Figura 5. Cerditos a las 8 semanas de operados 
 
 
 Después de 8 semanas los cerdos fueron sometidos a eutanasia previa realización de 
TC con reconstrucción 3D. Realizamos las mismas mediciones al final del seguimiento 
encontrando las siguientes: 
 
Tabla 5. Mediciones tomográficas después de realizar la eutanasia del modelo 
experimental a las 8 semanas de seguimiento clínico 
Defecto Altura 
Final 
Ancho 
Final 
Espesor 
Final 
Volumen 
Finall 
A 3.0+3.84 2+3.13 4.0+3.7 28.5+21.38 
B 2.0+0.89 3.5+2.7 5.0+4.6 46+44.51 
C 7.00+1.07 8.0+6.86 83.0+0.57 162.5+73.7 
D 7.0+3.64 6.5+4.7 3.0+0.27 161.5+84.14 
 
 En las gráficas se muestra la distribución de cada una de las mediciones. 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()33)
 
 
 La comparación entre evaluaciones clínicas y radiológicas mostraron una correlación 
baja en las variables: altura (r=0.54), espesor (r=0.30) y volumen (r=0.55). Hubo buena 
correlación en la medición ancho del defecto (r=0.72). Secundario a capacitación de 
evaluadores se realizaron segundas mediciones radiológicas encontrando una mayor 
correlación clínica-radiológica: altura (r=0.74), ancho (r=0.82), espesor (r=0.72) y volumen 
(r=0.76). 
 
 
Figura 5. Cerditos a las 8 semanas de operados 
 
 
 Después de 8 semanas los cerdos fueron sometidos a eutanasia previa realización de 
TC con reconstrucción 3D. Realizamos las mismas mediciones al final del seguimiento 
encontrando las siguientes: 
 
Tabla 5. Mediciones tomográficas después de realizar la eutanasia del modelo 
experimental a las 8 semanas de seguimiento clínico 
Defecto Altura 
Final 
Ancho 
Final 
Espesor 
Final 
Volumen 
Finall 
A 3.0+3.84 2+3.13 4.0+3.7 28.5+21.38 
B 2.0+0.89 3.5+2.7 5.0+4.6 46+44.51 
C 7.00+1.07 8.0+6.86 83.0+0.57 162.5+73.7 
D 7.0+3.64 6.5+4.7 3.0+0.27 161.5+84.14 
 
 En las gráficas se muestra la distribución de cada una de las mediciones. 
 
 29 
 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
Gráfica 4. Altura Final 
 
 
 
 
Gráfica 5. Ancho Final 
 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
Gráfica 4. Altura Final 
 
 
 
 
Gráfica 5. Ancho Final 
 
 
 
 
 
 
 30 
 
 
Al comparar los volúmenes iniciales y finales por cada tipo de defecto encontramos 
diferencias en todos los grupos, observando una clara disminución del volumen 
inicial del defecto al volumen del defecto al final del seguimiento: 
 
 
 
En las gráficas se muestra el porcentaje de regeneración ósea de acuerdo a cada 
tipo de defecto y su variación por tipos de defectos óseos (A, B, C o D). 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
Gráfica 6. Espesor Final 
 
 
 
 Al comparar los volúmenes iniciales y finales por cada tipo de defecto 
encontramos diferencias en todos los grupos, observando una clara disminución del volumen 
inicial del defecto al volumen del defecto al final del seguimiento: 
 
Tabla 6. Reducción del volumen inicial al final y 
Porcentaje de regeneración por tipo de defecto 
Defecto Volumen 
Inicial 
Volumen 
Final 
Porcentaje de 
Regeneración 
A 367.5+138.74 28.5+21.38 91.72% 
(63-98) 
B 661+179.2 46+44.51 92.71% 
(81-99) 
C 837.5+312.6 162.5+73.7 76.25% 
(60-90) 
D 747.5+433.5 161.5+84.14 81.51% 
(72-94) 
 
 En las gráficas se muestra el porcentaje de regeneración ósea de acuerdo a cada tipo 
de defecto y su variación por tipos de defectos óseos (A,B,C o D). 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
Gráfica 6. Espesor Final 
 
 
 
 Al comparar los volúmenes iniciales y finales por cada tipo de defecto 
encontramos diferencias en todos los grupos, observando una clara disminución del volumen 
inicial del defecto al volumen del defecto al final del seguimiento: 
 
Tabla 6. Reducción del volumen inicial al final y 
Porcentaje de regeneración por tipo de defecto 
Defecto Volumen 
Inicial 
Volumen 
Final 
Porcentaje de 
Regeneración 
A 367.5+138.74 28.5+21.38 91.72% 
(63-98) 
B 661+179.2 46+44.51 92.71% 
(81-99) 
C 837.5+312.6 162.5+73.7 76.25% 
(60-90) 
D 747.5+433.5 161.5+84.14 81.51% 
(72-94) 
 
 En las gráficas se muestra el porcentaje de regeneración ósea de acuerdo a cada tipo 
de defecto y su variación por tipos de defectos óseos (A,B,C o D). 
 
 
 
 
 31 
 
 
Realizando la prueba de Levene para homogeneidad de varianzas, encontramos 
que son homogéneas, por lo que realizamos la prueba de ANOVA para encontrar 
diferencias entre los volúmenes encontrando diferencias estadísticamente 
significativas (p=0.000). 
 !"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
Gráfica 7. Porcentaje de regeneración por tipo de defecto óseo 
 
 
 
 
 Realizando la prueba de Levene para homogeneidad de varianzas, encontramos que 
son homogéneas, por lo que realizamos la prueba de ANOVA para encontrar diferencias entre 
los volúmenes encontrando diferencias estadísticamente significativas (p=0.000). 
 
 
 
Tabla 7. Prueba de ANOVA para evaluar la diferencia de 
Volúmenes iniciales y finales 
 Suma de 
cuadrados 
gl Media 
cuadrática 
F Sig. 
VOL Inicial 
TC/MM 
Inter-
grupos 
3906616.897 3 1302205.632 11.174 .000 
Intra-
grupos 
3263153.988 28 116541.214 
Total 7169770.884 31 
VOL Final 
TC/MM 
Inter-
grupos 
321999.625 3 107333.208 5.708 .004 
Intra-
grupos 
526488.250 28 18803.152 
Total 848487.875 31 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
Gráfica 7. Porcentaje de regeneración por tipo de defecto óseo 
 
 
 
 
 Realizando la prueba de Levene para homogeneidad de varianzas, encontramos que 
son homogéneas, por lo que realizamos la prueba de ANOVA para encontrar diferencias entre 
los volúmenes encontrando diferencias estadísticamente significativas (p=0.000). 
 
 
 
Tabla 7. Prueba de ANOVA para evaluar la diferencia de 
Volúmenes iniciales y finales 
 Suma de 
cuadrados 
gl Media 
cuadrática 
F Sig. 
VOL Inicial 
TC/MM 
Inter-
grupos 
3906616.897 3 1302205.632 11.174 .000 
Intra-
grupos 
3263153.988 28 116541.214 
Total 7169770.884 31 
VOL Final 
TC/MM 
Inter-
grupos 
321999.625 3 107333.208 5.708 .004 
Intra-
grupos 
526488.250 28 18803.152 
Total 848487.875 31 
 32 
La densidad ósea promedio encontrada en el tejido óseo maxilar sano fue de 
486+16 UH y en el tejido óseo regenerado fue de 472+22 UH. 
 
Al realizar la eutanasia, se demostró clínicamente (evaluación macroscópica) 
regeneración ósea en todos los casos (100%), observando puentes óseos en todos 
ellos. Solo en 2 casos (25%) había trazos residuales del defecto óseo original; sin 
embargo, en los casos restantes, clínicamente era imposible diferenciar del hueso 
sano del hueso regenerado, por lo que no fue posible realizar mediciones clínicas 
después de 8 semanas (solamente tomográficas representadas en la tabla 6). 
 
Como hallazgo relevante, en todos los casos se apreció regeneración de periostio 
engrosado sobre el área de regeneración. 
 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 La densidad ósea promedio encontrada en el tejido óseo maxilar sano fue de 486+16 
UH y en el tejido óseo regenerado fue de 472+22 UH. 
 
 Al realizar la eutanasia, se demostró clínicamente (evaluación macroscópica) 
regeneración ósea en todos los casos (100%), observando puentes óseos en todos ellos. 
Solo en 2 casos (25%) había trazos residuales del defecto óseo original; sin embargo, en los 
casos restantes, clínicamente era imposible diferenciar del hueso sano del hueso regenerado, 
por lo que no fue posible realizar mediciones clínicas después de 8 semanas (solamente 
tomográficas representadasen la tabla 6). 
 
 Como hallazgo relevante, en todos los casos se apreció regeneración de periostio 
engrosado sobre el área de regeneración. 
 
 
Fig. 6. Defecto óseo regenerado macroscópicamente. 
 
 33 
 
 
Las muestras óseas fueron procesadas para la tipificación histológica, molecular, 
superficie mediante microscopia electrónica y análisis de componentes orgánicos, 
encontrando los siguientes hallazgos: 
 
En todos los casos el tejido regenerado mostró presencia de osteoblastos, 
osteocitos, osteoide (Fig. 8 y 9), trabéculas de hueso de neoformación (Fig. 10) 
mediante tinción de hematoxilina y eosina y presencia de matriz extracelular 
calcificada (Fig. 11) mediante la tinción de von Kossa (el calcio se aprecia en color 
negro mediante esta tinción). 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
Fig. 7. Defecto óseo donde se muestran rasgos de 
la osteotomía inicial al realizar el defecto óseo 
 
 Las muestras óseas fueron procesadas para la tipificación histológica, molecular, 
superficie mediante microscopia electrónica y análisis de componentes orgánicos, 
encontrando los siguientes hallazgos: 
 
 En todos los casos el tejido regenerado mostró presencia de osteoblastos, 
osteocitos, osteoide (Fig. 8 y 9), trabéculas de hueso de neoformación (Fig. 10) mediante 
tinción de hematoxilina y eosina y presencia de matriz extracelular calcificada (Fig. 11) 
mediante la tinción de von Kossa (el calcio se aprecia en color negro mediante esta tinción). 
 
 
 34 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
 
Fig. 8. Tejido óseo de neoformación con presencia de osteoblastos. 
Tinción de Hematoxilina y eosina. 
 
 
 
Fig. 9. Acercamiento que muestra presencia de osteoblastos. 
Tinción de hematoxilina y eosina 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
 
Fig. 8. Tejido óseo de neoformación con presencia de osteoblastos. 
Tinción de Hematoxilina y eosina. 
 
 
 
Fig. 9. Acercamiento que muestra presencia de osteoblastos. 
Tinción de hematoxilina y eosina 
 
 
 
 35 
 
 
 
 
La tipificación biomolecular del hueso regenerado se realizó mediante PCR 
mostrando presencia de RUNX2, osteopontina y colágeno tipo I en todos los 
defectos óseos analizados. 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
Fig. 10. Se aprecian osteoblastos, trabéculas de regeneración 
ósea y presencia de periostio 
 
 
Fig. 11 Matriz ósea calcificada / Tinción de von Kossa 
 
 
 La tipificación biomolecular del hueso regenerado se realizó mediante PCR 
mostrando presencia de RUNX2, osteopontina y colágeno tipo I en todos los defectos óseos 
analizados. 
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Fig. 10. Se aprecian osteoblastos, trabéculas de regeneración 
ósea y presencia de periostio 
 
 
Fig. 11 Matriz ósea calcificada / Tinción de von Kossa 
 
 
 La tipificación biomolecular del hueso regenerado se realizó mediante PCR 
mostrando presencia de RUNX2, osteopontina y colágeno tipo I en todos los defectos óseos 
analizados. 
 36 
 
 
Mediante microscopia electrónica se evaluó la presencia de espículas óseas en la 
superficie del tejido óseo regenerado en todos los casos. 
 
 
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Fig. 12. Electroforesis en Gel de agarosa donde se muestran 
los productos de PCR: 0- Marcador de peso molecular, 
1- Osteopontina (336pb), 2- Colágeno I (333pb), 
3- RUNX2 (270pb) y 4- GADPH (214pb 
 
 
 
 El hueso regenerado a las 8 semanas mostró presencia de colágeno I y X mediante 
Inmunohistoquímica. 
 
 
 
 800pb 
200pb 
100pb 
300pb 
400pb 
600pb 
1000pb 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
 
Figura 14. Microscopía Electrónica 98X Mandíbula de Cerdo* 
Se observa la disposición ordenada de las trabéculas 
con osificación de las mismas en el tejido óseo regenerado 
 
formando puentes óseos. 
 
 El análisis bioquímico óseo de componentes orgánicos demostró una alta 
concentración de Calcio:Fosforo con una relación 2:1 como se aprecia en el tejido óseo sano, 
mediante difracción de rayos X. 
 
Tabla 8. Análisis de componentes orgánicos en hueso porcino 
COMPONENTE 
ORGANICO 
1 2 3 4 5 6 7 8 
C 34.09 36.17 33.27 33.04 38.08 26.49 28.35 32.43 
O 22.57 19.42 22.31 20.64 22.69 21.16 20.32 20.13 
Na 2.3 1.17 1.68 0.81 0.68 0.75 2.12 1.03 
Mg 0.57 0.38 0.67 0.65 0.6 0.68 0.42 0.82 
Si 1.28 3.86 2.48 1.26 0.84 0.39 0.31 0.20 
P 12.81 13.2 14.06 15.14 11.38 16.51 15.83 14.74 
K 12.94 1.1 0.65 0.51 0.32 0.49 0.43 0.54 
Ca 24.23 25.23 27.58 27.35 24.99 33.86 31.58 31.35 
Fe 0.8 0.34 0.18 0.45 0.16 0.40 1. 43 0.37 
Zn 0.26 0.7 0.16 0.15 0.27 0.75 0.25 0.32 
 
 
 
 
 37 
El análisis bioquímico óseo de componentes orgánicos demostró una alta 
concentración de Calcio : Fósforo con una relación 2:1 como se aprecia en el tejido 
óseo sano, mediante difracción de rayos X. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
!"#$%&'()*+,*-.) /01&2()34)
 
 
 
Figura 14. Microscopía Electrónica 98X Mandíbula de Cerdo* 
Se observa la disposición ordenada de las trabéculas 
con osificación de las mismas en el tejido óseo regenerado 
 
formando puentes óseos. 
 
 El análisis bioquímico óseo de componentes orgánicos demostró una alta 
concentración de Calcio:Fosforo con una relación 2:1 como se aprecia en el tejido óseo sano, 
mediante difracción de rayos X. 
 
Tabla 8. Análisis de componentes orgánicos en hueso porcino 
COMPONENTE 
ORGANICO 
1 2 3 4 5 6 7 8 
C 34.09 36.17 33.27 33.04 38.08 26.49 28.35 32.43 
O 22.57 19.42 22.31 20.64 22.69 21.16 20.32 20.13 
Na 2.3 1.17 1.68 0.81 0.68 0.75 2.12 1.03 
Mg 0.57 0.38 0.67 0.65 0.6 0.68 0.42 0.82 
Si 1.28 3.86 2.48 1.26 0.84 0.39 0.31 0.20 
P 12.81 13.2 14.06 15.14 11.38 16.51 15.83 14.74 
K 12.94 1.1 0.65 0.51 0.32 0.49 0.43 0.54 
Ca 24.23 25.23 27.58 27.35 24.99 33.86 31.58 31.35 
Fe 0.8 0.34 0.18 0.45 0.16 0.40 1. 43 0.37 
Zn 0.26 0.7 0.16 0.15 0.27 0.75 0.25 0.32 
 
 
 
 
 38 
DISCUSION 
La descripción de modelos animales experimentales para defectos óseos y 
determinación del tamaño crítico de los mismos para estudios de regeneración ósea 
han sido descritos en región craneal en distintas especies. 
 
Propusimos en este trabajo la estandarización de un modelo experimental porcino 
para estudios de regeneración ósea subsecuentes en región maxilar y mandibular. 
 
Es un modelo experimental en cerdos recién destetados donde se evalúa la 
regeneración en etapas tempranas como lo es un modelo experimental en 
crecimiento. Los modelos experimentales solo han sido reportados en la literatura en 
cerdos adultos (24 semanas de vida). 
 
En la literatura se han planteado 3 modelos experimentales porcinos para defectos 
óseos mandibulares. En el primer estudio descrito por Zheng se evalúa la efectividad 
de la aplicación de células madre en 4 tipos de defectos óseos en sínfisis 
mandibulares (16 defectos óseos) de cerdos adultos. Las dimensiones que utilizan 
son similares a nuestros defectos C y D. Lo criticable a este estudio es que 
demuestra la efectividad de la regeneración en todos los defectos sin haber 
estandarizado su modelo experimental. El defecto de tamaño crítico se basa en lo 
descrito para tamaños críticos craneales. Finalmente ellos eligen 2 cerdos que 
sacrifican a las 4 semanas de realizado el defecto, no encontrando regeneración en 
ellos; sin embargo, por el tiempo de evolución, es posible que la falta de 
regeneración en esa etapa haya sido evaluada de forma muy temprana (sobre todo 
si son cerdos adultos). La eficacia de su intervención se pone en duda con los 
hallazgos reportados en otros estudios. Ruehe demuestra en un modelo animal 
porcino adulto regeneración ósea en defectos solamente mandibulares de 10.1cm3, 
4.2cm3 y 1.9cm3, del 75.5%, 87.2% y 57.4% respectivamente a las 8 semanas 
después de realizados los defectos, por lo que el autor pone en duda el concepto de 
que el defecto de tamaño crítico para regeneración ósea, establecido en modelos 
craneales, sea de 5cm3 y exhortaa mayor investigación al respecto. De la misma 
manera Schlegel propuso un modelo experimental en cerdos adultos con defectos 
mandibulares monocorticales de 10x10x10m, no encontrando regeneración 
completa a las 8 semanas. 
 39 
 
De forma contradictoria, nuestros hallazgos demuestran que aun realizando defectos 
óseos bicorticales, encontramos alto porcentaje de regeneración en todos los 
defectos óseos realizados. Empleamos distintas dimensiones (mínimas y máximas), 
incluso más grandes que las reportadas en la literatura para la edad y tamaño de 
cerdos recién de un mes de edad y peso cercano a 10Kg, reproduciendo el 
fenómeno de regeneración. 
 
Con nuestros hallazgos no pudimos obtener un tamaño crítico de defecto óseo en 
donde la regeneración sea mínima. Lo único que podemos recomendar es que los 
defectos óseos deberán ser mayores a 10x10x7mm en cerdos de 4 semanas de 
edad con las mismas características que las nuestras. La necesidad de realizar 
estudios en modelos porcinos en crecimiento radica en el estudio del proceso de 
regeneración y uso de sustitutos óseos en pacientes pediátricos. Se conoce que los 
primeros 6 meses de vida del modelo porcino implican los 10 primeros años de vida 
de un humano. Nuestro interés es conocer como se comporta el fenómeno de 
regeneración en individuos en crecimiento. 
 
Ponemos en duda los resultados de otros autores que demuestran eficacia de 
intervenciones en regeneración ósea con defectos óseos menores e iguales a los 
nuestros y recomendamos continuar con investigaciones subsecuentes para 
determinar realmente cual es el tamaño de defecto crítico. 
 
Demostramos que la técnica quirúrgica es reproducible y confiable. Existe buena 
correlación entre las medidas clínicas y tomográficas en las mediciones: alto, ancho 
y volumen del defecto; sin embargo, se tendrá que trabajar en mayor 
estandarización de evaluadores con respecto a la medición profundidad, que reflejó 
una baja reproducibilidad. 
 
Por otra parte aportamos nueva información sobre la caracterización histológica, 
molecular (PCR), análisis de superficie ósea (microscopia electrónica) y análisis de 
componentes macroscópicos (difracción de Rayos X) en hueso porcino, el cual no 
ha sido reportado en la literatura. 
 
 40 
CONCLUSIONES 
1.- Fue posible estandarizar un modelo experimental porcino en crecimiento para 
defectos óseos maxilares con una alta confiabilidad y reproducibilidad. 
 
2.- Las mediciones clínicas y tomográficas tienen buena correlación y muestran 
buena reproducibilidad. 
 
3.- En todos los defectos tipo A, B, C y D hubo regeneración ósea demostrada 
clínica y radiológicamente. 
 
4.- El tejido regenerado demostró ser histológicamente compatible con hueso 
(hematoxicilina y eosina), posee una matriz ósea que se mineraliza (depósitos de 
calcio mediante tinción de von Kossa), expresa factores de transcripción RUNX2 y 
proteínas osteinductoras como la osteopontina (PCR). 
 
5.- La superficie del tejido regenerado mostró espículas y puentes óseos mediante 
microscopia electrónica en todos los casos. 
 
6.- Se determinaron los componentes orgánicos del tejido óseo (mediante difracción 
de rayos X) encontrando un alto componente de calcio y fósforo con una relación 2:1 
como se encontró en el tejido óseo de nuestra especie. 
 
7. No fue posible determinar las dimensiones mínimas necesarias para obtener un 
defecto óseo que NO sea capaz de repararse (tamaño crítico). La recomendación es 
realizar defectos mayores a 10x10x7mm (700mm3) en modelos porcinos de las 
mismas características que los nuestros y continuar con la búsqueda del defecto de 
tamaño crítico antes de realizar la evaluación de regeneración ósea con cualquier 
sustituto a probar. 
 
8. El procedimiento de estandarización no presentó complicaciones asociadas a la 
cirugía. 
 
 
 41 
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