Morfogenesis-in-vitro-de-Ferocactus-histrix-De-Candolle-y-Ferocactus-reppenhagenii-G -Unger-Cactaceae-especies-endemicas-de-Mexico

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
INSTITUTO DE BIOLOGÍA 
MANEJO INTEGRAL DE ECOSISTEMAS 
MORFOGÉNESIS in vitro DE Ferocactus histrix (De 
Candolle) Y Ferocactus reppenhagenii G. Unger 
(CACTACEAE), ESPECIES ENDÉMICAS DE MÉXICO 
T E S I S 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
MAESTRO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
PRESENTA: 
BIÓL. JORGE EDUARDO ORDÓÑEZ DE LA CRUZ 
TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: DR. VÍCTOR MANUEL CHÁVEZ AVILA 
 INSTITUTO DE BIOLOGÍA, UNAM 
 COMITÉ TUTOR: DR. ÁNGEL SALVADOR ARIAS MONTES 
 INSTITUTO DE BIOLOGÍA, UNAM 
 DRA. MARÍA DEL PILAR ORTEGA LARROCEA 
 INSTITUTO DE GEOLOGÍA, UNAM 
MÉXICO, CD. MX. ENERO, 2018 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
INSTITUTO DE BIOLOGÍA 
MANEJO INTEGRAL DE ECOSISTEMAS 
MORFOGÉNESIS in vitro DE Ferocactus histrix (De 
Candolle) Y Ferocactus reppenhagenii G. Unger 
(CACTACEAE), ESPECIES ENDÉMICAS DE MÉXICO 
T E S I S 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
MAESTRO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
PRESENTA: 
BIÓL. JORGE EDUARDO ORDÓÑEZ DE LA CRUZ 
TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: DR. VÍCTOR MANUEL CHÁVEZ AVILA 
 INSTITUTO DE BIOLOGÍA, UNAM 
 COMITÉ TUTOR: DR. ÁNGEL SALVADOR ARIAS MONTES 
 INSTITUTO DE BIOLOGÍA, UNAM 
 DRA. MARÍA DEL PILAR ORTEGA LARROCEA 
 INSTITUTO DE GEOLOGÍA, UNAM 
MÉXICO, CD. MX. ENERO, 2018 
Lic. Ivonne Ramirez Wence 
Directora Genera l de Administración Escolar, UNAM 
Presente 
COORDINACiÓN 
Me permito informar a usted que en la reunión del Subcomité por Campo de Conocimiento de 
Ecologia y Manejo Integral de Ecos istemas del Posgrado en Ciencias Biológicas, celebrada el dia 
23 de octubre de 2017, se aprobó el siguiente jurado para el examen de grado de MAESTRO EN 
CIENCIAS BIOLÓGICAS del alumno ORDÓÑEZ DE LA CRUZ JORGE EDUARDO con número 
de cuenta 516011787 con la tesis titulada " Morfogénesis in vitro de Ferocactus histrix (De 
Candolle) y Ferocactus reppenhagenii G. Unger (Cactaceae), especies endémicas de 
México", realizada bajo la dirección del DR. VICTOR MANUEL CHÁVEZ ÁVILA: 
Presidente: 
Vocal: 
Secretario: 
Suplente: 
Suplente: 
ORA GUADALUPE JUDITH MÁROUEZ GUZMÁN 
ORA. TERESA MARGARITA TERRAZAS SALGADO 
DR. ÁNGEL SALVADOR AR IAS MONTES 
ORA. SONIA VAzOUEZ SANTANA 
ORA. MARIA DEL PILAR ORTEGA LARROCEA 
Sin otro particular, me es grato enviarle un cordia l saludo. 
ATENTAMENTE 
" POR MI RAZA HABLARA EL ESPIRITU" 
Cd. Universitaria, Cd. Mx., a 5 de diciembre de 2017. 
DR DO GERA O NAVARRO SIGÜENZA 
OORDINADOR DEL PROGRAMA 
c.c.p. Expediente del (la) interesado (a). 
Unidad de Posgrado · Coordinación del Posgrado en Ciencias Biológicas Edificio B, ler. Piso, Circuito de Posgrados Cd. Universitaria 
Delegación Coyoacan c.P. 045 l O México, D.F. Tel. 5623 7002 http://pcbiol.posgrado.unam.mx 
 
 
AGRADECIMIENTOS INSTITUCIONALES 
 
Al Posgrado en Ciencias Biológicas de la UNAM, por brindarme la oportunidad de 
continuar con mi formación académica. 
 
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología, por el apoyo económico otorgado 
mediante la beca No. 584871, indispensable para la realización de este proyecto. 
 
A mi tutor principal, el Dr. Víctor Manuel Chávez Avila, por brindarme la oportunidad 
de desarrollar mi proyecto de investigación bajo su dirección, también por toda la 
paciencia y el apoyo dedicados para la elaboración de este trabajo. 
 
A los miembros de mi comité tutor, el Dr. Ángel Salvador Arias Montes y la Dra. 
María del Pilar Ortega Larrocea, por sus consejos y sus siempre acertadas 
observaciones y valiosas aportaciones para la realización de la presente 
investigación. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS A TÍTULO PERSONAL 
 
Agradezco a la Universidad Nacional Autónoma de México por brindarme la 
oportunidad de ser parte de ella. 
 
A todos mis profesores del posgrado. ¡Gracias por sus enseñanzas! 
 
Al Dr. Ángel Salvador Arias Montes por brindarme el material biológico necesario 
para dar inicio a esta investigación. 
 
A los miembros de mi jurado; la Dra. Guadalupe Judith Márquez Guzmán, la Dra. 
Margarita Teresa Terrazas Salgado, el Dr. Ángel Salvador Arias Montes, la Dra. 
Sonia Vázquez Santana y la Dra. María del Pilar Ortega Larrocea, por ayudar a 
mejorar este trabajo con sus comentarios y sugerencias. 
 
A mis amigos y compañeros del Laboratorio de Cultivos de Tejidos Vegetales del 
Instituto de Biología de la UNAM: Jair, Laura, Alan, Alejandro Gaona, Josselin, 
Ivonne, Daniela, Luis, a todos los demás tesistas, personas del taller y de estancias 
de investigación, quienes contribuyeron a hacer de mi estancia en dicho laboratorio 
una experiencia amena. 
 
¿Qué hubiera sido de mi estancia en la Ciudad de México sin aquellas personas 
que formaron lo que, por poco más de dos años, llamé hogar? Y por esas personas 
me refiero a mis vecinos, camaradas y amigos de la casa de Chicaras: Fabiola, 
Omar, Diana, Lidia, Samuel, Guillermo, Mariel, Ariadna, Xabier, Johannes, Luis, 
Juan, Oscar, Jessica y Alma. Como olvidar aquellas charlas, que podían extenderse 
hasta altas horas de la madrugada y que tocaban temas desde los más triviales, 
como la precaria situación política y económica de México, hasta los 
más…singulares, como el significado de la vida y lo que hay más allá de ella; 
pasando por uno que otro tutoral para viajar, cocinar, curar corazones rotos o 
disfrutar al monstruo que es la Ciudad de México y no morir en el intento. 
Ohhh… Y las fiestas, ¡muy buenas fiestas las se hacían en aquel lugar! 
Vivir a su lado fue una de las experiencias más enriquecedoras de esta etapa de mi 
vida y estoy más que agradecido con el destino, la suerte y la casualidad por haber 
tenido tan buenos vecinos. 
 
A mis amigochas del alma, nativas de la tierra del pozol y de las inminentes 
amenazas de inundación, Ana y Zuleyma, ¿qué sería de mí sin su sabiduría 
psicópata? Jajajaja. Gracias por sus invaluables consejos y apoyo, que no solo se 
 
 
limitaron al periodo en el que cursé la licenciatura, sino que trascendieron hasta el 
posgrado. Son grandes amigas, ¡las quiero mucho par de locas! 
 
A mi amiga Carmen Padilla (Capulín), quien con sus siempre sabios consejos e 
inagotable optimismo me enseñó a no rendirme, por mucho que las cosas parezcan 
no tener salida. También por su apoyo en el ámbito académico, que fue 
indispensable en mí transitar por el posgrado. ¡Muchas gracias Capulín! 
También agradezco Melania Vega (Mel), por siempre estar dispuesta ayudar a este 
despistado estudiante a aclarar muchas de sus dudas relacionadas con el posgrado. 
 
Al M. en C. David Aquino, por las pláticas planteras que compartimos y por 
orientarme en varios temas vinculados al estudio de las cactáceas. 
 
A la Biol. Betzy Fuentes, por ser tan amable en tomarse el tiempo de leer este 
trabajo y por sus valiosas sugerencias para mejorarlo. También por su desbordante 
gentileza al compartir conmigo apreciables consejos de vida. 
 
Al Dr. José Martín García Varela y al Dr. Ulises Yunuén Rosas López, por sus 
consejos y palabras de aliento, gracias por motivarme a continuar por el camino de 
la investigación científica. 
 
Por último, pero no menos importante, agradezco a las plántulas de Ferocactus 
histrixy F. reppenhagenii, a las cuales, a pesar de nuestro primer encuentro, les 
tomé bastante aprecio, ya que se portaron muy bien durante el periodo de 
experimentación. ¡Muchas gracias! 
 
 
 
DEDICATORIA 
 
Dedico esta tesis a las personas que más amo en este 
mundo, mis más grandes fuentes de inspiracion y mis 
ejemplos a seguir. 
 A mis padres, Yolanda y Enrique. 
Agradezco infinitamente todo el apoyo que me brindaron 
durante esta etapa. No fue fácil, pero gracias a ustedes… 
¡Lo logré! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
I 
 
ÍNDICE 
ÍNDICE ................................................................................................................................................ I 
ÍNDICE DE TABLAS ...................................................................................................................... IV 
ÍNDICE DE FIGURAS .................................................................................................................... VI 
RESUMEN ........................................................................................................................................ IX 
ABSTRACT ....................................................................................................................................... X 
1. INTRODUCCIÓN ...................................................................................................................... 1 
2. MARCO TEÓRICO .................................................................................................................. 4 
2.1 La familia Cactaceae ........................................................................................................... 4 
2.2 Problemática para la conservación de cactáceas ...................................................... 6 
2.3 Estrategias de conservación ............................................................................................ 8 
2.4 El cultivo in vitro ........................................................................................................... 10 
2.5 El género Ferocactus........................................................................................................ 12 
2.5.1 Especies de estudio .................................................................................................. 14 
2.5.1.1 Ferocactus histrix (De Candolle) Lindsay .......................................................... 14 
2.5.1.2 Ferocactus reppenhagenii G. Unger .................................................................. 15 
3. ANTECEDENTES .................................................................................................................. 18 
3.1 El cultivo in vitro en la familia Cactaceae ................................................................... 18 
3.1.1 Vías de regeneración en el cultivo in vitro de cactáceas ................................ 19 
3.1.1.1 Elongación, desarrollo y proliferación de meristemos existentes .................. 20 
3.1.1.2 Organogénesis ...................................................................................................... 21 
3.1.1.2.1 Organogénesis directa .................................................................................. 21 
3.1.1.2.2 Organogénesis indirecta ............................................................................... 22 
3.1.1.3 Embriogénesis somática ...................................................................................... 28 
3.1.1.3.1 Embriogénesis somática directa .................................................................. 28 
3.1.1.3.2 Embriogénesis somática indirecta............................................................... 29 
3.1.2 Problemática en el cultivo in vitro de cactáceas ............................................... 33 
3.1.2.1 Oxidación ................................................................................................................ 33 
3.1.2.2 Hiperhidratación .................................................................................................... 34 
3.2 El cultivo in vitro en el género Ferocactus ................................................................. 35 
4. JUSTIFICACIÓN ........................................................................................................................ 41 
5. HIPÓTESIS ................................................................................................................................. 43 
6. OBJETIVOS ............................................................................................................................... 43 
II 
 
6.1 General ................................................................................................................................. 43 
6.2 Particulares ......................................................................................................................... 43 
7. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................... 44 
7.1 Origen del material biológico ......................................................................................... 44 
7.2 Descripción de semillas y prueba de viabilidad ........................................................ 44 
7.3 Desinfección de las semillas y establecimiento aséptico de los cultivos ......... 45 
7.4 Inducción de respuestas morfogenéticas: activación areolar y organogénesis 
de brotes ..................................................................................................................................... 46 
7.5 Individualización y enraizamiento in vitro de brotes ............................................... 48 
7.6 Ensayos para reducir o revertir la hiperhidratación en brotes de Ferocactus 
histrix ........................................................................................................................................... 49 
7.7 Establecimiento ex vitro .................................................................................................. 49 
7.8 Registro de datos .............................................................................................................. 50 
8. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................................ 52 
8.1 Descripción de semillas y prueba de viabilidad ........................................................ 52 
8.2 Desinfección de las semillas y establecimiento aséptico de los cultivos ......... 54 
8.3 Inducción de respuestas morfogenéticas: activación areolar y organogénesis
 ....................................................................................................................................................... 60 
8.3.1 Ferocactus histrix.......................................................................................................... 60 
8.3.1.1 Periodo de inducción ......................................................................................... 60 
8.3.1.2 Primer subcultivo en medio basal libre de reguladores ........................... 64 
8.3.1.2.1 Mes 1 ............................................................................................................... 64 
8.3.1.2.2 Mes 2 ............................................................................................................... 68 
8.3.1.3 Segundo subcultivo en medio carente de reguladores de crecimiento 
vegetal ................................................................................................................................. 72 
8.3.2 Ferocactus reppenhagenii ........................................................................................... 76 
8.3.2.1 Periodo de inducción ......................................................................................... 76 
8.3.2.2 Primer subcutivo en medio carente de reguladores de crecimiento 
vegetal................................................................................................................................. 82 
8.3.2.2.1 Mes 1 ............................................................................................................... 82 
8.3.2.2.2 Mes 2 ............................................................................................................... 82 
8.3.2.3 Segundo subcultivo en medio carente de reguladores de crecimiento 
vegetal ................................................................................................................................. 87 
8.3.3 Similitudes y diferencias en el comportamiento morfogenético de 
Ferocactus histrix y F. reppenhagenii ............................................................................ 93 
III 
 
8.3.3.1 Periodo de inducción ......................................................................................... 93 
8.3.3.2 Subcultivos en medio carente de reguladores de crecimiento vegetal 96 
8.3.3.2.1 Cultivo de epicótilos ................................................................................... 96 
8.3.3.2.2 Cultivo de hipocótilos y raíces ............................................................... 104 
8.4 Individualización y enraizamiento in vitro de brotes ............................................. 107 
8.5 Ensayos para reducir o revertir la hiperhidratación en brotes de Ferocactus 
histrix ......................................................................................................................................... 113 
8.6 Establecimiento ex vitro ................................................................................................ 119 
9. CONCLUSIONES .................................................................................................................... 123 
10. LITERATURA CITADA ........................................................................................................ 126 
ANEXOS 
 
 
IV 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Tabla 1: Estudios realizados para la propagación in vitro de algunas especies 
vegetales mexicanas bajo alguna categoría de riesgo..………..…………………….11 
 
Tabla 2: Estudios realizados para la propagación in vitro de especies pertenecientes 
a la familia Cactaceae mediante activación areolar y organogénesis indirecta. 
……….…………………………………………………………………………………….24 
 
Tabla 3: Estudios realizados para la propagación in vitro de especies pertenecientes 
a la familia Cactaceae mediante embriogénesis somática………………………….. 30 
 
Tabla 4: Estudios realizados para la propagación in vitro de especies pertenecientes 
al género Ferocactus………………………………………………………………….... 38 
 
Tabla 5: Tratamientos para inducir la regeneración de los explantes por activación 
areolar u organogénesis de brotes en F. histrix y F. reppenhagenii……………….. 48 
 
Tabla 6: Respuestas morfogenéticas obtenidas en explantes de F. histrix durante el 
periodo de inducción (60 días)…………..……..…………………………………..…. 64 
 
Tabla 7: Respuestas morfogenéticas obtenidas en explantes de F. histrix en los 
diferentes tratamientos con base en el número de brotes regenerados durante el 
primer subcultivo en medio carente de reguladores de crecimiento vegetal. 
………………………………………………………………………….………………… 71 
 
Tabla 8: Respuestas morfogenéticas obtenidas en explantes de F. histrix en los 
diferentes tratamientos con base en el número de brotes regenerados por 
organogénesis indirecta y activación areolar durante el primer subcultivo en medio 
carente de reguladores de crecimiento vegetal………. …………………………….. 71 
 
Tabla 9: Respuestas morfogenéticas obtenidas en explantes de F. histrix en los 
diferentes tratamientos con base en el número de brotes perdidos o generados 
durante el segundo subcultivo en medio carente de reguladores de crecimiento. 
……………………………………………………………………………………………..75 
 
Tabla 10: Respuestas morfogenéticas de F. reppenhagenii obtenidas en explantes 
de cada tratamiento durante el segundo mes del periodo de inducción (60 
días)……………………………………………………………………………………….82 
 
Tabla 11: Respuestas morfogenéticas obtenidas en explantes de F. reppenhagenii 
en los diferentes tratamientos con base en el aumento en el número de brotes 
formados a partir de epicótilos en medio carente de reguladores de crecimiento 
vegetal…...………………………………………………………………………………..91 
 
V 
 
Tabla 12: Respuestas morfogenéticas obtenidas en explantes de F. reppenhagenii 
en los diferentes tratamientos con base en el aumento en el número de brotes 
formados a partir de hipocótilos sin raíces y callos radicales oxidados durante el 
segundo subcultivo en medio carente de reguladores de 
crecimiento..........................................................................................……………..91 
 
Tabla 13: Respuestas morfogenéticas obtenidas en explantes de F. reppenhagenii 
en los diferentes tratamientos con base en la formación de raíces y callo durante del 
segundo subcultivo en medio carente de reguladores de crecimiento. 
……………………………………………………………………………………….........92 
 
Tabla 14: Número de regenerantes (brotes) obtenidos en estudios de propagación 
in vitro de especies del género Ferocactus….……………………………………...103 
 
Tabla 15: Número de brotes obtenidos por tratamiento y especie destinados al 
tratamiento de enraizamiento (medio MS 50/100 adicionado con 0.5 g∙Lˉ¹ de carbón 
activado)…………………………………………………………………………………108 
 
Tabla 16: Respuestas obtenidas en distintos tratamientos para reducir o revertir la 
hiperhidratación con base en el número de brotes que las presentaron…….…….118 
 
VI 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1: Ferocactus histrix…………………………………………………….……… 16 
 
Figura 2: Ferocactus reppenhagenii…………………………………………………...17 
 
Figura 3: Disección de las plántulas de F. histrix y F. reppenhagenii para los 
ensayos de activación areolar y organogénesis de brotes…………………………...47 
 
Figura 4: Diagrama de los principales procedimientos para el cultivo in vitro de 
Ferocactus histrix y F. reppenhagenii………………………………………………….51 
 
Figura 5: Semillas de las especies estudiadas………………………………………..52 
 
Figura 6: Patrón de tinción en los embriones de F. histrix……………………………53 
 
Figura 7: Germinación y etapas fenológicas de F. histrix y F. reppenhagenii 
cultivadas en medio MS 50/100……….……………………………..…………………58 
 
Figura 8: Apariencia del sistema radicular de las plántulas de F. histrix y F. 
reppenhagenii con aproximadamente 50-75 días de edad…………………………. 59 
 
Figura 9: Apariencia de los explantes de F. histrix al finalizar el primer mes de cultivo 
en el periodo de inducción (30 días)……………………….. ……………….………....60 
 
Figura 10: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los epicótilos de F. histrix 
cultivados en los distintos tratamientos durante el segundo mes del periodo de 
inducción (60 días)……...………………………….………..……………..……………62 
 
Figura 11: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los hipocótilos con raíces de 
F. histrix cultivados en los distintos tratamientos durante el segundo mes del periodo 
de inducción (60 días)………………...…………………………………………...…….63 
 
Figura 12: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los epicótilos de F. histrix 
durante el mes 1 del primer subcultivo en medio carente de reguladores de 
crecimiento (30 días). ………………………………………………………………..….66 
 
Figura 13: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los hipocótilos con raíces de 
F. histrix durante el mes 1 del primer subcultivo en medio carente de reguladores de 
crecimiento (30 días)…………………………...…………………………………..……67 
 
Figura 14: Respuestas morfogenéticas obtenidas en epicótilos e hipocótilos con 
raíces de F. histrix durante el mes 2 del primer subcultivo en medio carente de 
reguladores de crecimiento (60 días)……..…………………………………….…...…70 
 
VII 
 
Figura 15: Respuestas morfogenéticas obtenidas en brotes regenerados de F. 
histrix durante el segundo subcultivo en medio carente de reguladores de 
crecimiento. Seguimiento del proceso de degeneración de un explante (epicótilo) 
………….…………………………………………………………………………..……...73 
 
Figura 16:Respuestas morfogenéticas obtenidas en brotes regenerados de F. 
histrix durante el segundo subcultivo en medio carente de reguladores de 
crecimiento ………..………………………………….…………………………………. 74 
 
Figura 17: Apariencia de los explantes de F. reppenhagenii cultivados en distintos 
tratamientos durante el primer mes del periodo de inducción (30 
días)………………………………………………………………………...……………..77 
 
Figura 18: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los epicótilos de F. 
reppenhagenii cultivados en los distintos tratamientos durante el segundo mes del 
periodo de inducción (60 días)……………………………………….…………………79 
 
Figura 19: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los hipocótilos de F. 
reppenhagenii cultivados en los distintos tratamientos durante el segundo mes del 
periodo de inducción (60 días)………………………………………………………….80 
 
Figura 20: Apariencia de las raíces de F. reppenhagenii cultivados en los distintos 
tratamientos durante el segundo mes del periodo de inducción (60 
días)……………………………………………………………………………..………...81 
 
Figura 21: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los epicótilos de F. 
reppenhagenii durante el mes 2 del primer subcultivo en medio carente de 
reguladores de crecimiento (60 días)……………………………………...…………...84 
 
Figura 22: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los hipocótilos sin raíces de F. 
reppenhagenii durante el mes 2 del primer subcultivo en medio carente de 
reguladores de crecimiento (60 días)……….……………………….………..…..…...85 
 
Figura 23: Apariencia de las raíces de F. reppenhagenii cultivadas en los distintos 
tratamientos durante el mes 2 del primer subcultivo en medio carente de reguladores 
de crecimiento (60 días). ………………………...………………..…………………….86 
 
Figura 24: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los epicótilos de F. 
reppenhagenii durante el segundo subcultivo en medio carente de reguladores de 
crecimiento. ………………………………………..………………………………..……88 
 
Figura 25: Respuestas morfogenéticas obtenidas en los hipocótilos sin raíces de F. 
reppenhagenii durante el segundo subcultivo en medio carente de reguladores de 
crecimiento………………….……………………..……………………….…..………...89 
 
VIII 
 
Figura 26: Respuestas morfogenéticas obtenidas en las raíces de F. reppenhagenii 
durante el segundo subcultivo en medio carente de reguladores de crecimiento 
…...……………………………………………………………….…………………..……90 
 
Figura 27: Enraizamiento de brotes/consolidación de plantas de F. histrix………111 
 
Figura 28: Enraizamiento de brotes/consolidación de plantas de F. 
reppenhagenii…………………………………………………………………………..112 
 
Figura 29: Aspecto de los brotes listos para la aclimatización posterior a los 
tratamientos para reducir o revertir la hiperhidratación……………………………..116 
 
Figura 30: Respuestas de los brotes obtenidas en los tratamientos para reducir o 
revertir la hiperhidratación de brotes de F. histrix……………………………………117 
 
Figura 31: Aclimatización ex vitro de plantas de F. histrix y F. reppenhagenii……122 
 
IX 
 
RESUMEN 
 
Ferocactus histrix y F. reppenhagenii son cactáceas endémicas de México, sin 
embargo, debido a la transformación de sus hábitats y a la extracción ilegal de 
plantas del medio silvestre, ambas especies se encuentran enlistadas en la NOM-
059-SEMARNAT-2010 bajo la categoría de Protección especial (Pr). Debido a que 
dichas cactáceas presentan tallos globosos y solitarios son muy difíciles de 
propagar de manera convencional por medio de esquejes. Además, el lento 
crecimiento que poseen dificulta la obtención de semillas a corto plazo. No obstante, 
el cultivo de tejidos vegetales (CTV) es una alternativa para la propagación de varias 
especies de la familia Cactaceae, por lo cual, el objetivo de la presente investigación 
fue estudiar y llegar a establecer protocolos para la propagación in vitro de ambas 
especies. Inicialmente se obtuvieron plántulas como fuente de explantes; en F. 
histrix se utilizaron epicótilos e hipocótilos con raíces como explantes, mientras que 
en F. reppenhagenii epicótilos, hipocótilos y raíces. Para inducir la regeneración de 
nuevos individuos a partir de los explantes, se subcultivaron en medio Murashige y 
Skoog semisólido al 50 % de componentes inorgánicos (MS 50/100), adicionado 
con la auxina ANA en una concentración de 0 y 0.1 mg∙L-1, en combinación con la 
citocinina BA, en concentraciones de 0, 0.5, 1.0 y 2.0 mg∙L-1. El mayor número de 
brotes regenerados en ambas especies se consiguió mediante el cultivo de 
epicótilos; en F. histrix fue de 8.7 brotes a partir del tratamiento adicionado con 1.0 
mg∙L-1 de BA y 0.1 mg∙L-1 de ANA, mientras que en F. reppenhagenii fue de 15.3, a 
partir del tratamiento con 1.0 mg∙L-1 de BA. Los hipocótilos de F. reppenhagenii 
exhibieron mayor potencial regenerativo que los hipocótilos con raíces de F. histrix 
al generar brotes por organogénesis directa. Los brotes regenerados se 
individualizaron y subcultivaron en medio MS 50/100 adicionado con 0.5 g∙L-1 de 
carbón activado, obteniéndose una frecuencia de enraizamiento de alrededor del 20 
% en ambas especies, mientras que cerca de 80 % de los brotes no desarrollaron 
raíces e hiperhidrataron. De manera independiente, la mejor condición para revertir 
la hiperhidratación de brotes de F. histrix fue mediante el uso de medio de cultivo 
en proceso de deshidratación, ya que promovió la consolidación de 25 % de los 
brotes en plantas. Finalmente, las plantas consolidadas fueron establecidas en 
condiciones ex vitro en un sustrato compuesto por tepojal y tierra negra, en 
proporciones de 3:1 (v/v). Tras dos meses de cultivo ex vitro, en F. histrix se 
consiguió un porcentaje de supervivencia del 100 %, mientras en F. reppenhagenii 
el porcentaje fue del 52 %. Los resultados obtenidos sirven de base para la 
propagación, conservación y uso sustentable de estas especies de cactáceas. 
 
 
 
X 
 
 ABSTRACT 
 
Ferocactus histrix and F. reppenhagenii are endemic cacti from Mexico; however, 
due to the habitat transformation and the ilegal extraction of wild plants, both species 
are listed in NOM-059-SEMARNAT-2010 under the category of Special Protection 
(Pr). Because these cactaceae have globular and solitary stems they are very 
difficult to propagate by conventional methods by means of cuttings. In addition, their 
slow growth they have makes it difficult to obtain seed in a short term. Plant tissue 
culture (PTC), however, is an alternative for the propagation of several species of 
the Cactaceae family, therefore, the objective of the present investigation was to 
study and establish protocols for the in vitro propagation of both species. Initially 
seedlings were obtained as the source of explants; in F. histrix were used epicotyls 
and hypocotyls with roots as explants, while in F. reppenhagenii, epicotyls, 
hypocotyls and roots were established. To induce the regeneration of new 
individuals from the explants, these were subcultured in a semisolid Murashige and 
Skoog medium with 50 % inorganic components and 100 % organic components 
(MS 50/100), added with the auxin NAA, at a concentrations of 0 and 0.1 mg∙L -1, in 
combination with the cytokinin BA, at concentrations of 0, 0.5, 1.0 and 2.0 mg∙L-1. 
The highest number of regenerated shoots in both species was achieved by the 
cultivation of epicotyls; in F. histrix it was 8.7 shoots from the treatment with 1.0 mg∙L-
1 of BA and 0.1 mg∙L-1 of NAA, whereas in F. reppenhagenii it was 15.3, from the 
treatment with 1.0 mg∙L-1 BA. The F. reppenhagenii hypocotyls exhibited higher 
regenerative potential than the F. histrix hypocotyls with roots when generating 
shoots by direct organogenesis. The regenerated shoots were individualized and 
subcultured in the MS 50/100 medium to whch 0.5 g∙L-1 of activated charcoal had 
been added, a rooting frequency of about 20 % was obtained in both species, while 
about 80 % of the shoots did not develop roots and hyperhydrated. Independently, 
the best condition to reverse the hyperhydration of F. histrix shoots was by using a 
culturemedium in the process of dehydration, as it promoted the consolidation of 25 
% of the shoots to plants. Finally, the consolidated plants were established under ex 
vitro conditions in a substrate composed by pumice and black soil, in proportions of 
3: 1 (v/v). After two months of ex vitro cultivation, a survival rate of 100 % was 
achieved in F. histrix, while in F. reppagenagen the percentage was 52 %. The 
results obtained serve as a basis for the propagation, conservation and sustainable 
use of these species of cacti. 
 
1 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
Las cactáceas se distribuyen a lo largo del continente americano (Bravo-Hollis y 
Sánchez-Mejorada, 1998; Arias-Montes, 1993; Guzmán et al., 2003) y son un 
importante elemento florístico de los ecosistemas de zonas áridas y semiáridas, 
particularmente de México, donde tienen su mayor diversidad, ya que cumplen 
distintas funciones ecológicas (Becerra, 2000; Calderón-Gil, 2007). Muchas 
cactáceas también son altamente apreciadas por su importancia económica, 
alimenticia, medicinal, de forraje e incluso para la construcción de sus viviendas y 
cercas naturales y en algunos casos han constituido un fuerte componente cultural 
y tradicional de muchos grupos autóctonos de México y de otras regiones de 
América (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991). Sin embargo, en la actualidad, 
los cambios en los usos del suelo son algunas de las principales problemáticas para 
la conservación de dichas plantas, ya que estas actividades no sólo afectan de 
manera directa a los organismos, sino también a la delicada estructura de los 
ambientes y ecosistemas de los que dependen y forman parte (Arias-Montes, 1993; 
Chávez-Martínez et al., 2007; Hernández-Oria et al., 2007). 
Otro factor que contribuye significativamente a incrementar la problemática es la 
recolecta ilegal de plantas. La extracción de ejemplares silvestres de forma ilegal 
para satisfacer la demanda cada vez creciente de plantas ornamentales, sumada a 
las características intrínsecas de las cactáceas, como un crecimiento lento y la baja 
tasa de reclutamiento de nuevos individuos en la naturaleza, hacen que dicha familia 
sea uno los de los grupos biológicos más amenazados del planeta (Arias-Montes, 
1993; Alanís-Flores y Velazco-Mancías, 2008; CITES, 2015; Goettsch et al., 2015). 
En México, alrededor del 30 % de cactáceas, de los 913 taxones que se distribuyen 
naturalmente en el país, figuran bajo alguna categoría de amenaza, de acuerdo con 
la NOM-059-SEMARNAT-2010 (Guzmán et al., 2003; SEMARNAT, 2010). Esto 
incluye a casi un tercio de las especies del género Ferocactus, uno de los taxones 
más representativos de las regiones áridas y semiáridas del país (Bravo-Hollis y 
Sánchez-Mejorada, 1991; Pilbeam y Bowdery, 2005). Dos especies endémicas de 
2 
 
México, e incluidas en alguna categoría de protección con base en la legislación 
ambiental nacional son Ferocactus histrix y F. reppenhagenii. 
Ferocactus histrix es una cactácea ampliamente distribuida en el centro y norte del 
país; sin embargo, los cambios en el uso de suelo y la extracción de ejemplares 
para la fabricación del dulce de acitrón y para satisfacer la demanda de plantas 
ornamentales, han afectado directamente las poblaciones silvestres de esta 
especie. De manera independiente, F. reppenhagenii es una cactácea con una 
restringida distribución geográfica en el occidente del país, donde crece en zonas 
de transición de bosques y laderas montañosas. Debido a estos factores, ambas 
especies se encuentran enlistadas en la NOM-059-SEMARNAT-2010 bajo la 
categoría de Protección especial (Pr). 
Por otro lado, la propagación artificial de cactáceas puede darse por la vía sexual a 
través de semillas, y la asexual, que incluye la propagación por esquejes (Bravo-
Hollis y Sánchez-Mejorada, 1978; Anderson, 2001). Sin embargo estas alternativas 
son particularmente difíciles de aplicar en cactáceas con ciclos de vida largos, en 
las que son necesarios periodos de tiempo considerables (10-20 años) para que los 
individuos alcancen la madurez sexual (del Castillo, 1982). Asimismo, las cactáceas 
con tallos simples en pocas ocasiones generan ramificaciones laterales, útiles para 
la propagación por esquejes. Dichas características son compartidas por ambas 
especies de Ferocactus. No obstante, la biotecnología vegetal ofrece una alternativa 
para la resolución de problemas relacionados con la conservación y el 
aprovechamiento de especies raras o amenazadas y tiene como una de sus bases 
el cultivo in vitro de tejidos vegetales (CTV), que constituye una herramienta de 
conservación ex situ sumamente valiosa para especies en vías de extinción o riesgo 
(Fay y Clemente, 1997; Lascuráin et al., 2009). En México se han logrado 
importantes avances en la propagación in vitro de varias cactáceas endémicas y 
amenazadas (Pérez-Molphe-Balch et al., 2015); sin embargo es necesario 
incrementar esfuerzos para lograr el manejo y aprovechamiento sustentable de los 
recursos vegetales de México, aplicados a casos específicos, ya que no todos los 
protocolos generan los mismos resultados aún en especies de la misma familia. 
3 
 
Por estas razones, en la presente investigación se exploraron distintas condiciones 
de cultivo in vitro consistentes en la utilización del medio basal Murashige y Skoog 
(1962), en una concentración de 50 % de componentes inorgánicos, adicionado con 
distintas combinaciones de la citocinina benciladenina (BA) y la auxina ácido 
naftalenacético (ANA), para promover la regeneración de brotes en explantes de F. 
histrix y F. reppenhagenii derivados de plántulas, además de la experimentación de 
distintas condiciones de cultivo para reducir la hiperhidratación de regenerantes de 
F. histrix, con lo cual se logró el establecimiento de protocolos para la propagación 
in vitro de ambas cactáceas, y a la vez se contribuye a mejorar el conocimiento que 
se tiene sobre las características de desarrollo de estas especies. 
 
 
 
4 
 
2. MARCO TEÓRICO 
 
2.1 La familia Cactaceae 
 
La familia Cactaceae constituye un grupo morfológicamente heterogéneo de plantas 
dicótiledoneas terrestres, cuyas formas de vida incluyen plantas trepadoras, 
epífitas, plantas de porte arbustivo, erguidas, rastreras o decumbentes, de forma 
globosa, cilíndrica o columnar, además de plantas de porte arborescente, columnar 
o ramificado (Vázquez-Sánchez et al., 2012). Algunas de las adaptaciones 
morfológicas y fisiológicas que distinguen a las cactáceas de otras familias 
botánicas son: la presencia de yemas axilares altamente especializadas llamadas 
areolas, que pueden dar origen a ramificaciones laterales o flores (Bravo-Hollis y 
Sánchez-Mejorada, 1978; Terrazas-Salgado y Mauseth, 2002; Mauseth, 2006); la 
capacidad de almacenar importantes cantidades de agua en los tejidos 
parenquimáticos, lo que les confiere un alto grado de suculencia (Anderson, 2001; 
Terrazas-Salgado y Mauseth, 2002; Mauseth, 2006); la presencia de flores con 
ovarios ínferos cubiertos por areolas y brácteas pericarpelares (Bravo-Hollis y 
Sánchez-Mejorada, 1978; Anderson, 2001; Hernández-Hernández et al., 2011); la 
presencia de espinas en la mayoría de las especies, que son útiles contra el ataque 
de herbívoros y aislantes lumínicos o térmicos (Mauseth, 2006; Loik, 2008); además 
de la prevalencia de un metabolismo ácido crasuláceo (CAM). Todas estas 
adaptaciones les permiten a estas plantas desarrollarse en zonas con disponibilidad 
de agua limitada (Anderson, 2001; Mauseth, 2006). 
La familia Cactaceae es endémica de América y comprende entre 1800 y 2000 
especies (Arias-Montes, 1993; Anderson, 2001; Ortega-Baes y Godínez-Alvarez, 
2006). La mayor diversidad de taxones se concentra en México, con 
aproximadamente 63 géneros, 669 especies y 244 subespecies, de los cuales el 40 
% de los géneros, el 77 % de las especies y el 84 % de las subespecies se 
consideranendémicos (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1978; Hernández y 
Godínez, 1994; Guzmán et al., 2003). 
5 
 
Las cactáceas habitan en gran variedad de ambientes, sin embargo la mayor 
diversidad de formas se encuentra en zonas áridas y semiáridas, donde cumplen 
un papel importante en el mantenimiento de la estabilidad de los ecosistemas, ya 
que constituyen un elemento dominante de la vegetación de dichas zonas 
(Anderson, 2001; Valiente-Banuet y Godínez-Alvarez, 2002; Ortega-Baes y 
Godínez-Alvarez, 2006). Las raíces de estas plantas ayudan a evitar la erosión y el 
deterioro de los suelos por factores abióticos como el viento y la lluvia. Además, la 
naturaleza caduca de algunos de sus componentes contribuye al aporte de materia 
orgánica al suelo (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1978; Dubrovsky y Shiskova, 
2013). Las cactáceas también son una fuente importante de agua, alimento y 
albergue para diversas especies animales, e inclusive sirven como sustrato para el 
desarrollo de especies vegetales epífitas y plantas nodrizas para otras especies 
vegetales (Anderson, 2001; Valiente-Banuet y Godínez-Alvarez, 2002). 
Además de su importancia ecológica, muchas especies de cactáceas han sido 
altamente estimadas como fuente de agua, alimento, material medicinal, materiales 
de construcción, forraje animal y plantas de ornato por distintos grupos humanos 
(Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1978). Algunos ejemplos de ello son los frutos 
de diversas especies de los géneros Opuntia y Stenocereus, conocidos como tunas 
y pitayas, respectivamente, consumidos como frutos de temporada (del Castillo y 
Trujillo, 1991; Casas y Barbera, 2002); los tallos de especies de Pachycereus y 
Stenocereus, frecuentemente usados como cercos vivos o fuente de madera para 
construir viviendas o artículos domésticos (Anderson, 2001; Casas et al., 2001; 
Casas y Barbera, 2002) y diversas especies de los géneros Astrophytum, 
Ariocarpus, Mammillaria y Turbinicarpus, entre muchas otras más, de gran 
importancia en la horticultura ornamental a nivel mundial (Bravo-Hollis y Sánchez-
Mejorada, 1978; Becerra, 2000). Por los factores anteriores, en muchos casos las 
cactáceas constituyen un fuerte componente cultural y tradicional en distintos 
grupos humanos del continente americano, principalmente de México (Bravo-Hollis 
y Sánchez-Mejorada, 1978; Anderson, 2001; Casas y Barbera, 2002). 
 
6 
 
2.2 Problemática para la conservación de cactáceas 
 
La mayor problemática que enfrentan, no sólo las cactáceas, sino también muchos 
otros grupos biológicos, son las alteraciones de hábitats derivadas de los cambios 
en el uso de suelo (Sánchez-Mejorada, 1982; Goettsch et al., 2015). De acuerdo 
con un análisis recientemente publicado por Goettsch y col. (2015) en el cual se 
hizo una evaluación global del estado de conservación de la familia Cactaceae, así 
como también de la naturaleza y los niveles de las amenazas que enfrenta, el 
aumento de la frontera agropecuaria constituye el principal factor de riesgo de 
extinción para la mayoría de los taxones (57 %). La agricultura es considerada la 
mayor amenaza, ya que el establecimiento de zonas agrícolas implica 
frecuentemente la transformación de grandes áreas, que pueden incluir poblaciones 
de plantas silvestres de forma parcial o total, o pueden funcionar como barreras que 
interfieren con el flujo genético entre poblaciones (Sánchez-Mejorada, 1982; 
Chávez-Martínez et al., 2007; Hernández-Oria et al., 2007; Goettsch et al., 2015; 
Martorell et al., 2015). Los cambios en el uso de suelo por el desarrollo de 
infraestructura habitacional y comercial también son importantes factores de riesgo, 
que si bien no están tan ampliamente extendidos, afectan zonas con altos 
porcentajes de endemismos (Ortega-Baes y Godínez-Alvarez, 2006; Goettsch et al., 
2015). 
El segundo factor de riesgo de extinción más importante para las cactáceas es la 
recolecta desmedida de ejemplares silvestres, generalmente de forma ilegal. 
Muchas cactáceas son altamente apreciadas desde la perspectiva ornamental 
debido a la morfología de sus tallos y sus flores llamativas, por lo que grandes 
cantidades de plantas son extraídas del medio silvestre, tanto para satisfacer la 
demanda comercial como para integrarlas a colecciones privadas (Sánchez-
Mejorada, 1982; Oldfield, 1984; Hernández y Gómez-Hinostrosa, 2002; Bárcenas-
Luna, 2006). Dicha problemática afecta al 54 % de todas las especies de cactáceas, 
poniendo en riesgo la permanencia de sus poblaciones naturales en los 
ecosistemas (Becerra 2000; Anderson, 2001; Alanís-Flores y Velazco-Mancías, 
2008; Martorell et al., 2015; Goettsch et al., 2015). 
7 
 
Los factores anteriores, sumados a las características biológicas y ecológicas de las 
cactáceas, como un lento crecimiento, bajas tasas de reclutamiento de nuevos 
individuos en la naturaleza, además de la alta especificidad a varios ecosistemas 
por parte de algunas especies y por lo tanto, una restringida distribución geográfica 
de especies endémicas (Hernández y Godínez, 1994; Becerra, 2000, Hernández y 
Gómez-Hinostrosa, 2002; Godínez-Alvarez et al., 2003), hacen que la familia 
Cactaceae sea uno de los taxa con mayor número de especies amenazadas (Arias-
Montes, 1993; Goettsch et al., 2015). De acuerdo con la Unión Internacional para la 
Conservación de la Naturaleza (IUCN), 31 % de las especies de cactáceas descritas 
hasta la actualidad se encuentran bajo alguna categoría de riesgo, convirtiéndolas 
en el quinto grupo biológico y el tercer grupo botánico más amenazado del planeta, 
sólo siendo superado por las cícadas (63 %), los anfibios (43 %), las coníferas (34 
%) y los corales (33 %) (Goettsch et al., 2015). Por estas razones, en el ámbito del 
comercio internacional, la familia completa ha sido comprendida casi en su totalidad 
en los Apéndices I y II de la Convención sobre el Comercio Internacional de 
Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (Hernández y Bárcenas-Luna 
1996; Sajeva et al., 2012; IUCN, 2017). 
En México dichas problemáticas han afectado a la mayoría de las especies de 
cactáceas desde principios del siglo XVIII hasta la actualidad (Sánchez-Mejorada, 
1982; Oldfield, 1984). En algunos casos, poblaciones enteras han desaparecido por 
actividades antrópicas, tal es el caso de la destrucción total de una población de 
Ariocarpus retusus de más de 2000 ejemplares en un área aproximada de 300 m2 
en el municipio de Miquihuana, en Tamaulipas, en la que se implementó la 
construcción de una presa para la captación de agua destinada a animales de 
pastoreo (Arroyo-Cosultchi et al., 2014); o la casi desaparición de las poblaciones 
silvestres de Mammillaria herrerae por la recolecta ilegal de ejemplares, factor que 
produjo la pérdida de cerca de 95 % de los individuos que las conformaban 
(Sánchez-Martínez et al., 2008). 
Por estas razones, mediante la participación conjunta de las instancias 
gubernamentales y la comunidad científica se han incluido 276 taxones de los 913 
8 
 
distribuidos en el país en alguna categoría de riesgo, con base en la NOM-059-
SEMARNAT-2010 (Guzmán et al., 2003; SEMARNAT, 2010), con lo cual se prohíbe 
la extracción y el comercio de cactáceas, partes o sus derivados colectados 
directamente de sus hábitats naturales (Becerra, 2000; Bárcenas-Luna, 2006; 
SEMARNAT, 2010). Sin embargo, es importante considerar que el número de 
taxones que requieran protección en México sea mayor, debido al poco 
conocimiento que se tiene sobre la biología y el estado de conservación de las 
poblaciones naturales de muchos de ellos (Goettsch et al., 2015). 
 
2.3 Estrategias de conservación 
 
Las estrategias para la conservación de la biodiversidad se desarrollan en dos 
formas básicas: in situ y ex situ. La conservación in situ es considerada la estrategia 
de conservación más adecuada, ya que se basa en la protección de hábitats y con 
ellode las especies que ahí habitan, además de los procesos biológicos y 
ecológicos en los que intervienen (Iriondo-Alegría, 2001). El establecimiento de 
Áreas Naturales Protegidas (ANP), en donde la actividad humana queda 
condicionada o restringida en mayor o menor medida, contribuye a la permanencia 
de muchas especies en el medio natural. No obstante, en México, así como en otras 
partes del mundo, las actividades de conservación in situ enfrentan diversos 
problemas derivados de la necesidad de establecer marcos legales de protección 
de las áreas y hábitats apropiados; de conflictos con otras actividades humanas; y 
de limitaciones económicas a las instituciones encargadas de la tarea de 
conservación (Iriondo-Alegría, 2001; Lascuráin et al., 2009). A esto hay que sumar 
que en algunas ocasiones son necesarias medidas de intervención que permitan 
reforzar las acciones realizadas en los ambientes a conservar, como la preservación 
del medio físico en el que se desarrollan las especies objetivo y el establecimiento 
de programas de reforzamiento o restablecimiento de poblaciones silvestres, entre 
otras (Iriondo-Alegría, 2001; Lascuráin et al., 2009). También, en numerosas 
ocasiones se sabe muy poco o se desconocen aspectos de la biología y ecología 
de las especies a conservar, por lo que se considera necesario el establecimiento 
9 
 
de estrategias de conservación ex situ, que permitan complementar las acciones 
desarrolladas en los ambientes naturales (Fay y Clemente, 1997; Iriondo-Alegría, 
2001; Lascuráin et al., 2009). 
La conservación ex situ es considerada una herramienta muy importante, ya que 
permite la obtención de una parte representativa de determinadas poblaciones u 
organismos que puede ser destinada a la investigación con el fin de realizar estudios 
sobre distintos aspectos de la biología de las especies, ayudando a mejorar el 
conocimiento que se tiene de ellas sin alterar la dinámica y estructura de las 
poblaciones silvestres (Lascuráin et al., 2009; Pence, 2010). De esta forma, el 
conocimiento generado promueve el desarrollo de herramientas técnicas que 
permiten el manejo y aprovechamiento de recursos, como la producción de 
propágulos para su utilización en programas educativos y planes de recuperación o 
reintroducción, etc. (Iriondo-Alegría, 2001; Lascuráin et al., 2009; Pence, 2010). 
Dentro de las estrategias de conservación ex situ de recursos fitogenéticos se 
pueden mencionar los bancos de germoplasma, cuyo objetivo es el almacenamiento 
de semillas, esporas, polen, células ó tejidos con potencial embriogénico, bajo 
condiciones favorables por largos periodos de tiempo para su preservación y uso a 
futuro; y los jardines botánicos, que además de mantener colecciones vivas, se 
dedican a la investigación y al rescate de especies vulnerables (Fay y Clemente, 
1997; Lascuráin et al., 2009). En las últimas décadas, una de las alternativas que 
los jardines botánicos y los bancos de germoplasma han incluido como 
complemento a sus estrategias de conservación, es el empleo de herramientas 
biotecnológicas, como el cultivo in vitro, el cual se ha aplicado exitosamente en la 
preservación y recuperación de especies en vías de extinción o difíciles de propagar 
por métodos convencionales (Wochok, 1981; Rubluo et al., 1993; Fay, 1994; Giusti 
et al., 2002; Sarasan et al., 2006). 
 
 
10 
 
2.4 El cultivo in vitro 
 
El cultivo de tejidos vegetales (CTV) incluye un amplio y heterogéneo conjunto de 
técnicas biotecnológicas que involucran el cultivo, bajo condiciones asépticas, de 
prácticamente cualquier estructura vegetal, como embriones, semillas, 
inflorescencias, tallos, raíces, meristemos, células en suspensión y granos de polen 
en un medio de cultivo químicamente definido y bajo condiciones ambientales 
controladas (fotoperiodo, intensidad luminosa y temperatura) (Mroginski y Roca, 
1993). Estas técnicas están basadas en la pluripotencialidad y totipotencialidad 
celular, es decir, la capacidad de las células vegetales de diferenciarse en células 
con funciones distintas a la original, dar lugar a la formación de tejidos, órganos, e 
incluso generar organismos completos, respectivamente (Loyola-Vargas y Ochoa-
Alejo, 2016). El CTV puede emplearse con distintos propósitos, por ejemplo, para la 
obtención de metabolitos secundarios de importancia alimenticia y farmacológica o 
en la transformación genética y el mejoramiento de variedades vegetales (George 
y Debergh, 2008). No obstante, la aplicación más extendida del CTV es la 
micropropagación, la cual se define como cualquier procedimiento aséptico que 
comprenda la manipulación y el cultivo, en plantas, de órganos, tejidos o células, 
que produzcan grandes cantidades de plántulas y que permita el desvío tanto del 
proceso sexual normal como de la propagación vegetativa no aséptica practicada 
convencionalmente (Krikorian, 1993). A pesar de que inicialmente el CTV fue 
diseñado para la propagación de especies de interés hortícola, industrial y 
farmacológico, en las últimas décadas ha demostrado ser una valiosa herramienta 
para la conservación de especies en vías de extinción, ya que presenta grandes 
ventajas sobre los métodos de propagación convencionales, como la obtención de 
material biológico libre de patógenos, altas tasas de multiplicación en periodos 
relativamente cortos, bajos requerimientos de espacio y facilidad de intercambio del 
material propagado entre instituciones a nivel nacional o internacional (Fay y 
Clemente, 1997; Sarasan et al., 2006; Bunn et al., 2011). En la tabla 1 se muestran 
algunas plantas mexicanas bajo aguna categoría de riesgo que han sido 
propagadas por técnicas in vitro. 
11 
 
 Tabla 1: Estudios realizados para la propagación in vitro de algunas especies vegetales mexicanas bajo alguna categoría 
de riesgo. 
 
ApTll: ápice de tallo. Br: Brote. BrAx: Brotes axilares de plantas juveniles. ES: Embrión somático. EZ: Embirón zigótico. HPlt: Hoja 
de plántula. PLB: Cuerpo parecido a protocormo. SFol: Sección foliar. TllPlt: Tallos de plántulas. B5: Medio B5. MS100: Medio 
murashige y Skoog al 100 % de su concentración. Litz: Medio Litz. AIA: Ácido indolacético. ANA: Ácido naftalenacético. BA: 
Benciladenina. K: Kinetina. 2,4-D: Ácido 2,4-diclorofenoxiacético. 2iP: 2-isopentil-adenina. Mf: Respuesta morfogenética. No: Número 
de regenerantes. OD: Organogénesis directa.
Especie Nombre 
común 
Estatus de conservación 
(NOM-059- SEMARNAT 
2010) 
Explante Medio de 
cultivo 
Reguladores 
(mg·L-1, µM) 
Respuesta Referencia 
Mf No 
Agave parrasana Maguey de 
Parras 
Protección especial TllPlt MS100 BA (53.2 µM) BrOD 48.6 Santacruz-
Ruvalcaba et al., 
1993 
Ceratozamia 
euryphyllidia 
Palma cícada de 
Chimalapas 
En peligro de extinción SFol Litz 2,4-D (4.52-9.05 µM) + 
K (4.65-13.94 µM) + 
ES - Chávez-Avila et 
al., 1998 
Picea 
chihuahuana 
Pinabete 
espinoso 
En peligro de extinción EZ B5 K (5 mg) BrOD 6.92 López-Escamilla 
et al., 2000 
Agave victoriae-
reginae 
Noa En peligro de extinción TllPlt MS100 BA (4.4 µM) BrOD 2.2 Martínez-Palacios 
et al., 2003 
Dioon merolae Palma espadaña En peligro de extinción EZ Litz 2,4-D (4.53 µM) + K 
(9.3 µM) 
BrOD - Cabrera-Hilerio et 
al., 2008 
Vanilla planifolia Vainilla Protección especial BrAx MS100 BA (9.55 µM) BrOD 18.5 Lee-Espinoza et 
al., 2008 
Encyclia mariae Orquídea 
limoncito 
Amenazada HPlt MS100 BA (22.21 µM) + ANA 
(5.37 µM) 
BrOD ≈ 25 Santos-Díaz y 
Carranza-
Álvarez, 2009 
Laelia anceps 
subsp. dawsonii 
Lirio de Todos 
los Santos 
Protección especial PLB MS100 BA (2 mg) + ANA (2 
mg) + AIA (2 mg) 
PLB ≈ 122 Lee-Espinoza et 
al., 2010 
Dasylirion 
longissimum 
Sotol junquillo Amenazada Br MS100 2iP (3 mg) BrOD 9.6 Reyes-Silva et 
al., 2013 
Beaucarnea 
inermis 
Palma pata de 
elefante 
Amenazada ApTll MS100 BA (2 mg) BrOD 15.7 Guillen et al., 
2015 
12 
 
2.5 El género FerocactusEl género Ferocactus constituye un importante elemento florístico de las zonas 
áridas de México (Anderson, 2001). Dicho género fue establecido por los botánicos 
estadounidenses Nathaniel Lord Britton y Joseph Nelson Rose entre los años 1919 
y 1923. El nombre genérico deriva del latín ferus, que significa salvaje o feroz, 
haciendo referencia al carácter espinoso de las plantas (Britton y Rose, 1922; Bravo-
Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991; Pilbeam y Bowdery, 2005). 
De acuerdo con Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada (1991), el género incluye plantas 
de medianas a grandes, con tallos simples y en ocasiones cespitosos, de forma 
globosa, cilíndrica o incluso columnar; que poseen de 13 a más de 20 costillas 
bastante duras. Las aréolas son monomorfas y en la mayoría de las especies se 
distinguen espinas radiales y espinas centrales; estas últimas generalmente son 
aplanadas y anchas, rectas o con la punta ganchuda, de color rojo-purpúreo, 
amarillento o castaño. Las flores surgen de las aréolas jóvenes del ápice del tallo y 
por lo general son grandes, con escamas que en transición progresiva se confunden 
con los segmentos del perianto. El color de los segmentos del perianto varía según 
la especie, llegando a ser amarillos, rosas o anaranjado-rojizos. El fruto es más o 
menos ovoide y muy escamoso. Las semillas son globoso-alargadas, algo curvas y 
poseen testa de coloración negra o castaño-rojiza, foveoladas o reticuladas. 
En la actual circunscripción, el género incluye alrededor de 37 taxones, de los cuales 
28 son considerados especies (Guzmán et al., 2003; Vázquez-Sánchez et al., 2013) 
y 9 subespecies (Guzmán et al., 2003; Pilbeam y Bowdery, 2005), lo que lo convierte 
en uno de los géneros de la tribu Cacteae más diversos (Cota-Sánchez, 1997; 
Anderson, 2001; Guzmán et al., 2003; Pilbeam y Bowdery, 2005). La distribución de 
este género abarca desde el sur y suroeste de los Estados Unidos, en zonas áridas 
de los estados de California, Nevada, Utah, Colorado, Arizona, Nuevo Mexico, 
Texas y Oklahoma, hasta el Valle de Tehuacán-Cuicatlán, entre los estados 
mexicanos de Puebla y Oaxaca. Sin embargo, en México se distribuyen alrededor 
de 36 taxones, comprendiendo las 28 especies y 8 subespecies; de éstos, 29 son 
13 
 
considerados endémicos, mientras que 7 son compartidos con Estados Unidos 
(Guzmán et al., 2003; Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991; Anderson, 2001; 
Pilbeam y Bowdery, 2005) (Anexo 1). En nuestro país, la mayoría de las especies y 
subespecies habitan en zonas áridas y subáridas, con climas templados a cálidos, 
principalmente en la Altiplanicie Mexicana y en la Península de Baja California y sus 
islas adyacentes. No obstante, el género tiene representantes en zonas cálidas 
subhúmedas y templadas, de subhúmedas a semisecas, como F. flavovirens y F. 
reppenhagenii, distribuidas en el Valle de Tehuacán-Cuicatlán y en la Cuenca del 
Balsas, respectivamente (Miranda-González y Hernández-Xolocotzi, 1963; Bravo-
Hollis y Sánchez-Mejorada, 1978; Cota-Sánchez, 1997; Vázquez-Sánchez et al., 
2013). 
En la actualidad, algunos factores como los cambios en el uso del suelo, la recolecta 
de plantas con fines ornamentales o para el consumo humano (del Castillo y Trujillo, 
1991), el uso de plantas como forraje para animales de pastoreo (Casas et al., 2001; 
Hernández-Oria et al., 2007) y la restringida distribución de algunas especies 
(Hernández y Godínez, 1994; Arias-Montes et al., 2012; Arias-Montes et al., 2013), 
han hecho que entre 27 y 35 % de los taxones que componen el género figuren bajo 
alguna categoría de riesgo de acuerdo a los organismos nacionales e 
internacionales de conservación, como son la Secretaría de Medio Ambiente y 
Recursos Naturales (SEMARNAT, 2010) y la Unión Internacional para la 
Conservación de la Naturaleza (IUCN, 2017), respectivamente. De los 37 taxones 
reconocidos, 13 se encuentran bajo alguna categoría de riesgo en la Lista Roja de 
la IUCN; de éstos, tres son considerados como Casi Amenazados (NT), cuatro 
figuran como Amenazados (EN) y seis como Vulnerables (VU) (IUCN, 2017) (Anexo 
1). Es importante mencionar que todos estos taxones se distribuyen en México 
(Guzmán et al., 2003; Pilbeam y Bowdery, 2005; IUCN, 2017). Por otro lado, con 
base en la legislación mexicana de protección de flora y fauna nativa, 10 taxones 
se encuentran enlistados en la NOM-059-SEMARNAT-2010, de los cuales cuatro 
se consideran Amenazados y seis están sujetos a Protección Especial (Pr) 
(SEMARNAT, 2010) (Anexo 1). Dos especies endémicas de México y protegidas 
14 
 
por la legislación ambiental nacional son F. histrix y F. reppenhagenii, en las cuales 
está basado el presente estudio. 
 
2.5.1 Especies de estudio 
 
2.5.1.1 Ferocactus histrix (De Candolle) Lindsay 
 
Ferocactus histrix es una especie endémica de México, que se distribuye en la 
Altiplanicie Mexicana, en los estados de Puebla, Hidalgo, Querétaro, Guanajuato, 
Aguascalientes, San Luis Potosí, Durango, Zacatecas, Jalisco y Michoacán (Bravo-
Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991; Guzmán et al., 2003), donde crece en terrenos 
cerriles, pedregosos y generalmente escarpados, con climas secos (del Castillo, 
1982, 1983). Se trata de una especie de importancia económica y cultural en 
México, ya que sus botones florales (“cabuches”) y frutos (“borrachitos”, “limitas” o 
“guamishas”) son empleados para la elaboración de platillos y bebidas tradicionales, 
como son las conservas y el agua de biznaga, respectivamente (del Castillo, 1982; 
del Castillo y Trujillo, 1991; Anderson, 2001). Sin embargo, el más marcado uso que 
le es dado a la especie es en la elaboración del tradicional dulce mexicano llamado 
“acitrón” (del Castillo, 1982; del Castillo y Trujillo, 1991; Anderson, 2001; Meza-
Rangel et al., 2014) (Figura 1E). Para su confección se utiliza el tejido 
parenquimático del córtex, que constituye alrededor de 70 % de la biomasa total de 
la planta. No obstante, la sobreexplotación directa de ejemplares para la realización 
de esta práctica generalmente compromete a los ejemplares de mayor talla y edad 
(con un peso de 15 kg o más y de entre 10-20 años), importantes para el 
reclutamiento de nuevos individuos en la naturaleza, a esto hay que sumar la tasa 
de crecimiento muy lenta de la especie (del Castillo, 1982; Huerta-Martínez y 2) 
Escobar-Santos, 1998; Guadalupe-Martínez et al., 2013). Además de los factores 
anteriores, otras actividades, como la recolecta de plantas con fines ornamentales 
(Figura 1F), los cambios en el uso del suelo por expansión de la frontera agrícola y 
el sobrepastoreo de ganado vacuno, equino y caprino, han reducido 
15 
 
considerablemente sus poblaciones en las últimas décadas (del Castillo y Trujillo, 
1991; Hernández y Godínez, 1994; Huerta-Martínez y Escobar-Santos, 1998; 
Hernández-Oria et al., 2007; Guadalupe-Martínez et al., 2013; Meza-Rangel et al., 
2014). Por lo anterior, la especie se encuentra sujeta a Protección especial en la 
NOM-059-SEMARNAT-2010 (SEMARNAT, 2010) y es considerada como Casi 
Amenazada por la Lista Roja de la IUCN (IUCN, 2017). 
 
2.5.1.2 Ferocactus reppenhagenii G. Unger 
 
Ferocactus reppenhagenii (Figura 2) es una especie endémica de México. Se 
distribuye en la Cuenca del Balsas, en los estados de Jalisco, Colima, Michoacán y 
Oaxaca, donde crece en suelos calizos, en bosques de pino encino, al borde de 
selvas bajas caducifolias y en laderas montañosas (Bravo-Hollis y Sánchez-
Mejorada, 1991; Guzmán et al., 2003). Se sabe muy poco sobre su biología y 
ecología, sin embargo, debido a que se desarrolla en zonas de transición ecológica, 
puede ser una especie susceptible a cambios ambientales. La especie figura bajo 
la categoría de Protección especial (Pr) en la NOM-059-SEMARNAT-2010 
(SEMARNAT, 2010) y al igual que la mayoría de las cactáceas, se encuentra en el 
Apéndice II del CITES (CITES, 2015). Anteriormente F. reppenhageniiera 
considerada una subespecie de F. alamosanus, no obstante, la distancia que existe 
entre las áreas de distribución de ambos taxones (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 
1991; Guzmán et al., 2003), además de reconstrucciones filogenéticas (Vázquez-
Sánchez et al., 2013), sugieren que se trata de dos especies distintas. 
 
16 
 
Figura 1: Ferocactus histrix. A) Ejemplar adulto con estructuras reproductivas, flores y 
frutos en formación, perteneciente a la colección de cactáceas del Jardín Botanico del 
Instituto de Biología-UNAM. B) Planta adulta en periodo no reproductivo. C) Espinas 
glandulares secretando néctar. D) Detalle de las flores. E) Dulce de acitrón, comercializado 
en un mercado popular de la Ciudad de México. F) Plantas silvestres colectadas ilegalmente 
y comercializadas en un vivero de la Ciudad de México. 
 
A
) 
B
) 
C
) 
D
) 
E
) 
F
) 
30 mm 15 mm 
17 
 
 
Figura 2: Ferocactus reppenhagenii. A) Ejemplar adulto en estado silvestre (bosque de 
pino-encino), en periodo de floración. B) Ápice de ejemplar adulto en periodo reproductivo. 
Nótese las flores y los frutos en formación. C) Frutos en desarrollo. D) Ejemplares 
reproductivos y juveniles desarrollándose en una saliente rocosa. Fotografías de Raúl de la 
Torre Lillingston. 
 
 
C
) 
D
) 
A
) 
B
) 
90 mm 
60 mm 
18 
 
3. ANTECEDENTES 
 
3.1 El cultivo in vitro en la familia Cactaceae 
 
Debido a que, históricamente, las cactáceas han sido un grupo botánico con un alto 
número de especies en riesgo y a que varias especies presentan limitaciones para 
su propagación por métodos convencionales (Sánchez-Mejorada, 1982; Oldfield, 
1984; Pérez-Molphe-Balch et al., 2015), el cultivo in vitro fue propuesto como una 
valiosa herramienta para la propagación y rescate de especies amenazadas o 
vulnerables (Mauseth, 1979; Clayton et al., 1990; Fay y Gratton, 1992; Fay, 1994; 
Rubluo et al., 1993; Giusti et al., 2002). Entre las primeras cactáceas amenazadas 
en las cuales el cultivo in vitro fue utilizado con fines de aprovechamiento 
sustentable se encuentran Escobaria missouriensis (Clayton et al., 1990), M. 
huitzilopochtli (Rubluo et al., 1993), M. san-angelensis (Martínez-Vázquez y Rubluo, 
1989), Sclerocactus spinosior (Clayton et al., 1990) y varias especies del género 
Pediocactus (Mauseth, 1979; Wochok, 1981; Clayton et al., 1990), lográndose la 
propagación de dichos taxones. 
A partir de esto se han obtenido importantes avances en la propagación de varias 
especies de esta familia, a tal grado que se cuentan con protocolos para la 
propagación de más de 50 taxones bajo algún grado de amenaza (Pérez-Molphe-
Balch et al., 2015). En México, la aplicación biotecnológica de cultivo de tejidos 
vegetales ha permitido importantes avances en las técnicas de propagación in vitro 
de varias especies endémicas y amenazadas de los géneros Ariocarpus (Olguín-
Santos, 1994; Moebius-Goldammer et al., 2003; Vázquez-Servín, 2016), Aztekium 
(Rodríguez-Garay y Rubluo, 1992; Calderón-Gil, 2007), Mammillaria (Martínez-
Vázquez y Rubluo, 1989; Marín-Hernández et al., 1998; Rubluo et al., 2002; Soria-
Campos et al., 2013), Pelecyphora (Pérez-Molphe-Balch y Dávila-Figueroa, 2002; 
Santos-Díaz et al., 2003) y Turbinicarpus (Torres-Muñoz y Rodríguez-Garay, 1996; 
Mata-Rosas et al., 2001; Dávila-Figueroa et al., 2005; de la Rosa-Carrillo et al., 
2012), entre muchas otros, en las cuales los logros más significativos han sido el 
establecimiento de protocolos de propagación in vitro y el mantenimiento de 
19 
 
germoplasma con fines de conservación ex situ e investigación de dichos taxones. 
No obstante, plantas regeneradas in vitro han sido reintroducidas en sus hábitats 
naturales con la finalidad de restaurar o reforzar poblaciones silvestres, 
complementando las estrategias de conservación in situ, tales son los casos de M. 
san-angelensis (Rubluo et al., 1993) y M. mathildae (García-Rubio y Malda-Barrera, 
2010), especies endémicas que cuentan con una restringida distribución geográfica 
en el país. 
Sin embargo, el número de taxones bajo algún grado de amenaza es elevado, 
llegando en México a aproximadamente 276 (Guzmán et al., 2003; SEMARNAT, 
2010); por lo anterior, se considera de vital importancia tomar acciones que 
conlleven al manejo sustentable de la flora mexicana, entre las que se tenga el 
establecimiento de sistemas de micropropagación de especies nativas en forma 
masiva donde el cultivo in vitro puede ser una herramienta complementaria 
sumamente útil. Con esto se puede mantener una producción continua de 
ejemplares para satisfacer la demanda de estudios básicos de biología, fisiología y 
comercialización, reduciéndose de esta manera el saqueo de especies de sus 
poblaciones naturales. 
3.1.1 Vías de regeneración en el cultivo in vitro de cactáceas 
 
De acuerdo a la clasificación de George y Debergh (2008), en el cultivo in vitro de 
cactáceas se han reportado las tres principales vías de regeneración: desarrollo de 
meristemos existentes, organogénesis y embriogénesis somática. Sin embargo, 
cada una de estas vías ha estado fuertemente influenciada por el tipo de explante 
usado, ya sea por su ubicación topofísica en la planta donadora, su estado de 
desarrollo y por las condiciones de cultivo in vitro a las cuales han sido sometidos, 
como tipos y concentraciones de reguladores de crecimiento empleados, 
temperatura, fotoperiodo. etc. A continuación se hace mención de ellas. 
 
 
20 
 
3.1.1.1 Elongación, desarrollo y proliferación de meristemos existentes 
 
Esta es sin duda la vía de regeneración in vitro más ampliamente documentada en 
cactáceas. Esta vía no implica la formación de meristemos nuevos, pero sí la 
inducción de la elongación y el desarrollo de meristemos apicales o axilares 
presentes en el explante; éstos a su vez originan brotes, que tras ser 
individualizados y sometidos a procesos de enraizamiento pueden dar lugar a 
plantas completas (Dodds y Roberts, 1995; Pérez-Molphe-Balch et al., 2015). 
En cactáceas, las areolas constituyen meristemos axilares altamente 
especializados y dichas estructuras generalmente permanecen inactivas; sin 
embargo, cuando ocurre la pérdida o disminución de la dominancia apical, las 
areolas pueden activarse y originar brotes nuevos y ramificaciones laterales. 
(Terrazas-Salgado y Mauseth, 2002; Mauseth, 2006). Para lograr la regeneración in 
vitro de plantas por esta vía es necesario el cultivo de secciones de plantas que 
contengan areolas, por ejemplo, brotes y plántulas completas (Pérez-Molphe-Balch 
y Dávila-Figueroa, 2002; Choreño-Tapia et al., 2002), secciones apicales, laterales, 
longitudinales y transversales de plantas o brotes (Pérez-Molphe-Balch y Dávila-
Figueroa, 2002; Dávila-Figueroa et al., 2005; Sánchez-Morán y Pérez-Molphe-
Balch, 2007; Ruvalcaba-Ruiz et al., 2010; Quiala et al., 2009; García-Rubio y Malda-
Barrera, 2010; Martínez-Villegas et al., 2011), e inclusive tubérculos o areolas 
individualizados (Moebius-Goldammer et al., 2003; Angulo-Bejarano y Paredes-
López, 2011) (Tabla 2). Para lograr la activación de areolas generalmente es 
necesaria la adición de reguladores de crecimiento vegetal al medio de cultivo, 
especialmente citocininas (Tabla 2). Entre las citocininas más empleadas en la 
propagación in vitro de cactáceas se encuentran aquellas sintéticas, como la N6-
benciladenina (BA) y la 6-furfurilaminopurina o kinetina (K); y citocininas naturales, 
como la 2-isopentil-adenina (2-iP) y la metatopolina (mT) (Lema-Rumińska y Kulus, 
2014; Pérez-Molphe-Balch et al., 2015) (Tabla 2). Las citocininas promueven la 
activación de las areolas debido a que inhiben la dominancia apical y estimulan, de 
manera simultánea, el desarrollo de múltiples brotes axilares (Jordan y Cassaretto, 
2006; van Staden, et al., 2008; George y Debergh, 2008). A continuación, los brotes 
21 
 
regenerados son sometidosa tratamientos para favorecer la elongación y el 
enraizamiento. Para ello generalmente se utilizan medios de cultivo carentes de 
reguladores de crecimiento, ya que la permanencia de los brotes en medios con 
reguladores de crecimiento puede inhibir el crecimiento y el enraizamiento de éstos 
(George y Debergh, 2008; Martínez-Villegas et al., 2011; Soria-Campos et al., 2013; 
Pérez-Mophe-Balch et al., 2015). 
3.1.1.2 Organogénesis 
 
La organogénesis es el proceso morfogenético a través del cual se induce la 
formación de estructuras unipolares, como hojas, raíces, ápices, yemas florales, 
etc., a partir de explantes cultivados in vitro, sin la necesidad de que exista tejido 
meristemático previo (Gahan y George, 2008). En sí, la organogénesis in vitro es el 
proceso mediante el cual se induce la formación de meristemos nuevos, que tras 
desarrollarse, pueden originar órganos adventicios que tienen potencialmente la 
capacidad de generar nuevas plantas (Gahan y George, 2008; George y Debergh, 
2008; Motte et al., 2014). La organogénesis puede ocurrir en dos vías, la directa y 
la indirecta. 
 
3.1.1.2.1 Organogénesis directa 
 
La organogénesis por vía directa consiste en la formación de nuevos órganos 
adventicios directamente de los explantes cultivados sin la formación intermedia de 
callo. Se ha señalado que en los tejidos vegetales, algunas células poseen cierto 
grado de predisposición organogénica. No obstante, si dichas células son expuestas 
a estímulos apropiados, como aquellos proporcionados por las condiciones de 
cultivo in vitro (presencia de reguladores de crecimiento vegetal, fotoperiodo, 
temperatura, etc.), pueden ser conducidas a originar meristemos nuevos sin 
necesidad de pasar por ciclos sucesivos de división celular para alcanzar un estado 
de determinación organogénica (Gahan y George, 2008; George y Debergh, 2008; 
Motte et al., 2014). 
22 
 
En el cultivo in vitro de cactáceas, la organogénesis directa de brotes, o 
caulogénesis directa, es un proceso infrecuente, raras veces documentado, ya que 
en la mayoría de los casos el material biológico del cual se parte contiene areolas, 
y por ende, tejido meristemático. Sin embargo, la organogénesis directa de raíces, 
o rizogénesis directa, es relativamente frecuente y se ha conseguido en brotes 
individualizados y subcultivados en medios suplementados con auxinas, como el 
ácido indol-3-acético y el ácido indol-3-butírico (AIB) (Pérez-Molphe-Balch et al., 
1998; Sriskandarajah y Serek, 2004), en medios libres de reguladores de 
crecimiento (Wakhlu y Bhau, 2000; Dávila-Figueroa et al., 2005; García-Rubio y 
Malda-Barrera, 2010), o adicionados con carbón activado (Moebius-Goldammer et 
al., 2003) (Tabla 2). 
 
3.1.1.2.2 Organogénesis indirecta 
 
La organogénesis indirecta, al igual que la directa, conlleva a la formación e 
inducción de meristemos adventicios, sin embargo esta vía se caracteriza por la 
formación, y en algunos casos, por la proliferación de callo intermedio derivado de 
las células que fueron estimuladas inicialmente. Los órganos generados se forman 
cuando, en el explante, algunas células o grupos de ellas experimentan un proceso 
de redeterminación a través de las constantes divisiones mitóticas, hasta que 
finalmente algunas adquieren un estado de competencia organogénica y pueden 
diferenciarse. Como resultado se obtienen masas de callo y de éstas se originan 
estructuras unipolares que pueden dar lugar a nuevos órganos o plantas (Gahan y 
George, 2008; George y Debergh, 2008; Motte et al., 2014). 
De manera general, la organogénesis indirecta en cactáceas se ha conseguido 
mediante el cultivo de prácticamente cualquier tejido de la planta, sin necesidad de 
que en él exista tejido meristemático (areolas) y mediante el uso de un amplio rango 
de concentraciones de reguladores de crecimiento, especialmente de auxinas y 
citocininas, como el ANA (0.∙∙L-1 – 6 mg∙L-1) y el BA (0.1 mg∙L-1 - 5 mg∙L-1), 
respectivamente (Tabla 2). Sin embargo, se ha señalado que existe una relación 
23 
 
directa entre el uso de altas concentraciones de reguladores y la formación de callo 
(Pérez-Molphe-Balch et al., 2015). No obstante, en la mayoría de los casos, el medio 
empleado para inducir la regeneración no conduce al crecimiento, elongación y 
enraizamiento de los brotes, por lo que es necesario realizar subcultivos de éstos 
en medios con un balance hormonal distinto, o diferente composición, como por 
ejemplo, adicionados con carbón activado, menor cantidad de sacarosa o carencia 
de reguladores de crecimiento, etc. (Moebius-Goldammer et al., 2003; George y 
Debergh, 2008; Martínez-Villegas et al., 2011; Soria-Campos et al., 2013). 
24 
 
Tabla 2: Estudios realizados para la propagación in vitro de especies pertenecientes a la familia Cactaceae mediante 
activación areolar y organogénesis indirecta. 
Especie Explante Medio de 
cultivo/sustrato 
Reguladores 
(mg·L-1, µM) 
Respuesta Referencia 
Mf Dm No % 
Coryphantha 
elephantidens 
CTransTPM (10 
mm ↔) 
MS100 K (2.3 µM) + 2,4-D (9.05 µM) Ca - 96 Wakhlu y Bhau, 
2000 
Ca MS100 K (6.9 µM) + 2,4-D (2.3 µM) BrOI - 23.6 
Br (1 mm ↔) MS100 - RtOD - - 100 
BrRz (20 mm ↔) Ar1 + Vr1 + Ti1 - A - - 100 
Turbinicarpus 
laui 
S MS100 - G - - 41.7 Mata-Rosas et al., 
2001 SLPlt MS100 BA (4.44, 13.32 µM) Ca - - 100 
BA (8.80 µM) BrOI - 269.8 - 
BA (13.32 µM) + ANA (2.68 
µM ) 
BrOI - 146.2 - 
Br (5-10 mm ↔) MS50 - RtOD - - - 
BrRz Gf1 + AV1 + Ti1 - A - - 94-100 
Mammillaria 
haageana ssp. 
san-angelensis 
Br MS100 AIA (34.25 µM) BrAA, 
OI 
- 26.77 94 Rubluo et al., 2002 
BrRz MS100 - A - - 83 
Pelecyphora 
aselliformis 
Plt MS100 BA (2.2 µM) BrAA - 6.5 - Pérez-Molphe-
Balch y Dávila-
Figueroa, 2002 
ApBr (4 mm ↔) MS100 BA (8.8 µM) BrAA - 13.7 - 
STransBr (4 mm 
↔) 
MS100 BA (8.8 µM) BrAA - 13.03 - 
Br MS100 + CA 3 g∙L-1 - El - - - 
Br MS100 RtOD - - 89 
BrRz Ar1 + Ti1 A - - 88 
Pelecyphora 
strobiliformis 
Plt MS100 BA (2.2 µM) BrAA - 3.8 - 
ApBr (4 mm ↔) MS100 BA (8.8 µM) BrAA - 10.20 - 
STransBr (4 mm 
↔) 
MS100 + Sac 50 g∙L-1 BA (8.8 µM) BrAA - 12.37 - 
Br MS100 + CA 3 g∙L-1 - El - - - 
Br MS100 RtOD - - 87 
BrRz Ar1 + Ti1 A - - 88 
25 
 
Tabla 2: Continuación 
 
 
Especie Explante Medio de 
cultivo/sustrato 
Reguladores 
(mg·L-1, µM) 
Respuesta Referencia 
Mf Dm No % 
Cephalocereus 
senilis 
STllPJ MS100 BA (3 mg) + ANA 
(0.3 mg) 
Ca, 
BrAA 
- 1 - Choreño-Tapia et 
al., 2002 
Plt (25 mm ↔, 
10 mm ø) 
MS100 BA (3 mg) + ANA 
(0.3 mg) 
BrAA - 5.6 - 
SMPlt MS100 BA (3 mg) + ANA 
(0.3 mg) 
Br 8 mm ↕, 
6 mm ø 
7.2 - 
BrRz MS100 - RtOD - - 
Ariocarpus 
kotschoubeyanus 
S MS100 - G - - 70 Moebius-
Goldammer et al., 
2003 
TPlt (2-7 mm 
↔) 
MS100 BA (4.4 µM) BrAA - 1.2 - 
BA (13.3 µM) + ANA 
(5.4 µM) 
BrOI - 6.3 - 
Br (5-15 mm 
↔) 
MS50 + CA 1 g∙L-1 - RtOD - - - 
BrRz - - A - - 95-100 
Schlumbergera 
spp. 
SFld MS100 + VtStaba BA (3.5 µM) + AIB 
(2.5 µM) 
BrAA - 6 - Sriskandarajah y 
Serek, 2004 
Ca (10 mm ø) MS100 + VtStaba BA (3.5 µM) + AIB 
(2.5 µM) 
BrOI - 2 - 
Br MS100 + VtStaba AIB (4.9 µM) RtOD - - - 
BrRz Pin - A - - 90 
Rhipsalidopsis 
spp. 
SFld MS100 + VtStaba BA (3.5 µM) + AIB 
(2.5 µM) 
BrAA - 15 - 
Ca (10 mm ø) MS100 + VtStaba BA (3.5 µM) + AIB 
(2.5 µM) 
BrOI - 10 - 
Br MS100 + VtStaba AIB (4.9 µM) RtOD - - - 
BrRz Pin - A - - 90 
26 
 
Tabla 2: Continuación 
 
 
 
 
Especie Explante Medio de 
cultivo/sustrato 
Reguladores 
(mg·L-1, µM) 
Respuesta Referencia 
Mf Dm No % 
Mammillaria 
mathildae 
S MS50 - G - 91 García-Rubio y 
Malda-Barrera, 
2010 
Ap (5 mm ↔) MS100 - BrAA - 1.4 - 
SLaPlt (7 mm ↔) MS100 - BrAA - 4.09 - 
SBPlt (3 mm ↔) MS100 - BrAA - 0.59 - 
Br (10-15 mm↔) MS100 - RtOD - - 97 
BrRz Sph1 + Agr1 - A - - 98 
Stenocereus stellatus S MS100 - G - - 24 Martínez-Villegas 
et al., 2011 
SLaPlt (10 mm ↔) MS100 BA (17.6 µM) BrAA - 8 - 
Br