Estudio-comparativo-utilizando-2-diferentes-tipos-de-silicon-para-la-conservacion-de-corazones-de-canino-mediante-la-tecnica-de-plastinacion

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTONOMA 
DE MÉXICO 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
CUAUTITLAN 
ESTUDIO COMPARATIVO UTILIZANDO 2 DIFERENTES 
TIPOS DE SILICÓN PARA LA CONSERVACIÓN DE 
CORAZONES DE CANINO MEDIANTE LA TÉCNICA DE 
PLASTINACIÓN. 
TESIS 
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE: 
MÉDICA VETERINARIA ZOOTECNISTA 
PRESENTA: 
SUSAN RODRÍGUEZ MIRANDA 
ASESOR: DR. CARLOS GERARDO GARCÍA TOV AR 
COASESOR: MVZ. JOSÉ LUIS NIETO BORDES 
CUAUTITLAN IZCALLI. EDO. DE MEX. 2010 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLAN 
UNIDAD DE LA ADMINISTRACION ESCOLAR 
DEPARTAMENTO DE EXAMEN ES PROFESIONALES 
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'. -u. N. A. M. 
AS U NT O :\-)l€)m0SEAP¡f~S.J3A TORIOS 
SUPERIORES C(~UTlTLA~ 
DRA. SUEMI RODRIGUEZ ROMO 
DIRECTOR DE LA FES CUAUTITLAN 
PRESENTE 
DEPARTAMENTO DE 
EXA.MENES PROFWONALE& 
ATN: L. A. ARACELI HERR'ERA HERNANDEZ 
Jefe del Departamento de Exámenes 
Profesionales de la FES Cuautitlán 
Con base en el arto 28 del Reglamento General de Exámenes, nos permitirnos 
comunicar a usted que revisamos la Tesis: 
Estudio comparativo utilizando 2 diferentes tipos de silicón 
para la conservaci6n de corazones de canino mediante la 
técnica de plastinación. 
que pr~senta la , pasante: Susan Rodríguez Miranda 
con numero de cuenta: 403020416 para obtener el título de : 
Médica Veterinaria Zootecnista 
Considerando que dicho trabajo reúne los requisitos necesarios para ser discutido en 
el EXAMEN PROFESIONAL correspondiente, otorgamos nuestro VOTO APROBATORIO. 
ATENTAMENTE 
"POR MI RAZA HABLARA EL ESPIRITU" 
Cuautitlán Izcalli, Méx. a 23 de _M=ay.L..::::..o ______ " de 2010 
PRESIDENTE MVZ.Carlos Lorenzo García 
VOCAL Dr. CarIes Gerardo García 
SECRETARIO MC. Gerardo Garza Malacara 
PRIMER SUPLENTE MC. Enrique Flores Gasca 
SEGUNDO SUPLENTEMVZ. Gabriela Fuentes Cervantes;_----.;;4::~~;:z~--.....:... 
DEDICATORIA 
Tus brazos siempre se abrían cuando quería un abrazo. Tu corazón comprendía 
cuándo necesitaba una amiga. Tus ojos tiernos se endurecían cuando me hacía 
falta una lección. Tu fuerza y tu amor me guiaron y me dieron alas para volar. 
Gracias Mami, por esta oportunidad que me brindas; sin tu apoyo y sin tu ejemplo 
no estaría ahora cumpliendo mis sueños. 
Tú eres mi ejemplo mas grande. Tú eres el ejemplo que quiero seguir y es a ti a 
quien quiero premiar con mi esfuerzo, gracias por sacrificarte y darnos todo a mi y 
a mis hermanos, pero sobre todo el amor y cariño que siempre nos has regalado 
y nos seguirás regalando desde el cielo mamita. 
Atentamente: 
SUSAN 
AGRADECIMIENTOS 
Hoy aprendo a decir Gracias: 
Gracias a Dios por la oportunidad de existir y por escuchar siempre mis 
oraciones. 
Gracias a mi mami por darme el regalo más preciado que es la vida, por 
enseñarme a ser fuerte ante cualquier situación, por tu esfuerzo para que yo 
estudiara y por estar siempre conmigo. 
Gracias a mi papá ya mis hermanos Javier, Robert y Gabi porque sin ustedes, su 
apoyo y cariño, yo no podría haber llegado a este momento, gracias porque al ser 
mi familia me dan la fuerza para seguir adelante. 
Gracias a mis abuelitos Maura, Tomas (q.e.p.d.), Aurora y Benardo, por darme a mis 
padres y por darme su gran amor. Gracias a mis tíos que siempre se preocuparon 
y me dieron su apoyo. 
Gracias a mis asesores Dr. Carlos Gerardo García Tovar y MVZ. José Luis Nieto 
Bordes por permitir que aprendiera muchas cosas y por dejar que formara parte 
de este proyecto. Gracias al Sr. Abel y al MVZ. Miguel Angel Carmona por su 
valiosa ayuda. 
Gracias a mis amigos: Adriana DJ. Claudia C. Ernesto B. David M. Delman F. 
Dulce R. Gabriela F. Margarita A. Nelly C. Norma Z. Victor M. Yesica T. Alejandra 
L. Carlos O.(q.e.p.d) Tania. Janet M. Silvia T. y Viridiana H. por darme un abrazo 
cuando mas lo necesitaba y por hacer de mi vida estudiantil algo especial e 
inolvidable porque los conocí. 
Gracias a esos seres que Dios puso en mi camino y que por ellos decidí esta 
profesión, a mi perrito Nerón ya todas las mascotas que fueron un miembro mas 
de mi familia. 
Gracias a los profesores de MVZ de la FESC. de quienes me llevo lo bueno y lo 
malo que me será útil en mi vida profesional. 
Gracias a la FES Cuautitlan y sobre todo a la UNAM porque puedo decir: 
"ORGULLOSAMENTE UNAM". 
Este trabajo se realizó con el apoyo del proyecto PAPIME "Aplicación de técnicas 
de conservación en la producción de piezas anatómicas como apoyo a la 
enseñanza de la Anatomía Veterinaria" (Clave PE 201610) Y de la Cátedra de 
Investigación "Morfología Veterinaria y Biología Celular". 
INDICE 
1. RESUMEN ................................................................... 1 
2. INTRODUCCiÓN ... ........................................................ 2 
3. JUSTIFICACiÓN ... ......................................................... 8 
4. OBJETiVOS ...... ............................................................ 9 
5. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................... 10 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ......................................... 14 
7. CONCLUSIONES ... ...................................................... 22 
8. BIBLIOGRAFíA ............................................. ............... 23 
RESUMEN 
La plastinación es un moderno método para la conservación duradera de materia orgánica, 
creada por el anatomista alemán Gunther Van Hagens. Consiste en la sustitución de agua y 
lípidos de los tejidos biológicos por un polímero curable (silicona, epoxy, poliéster) el cual es, 
posteriormente, endurecido. La clase de polímero a utilizar, determinará las propiedades 
ópticas (transparente u opaco) y mecánicas (flexible afirme) del espécimen impregnado. Las 
piezas fijadas de esta manera mantienen la textura y coloración del tejido vivo, además son 
más resistentes que las piezas fijadas por medio de las técnicas clásicas. La técnica incluye 
cuatro etapas: fijación, deshidratación, impregnación forzada (en congelación y vacío) y 
curado. 
El presente trabajo se realizó en el laboratorio de apoyo técnico de anatomía de la FES 
Cuautitlán UNAM con el fin de evaluar el uso de 2 diferentes silicones, Silastic T-2® 
(Dow Corning, Kaucho Químico S.A. de C.v.) y S-10® (Biodur) en 20 corazones de caninos 
para su conservación mediante la técnica de plastinación y ser utilizados en su estudio 
anatómico. Los órganos fueron divididos en 2 grupos de 10 corazones cada uno. Los 
resultados obtenidos muestran que los corazones plastinados con T-2® y S-10® mostraron 
una diferencia en cuanto a sus características morfológicas, con una disminución de volumen 
de los primeros en comparación con los segundos, esto sin afectar la calidad de los 
corazones plastinados con T -2® para su utilización en la docencia, además de contar con la 
ventaja de su fácil adquisición en el país y sin necesidad de implementar equipos costosos 
para la realización de la técnica, ya que, a diferencia de la técnica utilizada para el silicón S-
10®, con el silicón T-2® la impregnación se hace a temperatura ambiente. 
1 
INTRODUCCiÓN 
El sistema circulatorio está compuesto por dos componentes separados pero relacionados: el 
sistema cardiovascular sanguíneo y el sistema vascular linfático. El sistema cardiovascular 
sanguíneo consta de una bomba dividida en cuatro compartimientos; el corazón y una redde 
vasos por los cuales circula la sangre y su función es transportar sangre en ambas 
direcciones entre el corazón y los tejidos por lo cual produce circulación en dos sentidos. La 
función del sistema vascular linfático es recolectar la linfa, que es el exceso de líquido tisular 
extracelular y devolverlo al sistema cardiovascular. Por tanto brinda transporte en un solo 
sentido. (Dyce, 2002). 
El corazón es un órgano muscular, hueco y de forma Canica, la base está en dirección 
cráneodorsal y está sujeto a otras formaciones torácicas por los troncos arteriales y venosos, 
y por un saco que lo envuelve llamado pericardio. (Fig.1) 
Fig. 1. Forma del corazón de canino 
Se localiza en el interior de la cavidad torácica ocupando desde el espacio intercostal 111 
hasta el V o VI. Su forma recuerda a la de un cono en cuyo caso la base del mismo se ubica 
al nivel del espacio intercostal 111 y el vértice está localizado sobre el piso torácico muy cerca 
del esternebra VII. El corazón se encuentra cubierto por los pulmones lateralmente, 
dorsalmente es sostenido por los grandes vasos que llegan o salen de él mientras que 
ventralmente el ligamento frenicopericardico lo sujeta al diafragma. (Evans, 1993) 
Bombea la sangre hacia dos circuitos separados: el circuito pulmonar (circulación menor), 
que transporta sangre hacia los pulmones, y el circuito general (circulación mayor), que 
distribuye sangre a todos los órganos y tejidos del cuerpo y desde ellos. Estos circuitos están 
formados por arterias, capilares y venas. Las arterias son una serie de vasos que transportan 
sangre desde el corazón y que se va ramificando en vasos de diámetro cada vez más 
pequeños para irrigar todas las regiones del cuerpo con sangre; los capilares forman lechos 
que llevan el mismo nombre, son redecillas de vasos de paredes muy delgadas en los que se 
intercambian o pasan gases, nutrientes, desechos metabólicos, hormonas y sustancias de 
señalamiento entre la sangre y los tejidos del cuerpo para apoyar a las actividades 
2 
metabólicas normales; por último, las venas, que son vasos que drenan lechos capilares y 
forman vasos cada vez de mayor calibre para devolver la sangre al corazón.(Frandson, 1985) 
Anatomía del corazón 
El estudio de la anatomía del corazón iniCia describiendo su superficie y estructura, para 
posteriormente detallar la anatomía interna. 
Superficie del corazón 
Debido a que el corazón durante su desarrollo gira sobre su eje, la parte correspondiente al 
lado derecho queda craneal y su lado izquierdo está caudalmente, por lo que al observar el 
corazón in situ se pueden identificar dos superficies, que abarcan parte del lado derecho e 
izquierdo del corazón. La derecha tiene en su base la parte correspondiente a los atrios, de 
ahí que se denomine superficie atrial. La izquierda se caracteriza por tener en su base a las 
aurículas de los atrios, por lo que se denomina superficie auricular. (Adams, 2004) 
Al observar la superficie del corazón se nota la presencia del surco coronario, cerca de la 
base y el cual marca la separación entre los atrios y ventrículos. Contiene mucha grasa que 
envuelve a las arterias coronarias y rodea al corazón, excepto en el origen de la arteria 
pulmonar en donde se interrumpe. (Frandson, 1985)(Fig. 2) 
Existen 2 atrios (derecho e izquierdo), que internamente están separados por el tabique 
interatrial, 2 ventrículos (derecho e izquierdo), a su vez separados internamente por el 
tabique interventricular. La ubicación del tabique interventricular se puede determinar 
externamente por la presencia del surco interventricular formado por dos partes, el surco 
subsinusal (en la superficie derecha o atrial) y el surco paraconal (superficie izquierda o 
auricular). (Adams, 2004; Dyce, 2002)(Fig. 2) 
A B 
Fig. 2. A) Vista izquierda y B) derecha. 1. Ventrículo derecho; 2. Ventrículo izquierdo; 3. Aurícula izquierda; 4. 
Surco paraconal; 5. Tronco pulmonar; 6. Aurícula derecha; 7. Aorta; 8. Surco subsinusal; 9. Surco coronario. 
3 
Estructura del corazón 
La pared del corazón consta de 3 capas, una externa serosa que se llama epicardio, una 
endotelial interna llamada endocardio y una gruesa capa muscular intermedia que es el 
miocardio. 
El endocardio es una capa de células endoteliales escamosas que tapiza las cámaras 
cardíacas, cubre sus válvulas y se continúa con la capa interna de los vasos; de esta capa se 
derivan las cúspides y las cuerdas tendinosas de las válvulas atrioventriculares. 
El miocardio es el músculo cardíaco formado por músculo estriado involuntario. Se divide en 
atrial y ventricular, siendo mucho más delgado el atrial. Por otro lado el miocardio del 
ventrículo izquierdo es más grueso que el derecho. A nivel del tabique atrioventricular, el 
miocardio atrial y ventricular están separados por cuatro anillos fibrosos que rodean a los 
orificios que comunican a los atrios con los ventrículos (anillos atrioventriculares derecho e 
izquierdo) y a los orificios de origen de las arterias aorta y pulmonar (anillos aórtico y 
pulmonar). 
El epicardio es en realidad la lámina visceral del pericardio seroso, que se describe más 
adelante. (Dyce, 2002) 
El pericardio es un saco fibroseroso que envuelve al corazón, raíces de las arterias aorta y 
pulmonar, y terminaciones de las venas cavas, ácigos y pulmonares. Estructuralmente está 
formado por una lámina fibrosa y otra serosa: 
a) Lámina fibrosa.- bolsa fibrosa que se origina de la base del corazón y lo envuelve, así el 
corazón se mantiene aislado del resto de órganos torácicos. 
b) Lámina serosa.- membrana serosa que se subdivide en dos láminas, parietal y visceral. La 
lámina parietal reviste al pericardio fibroso, la lámina visceral se une firmemente al músculo 
cardíaco formando al epicardio. Estas láminas se encuentran separadas por un espacio 
apreciable, la cavidad pericárdica, dentro de la cual se encuentra al líquido pericárdico. 
(Dyce, 2002) 
Anatomía interna del corazón 
El corazón está dividido en cuatro cámaras dos atrios, derecho e izquierdo y dos ventrículos 
derecho e izquierdo. 
El atrio derecho está dividido en dos partes: el seno venoso (de las venas cavas) y un 
apéndice llamado aurícula. El seno venoso es la cavidad del atrio en donde vacía la sangre 
procedente de las venas cavas y se mezcla con aquella proveniente de las venas coronarias 
y que termina en el seno coronario. En la superficie interna del atrio, entre los orificios de las 
venas cavas craneal y caudal existe una elevación, el tubérculo intervenoso, que evita la 
confrontación entre las corrientes de las cavas mediante la desviación ventral de ambas 
hacia el orificio atrioventricular derecho. En el interior de la aurícula se encuentran unos 
delgados relieves musculares de forma irregular denominados músculos pectinados. Todos 
estos músculos parten de una elevación del miocardio (la cresta terminal), que marca el 
límite entre la aurícula y el seno venoso. Externamente la cresta terminal se aprecia como un 
surco, el surco terminal. (Adams, 2004) 
4 
Los atrios derecho e izquierdo están separados por el tabique interatrial. En la vida fetal en el 
tabique interatrial hay un orificio que comunica ambos atrios, el foramen oval y que después 
del nacimiento este cierra su luz, quedando solo una depresión apreciable en el lado del 
tabique hacia el atrio derecho, la fosa oval. (Adams, 2004) 
El ventrículo derecho recibe el flujo sanguíneo proveniente del atrio derecho a través del 
orificio atrioventricular derecho en donde se encuentra la válvula atrioventricular derecha, la 
cual está formada por tres cúspides, por lo que esta válvula se conoce como válvula 
tricúspide. Sobre el borde libre de las cúspides se anclan las cuerdas tendinosas, que 
provienen de unas elevaciones del miocardio llamadas músculos papilares. (Adams, 2004) 
Del ventrículo derecho, a través del orificio pulmonar, surge la arteria pulmonar. En este 
orificio existen tres valvulillas semilunares que forman la válvula pulmonar.El área del 
ventrículo en donde se origina la arteria pulmonar se denomina cono arterioso y está 
limitado por el tabique interventricular y una elevación que lo separa del orificio 
atrioventricular derecho la cresta supraventricular. (Adams, 2004) 
La pared interna del ventrículo presenta crestas musculares llamadas trabéculas carnosas 
que son menos aparentes en el cono arterioso. Además en la cavidad del ventrículo derecho 
existen una o más trabéculas septomarginales que cruzan la luz del ventrículo desde el 
tabique interventricular hasta la pared marginal del mismo. (Adams, 2004) 
El atrio izquierdo recibe a las venas pulmonares a través de los orificios de las venas 
pulmonares. Al igual que el atrio derecho presenta dos partes, el seno venoso (de las venas 
pulmonares) y el apéndice terminal ciego o aurícula izquierda, que también presenta 
músculos pectinados, aunque es de notarse la ausencia de una cresta terminal. En la 
superficie del tabique interatrial orientada hacia el atrio izquierdo, a nivel de la fosa oval, se 
aprecia el pliegue oval que es el vestigio de lo que en vida fetal fue la válvula del foramen 
oval. (Adams, 2004) 
El ventrículo izquierdo recibe el flujo sanguíneo del atrio izquierdo a través del orificio 
atriventricular izquierdo en donde se encuentra la válvula atrioventricular izquierda la cual 
cuenta con dos cúspides por lo que se le denomina válvula bicúspide o mitral, también 
presenta cuerdas tendinosas, músculos papilares, trabéculas carnosas y septomarginales 
semejantes a las del ventrículo derecho. En el ventrículo izquierdo se localiza el vestíbulo 
aórtico en donde se sitúa el orificio aórtico que marca la salida de la aorta ascendente. En el 
orificio se encuentra la válvula aórtica que cuenta con tres valvulillas semilunares. En las 
proximidades del orifico aórtico se encuentran las dos primeras ramas de la aorta, las arterias 
coronarias, que irrigan al corazón y se aprecian como dos orificios sobre la superficie interna 
de la aorta. (Adams, 2004) 
El corazón de canino 
El corazón del canino difiere extraordinariamente en forma y posición del de los animales de 
mayor talla. El peso absoluto del corazón de un perro de tamaño medio es de 400 a 600 
gramos y representa del 0.9 al 2.2% de peso total del cuerpo. El peso relativo está sujeto a 
amplias variaciones. Es grande en los perros de caza y en los adiestrados para carreras y 
trabajo. En los perros gordos o de vida sedentaria puede ser solo de 0.5%.(Sisson, 1981) 
5 
PLASTINACIÓN 
La preservación de cadáveres y especímenes es un proceso descrito desde la antigüedad, 
los egipcios aportaron al conocimiento médico y de la industria funeraria el uso de sustancias 
químicas y técnicas para embalsamar; son clásicas las descripciones anatómicas de las 
obras de Hipócrates, Galeno, Avicena, Vesalio, Leonardo da Vinci, entre otros, y las 
ilustraciones anatómicas de importantes artistas como el mismo da Vinci, Rembrandt y en la 
modernidad, Testug Latarget. (Jiménez, 1995) 
La demostración de especímenes completos o cortes anatómicos es un ejercicio importante 
en la enseñanza e investigación anatómica, ya que permite reconocer, describir y analizar las 
estructuras que constituyen al organismo en su posición tridimensional y sus relaciones 
espaciales. Las operaciones tradicionales que permiten obtener piezas fijadas para el estudio 
anatómico se denomina embalsamiento y se ha mejorado permitiendo en la actualidad que 
las piezas preparadas puedan resistir varios grados de manipulación. (Gersenowies, 1998) 
Por lo cual durante varios siglos los científicos han intentado crear un método efectivo y 
seguro de conservación y de larga preservación de especímenes, ya que preparaciones 
anatómicas creadas en el pasado tienen muchas desventajas. (Sivrev, 2005) Tal es el 
ejemplo de las piezas fijadas con una solución de formol al 8 o 10%, que obtienen una 
preservación de 4 a 5 años. Sin embargo, diversos estudios han demostrado que el formol 
tiene un efecto toxico y carcinógeno. Esto motivo la búsqueda de otros métodos de 
preservación de organismos, entre los cuales destaca la substitución del agua por diversos 
compuestos que permiten una mejor preservación y manejo de los especímenes. Se han 
utilizado los polímeros sintéticos para la preservación de los organismos, incluyéndolos en 
bloques gruesos de resina los cuales no son de fácil manejo siendo utilizados como material 
de exhibición y museo, teniendo una preservación inadecuada de la coloración 
natural.(Gersenowies, 1998) 
Las técnicas anatómicas que actualmente se usan, en forma rutinaria, para fines docentes y 
de investigación (fijación en formol, alcohol, etc.), si bien son económicas, adolecen de 
múltiples defectos, destacándose la corta vida media de los preparados anatómicos y en 
algunos casos la poca fidelidad con respecto al material vivo. (Olivares, 1999) 
El formol ha estado en uso durante más de un siglo como desinfectante y conservador. En la 
enseñanza de la anatomía, el uso de preparaciones cadavéricas sigue siendo el método mas 
eficiente para lograr que el estudiante comprenda y retenga por más tiempo el conocimiento 
que le será útil en su ejercicio profesional futuro. Los estudiantes de medicina veterinaria por 
lo general tienen una experiencia de primera mano con esta sustancia en sus primeros días 
de estudio de anatomía práctica. Debido a la exposición a este reactivo se presentan 
síntomas como irritación de ojos y vías respiratorias así como cambios en las células 
epiteliales en la boca y linfocitos en sangre. (Adbelhay, 2007) 
La plastinación es un moderno método para la conservación duradera de materia orgánica, 
creada por el anatomista alemán Gunther Von Hagens (Von Hagens, 1979) quien comenzó a 
trabajar en su desarrollo desde la década de los años 70 del siglo XX y entre 1980 y 1982 
patentó en Europa y Norteamérica los productos diseñados en su laboratorio como la 
silicona, los polímeros y las resinas de tipo epóxico, así como los catalizadores y los equipos 
necesarios para la técnica, e igualmente la plastinación como tal; al finales del siglo XX 
6 
entregó sus conocimientos al servicIo de la humanidad y se dedicó a la exposición en 
diferentes partes del mundo. (Olivares, 1999; Sivrev, 2005) 
La plastinación consiste en la sustitución de agua y lípidos de los tejidos biológicos por un 
polímero curable (silicona, epoxy, poliéster) el cual es, posteriormente, endurecido 
(Olivares,1999; Sivrev, 2005) La clase de polímero a utilizar, determinará las propiedades 
ópticas (transparente u opaco) y mecánicas (flexible o firme) del espécimen impregnado. Las 
piezas fijadas de esta manera mantienen la textura y coloración del tejido vivo, además son 
más resistentes que las piezas fijadas por medio de las técnicas clásicas. (Von Hagens, 
1979; Miklosova, 2004) 
Existen tres variaciones de la técnica: 
1.- La impregnación en silicona, usada para especímenes enteros y órganos, obteniendo una 
apariencia natural y preparados flexibles, siendo usados para fines docentes. (Jiménez, 
2005) 
2.- La impregnación con epoxy, para la obtención de cortes de órganos o cuerpos enteros 
transparentes, es utilizada para fines de investigación. (Olivares, 1999) 
3.- La impregnación con biopolímeros, obteniendo preparados opacos, rígidos y quebradizos, 
esta técnica es utilizada para cortes de encéfalo. (Olivares, 1999) 
La técnica incluye cuatro etapas: fijación, deshidratación, impregnación forzada (en 
congelación y vacío) y curado. (Gersenowies, 1998) 
La fijación se realiza, mediante inyección o inmersión del cadáver o espécimen en soluciones 
de formalina acuosa al 10% por un periodo de 1 a 4 semanas de acuerdo con el tamaño del 
órgano; durante esta etapa se recomienda disecar según las estructuras que se quieran 
demostrar. (Ruiz, 2003) 
Para la deshidratación se recomienda la inmersión del preparado o cuerpo en baños de 
acetona que deben iniciarse en concentraciones no mayores del 70%; semanalmentese 
cambia el baño aumentando la concentración del solvente hasta lograr una deshidratación 
por lo menos del 99% la cual se determina mediante el acetonómetro. Esta etapa debe 
realizarse a bajas temperaturas pues de lo contrario a temperatura ambiente, los 
especímenes o los órganos sufren un grado de contracción, denominada retracción.(Henry, 
1997; Ruiz, 2003) 
Para la impregnación forzada se debe elegir entre siliconas, polímeros y epóxidos; el proceso 
se lleva acabo mediante una cámara y una bomba de vacío; la presión de vacío generada en 
la cámara facilita la evaporación del solvente y el ingreso al tejido de las moléculas del 
material seleccionado. Se realiza a bajas temperaturas, por debajo de 15°C. (Miklosova, 
2004) El proceso del curado varia según del material utilizado: para los especímenes 
impregnados con silicona se utiliza una cámara de gas y luego se mantiene al espécimen 
hasta por seis meses en un recipiente o una bolsa sellados (el periodo se determina por el 
tamaño del órgano o preparado anatómico); para los cortes impregnados por polímeros o 
resinas de tipo epóxido se recomienda el uso de calor o luz ultravioleta por 24 horas; durante 
la etapa del curado se deben eliminar los restos del material utilizado.(Henry, 1997; 
Miklosova, 2004) 
7 
JUSTIFICACiÓN 
El silicón 8-10® es utilizado en la técnica de rutina de plastinación por todo el mundo dando 
buenos resultados en diferentes estudios realizados, sin embargo su costo y adquisición son 
complicados, además la técnica requiere de congelación por lo que requiere de congeladores 
que elevan su costo. Nosotros proponemos el uso del silicón silastic T -2® debido a que nos 
permite realizar la técnica de plastinación a temperatura ambiente, a diferencia del método 
con silicón 8-10® en la que la impregnación forzada se tiene que realizar a -20°C. Lo anterior 
hace que el método utilizado con silastic T -2® sea más sencillo y no se requiera la 
instalación y adaptación de equipos costosos para mantener los estados de congelación y 
vacío requeridos por este método. 
8 
OBJETIVOS 
Objetivo general: 
Evaluar la utilización de 2 diferentes silicones, silasctic T-2® (Kaucho Químico) y 8-10® 
(Biodur), para la conservación mediante la técnica de plastinación de corazones de canino en 
cuanto a sus características morfológicas. 
Objetivos particulares: 
1. Obtener corazones de canino conservados para ser utilizados en su estudio anatómico. 
2. Aplicar la técnica de plastinación como método de conservación en corazones de canino 
con silicón silastic T-2® y 8-10®. 
3. Determinar las diferencias en cuanto a la calidad obtenida en la aplicación de los dos tipos 
de silicón (silastic T-2 ®y 8-1 O®). 
9 
MATERIALES Y METODOS 
Biológico: 
20 corazones de la especie canina 
Químico: 
Formalina acuosa al 10% 
8ilicón 8-10® (Biodur) 
Hardener 8-3 
Agente curador 8-6 
8ilicón silastic T -2® 
Agente curador T-2® 
Aceite fluido DC 200/350 
Instrumental: 
Cuchillos 
Estuche de disección 
Algodón 
Recipientes 
Refrigerador 
Congelador 
Acetonómetro 
2 Cámaras de vacío 
2 Bombas de vacío 
Cámara de curado 
Bomba de aire 
Hilo cáñamo 
Tela 
Bolsas de cierre hermético 
Brocha 
Báscula 
10 
METODOLOGíA 
El trabajo se realizó en el Laboratorio de Apoyo Técnico de Anatomía de la FES Cuautitlán 
UNAM, para lo cual se obtuvieron 20 corazones de cadáveres de canino (donados por 
Centro de Control Canino de Cuautitlán). Los cuales fueron divididos en 2 grupos con 10 
corazones cada uno. En el grupo 1 se utilizo el silicón S-10® y en el grupo 2 el silicón T -2®. 
En general la metodología es similar salvo en la fase de impregnación forzada y de 
polimerización (curado), los pasos a seguir fueron: 
Obtención y preparación del corazón. Se retiró el corazón de la cavidad torácica junto con los 
pulmones, para facilitar la extracción del corazón y la mayor parte de los vasos sanguíneos. 
Se llevó a cabo una disección sistemática y cuidadosa para lograr la visibilidad de las 
estructuras anatómicas que conforman al corazón. Al término de la disección se rellenaron 
las cavidades cardíacas y los vasos sanguíneos con algodón, con el fin de mantener su 
forma. (Fig. 3) 
Fig. 3. Obtención y preparación del corazón del perro para el procedimiento de plastinación. 
Posteriormente cada corazón se fijó por inmersión en solución fijadora de formalina acuosa al 
10% durante una semana. Después se procedió a realizar un lavado por inmersión con agua 
corriente durante 24 horas para retirar el exceso de la misma, y pasar a refrigeración a 4°C 
por un periodo de 12 horas, al término de este tiempo se retiró el algodón de su cavidad. 
El siguiente paso fue la deshidratación, cuyo objetivo fue remover la grasa y liquido tisular, 
para ser reemplazados por un solvente orgánico en este caso la acetona. Esta fase se 
realizó a temperaturas por debajo de los -20°C. 
11 
La deshidratación se realizó utilizando exclusivamente acetona en cuatro cambios cada uno 
de 1 semana, la deshidratación por inmersión en acetona se inicio a una concentración de 
97% en los dos primeros cambios, en el tercer y cuarto cambio se aumentó la concentración 
de la acetona al 100%. En esta etapa se utilizó el acetonómetro con el fin de garantizar la 
concentración final de la acetona después de cada paso; al término de la última incubación, 
la acetona quedó a una concentración del 99%, lo cual nos garantizó la deshidratación del 
órgano. 
La impregnación forzada se realizó utilizando una cámara y bomba de vacío. La presión del 
vacío generada en la cámara facilito la extracción de la acetona de los tejidos y su sustitución 
por el silicón. 
En este paso el grupo 1 se colocó en el silicón 8-10® + 8-3 (Biodur) dentro de la cámara de 
vacío la cual fue colocada dentro de un congelador a -20°C al cual se le adaptó una serie de 
tubos que permitieron conectar con la bomba de vacío que se mantuvo fuera del congelador. 
Posteriormente los corazones depositados en el silicón fueron sometidos a vacío a una 
presión de por lo menos 25mmHg. Durante 3 semanas, iniciando a 16-20 incHg (24 hrs.) y 
controlando la presión con las siguientes presiones: 50, 15, 5 Y menor a 5 mmHg por 2 o 3 
semanas, después se rompió la presión de vacío lentamente, se mantuvieron las piezas 
sumergidas en el 810/8-3 por 24 hrs., en congelación. Posteriormente se sacaron las piezas 
impregnadas de la cámara y se dejaron escurrir a -20°C y para iniciar la fase de curado. 
Mientras que los 10 corazones del grupo 2 se depositaron en silicón transparente 8ilastic T-
2®. Posteriormente los corazones depositados en el silicón fueron sometidos a vacío a una 
presión de por lo menos 25 mmHg, a temperatura ambiente este proceso tuvo una duración 
de 3 semanas, similar al proceso aplicado para biodur, solo que se hizo a temperatura 
ambiente. 
Al término de la impregnación los corazones se pusieron a escurrir para eliminar los restos 
de silicón y posteriormente pasaron a la etapa de polimerización (curado). 
La polimerización se llevo a cabo en el grupo 1 mediante la gasificación del agente curador 
8-6 por lo cual se colocaron en una cámara de curado que mantuvo los órganos en contacto 
con los vapores durante 3 semanas. (Fig. 4) 
12 
Fig. 4. Proceso de polimerización del grupo 1 (8-1 o®) en una cámara de curado. 
La polimerización para el grupo 2 se realizó aplicando directamente el agente curador T -2® a 
los órganos y en las primeras 24 a 48 hrs. se sometieron a una presión de vacío de 15 
mmHg, pasado este tiempo se retiraron de la cámara y se dejaron a temperatura ambiente 
para realizar el curado. 
Al término de la polimerización ambos grupos se colocaron en bolsas de plástico con cierre. 
Para el término del curado se retiró el exceso de silicón que trasudaba de los órganos 
mediante la limpieza con un lienzo seco y limpio. (Fig. 5) 
Fig. 5. Corazones colocados en bolsa con sello hermético en la última etapa de plastinación 
13 
RESULTADOS Y DISCUSiÓN 
En el presente trabajo se hizoun estudio comparativo de plastinación de corazón de canino 
utilizando dos diferentes silicones. Para obtener los resultados comparativos se hicieron una 
serie de mediciones y evaluación cualitativa con el fin de determinar cual es el mejor silicón 
para ser empleado de forma rutinaria en el laboratorio. 
Todas las mediciones se realizaron al inicio (1), después de la fijación (F) y al término de la 
plastinación (P). (Fig. 6). Las medidas se realizaron de acuerdo a como se ilustra en la figura 
7. Los datos obtenidos fueron divididos en dos grupos: datos cuantitativos (peso, tamaño del 
surco coronario, tamaño de aurícula al ápice y tamaño de la vena al ápice) y datos 
cualitativos (forma, color, olor y textura). 
Inicio de la plastinación (1) Después de la fijación (F) 
Término de la plastinación (P) 
Fig. 6. Se muestran 3 imágenes de los corazones (vista izquierda) durante el proceso de la plastinación. 
14 
Datos cuantitativos 
Se realizaron comparaciones intragrupos (datos cuantitativos dependientes) e intergrupos 
(datos cuantitativos independientes) mediante la prueba estadística de t student con un valor 
significativo de 0.05%. 
Estadística de datos dependientes a través de la prueba de t student, que consiste en la 
comparación del antes y después de los datos obtenidos en un mismo grupo. 
Para llevar a cabo la prueba estadística con mayor significancia se tomaron en cuenta los 
datos obtenidos al inicio de la plastinación (1) y al término de la plastinación (P) de cada uno 
de los grupos. (Fig. 8 Y 9) 
A B e 
Fig. 7. Imágenes de 3 corazones mostrando la localización en donde se realizaron las diferentes mediciones A) 
Tamaño del surco coronario, B) Tamaño de aurícula izquierda al ápice, C) Tamaño de vena pulmonar al ápice. 
GRUPO 1 (S-10®) 
Al inicio Al término 
Fig. 8. Imágenes de 2 corazones (vista izquierda) al inicio y al término de la técnica de plastinación, con silicón 
S-10® (BIODUR). 
15 
GRUPO 2 (T-2®) 
Al inicio Al término 
Fig. 9. Imágenes de 2 corazones (vista izquierda) al inicio y al término de la técnica de plastinación, con 
silicón silastic T-2® (Kaucho). 
Los resultados obtenidos mediante la prueba estadística de t student que se muestran en las 
tablas 1 y 2, se realizaron con un valor significativo de 0.05% (valor de t student 2.1009). 
Indicando que los corazones sometidos a la técnica de plastinación en los diferentes grupos 
disminuyeron su volumen de forma significativa considerablemente al término de la misma en 
comparación con las medidas obtenidas al inicio de dicho procedimiento. 
Para realizar la prueba estadística de datos independientes de t student, que consiste en la 
comparación de los datos obtenidos en dos diferentes grupos se procedió a obtener la media 
de cada una de las medidas al inicio, postfijación y al término de la plastinación de ambos 
grupos. (Tabla 3) 
MEDICIONES MEDIA T STUDENT 
Peso 69.2 8.14* 
Tamaño coronario 1.61 2.87* 
Tamaño aurícula/ápice 1.04 4.33* 
Tamaño pulmonar/ápice 0.6 5* 
Tabla. 1. En la tabla se muestra los resultados obtenidos: las medias (de las diferencias entre los momentos 
antes y después de la plastinación) y de t student del grupo 1 (BIODUR) de los datos dependientes. (*diferencia 
significativa) 
16 
MEDICIONES MEDIA T STUDENT 
Peso 53.7 8.53* 
Tamaño coronario 1.07 4.03* 
Tamaño aurícula/ápice 0.59 2.56* 
Tamaño pulmonar/ápice 1.04 2.73* 
Tabla. 2. En la tabla se muestra los resultados obtenidos: las medias (de las diferencias entre los momentos 
antes y después de la plastinación) y de t student del grupo 2, silicón 
T-2 ® de los datos dependientes. (*diferencia significativa). 
VARIABLE Grupo 1 MEDIA DS Grupo 2 MEDIA DS T STUDENT 
(N) (N) 
Peso (1) 10 211.5 58.48 10 155 .6 37.61 2.54 * 
Peso (F) 10 214.2 58 .11 10 159.5 38.93 2.51 * 
Peso (P) 10 142.3 36.49 10 101.9 26.04 2.89 * 
Tamaño coronario (1) 10 21.51 2.47 10 18.85 1.54 2.93 * 
Tamaño coronario (F) 10 22.14 2.5 10 21.04 1.7 1.68 
Tamaño coronario (P) 10 20.36 1.9 10 20.74 1.09 1.33 
Tamaño aurícula/ápice(l) 10 8 0.99 10 7.41 1.39 1.1 
Tamaño aurícula/ápice(F) 10 8.46 0.88 10 7.98 1.19 1.02 
Tamaño aurícula/ápice(P) 10 8.86 0.88 10 7.1 0.68 5.02 * 
Tamaño pulmonar/ápice(l) 10 9.87 1.17 10 7.89 1.65 3.1 4 * 
Tamaño pulmonar/ápice(F) 10 10.24 1.02 10 8. 13 1.63 3.52 * 
Tamaño pulmonar/ápice (P) 10 9.95 1.15 10 7.65 0.73 5.47 * 
Tabla. 3. Se muestran los resultados obtenidos de los datos independientes mediante la prueba de t student de 
dos diferentes muestras. (* diferencia significativa) 
La tabla 3 muestra los datos obtenidos de los grupos 1 y 2 los cuales fueron comparados 
para obtener el valor de la prueba t student, obteniendo como resultado que en las 
mediciones señaladas se presentó una diferencia significativa (*) entre ambos grupos. El 
grupo 2 presentó una disminución en peso (1, F, P), tamaño coronario (1), tamaño 
aurícula/ápice (P) y tamaño pulmonar/ápice (1, F, P) en comparación con el grupo 1 al 
término de la plastinación, esto pudo deberse a que los corazones de este grupo (silicón T-
2®) se pasaron de la deshidratación a temperatura de congelación y la impregnación forzada 
que se hizo a temperatura ambiente, esto pudo originar cierto grado de contracción del tejido 
tal y como lo hemos observado también en el caso de plastinación de encéfalos con este 
silicón (Martínez, 2006) y que ha sido reportado por Henry (1997) y Ruiz (2003) (Fig. 10). 
17 
Al BI A2 B2 
A3 B3 A4 B4 
A5 B5 
Fig. 10. Imágenes comparativas en diferentes vistas de 2 corazones plastinados con diferentes silicones 
S-10® (A) Y T-2® (B), vista izquierda (1), derecha (2), craneal (3), costado derecho (4), costado izquierdo (5). 
Datos cualitativos 
Todas las mediciones para las características de forma, color, olor y textura, se realizaron al 
término de la plastinación. Cada característica se evaluó de la siguiente manera, forma: que 
el corazón mantuviera su anatomía natural, sin contar con demasiadas malformaciones; 
color: que mantuviera el color lo mas natural y que permitiera la mayor visualización de las 
estructuras superficiales; olor: que no contar con olor desagradable ni irritante; textura: se 
califico la flexibilidad y la sensación al tacto. 
18 
Debido a que se trata de aspectos cualitativos, con el fin de poder realizar el análisis 
estadístico para determinar diferencias, se tomó como referencia para cada característica la 
siguiente escala: 
Muy bien (4) 
Bien (3) 
Regular (2) 
Malo (1) 
Muy malo (O) 
Cada uno de los corazones fueron calificados individualmente por 5 personas dedicadas a la 
enseñanza de la anatomía, obteniendo los siguientes resultados. 
Las tablas 4, 5, 6 Y 7 muestran la frecuencia de la escala de cada uno de los grupos. 
FORMA 
ESCALA GRUPO 1 GRUPO 2 
o o o 
1 o 1 
2 4 5 
3 5 4 
4 1 o 
No. Total 10 10 
Tabla. 4. Muestra la escala para calificar la forma y la cantidad de corazones del grupo 1 y 2 
COLOR 
ESCALA GRUPO 1 GRUPO 2 
O O O 
1 1 O 
2 3 2 
3 6 8 
4 O O 
No. Total 10 10 
Tabla. 5. Muestra la escala para calificar el color y la cantidad de corazones del grupo 1 y 2. 
OLOR 
ESCALA GRUPO 1 GRUPO 2 
O O O 
1 O O 
2 O O 
3 10 10 
4 O O 
No. Total 10 10 
Tabla. 6. Muestra la escala para calificar el olor y la cantidad de corazones del grupo 1 y 2 
19 
TEXTURA 
ESCALA GRUPO 1 GRUPO 2 
O O O 
1 O O 
2 6 7 
3 4 3 
4 O O 
No. Total 10 10 
Tabla. 7. Muestra la escala para calificar textura y la cantidad de corazones del grupo 1 y 2 
Promedios de Grupo 1 y grupo 2 
SILICON S-10® SILICON T-2® 
Grupo 1 Grupo 2 
Forma 3 2.6 
Textura 2.8 2.5 
Color 2.9 3.1 
Olor 3.7 3.7 
Tabla . 8. Promedios obtenidos de cada grupo con forme a sus características 
4 
3.5 
3 
2.5 
2 • GRUPO 1 
• GRUPO 2 
1.5 
0.5 
o 
FORMA COLOR OLOR TEXTURA 
Tabla. 9. Muestran las diferencias que existieron con las medias de los datos obtenidos de ambos grupos. 
20 
Como puede observarse en las tablas 8 y 9, los corazones del grupo 1, mantuvieron la forma 
anatómicamás cercana a la del corazón fresco, a diferencia de los del grupo 2, que sufrieron 
deformación al final del proceso. Sin embargo los corazones del grupo 2 mostraron una 
mejor coloración a diferencia del grupo 1. Ambos grupos no mostraron un olor desagradable 
ni irritante, pero entre los grupos mostraron un olor diferente, debido al silicón utilizado. Por 
último, en lo que a la textura se refiere, el grupo 2 mostró mayor resequedad en comparación 
con el grupo 1. (Fig. 15) 
A B 
Fig. 15. Se muestran los corazones de mayor calidad obtenidos de ambos grupos (A) y los de menor calidad de 
ambos grupos (B). 
Al no existir diferencia importante en los parámetros cualitativos, podemos pensar que la 
sustitución del silicón dentro de los tejidos fue adecuada, ya que de lo contrario, se hubieran 
empezado a notar cambios por descomposición. Es importante señalar, que a la fecha en 
que se escribió este trabajo (6 meses después de la impregnación con el silicón), los 
corazones aun conservan las características de calidad señaladas en este trabajo para 
ambos silicones. 
21 
CONCLUSIONES 
1. Se obtuvieron 20 corazones de canino a los que se les aplicó la técnica de conservación 
mediante la plastinación. 
2. Se aplicó la técnica de plastinación utilizando los silicones T-2® y S-10®. 
3. Se hizo el análisis comparativo entre ambos silicones y se observó lo siguiente: 
a) Los corazones plastinados con los diferentes tipos de silicón (S-10® y T-2®) disminuyeron 
su peso, tamaño coronario, tamaño aurícula/ápice y tamaño pulmonar/ápice, comparando el 
inicio y el término del dicho procedimiento, independientemente al silicón utilizado. 
b) Hubo diferencia significativa en varios de los parámetros analizados, como son: peso (1, F, 
P), tamaño coronario (1), tamaño aurícula/ápice (P) y tamaño pulmonar/ápice (1, F, P). Las 
diferencias consistieron en una disminución en estos parámetros en los corazones 
plastinados con el silicón T2 en comparación con el silicón S-10®. 
c) En las características morfológicas los corazones plastinados de ambos grupos obtuvieron 
una calificación de calidad a pesar de que los corazones plastinados con T-2® sufrieron una 
deformación. 
4. La aplicación del silicón T -2® para la plastinación de corazones dio resultados adecuados 
obteniéndose piezas de calidad para ser utilizadas en docencia, con la ventaja de que este 
silicón es más fácil de adquirir en México y no necesita de la instalación de equipos costosos, 
especialmente de congeladores para la impregnación. 
22 
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