Estudio-de-la-variante-rs1801282-pro-ala-del-gen-pparg2-en-pacientes-con-diabetes

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
CUAUTITLÁN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ESTUDIO DE LA VARIANTE rs1801282 
Pro 12 Ala DEL GEN PPARGG2 EN 
PACIENTES CON DIABETES 
GESTACIONAL 
T E S I S 
P A R A O B T E N E R E L T Í T U L O D E : 
L I C E N C I A D A E N F A R M A C I A 
P R E S E N T A 
KARLA ALEJANDRA CAUDILLO LÓPEZ 
 
ASESORES: 
DRA. VIRGINIA SÁNCHEZ MONROY 
M. EN C. MARITERE DOMINGUEZ ROJAS 
 
CUAUTITLÁN IZCALLI, EDO. DE MEX. 2013 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
DEDICATORIAS 
 
A: 
Dios, por haberme dado la oportunidad de concluir esta etapa en mi vida, por 
estar a mi lado dándome fuerza y sabiduría en cada paso que di durante este 
período y toda mi vida. 
Mi madre Esther López y mi padre Jorge Caudillo, por haberme dado la vida, 
cuidarme, darme sus consejos, educarme y haberme ayudado a convertirme en la 
persona que soy. Por haberme brindado su apoyo incondicionalmente, en esta y 
todas las etapas de mi vida. Por haber confiado y creído en mi siempre. Porque a 
pesar de que no fue una época sencilla siempre estuvieron a mi lado, incluso con 
mi mal humor. Gracias por esos desvelos que no solo fueron míos. Porque este 
logro es compartido, ustedes fueron una parte esencial, y sin ustedes nada de esto 
sería posible. Gracias por su amor, y nunca acabaría de agradecerles todo lo que 
han hecho por mí, los amo. 
Mi hermano Jorge Caudillo, porque siempre estas a mi lado, aun cuando los días 
eran difíciles y yo no llegaba a ser la mejor hermana. Por haberme brindado un 
apoyo incondicional, por día a día hacerme reír como solo tú y yo solo sabemos 
hacerlo, te amo. 
Mi familia por haberme apoyado durante todos mis estudios, haber creído en mí y 
comprender en muchas ocasiones que no podía estar con ustedes, los quiero 
mucho. 
 
 
 
 
Mi abuelita Hermelinda López (QEPD) por siempre apoyarme, darme ánimos y 
haber confiado en mí. Y aunque no pudiste estar presente confío que desde donde 
te encuentres estarás muy orgullosa. Te quiero. 
A mis amigas Erika Belmont, Laura Paredes y Nayeli Pérez, por haberme 
brindado su amistad incondicionalmente, por apoyarme siempre y estar conmigo. 
Porque a pesar de la distancia y del tiempo nos era difícil vernos, siempre están ahí 
cuando las necesito, las quiero. 
A todas mis amigas de la preparatoria y secundaria, porque a pesar de la distancia 
me apoyaron, creyeron en mí y siempre están presentes en mi corazón. 
A Miguel Ortíz por haber estado en esta última pero no menos importante etapa 
de mi vida, porque siempre estuviste apoyándome, dándome ánimos y 
brindándome tus consejos. Por hacer de cada día algo mejor y enseñarme muchas 
maneras de ser feliz, porque a tu lado he pasado momentos maravillosos, te amo. 
A todos mis compañeros y amigos de la carrera, porque a su lado aprendí, reí, 
gocé, sufrí, y muchas cosas más, pero que agradezco haberlas vivido con todos 
ustedes. Todos formaron una parte importante en esta etapa de mi vida. 
A mi amigo Gerardo Gómez porque desde un principio estuviste presente y 
aunque lejos, aun sigues siendo un gran amigo. A Araceli Allende porque a pesar 
que es poco el tiempo, te has convertido en una gran amiga, siempre has estado 
apoyándome. A Tania Lara, Laura Vergara y Lereyzi Matus por haber estado 
conmigo en todo a lo largo de la carrera, porque fueron una parte muy importante 
y con ustedes viví momentos que nunca olvidare. Los quiero. 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
A: 
La Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, por haberme dado la oportunidad 
de realizar mis estudios. 
Los profesores de la carrera por haberme brindado todo su conocimiento y 
enseñarme todo lo que estuvo en sus manos. 
Mi asesora, la M. en C. Maritere Domínguez Rojas, por haberme apoyado durante 
todo este proceso, porque fue una parte fundamental para la conclusión de este 
trabajo. 
Mi asesora, la Dra. Virgina Sánchez Monroy, por haberme permitido trabajar con 
ella, haberme enseñado y guiado. 
La Escuela Militar de Graduados de Sanidad por haberme permitido realizar mi 
trabajo experimental en su institución y haberme apoyado en todo lo que necesite 
en el proceso. 
La Clínica de Especialidades de la Mujer por haber permitido obtener las 
muestras para el estudio realizado. 
El jurado conformado por M. en C. Maritere Domínguez Rojas, MFC. Ma. 
Eugenia R. Posada Galarza, Dra. Sandra Díaz Barriga Arceo, QFB. Rosalba 
Bonilla Sánchez y QFB. Gabriela Escalante Reynoso, por haberme revisado mi 
tesis y hacer las correcciones correspondientes para obtener un buen trabajo. 
 
1 
 
 
ÍNDICE GENERAL 
 
PÁGINA 
Índice General…………………………………………………………………….. 1 
Índice de Figuras…………………………………………………………………. 3 
Índice de Tablas………………………………………………………….............. 4 
Abreviaturas………………………………………………………………………. 5 
 1. Marco Teórico….………………………………………………………….. 6 
 1.1 Introducción…………………………………………………………… 6 
 1.2 Definición de Diabetes……………………………………….............. 7 
 1.3 Clasificación de Diabetes……………………………………………. 7 
 1.3.1 Diabetes Mellitus Tipo 1 y 2………………………………….. 8 
 1.3.2 Otros Tipos Específicos de Diabetes………………………... 8 
 1.3.3 Diabetes Mellitus Gestacional………………………………… 8 
 1.4 Diabetes Gestacional…………………………………………………. 8 
 1.5 Estudios Genéticos……………………………………………………. 9 
 1.6 Polimorfismo Genéticos………………………………………………. 10 
 1.6.1 Tipos de Polimorfismos Genéticos…………………………… 10 
 1.6.2 Polimorfismos de un Solo Nucleótido………………………. 11 
 1.6.2.1 Implicaciones del SNP por su Localización…………. 11 
 1.6.2.2 Métodos de Genotipado de SNP……………………… 12 
 1.6.2.2.1 Enzimas de Restricción……………………… 12 
 1.6.2.2.2 Hibridación con Sondas Oligonucleotídicas… 13 
 1.6.2.2.3 Extensión del Primer Alelo Específico……… 13 
 1.6.2.2.4 Minisecuenciación……………………………. 13 
 1.6.2.2.5 Ligación de Oligonucleótidos……………….. 13 
 1.6.2.2.6 Escisión Invasora…………………………….. 14 
 1.6.2.3 Métodos de Detección…………………………………. 14 
2 
 1.6.2.3.1 Fluorescencia…………………………………. 14 
 1.6.2.3.2 Espectrometría de Masa……………………… 14 
 1.6.2.3.3 Quimioluminiscencia…………………………. 15 
 1.6.2.3.4 Fluorescencia Polarizada…………………… 15 
 1.6.2.3.5 Transferencia de Energía……………………. 15 
 1.7 Reacción en Cadena de la Polimerasa……………………………… 15 
 1.8 Secuenciación del ADN……………………………………………….. 17 
 1.8.1 Método de Sanger………………………………………………. 17 
 1.8.2 Sistemas No Radioactivos……………………………………… 18 
 1.9 Genética de la Diabetes Gestacional………………………………… 19 
 1.9.1 Genes Relacionados con la Diabetes Gestacional…………... 20 
 1.10 PPAR…………………………………………………………………….. 23 
 1.10.1 Proliferadores de Peroxisomas………………………………… 24 
 1.10.2 Receptores Activados por los Proliferadores de Peroxisomas 24 
 1.10.2.1 PPARα……………………………………………………. 25 
 1.10.2.2 PPARβ/γ………………………………………………….. 25 
 1.10.2.3 PPARγ……………………………………………………. 25 
 1.11 Estudios Asociados del Gen PPARγ en Otros Países…………….. 27 
 1.12 Desarrollo de Diabetes Mellitus después de la DG………………… 29 
 2. Justificación………………………………………………………………….. 30 
 3. Hipótesis……………………………………………………………………… 31 
 4. Objetivos………………………………………………………………………32 
 5. Diagrama de Flujo Experimental………………………………………….. 33 
 6. Materiales y Métodos……………………………………………………….. 34 
 7. Resultados…………………………………………………………………… 44 
 8. Discusión…………………………………………………………………….. 52 
 9. Conclusiones……………………………………………………………….. 54 
 10. Perspectivas……………………………………………………………….. 55 
 11. Referencias………………………………………………………………… 56 
 
3 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
 
Figura 1. Implicaciones funcionales de los SNPs dependiendo de su 
localización dentro de un gen…………………………………............ 12 
Figura 2. Reacción en cadena de la polimerasa………………………………. 17 
Figura 3. Secuenciación automática……………………………………………. 19 
Figura 4. Implicaciones de PPAR en el organismo…………………………… 24 
Figura 5. Diferencias estructurales de PPARγ1 y PPARγ2…………………... 26 
Figura 6. Condiciones para PCR en termociclador. Temperaturas y tiempo 
a los cuales se someten las muestras en el termociclador………... 39 
Figura 7. Condiciones para purificación en el termociclador. Temperaturas 
y tiempos a los cuales se someten las muestras en el 
termociclador……………………………………………………………. 40 
Figura 8. Condiciones para Reacción de Secuenciación en el termociclador 
Temperaturas y tiempos a los cuales se someten las muestras 
en el termociclador…………………………………..……………......... 41 
Figura 9. Gel de Agarosa con muestras de ADN extraídas…………………... 45 
Figura 10. Diseño y ubicación de los nucleótidos de acuerdo al programa 
Primer Express 2.0……………………………………………………... 46 
Figura 11. Amplificado por PCR…………………………………………………… 47 
Figura 12. Electroferograma de una muestra con genotipo C/C………………. 48 
Figura 13. Electroferograma de una muestra con genotipo C/G………………. 48 
Figura 14. Electroferograma de muestra con genotipo G/G……………………. 49 
 
 
 
 
 
4 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
 
Tabla 1. Países con mayor prevalencia de diabetes del 2010 al 2030………. 7 
Tabla 2. Genes estudiados con relación a la susceptibilidad al desarrollo 
de DG……………………………………………………………………… 21 
Tabla 3.Reactivos adicionados para la PCR…………………………………... 39 
Tabla 4. Reactivos adicionados en la purificación…………………………….. 40 
Tabla 5. Reactivos adicionados en la Reacción de Secuenciación………..... 41 
Tabla 6. Secuencias de los Nucleótidos………………………………………... 46 
Tabla 7. Resultados generales de los genotipos y frecuencias alélicas……. 49 
Tabla 8. Características de las Mamás con mutación y sin mutación……….. 50 
Tabla 9. Características de los Bebés con mutación y sin mutación…………. 51 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
ABREVIATURAS 
 
DM Diabetes Mellitus 
ADA American Diabetes Association 
DT1 Diabetes Mellitus Tipo 1 
DT2 Diabetes Mellitus Tipo 2 
DG Diabetes Gestacional 
ADN Acido Desoxirribonucleico 
cADN Acido Desoxirribonucleico Complementario 
SNP Polimorfismo de un Solo Nucleótido 
ARNm Ácido Ribonucléico Mensajero 
PCR Reacción en Cadena de la Polimerasa 
dNTP DesoxinucleósidoTrifosfato 
ddNTP DidesoxinucleósidoTrifosfato 
MODY Maturity Onset Diabetes of the Young 
HLA Antígeno de leucocitos humanos 
KCNJ11 Gen del canal rectificador de potasio 
SUR1 Gen del receptor 1 de sulfonilurea 
CAPN-10 Gen de calpaína 10 
ADRB3 Gen del receptor β3-adrenérgico 
GCK Gen de la glucocinasa 
IPF1 Gen del factor promotor de la insulina 1 
HNF-1α Gen del factor nuclear del hepatocito 1α 
HNF-4α Gen del factor nuclear del hepatocito 4α 
tRNAleu RNA de transferencia mitocondrial de leucina 
IMC Índice de masa corporal 
PPAR Receptores Activados por los Proliferadores de 
 Peroxisomas 
Pro Prolina 
Ala Alanina 
RN Recién Nacidos 
6 
1. MARCO TEÓRICO 
 
 
1.1 Introducción 
 
La Diabetes mellitus (DM) es una de las enfermedades crónicas presente en casi 
todos los continentes, y continua incrementando en números y significativamente, 
cambiando los estilos de vida. (Shaw, 2009). 
 
La diabetes y la obesidad se han convertido en dos de las epidemias mundiales 
más importantes debido a que constituyen una de las principales causas de 
morbilidad y mortalidad en todo el mundo. 
 
Alrededor de una de cada diez personas de más de 20 años de edad, y uno de 
cada cuatro adultos mayores de 65 años, presentan diabetes mellitus, con una 
tendencia al incremento en la población joven e infantil. La diabetes mellitus es la 
tercera causa de mortalidad general desde 1997, y la primera causa de mortalidad 
en el grupo de 45 a 64 años de edad (Vázquez, 2003). 
 
Para el año 2010, México se encontraba dentro de los 10 países con mayor 
número de personas de 20 a 79 años de edad que presentaban diabetes (6.8 
millones), y se calcula que para el 2030 México ocupará el lugar número 7 
teniendo una población de 11.9 millones de adultos con diabetes, tal y como se 
muestra en la tabla No. 1. 
 
7 
Tabla No.1 Países con mayor prevalencia de diabetes del 2010 al 2030 (Shaw, 2010). 
 
 
2010 2030 
 
País 
Número de Adultos 
con Diabetes 
(Millones) 
País 
Número de Adultos 
con Diabetes 
(Millones) 
1 India 50.8 India 87 
2 China 43.2 China 62.6 
3 USA 26.8 USA 36 
4 
Federación 
Rusa 
9.6 Paquistan 13.8 
5 Brazil 7.6 Brazil 12.7 
6 Alemania 7.5 Indonesia 12 
7 Pakistan 7.1 México 11.9 
8 Japón 7.1 Bangladesh 10.4 
9 Indonesia 7 
Federación 
Rusa 
10.3 
10 México 6.8 Egipto 8.6 
 
 
1.2 Definición de Diabetes 
 
La diabetes es un desorden metabólico de los carbohidratos, grasas y proteínas 
que se caracteriza por hiperglucemia, resultado de defectos en la secreción de la 
insulina, acción de la insulina o ambas (Spiegel, 2002). 
 
 
1.3 Clasificación de Diabetes 
 
La Asociación Americana de Diabetes (American Diabetes Association, ADA), 
basándose en el reporte del comité de expertos sobre el diagnóstico y clasificación 
de la diabetes mellitus elaborado en 1997, clasifica a la diabetes mellitus en 
cuatrotipos considerando su etiología: diabetes mellitus tipo1 (DT1), diabetes 
mellitus tipo 2 (DT2), otros tipos específicos de diabetes y diabetes mellitus 
gestacional (TheExpert Committee on the Diagnosis and Classification of Diabetes 
Mellitus, 1997). 
8 
 
1.3.1 Diabetes Mellitus Tipo 1 y 2 
 
El tipo 1 ocurre en la infancia, en donde se da la destrucción autoinmune de 
células β-pancreáticas, lo que generalmente da como resultado la deficiencia 
absoluta de insulina. El tipo 2 está mayormente asociado con los adultos y 
personas ancianas, los cuales presentan una resistencia a la insulina o una 
secreción de insulina anormal. Las causas exactas de la falla pancreática y la 
resistencia a la insulina no se conocen, pero se encuentran asociados con el 
estado de enfermedad, el impacto ambiental y los hábitos alimenticios. La diabetes 
está asociada con factores del estilo de vida y genéticos (Thévenod, 2008). 
 
1.3.2 Otros Tipos Específicos de Diabetes 
 
Otros tipos de diabetes específicos incluyen a la diabetes que resulta de defectos 
genéticos en la célula β pancreática, defectos genéticos en la acción de la insulina, 
enfermedades del páncreas exócrino, endocrinopatías, diabetes inducida por 
fármacos o químicos, diabetes debida a infecciones, formas poco comunes de 
diabetes mediada inmunológicamente y otros síndromes genéticos asociados a 
diabetes (ADA, 2006). 
 
1.3.3 Diabetes Mellitus Gestacional 
 
La diabetes mellitus gestacional o comúnmente denominada diabetes gestacional 
se define como cualquier grado de intolerancia a la glucosa de inicio o de primer 
reconocimiento durante el embarazo (Buchanan, 2005). 
 
 
1.4 Diabetes Gestacional 
 
La diabetes gestacional (DG) es la intolerancia a la glucosa de severidad variable 
que inicia o se reconoce por primera vez durante el embarazo. La definición se 
9 
aplica sin importar si se utiliza insulina o modificación de la dieta como tratamiento 
o si la condición persiste después del embarazo y no se aplica a las mujeres 
embarazadas con diagnóstico de diabetes previo al embarazo (Metzger, 1998; 
Jovanovic, 2001). 
 
La DG es una formade hiperglucemia. En general, la hiperglucemia resulta de un 
abastecimiento de insulina inadecuado para cubrir con las demandas de los tejidos 
para la regulación normal de la glucosa sanguínea (Buchanan, 2005). 
 
El embarazo se caracteriza por un aumento de páncreas y de adaptación de la 
función de las células-β para compensar la sensibilidad de la insulina disminuida y 
aumento de las necesidades (Sorenson , 1997). 
 
En comparación con mujeres embarazadas normales, las mujeres con DG tienen 
un deterioro de las células-β y una función reducida de la adaptación de las 
células-β que resulta en la secreción de insulina insuficiente para mantener la 
glucemia normal. Las mujeres con DG, y las mujeres más obesas con DG tienen 
una mayor resistencia a la insulina y a la producción de glucosa hepática 
endógena menor en comparación con las mujeres que no presentan DG 
(Devlieger, 2008). 
 
Estudios previos han identificado que el defecto en las células-β pancreáticas es 
una de las características primarias de DG, y dado que la función de las células 
beta es una característica altamente heredable, se han reportado varios genes 
asociados entre sus polimorfismos y la DG (Shaat y Groop, 2007) 
 
 
1.5 Estudios Genéticos 
 
Los estudios de epidemiología genética buscan asociaciones causales o de riesgo 
entre variantes de genes y el presentar un fenotipo determinado, en este caso una 
enfermedad (Oliva, 2004) 
10 
 
Los fenotipos o enfermedades que observamos habitualmente tienen un 
componente causal genético y otro ambiental. Dependiendo de la patología 
predominará uno sobre el otro, pero se han de tener los dos en cuenta (Pierce, 
2009). 
 
Herramientas utilizadas para obtención del genotipo: 
 
 Mapas genéticos y los mapas físicos de marcadores y genes 
 Las colecciones de ADN genómico y de cADNs
 Bancos de datos con las secuencias de genes y cADNs
 Polimorfismos genéticos caracterizados en miles de genes (Carracedo, 
2008).
 
 
1.6 Polimorfismos Genéticos 
 
Los polimorfismos généticos son una herramienta para determinar los genes que 
confieran susceptibilidad a padecer enfermedades complejas, sobre todo los de 
tipo SNP (Rafael y Vidal, 2006). 
 
1.6.1 Tipos de PolimorfismosGenéticos 
 
 SNP: Polimorfismos en un único nucleótido.
 Reorganización génica (translocación de cromosomas).
 Splicing alternativos.
 Polimorfismos de dosis génica: Pérdida de un gen el genoma.
 Duplicación: Ganancia de varias copias de un gen.
 Inserciones, eliminaciones, expansiones(Rafael y Vidal, 2006).
 
 
11 
1.6.2 Polimorfismos de un solo Nucleótido 
 
Son las siglas en inglés de “Polimorfismos de un solo Nucleótido” y corresponden 
a los cambios producidos en una única posición nucleotídica del gen. Son los 
polimorfismos más abundantes, cerca del 90% de los polimorfismos 
caracterizados en el Genoma Humano son de ese tipo (Herráez, 2001). 
 
La mayoría de los SNPs se localizan en áreas del genoma entre los genes, pero 
miles de ellos se localizan dentro de los genes. Algunos de estos SNPs parecen 
ser inocuos, pero otros pueden tener diferentes implicaciones funcionales 
dependiendo de la región en la que se localicen dentro del gen (Oliva, 2006). 
 
Los SNPs son muy útiles como marcadores en genética poblacional y en estudios 
evolutivos, pero también pueden servir como marcadores genéticos para 
identificar enfermedades genéticas, mediante estudios de ligamiento en familias, 
observando el desequilibrio de ligamiento en poblaciones aisladas, estudios de 
pérdida de heterocigosidad en tumores y por análisis de asociación entre 
pacientes y controles (Blanco, 2008). 
 
A pesar de que los SNPs, individualmente, son menos informativos que otros 
marcadores genéticos usados frecuentemente, presentan la ventaja de la mayor 
abundancia y su gran potencial para la automatización (Brea, 2008). 
 
1.6.2.1 Implicaciones del SNP por su Localización 
 
Un cambio dentro de la región codificante del gen puede hacer que cambie un 
aminoácido y que altere la función de la proteína, pero cambios en otros regiones 
como el promotor del gen o los extremos 5´y 3´UTR pueden alterar la expresión o 
estabilidad del mRNA del gen y la concentración final de proteína. También se han 
descrito cambios en los intrones que alteran el patrón de splicing generando 
proteínas truncadas o no funcionales (Oliva y Vidal, 2006) 
 
12 
 
 
Figura No. 1 Implicaciones funcionales de los SNPs dependiendo de su localización dentro de 
un gen (Oliva y Vidal, 2006). 
 
1.6.2.2 Métodos de Genotipado de SNPs 
 
Debido a la rapidez con la que se han descubierto los SNPs y su necesidad de 
estudiarlos en un gran número de muestras, se han utilizado tecnologías de alto 
rendimiento para el genotipado (Blanco, 2008). 
 
Para llevar a cabo el genotipado se debe diferenciar el método de detección del 
principio de reacción, el cual se basa en la propiedad bioquímica del método de 
genotipado y básicamente existen 6 principios diferentes (Carracedo, 2008). 
 
1.6.2.2.1 Enzimas de Restricción 
 
Las endonucleasas de restricción se usan para producir cortes alelo específicos 
en un punto del ADN, en algunos casos, un SNP puede alterar la secuencia que 
es reconocida por una enzima de restricción y por lo tanto habrá moléculas de 
DNA con su secuencia inalterada que serán cortadas, mientras que las moléculas 
de DNA que presenten la variante del SNP no serán cortadas y viceversa (Curtis, 
2008). 
13 
 
1.6.2.2.2 Hibridación con Sondas Oligonucleotídicas Alelo Específicas 
 
Se diseñan dos sondas, cada una contiene en la secuencia uno de los nucleótidos 
complementarios a la variante alélica del SNP. Sólo en el caso de que se 
produzca la unión correcta de la sonda con el nucleótido correspondiente a la 
variante alélica, generará un híbrido estable (Nussbaum, 2005) 
 
1.6.2.2.3 Extensión del Primer Alelo Específica 
 
Se basa en el diseño de dos primers que se unirán a la secuencia inmediata 
adyacente al SNP, cada uno de los primers tiene en su extremo 3´ uno de los 
nucleótidos complementarios a la variante alélica. Sólo cuando se produzca una 
unión correcta en el extremo 3´ del primer con el SNP, se llevará a cabo la 
extensión por la polimerasa que cataliza la reacción (Blanco, 2008). 
 
1.6.2.2.4 Minisecuenciación 
 
Es un proceso similar a la extensión de primer alelo específico pero con pequeños 
matices, pero en ésta, el extremo 3´ de la sonda acaba justo en el nucleótido 
situado antes del SNP. Cuando se lleva a cabo la extensión por la polimerasa, lo 
que se tiene son unos didesoxinucleótidos marcados que se unirán en función de 
la variante alélica presente (Blanco, 2008). 
 
1.6.2.2.5 Ligación de Oligonucleótidos 
 
Se crean un par de sondas alelo específicas que presentarán en uno de sus 
extremos un nucleótido u otro, en función de la variante alélica. También se diseña 
una sonda que se unirá a la secuencia justo después del SNP, que mediante una 
ligasa se unirá a las sondas alelo específicas sólo cuando se produzca la unión 
correcta entre el nucleótido del extremo de la sonda y la variante alélica (Watson, 
2008). 
14 
1.6.2.2.5 Escisión Invasora 
 
Se diseñan dos sondas alelo específicas en las cuales a partir del extremo 5´del 
SNP la secuencia de la sonda no coincide con la secuencia blanco. También se 
diseña una sonda invasora que sí es complementaria a la secuencia 5´del SNP. 
Cuando la sonda alelo específica se une con la variante correcta del SNP, entra 
en acción unas enzimas denominadas FLAP endonucleasas que cortan la sonda 
alelo específica por la zona donde está la variante alélica específica en 5´, y se 
une, a continuación de la sonda alelo específica, la sonda invasiva (Pierce, 2009). 
 
1.6.2.3 Métodos de Detección 
 
1.6.2.3.1 Fluorescencia 
 
Se basa en la propiedad de ciertas moléculas que, al ser irradiadas con energía 
electromagnéticade longitud de onda adecuada, emiten radiación de longitud de 
onda característica permitiendo su cuantificación. Las moléculas de un colorante 
fluorescente absorben luz en una longitud de onda y convierten la luz absorbida de 
alta energía (longitud de onda más corta) en luz de menos energía (longitud de 
onda más larga). Cada fluorocromo tiene un espectro de emisión y excitación 
característico (Gonzáles, 2006). 
 
1.6.2.3.2 Espectrometría de Masas MALDI-TOF 
 
Es un sistema de identificación de macromoléculas en base a su masa molecular. 
En el estudio de los SNPs se usa para detectar productos de “primer extensión”. 
Estos productos de extensión se inmovilizan sobre un chip y se introducen en un 
espectrómetro de masas, donde son volatilizados mediante un láser, el producto 
es expelido al tubo de vuelo donde es sometido a un campo eléctrico que lo ioniza 
y acelera lanzándolo contra el detector que registra el impacto (Oliva, 2006). 
 
 
15 
1.6.2.3.3 Quimioluminiscencia 
 
En este método, mediante una reacción química previa, se genera un producto 
que se encuentra en un estado electrónico excitado, y cuando pierde su exceso 
energético emite luminiscencia (Fuentes, 1998). 
 
1.6.2.3.4 Fluorescencia Polarizada 
 
Consiste en la excitación de una molécula fluorescente mediante luz polarizada 
plana y la medida de la tasa de despolarización de la fluorescencia. Esta tasa es 
proporcional a la tasa de caída de la fluorescencia de la molécula. Cuanto más 
pequeña sea la molécula más rápido cae su fluorescencia, así, moléculas de 
diferentes tamaños pueden ser diferenciadas (Battaner, 2000). 
 
1.6.2.3.5 Transferencia de Energía por Resonancia de Fluorescencia 
 
Es una interacción que ocurre solo a muy corta distancia entre dos estados de 
excitación electrónica de dos moléculas fluorescentes, en las que la longitud de 
onda de emisión de una de ellas coincide con la de excitación de la otra 
(González, 2006). 
 
 
1.7 Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) 
 
La PCR copia secuencias específicas de ADN mediante una serie de reacciones 
in vitro, y puede amplificar secuencias diana de ADN presentes en cantidades 
infinitesimales entre una población de otras moléculas de ADN (Passarge, 2007). 
 
Se necesita la información sobre la secuencia nucleotídica del ADN para sintetizar 
dos cebadores oligonucleotídicos, uno para el extremo 5´ y otro para el extremo 3´ 
de la secuencia. Estos oligonucleótidos son de 15 a 30 nucleótidos de longitud. Se 
añaden los oligonucleótidos a una muestra de ADN cuyas moléculas se han 
16 
separado en cadenas sencillas. Estos se unen a los nucleótidos complementarios 
que flanquean la secuencia a clonar. Después de la hibridación se añade una ADN 
polimerasa que sea resistente al calor, que sintetiza una segunda cadena de ADN. 
La repetición de estos pasos genera más copias del ADN (Voet, 2006). 
 
La reacción de PCR implica tres pasos, y la cantidad de ADN amplificado que se 
produce es de acuerdo al número de veces que se repiten dichos pasos. 
 
1) El ADN se desnaturaliza en cadenas sencillas. El ADN de doble cadena se 
desnaturaliza al calentarlo a 90-95°C, lo que lo disocia en sus cadenas 
sencillas. Generalmente el tiempo es de 5 minutos. 
 
2) Se disminuye la temperatura de la reacción hasta 50-70°C, la cual es una 
temperatura que permite la hibridación, ya que los oligonucleótidos se unen 
a la cadena sencilla. Estos oligonucleótidos sirve de punto de iniciación 
para la síntesis de nuevas cadenas de ADN complementarias al ADN diana. 
 
3) A la mezcla de reacción se le añade un ADN polimerasa resistente al calor 
(la polimerasa Taq). La síntesis de ADN se realiza a una temperatura de 70 
a 75°C. La polimerasa extiende los oligonucleótidos añadiendo nucleótidos 
en dirección 5´-3´, haciendo una copia de doble cadena del ADN diana 
(Klug, 2008). 
17 
 
 
Figura No. 2 Reacción en Cadena de la Polimerasa. a) La mezcla de reacción contiene la 
secuencia de ADN, dos oligonucleótidos sintéticos, DNA polimerasa estable y los cuatro 
desoxirribonucleótidos. b) Desnaturalización. c) Hibridación. d) Elongación. (Curtis, 2008) 
 
 
1.8 Secuenciación del DNA 
 
Las técnicas de secuenciación empleadas actualmente de forma rutinaria están 
basadas en metodologías publicadas en 1977: el método de Sanger y el de 
Maxam-Gilbert, siendo el primero el más popular. Ambos se basan en la 
generación de una población de moléculas marcadas radiactivamente, que 
representan todos los tamaños y combinaciones posibles (Garrido, 2006). 
 
1.8.1 Método de Sanger 
 
El procedimiento de Sanger emplea una ADN polimerasa que copia la cadena 
molde a cadena sencilla de ADN en presencia de una mezcla de reacción que 
18 
contiene los cuatro desoxinucleósidostrifosfatados (dNTP) y una pequeña cantidad 
de un didesoxinucleósidotrifosfato (ddNTP), que es un análogo del primero. El 
análogo se diferencia del dNTP normal en que el carbono 3´de la desoxirribosa 
también presenta, al igual que el 2´, un –H en vez de –OH. Se llevan a cabo cuatro 
reacciones en paralelo, cada una de las cuales contiene un ddNTP (ddATP, 
ddCTP, ddGTP, ddTTP, respectivamente). La DNA polimerasa es capaz de 
incorporar el análogo en la cadena que se sintetiza, pero como éste carece del 
extremo 3´-OH, dicha enzima es incapaz de unir el siguiente nucleótido y por 
consiguiente se termina la reacción (Berg, 2007). 
 
1.8.2 Sistemas No Radiactivos 
 
Se han desarrollado métodos no radioactivos para secuenciar ácidos nucleicos, 
que generan resultados comparables e incluso superiores a los producidos con 
isótopos. Incluyen sistemas manuales y sistematizados. 
 
Entre los sistemas automatizados no radioactivos existen básicamente dos 
opciones: la electroforesis en gel de poliacrilamida y la electroforesis capilar 
(Dorado, 2011). 
19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 3 Secuenciación automática (Herveg, 2006). 
 
 
1.9 Genética de la Diabetes Gestacional 
 
La DG, al igual que la DT2, es una enfermedad genéticamente compleja. Hasta el 
momento, la mayor parte del estudio de la genética de la DG se ha concentrado 
en el estudio de genes que previamente han demostrado ser responsables del 
desarrollo de diabetes tipo MODY o que se han asociado a la susceptibilidad para 
el desarrollo de DT1 o DT2 en diversas poblaciones (Shaat, 2007). 
 
Para la disección de la genética de la DG hasta el momento no se han realizado 
estudios de ligamiento ni tampoco estudios de asociación de (SNPs) del genoma 
completo debido a que para llevar a cabo este tipo de estudios se requiere de un 
gran número de pacientes; por lo tanto, solo se han realizado algunos estudios 
20 
funcionales, perfiles de expresión y estudios de asociación caso-control, los cuales 
han analizado variantes, generalmente SNPs, que se encuentran cercanos o 
dentro de genes candidato. En los estudios de asociación, las frecuencias de los 
alelos de los SNPs son comparadas entre mujeres con DG y controles 
embarazadas sanas para evaluar si existen diferencias en las frecuencias de 
distintos alelos entre estos dos grupos y si estos alelos están asociados al 
desarrollo de DG (Shaat, 2007). 
 
1.9.1 Genes relacionados con la Diabetes Gestacional 
 
Se han encontrado hasta el momento alrededor de 20 genes con un papel 
potencial en la susceptibilidad al desarrollo de DG, dentro de los cuales se han 
estudiado diversas variantes alélicas. Dentro de estos genes destacan la región 
del antígeno de leucocitos humanos (HLA), genes del ADN mitocondrial como el 
gen del tRNA mitocondrial de leucina (tRNA
leu
), el gen del canal rectificador de 
potasio (KCNJ11), el gen del receptor 1 de sulfonilurea (SUR1 o ABCC8), el gen 
de calpaína 10 (CAPN-10), el gen del receptor β3-adrenérgico (ADRB3), genes 
MODY como el gen de la glucocinasa (GCK), el gen del factor promotor de la 
insulina 1 (IPF1),el gen del factor nuclear del hepatocito 1α (HNF-1α) y el gen del 
factor nuclear del hepatocito 4α (HNF-4α), otros genes asociados previamente a 
DT2 como el gen del factor de transcripción 7 parecido al 2 (Shaat y Groop, 2007; 
Watanabe y cols; 2007a). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
 
Tabla No. 2 Genes estudiados con relación a la susceptibilidad al desarrollo de DG 
 
Gen Proteína que Función Referencias de los 
 Codifica estudios de 
 asociación a DG 
 
 
 HLA HLA Antígenos de leucocitos Ferber y cols., 1999; 
 humano; proteínas que Song y cols., 2002; 
 participan en el sistema Shaat y cols.,2004. 
 inmune, en el proceso de 
 reconocimiento de lo propio y lo 
 ajeno. 
 
tRNA
leu
 tRNA
leu
 RNA de transferencia Allan y cols., 1997; 
 mitocondrial de leucina; Chen y cols., 2000. 
 participa en el proceso de 
 traducción de las proteínas. 
 
KCNJ11 Kir6.2 
Canal rectificador de entrada 
de potasio; esta proteína junto Shaat y cols., 2005. 
 con SUR1 constituyen el canal 
 de potasio sensible a ATP 
 expresado en célula β 
 pancreática que regula la 
 secreción de insulina. 
 
SUR1 o SUR1 Receptor 1 de sulfonilurea; ésta Rissanen y cols., 
ABCC8 proteina junto con Kir.6 2000. 
 constituyen el canal de potasio 
 sensibles a ATP expresado en 
 célula β pancreática que regula 
 la secreción de insulina. 
 
 
22 
 
CAPN-10 
 
Calpaína 10 
 
Proteasa de cisteína no 
 
Leipold y cols., 
 Lisosomal estimada por calcio. 2004; Shaat y cols; 
 2005. 
 
ADRB3 ADRB3 Receptor β3 adrenérgico; Festa y cols., 1999; 
 regula la termogénesis Alevizaki y cols; 
 estimulada por catecolaminas y 2000. 
 la lipólisis. 
 
GCK GCK Glucocinasa; cataliza la Stoffel y cols., 1997; 
 reacción de fosforilación en el Zouali y cols., 1993; 
 carbono 6 de la glucosa; primer Weng y cols., 2002. 
 paso de la glucolisis. 
 
IPF1 IPF1 Factor promotor de la insulina; 
regula la transcripción de 
diversos genes como el de la 
insulina y GLUT2 
Weng y cols., 2001; 
Gragnoli y cols., 
2005. 
 
 
 
HNF-1α HNF-1α Factor de transcripciónque Lehto y cols., 1997; 
 regula la expresión de genes Weng y cols., 2002. 
 específicos en hígado y células 
 βpancreáticas. 
 
TCF7L2 TCF7L2 Factor de transcripción Shaat y cols., 2007; 
 involucrado en la homeostasis Watanabe y cols., 
 de la glucosa. Participa en la 2007b. 
 vía de señalizaciónWnt. 
 
PPARγ PPARγ Controla la expresión de genes Shaat y cols., 2004; 
 involucrados en el metabolismo Shaat y cols., 2007. 
 de la glucosa, transporte de 
 ácidosgrasos y diferenciación 
 deadipocitos. 
 
HNF-1α HNF4α Regula la expresión de varios Shaat y cols., 2006; 
 genes involucrados en el Watanabe y cols; 
 metabolismo de la glucosa, 2007a. 
 ácidosgrasos y aminoácidos. 
 
 
 
 
 
 
23 
Un gen que ha sido analizado para su posible asociación a DG debido a su previa 
asociación a DT2 es el gen que codifica para el receptor gamma activado por el 
proliferador de peroxisomas (PPAR). 
 
 
1.10 PPAR 
 
Los receptores activados por los proliferadores de peroxisomas (PPAR) son un 
grupo de proteínas pertenecientes a la familia de receptores de ubicación nuclear 
que se comportan como factores que modulan la transcripción del ADN al unirse a 
elementos de respuesta específicos de ciertos genes blanco. 
 
Estos son factores de transcripción activados por ligandos que regulan la 
expresión de un número de genes implicados en la diferenciación celular y la 
proliferación (Muller,1998), la homeostasis energética, catabolismo de ácidos 
grasos y la adipogénesis (Kastner, 1994; Mangelsdorf, 1995; Willson 2000) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 4 Implicaciones de PPAR en el organismo (Stumvoll y Haring, 2002). 
 
 
1.10.1 Proliferadores de Peroxisomas 
 
Los peroxisomas, son organelos celulares que participan en varios procesos 
bioquímicos como el metabolismo del peróxido de hidrógeno, la síntesis y 
degradación del colesterol (con formación de ácidos biliares), la síntesis de 
glicerolípidos y la β-oxidación de los ácidos grasos, que conducen a un 
comportamiento incompleto de la cadena hidrocarbonada de la acil-Coenzima A; 
oxidación de ácidos biliares y ácido araquidónico (Vamecq, 2006). 
 
1.10.2 Receptores activados por los proliferadores de peroxisomas (PPAR) 
 
Expresados en tres isoformas (PPAR α, β/γ y β), los PPAR son receptores 
nucleares que pertenecen a la familia de factores de transcripción, los cuales 
tienen funciones similares a aquellos de los receptores esteroideos, y están 
relacionados a funciones múltiples iniciadas por nutrientes, nutriceuticos y 
fitoquímicos (Wieser, 2007). 
 
Una rápida respuesta relacionada a la trasncripción de genes moduladas por 
PPAR puede ocurrir por la fotofosforilación de estos receptores, lo cual comienza 
25 
a trabajar independientemente. Se considera que se genera una nueva 
conformación (Corton, 2000). 
 
1.10.2.1 PPARα 
 
En humanos PPARα son expresados principalmente en el hígado, corazón, 
músculo esquelético, riñón y el intestino delgado. Están presentes en mecanismos 
importantes, tales como la captura y oxidación de ácidos grasos; síntesis de 
cuerpos cetónicos, metabolismo de apolipoproteínas (apoAI y apoAII); expresión 
de genes implicados en la glucogénesis; inhibición de transaminación y 
desaminación de los aminoácidos, así como el bloqueo de la síntesis de urea 
(Fajas, 1997) 
 
1.10.2.2 PPARβ/γ 
 
PPARβ/γ en los seres humanos, se distribuye ampliamente en los tejidos y se 
expresa en la placenta y el intestino delgado. Los mecanismos que implican la 
regulación de expresión de genes de este receptor son desconocidas, pero es 
unaagonista importante en el tratamiento de la dislipidemia y cáncer y actúa en la 
diferenciación de células del sistema nervioso central (Fajas 1997) 
 
1.10.2.3 PPARγ 
 
PPARγ es abundante en el tejido adiposo y está presente en bajas 
concentraciones en el músculo esquelético de los seres humanos. Es fundamental 
para la diferenciación y proliferación de los adipocitos, en consecuencia produce 
una captura de ácidos grasos y consecuentemente su almacenamiento. Asimismo 
aumenta la utilización de glucosa y favorece la acción metabólica de la insulina, 
colateralmente incrementa la producción de adiponectina y decrece la 11 beta 
hidroxiesteroide-deshidrogenasa. En el músculo esquelético también aumenta la 
utilización de glucosa y el catabolismo de ácidos grasos; simultáneamente, en el 
hígado ejerce un efecto positivo sobre el metabolismo de glucosa y ácidos grasos. 
26 
En forma global tiene una acción positiva sobre el metabolismo de lipoproteínas y 
la oxidación de ácidos grasos; por otra parte muestra un efecto inhibidor benéfico 
sobre procesos inflamatorios de la pared vascular. Al unirse a ciertos ligandos 
elPPARγ es capaz de reducir la producción de proteínas C reactiva, factor de 
necrosis tumoral alfa, interleucina 6 y moléculas de adhesión vascular (Tontonoz, 
1994; Tontonoz y Hu, 1994; Fajas 1997). 
 
Este subtipo, se ha sugerido tiene una participación integral en el progreso del 
embarazo (McCarthy, 2012). 
 
En la diabetes gestacional, PPARG a menudo se desregulariza, dando lugar a 
cambios en los perfiles de sensibilidad de la insulina (Arck, 2010). 
 
El gen PPARγ da lugar a tres distintos subtipos mRNAs, PPARγ1, PPARγ2 y 
PPARγ3, los cuales difieren en su terminal 5´y bajo cada control de su promotor. 
 
Estos tres PPARγ contienen los exones comunes del 1 al 6. 
 
 
 
Figura No. 5 Diferencias estructurales de PPARγ1 y PPARγ2 (Stumvoll y Haring, 2002). 
 
27 
PPARγ1 en humanos, contiene en adición, los exones A1 y A2 en la terminal 5´. 
PPARγ2 contiene el exón B, mientras que PPARγ3 contiene únicamente el 
exónA2. 
 
PPARγ1 y PPARγ3dan lugar a la misma proteína codificada por los exones 1 al 6, 
y ni el exón A1 y A2 son traducidos. En PPARγ2, el exón B es traducido a 
proteínas con 28 aminoácidos adicionales en su NH2 terminal. 
 
En humanos, la expresión de PPARγ1 y 3 se han encontrado altamente en el 
intestino grueso y tejido adiposo, sin embargo una pequeña cantidad se ha 
encontrado en hígado, riñón e intestino delgado. PPARγ2 expresado, se ha 
encontrado mayoritariamente en tejido adiposo, con una mínima cantidad en 
hígado, pero no se ha encontrado su expresión en ningún otro sitio (Martin, 1998). 
 
 
1.11 Estudios Asociados del Gen PPARG en otros países 
 
Mutaciones frecuentes en el gen PPARγ han sido descritas en asociación con 
obesidad y fenotipos relacionados con diabetes (Deeb, 1998; doney, 2004; 
Meirhaeghe, 1998). 
 
El polimorfismo estructural de una sustitución de prolina (Pro) por una alanina 
(Ala) ha sido identificado como una variante funcional. En compraración con el 
alelo Pro, el alelo Ala se ha asociado con una reducción de la actividad de PPARγ 
(Deeb, 1998) 
 
Este polimorfismo fue investigado ampliamente para comprobar si hay alguna 
asociación con la obesidad y la diabetes tipo 2, y se considera que es uno de los 
factores de riesgo genético más común para la diabetes tipo 2, llevando a la 
variante Ala siendo protectora de la diabetes tipo 2 (Altshuler, 2000; Lohmuller, 
2003; Tonjes 2006) 
 
28 
La asociación con los niveles de adiposidad y la obesidad no es tan consistente en 
los estudios realizados (Beamer, 1998; Meirhaeghe, 2000; Ek, 1999) 
 
El polimorfismo Pro12Ala del gen PPARγ no se encuentra asociado con un 
incremento en la resistencia a la insulina en mujeres turcas con Diabetes 
Gestacional Mellitus, sin embargo se encontró asociación con una ganancia de 
peso (Tok, 2006) 
 
El polimorfismo Pro12Ala representa un factor de susceptibilidad genética de bajo 
peso al nacer y el trabajo de parto prematuro (Meirhaeghe, (2007). 
 
Un estudio sugiere que Pro12Ala juega un papel en la susceptibilidad de 
desarrollar diabetes gestacional en Francia. Los resultados sugieren que la 
asociación entre el SNP y la enfermedad es recesivo, lo cual reduce drásticamente 
el poder para detectar un efecto cuando se lleva a cabo el estudio bajo un modelo 
dominante o un modelo codominante (Heude, 2011). 
 
En Grecia se encontró que en la diabetes gestacional pueden participar algunos 
polimorfismos de genes asociados con la resistencia de insulina y la diabetes tipo 
2. Pro12Ala fue investigado y se encontró que no existe una asociación 
significativa con el riesgo de padecer DMG. No se encontró un resultado 
significativo, pero puede explicarse por la falta de poder que existió en el estudio 
(Pappa, 2011) 
 
En Irlanda se realizó un estudio el cual reveló que un número significativo de niños 
que presentan el polimorfismo Pro12Ala fueron pretermino en su nacimiento con 
respecto a los que no presentan el polimorfismo (Meirhaeghe, 2007) 
 
 
 
 
29 
1.12 Desarrollo de Diabetes Mellitus después de la Diabetes 
Gestacional 
 
Las mujeres con diabetes gestacional tienen un alto riesgo de desarrollar diabetes 
tipo 2 más tarde a lo largo de su vida, probablemente porque ambas condiciones 
presentan factores de riesgo en común (Kim, 2002; Ben-Haroush). 
 
En el sur de India se llevó a cabo un estudio en mujeres que habían presentado 
diabetes gestacional 5 años antes, y la incidencia de diabetes mellitus tipo 2 y 
síndrome metabólico fue muy elevado (Krishnaveni, 2007). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
30 
2. JUSTIFICACIÓN 
 
 
La DG es la intolerancia a la glucosa que inicia o se reconoce por primera vez 
durante el embarazo. La prevalencia de DG en nuestro país es de 9.7 a 13.9%, 
mientras que en el mundo es de 2 a 9%. 
 
Mujeres con Diabetes Gestacional previa, tienen un alto riesgo de padecer 
diabetes tipo 2 en su vida, probablemente porque ambas condiciones se 
desarrollan por los mismos factores de riesgo. La diabetes y la obesidad se han 
convertido en dos de las epidemias mundiales más importantes debido a que 
constituyen una de las principales causas de morbilidad y mortalidad en todo el 
mundo. 
 
Para cuando se diagnostica la diabetes y sus complicaciones, los costos para su 
tratamiento son muy elevados y al mismo tiempo los montos financieros que 
emplea el sector salud para controlar problemas asociados a la diabetes se 
desconocen en la mayoría de los países. 
 
Se han realizado estudios de asociación del gen PPARG2 en otras partes del 
mundo con diabetes gestacional, y en México no se ha realizado un estudio que 
permita determinar sí existe dicha asociación en el país. 
 
Por lo cual es importante su estudio para diseñar en un futuro mejores estrategias 
de diagnóstico y de prevención de complicaciones que la diabetes gestacional 
presenta; de igual manera si se diagnostica la diabetes gestacional, se puede 
evitar que se progrese a la Diabetes Mellitus, lo cual implicaría una mejora en la 
calidad de vida de la paciente y una disminución en los gastos que conllevan para 
esta enfermedad en el sector salud. 
 
 
31 
3. HIPÓTESIS 
 
 
Sí se presenta la variante rs1801282 Pro 12 Ala del gen PPARG2 entonces se 
podrá tener evidencia de la asociación de este marcador con el desarrollo de 
Diabetes Gestacional en la población mexicana. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
32 
4. OBJETIVOS 
 
Objetivo General 
 
Evaluar la frecuencia genética y alélica de la variante rs1821282 del gen PPARG2 
en una población de recién nacidos (RN) y madres con y sin Diabetes Gestacional, 
para determinar si existe una relación de dicha variante con el desarrollo de la 
Diabetes Gestacional, mediante la técnica de secuenciación. 
 
 
Objetivos Particulares 
 
 Obtener las muestras de la población de madres con y sin Diabetes 
Gestacional, así como de los recién nacidos. 
 Extraer el ADN de las muestras por medio de columnas. 
 Amplificar la secuencia de la variante rs1801282 por medio de la técnica de 
PCR en tiempo final y purificar el producto obtenido. 
 Llevar a cabo la reacción de secuenciación al producto purificado e inyectar 
la muestra en el secuenciador para poder obtener los electroferogramas a 
analizar. 
 Determinar si existe la variante rs1801282 por medio del análisis de las 
secuencias con ayuda del programa Bioedit Sequence Alignment Editor. 
 Realizar un análisis estadístico de los resultados obtenidos para determinar 
si existe una relación de la variante rs1801282 con el desarrollo de la 
Diabetes Gestacional. 
 
 
 
 
 
 
33 
 
5. DIAGRAMA DE FLUJO EXPERIMENTAL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Toma de muestra casos 
controles y con DG 
Extracción de ADN 
por columnas 
Evaluación de la 
integridad de ADN 
Cuantificación de ADN 
por espectrofotometría 
PCR Evaluación de PCR 
Purificación de 
producto de PCR 
Reacción de 
secuenciación 
Análisis de secuencias 
Análisis estadístico 
34 
 
 
6. Material y Métodos 
 
 
Material Biológico 
 
 Muestra de células epiteliales de un grupo de 96 mujeres puérperas con 
Diabetes Gestacional 
 Muestra de células epiteliales de un grupo de 92 mujeres puérperas sin 
Diabetes Gestacional 
 Muestra de células epiteliales de un grupo de 96 recién nacidos de mujeres 
puérperas con Diabetes Gestacional 
 Muestra de células epiteliales de un grupo de 92 recién nacidos de mujeres 
puérperas sin Diabetes Gestacional 
 
 
Material 
 
 Citobrush
 Tubos eppendorf estériles
 Contenedor de residues biológicos
 Puntas estériles para micropipetas
 Matraz Erlenmeyer 
 Micropipeta 2 µl 
 Micropipeta 10 µl 
 Micropipeta 20 µl 
 Micropipeta 50 µl 
 Micropipeta 100 µl 
 Micropipeta 200 µl 
35 
 Micropipeta 1000 µl  Tubos 0.2 µl estériles
 
 
Reactivos 
 
 Kit de extracción DNeasy Blood & Tissue (Qiagen) 
 Agarosa Ultrapure 
 Columnas Cetrisep (Princeton Separations) 
 Bromuro de Etidio
 Marcador de tamaño molecular 100 pb (Invitrogen) 
 Marcador de tamaño molecular 1 kb (Invitrogen) 
 Agua inyectable estéril
 Buffer PCR 10 x (Invitrogen) 
 dNTP´s 2mM (Invitrogen) 
 Oligonucleótido sentido 5 µM (Invitrogen) 
 Oligonutcleótido antisentido 5 µM (Invitrogen) 
 MgCl2 50 mM (Invitrogen) 
 Taq platinum (Invitrogen) 
 ExoSAP-IT (usb) 
 Oligonucleótido sentido 10 µM (Invitrogen) 
 BigDye (Applied Biosystems) 
 Buffer para BigDye (Applied Biosystems) 
 Formamida
 TBE (Tris-Borato-EDTA) 
 
 
 
 
 
 
36 
Equipo 
 
 Centrífuga 5418 (eppendorf) 
 Vórtex Pico Fuge (Stratagene) 
 Termomixer compact (eppendorf) 
 Parrilla eléctrica (Corning) 
 Cámara electroforética Horizon 58 (Whatman) 
 Balanza Analítica (Sartorius laboratory) 
 Transiluminador Gel Logic 100 de Bio-Imaging Systems (Kodak) 
 Nanodrop 1000 Spectrophotometer (Thermo Scientific) 
 Speed BM018 Cámara (Hetto) 
 Secuenciador 3130 Genetic Analyzer (ABI Prism Applied Biosystems) 
 Termociclador Gene Amp PCR System 9700 (Appleid Biosystems) 
 
 
Metodología 
 
1) Muestreo a la población 
 
El muestreo a la población se realizó en la Clínica de Especialidades de la Mujer. 
Las mujeres a las cuales se les tomo la muestra, se les dio a conocer acerca del 
protocolo de investigación y firmaron una carta de consentimiento informado, con la 
cual aprobaron que sus muestras fueran utilizadas para el estudio. El protocolo fue 
revisado y aprobado por el Comité de Bioética de la Clínica de Especialidades de la 
Mujer. 
 
Se formaron dos grupos de mujeres puérperas con y sin Diabetes Gestacional; 
igualmente se formaron dos grupos de los Recién Nacidos (RN) de las mujeres 
puérperas con y sin Diabetes Gestacional. 
 
El grupo control estuvo formado por RN y sus madres con embarazo normal, y el 
37 
grupo problema estuvo integrado con RN y sus madres que presentaban Diabetes 
Gestacional. 
 
2) Toma de muestra 
 
Se realizó un raspado con un citobrush en la parte interna de las mejillas para 
obtener las células epiteliales y así poder llevar a cabo la extracción de ADN por 
columnas 
 
3) Extracción de ADN por columnas 
 
La extracción de ADN por columnas se llevó a cabo con el Kit de extracción DNeasy 
® Blood&Tissue (250) de la marca Qiagen. 
 
Una vez que se llevó a cabo la toma de muestra, se introdujo el citobrush con 
muestra en un tubo eppendorf con un 1 ml de PBS 1X y se separaron las células en 
la Centrifuga 5418 (eppendorf) a 13200 rpm por cinco minutos, posteriormente se 
descartaron 700 µl del sobrenadante con una micropipeta y se colocaron en un 
contenedor de residuos biológicos. Al tubo eppendorf con el citobrush se le 
adicionaron 200 µl de Buffer AL y 20 µl de proteasa K, se mezclaron en el vórtex 
Pico Fuge (Stratagene) de 15 a 20 segundos, posteriormente se colocó en el 
termomixer compact (eppendorf) a una temperatura de 70°C por 30 minutos. Una 
vez transcurrido el tiempo se agregaron 200 µl de etanol absoluto, se mezclaron en 
el vórtex de 20 a 25 segundos, se trasvasó la mezcla en la columna y se centrifugó 
a 8000 rpm por 2 minutos. Lo que se obtuvo de la centrifugación se desechó en el 
contenedor de residuos biológicos y la columna se colocó en un tubo colector limpio 
al cual se adicionaron 500 µl de AW1 en la columna; esta se centrifugó a 13200 rpm 
por 3 minutos. Lo que se obtuvo de la centrifugación se desechó en el contenedor 
de residuos biológicos, luego la columna se colocó nuevamente en un tubo colector 
limpio y se le adicionaron 500 µl de AW2 en la columna, posteriormente se 
centrifugó a 13200 rpm por 3 minutos. Se desechó nuevamente lo que se obtuvo de 
la centrifugación y se depositó en el contenedor de residuos biológicos. Se colocó la 
38 
columna en un tubo eppendorf limpio, se adicionaron 100 µl de solución AE en la 
columna y se dejó reposar 15 minutos a temperatura ambiente, posterior a este 
tiempo se centrifugó a 8000 rpm por 2 minutos. Finalmente se adicionaron 50 µl de 
sol AE en la columna y se dejó reposar 5 minutos a temperatura ambiente, para 
después centrifugar a 8000 rpm por 2 minutos. Lo que se recolectó en el tupo 
eppendorf es el ADN extraído. 
 
4) Evaluación de integridad de ADN 
 
Para determinar si el ADN extraído, no se encontraba degradado y presentaba un 
tamaño elevado, se realizó un gel de agarosa al 1% y en él se corrió una 
electroforesis, con las muestras extraídas y el marcador de 1Kb. El corrimiento se 
llevó a cabo en una cámara electroforética Horizon 58 (Whatman) a 120 mV durante 
30 min. Al término se revisó el gel en el transiluminador Gel Logic 100 de Bio-
Imaging Systems Kodak. 
 
5) Cuantificación de ADN mediante espectofotometría 
 
Se llevó a cabo la cuantificación del ADN por medio del Nanodrop 1000 
Spectrophotometer de Thermo Scientific. Este se calibró con 2 µl de agua, esta 
misma se tomó como blanco y posteriormente se tomaron 2 µl del ADN extraído y 
se leyeron las absorbancias a 260 nm. 
 
6) Diseño de los oligonucleótidos. 
 
La secuencia de los oligonucleótidos se obtuvo con el programa Primer Express 2.0 
desarrollado por Applied Biosystems. 
 
6) PCR 
 
Se realizó la PCR en tubos de 0.2 µl con cada uno de los reactivos y con el DNA 
previamente extraído; se hizo de igual manera un blanco con los reactivos 
39 
cambiando el ADN por agua. Los reactivos se adicionaron como se indica en la 
 
 
Tabla No.3: Reactivos adicionados para la PCR 
 
 Reactivo Cantidad ( µl ) 
 Buffer PCR 10 x 2.5 
 dNTP´s 2 mM 2.5 
 Oligonucleótido sentido 5 µM 2.5 
 Oligonucleótido antisentido 5 µM 2.5 
 MgCl2 50 mM 1.5 
 Taq platinum 0.05 
 H20 8.45 
 DNA 5 
 
 
Una vez preparada la muestra se utilizaron las siguientes condiciones de reacción 
en el termociclador Gene Amp PCR System 9700 de Appleid Biosystems : 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 6 Condiciones para PCR en termociclador. Temperaturas y tiempos a los cuales se 
someten las muestras en el termociclador. 
 
40 
7) Evaluación de la PCR 
 
Para evaluar la amplificación de la PCR se preparó un gel de agarosa al 3% y en este 
se corrieron las muestras obtenidas de la PCR junto con el marcador de 100 pb, en 
una cámara electroforética a 120 mV por 15 min. Al término se revisó el gel en el 
transiluminador donde se observó la existencia de producto de PCR y se continuó con 
la purificación. 
 
8) Purificación 
 
Para la purificación se prepararon las muestras de acuerdo a la Tabla No.4 
 
 
Tabla No. 4 Reactivos adicionados en la purificación 
 
 Reactivos Cantidad (µl) 
 Exosap 1 
 Producto PCR 2.5 
 
 
Una vez preparadas las muestras, se colocaron en el termociclador y se sometieron a 
las siguientes condiciones: 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 7 Condiciones para purificación en termociclador. Temperaturas y tiempos a los 
cuales se someten las muestras en el termociclador. 
41 
 
9) Reacción de secuenciación 
 
Para la reacción de secuenciación se prepararon las muestras con los siguientes 
reactivos como se describe en la Tabla No. 5 
 
 
Tabla No. 5 Reactivos adicionados en la Reacción de Secuenciación. 
 
 Reactivos Cantidad (µl) 
 H2O 2 
 Oligonucleótido sentido 10 µM 1 
 Big Dye 1 
 Buffer 2 
 Producto Exosap 2 
 
 
Al terminar la preparación de las muestras se colocaron en el termociclador y se 
sometieron a las siguientes condiciones de reacción: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 8 Condiciones para Reacción de Secuenciación en termociclador. Temperaturas y 
tiempos a los cuales se someten las muestras en el termociclador. 
 
42 
Al finalizar la reacción de secuencia, se les agregó a los productos 10 µl de agua y 
posteriormente se purificóa través de columnas Cetrisep (Princeton Separations), 
como a continuación se describe: Primeramente las columnas se hidrataron con 1 ml 
de agua, y se centrifugaron a 2800 rpm por 2 minutos, posteriormente se pasó por el 
centro de éstas el producto de PCR y se centrifugó a 2800 rpm por 2 minutos para ser 
recolectando en tubos eppendorf limpios. El producto obtenido se secó mediante 
centrifugación al vacío utilizando un Speed BM018 Cámara Hetto, finalmente se agregó 
20 µl de formamida. 
 
Una vez que se encontraban las muestras listas en formamida se inyectaron en el 
Secuenciador 3130 Genetic Analyzer (AbiPrism) para así poder obtener los 
electroferogramas para ser analizados. 
 
10) Análisis de Secuencias 
 
Para poder analizar las secuencias se utilizó el programa Bioedit Sequence Alignment 
Editor. Se buscó el polimorfismo en el electroferograma y de esta manera se determinó 
si existía alguna una variación. 
 
Se calcularon los resultados de los genotipos y las frecuencias alélicas. A estos 
resultados se les calculo el OR y el valor de P. 
 
11) Análisis estadístico 
 
En el análisis estadístico se llevó a cabo con el programa STATGRAPHICS Centurion 
XV Versión 15.2.05. 
 
Las características a las cuales se les realizó el análisis para las madres fueron: Índice 
de Masa Corporal (IMC), si el nacimiento fue pretérmino, abortos presentados 
anteriormente, nacimiento del bebé por cesárea, antecedentes familiares con diabetes 
gestacional y la entidad de origen. 
 
43 
 
En el caso del IMC se calculó el promedio de madres que presentaron la mutación y 
madres que no presentaron la mutación. Para cada una de las características se 
calculó el porcentaje dentro del grupo de madres con mutación y sin mutación que 
presentaban dicha característica. De igual manera se les aplicó la prueba de chi 
cuadrada para determinar si existía relación entre la mutación y la característica; para 
lo cual se utilizaron las siguientes hipótesis: 
 
 Hipótesis Nula: La mutación y la característica son independientes 

 Hipótesis alternativa: La mutación y la característica no son independientes. 
 
Para aceptar la hipótesis nula el valor de P debe ser mayor a 0.05, de lo contrario se 
rechaza. 
 
Para los bebés se llevó a cabo el mismo análisis que para las madres, pero las 
características analizadas fueron: el peso, sexo y si el nacimiento fue pretérmino. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
44 
7. RESULTADOS 
 
Muestreo a la población 
 
Las pacientes con DG y los controles fueron reclutadas en un período de seis meses 
(enero del 2012 a junio del 2012). La captación de estas pacientes se realizó a través 
de la Clínica de Especialidades de la Mujer. 
 
El grupo de mujeres con DG estuvo comprendido por 98 mujeres diagnosticadas con 
DG (de acuerdo a ADA) Estas pacientes tenían una edad de 17 a 42 años, originarias 
principalmente del Distrito Federal, Estado de México, Veracruz, Oaxaca y Puebla, y en 
un porcentaje menor de Michoacán, Guerrero, Hidalgo, Tlaxcala, Querétaro, Chiapas, 
Tabasco, Sinaloa y San Luis Potosí. La mayoría de estas mujeres son amas de casa. 
Este grupo presentaba como antecedentes familiares el desarrollo de Diabetes Mellitus 
y Diabetes Gestacional. 
 
El grupo de mujeres control estuvo comprendido por 92 mujeres. Estas pacientes 
presentaban una edad de 16 a 37 años, originarias principalmente del Distrito Federal, 
Estado de México, Veracruz y Oaxaca, y en menor procedencia de los estados de 
Tamaulipas, Hidalgo, Puebla, Guerrero, Querétaro, Michoacán, Chiapas, San Luis 
Potosí y Guanajuato. Estas mujeres en su mayoría son amas de casa. De igual manera 
este grupo presentó como antecedentes familiares desarrollo de Diabetes Mellitus y 
Diabetes Gestacional. 
 
 
Evaluación de integridad de ADN 
 
Para identificar si el ADN no se encontraba degradado y contenía un tamaño elevado, 
se realizó un gel de agarosa como se muestra en la figura No. 9 
 
 
45 
 
 
 
Figura No. 9 Gel de Agarosa con muestras de ADN extraídas. 1) Marcador de tamaño 
molecular 1 kb. 2-11) Muestras de ADN extraídas. 
 
 
En la Figura 9 se observan bandas intensas de elevado peso molecular en la mayoría 
de las muestras, lo cual se puede apreciar al comparar con el marcador de peso 
molecular. Esto habla de que hay una buena integridad del ADN, y solo en algunas 
muestras se observa ligeramente un barrido, que indica posiblemente degradación, 
pero debido a que en estas muestras, se observa la banda intensa, no existió ningún 
problema al utilizarlas para la PCR. 
 
 
Cuantificación de ADN mediante espectrofotometría 
 
Para la cuantificación de ADN se utilizó el equipo Nanodrop 1000, con lo cual se 
determinó que las muestras contenían desde 6 ng/uL hasta 35 ng/uL. 
 
 
46 
 
 
Diseño de los oligonucleótidos 
 
Los oligonucleótidos que arrojo el programa se muestran en la siguiente tabla: 
 
 
Tabla No. 6 Secuencias de los Nucleótidos 
 
 NOMBRE SECUENCIA 
 
 Oligonucleótido sentido TCAAGCCCAGTCCTTTCTGTG 
 
 Oligonucleótido antisentido ACGTCCCCAATAGCCGTATCT 
 
 
 
 
El diseño y ubicación de los nucleótidos es la siguiente: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 10 Diseño y ubicación de los nucleótidos de acuerdo al programa Primer Express 2.0 
 
 
47 
Evaluación de la PCR 
 
 
 
Para evaluar la amplificación de la PCR las muestras se corrieron en un gel de agarosa 
al 3%: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 11 Amplificado por PCR. Carril 1) Marcador de tamaño molecular 100 pb. Carril 2) 
Control negativo de agua con todos los reactivos para PCR. Carril 3-14) Muestras amplificadas por 
PCR. 
 
 
Como se muestra en la figura 11, al llevar a cabo la amplificación por PCR se obtienen 
fragmentos de aproximadamente 500 pb, los cuales se pueden observar como las 
bandas intensas. 
 
Análisis de secuencias 
 
Una vez que se obtuvieron los electroferogramas, se utilizó el programa Bioedit 
Sequence Alignment Editor. Con este programa se localizó el SNP, y se determinó de 
la siguiente manera si presentaba o no un polimorfismo: 
 
 
48 
 
 
 
 
Figura No. 12 Electroferograma de una muestra con genotipo C/C. Pico único de color azul que 
muestra la obtención del genotipo C/C. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 13 Electroferograma de una muestra con genotipo C/G. Pico azul y pico negro 
traslapados que muestran el genotipo C/G. 
49 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura No. 14 Electroferograma de muestra con genotipo G/G. Pico único de color negro que 
muestra la presencia del genotipo G/G. 
 
Una vez que se analizaron los electroferogramas de todas las muestras tanto de 
madres como de RN, se obtuvieron los siguientes resultados de las frecuencias y 
genotípicas y alélicas. 
 
Tabla No7 Resultados generales de los genotipos y frecuencias alélicas. 
 
 
 
 Genotipos Frecuenciaalélica OR 
P 
 
 
N 
 
Pro12Pro 
 
Pro12Ala 
 
Ala12Ala 
 
Pro (C ) 
 
Ala (G) 
 
(IC95%) 
 
 
 (C/C) (C/G) G/G 
 
 
 Mamás con 
96 
 
84 
 
11 
 
1 
 
0.933 
 
0.067 
 
0.5143 
 
 
 DG 
 (0.2353 - 0.0955 
 Mamás sin 
 92 72 20 0 0.783 0.217 1.1240) 
 DG 
 
 
 RN de 
 
 mamás con 96 81 15 0 0.843 0.157 
0.7115 
 
 
 DG 
 (0.3370 – 0.3720 
 RN de 
 1.5021) 
 
mamás sin 
 
92 
 
73 
 
17 
 
2 
 
0.885 
 
0.115 
 
 
 
 
 DG 
 
50 
Análisis Estadísitico 
 
 
Tabla No. 8 Características de las madres con mutación y sin mutación 
 
 Característica Madres con mutación Madres sin mutación P 
 
 
 
IMC 
 
 
Promedio27.11 
 
Promedio 27.78 
 
 
0.5153 
 
 
 
 
 
62.07% sobrepeso 
 
72.18% sobrepeso 
 
 
 
 
 Pretermino 25% 20.39% 0.5623 
 
 
 Abortos 21.88% 14.86% 0.328 
 
 Cesárea 59.38% 61.87% 0.7938 
 
 
 Antecedentes con DG 75% 58.33% 0.078 
 
 Chiapas 0.65% 
 
 DF 38.56% 
 
 Guanajuato 0.65% 
 
 Guerrero 2.61% 
 
 Chiapas 3.13% Hidalgo 4.58% 
 
 DF 28.13% Edo. de Mex. 20.26% 
 
 Guerrero 3.13% Michoacan 4.58% 
 
 Edo. De Mex. 12.5% Oaxaca 6.54% 
 
 Entidad de origen Michoacan 6.25% Puebla 4.58% 0.7057 
 
 Oaxaca 15.63% Queretaro 1.31% 
 
 Puebla 6.25% Sinaloa 0.65% 
 
 SLP 3.13% SLP 0.65% 
 
 Veracruz 21.88% Tabasco 1.31% 
 
 Tamaulipas 0.65% 
 
 Tlaxcala 0.65% 
 
 Veracruz 11.11% 
 
 Yucatán 0.65% 
 
 
 
 
51 
 
 
Tabla No. 9 Características de los Bebés con mutación y sin mutación 
 
 
 
Características Bebés con mutación Bebés sin mutación P 
 
 
 Peso 6.45% sobrepeso 9.68% sobrepeso 0.7597 
 
 
Sexo 
 40% Femenino 46.71% Femenino 
0.5001 
 
 
 
60% Masculino 
 
53.29% Masculino 
 
 
 
 
 Pretermino 19.35% 12% 0.2717 
 
 
 
52 
8. DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
 
La diabetes gestacional (DG) es una enfermedad genéticamente compleja que 
durante el embarazo implica riesgos considerables en la salud tanto de la madre 
como del feto (Winzer, 2004). 
 
En este estudio se determinó la participación del SNP PPARG, que previamente 
había sido asociado a diabetes gestacional, diabetes mellitus tipo 2 y a rasgos 
metabólicos relacionados con estas dos entidades clínicas en diversas 
poblaciones. 
 
Se obtuvo el OR de las frecuencias del polimorfismo Pro12Ala, tanto de las 
madres como de los bebés. Estos resultados se encuentran dentro de los límites 
del OR calculado, por lo cual se encontró que la presencia del SNP de PPARG no 
representa un factor de riesgo para el desarrollo de la diabetes gestacional en la 
muestra de la población mexicana estudiada. Este resultado concuerda con lo 
observado en otras poblaciones; en un estudio que se llevó a cabo en población 
árabe y escandinava no se observaron diferencias estadísticamente significativas 
entre la frecuencia de la variante Pro12Ala en 500 pacientes con DG (400 
escandinavas y 100 árabes) con respecto a los controles (428 escandinavas y 122 
árabes) (Shaat, 2004) y en otro estudio realizado en 649 mujeres escandinavas 
con diabetes gestacional y en 1232 controles se encontró que el polimorfismo 
Pro12Ala tampoco estaba asociado a DG (Shaat y Groop, 2007). 
 
De igual manera se llevó a cabo un análisis de asociación para determinar si la 
presencia de este polimorfismo tiene alguna relación con alguna otra 
característica. Las características a las cuales se les asoció en las madres fueron 
el IMC, el pretérmino, abortos, cesárea, antecedentes con DG y el lugar de origen; 
y para los bebés las características fueron: el peso, el sexo y el pretérmino. El 
polimorfismo Pro12Ala se ha asociado a obesidad en diversas poblaciones (Tok, 
2006); sin embargo, en este estudio no se observó asociación de este SNP a un 
53 
IMC mayor en las mujeres mexicanas con DG. De igual manera se ha encontrado 
asociación del polimorfismo Pro12Ala con el nacimiento pretérmino (Meirhaeghe, 
2007), pero en el estudio realizado tampoco se encontró asociación con esta 
característica tanto en las madres como en los bebés que presentaban la 
mutación. 
 
Para las otras características estudiadas no se encontró relación con la presencia 
de diabetes gestacional. 
 
A pesar de que el polimorfismo Pro12Ala no se encuentra relacionado con la 
diabetes gestacional de acuerdo al estudio realizado, hay diversos factores que 
pueden estar implicados con el desarrollo de esta enfermedad los cuales pueden 
deberse al tipo de población a la cual se le está realizando el estudio. La mayoría 
de los países a los cuales se les ha estudiado pertenecen a Europa y Asia, y 
nuestra población no presenta las mismas características, y dentro de estas 
características se incluyen las genéticas. 
 
La población mexicana presenta un alto número de personas que presentan 
obesidad y diabetes, lo cual puede indicar que tenemos una estructura genética 
predispuesta a presentar dichas enfermedades. Esto se vería reflejado en el 
estudio realizado, ya que este polimorfismo, que se encuentra relacionado con la 
diabetes mellitus tipo 2 y con la diabetes gestacional, se presenta sin una 
diferencia significativa entre las mujeres que presentan diabetes y las que no la 
presentan. 
 
Es importante señalar que en los estudios de asociación es imposible estimar a 
priori el efecto individual sobre el riesgo de cada SNP analizado, debido a la 
heterogeneidad propia del padecimiento y aún cuando el efecto de riesgo se 
encuentre en todas las poblaciones, la contribución de cada variante alélica sobre 
el riesgo estará determinada entre otras cosas por la frecuencia alélica y la 
frecuencia del padecimiento en la población estudiada. 
 
54 
 
9. CONCLUSIONES 
 
 La variante rs1821182 del gen PPARG2 no presenta una relación con el 
desarrollo de la Diabetes Gestacional. 

 Las características de estudio IMC, el pretérmino, abortos, cesárea, 
antecedentes con DG y el lugar de origen, para las madres no presentan 
relación con la variante rs1821182 del gen PPARG2. 

 Las características de estudio del peso, sexo y pretérmino, para los bebés, 
no presentan relación con la variante rs1821182 del gen PPARG2. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
55 
10. PERSPECTIVAS 
 
El estudio realizado podría ser completado obteniendo otros datos clínicos, 
particularmente bioquímicos, que se encuentren relacionados con el 
polimorfismo Pro12Ala, y de esta forma analizar si no existe alguna asociación. 
 
De igual manera se ha encontrado que existe una interacción entre el gen 
HNF-4α y PPARγ2 para la resistencia de insulina en la población mexicana 
(Black, 2007), por lo cual se podría llevar a cabo un estudio con estos dos 
genes, y de esta forma observar si se encuentra una relación con la diabetes 
gestacional. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
56 
 
 
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