Logo Studenta

Obtencion-de-mimotopos-del-antgeno-p24-diagnostico-de-la-teniasis-causada-por-taenia-solium

Vista previa del material en texto

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO 
 
 
 FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
 
 
OBTENCIÓN DE MIMÓTOPOS 
DEL ANTÍGENO P24 
DIAGNÓSTICO DE LA TENIASIS 
CAUSADA POR Taenia solium 
 
 
 
 T E S I S 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE : 
QUÍMICO FARMACÉUTICO BIÓLOGO 
P R E S E N T A : 
A L F O N S O O D I N P É R E Z R U I Z 
 
 
 
 
 MÉXICO D.F 2012 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
JURADO ASIGNADO 
 
PRESIDENTE: Abel Gutiérrez Ramos 
VOCAL: Alejandro Camacho Cruz 
SECRETARIO: Abraham Landa Piedra 
1er. SUPLENTE: Beatriz Ruiz Villafán 
2° SUPLENTE: José Cordero Hernández 
 
 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: 
 
 
EL PRESENTE TRABAJO DE TESIS SE REALIZÓ EN EL LABORATORIO DE 
BIOLOGÍA MOLECULAR DE Taenia solium DEL DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA 
Y PARASITOLOGÍA DE LA FACULTAD DE MEDICINA DE LA UNAM, BAJO LA 
DIRECCIÓN DEL DR. ABRAHAM LANDA PIEDRA. ESTE TRABAJO DE INVESTIGACION 
FUE APOYADO POR EL CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA (CONACyT) 
CON EL CONTRATO 80134-M (DESARROLLO DE FÁRMACOS BIOLÓGICOS CONTRA LA 
Taenia solium.). EL ALUMNO ALFONSO ODIN PÉREZ RUIZ RECIBIÓ BECA DEL 
PROYECTO CONACyT 80134-M CON NÚMERO DE BECARIO 15100. 
 
 
 
ASESOR DEL TEMA: ______________________________ 
 Dr. Abraham Landa Piedra 
 
 
 
 
SUSTENTANTE: __________________________________ 
 Alfonso Odin Pérez Ruiz 
 
 
 
 
 
 
 
 
A Magali Ruiz Herrera 
 quien después de darme la vida 
 sin importar nada, 
 siempre me lo ha dado todo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 A Brenda y Diana 
 
Alfonso y Mara 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
A la UNAM, que me ha dado la oportunidad de seguir adelante durante todos estos 
años, en donde he vivido cosas que jamás olvidare, he hecho cosas que jamás creí 
posibles, y he conocido gente que siempre será parte de mí. 
A la Facultad de Química, en donde descubrí que las oportunidades hay que tomarlas, y 
que rendirse no es una opción. 
Al Dr. Abraham Landa Piedra, quien me dio la oportunidad de realizar este trabajo, me 
brindó su apoyo y amistad. 
A Alicia Ochoa Sánchez un agradecimiento muy especial. Sin todo el tiempo, paciencia, 
ayuda, enseñanzas, consejos y tips que me brindaste, esto no sería posible por ningún 
motivo. Muchas muchas muchas muchas Gracias Alice!! 
A Marco Romo, por aguantar todo este tiempo y echarle ganas. 
A mi madre Magali Ruiz Herrera, quien simplemente ha hecho todo lo posible e 
imposible por que esto suceda y sea una realidad. Gracias y esto es para ti! 
A mis hermanas Brenda y Diana, quienes con sus palabras, chistes y amor me dieron 
fuerzas para demostrarles que si uno lo quiere, por más trabajo que cueste lo puede 
obtener. Espero que esto sea un aliciente para ustedes, saben que siempre cuentan 
conmigo! 
A mi papá Alfonso Pérez y Mara Padilla, quienes han esperado por esto siempre, 
creyendo en mi. 
A mis abuelitas Juana y María, por todo su amor, todos sus abrazos y todos sus besos. 
A mis abuelos Adolfo y Roberto, por darme un ejemplo a seguir siempre y por darme 
estos genes viajeros, soñadores, y pata de perro. 
A Carmela Ruiz por su apoyo incondicional y ser mediadora en aquellos malos 
momentos que todos tenemos. Por ser mi segunda mamá y entenderme. 
A Jacqueline Cornejo Dávila, por tu amor, tu cariño, tu sabiduría, tus besos, tus brazos. 
Por todo lo que me has dado, por todo lo que hemos recorrido juntos, por todo lo que 
significas para mí en la vida, gracias siempre amore, por hacerme soñar y siempre 
querer más. 
A mi tío Víctor por todo el apoyo que siempre me ha dado, por que la distancia no nos 
aleja. 
A mi tía Maluchi, Brianda y Pablo Adolfo, por toda esa alegría y entusiasmo que siempre 
los embarca y me han compartido cuando estoy con ustedes. 
A mi tío Adolfo y mi tía Mariana por recibirme en su casa siempre, aguantar mis 
travesuras y darme todo su cariño. 
A mis primos Tony y Adolfo, por ser mis mejores amigos en esas largas vacaciones que 
pasaba con ustedes. 
A mi tío José María por su amistad, sus palabras y su forma tan especial de ser. 
A mi tía Yola y mi tío Andrés por aguantarme y quererme como uno más de sus hijos. 
A mi tía Betty, mi tío Tomás y mis primas Betty, Gaby y Eli quienes siempre se 
preocuparon y me apoyaron para obtener este logro. 
A mi primo Andrés por todo el tiempo, experiencias, situaciones, etc, etc, etc etc, que 
hemos vivido juntos. Eres lo mas cercano a un hermano que he tenido, gracias. 
A Laura Dávila, Víctor Cornejo, Yolita y Fermín por recibirme en su familia como si 
fuera la mía y brindarme todo su cariño desde el primer día que nos conocimos. 
A mis amigos Víctor, Josué y Omar, quienes con sus palabras y amistad, no solo me 
hicieron reír, también me hicieron abrir los ojos muchas veces y regresar al camino 
adecuado, gracias por sus consejos amistad y sabiduría. 
A Alejandra García Hernández porque fuiste parte de mi aprendizaje, de mi crecimiento 
y siempre te lo voy a agradecer. 
A Jocabed por tu amistad incomparable. 
A Adriana Nava por que tu amistad no se compara con ninguna otra cosa, porque 
siempre me apoyaste sin importar lo que pasara o sucediera o aconteciera, porque tú 
también me impulsaste siempre a hacer esto, a hacer lo que yo quisiera. 
A mis amigos de Logos y de la Chavitos Daniel, Chets, Mich, Santiago, Sánchez, 
Memelas, Changuito, Tops, Marin, Guzmi, Piliar, Arlene, Armando Gutiérrez (Barney), 
David Cervantes, Alejandra Cordero, Frida, Daniel (Felipe), Chichi Ortiz, Javier 
Castañeda, Federico Hulverson, Montserrat Morales. 
A mis amigos de la Facultad de Química López, Toro, Ana, Emilio, Temoc, César, Paola, 
Wendy, Laura, Joanna, Cangas, Ivette, Bola, Elechi, Ingemar, Ricardito, Charles Ortínez, 
Phill, Abril. 
A todos en el laboratorio, Richie, Oscar, Omar, Vera Teresa, Aramis, Julián. 
A mis amigos Jorge, Adrián, Calis, Beto y Juán. 
Gracias a todos todos todos los que durante esta eternidad estuvieron conmigo y me 
apoyaron. 
ESTO ES GRACIAS A Y USTEDES, POR USTEDES Y PARA USTEDES 
1 
 
ÍNDICE 
ABREVIATURAS……………………………………………………………………………….………..4 
RESUMEN……………………………………………………………………………………….…….……5 
1. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………….…………………6 
1.1. Taenia solium………………………………………………………………….……..8 
1.1.1. Clasificación científica…………………………………………………..8 
1.1.2. Generalidades del parásito………………………………….……….8 
1.1.2.1. Morfología………………………………….………………………………….9 
1.1.2.1.1. Huevo…………..………………………………………………………9 
1.1.2.1.2. Larva o Cisticerco…………..…………………………………10 
1.1.2.1.3. Gusano adulto..…………………………………………………12 
1.1.2.2. Sistema de transporte y excreción/secreción……….….13 
1.1.2.3. Sistema nervioso………………………………………………………..16 
1.1.2.4. Sistema reproductivo……………………………………….…………17 
1.1.3. Ciclo de vida…………………………………………………………….…18 
1.1.4. Manifestacionesclínicas………………………………………………20 
1.1.4.1. Teniasis………………………………………………………………….…..21 
1.1.4.2. Cisticercosis………………………………………………………………..21 
1.1.5. Diagnóstico…………………………………………………………….…..23 
1.1.5.1. Teniasis………………………………………………………………….……23 
1.1.5.2. Cisticercosis…………………………………………………………………24 
1.1.6. Tratamiento…………………………………………………………………25 
1.1.6.1. Teniasis……………………………………………………………………….25 
1.1.6.2. Cisticercosis………………………………………………………………..27 
1.1.7. Medidas de control………………………………….………………….29 
1.2. Antígenos de Excreción/Secreción……………………………………….31 
1.2.1. Antígeno diagnóstico P24 y mimótopos…………………….32 
1.3. Despliegue de fagos (PhD12)……………………………………….…….33 
2 
 
1.3.1. Fagos filamentosos M13..……………………………………….….35 
1.3.1.1. Proteína III (p3)……………………………………………….…………36 
1.3.1.2. Proteína VIII (p8).……………………………………………….…….37 
1.3.1.3. Genoma del fago M13KE…………………………………………….37 
2. HIPOTESIS………………………………………………………………………………….………39 
3. OBJETIVO……………………………………………………………………………………………39 
3.1. Objetivos particulares……………………………………………………….…39 
4. REACTIVOS QUIMICOS, EQUIPO Y REACTIVOS BIOLOGICOS.........40 
4.1. Reactivos químicos y equipo………………………………………….……40 
4.2. Reactivos biológicos…………………………………………………….….……40 
4.2.1. Escherichia coli TG1……………………………………………………41 
5. MÉTODOS GENERALES……………………………………………………………….……..42 
5.1. Gel de poliacrilamida con dodecil sulfato de sodio (SDS-
PAGE)…………………………………………………………………………….……………..42 
5.2. Inmunoelectrotransferencia (IET)……………………………….………43 
5.3. Adsorción y elución de anticuerpos…………………………………….44 
5.4. Purificación de inmunoglobulinas (IgG)…………..………….……..45 
5.5. Titulación de fagos……………………………………………………………….45 
6. PROCEDIMIENTO………………………………………………….………..…………….…..47 
6.1. Obtención de tenias……………………………………………………….…...47 
6.2. Obtención de antígenos de Excreción/Secreción (AgE/S)...47 
6.3. Obtención de suero hiperinmune α-AgE/S…………………….…..48 
6.4. Obtención de anticuerpos α-P24………………………………………...48 
6.5. Selección de mimótopos con ayuda del despliegue de 
fagos……………………………………………………………………………………………..49 
6.5.1. Cultivos bacterianos………………………………………….……….49 
6.5.2. Sensibilización y unión fago-anticuerpo……………….…..50 
6.5.3. Elución y amplificación de fagos……………………………..…51 
6.6. Aislamiento de clonas y preparación de ADN para 
secuenciación…………………………………………………………………………….….52 
3 
 
6.7. Secuenciación de ADN…………………………………………………….……53 
6.8. Análisis y selección de clonas……………….…………………………....54 
6.9. Obtención de anticuerpos α-mimótopos.…………………………….55 
6.10. Purificación de IgG de conejo e inmunoelectrotransferencia 
de anticuerpos α-mimótopos…………………………………………………….…55 
7. RESULTADOS………………………………………………………………………………………56 
8. DISCUSIÓN…………………………………………………………………………………………62 
9. CONCLUSIONES……………………………………………………………………………….…64 
10. ANEXOS………………………………………………………………………………………….65 
10.1. Preparación de soluciones……………………………….………………….65 
10.2. Imágenes………………………………………………………………………………69 
11. REFERENCIAS…………………………………………………………………………………71 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
Abreviaturas 
°C Grados Celsius 
µL Microlitro 
µm Micrómetro 
aa Aminoácidos 
Ac Anticuerpo 
ADN Ácido desoxirribonucleico 
ADNc Ácido desoxirribonucleico complementario 
ADNcs Acido desoxirribonucleico cadena sencilla 
Ag Antígeno 
AgE/S Antígenos de Excreción Secreción 
BSA Albúmina sérica bovina 
EDTA Ácido etilendiaminotetraacético 
ELISA Ensayo inmunoenzimático 
H2Odd Agua doblemente destilada 
IET Inmunoelectrotransferencia 
IPTG Isopropil-β-D-1-tiogalactopiranósido 
kDa Kilodaltones 
LB Medio Luria-Bertani 
M Molar 
ml Mililitro 
mm Milímetro 
mM Milimolar 
NCC Neurocisticercosis 
ng Nanogramo 
nm Nanómetro 
PBS Amortiguador salino de fosfatos pH 7.4 
PCR Reacción en cadena de la polimerasa 
PEG Polietilenglicol 8000 
pfu Unidad formadora de placa 
pH Potencial de hidrógeno 
pmol Picomoles 
RM Resonancia Magnética 
rpm Revoluciones por minuto 
SDS Dodecil sulfato de sodio 
SDS-PAGE Electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecil sulfato sódico 
TBE Amortiguador Tris/Ácido Bórico/ EDTA 
TBS Amortiguador Tris-HCl/NaCl 
TBST TBS + Tween 0.1% 
TC Tomografía Computarizada 
TE Amortiguador Tris-HCl/EDTA pH 7.4 
TED Amortiguador Trietanolamina/EDTA/ditiotreitol 
TEMED N,N,N’,N’-tetrametiletilendiamina 
V Voltios 
X-gal 5-bromo4-cloro-3indolil-β-D-galactósido 
 
 
5 
 
RESUMEN 
 
La teniasis y la cisticercosis son parasitosis causadas por Taenia solium 
(cestodo). La cisticercosis es causada por la larva del parásito, mientras 
que la teniasis es causada por la forma adulta del mismo. Las dos 
parasitosis tienen sintomatologías completamente diferentes, y aunque en 
el tratamiento se utilizan los mismos fármacos, las dosis y el periodo del 
tratamiento son diferentes. 
En el diagnóstico de estas parasitosis también se presenta diferencia, 
mientras que la cisticercosis se diagnostica con mucha precisión mediante 
técnicas como la Resonancia Magnética y la Tomografía Computarizada. El 
diagnóstico de la teniasis es muy subjetivo y difícil, ya que se realiza por 
observación directa al microscopio de los huevos y sus proglótidos, 
existiendo siempre la posibilidad de identificar inadecuadamente los 
parásitos debido a la similitud que existe entre las formas adultas de T. 
solium, T. saginata y T. asiatica. Los huevos de estas tres especies son 
iguales, además la mala preservación de sus proglótidos y la dificultad de 
encontrar el escólex, no permiten el diagnóstico de especie. 
En la actualidad se están investigando nuevas técnicas para hacer un 
diagnóstico de la teniasis por T. solium, como son el uso de antígenos 
específicos para detectar anticuerpos en sueros de pacientes. El objetivo 
de este trabajo fue identificar péptidos mimótopos de la proteína 
diagnóstica P24 que puedan ser reconocidas por los anticuerpos de 
pacientes. La P24 es específica de los extractos de Excreción Secreción 
(E/S) del adulto de T. solium y en este trabajo se aisló dicha proteína y 
con ésta se produjeron anticuerpos en hámsteres, que se utilizaron para la 
selección de los mimótopos a partir de una biblioteca de péptidos 
desplegados en fagos M13KE. Se obtuvieron tres clonas con las que se 
obtuvieron anticuerpos en conejos que reconocen específicamente a la 
proteína diagnóstica P24. 
6 
 
1. INTRODUCCIÓN 
La teniasis y la cisticercosis son parasitosis causadas por el mismo 
agente etiológico, T. solium (cestodo). La cisticercosis es causada por la 
larva (metacéstodo) del parásito, mientras que la teniasis es causada 
por la forma adulta del mismo. La teniasis es un problema de salud 
pública a nivel mundial que afecta principalmente a los países en 
desarrollo, aunque actualmente es considerado también un problema en 
aquellos países con un alto índice de migración1-4. La cisticercosis 
representa un problema de salud mucho mayor que la teniasis para las 
personas infectadas, es importante considerar que, en el ciclo de vida 
del parásito, la teniasis es la infección que puede provocar la 
cisticercosis, por lo cual si se puede controlar eficazmente la teniasis, los 
casos de cisticercosis serian consecuentemente disminuidos. 
Los efectos en el ser humano de la cisticercosis pueden ser fatales y 
dejar daños irreversibles en las personas infectadas, mientras que las 
personas que tienen una teniasis, muchas veces la cursan 
asintomáticamente y los daños a la salud no son tan graves en 
comparación con los provocados por la cisticercosis. Así mismo el 
tratamiento farmacológico de una cisticercosis puede durar varios meses 
y aun así dejar daños irreversibles, mientras que el tratamiento de una 
teniasis es muy simple, rápido, barato y eficaz. 
Mientras que la neurocisticercosis (NCC) puede ser detectada por 
medio de técnicas de imagenología y ser diagnosticada adecuadamente, 
el diagnóstico para la teniasis es difícil de realizar debido a la similitudmorfológica entre algunos parásitos, sus huevos y a que el diagnóstico 
es visual y por lo tanto subjetivo, puede no ser 100% adecuado. 
También hay que mencionar que la toma de muestra para el diagnóstico 
de la teniasis, muchas veces tiene que llevarlo a cabo el paciente, quien 
7 
 
en la mayoría de los casos desconoce los procedimientos adecuados 
para una correcta toma de muestra de las heces, las cuales pueden 
estar contaminadas con alguna fuente externa o simplemente mal 
recolectadas. 
Debido a esto, se considera que un diagnóstico fácil, rápido, barato y 
eficaz para la teniasis puede ser de mucha ayuda en el tratamiento de 
dicha parasitosis, con la consecuencia inmediata de interrumpir el ciclo 
de vida del parásito en su forma adulta (teniasis) y de esta manera 
evitar la cisticercosis que es de mucho mayores consecuencias. 
En la actualidad se están desarrollando métodos diagnósticos 
fundamentados en las técnicas de biología molecular, muchos se han 
enfocado en las proteínas contenidas en los extractos de 
excreción/secreción producidos por los parásitos, produciendo métodos 
serológicos para la detección de anticuerpos producidos por el 
hospedero en contra de estas mismas proteínas. Estos métodos 
diagnósticos tienen el propósito de identificar de manera sensible y 
especifica al estadio larvario o adulto del parásito. La confiabilidad de la 
prueba aumentaría también debido a que la toma de muestra, que en 
este caso es sangre, es realizada por un profesional evitando así tanto la 
mala toma de muestra como el mal manejo de la misma. 
Este tipo de pruebas serológicas ya existen en el mercado para el 
diagnóstico rápido de diferentes enfermedades, padecimientos y 
alteraciones fisiológicas y metabólicas, demostrando ser muy efectivas y 
tener una relación costo beneficio muy alta. 
 
 
 
8 
 
1.1. Taenia solium 
 
1.1.1. Clasificación científica5 
Phylum: Platyhelminthes 
Clase: Cestoda 
Subclase: Eucestoda 
Orden: Cyclophyllidea 
Familia: Taeniidae 
Género: Taenia 
Especie: Taenia solium 
 
 
1.1.2. Generalidades del parásito 
 
Taenia solium (Lineo 1758) tiene dos estadios en su ciclo de vida, el 
larvario y el adulto. El adulto carece de boca y aparato digestivo como 
todos los cestodos lo cual los diferencia de los nematodos y trematodos. 
Tiene un cuerpo segmentado que puede llegar a medir de 2 a 5 metros, 
y tiene un escólex con cuatro ventosas y un rostelo con doble corona de 
ganchos (Figura 1). La larva es una vesícula (mide entre 4 y 20 mm) 
cubierta por una pared constituida por un tegumento y un parénquima, 
en donde se puede observar el escólex de la larva invaginado en esta 
pared (Figura 3)6, 7. 
 
9 
 
 
Figura 1. Micrografía electrónica de barrido en la que se muestra el escólex de T. 
solium. Se observan las 4 ventosas y el rostelo con la doble corona de ganchos. 
Tomada y modificada de Bogtish, Burton J. Human Parasitology, 2005. 
 
1.1.2.1. Morfología 
 
1.1.2.1.1. Huevo 
 
Los huevos de T. solium son de forma esférica y están conformados 
por la capa externa llamada embrióforo que es la principal defensa de 
los embriones, está compuesto por una proteína similar a la queratina la 
cual tiene características que le dan propiedades protectoras y 
funcionales al mismo tiempo. Es impermeable y muy resistente, 
proporcionando así la posibilidad de sobrevivir en condiciones 
desfavorables. Así mismo las proteínas se conforman en forma de 
bloques que son unidos por proteínas cementantes que son susceptibles 
a la degradación enzimática, lo cual les permite en condiciones 
favorables, una vez ingeridos por el huésped, ser digeridas por lo jugos 
gástricos y así liberar a la oncósfera al separarse el embrióforo. La 
oncósfera o embrión hexacanto se encuentra dentro del huevo, y es la 
10 
 
forma infectiva para causar cisticercosis al humano y cerdo. Está 
oncósfera presenta tres pares de ganchos que se pueden observar al 
microscopio (Figura 2). Una vez liberada la oncósfera es activada por las 
mismas enzimas y sales biliares, atraviesa la pared intestinal y entra al 
torrente sanguíneo en donde puede transportarse hacia zonas 
favorables para su fijación y desarrollo como son musculo esquelético, 
sistema nervioso central, tejido subcutáneo, lengua y ojos, en donde 
evolucionará hacia su forma de larva o cisticerco6, 7. 
 
Figura 2. Huevo de Taenia sp. Se pueden observar los tres pares de ganchos y el 
embrióforo radiado. Tomado de 
http://www.wadsworth.org/parasitology/Images/06-M.jpg 
 
1.1.2.1.2. Larva o Cisticerco 
 
La forma larvaria de la T. solium es conocida también como 
cisticerco. Se conocen dos clases de cisticercos, el celuloso y el 
racemoso8. 
El cisticerco celuloso es una vesícula ovalada cubierta por una 
membrana transparente que tiene un tamaño de entre 4 y 20 mm de 
longitud, a través de su membrana se puede observar el escólex 
11 
 
invaginado, el cual ya cuenta con cuatro ventosas y dos hileras de 
ganchos (Figura 3). El interior del cisticerco contiene fluido, el cual está 
compuesto por carbohidratos proteínas y lípidos. Cuando el cisticerco, 
después de haber sido ingerido por el huésped y expuesto a los jugos 
gástricos, llega al intestino, donde este evagina el escólex y con la doble 
corona de ganchos y cuatro ventosas se adhiere al intestino. El 
cisticerco racemoso es de mayor tamaño al cisticerco celuloso, teniendo 
un tamaño de hasta 90mm9, 10. Es de forma irregular y rugoso con 
lobulaciones, su membrana es irregular debido a adelgazamientos y 
engrosamientos llamados excrecencias, su capa basal contiene 
vellosidades y contiene líquido en su interior, y no tiene escólex. Este 
cisticerco tiene una afinidad mayor por el tejido nervioso central y se 
encuentran generalmente en la base del cerebro. 
 
 
Figura 3. Se observa el escólex de color blanco opaco en los cisticercos. 
12 
 
1.1.2.1.3. Gusano adulto 
 
La tenia en su fase adulta, puede medir desde 1.5m hasta unos 5m 
de longitud. El cuerpo de la tenia en su fase adulta (gusano) está 
conformado por el escólex, cuello y estróbilo (Figura 4). El escólex se 
encuentra en uno de los dos extremos del gusano, mide 
aproximadamente 1mm de diámetro, tiene 4 ventosas y un rostelo 
armado con una doble corona de ganchos (entre 25 y 30) que le sirven 
como instrumento de sujeción al intestino (Figura 1). El cuello se 
encuentra unido al escólex, es corto y delgado, está formado por células 
germinales que dan origen al estróbilo, formado por segmentos 
llamados proglótidos que están unidos y forman una cadena. Los 
proglótidos que se encuentran cercanos al cuello se denominan 
inmaduros, debido a que aun no tienen los órganos sexuales. Los 
proglótidos más distantes al cuello, se denominan maduros ya que han 
desarrollado sus órganos sexuales y los que ya tienen huevos del 
parásito en su interior se denominan proglótidos grávidos, éstos son los 
que se encuentran en la parte más distal del gusano. Los proglótidos 
grávidos, contienen entre 30,000 y 50,000 huevos cada uno11, estos 
proglótidos grávidos se desprenden del estróbilo y son transportados al 
exterior en un número de entre 2 y 5 segmentos en la materia fecal del 
huésped, en un promedio de 2 a 3 veces por semana. Debido a su 
tamaño de entre 5 mm y 20 mm, estos pueden ser observados en la 
materia fecal. Una vez expulsados los proglótidos, se destruyen y 
vierten su contenido de huevos al medio ambiente en el que se 
encuentren6, 7, 11-18. 
13 
 
 
Figura 4. Regiones del cuerpo de la forma adulta de T. solium. (a) Escólex y región del 
cuello, (b) Proglótidos inmaduros, (c) Proglótidos maduros y (c) Proglótidos grávidos. 
Tomada de Bogtish, Burton J. Human Parasitology, 2005. 
 
1.1.2.2. Sistema de transporte y excreción/secreción 
T. solium al igual que todos los cestodos, carecen órganos digestivos, 
por lo que su alimentación y excreción de deshechos esllevada a cabo a 
través del tegumento, el cual se encuentra en la superficie del gusano 
(Figura 5). El tegumento está compuesto por microvellosidades 
conocidas como microtricas que son proyectadas hacia el exterior, 
delimitadas por una membrana tegumental. A diferencia de las 
microvellosidades, las microtricas tienen una punta densa en electrones, 
separadas de la región basal por placas multi-laminares, estas puntas le 
otorgan al parásito resistencia en contra de los movimientos 
peristálticos y al mismo tiempo cuando el parásito se mueve, agita los 
fluidos intestinales y de este modo aumenta el acceso a los nutrientes y 
secreta los desechos del mismo parásito. Cubriendo la membrana 
tegumental se encuentra una capa de macromoléculas que contienen 
14 
 
carbohidratos llamada glicocálix que tiene varias funciones entre las 
cuales está proteger al parásito de las enzimas digestivas del huésped, 
aumentar la absorción de nutrientes y mantener la estructura del 
parásito junto con proteínas del citoesqueleto. El tegumento está 
compuesto de dos regiones citoplasmáticas, la distal y la proximal. En la 
región distal del citoplasma se encuentra una gran cantidad de 
mitocondrias alineadas en una banda ancha basal, así como varios tipos 
de vesículas producidas por los citones subtegumentales, en la región 
proximal del citoplasma de este citón se encuentran complejos de Golgi, 
mitocondrias, retículo endoplásmico y otros organelos involucrados en la 
síntesis de proteínas. Las proteínas producidas en los citones son 
traslocadas a la región distal del citoplasma a través de microtúbulos. 
Por debajo de la región distal del citoplasma se encuentran dos capas de 
músculos, la capa exterior tiene fibras contráctiles orientadas en 
patrones circulares mientras que la capa interior está compuesta de 
fibras contráctiles ordenadas longitudinalmente. El sistema de 
transporte de T. solium, también conocido como sistema 
osmoregulatorio, consiste de dos componentes, canales colectores y 
células flama. Tiene cuatro canales colectores alineados lateralmente, 
dos dorsales y dos ventrales, los cuales se extienden a través de todo el 
estróbilo, mientras que un solo canal transversal conecta los canales 
ventrales al final de cada proglótido. Los canales ventrales llevan fluido 
fuera del escólex hacia los proglótidos, mientras que los canales 
dorsales llevan fluido hacia el escólex. En los proglótidos se encuentran 
vesículas excretoras en las cuales los canales ventrales vierten su 
contenido. Las células flama están asociadas a los canales ventrales, 
estas células colectan fluidos que pasan a través de túbulos secundarios 
hacia los canales ventrales7, 10, 12. 
 
15 
 
 
 
Figura 5. (a) Tegumento de cestodos. (b) Sistema de transporte y 
excreción/secreción. Tomada y modificada de Bogtish, Burton J. Human Parasitology, 
2005. 
16 
 
1.1.2.3. Sistema nervioso 
El sistema nervioso de T. solium es relativamente complejo, 
comienza en el escólex en donde se encuentra el ganglio cefálico que es 
un conjunto de tejido nervioso a partir del cual se forma un sistema de 
nervios cortos anteriores y posteriores que inervan diferentes regiones 
del escólex como fibras motoras, y recibe fibras sensoriales del rostelo, 
ventosas y tegumento. Varios pares de nervios longitudinales se 
extienden desde el escólex y a lo largo del estróbilo, paralelamente a los 
canales de transporte de la tenia. En los proglótidos los nervios se unen 
en conexiones cruzadas horizontalmente (Figura 6). Los órganos 
reproductivos y la musculatura son inervados por pequeñas fibras 
nerviosas motoras que emanan de los nervios laterales y las conexiones 
cruzadas, mientras que el tegumento es inervado por nervios 
sensoriales que se unen con los cordones y conexiones nerviosas7. 
Algunas partes como son el escólex, sistema reproductivo y ventosas, se 
encuentran mayormente inervadas. 
 
Figura 6. Sistema nervioso de Cestodos. Tomada y modificada de Bogtish, Burton J. 
Human Parasitology, 2005. 
17 
 
1.1.2.4. Sistema reproductivo 
Este sistema en T. solium es hermafrodita, es decir que tiene tanto 
órganos masculinos como femeninos en el mismo parásito. Los órganos 
masculinos están compuestos por cientos de testículos que se 
encuentran distribuidos a través de la región medular del proglótido. El 
ovario consiste de dos lóbulos prominentes y uno lóbulo central de 
tamaño pequeño. El oviducto comienza en donde se unen los tres 
lóbulos del ovario y continúa formando el saco uterino. La vitelaria es de 
forma compacta y se encuentra en la parte basal del proglótido justo 
debajo del ovario. El poro genital se encuentra ubicado en la parte 
lateral del proglótido, usualmente a la mitad de cada proglótido, los 
proglótidos siguientes pueden tener el poro genital alternado de lado o 
ubicados unilateralmente. Una vez que los huevos son producidos, son 
empujados hacia el saco uterino, el cual forma ramas laterales a medida 
que la producción de huevos aumenta. El número de ramas laterales ha 
servido como forma de identificación entre T. solium que tiene de 7 a 12 
ramas laterales mientras que T. saginata presenta más de 12 ramas 
laterales. 
 
Figura 7. Proglótido maduro de T. solium. Tomado y modificado de Bogtish, Burton J. 
Human Parasitology, 2005. 
18 
 
1.1.3. Ciclo de vida 
En el ciclo de vida de T. solium podemos encontrar a dos huéspedes 
mamíferos en los que ocurren diferentes estadios del parásito y los 
cuales están involucrados de diferentes maneras en el ciclo de vida del 
mismo, estos huéspedes son el humano y el cerdo. 
El ciclo de vida (Figura 8) comienza cuando el cerdo ingiere huevos o 
proglótidos grávidos de T. solium que han sido depositados en los 
lugares en donde el cerdo se alimenta, principalmente por efecto de la 
práctica de fecalismo al aire libre. Una vez que el cerdo ingiere los 
huevos, estos sufren ataque enzimático, el cual degrada las proteínas de 
el embrióforo, liberando al embrión, el cual atraviesa la mucosa 
intestinal y llega al torrente sanguíneo en donde viajará hasta instalarse 
en diferentes tejidos para desarrollarse a la forma larvaria. 
El ciclo de vida del parásito continúa cuando el humano ingiera carne 
infectada con cisticercos. Los cerdos infectados con cisticercos son 
matados y vendidos en zonas en las que el control de la carne no es 
adecuado. Los cisticercos pueden sobrevivir en carne refrigerada a 4°C 
durante un mes. La carne de cerdo con cisticercos puede ser cocida 
adecuadamente y así eliminar a los cisticercos viables, los cuales 
mueren a temperaturas entre 45°C y 50°C, pero debido a diferentes 
formas de cocinar la carne de cerdo, ésta en muchas ocasiones, deja 
viables a cisticercos que se encuentran en el centro de los trozos de 
carne19. De este modo el humano consume los cisticercos, los cuales en 
el intestino y por efecto de los jugos gástricos y sales biliares, evaginan 
el escólex, el cual se fija firmemente a la musculatura del intestino por 
medio de las cuatro ventosas y la corona de ganchos que tiene escólex 
evaginado del cisticerco. Es aquí en el intestino en donde el cisticerco de 
T. solium se desarrolla en el gusano adulto que es conocido como 
19 
 
solitaria, provocando la parasitosis conocida como Teniasis. El gusano 
adulto al crecer, madurar y desarrollarse, va a producir huevos, los 
cuales serán liberados en el proglótido o solos en la materia fecal, y es 
en este momento cuando debido a circunstancias principalmente 
económicas, las personas que incurren en la práctica del fecalismo al 
aire libre, dejan los huevos a disposición para que el cerdo los ingiera y 
de esta manera cerrar y comenzar el ciclo una vez más. 
El ciclo de vida del parásito tiene una vía paralela, en la cual el 
humano puede ingerir de forma accidental los huevos. Esto puede 
deberse a varias causas, la principal es la falta de higienedel huésped 
infectado quien puede llevar los huevos directamente del ano a la boca 
por medio de la mano. Otra posibilidad es la contaminación, ya sea del 
agua de riego para algunas verduras o frutas, o la contaminación directa 
del área de cultivo y cosecha debido a la práctica, como se mencionó 
anteriormente, del fecalismo al aire libre. El huevo una vez ingerido por 
el humano, sufre la degradación enzimática del embrióforo, liberando de 
esta manera la oncósfera de la misma manera que en el cerdo. La 
oncósfera es capaz de atravesar la mucosa y llegar al torrente 
sanguíneo, en donde en el humano será llevado principalmente a 
musculo esquelético, tejido nervioso (principalmente cerebro) y al ojo, 
en donde se desarrollara como cisticerco, provocando la parasitosis 
conocida como cisticercosis en el humano. 
20 
 
 
Figura 8. Ciclo de vida de T. solium. Tomada de http://www.dpd.cdc.gov/dpdx 
 
 
 
1.1.4. Manifestaciones clínicas 
Las dos enfermedades causadas por T. solium son muy diferentes 
entre si, tienen diferentes manifestaciones clínicas y diferentes sitios en 
los que se ubica el parásito, dañan diferentes órganos y la cisticercosis 
puede tener efectos muy graves en la salud de las personas. 
 
21 
 
1.1.4.1. Teniasis 
La teniasis es la enfermedad provocada por el adulto de T. solium, 
conocido como solitaria. El parásito una vez que se adhiere a la 
musculatura del intestino20, provoca en algunos casos una inflamación 
leve que puede ser inadvertida por el huésped. Aquí se desarrolla en su 
forma adulta obteniendo sus nutrientes del huésped, a través del 
tegumento. En un periodo comprendido entre 2-3 meses, el gusano ya 
se ha desarrollado completamente. En algunos casos extremos los 
gusanos adultos pueden llegar a medir, hasta 10 metros de longitud. La 
tenia absorbe muchos de los nutrientes del huésped, y en casos en los 
que la tenia es de gran tamaño puede provocar en el huésped 
desnutrición y pérdida de peso. Otros síntomas son malestar general y 
pérdida del apetito. En algunas ocasiones se puede presentar diarrea o 
constipación, dolor abdominal y nauseas matutinas. 
 
1.1.4.2. Cisticercosis 
La cisticercosis es causada por la forma larvaria del parásito. Si el 
cisticerco se localiza en zonas que no sean el cerebro, se le conoce 
comúnmente como cisticercosis y en el caso de que el cisticerco se 
localice en el sistema nervioso central (cerebro) se le conoce como 
neurocisticercosis21. 
Las manifestaciones clínicas de la cisticercosis no son muy específicas 
y es de expresión clínica polimórfica, puede ser desde asintomática 
hasta incapacitante y en algunos casos mortal. El daño que causa el 
parásito en el cuerpo humano depende del número y localización del 
mismo. La cisticercosis subcutánea puede presentarse como pequeños 
nódulos, movibles, que se presentan generalmente en los brazos y 
22 
 
pecho, sin ser dolorosos. Los nódulos pueden presentar inflamación y 
suavizarse después de varios años y gradualmente desaparecer. En 
algunos casos raros, se presenta infestación masiva de cisticercos, la 
cual se puede observar en el agrandamiento de los miembros infestados 
(pseudohipertrofia muscular). El corazón también puede sufrir de 
infección y aunque son pocos los casos, aprox. 5%, hasta ahora se 
reporta como asintomática la cisticercosis cardiaca. Aunque la infección 
del ojo es menos frecuente que la NCC (aprox. 1-3%), esta forma 
intraocular es común. El parásito se puede encontrar flotando 
libremente en el humor vítreo o en el espacio subretinal, los daños que 
producen a la vista pueden ser variados dependiendo del daño retinal o 
el daño al nervio óptico. En algunos casos el daño visual puede ser 
causado por efectos de los cisticercos en el cerebro14, 16, 22. 
Las manifestaciones clínicas de la NCC están relacionadas 
directamente a las diferencias individuales en el número y tamaño de los 
cisticercos así como en la topografía de las lesiones y la fuerza con la 
que el sistema inmunológico reacciona a la parasitosis. Los síntomas y 
signos son variados y no específicos. Los episodios epilépticos presentan 
la manifestación clínica más recurrente, entre el 50-80% de las 
personas con NCC presentan episodios epilépticos. En algunos casos se 
puede presentar aumento de la presión intracraneal, dependiendo de la 
localización del parásito y si este bloquea la circulación del fluido 
cerebroespinal. En los casos en los que el cisticerco crece más de lo 
normal (1-2cm), el cisticerco puede actuar como un tumor, presionando 
varias regiones del cerebro, causando aumento de la presión 
intracraneal y por lo mismo puede tener efectos en las funciones 
motoras y de los sentidos, esto dependiendo la zona en la que el 
cisticerco se encuentre. 
 
23 
 
1.1.5. Diagnóstico 
El diagnóstico de ambas enfermedades es muy diferente, sin 
embargo el desarrollo en el área del inmunodiagnóstico ha tenido un 
gran auge, ya que se están desarrollando métodos para diagnosticar 
ambas enfermedades basados en métodos serológicos23-27. 
 
1.1.5.1. Teniasis 
El diagnóstico principal de la teniasis se realiza por la identificación 
de los proglótidos expulsados en la materia fecal del huésped, estos 
proglótidos deben de ser observados al microscopio para realizar su 
identificación y conocer si la especie es, T. solium o T. saginata basados 
en la observación y conteo de las ramas laterales en los proglótidos. Del 
mismo modo, si el escólex puede ser observado, la diferenciación puede 
ser más exacta, ya que el escólex de T. solium cuenta con la doble 
corona de ganchos mientras que el escólex de T. saginata carece de la 
misma. Ya que los huevos de ambas especies son iguales, la 
identificación de estos no se realiza para identificar la especie del 
parásito. 
Se han desarrollado pruebas que consisten en la captura de 
antígenos del parásito en la materia fecal24, estandarizados en pruebas 
de ELISA28. La desventaja de estas pruebas es que no son capaces de 
distinguir entre las especies T. solium y T. saginata. 
Actualmente se están buscando alternativas que sean capaces de 
distinguir entre las dos especies con la ayuda de anticuerpos29 
específicos de las especies30 y anticuerpos monoclonales, así como 
anticuerpos locales y sistémicos31, de esta forma se podrían realizar 
pruebas diagnosticas que serían rápidas, sensibles y especificas29, 32. 
24 
 
La amplificación de secuencias especificas de ADN mitocondrial 
también se está realizando para la identificación del parásito por medio 
de hibridación33. Las técnicas de identificación genética, tendrán mayor 
auge cuando el genoma completo de T. solium sea conocido34. Aunque 
estas últimas técnicas aun se encuentran en desarrollo y no se 
encuentran en el mercado por ser muy costosas. 
 
1.1.5.2. Cisticercosis 
La cisticercosis se diagnostica por técnicas de neuroimagen, una vez 
que se han presentado síntomas que indiquen la posible parasitosis, y 
en algunos casos como pueden ser infecciones en musculo liso en las 
que no hay sintomatología, el diagnóstico puede ser fortuito. 
La tomografía computarizada (TC), y la Resonancia Magnética (RM) 
son las técnicas de imagen más efectivas utilizadas para el diagnóstico 
de la NCC. La TC se posiciona como la mejor herramienta de 
diagnóstico para la NCC debido a que ha demostrado tener una 
sensibilidad y especificidad mayor al 95%. En la TC se puede observar la 
lesión como una imagen hipodensa, con límites bien definidos y 
comúnmente se puede observar el escólex en el interior del cisticerco. 
La sensibilidad de la TC es mucho menor para aquellos casos en los que 
el cisticerco se encuentra en los ventrículos o en las cisternas 
cerebrales, en las que solo se puede observar deformación o 
agrandamiento de la zona. La RM es la herramienta más precisa para 
determinar el grado de lesión, la localización y las etapas evolutivas del 
parásito.En la RM se pueden observar los cambios degenerativos, así 
como cisticercos pequeños, y aquellos localizados en los ventrículos, 
cerebelo, ojo y los cisticercos racemosos basales13, 14, 16, 22, 35-39. 
25 
 
Las técnicas serológicas de diagnóstico son de mucha ayuda cuando 
se trata de diagnosticar NCC40, 41. En muchos casos la presencia de 
eosinófilos en fluido cerebroespinal, sugiere el diagnóstico de NCC. La 
técnica de ELISA es la más utilizada para buscar anticuerpos42, y aunque 
tiene reacción cruzada con los cestodos Hymenolepis nana y 
Echinococcus granulosus, es mucho más útil cuando se hace la prueba 
con fluido cerebroespinal que con suero43, aunque la desventaja es que 
la punción lumbar es un procedimiento doloroso e invasivo44. El 
inmunoblot con un complejo de glicoproteínas del parásito es una 
prueba que ha reportado una especificidad del 100% y una sensibilidad 
del 98%23, 45-50. Los anticuerpos pueden estar presentes aun después de 
la calcificación del parásito, por lo que una prueba positiva no se debe 
de interpretar como la presencia de parásitos vivos2, 47, 51-53. 
Se han establecido criterios de diagnóstico, basados en la 
combinación de las pruebas serológicas, de imagen neurológica, y 
estudios epidemiológicos para obtener diferentes grados de certeza en 
el diagnóstico54-57. 
 
 
1.1.6. Tratamiento 
 
1.1.6.1. Teniasis 
Para el tratamiento de la Teniasis en humanos existen tres fármacos 
que se han investigado ampliamente: Niclosamida, Praziquantel y 
Albendazol. Y aunque hay mucha controversia en el uso de alguno de 
estos tres, se ha demostrado que los tres son efectivos58. 
26 
 
Niclosamida. Ha sido el fármaco de elección durante varios años, y es 
muy efectivo en contra de la forma adulta. Tiene efecto en general en 
contra de los cestodos y actúa directamente sobre los proglótidos y el 
escólex inhibiendo la fosforilación oxidativa. Se administra en una sola 
toma de 2 g, pudiendo repetir el tratamiento una semana después si es 
necesario. La Niclosamida no tiene ningún efecto sobre los cisticercos ni 
sobre los huevos, por lo que se ha sugerido que este medicamento 
puede poner en riesgo al paciente de contraer cisticercosis, ya que 
destruye los proglótidos y libera los huevos a la luz intestinal, por este 
motivo, el uso de un laxante una o dos horas después de administrada 
la Niclosamida es obligatorio, así como la disposición adecuada de las 
heces. Aunque este medicamento es muy eficaz, no está disponible en 
México. 
Praziquantel. Es el segundo medicamento de elección para el 
tratamiento de la teniasis, actúa sobre los canales iónicos del parásito, 
principalmente en el de calcio, tanto en la forma adulta como larvaria. 
Se ha sugerido que este medicamento puede activar la NCC en algunos 
pacientes asintomáticos cuando son tratados para teniasis. Este 
medicamento se utiliza para tratar varias parasitosis en el humano, la 
dosis para el tratamiento de la teniasis es de 5-25mg/Kg por vía oral en 
una sola toma. Este medicamento está disponible en México59-62. 
El Albendazol es el tercer medicamento de elección, es muy bien 
tolerado y produce efectos secundarios mínimos. La ventaja de este 
medicamento es que actúa no solo en contra de Taenia sp. Si no que 
también actúa en contra de helmintos y nematodos frecuentes, por lo 
que se encuentra actualmente en varios antiparasitarios de venta 
comercial63. El albendazol causa daños en el tegumento, uniéndose a la 
tubulina, inhibiendo la polimerización y ensamblaje de los microtúbulos. 
La dosis recomendada de Albendazol para el tratamiento de la teniasis 
27 
 
es una dosis de 400mg por vía oral, aunque también se han presentado 
esquemas con una dosis de 400mg cada 24 horas, durante tres días22. 
 
1.1.6.2. Cisticercosis 
El tratamiento para la cisticercosis, está definido en cuanto a las 
características del diagnóstico de la misma. Es decir, que para su 
tratamiento hay que tomar en cuenta varias características del 
desarrollo de la enfermedad, como la localización del parásito, el estado 
biológico del mismo, el número de cisticercos, etc. 
Hasta ahora, los dos medicamentos de mayor uso y que han 
mostrado la mayor efectividad son el praziquiantel y el albendazol. 
Praziquantel. Se ha demostrado que dosis tan bajas como 5-10 
mg/Kg/día han tenido algún efecto sobre los cisticercos y dosis tan altas 
como 50-75 mg/Kg/día han sido bien toleradas59. Una terapia de 
50mg/Kg/día durante dos semanas ha sido adoptada por la mayoría de 
los médicos64-67. 
Albendazol. El albendazol ha demostrado ser un medicamento 
altamente efectivo para el tratamiento de la cisticercosis, con una alta 
efectividad en el caso de NCC, ya que ha demostrado tener una mayor 
penetración en el fluido cerebroespinal que el praziquantel. Se ha 
determinado que una dosis de 15mg/Kg/día ha sido efectiva para el 
tratamiento y que no conlleva efectos secundarios marcados. Este 
medicamento tiene menor costo que el praziquantel. 
Esteroides. Entre el segundo y quinto día de la terapia 
antiparasitaria, generalmente se observa un aumento de los síntomas 
neurológicos, atribuidos a la muerte del parásito y a la reacción 
28 
 
inflamatoria que hay en la zona de infección. Por tal motivo cuando se 
administran el praziquantel o el albendazol, también se administra una 
terapia con esteroides, con el fin de disminuir la inflamación, el edema y 
la hipertensión intracraneal causada por los fármacos. Los fármacos más 
utilizados son la dexametasona en dosis de entre 4.5 y 12 mg/Kg/día y 
la prednisona en dosis de 1mg/Kg/día en casos de que se requiera una 
terapia a largo tiempo. En algunos casos se utiliza también manitol para 
disminuir la hipertensión intracraneal aguda en dosis de 2g/Kg/día. Los 
medicamentos antiepilépticos son también utilizados en los casos que 
son necesarios y se obtienen resultados muy favorables cuando hay 
crisis epilépticas causadas por la NCC. En los casos en que los cisticercos 
se encuentran calcificados, son recurrentes los episodios epilépticos. En 
varios casos se administran medicamentos analgésicos para el control 
de la cefalea causada por la parasitosis. 
Cirugía. Anteriormente, la cirugía para extraer los cisticercos del 
cerebro y de los ventrículos era el método más utilizado de tratamiento, 
aunque con la investigación de los medicamentos este método fue 
disminuyendo en su práctica y actualmente está indicado para los casos 
en los que el parásito se encuentra en los ventrículos del cerebro, 
considerando que actualmente se cuenta con la cirugía 
neuroendoscópica para la recesión de los cisticercos ventriculares, la 
cual es menos invasiva. 
 
 
 
 
 
29 
 
1.1.7. Medidas de control 
La teniasis, siendo una parasitosis exclusivamente humana, hace al 
hombre el único responsable de su difusión y al mismo tiempo lo hace 
uno de los principales blancos cuando se intenta detener o erradicar 
esta parasitosis. Los principales factores que hay que considerar en la 
transmisión de la enfermedad son: 
• El contacto de los cerdos con las heces humanas contaminadas 
con huevos. 
• La deficiencia en la inspección de la carne de cerdo, la cual en 
muchos casos es vendida ilegalmente, ya sea por costumbres 
de los consumidores, quienes la solicitan con estas 
características o por los criadores quienes no quieren perder 
dinero por los animales parasitados. 
• El consumo de la carne cruda o mal cocida. En muchos casos la 
carne es consumida cruda o mal cocida debido a las 
costumbres de algunos pueblos en los cuales la carne se cuece 
en trozos muy grandes y el centro queda sin cocer conteniendo 
cisticercos vivos. Hay comunidades en las que la carne de cerdo 
con cisticercos es solicitada por las personas para ser 
consumida, debido a que las características de esta carne es 
del agrado de muchas personas, sin saber que se trata de 
carne parasitada que con unaalta probabilidad provocara la 
teniasis en el humano. 
• La falta de higiene de las personas al ir al baño y sobre todo en 
comunidades en las que existe la práctica del fecalismo al aire 
libre y las condiciones sanitarias son inadecuadas. 
Se han hecho investigaciones en las que se cree que las parasitosis 
causadas por T. solium pueden ser erradicadas68, no solo de las zonas 
30 
 
de mayor incidencia, sino también del mundo entero. Se han hecho 
estudios en cuanto a las implicaciones económicas de realizar terapias 
masivas69 y con educación para erradicar el parásito en algunas 
localidades70. Aunque se han obtenido resultados momentáneos (3-5 
años), el parásito y las parasitosis son diagnosticadas nuevamente. 
Los principales puntos que se han investigado en la búsqueda de la 
erradicación del parásito tienen que ver con el ciclo de vida del mismo, 
debido a que el huésped definitivo es el humano y también es la fuente 
de infección para el huésped intermediario, cerdo. Basados en estos dos 
principios, se busca erradicar al parásito principalmente aplicando 
terapias farmacológicas masivas con el fin de terminar con los 
huéspedes intermediarios y así interrumpir su ciclo de vida. Para esto se 
necesitan herramientas de diagnóstico adecuadas y fármacos que sean 
seguros para el humano y eficaces. 
Tomando en cuenta el ciclo de vida del parásito, también se está 
intentando detener la transmisión del mismo en el cerdo, que es el 
huésped intermediario. En este caso se ha considerado que la crianza de 
los cerdos tiene que ser más controlada y estar en constante 
observación. Así mismo se han desarrollado fármacos que en los cerdos 
tienen una muy alta eficacia antiparasitaria, por lo cual se han 
propuesto esquemas de terapia masiva. Se han desarrollado algunas 
vacunas en contra de la teniasis en humanos 71 aunque, la vacunación 
en cerdos ha tenido un mayor desarrollo tecnológico, aun no se tiene 
una vacuna barata que pueda ser una gran herramienta para el control 
de la T. solium72-76. 
El otro punto a considerar en el control de la T. solium es el factor 
humano, en este caso no como huésped. El control de los rastros y la 
inspección de la carne es un factor que puede ayudar mucho en el 
31 
 
control de la T. solium, por lo que la calidad de los rastros y la 
inspección de la carne debe ser del máximo nivel, para evitar así la 
venta, compra y consumo de carne infectada. Es deber del humano 
también, aumentar las medidas de higiene en todos los lugares, no solo 
en los que exista la posibilidad de infección por T. solium, esto puede 
ser con campañas educativas de concientización de las personas y 
campañas para dar a conocer el ciclo del parásito, ya que en muchos 
lugares no es conocida77-85. 
 
 
1.2. Antígenos de Excreción/Secreción 
La investigación en el área del diagnóstico de T. solium está en 
continuo desarrollo, ya que como se ha mencionado, el diagnóstico 
adecuado y a tiempo de la parasitosis es fundamental para el control de 
la misma. 
En esta área se ha encontrado que tanto en el adulto como la larva 
de T. solium, se pueden encontrar antígenos que se pueden clasificar de 
varias maneras, algunos son específicos para el género pero no para la 
especie, se han encontrado antígenos que son específicos para los 
cestodos, y algunos que son específicos para los estadios de T. solium86. 
Es decir que se han encontrado antígenos específicos tanto para la larva 
como para el adulto del parásito. Los antígenos de excreción/secreción 
(AgE/S), son antígenos que por la naturaleza misma del parásito, son 
liberados al medio en el que este se encuentra. Se han encontrado 
varios AgE/S los cuales se han investigado para saber si pueden ser 
buenos antígenos para la identificación específica del parásito. Dentro de 
estos antígenos se encuentran el AgB, la proteína 29 (P29), ES38, ES33 
32 
 
y los AgE/S 72, 48, 36 y 2486. Estos Antígenos han sido investigados, 
utilizando diferentes métodos como son las pruebas de ELISA y la 
Inmunoelectrotransferencia (IET) para conocer su especificidad y 
sensibilidad. 
Los AgE/S son muy utilizados en el área de investigación para el 
diagnóstico de la NCC, sin embargo han sido poco investigados para el 
diagnóstico de teniasis50, 86-97. 
 
1.2.1. Antígeno diagnóstico P24 y mimótopos 
El antígeno P24 obtenido a partir de los antígenos de 
excreción/secreción de la forma adulta de T. solium, ha demostrado ser 
un antígeno muy especifico y con amplias posibilidades de ser utilizado 
como un antígeno diagnóstico ya que, solo se ha detectado en los AgE/S 
de la forma adulta y no en los AgE/S del cisticerco del parásito. También 
se ha encontrado que este antígeno no presenta reacción cruzada con 
otros cestodos, características que le otorgan propiedades particulares y 
de interés, para su investigación en el área del diagnóstico de la teniasis 
causada por T. solium86, 105. 
Los mimótopos son secuencias cortas de aminoácidos (7-15) que 
mimetizan secuencias de aminoácidos en las proteínas. Estas regiones 
en las proteínas pueden ser antigénicas y se denominan epítopos. Por lo 
que un mimótopo es una secuencia de aminoácidos que mimetiza un 
epítopo. Debido a esto, los mimótopos son reconocidos por los 
paratopos en los anticuerpos de la misma manera que el epítopo al que 
mimetizan. 
 
33 
 
1.3. Despliegue de fagos (PhD12) 
El despliegue de fagos en una técnica que se ha empleado en el área 
de Biología Celular, Inmunología y Farmacología desde que fue descrita 
en 1985 por George P. Smith. Ésta tecnología se ha ido modernizando y 
actualizando de manera muy amplia y rápida, por lo que en la 
actualidad es utilizada en muchas áreas de la investigación. 
En un principio en esta tecnología se utilizan fagos filamentosos que 
infectan a Escherichia coli (M13, fd y f1) para expresar diversas 
secuencias peptídicas o proteínas como parte de las proteínas de 
cubierta del fago, para que de este modo pudieran interactuar con los 
blancos a los cuales fueran enfrentados. Siendo este el fundamento de 
la técnica, las posibilidades que existen para identificar y caracterizar las 
interacciones de péptidos de cualquier tipo con sus blancos, la hacen 
una herramienta muy poderosa y con amplias posibilidades en la 
investigación molecular98-102. 
En esta técnica, los péptidos expresados en el fago, son enfrentados 
a los blancos (anticuerpos) para que interactúen y se unan a los sitios 
del blanco, después se eliminan los fagos que no estén unidos al blanco, 
posteriormente se eluyen los fagos unidos al blanco de interés y se 
amplifican para realizar nuevamente la unión, a este procedimiento se le 
denomina panning. 
34 
 
 
Figura 9. Selección de fagos o Panning. Tomado y modificado de Ph.D. ™ Phague 
Display Libraries, New England BioLabs, 2009. 
 
 
35 
 
1.3.1. Fagos filamentosos M13 
El fago filamentoso M13 que se utiliza en el despliegue de fagos, es 
un fago que infecta a E. coli utilizando el pili de la bacteria como 
receptor para la infección. Estos fagos filamentosos tienen una cadena 
circular de ADN de cadena sencilla (ADNcs), la cual consiste de 11 
genes. Una vez que la proteína III (p3) del fago entra en contacto con la 
proteína TolA del pili de la bacteria, el genoma del fago es introducido al 
citoplasma de la bacteria en donde las proteínas replicativas de la 
bacteria convierten el genoma de cadena sencilla en ADN de doble 
cadena, la cual es la forma replicativa (RF). Este ADN de doble cadena o 
RF sirve como templado para la expresión de los genes del fago y 
también es replicado para formar las nuevas cadenas de ADNcs que 
formaran parte de los nuevos virus. 
Un fago viable expresa 2700 copias de la proteína VIII (p8) para 
formar una cubierta de aproximadamente 900 nm de largo y 5 copias de 
las proteínas VI (p6), VII (p7), IX (p9) y III (p3), las cuales conforman 
los extremos delfago, acomodándose las proteínas p7 y p9 en el 
extremo romo del fago y las proteínas p6 y p3 en el extremo infectivo 
del fago. 
La infección de la bacteria con el fago M13 no es del tipo lítica, por lo 
que la bacteria permanece viable aun estando infectada, sin embargo, la 
tasa de crecimiento de las bacterias infectadas disminuye 
considerablemente debido al uso de sus enzimas para la formación de 
los fagos, observándose en estos casos placas turbias en medios sólidos 
que son el producto de la liberación de los fagos al medio a través de las 
membranas de la bacteria. En estas placas se encuentran los fagos 
liberados en concentraciones aproximadas de 108 fagos98, 99, 101, 102. 
36 
 
 
Figura 10. Genoma y estructura del fago M13. Los genes se encuentran identificados 
con color de acuerdo a las proteínas que forman para dar estructura al fago. Tomada y 
modificada de 
http://www.wwnorton.com/college/biology/microbiology2/ch/11/etopics.aspx 
 
1.3.1.1. Proteína III (p3) 
La proteína III (p3) es fundamental en el despliegue de fagos, ya que 
por medio de la manipulación genética, los péptidos son unidos a esta 
proteína en su extremo N-terminal para que queden expuestos al medio 
y puedan interactuar con los blancos que les sean presentados. La 
proteína p3 está constituida de 406 residuos de aminoácidos y en el 
fago se encuentran solamente 5 copias. La proteína p3 en su porción C-
terminal interactúa con la proteína p6 y se mantiene unida a esta, 
mientras que la proteína p6 está unida a las proteínas p8 que forman la 
estructura de la cápside del fago. La inserción de péptidos en el extremo 
N-terminal de la proteína p3 no interfiere con la interacción que hay 
entre la proteína p3 del fago y la proteína TolA del pili de la bacteria. La 
37 
 
inserción de los péptidos al extremo N-terminal de la proteína p3 se 
puede hacer de diferentes formas, como son agregar el péptido 
flanqueado por secuencias específicas, y agregar el péptido flanqueado 
por cisteínas que formen puentes disulfuro y de este modo el péptido 
pueda ser expuesto en una asa que se forma98, 99, 101, 102. 
 
1.3.1.2. Proteína VIII (p8) 
La p8, es la principal proteína en el fago M13, ya que es la que 
conforma el cuerpo del fago, envuelve al genoma de la bacteria y es la 
que se encuentra en mayor número, aproximadamente 2700 copias. La 
p8 es una proteína de 50 residuos de aminoácidos y su expresión esta 
directamente determinada por el tamaño del genoma. En su forma 
nativa, el fago expresa aproximadamente 2700 copias de la p8 que 
sirven para envolver el genoma de 6.5Kb. De la misma manera que se 
pueden expresar polipéptidos unidos a la p3 por medio de manipulación 
genética, se pueden expresar a la p8 en su extremo N-terminal, aunque 
en este caso hay que considerar que el número de copias de la p8 es 
muy alto, por lo que la expresión de los polipéptidos en la p8 debe de 
ser limitada y distribuida a lo largo del cuerpo del fago98, 99, 101, 102. 
 
1.3.1.3. Genoma del fago M13KE 
En el despliegue de fagos, la biblioteca de péptidos Ph.D.12™ esta 
expresada en fagos M13KE los cuales tienen diferencias con el fago M13 
nativo. Las dos principales diferencias son que se le han insertado sitios 
de clonación (Acc65I) en el extremo 5’ al final del genIII para expresar 
secuencias cortas de péptidos fusionadas al extremo N-terminal de la p3 
y la presencia del gen LacZα con el objetivo de poder llevar a cabo una 
38 
 
α-complementación y seleccionar las clonas con IPTG/X-Gal. El genoma 
del fago M13KE está contenido en una secuencia de 7,222 nucleótidos, 
formando una cadena sencilla de ADN (Figura 11). 
 
Figura 11. Genoma del fago MK13. Se observa en rojo la inserción del sitio de unión en 
el cual se introduce la secuencia de aminoácidos que será expresada en el extremo N-
terminal de la proteína p3. También se observa el gen lacZα, que ha sido insertado 
para que se pueda llevar a cabo la α-complementación. Tomada de www.neb.com 
 
 
 
 
 
 
39 
 
2. HIPÓTESIS 
Los anticuerpos producidos en conejos en contra de los mimótopos 
de la proteína P24 diagnóstica de teniasis causada por T. solium, 
tendrán la capacidad de reconocer a dicha proteína de forma específica 
sin encontrar reacciones cruzadas con otras proteínas del mismo 
parásito. 
 
3. OBJETIVO 
 
• Aislamiento y caracterización de mimótopos obtenidos a partir del 
antígeno P24. 
 
3.1. Objetivos particulares 
 
• Obtención de los antígenos de Excreción-Secreción (Ag E/S) del 
adulto de T. solium. 
 
• Preparación de Anticuerpos específicos contra la P24. 
 
• Aislamiento y análisis de las clonas de mimótopos. 
 
• Producción y caracterización de anticuerpos anti-mimótopos por 
inmunoblot. 
 
40 
 
4. REACTIVOS QUIMICOS, EQUIPO Y REACTIVOS BIOLOGICOS 
 
4.1. Reactivos químicos y equipo 
Todos los materiales y reactivos químicos utilizados en esta tesis, así 
como sus especificaciones han sido incluidos en la descripción del 
método en que fueron requeridos. Las centrifugaciones menores a 
3700rpm se hicieron en una centrifuga modelo Centra CL2 de IEC, y las 
mayores a 10000rpm en una microcentrífuga modelo 5415 Eppendorf. 
 
4.2. Reactivos biológicos 
En los experimentos que se realizaron para esta tesis, el uso de 
animales de laboratorio fue fundamental para poder obtener los 
resultados buscados, y los animales fueron tratados responsablemente y 
con todas las consideraciones necesarias para evitar su sufrimiento en 
todo el tiempo (NOM-062-ZOO-1999 Especificaciones técnicas para la 
producción, cuidado y uso de los animales de laboratorio y las 
legislaciones éticas de la UNAM). 
Los cisticercos de T. solium que se utilizaron para infectar los 
hámsteres fueron obtenidos a partir de cerdos cisticercosos infectados 
naturalmente. Los cisticercos fueron separados del músculo esquelético, 
lavados en PBS frío y estéril. 
Se utilizaron hámsteres dorados Mesocricetus auratus hembras de 8 
semanas de edad y conejos hembras de 3 meses de edad, de la cepa 
New Zeland, los cuales fueron proporcionados por el bioterio de la 
Facultad de Medicina de la UNAM. 
 
41 
 
4.2.1. Escherichia coli (TG1) 
Las bacterias que se utilizaron en este experimento fueron de la cepa 
E. coli TG1, ya que esta cepa es la recomendada para el despliegue de 
fagos. Esta cepa tiene característica genéticas que son muy importantes 
e indispensables para el experimento. La primera, es la presencia del 
plásmido F que da la característica del pili a las bacterias. Esta 
característica es necesaria ya que como se menciono antes, el fago M13 
se une al pili por medio de la interacción de la proteína p3 del fago y el 
receptor TolA del pili para poder llevar a cabo la infección. Otra 
característica fundamental de esta cepa, es que se le ha deletado la 
parte que codifica para el fragmento alfa del gen lacZ (Δ(lacZ)M15)), por lo 
que la β-galactosidasa no se forma completamente ya que aunque el 
gen lacZΩ si se encuentra, esta proteína no es funcional si no están las 
dos subunidades presentes. El fago M13KE en el que esta expresada la 
biblioteca de péptidos, tiene el gen lacZα, por lo que al llevarse a cabo la 
infección del fago a la bacteria este gen es transferido a la bacteria en 
un proceso llamado α-complementación y la subunidad LacZα es 
transcrita y traducida a partir del gen lacZα y la β-galactosidasa es 
formada correctamente. 
 
 
 
 
 
 
 
42 
 
5. METODOS GENERALES 
Estos métodos fueron utilizados en forma recurrente y se describen a 
continuación, ya que serán mencionados en el procedimiento. 
 
5.1. Gel de poliacrilamida con dodecil sulfato de sodio (SDS-
PAGE) 
El SDS-PAGE es una técnica de biología molecular que consiste en la 
separación de proteínas, basándose en su peso molecular103, 104. 
Las proteínas que se van a analizar, son tratadas previamente con 
amortiguador de cargado (Tris-HCl 100mM pH 6.8,SDS 4%, azul de 
Bromofenól 0.2% y glicerol 20%) en relación 1:1, el cual también sirve 
como indicador del frente de corrida y calentadas a 100°C durante 5 
minutos. En éste caso el amortiguador de carga también contiene 2-
Mercaptoetanol (1%) que rompe los puentes disulfuro. Una vez que los 
geles son preparados (Anexo), se carga en cada pozo la proteína o 
proteínas que se quieran separar en una concentración de 2 µg por cada 
milímetro que tenga de ancho cada pozo, utilizando el primer pozo para 
los pesos moleculares. 
El gel se corre en una cámara de electroforesis (MiniProtean II) 
(BioRad) durante 60 minutos aproximadamente, con un voltaje de 
100V. La electroforesis en este caso en particular dura 
aproximadamente 60 minutos y se detiene cuando el frente de corrida 
llega a aproximadamente 3 mm del final del gel. Estos geles pueden ser 
utilizados para observar las proteínas directamente en el gel, tiñéndolo 
con azul de Coomassie al 0.1% durante 8-12 horas y después 
destiñéndolos en Ácido Acético durante 8-12 horas, o hasta que el fondo 
43 
 
sin teñir se haya limpiado y las proteínas se observen en el gel. Los 
geles también pueden ser utilizados en IET. 
 
5.2. Inmunoelectrotransferencia (IET) 
La IET es una técnica utilizada para trasferir las proteínas separadas 
en el gel de SDS-PAGE a una membrana de nitrocelulosa mediante la 
aplicación de una diferencia de potencial, y posteriormente poder 
identificarlas utilizando los anticuerpos deseados. 
El procedimiento consiste en colocar la membrana de nitrocelulosa 
(Hybond-C) (Accesolab) en contacto con el gel, entre papel filtro por 
ambos lados y luego entre dos fibras también por ambos lados, todo 
esto en forma de “sándwich”. El “sándwich” es colocado en un casete 
especial y luego puestos en la cámara de IET (MiniTransBlot) (BioRad) 
junto con un casete de hielo para evitar el calentamiento durante una 
hora con una diferencia de potencial de 100V. 
Posteriormente las membranas se separan del gel y se cortan tiras de 
aproximadamente 1mm de ancho. En este punto las membranas pueden 
ser guardadas entre papel filtro y con PBS en una bolsa a 4°C. Cuando 
se desea hacer la prueba con los anticuerpos, las membranas son 
colocadas en recipientes especiales que tienen 8 canales en los que se 
coloca una tira en c/u. Las membranas son bloqueadas con leche 
descremada al 5% durante 40 minutos y agitación, para evitar que los 
anticuerpos se unan inespecíficamente a la membrana en las zonas que 
no hay proteínas. Posteriormente se agregan los anticuerpos que 
quieren ser probados en proporciones entre 1:10 y 1:500 durante 1 
hora con agitación moderada. Pasada la hora, las membranas son 
lavadas 3 veces con PBS-Tween 0.3% durante 5 minutos, tirando la 
44 
 
solución de lavado entre cada lavado, de este modo quitamos los 
anticuerpos que no se hayan unido específicamente a las proteínas. 
Después se añade el 2° anticuerpo (anti-IgG de conejo acoplado a 
peroxidasa, hecho en cabra de la casa Life Technologies) en una 
concentración 1:2000 diluido en PBS-Tween 0.3% durante una hora con 
agitación moderada. Transcurrida la hora, se lavan las membranas con 
PBS-Tween 0.3% durante 5 minutos, tres veces y se hace un último 
lavado con PBS durante 5 minutos. 
El revelado de los anticuerpos unidos a la membrana, se realiza con 
una solución de 100µL de diaminobencidina (50mg/mL) disueltos en 
10mL de PBS + 1µL de H2O2 al 0.3% durante tres minutos y después 
lavado en H2Odd 4 veces durante 5 minutos cada vez . 
 
5.3. Adsorción y elución de anticuerpos 
Con el propósito de separar los anticuerpos, éstos son unidos 
específicamente a la proteína contra la cual fueron producidos, 
posteriormente se lavan los anticuerpos que no estén unidos y 
finalmente los anticuerpos son separados realizando una elución ácida. 
Para este método se tienen que hacer membranas de nitrocelulosa 
con la proteína deseada mediante una SDS-PAGE y posteriormente 
transfiriendo la proteína del gel a la membrana de nitrocelulosa por los 
métodos anteriormente descritos. 
Una vez que se tiene la membrana de nitrocelulosa con la proteína 
deseada (puede ser solo una región de la membrana cortada 
previamente), ésta se incuba durante una hora a temperatura ambiente 
con el suero, en el que hay anticuerpos en contra de muchas proteínas 
diferentes. Posteriormente la membrana es lavada 3 veces con PBS-
45 
 
Tween durante 5 minutos. La elución acida se lleva a cabo con Glicina 
Acida (Glicina 0.1M, NaCl 0.15M, pH 2.6) durante tres minutos con 
agitación, e inmediatamente se transfiere la glicina ácida a PBS 10X en 
volumen suficiente para equilibrar el pH a 7. 
 
5.4. Purificación de inmunoglobulinas (IgG) 
Las IgG se purificaron en una columna de afinidad, utilizando como 
matriz Proteína A-Sepharosa. La columna fue estabilizada haciendo 
pasar por ella 5mL de fosfato de sodio 0.02M pH 7.0 (solución I). Se 
diluyeron 5mL de suero con 5mL de la solución I, después se pasaron 
2mL del suero diluido por la columna tres veces. Posteriormente se lavó 
la columna con 15mL de la solución I. Las IgG se eluyeron con 5mL de 
Glicina 1M pH 3.0, recibiendo el eluido en 5mL de Tris-HCl 1M pH 9.0 en 
baño de hielo para neutralizarla. La columna se estabilizo con 15mL de 
solución I antes de utilizarla nuevamente. Se realizó este procedimiento 
para los 8mL restantes de suero diluido. Se realizó este procedimiento 
para los otros 2 sueros. Cuando la columna no se utilizó ese mismo día, 
fue guardada con 2mL de solución I a 4°C. 
 
5.5. Titulación de fagos 
Para la titulación de fagos se utilizaron cajas de Petri de 10 cm de 
diámetro con medio LB sólido (Anexo) y un cultivo de E. coli TG1 de 8 
horas de incubación a 37°C con agitación. 
La titulación de fagos es un procedimiento en el cual se hacen 
diluciones seriadas de la biblioteca y/o la amplificación que se desea 
titular y cada una de estas diluciones se les adiciona la bacteria y se 
46 
 
inocula en una caja de Petri para posteriormente contar las unidades 
formadoras de placa (ufp) y así conocer la concentración de fagos en la 
muestra. El procedimiento consistió en preparar las diluciones seriadas 
en el rango de 10-2-10-12 con un factor de dilución de 10-2 entre cada 
dilución. Posteriormente se incubaron 300µL del cultivo de E. coli TG1 
con 10µL de cada una de las diluciones en un tubo de microcentrífuga 
para cada dilución a 37°C en una incubadora de baño seco durante 5 
minutos. Inmediatamente después, el contenido de cada de uno de 
estos tubos de microcentrífuga fue pasado a un tubo de vidrio con 5mL 
de TOP-LB (Anexo) fundido y a la temperatura adecuada para no 
solidificarse ni que matara a las bacterias cuando se le adicionaron, a los 
cuales se les añadieron 20µL de IPTG 0.1M y 40µL de X-gal 2%, este 
tubo se agitó en el vortex rápidamente y fue vaciado cada uno a una 
caja con Agar LB a temperatura ambiente y se realizó un movimiento 
circular para que el TOP-LB con las bacterias se distribuyeran por toda la 
superficie del Medio LB. Las cajas se dejaron a temperatura ambiente 
durante media hora para que el TOP-LB solidificara y después fueron 
puestas en incubadora a 37°C durante toda la noche. 
Se observaron las cajas y a partir de las que tuvieron 
aproximadamente 100 ufp se contaron las mismas, con este dato se 
hizo el calculo para obtener el título con la formula: # de ufp*100*FD-1= 
ufp/mL, en donde ufp es el número de placas visibles en la caja, FD-1 es 
el inverso de la dilución a partir de la cual fue inoculada la caja y ufp/mL 
es el título de la muestra. 
 
 
 
47 
 
6. PROCEDIMIENTO 
 
6.1. Obtención de tenias 
La producción de la forma adulta del parásito T. solium, se llevó a 
cabo en hámsteres dorados, los cuales fueron desparasitados con 
Praziquantel (3mg/hámster) previamente a la infección. Los hámsteres 
fueron infectados, cada uno, con 8 cisticercosviables extraídos de la 
carne de cerdo infestada por vía oral. En este momento se 
inmunosuprimieron los hámsteres con Depomerol (metil prednisolona) 
en dosis de 2mg/hámster por vía intraperitoneal, y esta dosis fue 
administrada cada 15 días durante el periodo que duro la infección. 
Después de 4 ½- 5 semanas de la infección, los hámsteres fueron 
sacrificados mediante la administración de 3mg/Kg de peso de 
pentobarbital sódico por vía intraperitoneal. El intestino delgado de los 
hámsteres fue extirpado y lavado en PBS. Una vez lavado, fue abierto 
con cuidado longitudinalmente para extraer las tenias del mismo. Las 
tenias fueron lavadas con PBS-Antibióticos (1x106 U/L de Penicilina y 2 
g/L de Estreptomicina) (Sigma). 
 
6.2. Obtención de antígenos de Excreción/Secreción (AgE/S) 
Las tenias se colocaron en cajas de Petri con medio RPMI con 
antibióticos 1x106 U/L de Penicilina y 2 g/L de Estreptomicina) 105, 106. 
Los AgE/S de la forma adulta de la T. solium fueron obtenidos 
recolectando el medio de cultivo de las tenias cada 8 horas durante las 
primeras 24 horas y después cada doce horas durante 4 días. La 
integridad de las tenias es indispensable en este procedimiento por lo 
que las tenias fueron examinadas regularmente, observando 
48 
 
principalmente su morfología y motilidad al microscopio estereoscópico. 
El medio recolectado durante este tiempo fue dializado en PBS y 
posteriormente concentrado en un equipo AMICON (Millipore) 
aproximadamente 20X, utilizando una membrana de PM 3000 
(Millipore). Estos AgE/S fueron cuantificados por el método de Lowry y 
visualizados en un PAGE-SDS. 
 
6.3. Obtención de suero hiperinmune α-AgE/S 
El suero en contra de los AgE/S se obtuvo en hámsteres hembras, a 
los cuales se les inmunizo con 100µg de los AgE/S a cada uno. Las 
inmunizaciones se hicieron cada 15 días y fueron tres en total. Antes de 
la primera inmunización se tomó una muestra de sangre para ser 
utilizada como control negativo en las IET. A los 15 días de la última 
inmunización se tomo una muestra de sangre para comprobar la 
presencia de anticuerpos en IET, y una vez comprobada hacer la 
titulación de los mismos. Ya comprobada la presencia de anticuerpos α-
AgE/S y cuantificados, los hámsteres fueron sangrados a blanco y se 
obtuvo el suero por centrifugación que fue guardado a -20°C. 
 
6.4. Obtención de anticuerpos α-P24 
Para poder separar los anticuerpos α-P24 del suero Hiperinmune 
α-AgE/S, se requirió hacer SDS-PAGE de los AgE/S y posteriormente 
transferirlos a membranas de nitrocelulosa con los procedimientos 
anteriormente descritos. Con ayuda de los pesos moleculares en las 
membranas de nitrocelulosa, se recortó la región de 24kDa dejando un 
espacio pequeño pero considerable hacia arriba y hacia debajo de la 
región mencionada. Esta región fue incubada con el suero hiperinmune 
49 
 
α-AgE/S durante una hora a 37°C y agitación moderada. Siguiendo el 
procedimiento descrito en 5.3, lo que hizo posible separar los 
anticuerpos α-P24 del suero hiperinmune α-AgE/S. 
 
6.5. Selección de mimótopos con ayuda del despliegue de 
fagos 
El despliegue de fagos es una técnica que comprende varios procesos 
diferentes, aquí se describen en tres grandes partes y en orden 
cronológico de experimentación. 
 
6.5.1. Cultivos bacterianos. 
Para propagar la bacteria en un principio fue necesario hacerlo en 
medio mínimo M9 (Anexo) con la finalidad de que la bacteria expresara 
el pili, este cultivo se hizo en caja de Petri con medio sólido e inoculando 
la caja con la bacteria con la técnica de estriado para obtener colonias 
aisladas y se repitió el procedimiento con una sola colonia para que 
todas las bacterias fueran iguales, esta caja de medio mínimo fue el 
stock de bacterias que se utilizaron durante el experimento y se guardo 
a 4°C sellada con parafilm durante el experimento. En el experimento se 
utilizaron tres tipos de cultivos de bacteria, uno para la amplificación de 
fagos, otro para la titulación de fagos y el tercero para la infección con 
los fagos. El cultivo para la amplificación de fagos se hizo en 200ml de 
medio LB (Anexo) a una temperatura de 37°C durante 8 horas y en 5 ml 
de LB a temperatura de 37°C durante toda la noche (12-18 horas) para 
la titulación de las bacterias e infección con fagos. Los cultivos se 
incubaron con agitación en las condiciones mencionadas. 
50 
 
6.5.2. Sensibilización de placas y unión fago-anticuerpo 
Se preparó el anticuerpo α-P24, en concentración de 50µg/mL, en 
un amortiguador de fosfatos (NaHCO3 0.1M, pH8.6). Se colocaron en 
cada uno de los 8 pozos de la placa (Costar) 150µL de esta solución y se 
agitó con la mano para que la mayor parte de la superficie quedara en 
contacto con la solución. Las placas se guardaron en cámara húmeda a 
4°C durante toda la noche para utilizarlas el día siguiente, aunque se 
pueden guardar a 4°C manteniendo la humedad dentro del recipiente 
hasta por una semana. 
Se hizo una dilución de la biblioteca de péptidos de 12 aa. 
desplegados en el fago MK13KE (Ph.D. 12, New England Biolabs), que 
representara en 100 veces el número de clonas codificadas en la misma, 
en este caso la biblioteca tiene una complejidad del orden 109 clonas, 
por lo que la dilución en este caso fue de 1x1012 fagos/mL. El título de la 
biblioteca se obtuvo con el método antes mencionado. 
A la placa de 8 pozos ya sensibilizada, se le retiro el anticuerpo y se 
recolecto en un tubo de microcentrífuga para su posterior uso. Se le 
agregó a cada pozo 150 µL de amortiguador de bloqueo (Leche 
descremada 0.5%-Tween 0.1%) y se incubaron durante 1 hora a 4°C. 
Una vez transcurrido el tiempo, se retiro el amortiguador de bloqueo con 
un movimiento fuerte para tirar el líquido y se colocó sobre papel 
adsorbente rápidamente. Las placas se lavaron 4 veces con TBST 
(Anexo) durante 5 minutos y con agitación a temperatura ambiente. Se 
agregaron 100µL de la biblioteca diluida previamente (1011 fagos) a 
cada pozo y se dejaron incubando a temperatura ambiente durante una 
hora. Posteriormente se retiro el anticuerpo con una micropipeta y se 
recolecto en un tubo de microcentrífuga para su posterior uso. La placa 
se lavó con 150 µL de TBST y agitación durante 5 minutos 3 veces c/u. 
51 
 
6.5.3. Elución y amplificación de fagos. 
Los fagos se eluyeron con 100µL de Glicina-HCl 0.2M pH2.2, los 
cuales fueron colocados en cada pozo durante 10 minutos sin agitación 
a temperatura ambiente y después recolectados con micropipeta en 
tubo de microcentrífuga conteniendo 400 µL de amortiguador de Tris-
HCl 1M pH9 para neutralizar y se agitaron en el vortex brevemente. La 
amplificación de los fagos se realizó colocando 500 µL del eluido 
neutralizado en un tubo de microcentrífuga y agregando 1mL de cultivo 
de bacterias para infección, incubando por 25-30 minutos a 37°C en una 
incubadora de baño seco. Posteriormente estos 1.5 mL se agregaron al 
matraz con 200mL de cultivo para su amplificación, incubando a 37°C 
con agitación vigorosa durante 10-12 horas. 
El cultivo de la amplificación se pasó a tubos de centrifuga de 50mL y 
se centrifugó durante 30 minutos a 3800 rpm y temperatura de 4°C. El 
sobrenadante se pasó a tubos nuevos colocando aproximadamente 40 
mL en cada uno, por lo que se obtuvieron 5 tubos con aproximadamente 
40mL c/u. Los fagos en el sobrenadante se precipitaron con 7mL de PEG 
20% NaCl 2.5M durante toda la noche a 4°C. Los tubos se centrifugaron 
a 3800 rpm durante 30 minutos a 4°C y se tiró el sobrenadante. El 
pellet que contiene los fagos se resuspendió agregando 200 µL de TBS a 
cada tubo y se recolectaron en un tubo de microcentrífuga, haciendo un 
lavado final a cada tubo con 75 µL de TBS y juntándolo con el 
resuspendido en el mismo tubo. Este tubo se centrifugo a 14,000 rpm 
durante 10 minutos y se traspaso el sobrenadante a un tubo nuevo. Se 
titulan estos fagos con

Otros materiales