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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
OPTIMIZACIÓN DE LAS CONDICIONES DE EXTRACCIÓN 
EMPLEANDO MICROEXTRACCIÓN EN FASE SÓLIDA PARA LA 
DETERMINACIÓN DE COMPUESTOS ORGÁNICOS VOLÁTILES DEL 
PULQUE 
 
Tesis de licenciatura 
 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
 LIC. QUÍMICO DE ALIMENTOS 
 
 
 
 
PRESENTA 
César Hernández Muñoz 
 
 Ciudad Universitaria, Cd. Mx. AÑO 2019 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
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del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 2 
JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: Profesor: Rojas Escudero Elba 
VOCAL: Profesor: Ruiz Terán Francisco 
SECRETARIO: Profesor: Amador Muñoz Omar 
1° SUPLENTE: Profesor: García Mendoza Arturo de Jesús 
2° SUPLENTE: Profesor: Lozano García Felipe 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: 
CENTRO DE CIENCIAS DE LA ATMÓSFERA 
 
ASESOR DEL TEMA: 
DR. OMAR AMADOR MUÑOZ 
 
SUSTENTANTE (S): 
CÉSAR HERNÁNDEZ MUÑOZ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 3 
AGRADECIMIENTOS 
Académicos 
 Al Dr. Omar Amador Muñoz por la dirección de la tesis, por compartir sus 
conocimientos y permitir el desarrollo del trabajo en el Laboratorio de 
Especiación Química de Aerosoles Orgánicos Atmosféricos del Centro de 
Ciencias de la Atmósfera de la UNAM. 
 A Abraham Lara, Ing. Wilfrido Gutiérrez, Ing. Manuel García e Ing. Alfredo 
Rodríguez, por su apoyo técnico en el mantenimiento, servicio y reparación 
de la instrumentación analítica requerida para llevar a cabo este trabajo. 
 Al M en B. Saúl Armendáriz por las facilidades otorgadas para la consulta 
del material bibliográfico utilizado en este trabajo. 
 Al M. Higicel Domínguez por el apoyo técnico en el mantenimiento y 
actualización de la infraestructura de cómputo y de la red utilizada en este 
trabajo. 
 
Institucionales 
Este proyecto se llevó a cabo en el Laboratorio de Especiación Química de Aerosoles 
Orgánicos Atmosféricos y Desarrollo de Tecnologías Verdes, del Centro de Ciencias de la 
Atmósfera, UNAM. Agradezco a la Universidad Nacional Autónoma de México, a través del 
presupuesto institucional, el financiamiento para llevar a cabo este proyecto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 4 
ÍNDICE 
RESUMEN ……………………………………………………………………...............12 
1. ANTECEDENTES ............................................................................................. 13 
1.1. AGAVE ........................................................................................................... 13 
1.2. AGUAMIEL ..................................................................................................... 14 
1.3. PULQUE ......................................................................................................... 17 
1.3.1. PROCESO PARA OBTENER EL PULQUE .......................................... 21 
1.4. COMPUESTOS ORGÁNICOS VOLÁTILES ................................................... 24 
1.5. TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN DE COVs ...................................................... 26 
1.5.1.- EXTRACCIÓN EN “HEADSPACE” (ESPACIO CONFINADO) ............ 26 
1.5.2. EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO ....................................................... 27 
1.5.3. MICROEXTRACCIÓN EN FASE SÓLIDA (MEFS) ............................... 28 
1.6. DISEÑO DE EXPERIMENTOS ...................................................................... 32 
1.7. ESPECTROMETRÍA DE MASAS: IONIZACIONES 
ELECTRÓNICA Y QUÍMICA ................................................................................. 35 
2. OBJETIVOS ...................................................................................................... 38 
3. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................. 38 
4. HIPÓTESIS ....................................................................................................... 38 
5. METODOLOGÍA ................................................................................................ 39 
5.1. Selección de la técnica de extracción ............................................................ 39 
5.1.1. Extracción por espacio confinado “headspace” .................................... 39 
5.1.2. Extracción líquido-líquido ...................................................................... 39 
5.1.3. Microextracción en fase sólida (MEFS) ................................................ 40 
5.2. Optimización de las condiciones de extracción usando MEFS ...................... 40 
5.3. Efecto de la adición de sal “salting out¨ sobre el número y la 
cantidad de COVs ................................................................................................. 41 
5.4. Determinación de COVs en el pulque ............................................................ 41 
 5 
5.5. Comparación de COVs determinados por ionización electrónica y 
por ionización química positiva y negativa ............................................................ 42 
5.6. Análisis instrumental ...................................................................................... 42 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .......................................................................... 43 
6.1. Selección de la técnica de extracción ............................................................ 43 
6.2. Optimización de las condiciones de extracción usando MEFS ...................... 43 
6.2.1. Efecto sobre el número de COVs ......................................................... 43 
6.2.2. Efecto sobre la abundancia de COVs ................................................... 50 
6.2.3. Comparación de COVs extraídos con las fibras PDMS y CAR-PDMS . 57 
6.3. Efecto de la adición de sal “salting out¨ sobre el número y la 
cantidad de COVs ................................................................................................. 62 
6.4. Determinación de COVs en el pulque ............................................................ 63 
6.4.1. COVs específicos ................................................................................. 65 
6.5. Comparación de COVs determinados por ionización electrónica y 
por ionización química positiva y negativa ............................................................ 67 
6.6. Beneficios en la detección de COVs en el pulque .......................................... 75 
7. CONCLUSIONES .............................................................................................. 79 
8. RECOMENDACIONES ..................................................................................... 80 
ANEXO A.1 ........................................................................................................... 81 
A.1.1. Extracción por espacio confinado “headspace” .......................................... 81 
A.1.2. Extracción por líquido-líquido ...................................................................... 82 
A.1.3. Extracción por microextracción en fase sólida ............................................ 83 
9. REFERENCIAS ................................................................................................. 85 
 
 
 
 
 6 
ÍNDICE DE TABLAS 
Tabla I. Aminoácidos en el aguamiel de Agave atrovirens .................................... 15 
Tabla II. Composición química del aguamiel de algunos agaves .........................16 
Tabla III. Composición del aguamiel de acuerdo con el sitio geográfico
 .............................................................................................................................. 17 
Tabla IV. Vitaminas y minerales contenidos en el pulque .................................... 18 
Tabla V. Contenido de aminoácidos en el pulque ................................................. 18 
Tabla VI. Contenido proteico del pulque ............................................................... 19 
Tabla VII. Composición del pulque ....................................................................... 20 
Tabla VIII. Tipo de aroma según la estructura química ...................................... 25 
Tabla IX. Compuestos extraídos de acuerdo con el tipo de fibra ......................... 31 
Tabla X. Tratamiento del diseño de experimento 23 centrado para la 
extracción de COVs del pulque utilizando las fibras CAR-PDMS y 
PDMS .................................................................................................................... 41 
Tabla XI. Programa de temperatura en el cromatógrafo de gases ........................ 42 
Tabla XII. Número de COVs extraídos en cada tratamiento utilizando 
MEFS con PDMS, N=27 ........................................................................................ 43 
Tabla XIII. Número de COVs extraídos en cada tratamiento utilizando 
MEFS con CAR-PDMS, N=27 ............................................................................... 44 
Tabla XIV. COVs extraídos del pulque y sugeridos por la NIST. Los 
COVs en las líneas azules fueron selectivamente extraídos por CAR-
PDMS, mientras que aquellos en las líneas naranja fueron 
selectivamente extraídos por PDMS. .................................................................... 58 
Tabla XV. Características de las fibras utilizadas en este estudio de 
acuerdo con Merck KGaA (2018). ......................................................................... 62 
Tabla XVI. COVs sugeridos por la NIST en tres pulques colectados en 
la Ciudad de México. Los COVs sombreados en rojo son específicos 
del pulque descrito. ............................................................................................... 63 
Tabla XVII. Afinidad protónica de distintos compuestos orgánicos 
(Harrison, 1992) .................................................................................................... 70 
 7 
Tabla XVIII. Momentos dipolares para distintos enlaces ...................................... 70 
Tabla XIX. Estructuras y funciones de algunos COVs . ........................................ 76 
Tabla XX. Productos de degradación microbiana de los aminoácidos 
(Styger et al. 2011). En rojo se marca los compuestos sugeridos por la 
NIST encontrados en este estudio ........................................................................ 77 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 8 
ÍNDICE DE FIGURAS 
Figura 1. Agave americana. Foto tomada de 
http://enciclovida.mx/especies/211664-agave-americana-var-
americana.............................................................................................................. 13 
Figura 2. Agave salmiana. Foto tomada de 
http://www.naturalista.mx/taxa/204746-Agave-salmiana. ...................................... 14 
Figura 3. Agave mapisaga. Foto tomada de 
http://www.naturalista.mx/taxa/273687-Agave-mapisaga ...................................... 14 
Figura 4. Partes físicas que conforman al agave .................................................. 21 
Figura 5. Agave castrado ...................................................................................... 22 
Figura 6. Ocaxtle o raspador utilizado para el raspado del agave......................... 23 
Figura 7. Aguamiel contenido en la piña después de 10 h del raspado ................ 23 
Figura 8. Ejemplo del diagrama de Pareto ............................................................ 33 
Figura 9. Extracción de COVs del pulque ............................................................. 40 
Figura 10. Pareto de las variables de extracción sobre el número de 
COVs en el pulque con MEFS y PDMS. Variables con efecto significativo 
sobre la deseabilidad cuando p>0.05. ................................................................... 44 
Figura 11. Pareto de las variables de extracción sobre el número de 
COVs en el pulque con MEFS y CAR-PDMS. Variables con efecto 
significativo sobre la deseabilidad cuando p>0.05. ............................................... 45 
Figura 12. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de 
COVs con fibra PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27 ......................................... 46 
Figura 13. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de 
COVs con fibra PDMS. Volumen vs temperatura, N=27 ....................................... 47 
Figura 14. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de 
COVs con fibra PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 ................................................ 47 
Figura 15. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de 
COVs con fibra CAR-PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27 ................................. 48 
Figura 16. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de 
COVs con fibra CAR-PDMS. Volumen vs temperatura, N=27 .............................. 48 
Figura 17. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de 
COVs con fibra CAR-PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 ....................................... 49 
 9 
Figura 18. Intensidad vs tiempo (min), de los COVs variando el volumen 
del pulque: 2 mL (cromatograma rosa) y 0.2 mL (cromatograma azul). ............... 49 
Figura 19. Número de COVs promedio (N=3) obtenidos para cada una 
de las dos fibras y en cada uno de los nueve tratamientos (Tabla X). .................. 50 
Figura 20. Área (abundancia) total promedio (N=3) de COVs obtenidos 
para cada una de las fibras y en cada uno de los tratamientos (Tabla X).
 .............................................................................................................................. 50 
Figura 21. Pareto de las variables de extracción sobre la cantidad 
(abundancia) de COVs extraídos del pulque con MEFS y PDMS. 
Variables con efecto significativo sobre la deseabilidad cuando p>0.05. .............. 51 
Figura 22. Pareto de las variables de extracción sobre la cantidad 
(abundancia) de COVs extraídos del pulque con MEFS y CAR-PDMS. 
Variables con efecto significativo sobre la deseabilidad cuando p>0.05 ............... 52 
Figura 23. Área (abundancia) total promedio (N=3) de COVs extraídos 
por PDMS: a. 20°C - 5 min, b. 20°C - 30 min, c. 80°C - 5 min, d. 80°C – 
30 min. .................................................................................................................. 53 
Figura 24. Área (abundancia) total promedio (N=3) de COVs extraídos 
por CAR-PDMS: a. 20°C - 5 min, b. 20°C - 30 min, c. 80°C - 5 min, d. 
80°C – 30 min........................................................................................................ 53 
Figura 25. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia 
de los COVs con la fibra PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27 ........................... 54 
Figura 26. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia 
de los COVs con la fibra PDMS. Volumen vs temperatura, N=27. ....................... 55 
Figura 27. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia 
de los COVs con la fibra PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 ................................. 55 
Figura 28. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia 
de los COVs con la fibra CAR-PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27. ................. 56 
Figura 29. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia 
de los COVs con la fibra CAR-PDMS. Volumen vs temperatura, N=27 ................56 
Figura 30. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia 
de los COVs con la fibra CAR-PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 ......................... 57 
Figura 31. Comparación de las áreas bajo la curva (abundancia) de los 
distintos grupos de COVs del pulque extraídos con ambas fibras bajo la 
condición 80°C, 30 min y 2 mL. Barra azul fibra CAR-PDMS, barra roja 
fibra PDMS. ........................................................................................................... 60 
 10 
Figura 32. Intensidad vs tiempo (min), de los COVs extraídos en la parte 
inicial del cromatograma (tr de 9 a 22 min) con dos tipos de fibra: CAR-
PDMS (cromatograma gris) y PDMS (cromatograma naranja). ............................ 61 
Figura 33. Intensidad vs tiempo (min), de los COVs extraídos en la parte 
final del cromatograma (tr de 23 a 32 min) con dos tipos de fibra: CAR-
PDMS (cromatograma gris) y PDMS (cromatograma naranja). ............................ 61 
Figura 34. Comparación de la eficiencia en la extracción con el uso de 
NaCl, n=3. Barra azul fibra CAR-PDMS, barra roja fibra PDMS. .......................... 62 
Figura 35. Intensidad vs tiempo (min) de los COVs extraídos con CAR-
PDMS para tres pulques distintos: Tláhuac (cromatograma morado), 
Xochimilco (cromatograma rojo), Iztapalapa (cromatograma verde). .................... 65 
Figura 36. Intensidad vs tiempo (min) del heptanol (Tr 13.7 min) extraído 
con la fibra PDMS en el pulque de Tláhuac (cromatograma morado), 
Xochimilco (cromatograma rojo), Iztapalapa (cromatograma verde). .................... 65 
Figura 37. Intensidad vs tiempo (min) de la glicerina (tr 16.5 min) 
extraída con la fibra CAR-PDMS. Pulques de Tláhuac (cromatograma 
morado), Xochimilco (cromatograma rojo), Iztapalapa (cromatograma 
verde). ................................................................................................................... 66 
Figura 38. Intensidad vs tiempo (min) del octanoato de etilo (Tr. 19.9 
min) extraído con la fibra CAR-PDMS. Pulques de Tláhuac 
(cromatograma morado), Xochimilco (cromatograma rojo), Iztapalapa 
(cromatograma verde). .......................................................................................... 67 
Figura 39. Intensidad vs tiempo (min) del acetato de tirosol (tr 27.9 min) 
extraído con la fibra PDMS. Pulques de: Tláhuac (cromatograma 
morado), Xochimilco (cromatograma rojo), Iztapalapa (cromatograma 
verde). ................................................................................................................... 67 
Figura 40. Intensidad vs tiempo (min) de los COVs del pulque analizados 
por ionización electrónica. ..................................................................................... 68 
Figura 41. Intensidad vs tiempo (min) de los COVs del pulque analizados 
por ionización química positiva. ............................................................................. 68 
Figura 42. Intensidad vs tiempo (min) de los COVs del pulque analizados 
por ionización química negativa. ........................................................................... 68 
Figura 43. Espectros de masas del ácido octanoico (ácido caprílico) 
(PM= 144.2 g/mol) en ionización electrónica (espectro superior), 
ionización química negativa (espectro central) e ionización química 
positiva (espectro inferior). .................................................................................... 72 
 11 
Figura 44. Espectros de masas del fenil alcohol (PM=122.2 g/mol) en 
ionización electrónica (espectro superior), ionización química negativa 
(espectro central) e ionización química positiva (espectro inferior). ...................... 73 
Figura 45. Espectros de masas del etil fenil acetato (PM= 164.2 g/mol) 
en ionización electrónica (espectro superior), ionización química 
negativa (espectro central) e ionización química positiva (espectro 
inferior). ................................................................................................................. 74 
Figura 46. Espectros de masas del nonanal (PM=142.2 g/mol) en 
ionización electrónica (espectro superior) e ionización química negativa 
(espectro inferior). ................................................................................................. 75 
Figura 47. Intensidad vs tiempo (min) del dihidrofarnesol (Tr 27.932 min)
 .............................................................................................................................. 78 
Figura 48. Espectros de masas del dihidrofarnesol (PM=224 g/mol). 
Espectro experimental rojo, espectro de la biblioteca de la NIST azul. ................. 78 
FIGURAS DEL ANEXO 
Figura A.1. Intensidad vs tiempo (min) de COVs al variar el volumen del 
pulque extraído. 5 mL (cromatograma azul) y 10 mL (cromatograma 
negro). ................................................................................................................... 81 
Figura A.2. Intensidad vs tiempo (min) de COVs al variar la temperatura 
50°C (cromatograma azul) y 80°C (cromatograma negro). ................................... 82 
Figura A.3. Intensidad vs tiempo (min) de COVs del pulque 
(cromatograma negro) y de su destilado (cromatograma azul). ............................ 82 
Figura A.4. Intensidad vs tiempo (min) de COVs extraídos por extración 
liquido-líquido: Agitación manual (cromatograma azul) y ultrasonido 
(cromatograma negro). .......................................................................................... 83 
Figura A.5. Intensidad vs tiempo (min) de COVs extraídos por 
microextracción en fase sólida variando las condiciones de volumen de 
pulque y cantidad de NaCl: 8 mL pulque y 0.08 g NaCl (cromatograma 
negro), 6 mL de pulque y 0.08 g NaCl (cromatograma azul) y 6 mL de 
pulque y 4 g de NaCl ............................................................................................. 84 
Figura A.6. Intensidad vs tiempo (min) de COVs extraídos por diferentes 
técnicas: espacio confinado (cromatograma azul), extracción líquido-
líquido (cromatograma rojo) y microextracción en fase sólida 
(cromatograma negro) ........................................................................................... 84 
 
 12 
Resumen 
El pulque es una bebida alcohólica nacional, conocida desde tiempos prehispánicos 
y obtenida a través de la fermentación del aguamiel. El estudio de los compuestos 
orgánicos volátiles (COVs) emitidos por el pulque son importantes por la influencia 
sobre el aroma. Dan información sobre el tipo de agave, el origen del agave, el tipo 
de microorganismos involucrados en la fermentación, el tipo de aminoácidos que 
los constituyen y sus efectos potencialmente benéficos a la salud humana. En este 
estudio se determinaron las mejores condiciones de extracción para el análisis de 
los COVs emitidos por el pulque. Se empleó microextracción en fase sólida (MEFS) 
utilizando dos fibras: polidimetil siloxano (PDMS, no polar, 30 µm) y Stable Flex 
CAR-PDMS (CAR-PDMS, semipolar, 85 µm). Para ello, se llevó a cabo un diseño 
de experimentos 23 centrado para cada fibra. Las mejores condiciones de extracción 
fueron 80°C, 30 min, 2 mL de pulque y 35% de cloruro de sodio. Con estas 
condiciones se obtuvo la máxima cantidad y el mayor número de COVs en ambas 
fibras. La fibra CAR-PDMS extrajo mayor cantidad de COVs que la PDMS, debido 
a que el tipo de microorganismos entre los distintos pulques es muy similar, también 
lo fue el tipo de COVs extraídos. Se lograron detectar alrededor de 72 COVs. Sin 
embargo, 6 COVs marcaron la diferencia entre los pulques, denotando la presencia 
o la ausencia de algún microorganismo. 
La detección de los COVs se llevó a cabo por cromatografía de gases acoplada a 
espectrometría de masas (CG-EM) con tres tipos de ionización: electrónica (IE), 
química positiva (IQP) y química negativa (IQN). La IQ, fue específica para detectaralcoholes, ácidos y acetatos, principales grupos de familias químicas del pulque. En 
IQP se observó principalmente la especie [M+H]+, mientras que en el IQN, fueron 
[M-H]- y [M+[M-H]]-. Se lograron detectar posibles COVs marcadores de procesos 
de fermentación específicos (probabilidad mayor al 80 %, NIST), así como al (+/-) 
dehidrofarnesol en uno de los pulques analizados. Este compuesto ha demostrado 
tener capacidad anticancerígena, por lo que su consumo puede beneficiar la salud 
humana. 
 
 13 
1. ANTECEDENTES 
1.1. AGAVE 
El agave o maguey es una planta originaria del continente americano. Se agrupa en 
la familia Agavaceae y contiene alrededor de 200 especies. Se encuentran desde 
el sur de Estados Unidos hasta Colombia y Venezuela. Alrededor del 70% son 
endémicas de México (García-Mendoza 2002). La principal razón por la que México 
contiene la mayoría de las especies se debe a su clima, geología, topografía, altura, 
y suelos tan variados, que contiene su territorio, lo que eventualmente genera la 
diversificación (García-Mendoza 2002). 
Esta planta tiene un sinfín de usos como son alimentos, bebidas, materiales de 
construcción, composta, ornato y textiles, de ahí la atribución del nombre “el árbol 
de las maravillas”. 
Uno de los alimentos que produce el agave, es el pulque, que se puede obtener 
fermentando el aguamiel contenido en la piña del agave. La zona donde esta planta 
se destina principalmente a la producción de pulque se conoce como la zona 
pulquera, que abarca la zona centro de México e incluye a los estados de México, 
Tlaxcala, Hidalgo, Puebla, Morelos y Ciudad de México (Granados-Sánchez 1993). 
Esta zona explota tres especies de agaves: 
1. Agave americana (Figura 1) 
 
Figura 1. Agave americana. Foto tomada de http://enciclovida.mx/especies/211664-
agave-americana-var-americana 
 14 
2. Agave salmiana (Figura 2): conocido comúnmente como agave pulquero por ser 
el de mayor uso. 
 
Figura 2. Agave salmiana. Foto tomada de http://www.naturalista.mx/taxa/204746-
Agave-salmiana. 
3. Agave mapisaga (Figura 3): conocido como maguey blanco. 
 
Figura 3. Agave mapisaga. Foto tomada de http://www.naturalista.mx/taxa/273687-
Agave-mapisaga 
1.2. AGUAMIEL 
Es un líquido translúcido azucarado extraído de la piña del agave, que se puede 
consumir recién colectado. Ofrece beneficios a la salud, ya que, su composición 
química abarca Ca, Na, K, Mn, Fe, Cu, entre otros. Nueve aminoácidos escenciales 
y ocho no esenciales (Tabla I) (Romero-López et al. 2015, Silos-Espino et al. 2007) 
y fructuosa, glucosa, sacarosa, fructuoligosacáridos como hidratos de carbono 
(Romero-López et al. 2015). Donde cada uno de los componentes varía según el 
tipo de agave (Tabla II) y el lugar (Tabla III), permaneciendo constantes durante los 
http://www.naturalista.mx/taxa/204746-Agave-salmiana
http://www.naturalista.mx/taxa/204746-Agave-salmiana
 15 
seis meses de vida productiva del agave (Ortiz-Basurto et al. 2008, Nava-Cruz et al. 
2015). 
Tabla I. Aminoácidos en el aguamiel de Agave atrovirens 
# Aminoácido mg/100g en base seca 
1 Ácido aspártico 7.91 
2 Ácido glutámico 20.08 
3 Serina 4.48 
4 Glicina 2.51 
5 Histidina 1.84 
6 Arginina 3.97 
7 Treonina 2.30 
8 Alanina 2.38 
9 Prolina 7.38 
10 Tirosina 3.58 
11 Valina 16.35 
12 Metionina 2.18 
13 Cisteína 0.48 
14 Isoleucina 4.68 
15 Leucina 4.67 
16 Fenilalanina 10.03 
17 Lisina 5.17 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 16 
Tabla II. Composición química del aguamiel de algunos agaves (Bautista y Arias 
2008. Ortiz-Basurto et al. 2008, Romero-Lopez et al. 2015) 
Componente Agave 
atrovirens 
Agave 
americana 
Agave 
mapisaga 
Agua (%) 89.61 87.38 88.5 
Proteína1 3.5 2.38 3.0 
Cenizas1 3.10 1.82 3.3 
Hidratos de carbono 
totales1 
n.r 12.03 n.r 
Fructuosa2 32.63 n.r 32.4 
Glucosa2 28.68 n.r 26.5 
Sacarosa2 12.9 n.r 8.8 
pH 6.29 7.72 n.r 
 
Acidez titulable 
0.06 mg/100 g 
ac. láctico 
0.24 mg/100 g 
ac. láctico 
0.05 mg/100 g 
ac. láctico 
Potasio3 120.44 115.37 n.r 
Calcio3 11.7 77.20 n.r 
Plomo3 0.015 n.r n.r 
Zinc3 0.18 0.55 0.09 
Hierro3 0.81 0.48 n.r 
Sodio3 0.83 46.91 n.r 
Cobre3 0.07 0.24 0.03 
Magnesio3 0.55 68.16 0.034 
Selenio3 0.047 n.r n.r 
Tiamina B13 0.1 n.r n.r 
Rivoflavia B23 0.38 n.r n.r 
Niacina B33 4.77 n.r n.r 
Piridoxina B63 0.57 n.r n.r 
Ácido ascórbico C3 17.99 14.82 0.0 
n.r. – no reportado. 1 % en base seca, 2 -% de los azúcares totales, 
3 - mg/100g base seca 
 17 
Tabla III. Composición del aguamiel de acuerdo con el sitio geográfico 
(Villalpando-Blas 2004) 
Componentes Aguamiel Edo. de Hidalgo 
(en 100 g de pulque) 
Aguamiel Edo. de México 
(en 100 g de pulque) 
Humedad (g) 87.8 94.0 
Cenizas (g) n.r 0.4 
Proteína (g) n.r 0.3 
Calcio (mg) 10 20 
Fósforo (mg) 20 9 
Hierro (mg) 0.4 n.r 
Tiamina (mg) 0.1 0.02 
Rivoflavina (mg) 0.01 0.03 
Niacina (mg) 0.5 0.4 
Ácido ascórbico 
(mg) 
11.3 6.7 
 n.r: no reportado 
1.3. PULQUE 
Según la NMX-V-037-1972 el pulque es una bebida fermentada con bajo contenido 
alcohólico, no clarificada, de color blanco, ácida, de aspecto viscoso elaborada 
mediante el empleo como sustrato fermentable del aguamiel obtenido del agave. 
Esta bebida se puede combinar con frutas para obtener lo que se conoce como 
curados. 
El consumo de pulque tiene beneficios nutricionales, ya que, según Anderson et al. 
(1946), dos litros diarios de pulque representan 12 % de calorías, 6 % del total de 
proteínas, 10 % de la tiamina, 24 % de la riboflavina, 23 % de la niacina, 48 % de la 
vitamina C, 8 % del calcio y 51% del hierro de la ingesta diaria recomendada (Tabla 
IV). Se piensa que el pulque tiene alto aporte de hierro debido a las fitasas 
producidas por los microorganismos Lactobacillus y Saccharomyces cerevisiae, las 
fitasas incrementan la biodisponibilidad del hierro, es decir aumenta su absorción 
en el cuerpo (Tovar et al. 2008). 
 18 
Tabla IV. Vitaminas y minerales contenidos en el pulque (Rivas-Hilario 2014) 
Componente Porcentaje (mg/100g) 
Calcio 10 
Fósforo 10 
Hierro 0.7 
Tiamina (Vitamina B1) 0.02 
Riboflavina (Vitamina B2) 0.03 
Niacina (Vitamina B3) 0.3 
Ácido ascórbico (Vitamina C) 6.2 
 
Existe el mito de que el pulque puede sustituir a la carne. Esto no es cierto, porque 
el contenido de proteína en el pulque es de 2.7 g de proteína/ L (Morales de León 
et al. 2005), mientras que en la carne oscila en 11 y 22 g de proteína/100 g de carne 
(FAO 2018). Sin embargo, su valor biológico es alto, ya que contiene 7 de los 10 
aminoácidos esenciales (g/16 g de N), como se muestra en la tabla V (Morales de 
León et al. 2005). Por esa razón, puede considerarse como buena fuente de 
aminoácidos (Tabla VI). 
Tabla V. Contenido de aminoácidos en el pulque (Morales de León et al. 2005) 
Aminoácido Contenido en pulque (g/16 g de N) 
Isoleucina 4.04 
Leucina 8.65 
Lisina 1.76 
Fenilalanina 6.45 
Treonica 4.21 
Triptófano 2.35 
Vallina 5.12 
Histidina 2.01 
 19 
 
Tabla VI. Contenido proteico del pulque (Roca y Llamas 1940) 
Componente Porcentaje 
Agua 94.00 
Proteína total 0.17 
Nitrógeno proteínico 0.03 
Nitrógeno de aminoácidos 0.01 
Nitrógeno de aminoácidos fenólicos 0.02 
 
La composición del pulque también abarca ácidos orgánicos, azúcares y 
polisacáridos (Tabla VII). Lo que les da características fisicoquímicas distintas a 
otras bebidas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 20 
Tabla VII. Composición del pulque (Sánchez-Marroquín 1970) 
Análisis Pulque 
°Brix1 4.5 
Densidad (g/mL) 1.01 
Índice de refracción 1.33 
Grado alcohólico (%) 6.4 
Alcoholes superiores medidos en alcohol amílico (% g/g) 1.04 
Alcoholes superiores en alcohol anhidro (% g/g) 16.2 
Acidez total en ácido láctico (mg/mL) 1.45 
Acidez fija en ácido láctico (mg/mL) 1.20 
Acidez volátil (mg/mL) 0.02 
Reductores totales % (g/g)2 0.33 
Reductoresdirectos % (g/g) 0.28 
Sacarosa % (g/g) 0.40 
Gomas % (g/g)3 0.64 
Proteína cruda % (g/g)4 0.27 
Cenizas % (g/g) 0.30 
pH 4.31 
1 °Brix (°Bx): Cantidad de sólidos solubles presentes en una bebida expresados en 
porcentaje de sacarosa. 
2 Reductores totales: cantidad de azúcares capaces de reducir el ácido 3,5-
dinitrosalicílico después de la hidrólisis de los polisacáridos, expresados en 
gramos de glucosa. 
3 Gomas: polisacáridos complejos. 
4 Proteína cruda: cantidad de proteína resultante del análisis del nitrógeno total. 
 
 21 
1.3.1. PROCESO PARA OBTENER EL PULQUE 
1.3.1.1. CASTRACIÓN O CAPAZÓN 
Este proceso se lleva a cabo una vez que el agave llega a su madurez o edad 
productiva, es decir, cuando se encuentra listo para producir el escapo floral o 
quiote. La maduración puede tardar de 8 a 10 años (Nava-Cruz et al. 2015). La 
madurez se determina por tres factores (Granados-Sánchez 1993): 
I. El meyolote o penca central se adelgaza. 
II. La espina terminal del meyolote se torna negra, chica y delgada. 
III. Los bordes de las pencas exteriores que forman el meyolote quedan 
desprovistos hacia su parte inferior de espinas. 
La figura 4 ilustra las partes del agave. 
 
Figura 4. Partes físicas que conforman al agave 
 
Flores 
Quiote 
Espina Penca 
Piña 
Semillas 
Meyolote 
 22 
En periodo de madurez, se ubica el centro del agave, se retira las espinas de las 
pencas para facilitar el acercamiento y se extrae el corazón o meyolote pegándole 
en su base. Con ello, se descubre el huevo del maguey o pedúnculo floral –parte 
donde crece el quiote-, y se perfora formando una cavidad en la piña. Con este 
procedimiento, el maguey queda castrado (Figura 5). Posteriormente, se tapa la 
cavidad formada en el agave, con parte del pedúnculo para evitar la contaminación 
por insectos. 
 
Figura 5. Agave castrado 
1.3.1.2. RASPA 
Este proceso se lleva a cabo de cuatro a seis meses posterior a la castración. 
Consiste en realizar la primera extracción del aguamiel o salvia. El primer paso, es 
raspar el interior de la piña de agave con el ocaxtle o raspador (Figura 6). El raspado 
tiene la finalidad de permitir el flujo del aguamiel hacia el interior de la piña para su 
posterior colecta (Figura 7). El tiempo de espera es de unas cuantas horas y por lo 
regular se puede raspar y colectar dos veces al día (mañana y tarde). El aguamiel 
contenido en la piña se extrae con el acocote, que es un instrumento hecho con el 
fruto seco de una variedad de calabaza, perforado por dos orificios a sus extremos, 
también se puede extraer con materiales de plástico que permitan la misma función. 
 23 
 
Figura 6. Ocaxtle o raspador utilizado para el raspado del agave 
 
Figura 7. Aguamiel contenido en la piña después de 10 h del raspado 
1.3.1.3. FERMENTACIÓN 
El aguamiel colectado se vierte sobre contenedores que pueden ser de plástico, 
fibra de vidrio, madera o cuero. Se deja fermentar alrededor de uno o dos días 
dependiendo del grado alcohólico y viscosidad deseada. La fermentación puede ser 
asistida con un inóculo o sólo con la microflora nativa. Según la NMX-V-037 el 
pulque se clasifica en dos: Tipo 1 o pulque de semilla y Tipo 2 o pulque comercial 
(NMX-V-037). El tipo 1 es aquel donde se hace uso de un inóculo para ayudar a la 
 24 
fermentación. El tipo 2 corresponde al pulque fermentado sin la adición de inóculo, 
donde la fermentación se realiza por la flora natural del aguamiel. La fermentación 
del pulque se realiza en tres fases (Sánchez-Marroquín 1970): 
1. Fermentación láctica: caracterizada por los microorganismos Lactobacillus sp. 
Homo y heterofermentativos, que componen el 81 % de los microorganimos 
totales de la bebida final (Escalante et al. 2004). Los homofermentativos son los 
principales productores del ácido acético y los heterofermentativos de ácido 
láctico, etanol, dióxido de carbono, diacetil, acetoina y 2,3-butanediol (Escalante 
et al. 2004). 
2. Formación de viscosidad: caracterizada por la producción de polímeros de 
glucosa con enlaces α (1-6) provenientes de los microorganismos Leuconostoc 
mesenteroides y Leuconostoc dextranium. Estudios sobre el microorganismo 
permiten suponer que la formación de viscosidad empieza desde las primeras 
horas, ya que cuando el pH < 7.5, su producción disminuye (Naveed-Siddiqui et 
al. 2014). 
3. Fermentación alcohólica: caracterizada por Saccharomyces carbajali y 
Zymomonas mobilis (Yanase 2014). Se estima que esta es la etapa final, pues 
Saccharomyces carbajali tiene su máxima producción de etanol a pH 4.5. Por lo 
tanto, las bacterias lácticas tienen que bajar el pH inicial del agua miel 
(aproximadamente de 7) para promover la fermentación alcohólica (Sánchez-
Marroquín et al.1970). La producción de etanol se incrementa cuando se 
encuentran juntos Sacharomices y Zymomonas (Ndaba et al. 2014). 
En la fermentación, factores como cantidad de inóculo o semilla, tipo de 
microorganismos, temperatura de fermentación, cantidad de sustratos (azucares, 
vitaminas, etc.) y pH son los factores que definen las propiedades del pulque. 
1.4. COMPUESTOS ORGÁNICOS VOLÁTILES 
Los compuestos orgánicos volátiles (COVs) son una gran variedad de moléculas, 
caracterizadas por su fácil evaporación o sublimación a temperatura y presión 
 25 
ambiente (Costelloe-Kuehn 2016). Por ello, se les encuentra en fase gas y pueden 
ser detectados por el sentido del olfato. 
Los COVs presentes en los alimentos influyen en el sabor percibido (Gotow et al. 
2013). Sin embargo, su influencia en el sabor depende de tres factores: 
composición, concentración e interacción con otros COVs (Regueiro 2015). Por ello, 
es importante caracterizar su composición química, cuantitativamente y 
cualitativamente. Los COVs se clasifican en 4 grupos de acuerdo con su influencia 
en el aroma del alimento (Molnár 2009): 
Grupo 1.- El aroma es determinado solo por un COV. La presencia de otros COVs 
solo tiene ligero impacto y solo sirve para apoyar el aroma. 
Grupo 2.- El aroma característico se debe a la mezcla de un pequeño número de 
COVs, donde uno de ellos juega el papel principal. 
Grupo 3.- El aroma característico depende de muchos COVs, en donde ninguno 
toma un papel protagónico. 
Grupo 4.- El aroma característico no puede ser reproducido. 
El conocer la composición de los COVs, permite relacionar la estructura química, 
con el aroma o sensación producida (Regueiro et al. 2015) como se muestra en la 
tabla VIII. 
Tabla VIII. Tipo de aroma según la estructura química (Regueiro et al. 2015) 
Aroma o nota Tipo de compuestos 
Carne cocida Heterocíclicos 
Mantequilla Decalactona 
Pungente Tiocianatos 
Refrescante Oxo ácidos, aldehídos y alcoholes 
Frutal Aceites esenciales 
 
Estudiar la composición de los COVs en algunas bebidas alcohólicas, permite 
detectar compuestos agradables, desagradables y determinar marcadores del 
alimento. Mediante ellos también se puede conocer la frescura y tipo de procesos a 
 26 
los que fueron sometidas las bebidas. Existen estudios donde se han determinado 
COVs en diversas bebidas, como cerveza, vino, tequila y mezcal (Peña-Alvarez et 
al. 2006, Mestres et. al. 2000, Riu-Aumatell et al. 2014, Prado-Jaramillo et al. 2015, 
Cappello et al. 2017). Sin embargo, la determinación de COVs en el pulque es 
escasa. 
1.5. TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN DE COVs 
Existen diferentes metodologías para determinar COVs en bebidas. En este trabajo, 
se evaluaron tres tipos de extracción: “headspace”, líquido-líquido y microextracción 
en fase sólida (MEFS). 
1.5.1.- EXTRACCIÓN EN “HEADSPACE” (ESPACIO CONFINADO) 
Al espacio sobrante o gas circundante entre un líquido o un sólido y el recipiente, 
en un espacio cerrado, se le conoce como espacio confinado o “headspace”. A este 
espacio migrarán del líquido o del sólido, los compuestos volátiles hasta alcanzar 
un equilibrio entre las fases (líquido-headspaceo sólido-headspace). La cantidad 
del analito que habrá en el headspace debido a la migración dependerá de tres 
factores (Kolb y Ettre 2002) de acuerdo con la ecuación 1: 
Cg =
C0
K+β
 Ecuación 1 
Donde: 
Cg – Concentración del compuesto en el headspace 
Co – Concentración inicial del compuesto en la disolución 
K – Constante de partición 
β – Proporción de volúmenes gas/líquido 
 
La constante de partición (K) es un parámetro que determina la relación de las 
cantidades del analito en cada una de las fases cuando se alcanza el equilibrio 
(Ecuación 2): 
 27 
K =
Cs
Cg
 Ecuación 2 
Donde: 
Cs – Concentración del compuesto en la disolución 
Cg – Concentración del compuesto en la fase vapor (“headspace”) 
La contante de partición K se puede modificar en función de la temperatura y el 
porcentaje de la sal en la disolución (efecto “salting out”): 
1.- La temperatura modifica la presión de vapor de los compuestos, por lo tanto, la 
relación con la K queda expresada de acuerdo con la ecuación 3: 
Log K= (b/T) – C Ecuación 3 
Donde: 
K – Constante de partición 
T – Temperatura, Kelvin 
b y C – Constantes características del compuesto 
2. El porcentaje de sal (Salting out) en la disolución, que modifica el coeficiente de 
actividad de los analitos. 
1.5.2. EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO 
La técnica consiste en poner en contacto el líquido que contiene a los analitos de 
interés, con otro líquido inmiscible, pero con afinidad por los compuestos. La técnica 
puede realizarse mediante tres formas diferentes: simple (una sola extracción), 
repetitiva (varias extracciones) y múltiple o a contracorriente. En este caso, la 
cantidad de analitos extraída se rige por el coeficiente de partición K entre los dos 
líquidos: 
 
 
 28 
K =
Cfo
Cm
 Ecuación 4 
Donde: 
Cfo – Concentración del analito en la fase orgánica 
Cm – Concentración del analito en la muestra 
La eficiencia en la extracción y la mayor magnitud de la K del analito depende de 
factores como: pH, iones metálicos y tipo de disolvente. La temperatura también es 
un factor que modifica la K. 
El pH debe permitir a la molécula estar en su forma no disociada para transferirse a 
la fase orgánica. Los iones metálicos en cambio pueden formar complejos con los 
analitos que se desean extraer lo que aumenta o reduce su solubilidad, provocando 
el incremento o la disminución de su extracción por parte del disolvente. 
El disolvente usado para la extracción puede ser individual o en mezcla. Las 
mezclas pueden provocar sinergismos, lo que aumenta la recuperación. Los 
disolventes o mezclas deben cumplir con las siguientes características: ser muy 
poco solubles en agua, no reaccionar, tener punto de ebullición bajo, viscosidad 
moderada y no formar emulsiones (Valcárcel-Cases y Gómez-Hens 1988). 
1.5.3. MICROEXTRACCIÓN EN FASE SÓLIDA (MEFS) 
La técnica consiste en una fibra recubierta con un polímero que puede ser líquido, 
sólido o una combinación de ambos (Fernández-Lara 2016). La extracción de los 
analitos puede ser por inmersión, por headspace y por protección de membrana (la 
fibra está contenida en una membrana que seleccionará la transferencia de los 
analitos) (Pawliszyn 2012). La cantidad removida de los analitos dependerá de las 
constantes de partición (K), los volúmenes de cada fase, el polímero de la fibra y la 
cantidad inicial del compuesto (C0) (Pawliszyn 2012). Las ecuaciones 5 a 7 señalan 
su relación: 
n =
C0KfhVsVf
KfhVf+KhsVh+Vs
 Ecuación 5 
 29 
Kfh =
Cf
Chs
 Ecuación 6 
Khs =
Chs
Cm
 Ecuación 7 
Donde: 
n – Moles extraídos 
Co – Concentración inicial 
Kfh – Constante de partición fibra-headspace 
Vs – Volumen de la disolución 
Vf – Volumen de la fibra 
Khs – Constante de partición headspace-muestra 
Vh – Volumen del headspace 
Cf – Concentración del analito en la fibra 
Chs – Concentración del analito en el headspace 
Cm – Concentración del analito en la muestra 
 
Similar a la técnica por espacio confinado, la K se modifica por la temperatura, la 
concentración de las sales en la disolución, el pH y la concentración de los 
disolventes (p,ej, la cantidad de etanol en la matriz). Sin embargo, la polaridad tanto 
de la matriz como del polímero de la fibra también afectan a la Kfh. 
Las sales pueden incrementar o disminuir la K, este comportamiento depende del 
compuesto y la cantidad añadida. Un compuesto disuelto en agua incrementará su 
K, debido a que la adición de sal disminuye su solubilidad en el agua. Cuanto mayor 
sea la cantidad de sal disuelta, mayores valores de K se observarán. Sin embargo, 
debe considerarse que una adición excesiva aumenta la viscosidad de la disolución, 
provocando que los analitos tarden más en moverse hacia la fase gas (en 
“headspace”) o hacia la fibra (en inmersión). 
 30 
Para los compuestos capaces de disociarse, el pH es un parámetro que influye 
sobre la K, ya que, solo los compuestos no disociados pueden ser extraídos por la 
fibra. La influencia está representada por la ecuación 8. 
K= K0([H+]/Ka+[H+]) Ecuación 8 
Donde: 
K0 – Constante de distribución entre el compuesto no disociado y la fibra 
Ka – Constante de acidez del compuesto 
[H+] – Concentración de cationes de hidrógeno 
Se recomienda que el pH se encuentre dos valores inferiores al pKa, para que el 
analito se encuentre mayoritariamente en su forma no disociada y mejore la 
extracción. 
En cuanto a la polaridad de la fibra, entre mayor afinidad tengan los analitos por la 
fibra la constante de partición también aumentará. 
La agitación no tiene un efecto sobre los valores de la K, es decir, no aumenta ni 
reduce la cantidad de analito extraído. Sin embargo, reduce el tiempo en el que 
tardan los analitos en alcanzar la máxima concentración en la fibra (estado de 
equilibrio entre las fases). La agitación aumenta la difusividad de los analitos, 
permitiendo que lleguen más rápido a la fibra (en el caso de la extracción directa) o 
que pasen más rápido al espacio confinado (para la extracción por “headspace”). 
En este último tipo de extracción, los compuestos semivolátiles son los compuestos 
más beneficiados con la agitación. Hay distintas formas de agitación: agitación con 
barra magnética, con ultrasonido y flujo de un gas inerte. Es importante considerar 
la velocidad o la potencia de la agitación, ya que, una agitación más vigorosa tiende 
a reducir más el tiempo requerido para alcanzar el estado de equilibrio. 
La exposición de la fibra al “headspace” disminuye la posibilidad de contaminar la 
fibra con los compuestos solubles en el disolvente, que en el caso del pulque 
pueden ser proteínas y polisacáridos. Además, el tiempo que tarda para llegar al 
 31 
equilibrio en headspace es menor que por inmersión, porque la difusión de los 
analitos en estado gaseoso es mayor que en disolución (Pawliszyn 2012). 
Para realizar un análisis por MEFS se tienen que elegir distintos parámetros como: 
tipo de fibra, tipo de extracción (“headspace”, inmersión o protección de membrana), 
técnica analítica (cromatografía de gases, cromatografía de líquidos o cromatografía 
de fluidos supercríticos), tipo de detector (FID, CE, masas), modo de agitación 
(agitación magnética, agitación mecánica, sonicación y por burbujeo), y condiciones 
de extracción (temperatura, pH, fuerza iónica, volumen de muestra, tiempo de 
extracción). 
Las fibras pueden ser líquidas, sólidas o una combinación de ambas. Las líquidas 
presentan la ventaja de permitir la difusión de los analitos más homogéneamente y 
en menor tiempo. Además, pueden ser de distintos materiales que le darán 
diferentes polaridades, permitiendo la extracción de distintos compuestos (Tabla 
IX). 
Tabla IX. Compuestos extraídos de acuerdo con el tipo de fibra (Merck KGaA 
2018) 
Tipo de analito Tipo de fibra y grosorde la fase 
Gases y compuestos con baja masa 
molecular (30 a 225 g/mol) 
Carboxen/polidimetilsiloxano 
75 μm y 85 μm 
Volátiles (60 a 275 g/mol) Polidimetilsiloxano, 100 μm 
Vólatiles, aminas y nitroaromáticos 
(80 a 300 g/mol) 
Polidimetilsiloxano/divinilbenceno, 
65 μm 
Polares semivolátiles (80 a 300 g/mol) Poliacrilato, 85 μm 
No polares de alta masa molecular 
(125 a 600 g/mol) 
Polidimetilsiloxano, 7 μm 
No polares semivolátiles 
(80 a 500 g/mol) 
Polidimetilsiloxano, 30 μm 
Alcoholes y compuestos polares 
(40 a 275 g/mol) 
Carbowax, 60 μm 
Volátiles y semivolátiles 
(40 a 275 g/mol) 
Divinilbenceno/carboxen en 
polidimetilsiloxano, 50/30 μm 
 32 
1.6. DISEÑO DE EXPERIMENTOS 
Un diseño de experimentos es una metodología que busca obtener la mayor 
información sobre un fenómeno con el menor número de experimentos. Teniendo 
como objetivos el buscar la principal causa de variación en los resultados, la mejor 
condición para dar la máxima respuesta y el obtener un modelo matemático para 
realizar futuras predicciones (Dean et al. 2017). 
El diseño de experimentos debe estar fundamentado en tres principios: repetición, 
bloqueo y aleatoriedad (Dean et al. 2017). La repetición tiene como fin dar el grado 
de precisión en las mediciones. El bloqueo consiste en dividir el número de 
tratamientos en grupos que sean los más similar posible, buscando deslindar 
factores no contemplados en el experimento de las variaciones en la respuesta, 
como por ejemplo, factores ambientales. La aleatoriedad consiste en realizar cada 
uno de los experimentos o tratamientos en un orden aleatorio. Con esto se busca 
reducir el error introducido por el experimentador sobre las mediciones. 
Los resultados del diseño de experimentos deben ser analizados gráfica y 
estadísticamente. La parte gráfica visualiza la magnitud de los efectos de cada uno 
de los factores en estudio mientras que la estadística, determina las diferencias 
significativas entre cada uno de los factores evaluados con el análisis de varianza 
(ANOVA). 
ANOVA determina si la respuesta media (promedio de las repeticiones) difiere entre 
grupos o condiciones. La ventaja de ANOVA es que se le puede utilizar con distintos 
tipos de datos: experimentales, casi-experimentales y no experimentales 
(Rutherford 2011). 
Para el análisis descriptivo existen diagramas de Pareto y las gráficas de superficie. 
El diagrama de Pareto muestra los efectos significativos y la magnitud de su efecto 
sobre la variable de respuesta (Figura 8). 
 33 
 Variable: Area toal PDMS
.6405899
.6428613
1.527567
2.867997
4.71015
6.691939
p=.05
Efecto estandarizado estimado (Valor absoluto)
1Lby3L
(3)Volumen(L)
2Lby3L
1Lby2L
(2)Tiempo(L)
(1)Temperatura(L)
.6405899
.6428613
1.527567
2.867997
4.71015
6.691939
 
Figura 8. Ejemplo del diagrama de Pareto 
 
Los valores de las barras son las estimaciones de los efectos o los efectos 
estandarizados para cada uno de los factores y sus interacciones, según las 
siguientes fórmulas: 
Contraste de A = ∑(+) − ∑(−) Ecuación 9 
Efecto de A =
Contraste de A 
n 2k−1
 Ecuación 10 
Efecto estandarizado de A = 
efecto de A
√
CMerror
n 2k−2
⁄
 Ecuación 11 
Donde: 
∑+ es la sumatoria de las respuestas del nivel alto de A 
∑- es la sumatoria de las respuestas del nivel bajo de A 
n es el número de réplicas 
k es el número de factores 
CMerror cuadrado medio del error 
A es el factor o variable en estudio 
 34 
La línea roja es el límite de la significancia. Todo factor que obtenga un valor que 
sobrepase la línea roja tendrá efecto en el modelo. Los valores o el tamaño de las 
barras representan la magnitud del efecto. La hipótesis nula (Ho) es: no hay efecto 
significativo sobre la variable de respuesta, mientras que la hipótesis alternativa (H1) 
es: si hay efecto sobre la variable de respuesta. 
Las gráficas de superficie o funciones de deseabilidad se obtienen combinando el 
análisis del diseño experimental, es decir, la estimación de efectos con las técnicas 
de modelaje de regresión. Hay dos técnicas de modelaje, de primer orden y de 
segundo orden. La de primer orden describe comportamientos lineales mientras que 
la de segundo orden, muestra comportamientos curvos (Gutiérrez-Pulido y Var-
Salazar 2012). Del diseño experimental se obtienen los datos para su modelaje 
(primer o segundo orden dependiendo del ajuste) para obtener finalmente la gráfica 
de superficie y su ecuación. De esta manera se puede identificar el punto óptimo. 
La metodología para realizar un diseño de experimentos es la siguiente 
(Dominguez-Dominguez y Castaño-Tostado 2016): 
1.- Reconocimiento y/o planteamiento del problema 
2.- Selección de factores de estudio y determinación de niveles 
3.- Selección de la variable de la respuesta 
4.- Plantear y efectuar el diseño experimental 
5.- Análisis de datos 
6.- Conclusiones y recomendaciones 
Dentro de la metodología, el diseño de experimentos queda constituido por: 
El/los factor(es): se refiere a la o las variables que pueden ser controladas por el 
experimentador de las que se sabe tienen efecto en el sistema experimental. 
Niveles: cantidad de valores dados al factor. 
Tratamientos: corresponde a cada una de las combinaciones de los diferentes 
niveles entre los factores. 
 35 
Variable de respuesta: característica de interés del sistema experimental que se 
puede medir. 
Ruido o error experimental: corresponde a la variación no controlable en la variable 
de respuesta debido al individuo, a los instrumentos de medición y al ambiente. Éste 
queda reflejado en el diseño experimental con la aleatoriedad de los tratamientos, 
es decir, su orden de realización. Esto permite que el ruido sea mínimo dando 
certeza en el análisis de los resultados. 
En este estudio, se empleó un diseño de experimentos 23 centrado. Es decir, está 
constituido por dos niveles, tres factores y un tratamiento centrado. 
1.7. ESPECTROMETRÍA DE MASAS: IONIZACIONES ELECTRÓNICA Y 
QUÍMICA 
Todo espectrómetro de masas tiene 5 elementos: sistema de introducción de 
muestra, fuente, analizador, detector y sistema de adquisición de datos 
(Bouchonnet 2013). 
La ionización se lleva a cabo en la fuente de iones. Los iones generados se separan 
en el analizador por su relación masa-carga y se sensan por el detector (Gross 
2017). Aquellos compuestos con puntos de ebullición inferiores a 400°C, se pueden 
ionizar mediante ionización electrónica e ionización química. 
En la ionización electrónica, una molécula se ioniza y fragmenta debido a la 
incidencia de los electrones emitidos por un filamento. El grado de fragmentación 
depende de la cantidad de energía y del tipo de compuesto. 
La energía comúnmente proporcionada es de 70 eV (Bouchonnet 2013). Sin 
embargo, es tan alta, que algunas moléculas fragmentan casi totalmente. Esto 
provoca que se pierda el ión molecular, lo que dificulta la identificación de la 
molécula. 
Por otra parte, las ionizaciones químicas positiva (IQP) y negativa (IQN) se 
consideran “ionizaciones suaves” porque la energía con la que impactan los 
electrones a los analitos es menor que en ionización electrónica (IE). La reducción 
 36 
de la energía se debe a que dentro de la fuente de ionización hay altas presiones 
del gas ionizante (metano, amoniaco, dióxido de carbono, hidrógeno (Gross 2017), 
lo que produce una especie de protección a la molécula neutra de los analitos 
(Gross 2017). Por lo tanto, los electrones no inciden directamente sobre las 
moléculas y el gas ionizado incide sobre la molécula. El resultado de esta 
interacción es la reducción de la fragmentación y el incremento en la abundancia 
del ión molecular. La IQP y la IQN, son buen complemento de la IE para la 
identificación de los compuestosde interés. 
Existen diferencias entre los mecanismos que siguen tanto la ionización química 
positiva (IQP), como la negativa (IQN). En la IQP, se llevan a cabo las siguientes 
reacciones: 
G + e- (70 eV) → G+ + 2e- reacción 1 
G+ + G → GH+ + [G-H] reacción 2 
GH+ + M → G + MH+ reacción 3 
Donde: 
G – Gas de reacción o ionizante. 
M – Molécula neutra 
 
La selectividad de la IQP expresada por la reacción 3, se lleva a cabo por aquellas 
moléculas con mayor afinidad protónica que el gas ionizante. Debido al exceso de 
presión, el gas puede seguir reaccionando consigo, lo que eventualmente formará 
diferentes aductos (Gross 2017). Entre los fragmentos y aductos más comunes 
cuando se usa metano (gas utilizado en este estudio) se encuentran (m/z): 15 
(CH3+), 29 (C2H5+) y 41 (C3H7+) que se forman mediante las siguientes reacciones: 
CH4 + e- → CH4+● (m/z 16), CH3+ (m/z 15), CH2+● (m/z 14), CH+ (m/z 13), C+● (m/z 
12), H2+● (m/z 2), H+ (m/z 1) reacción 4 
CH4+● + CH4 → CH5+ (m/z 17) + CH3● reacción 5 
 37 
CH3+ + CH4 → C2H7+ → C2H5+ (m/z 29) + H2 reacción 6 
CH2+● + CH4 → C2H4+● (m/z 28) + H2 reacción 7 
CH2+● + CH4 → C2H3+ (m/z 27) + H2 + H● reacción 8 
C2H3+ + CH4 → C3H5+ (m/z 41) + H2 reacción 9 
C2H5+ + CH4 → C3H7+ (m/z 43) + H2 reacción 10 
Como se explicó anteriormente, en la IQN, el gas ionizante disminuye la energía 
cinética de los electrones. Sin embargo, en este caso el gas no forma iones 
negativos y los electrones con baja energía cinética son captados por aquellos 
átomos electronegativos (Bouchonnet 2013, Gross 2017). Esto disminuye la 
fragmentación e incrementa la abundancia del ión molecular mediante la siguiente 
reacción: 
M + e- (baja energía) → M- reacción 11 
Donde: 
M – molécula neutra 
Dentro de la IQN también se pueden formar aductos por ataque nucleofílico, de 
acuerdo con la siguiente reacción: 
M + A- → [M + A]- reacción 12 
Donde: 
M – Molécula neutra 
A- - Anión 
Por lo tanto, la selectividad de la IQN favorece a las moléculas electrofílicas, pues 
son las únicas capaces de aceptar el electrón e ionizarse. 
 
 38 
2. OBJETIVOS 
Optimizar las condiciones de extracción empleando microextracción en fase sólida 
para determinar compuestos orgánicos volátiles en el pulque. 
3. OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
 Comparar tres métodos analíticos para la determinación de compuestos 
orgánicos volátiles (COVs) del pulque. 
 Comparar dos fibras de microextacción en fase sólida (MEFS) para la 
determinación de COVs. 
 Desarrollar un diseño de experimentos para cada fibra y determinar las 
mejores condiciones de extracción. 
 Evaluar el efecto de la adición de sal “salting out” sobre el número y la 
cantidad de COVs. 
 Determinar el número de COVs en tres pulques de diferente origen y 
estimar los tipos de COVs diferentes entre sí. 
 Proponer los COVs más abundantes y frecuentes en cada pulque, de 
acuerdo con la biblioteca de la NIST. 
 Comparar la selectividad de los COVs determinados bajo las mejores 
condiciones de extracción analizados con ionización electrónica e 
ionizaciones química positiva y negativa. 
4. HIPÓTESIS 
1. Los diseños de experimentos permitirán obtener las mejores condiciones de 
extracción de COVs en el pulque. 
2. La mayor cantidad y el máximo número de COVs se obtendrán en las mismas 
condiciones óptimas de extracción seleccionadas en el diseño. 
3. La polaridad de los COVs extraídos dependerá de la polaridad de la fase 
estacionaria de la fibra de la MEFS. 
4. Las ionizaciones electrónica y químicas proporcionarán información 
complementaria para la identificación de los COVs. 
5. La composición de los COVs será diferente entre los pulques colectados en 
los diferentes sitios. 
 39 
5. METODOLOGÍA 
5.1. Selección de la técnica de extracción 
Se evaluaron tres procedimientos de extracción: espacio confinado “headspace”, 
líquido-líquido y microextracción en fase sólida (MEFS). 
5.1.1. Extracción por espacio confinado “headspace” 
La extracción de los COVs en el pulque por espacio confinado se realizó en un 
equipo Headspace Autosampler 188. El tiempo de transferencia de los COVs al 
cromatógrafo fue 1 min, la temperatura del inyector (loop) fueron 90 °C, mientras 
que la línea de transferencia se mantuvo a 100°C. La termodesorción se realizó 
utilizando pulque, así como el destilado de 100 mL obtenido previamente. Las 
extracciones se llevaron a cabo a 50 y 80°C, variando el volumen del pulque a 5 y 
10 mL. 
5.1.2. Extracción líquido-líquido 
Las extracciones líquido-líquido se llevaron a cabo empleando diclorometano, con 
dos formas de extracción: ultrasonido y agitación manual. Para las muestras 
procesadas utilizando el ultrasonido, se tomaron 100 mL de pulque y se colocaron 
en un matraz Erlenmeyer de 250 mL. Se adicionaron 10 mL de disolvente y se 
colocaron en un baño de ultrasonido durante 15 min a 37 Hz con 100 % de potencia. 
Posteriormente, la fase orgánica se evaporó hasta aproximadamente a 1 mL en 
evaporador rotatorio y se ajustó el volumen de aforo a 1 mL para su análisis por 
cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas (CG-EM). 
Las extracciones líquido-líquido por agitación manual, se llevaron a cabo en 
embudos de separación colocando 100 mL de pulque, 10 mL de disolvente y 
agitando durante 15 min (una sola vez). La fase orgánica se dispuso en un matraz 
para eliminar el exceso de disolvente en un rotaevaporador. El extracto final se 
ajustó a un volumen de 1 mL, para su posterior análisis por CG-EM. 
 40 
5.1.3. Microextracción en fase sólida (MEFS) 
La microextracción en fase sólida se llevó a cabo empleando una fibra de polidimetil 
siloxano de 30 µm. Las extracciones se llevaron a cabo exponiendo la fibra en 
“headspace” a 6 y 8 mL de pulque, con 0.08 g y 4 g de NaCl (Heredia-Roldan 2015) 
en un baño con agua a 40 °C. Los viales con la muestra se dejaron 5 minutos en el 
baño, posteriormente, se expuso la fibra por 5 min y después se retiró para inyectar 
los COVs a una temperatura del inyector de 250 °C en el cromatógrafo de gases. 
5.2. Optimización de las condiciones de extracción usando MEFS 
Debido a que la MEFS fue la técnica más eficiente en la recuperación del número 
de COVs en el pulque, fue que se seleccionó en este estudio. 
Se utilizaron dos fibras de MEFS: 1) Carboxen/Polidimetilsiloxano (CAR-PDMS), de 
85 µm de grosor de película y 2) polidimetilsiloxano (PDMS) de 30 µm de grosor de 
película (Tabla IX). Para cada fibra de desarrolló un diseño de experimentos 23 
centrado. Los diseños evaluaron 3 variables (temperatura, volumen de pulque y 
tiempo) a dos niveles (alto y bajo). 
Los diseños de experimentos se desarrollaron sobre pulque colectado en la alcaldía 
de Tláhuac. Se colectaron en envase de unicel, se trasladaron en una hielera hasta 
el laboratorio y se almacenaron a 4°C, hasta su extracción. 
Las extracciones se llevaron a cabo exponiendo la fibra en “headspace”, al mismo 
tiempo que el vial con el pulque se sumergieron en el baño maría (Figura 9). 
 
Figura 9. Extracción de COVs del pulque 
 41 
La tabla X muestra las condiciones de extracción marcadas por el diseño de 
experimentos. Se llevaron a cabo 9 tratamientos por triplicado para un total de 27 
experimentos. Se hicieron blancos de cada tratamiento utilizando agua destilada. 
 
Tabla X. Tratamiento del diseño de experimento 23 centrado para la extracción de 
COVs del pulque utilizando las fibras CAR-PDMS y PDMS 
TratamientoCondiciones de extracción 
 T, °C V, mL t, min 
1 20 2 5 
2 20 14 5 
3 20 2 30 
4 20 14 30 
5 80 2 5 
6 80 14 5 
7 80 2 30 
8 80 14 30 
9 (centrado) 50 8 17.5 
5.3. Efecto de la adición de sal “salting out¨ sobre el número y la cantidad de 
COVs 
Se observó el efecto “salting out” sobre la recuperación de los COVs del pulque. 
Para ello se adicionaron 0 y 0.7 g (35% m/v) de cloruro de sodio. A diferencia del 
punto 5.1.3, las cantidades se seleccionaron de acuerdo a la observación de la 
sobresaturación del pulque a 21°C. Los experimentos se llevaron a cabo 
únicamente en las condiciones óptimas de extracción seleccionadas por el diseño 
de experimentos. 
5.4. Determinación de COVs en el pulque 
Las mejores condiciones de extracción sugeridas por el diseño de experimentos se 
aplicaron para determinar los COVs presentes en tres pulques colectados en la 
Cuidad de México: Tláhuac, Xochimilco e Iztapalapa. Los pulques se colectaron el 
 42 
mismo día en envases de unicel, se trasladaron al laboratorio y se almacenaron a 4 
°C hasta su extracción bajo las condiciones óptimas sugeridas por el diseño. 
5.5. Comparación de COVs determinados por ionización electrónica y por 
ionización química positiva y negativa 
Con el objeto de observar el mayor número de COVs extraídos de los tres pulques 
bajo las condiciones óptimas de extracción, los COVs se analizaron en dos modos 
de ionización: electrónica y química, ésta última, tanto positiva como negativa. 
5.6. Análisis instrumental 
Los análisis se llevaron a cabo en un cromatógrafo de gases acoplado a un 
espectrómetro de masas (Agilent Technologies) en “scan” completo de 35 a 300 
uma para todos los tipos de ionización. El programa de temperatura se presenta en 
la Tabla XI, para un tiempo de elución de 45 min. El inyector se mantuvo a 250°C y 
la línea de transferencia a 280°C. En IE, la temperatura de la fuente de ionización 
se mantuvo en 230°C, en IQP en 300°C y en IQN en 150 °C. En todos los casos, la 
temperatura del cuadrupolo fue 150°C. Se utilizó una columna DB-35 ms J&W 
(59.25 m X 0.25 mm X 0.25 µm), flujo de Helio (99.999 %, Praxair) a 1.2 mL/min. El 
gas de reacción (ionizante) fue metano (99.99%, Gas Innovation). 
 
Tabla XI. Programa de temperatura en el cromatógrafo de gases 
Temperatura 
inicial, °C 
Duración, 
min 
Incremento, 
°C/min 
Temperatura 
final, °C 
40 0 5 120 
120 0 10 250 
250 4 10 300 
300 7 - - 
 
 
 
 
 
 
 43 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
6.1. Selección de la técnica de extracción 
Los resultados de la comparación entre la extracción por espacio confinado 
“headspace”, líquido-líquido y microextracción en fase sólida se muestran en el 
anexo A.1. 
Debido a que la MEFS extrajo el mayor número de COVs, fue la técnica 
seleccionada. De esta forma, se optimizaron las condiciones de extracción para la 
máxima recuperación de COVs del pulque. 
6.2. Optimización de las condiciones de extracción usando MEFS 
6.2.1. Efecto sobre el número de COVs 
La tabla XII muestra el número de COVs extraídos por MEFS con PDMS, mientras 
que la tabla XIII, describe aquellos extraídos por MEFS con CAR-PDMS. Se 
detectaron y contabilizaron aquellos compuestos con intensidades mayores a 
100,000 cuentas, usando como modelo de integración el Agile2 del Software 
MassHunter Qualitative Analysis Navigator B.08.00 de Agilent Technologies. 
Tabla XII. Número de COVs extraídos en cada tratamiento utilizando MEFS con 
PDMS, N=27 
Tratamiento 
Condiciones de extracción Número de COVs 
T (°C) t (min) V (mL) Réplica 1 Réplica 2 Réplica 3 
1 20 5 2 9 9 6 
2 20 5 14 11 12 12 
3 20 30 2 18 14 15 
4 20 30 14 14 14 14 
5 80 5 2 43 48 30 
6 80 5 14 31 30 32 
7 80 30 2 70 73 71 
8 80 30 14 60 49 52 
9 (centrado) 50 17.5 8 26 29 23 
 
 
 44 
Tabla XIII. Número de COVs extraídos en cada tratamiento utilizando MEFS con 
CAR-PDMS, N=27 
Tratamiento 
Condiciones de extracción Número de COVs 
T (°C) t (min) V (mL) Réplica 1 Réplica 2 Réplica 3 
1 20 5 2 22 12 13 
2 20 5 14 17 19 18 
3 20 30 2 20 26 21 
4 20 30 14 23 23 23 
5 80 5 2 39 40 39 
6 80 5 14 34 34 30 
7 80 30 2 67 67 56 
8 80 30 14 49 47 49 
9 (centrado) 50 17.5 8 33 34 35 
 
La significancia de los factores y sus interacciones se evaluaron con el análisis de 
varianza (ANOVA). Las figuras 10 y 11 muestran las gráficas de Pareto. 
2^3; MS Residual=17.70785
COVs PDMS
-.43657
-1.98882
-3.63808
-4.22018
6.354521
9.264988
21.39194
p=.05
Efecto estandarizado estimado (Valor absoluto)
1*2*3
2by3
(3)Volumen (mL)
1by3
1by2
(2)Tiempo (min)
(1)Temperatura (°C)
-.43657
-1.98882
-3.63808
-4.22018
6.354521
 
Figura 10. Pareto de las variables de extracción sobre el número de COVs en el 
pulque con MEFS y PDMS. Variables con efecto significativo sobre la deseabilidad 
cuando p>0.05. 
 
 45 
2^3; MS Residual=9.664717
COVs CAR
-1.3132
-1.9698
-3.67695
-4.85883
5.515426
10.11161
20.61719
p=.05
Efecto estandarizado estimado (Valor absoluto)
1*2*3
2by3
(3)Volumen (mL)
1by3
1by2
(2)Tiempo (min)
(1)Temperatura (°C)
-1.3132
-1.9698
-3.67695
-4.85883
5.515426
 
Figura 11. Pareto de las variables de extracción sobre el número de COVs en el 
pulque con MEFS y CAR-PDMS. Variables con efecto significativo sobre la 
deseabilidad cuando p>0.05. 
Los Paretos indican que la temperatura, el tiempo, la interacción temperatura-
tiempo, la interacción temperatura-volumen y el volumen fueron las variables con 
efecto significativo sobre el número de COVs extraídos para ambas fibras (Ho=no 
hay efecto, Ha=si hay efecto). La temperatura y el tiempo son las variables que 
mostraron la mayor influencia positiva (Figuras 10 y 11). El incremento de la 
temperatura modifica la constante de partición del pulque al “headspace” (Khs, 
ecuación 7) y del “headspace” a la fibra (Kfs, ecuación 6). El aumento permitió que 
las constantes de partición fueran lo suficientemente grandes para que los 
compuestos menos volátiles fuesen extraídos. El tiempo también tuvo un efecto 
positivo sobre el número de COVs, pues permitió que los analitos de mayor masa 
molecular y con menor movilidad, llegaran y se absorbieran en la fibra. Contrario a 
la temperatura y al tiempo, el aumento de la cantidad del pulque afectó la extracción 
del número de COVs, reduciendo el número de analitos extraídos. Cuando se 
aumenta el volumen del pulque, los COVs más volátiles incrementan hasta 10 veces 
su abundancia, mientras que los semivolátiles solo lo hacen ~1.2% (Kolb y Ettre 
2002). Esto provoca una mayor interacción entre los COVs más volátiles y los sitios 
 46 
activos de la fibra (Burin et al. 2013, Pereira et al. 2018), impidiendo que los 
compuestos semivolátiles (que se encuentran en pequeñas concentraciones) 
fuesen ad/absorbidos por la fase de la fibra para su posterior extracción. 
Las figuras 12 a 17 muestran las gráficas de superficie de respuesta global (GSRG) 
relacionadas con el número de COVs extraídos agrupando los 27 experimentos. Se 
puede observar que las condiciones óptimas de extracción son los extremos 
máximos de la temperatura y el tiempo, y el extremo mínimo del volumen. Sin 
embargo, se recomienda no trabajar a temperaturas superiores a 80°C y evitar la 
evaporación del agua que también competirá por un sitio en la fibra. En cuanto al 
volumen del pulque, el diseño sugiere utilizar cantidades menores a 2 mL, sin 
embargo, volúmenes a 0.2 mL también provoca una reducción en el número de 
COVs y de su abundancia (Figura 18). Por lo tanto, 2 mL fue el volumen 
seleccionado para realizar los experimentos, ya que no se hicieron experimentos 
variando el volumen entre 0.2 y 2 mL. 
 
 
Figura 12. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de COVs con 
fibra PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27 
 47 
 
Figura 13. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de COVs con 
fibra PDMS. Volumen vs temperatura, N=27 
 
Figura14. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de COVs con 
fibra PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 
 
 48 
 
Figura 15. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de COVs con 
fibra CAR-PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27 
 
 
 
Figura 16. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de COVs con 
fibra CAR-PDMS. Volumen vs temperatura, N=27 
 
 49 
 
Figura 17. Gráfica de superficie de respuesta global para el número de COVs con 
fibra CAR-PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 
 
 
 
Figura 18. Intensidad vs tiempo (min), de los COVs variando el volumen del pulque: 
2 mL (cromatograma rosa) y 0.2 mL (cromatograma azul). 
 
Por lo tanto, los resultados sugieren que las mejores condiciones de extracción de 
COVs del pulque en ambas fibras fueron 80°C, 30 min y 2 mL (tratamiento 7, tablas 
XII y XIII). La figura 19 confirma lo ilustrado por las GSRG. 
 50 
 
Figura 19. Número de COVs promedio (N=3) obtenidos para cada una de las dos 
fibras y en cada uno de los nueve tratamientos (Tabla X). 
 
6.2.2. Efecto sobre la abundancia de COVs 
La figura 20 muestra la abundancia total de COVs extraídos. La fibra CAR-PDMS 
fue por su polaridad y grosor claramente la más eficiente, logrando extraer hasta 8 
veces mayor cantidad de COVs que la PDMS. 
 
Figura 20. Área (abundancia) total promedio (N=3) de COVs obtenidos para cada 
una de las fibras y en cada uno de los tratamientos (Tabla X). 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1 2 3 4 5 6 7 8 9
# 
d
e 
C
O
V
s
Experimento
CAR
PDMS
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
1 2 3 4 5 6 7 8 9
A
re
a 
to
ta
l (
m
ill
o
n
es
)
Experimento
CAR
PDMS
 51 
Al igual que en el análisis anterior, se evaluó la significancia de los factores y sus 
interacciones mediante ANOVA. Las figuras 21 y 22 muestran las gráficas de 
Pareto. 
2^3; MS Residual=18176E10
Área total PDMS
.8250523
.8276586
1.842852
2.185231
3.201026
5.314884
7.588973
p=.05
Efecto estanmdarizado estimado (Valor absoluto)
1by3
(3)Volumen (mL)
2by3
1*2*3
1by2
(2)Tiempo (min)
(1)Temperatura (°C)
.8250523
.8276586
1.842852
2.185231
3.201026
5.314884
7.588973
 
Figura 21. Pareto de las variables de extracción sobre la cantidad (abundancia) de 
COVs extraídos del pulque con MEFS y PDMS. Variables con efecto significativo 
sobre la deseabilidad cuando p>0.05. 
 
 52 
2 3̂ design; MS Residual=12497E11
Área total CAR
-.038054
-.27777
-.610143
-.901535
1.114257
10.24232
10.79734
p=.05
Ef ecto estandarizado estimado (Valor absoluto)
(3)Volumen (mL)
1*2*3
1by 3
2by 3
1by 2
(1)Temperatura (°C)
(2)Tiempo (min)
-.27777
-.610143
-.901535
1.114257
 
Figura 22. Pareto de las variables de extracción sobre la cantidad (abundancia) de 
COVs extraídos del pulque con MEFS y CAR-PDMS. Variables con efecto 
significativo sobre la deseabilidad cuando p>0.05 
 
En las gráficas de Pareto para la fibra PDMS y CAR-PDMS se observa que la 
temperatura y el tiempo fueron las variables con mayor efecto sobre la abundancia 
de COVs. Como se explicó anteriormente, la temperatura modificó las constantes 
de distribución. Esto provocó el desplazamiento del equilibrio de los COVs del 
pulque hacia la fibra, incrementando la abundancia de COVs extraídos. El tiempo 
fue proporcional con la abundancia, ya que, compuestos con cinética lenta requieren 
mayor tiempo para alcanzar el equilibrio. 
En cuanto al volumen del pulque, el efecto sobre la abundancia de COVs con la 
fibra PDMS no es claro (Figura 23). Sin embargo, con la fibra CAR-PDMS, es 
evidente que el volumen no tuvo ningún efecto sobre la abundancia de COVs 
(Figura 24). Es decir, las K de los compuestos extraídos por CAR-PDMS no cambió 
con el volumen. 
 
 53 
 
Figura 23. Área (abundancia) total promedio (N=3) de COVs extraídos por PDMS: 
a. 20°C - 5 min, b. 20°C - 30 min, c. 80°C - 5 min, d. 80°C – 30 min. 
 
 
Figura 24. Área (abundancia) total promedio (N=3) de COVs extraídos por CAR-
PDMS: a. 20°C - 5 min, b. 20°C - 30 min, c. 80°C - 5 min, d. 80°C – 30 min. 
 
Por lo tanto, las diferencias en las abundancias entre las fibras se deben al tipo de 
COV, a la polaridad de la fibra y a su grosor. El grosor es un factor importante en el 
comportamiento del factor tiempo. El tiempo tuvo mayor efecto en la fibra CAR-
0
20
40
60
80
100
120
140
a b c d
Á
re
a 
to
ta
l (
m
ill
o
n
es
)
2mL
14 mL
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
a b c d
Á
re
a 
to
ta
l (
m
ill
o
n
es
)
2 mL
14 mL
 54 
PDMS (Figura 21 y 22), ya que, por su grosor mayor tiempo fue requerido para llevar 
a cabo una buena extracción. 
Las figuras 25 a 30, ilustran las GSRG relacionadas con la abundancia total de los 
COVs de los 27 experimentos. Las gráficas son consistentes con los resultados 
experimentales mostrados en la figura 20. Mientras que el comportamiento de las 
GSRG para el número de COVs entre las dos fibras fue similar. Las GSRG para la 
abundancia de COVs fue diferente entre las dos fibras. 
 
 
Figura 25. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia de los COVs 
con la fibra PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27 
 
 
 55 
 
Figura 26. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia de los COVs 
con la fibra PDMS. Volumen vs temperatura, N=27. 
 
 
 
Figura 27. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia de los COVs 
con la fibra PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 
 
 
 56 
 
Figura 28. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia de los COVs 
con la fibra CAR-PDMS. Tiempo vs temperatura, N=27. 
 
 
Figura 29. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia de los COVs 
con la fibra CAR-PDMS. Volumen vs temperatura, N=27 
 
 57 
 
Figura 30. Gráfica de superficie de respuesta global para la abundancia de los COVs 
con la fibra CAR-PDMS. Volumen vs tiempo, N=27 
 
En general los resultados indican que las mejores condiciones para obtener el 
mayor número de COV extraídos y la mayor abundancia en ambas fibras fueron: 
80°C, 30 min y 2 mL de pulque. 
 
6.2.3. Comparación de COVs extraídos con las fibras PDMS y CAR-PDMS 
La tabla XIV muestra los COVs extraídos por ambas fibras y el nombre propuesto 
por la biblioteca del Instituto de Estándares y Tecnología (NIST), indicando el grado 
de similitud (match) entre el espectro de masas por ionización electrónica del COV 
extraído y el sugerido por la biblioteca. 
 
 
 
 
 
 
 58 
Tabla XIV. COVs extraídos del pulque y sugeridos por la NIST. Los COVs en las 
líneas azules fueron selectivamente extraídos por CAR-PDMS, mientras que 
aquellos en las líneas naranja fueron selectivamente extraídos por PDMS. 
No. 
tr COV propuesto 
 
“Match” 1 PDMS 
CAR-
PDMS 
1 5.318 Acetato de etilo 86 √ √ 
2 6.599 Ácido acético 87 √ √ 
3 7.227 3-metil-1-butanol 80 √ √ 
4 9.267 2,3-butanediol, [S-(R,R)] 94 √ 
5 9.516 Metilal 82 √ 
6 9.611 2,3-butanediol, [S-(R,R)] 89 √ 
7 10.879 3-methyl-1-butanol acetato 90 √ √ 
8 11.057 Ácido láctico 83 √ 
9 12.219 Estireno 90 √ 
10 13.773 1-heptanol 92 √ √ 
11 14.117 Ácido hexanoico 85 √ 
12 14.65 Hexanoato de etilo 95 √ 
13 16.062 Benzaldehído 97 √ √ 
14 16.133 3-(metiltio)-1-pronapol 84 √ 
15 16.287 Glicerina 83 √ √ 
16 16.809 2-hidroxi-4-metil-pentanoato de etilo 93 √ 
17 16.892 7-metil-1-octeno 83 √ 
18 17.757 Linalool 96 √ 
19 18.409 Ácido octanóico 90 √ 
20 18.623 Spiro[2,4]hepta-4,6-dieno 87 √ 
21 18.718 (2,2-dimetilciclopentil)-ciclohexano 80 √ 
22 18.778 Fenilacetaldehído 93 √ √ 
23 19.382 Ácido octanóico 95 √ √ 
24 19.952 Octanoato de etilo 94 √ √ 
25 20.082 Fenil etil alcohol 93 √ √ 
26 20.521 Decanal 98 √ √ 
27 20.603 Hidrogeno succinato de etilo 92 √ 
28 20.852 Dietil succinato 96 √ 
29 21.552 Ácido nonanoico 97 √ 
30 22.133 Dibutil ftalato 87 √ 
31 22.572 1,1´-metilenebis-piperidina