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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
 
 
FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
 
“PAPEL DE LA DEHIDROEPIANDROSTERONA (DHEA) SOBRE 
 LA INFECCIÓN AGUDA POR EL NEMÁTODO PARÁSITO Trichinella 
spiralis” 
 
 
T E S I S 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 
B I Ó L O G A 
 
 
P R E S E N T A: 
 
KARINA MONTSERRAT HERNÁNDEZ VARGAS 
 
 
DIRECTOR DE TESIS: 
DR. JORGE MORALES MONTOR. 
 
 
M México D.F. 2016 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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DERECHOS RESERVADOS © 
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del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
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objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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JURADO ASIGNADO 
 
PROPIETARIO: Dr. Guillermo Salgado Maldonado. 
 
PROPIETARIO TUTOR: Dr. Jorge Morales Montor 
 
PROPIETARIO: M. en C. Isabel Cristina Cañeda Guzmán 
 
PROPIETARIO: M. en C. Agustín Carmona Castro 
 
PROPIETARIO: M.V.Z. Mario Javier Soriano Bautista 
 
 
 
Este trabajo se desarrolló en el laboratorio de interacciones 
neuroinmunoedócrinas, departamento de Inmunología del Instituto de 
Investigaciones Biomédicas de la Universidad Nacional Autónoma de México. 
 
 
 
________________________________ 
Dr. Jorge Morales Montor 
DIRECTOR 
 
 
 
 
________________________________ 
Karina Montserrat Hernández Vargas 
SUSTENTANTE 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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DEDICATORIA 
 
 
 
A mi mamita chula, la mujer más amorosa, honesta, humilde, comprometida, 
paciente, guapa y excelente deportista. Es la persona más importante en mi vida, 
la única que ha sido incondicional y constante acompañando mis pasos. Le 
dedico el esfuerzo de este trabajo en forma de gratitud por todo lo que ella ha 
hecho por mí sin descanso. 
 
 
 
A mi papá, un hombre con “genes ingleses” a quien admiro y respeto. Un ejemplo 
de persona que practica diariamente la puntualidad, respeto, planeación, 
responsabilidad, estudio, constancia y amor por su familia. 
 
 
 
A mis hermanos Lalo, Aldo y Brandon por motivarme a seguir, por pelear y 
perdonarnos todo, por el grupo Revelación y todo lo que compartimos al trabajar 
juntos. Gracias a Yayo, gatito y gordita por hacer de mi vida la más dichosa. 
 
 
 
A Ulises, quien me enseñó prácticamente a buscar, resolver, leer incluso a 
disfrutar cualquier cosa sobre mi proyecto de tesis. Una amistad que atesoro a 
pesar del tiempo y la distancia. 
 
 
 
 
 
 
 
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parásito Trichinella spiralis. 
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AGRADECIMIENTOS 
Académicos 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México, la Máxima casa de estudios, y 
la Facultad de Ciencias porque es un verdadero privilegio disponer de las 
instalaciones y recursos contribuyendo así mi desarrollo profesional y personal. 
Gracias también a todos mis profesores de la facultad de Ciencias, a mis 
entrenadores de disciplinas Deportivas y demás académicos que hacen increíble 
la estancia universitaria. 
 
Al Instituto de Investigaciones Biomédicas y muy especialmente al 
Laboratorio de neuroinmunoendócrinas por haberme aceptado en la 
realización de mi servicio social y de este proyecto. 
 
A mi tutor Jorge Morales Montor a quien estoy extremadamente agradecida por 
aceptarme en su taller y posteriormente en su equipo de trabajo. Gracias por 
permitirme realizar este proyecto, por la motivación, los consejos invaluables para 
empezar, retomar y terminar este trabajo. Con todo respeto y admiración que 
merece por ser una persona comprometida con sus estudiantes, involucrándose 
en lo académico y al mismo tiempo brindando su amistad. Reitero mi 
agradecimiento porque siempre estuvo pendiente de mi desarrollo y más de una 
vez me orientó en mi vida personal. 
 
Al Dr. Rómel Hernández Bello por ser quien me mostró paso a paso diferentes 
técnicas de laboratorio, por contagiarme de esa sonrisa perpetua que lleva y esas 
ganas de pasar horas trabajando en el laboratorio. Además de compartir el susto 
tan gracioso que nos llevamos dentro del cuarto de revelado. 
 
Bióloga Lorena López Griego. Técnico académico del Laboratorio; por su 
paciencia, ayuda, asesoría, recomendaciones, interés y no menos importante su 
amistad. Resolviendo las contrariedades como material de trabajo, las técnicas 
que ocupé así como su confianza hacia mis problemas personales. ¡Es un orgullo 
conocer a esa gran mujer, madre, profesionista y amiga! 
 
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parásito Trichinella spiralis. 
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Dra. Karen Elizabeth Nava Castro mi sincero cariño y gratitud por su ayuda con 
el medio de cultivo, con los colorantes para las tinciones y su contribución a 
mejorar mi seminario. ¡¡¡Una mujer muy preparada!!! 
 
Dr. Hugo Aguilar quien con su apoyo inicié el protocolo de este proyecto, el 
trámite de inicio de tesis, los primeros experimentos piloto, aprendiendo también 
la inoculación de las larvas musculares, la toma de fotografías bajo microscopio 
óptico con ayuda del Dr. Julio César Carrero. Por ver mis videos gimnásticos y 
esas tardes hasta tarde haciéndonos compañía mientras trabajábamos en el Lab. 
Con afecto a mi entonces papi adoptivo que me apodaba Montserrate. 
 
A los honorables miembros del jurado: Dr. Guillermo Salgado, Dr. Jorge 
Morales Montor, M. en C. Agustín Carmona C., MVZ Mario J. Soriano B. y 
muy especialmente a la M. en C. Isabel Cristina Guzmán por su compromiso, 
interés y su tiempo dedicado; una mujer que pone en práctica mi frase favorita: 
“Aquellos que tienen el privilegio del saber, tienen la obligación de actuar” Albert 
Einstein. 
 
A mis compañeros de laboratorio que siempre enriquecieron mi participación en 
los seminarios; Ana, Tania, Nashla, Victor; Elizabeth: por sus consejos, Nelly: 
su apoyo, Ricardo: recuerdo bien el consejo que me dio cuando lo conocí, tenía 
razón, ¡que bueno que me aconsejaste Richie!, Angélica: Tantas veces que me 
facilitó información y resolvió dudas sobre la DHEA, Rosalía por ser una de las 
personas más cercanas a mi proyecto, sus recomendaciones para resolver mis 
tinciones, por compartir el observar una LM rota, teñida y ¡VIABLE!, ¿Qué onda 
con eso?, en fin una gran compañera de laboratorio, y por último a Marisa “la 
futura Dra. a sus veintitantos” a ella infinitas gracias por quedarse conmigo 
cantidad de veces enseñándome a utilizar equipo del laboratorio desde una 
micropipeta hasta el cuarto de cultivo y todo lo que éste implica conocer, es tan 
grande mi agradecimiento que podría decir que fue mi tutora de tesis de principio 
a fin; “Hermione Granger” la admiro mucho, nunca antes conocí a una mujer tan 
competitiva, joven, inteligente y guapa. 
 
http://www.proverbia.net/citasautor.asp?autor=327
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parásito Trichinella spiralis. 
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Para la realización del presente proyecto, se agradece el apoyo financiero del 
donativo #176803 obtenido del Programa de Fondos Sectoriales Cencia 
Básica (CB-SEP),Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) y el 
donativo IN-208715 otorgado por el Programa de Apoyo a Proyectos de 
Investigación e Innovación Tecnológica, de la Dirección General de Asuntos del 
Personal Académico, Universidad Nacional Autónoma de México. Ambos 
donativos otorgado al Dr. Jorge Morales-Montor, Tutor principal de la presente 
Tesis. 
 
Personales 
A mis padres la pareja de amor más tangible que he conocido, con sus 30 años 
juntos compartiendo alegrías, tristezas, fiestas, decesos familiares y miles de 
contrastes más que refuerzan su unión. Gracias por la mejor herencia que puede 
recibir una hija: ¡educación!, por sus palabras de aliento en mis días malos y sus 
abrazos reconfortantes en los peores. Por inculcarme valores y haber creado esa 
excelente relación entre sus hijos. Esas “juntas mensuales” donde aprendemos a 
tolerar las diferencias, entre muchos aspectos que contribuyen para bien nuestra 
convivencia familiar. Por hacer notar nuestros talentos, siempre ponernos límites y 
estar presentes en cada logro de los cuatro. 
 
A mi hermano Eduardo por ser el ejemplo del hermano mayor profesionista de la 
carrera más divertida y que envidio. A mi hermano Aldo por molestarme siempre 
con sus mensajes: “Kari que te vaya bien en tu día TESIS, TESIS, TESIS; que 
regreses con bien a casa para que hagas tu TESIS, TESIS, ¡TESIS! y por siempre 
servirme agua. A mi hermano Brandon porque todo me copia y quiere ser como 
yo ja, ah y también gracias por siempre resaltar que ya terminé mi martirio, que ya 
lo superé y por darme consejos del hermano menor a la hermana mayor perdida 
en el limbo. A ustedes gracias por hacer mi vida perfecta, feliz y divertida. Para 
ustedes con todo mi amor: una mano con los dedos pulgar e índice juntos y los 
dedos restantes extendidos, ¡no se hagan me lo deben! Los amo. 
 
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A mi abuelo José por compartirme su lema “desayuna mucho, come más, cena 
poco y durás”, A mi abuelita Carlota (en paz descanse) por preguntarme siempre 
como estoy y cómo voy en la escuela “estudia mucho pero no vayas a que te 
rompas un pie”. 
 
A mis tíos, primos y demás familia que comparten siempre mis logros y me 
animan siempre a seguir; Rafita el primito más atento y que no pierde ni una pista 
de mi desarrollo personal. 
 
A mis amigas las Hanny´s (Andy, Nan, Jhine, Dulce y Nay) por ser hermanas que 
la vida puso en mi camino, Su confianza, nuestra historia juntas, su compañía. 
Las adoro y las extraño siempre. 
 
A mis amores Héctor y la Osita los amigos más fraternales, en las buenas, en las 
malas, en las fiestas, en las pláticas con lágrimas. El pilar de mis logros y quienes 
siempre me empujan a seguir escalando este mundo tan complicado. 
 
A mi entrenadora Kalina Dimitrova quien ha batallado mucho conmigo y me llevó 
a pisar los primeros lugares en el medallero. ¡Entrenadora de orgullo UNAM! 
 
A mis contemporáneos de la carrera: Alex y Pavel por disfrazar de diversión la 
carga de trabajo académico, por ustedes iba a la facultad. A Luis-champi con gran 
afecto por su tiempo dedicado. A Mike-Actuario por esas tardes de diversión 
representando a nuestra máxima casa de estudios. A mis amiguitos del equipo de 
voleibol. A Dan naranja-mecánica por su presencia en momentos difíciles durante 
la carrera. A los del fron muy especialmente a Ernesto quien me acompañó y 
resolvió algunas dudas mientras estábamos en el laboratorio, también a Emi, 
tanta risa, tanto baile, es a quien puedo decirle caballo-conejo-Koala y sigue 
siendo mi amigo. A Ulises a quien quiero muchísimo y agradezco su infinita ayuda 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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en ecología, en mi primer proyecto de tesis, en inmunología (por cierto ya esta 
perdonado por ganarme siempre en los exámenes). Gracias por quererme de esa 
forma tan incondicional, por el mejor regalo de cumpleaños y por darle vida a mis 
últimos años en Facultad de Ciencias. Y por último a ACMLE (Brayan) “por haber 
nacido en el mismo siglo, tu y yo”; porque puede hablar de mis sueños, de lo que 
me rompe el corazón, de historias que me afligieron y de cómo me brillan los ojos. 
Gracias por ese abrazo que reconfortó mi alma más de una vez y por hacer 
locuras que me devolvieron la sonrisa y así enfrentar el último proceso de la 
titulación. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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parásito Trichinella spiralis. 
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“Aquellos que tienen el privilegio del saber, 
tienen la obligación de actuar” 
 
Albert Einstein 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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ÍNDICE 
RESÚMEN……………………………………………………………………………….13 
 
I. INTRODUCCIÓN…………………………………………………..........………15 
1. Características generales del Parásito Trichinella spiralis.............. 15 
2. Taxonomía de Trichinella spiralis.................................................... 15 
3. Aspectos morfológicos.................................................................... 16 
4. Ciclo biológico................................................................................. 19 
5. Triquinelosis.................................................................................... 23 
6. Microhábitat de las larvas de Triquinella......................................... 24 
7. Cuadro clínico................................................................................. 24 
8. Epidemiología y distribución geográfica.......................................... 26 
9. Distribución nacional....................................................................... 31 
10. Diagnóstico...................................................................................... 32 
11. Tratamiento y prevención................................................................ 33 
12. Red neuroinmunoendócrina asociada a infecciones 
parasitarias...................................................................................... 
 
33 
13. DHEA............................................................................................... 35 
II. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA........................................................39 
III. JUSTIFICACIÓN.........................................................................................39 
IV. HIPÓTESIS.................................................................................................40 
V. OBJETIVOS................................................................................................41 
1. Objetivo general............................................................................ 41 
2. Objetivos particulares................................................................... 41 
VI. ESTRATEGIA EXPERIMENTAL Y MÉTODOS.........................................42 
1. Obtención de grupos de animales experimentales......................... 42 
2. Mantenimeinto y obtención de LM de Trichinella spiralis................ 42 
3. Ensayos de viabilidad...................................................................... 44 
4. Preparación de la solución madre de DHEA y Δ5DHEA................. 44 
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parásito Trichinella spiralis. 
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5. Determinación de la capacidad parasiticida de la DHEA y la 
5DHEA in vitro, sobre LM de T. spiralis mediante curvas 
temporales y dosis-respuesta.......................................................... 
 
45 
a) Ensayo 1. Porcentaje de viabilidad de las LM provenientes 
de rata macho y hembra tratadas con DHEA y 
Δ5DHEA..................................................................................45 
b) Ensayo 2 Porcentaje de mortalidad de las LM provenientes de 
rata macho y hembra tratadas con DHEA y Δ5DHEA................. 
 
47 
c) Ensayo 3. Porcentaje de mortalidad de las LM tratadas con 
DHEA y Δ5DHEA. Seis repeticiones por condición con RPMI 
sin suero...................................................................................... 
 
48 
d) Ensayo 4.Porcentaje de mortalidad de las LM tratadas con 
DHEA, seis repeticiones por condición....................................... 
 
48 
6. Capacidad infectiva......................................................................... 49 
7. Análisis de viabilidad de las larvas.................................................. 50 
8. Análisis estadístico.......................................................................... 53 
 
VII. RESULTADOS............................................................................................54 
1. Evaluación de viabilidad de T. spiralis mediante técnicas de 
tinción........................................................................................... 54 
2. Capacidad parasiticida de la DHEA y la 5DHEA in vitro, sobre LM 
de T. spiralis mediante curvas temporales y dosis-
respuesta...................................................................................... 54 
a) Ensayo 1. Porcentaje de viabilidad de las LM provenientes 
de rata macho y hembra tratadas con DHEA y 
Δ5DHEA.................................................................................. 
 
 
54 
b) Ensayo 2 Porcentaje de mortalidad de las LM provenientes de 
rata macho y hembra tratadas con DHEA y Δ5DHEA................. 
 
58 
c) Ensayo 3. Porcentaje de mortalidad de las LM tratadas con 
DHEA y Δ5DHEA. Seis repeticiones por condición con RPMI 
sin suero...................................................................................... 
 
71 
d) Ensayo 4.Porcentaje de mortalidad de las LM tratadas con 
DHEA, seis repeticiones por condición....................................... 
 
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Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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3. Infectividad mediante inoculación de LM previamente tratadas con 
DHEA durante 48h........................................................................ 83 
VIII. DISCUSIÓN.................................................................................................85 
IX. CONCLUSIONES........................................................................................88 
X. PERSPECTIVAS.........................................................................................89 
XI. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS...........................................................90 
XII. ANEXOS.....................................................................................................93 
1. Anexo 1 Índice de figuras.............................................................. 93 
2. Anexo 2 Índice de tablas............................................................... 95 
3. Anexo 3 Índice de preparación de reactivos y soluciones............ 96 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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RESÚMEN 
El presente trabajo de investigación tuvo como objetivo analizar el posible efecto 
parasiticida de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) y un agonista de la misma 
(5DHEA), tanto in vitro como in vivo, sobre la viabilidad e infectividad de las 
Larvas enquistadas en músculo del parásito helminto Trichinella spiralis. Este 
parásito ocasiona la zoonosis denominada Triquinelosis, la cual es una 
enfermedad con una alta prevalencia a nivel mundial. Se calcula que más de 600 
millones de personas se encuentran infectadas, y en México, se reportan 
anualmente alrededor de 2500 casos por lo cual se le considera de gran 
importancia en la salud pública. Aunado a esto, la terapia convencional contra 
esta zoonosis, que es el uso de mebendazol, ocasiona importantes efectos 
secundarios y además no es efectiva cuando la enfermedad se encuentra en la 
fase sistémica. Por lo que se buscan alternativas de tratamiento que sean mejores 
y que no generen efectos secundarios. 
Previamente, se ha reportado que la DHEA posee un efecto parasiticida in 
vitro sobre diferentes parásitos helmintos, tales como, Taenia crassiceps, Taenia 
solium y Schistosoma mansoni. También se han reportado efectos de la DHEA 
sobre la viabilidad de Plamodium falciparum, Entamoeba histolytica Trypanosoma 
cruzi, entre otros, lo que sugiere la posibilidad de poder utilizar a la DHEA in vivo 
en un futuro como alternativa en el tratamiento de la diversas parasitosis. 
 
Con base en lo anterior, en este trabajo, se probaron in vitro diferentes 
dosis de DHEA y de su análogo 5DHEA sobre larvas musculares de Trichinella 
spiralis (seis repeticiones por condición) durante 48 horas de incubación para la 
evaluación de la viabilidad mediante la exclusión con azul de metileno y 
observación microscópica. Dicha evaluación permitió la construcción de curvas 
dosis respuesta y curvas temporales que evidenciarían la dosis óptima (100M) 
con la que se realizó la prueba de infectividad en cinco ratones hembras de la 
cepa Balb/c. 
 
Los resultados obtenidos muestran un efecto significativo en la infectividad 
de las larvas, ya que se encontró una disminución de la carga parasitaria 
(57.15%) en los animales con larvas musculares previamente tratadas durante 48 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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h. con esta hormona respecto a los controles. Posiblemente estos cambios son 
atribuidos a la cutícula que posee Trichinella el cual induce protección contra el 
posible efecto parasiticida de la DHEA. 
 
Es posible; con los resultados obtenidos que la DHEA pueda utilizarse 
como alternativa en el tratamiento de la T. spiralis, sin embargo, aún falta analizar 
algunos parámetros como la edad y género del hospedador así como el tiempo de 
incubación con la DHEA con las larvas de Trichinella. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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I. INTRODUCCIÓN 
1. Características generales de Trichinella spiralis. 
En cuanto a biología, es un nematodo parásito con un cuerpo cilíndrico alargado y 
sistema digestivo completo. Son organismos dioicos y con dimorfismo sexual, el 
macho es más pequeño que la hembra. Cuando se encuentra en el músculo de 
mamíferos, es capaz de inducir la formación de una cápsula de colágena 
denominada célula nodriza, la cual permite al parásito adquirir nutrientes y 
exportar desechos (Chávez et. al. 2006). Aunque típicamente se encuentran 
enrollados en espiral, al liberarse de la cápsula poseen movimientos de extensión 
y enrollamiento continuo, el cual, algunos autores consideran como un criterio de 
viabilidad (Hernández-Bello et al, 2012). Presenta tres estadios: las larvas recién 
nacidas que miden 120 µm de longitud por 7 µm de diámetro; los parásitos 
adultos machos y hembras, que miden de 3 a 4 mm de longitud por 60 µm de 
diámetro y los machos entre 1.4mm y 1.6 mm de longitud por 40 µm de diámetro. 
El último estadio son las larvas musculares que presentan la etapa infectante del 
parásito. (Chávez 2006; Hernández 2008) 
2. Taxonomía de Trichinella spiralis. 
Tabla. 1. Taxonomía de Trichinella spiralis. (Souslsby, 1987). 
Reino Animalia 
Phylum: Nematoda 
Clase: Adenophorea 
Orden: Trichurida 
Superfamilia: Trichuroidea 
Familia Trichinellidae 
Género: Trichinella 
especie: Spiralis 
 Pseudospiralis 
 Britovi 
 Nativa 
 Nelson 
 Murelli 
 Papuae 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodoparásito Trichinella spiralis. 
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3. Aspectos Morfológicos de Trichinella spiralis 
 
Larva recién nacida 
Ésta vive en nichos intramulticelulares en el intestino delgado. induce la 
agregación de mitocondrias, alargamiento de núcleo con nucleolos prominentes, 
hipertrofia del glucocalix en cubierta gruesa de colágena formada por una 
compleja red de vénulas que se creen facilitan el transporte de nutrientes. La 
célula se convierte en célula nodriza con funciones moldeadas como placenta por 
la cual el parásito obtiene nutrientes y exporta desechos. Las larvas se enrollan y 
en un mes aproximadamente se completa la forma del quiste (Figura 1). (Capó 
2008; Hernández 2008). 
 
Fig. 1. Se muestra hembra de T. spiralis en etapa gestante: En A) un esquema de una hembra 
de T. spiralis en la cual se pueden observar en su interior el desarrollo de las larvas de T. spiralis. 
En B) microfotografía de desarrollo de las larvas de T. spiralis (40x). (Obtenido de 
www.trichinella.org.mx). 
 
 
Desarrollo de larvas 
Larvas recién nacidas Larvas recién nacidas 
B) Hembra Adulta A) Hembra Adulta 
http://www.trichinella.org.mx/
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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Hembra Adulta 
La hembra adulta mide 3 mm de longitud y 60 m de diámetro, presenta una vulva 
situada a la región esofágica, (Fig.1 A) se identifican células musculares, fluidos 
internos, anillo nervioso, esticocitos, esófago, intestino medio, útero, ovarios (un 
solo ovario produce óvulos de aproximadamente 25 m de diámetro con tres 
cromosomas), embriones, desarrollo de las larvas y las larvas recién nacidas. 
 
Macho Adulto 
Mide 1.5 mm de longitud y 40 m de diámetro, En la figura 1 B se observan 
las células musculares, los fluidos internos, esticocitos, anillo, nervioso, esófago, 
Intestino medio, vesículas seminales (tienen espermatozoides no flagelados con 
dos o tres cromosomas, por lo tanto determina el sexo), un par de apéndices 
copulatorios a cada lado del orificio cloacar con dos pares de papilas detrás de 
ellos y testículos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 2. Morfología de adultos de T. spiralis. A) hembra, B macho. (Obtenido de 
www.trichinella.org). 
A B 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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Larva muscular. 
 
Es el estadio infectivo, presenta cuerpo cubierto por cutícula, abertura oral, 
esófago, anillo nervioso, intestino medio, y cloaca. El esticosoma está en la parte 
posterior, después del esófago granular, cuyas células poseen gránulos 
secretorios actualmente antigénicos que descargan en la luz del esófago (Capó V, 
2008). Compuesto por 50 a 55 esticocitos que son células discoides cerca de la 
región media. Tiene al menos 5 subtipos de gránulos que se diferencian en forma 
y tamaño, tipo de inclusión, antigenicidad y localización dentro del esticosoma, 
estos gránulos son 0, 1, 2, β y ɣ (Figura 3). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 3. Larva de T. spiralis: A) esquema de una Larva muscular (Obtenido de 
www.trichinella.org). B) fotografía de una larva muscular viva (40x). (Foto por Karina Hdez). 
A) Larva 
muscular 
B)Larva muscular. Foto 40X por Karina Hdez. 
http://www.trichinella.org/
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
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4. Ciclo Biológico 
La transmisión de T. spiralis es por la ingestión de carne y sus derivados crudos o 
insuficientemente cocidos, provenientes de animales infectados con la larva del 
parásito (Fig. 3); aunque se sospecha que la coprofagia también juega un papel 
en este sentido (Capo y Despommier, 1996). 
El ciclo de vida de T. spiralis se divide en dos fases dependiendo del sitio 
anatómico dónde se encuentra: la fase entérica que principalmente se desarrolla 
en el intestino delgado y la fase sistémica, que ocurre en el músculo esquelético. 
No obstante, esta fase puede presentarse en otros órganos y tejidos del 
hospedero. Así mismo, este parásito presenta tres estadios dentro de su ciclo: la 
larva recién nacida (LRN), la larva infectante o larva muscular (LM) y el adulto 
(Ad), que se diferencian por el dimorfismo sexual en hembra (HA) ó macho (MA) 
(Chávez et. al. 2006, www.trichinella.org). 
Durante la fase entérica, los pacientes infectados con T. spiralis presentan 
signos y síntomas como diarrea, dolor abdominal, anorexia, náusea y vómito, 
mientras que durante la fase sistémica, se involucra principalmente el músculo 
esquelético u otros tejidos como el miocardio, el neuronal, el diafragma o invasión 
renal (Capó et. al., Chávez et. al. 2006, www.trichinella.org). La variabilidad e 
intensidad de éstos los diferentes signos y síntomas dependen de la edad y sexo 
del paciente, así como de la carga parasitaria, del estado nutricional, hormonal, 
inmunológico y del sitio infectado (Chávez et. al. 2006). Sin embargo, se ha 
estimado que la dosis mínima infectiva que provoca la enfermedad sintomática es 
de 70 a 150 LM. No obstante, se pueden mimetizar muchos síntomas clínicos que 
resultan en un mal diagnóstico (Chávez et. al.) 
Respecto a la fase entérica, cuando el hospedero (huéspedes domésticos 
como la rata, el cerdo y el hombre) consume carne cruda o insuficientemente 
cocida, contaminada con larvas musculares (LM), los jugos gástricos digieren la 
carne y las larvas musculares se liberan al intestino delgado donde cada una 
ocupa el citoplasma de hasta 45 enterocitos (células epiteliales columnares), 
formando así un nido intramulticelular en el cual permanecen, expandiéndolo de 
manera lineal debido a su crecimiento longitudinal (Despommier, 1993). Al 
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parásito Trichinella spiralis. 
20 
 
penetrar a la mucosa intestinal realizan cuatro mudas de cutícula (Wright, 1979), 
que tienen lugar rápidamente en un plazo de 30 horas (la última muda ocurre a 
las 28 horas post infección). Durante las mudas el contenido de los gránulos de 
las células del esticosoma (un órgano secretor localizado en el esófago del 
parásito) es segregado dentro del citoplasma del nido intramulticelular 
(Despommier, 1993). Posterior a la cuarta muda se diferencian en hembras y 
machos adultos (Ad), después de dos a cuatro días (Capó et. Al. 2006, 
Hernández, 2008). 
La cópula entre los parásitos hembras y machos ocurre alrededor de las 40 
horas post infección (Soulsby, 1987) en el lumen intestinal; los machos son 
eliminados por una reacción de hipersensibilidad inmediata y automática de la 
motilidad intestinal por el hospedero luego de cumplir su función fértil. Las 
hembras fecundadas se localizan en el interior de la mucosa del duodeno yeyuno 
e íleon y estas son eliminadas poco después de la liberación de las LRN. Esta 
expulsión se debe en parte a linfocitos Th2 e IgE. Cada hembra coloca libera 
entre 60 a 80 LRN, que penetran a la lámina propia del intestino y alcanzan a 
través de los capilares linfáticos y venosos la circulación general, diseminándose 
por todo el organismo pero enquistándose sólo en el músculo esquelético (Fig. 3). 
Por lo que las larvas destruyen a las células musculares y en algunas ocasiones 
pueden causar la muerte del hospedero (Despommier, 1993); sin embargo, 
también pueden infectar otros tejidos y órganos como el riñón, el SNC o el 
corazón (Chávez, 2006; Hernández, 2008; www.trichinella.org). 
 
El crecimiento larvario continúa dentro del miocito (Baruch y Despommier, 
1991), y entre los días 4 al 19 post infección el crecimiento del volumen larvario es 
exponencial. Los miocitos afectados se convierten en células nodrizas, que son 
más grandes que los miocitos normales, contienen mitocondrias no funcionales y 
núcleos más numerosos y de mayor tamaño, tienenun incremento dramático en 
la cantidad de retículo endoplásmico liso, y su superficie externa se encapsula por 
fibras de colágena y eventualmente se rodea por un plexo circulatorio 
(Despommier, 1993). Ésta estructura permite al parásito adquirir nutrientes y 
exportar desechos a través de una red de vénulas, además las larvas están 
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parásito Trichinella spiralis. 
21 
 
protegidas de la respuesta inmune del huésped y de la terapia antihelmíntica. Su 
formación dura aproximadamente veinte días, después de los cuales, la LM que 
se ha desarrollado es infectiva y con capacidad de ser transmitida a otro 
hospedero, reiniciando el ciclo de vida. (Capó, 1996; Chávez, 2006; 
www.trichinella.org) 
Los músculos más frecuentemente afectados por Trichinella son el diafragma, 
la lengua, la laringe, entre otros (Soulsby, 1987). Sin embargo, es raro que cause 
la muerte del hospedero. Por lo que la distribución geográfica de esta enfermedad 
es principalmente por el modo de transmisión, la inmunidad de por vida contra la 
reinfección, así como el amplio rango de hospederos que participan en el ciclo de 
vida (Despommier, 1993). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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parásito Trichinella spiralis. 
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Fig. 4. Ciclo de Vida de Trichinella. spiralis. El recuadro verde indica la fase infectiva del 
parásito. Modificada de http://www.trichinella.org. 
Ingesta de carne mal cocida, 
contaminada con LM. 
Maduración y 
cópula en 
intestino 
delgado. 
Las LRN penetran en 
la mucosa intestinal y 
son transportadas 
por todo torrente 
sanguíneo. 
La célula nodriza es desintegrada 
por los jugos gástricos, liberando a 
las larvas. 
Falla 
cardiaca. 
Las LRN invaden a las 
células musculares 
esqueléticas. 
Larva muscular 
dentro de su célula 
nodriza. 
Lesión 
cerebral. 
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parásito Trichinella spiralis. 
23 
 
5. Triquinelosis. 
 
La triquinelosis es una zoonosis causada por el nematodo Trichinella spiralis, que 
afecta a todos los mamíferos carnívoros. Aunque esta enfermedad tiene una 
distribución cosmopolita varía en los diferentes Continentes. En Europa y América 
del Norte la infección se produce principalmente por el consumo de carne de caza 
(jabalí y otros animales) o bien por carne de caballo. En América Central y del Sur 
es por consumo de carne de cerdo no inspeccionado. Sin embargo en Asia la tasa 
de infección del ganado porcino es muy elevada. De acuerdo con la Comisión 
Internacional de Triquinelosis (ICT), más de 600 millones de personas podrían 
estar infectadas con T. spiralis en todo el mundo, por lo que se le considera un 
problema de salud pública. En México, se han reportado tanto brotes esporádicos 
como epidémicos en diversos estados de la república como Chihuahua, 
Zacatecas, Estado de México, Durango, Guanajuato y Distrito Federal (Reveles y 
col. 1997; Chávez y col. 2006). 
 
La principal fuente de infección de éste parásito se transmite al hombre por la 
ingestión de carne de cerdo y/o sus derivados crudos infectados con Trichinella 
debido al ineficiente control sanitario (Fig. 5), así como a la práctica frecuente de 
matanza clandestina en animales de traspatio que resulta en altos índices de 
infectividad (Chávez et. al. 2006). 
 
Fig. 5. Cerdos sin control sanitario. (Obtenido de www.minutoya.com). 
 
http://www.minutoya.com/
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parásito Trichinella spiralis. 
24 
 
6. Microhábitat de las larvas de Trichinella 
Las larvas recién nacidas fluyen por la sangre y pueden penetrar en cualquier 
célula pero sólo pueden sobrevivir en células musculo-esqueléticas. Las larvas 
parecen preferir los músculos activos tales como el diafragma y la lengua. Los 
adultos normalmente se encuentran en la mucosa del intestino delgado del 
hospedero. 
7. Cuadro Clínico. 
La variabilidad y la intensidad de los signos y síntomas de la Triquinelosis, 
dependen de la carga parasitaria, edad, sexo, estado nutricional, estado 
hormonal, estado inmunológico (Capó, 1996; Chávez 2006) y tejido invadido; 
pese a esto se ha estimado que la dosis mínima infectiva que provoca una 
enfermedad sintomática es de 70 a 150 LM. No Obstante, se pueden mimetizar 
muchos síntomas clínicos lo que provoca hacer un mal diagnóstico. Además los 
signos clínicos también dependen del ciclo biológico del parásito en la cual se 
encuentra el paciente (Chávez y col. 2006). 
Durante la fase entérica los síntomas que reportan los pacientes infectados con T. 
spiralis pueden incluir diarrea o constipación, nausea, vómitos, dolor abdominal, 
malestar y fiebre. De no hacer una historia clínica adecuada, generalmente se 
diagnostican como gastroenteritis o intoxicación alimentaria. (Capo y 
Despommier, 1996). 
 
En la fase sistémica los síntomas están íntimamente relacionados con el 
músculo esquelético o bien con otros tejidos como el miocardio, el neuronal, el 
diafragma o invasión renal (Capó y col. 1996, Chávez y col. 2006, 
www.trichinella.org). Se pueden presentar gran variedad de signos clínicos que 
incluyen mialgias, fiebre, conjuntivitis, edema facial (debido a que las larvas dañan 
los vasos sanguíneos), edema periorbital, cefalea, sudoración excesiva (Kociecka 
y col. 1992), dolor retroperitoneal, rigidez, disnea, carraspera, sordera (Soulsby, 
1987), coriza, bronquitis, vértigo, afasia, disfagia, erupciones cutáneas, 
hemorragias de la base de las uñas, hemorragias de la retina, insomnio, apatía, 
debilidad, bulimia, meningitis, encefalitis, parestesias, convulsiones, hemiplejia, 
dificultades visuales y edema de las extremidades. 
 
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parásito Trichinella spiralis. 
25 
 
La Triquinelosis es la única helmintiasis que cursa con fiebre, la cual puede 
persistir por varias semanas simulando un cuadro de fiebre tifoidea. (Capo y 
Desppommier, 1996). 
 
Al examen hematológico se destaca la eosinofilia (Ivanoska y col. 1989). Se 
presenta normalmente una crisis clínica alrededor de la cuarta semana, cuando 
comienza a disminuir la producción de huevos de las hembras y las larvas 
comienzan a enquistarse (Soulsby, 1987). Sin embargo, en cerdos, a diferencia 
de humanos y roedores, la triquinelosis no se asocia con ningún síntoma clínico, 
independientemente de la intensidad de la infección. (Ivanoska y col. 1990). Los 
síntomas presentados en cada fase de infección del parásito, así como el 
diagnóstico y tratamiento pueden diferir; de tal forma que se han sintetizado en el 
cuadro 2 (Capó, 1996; Chávez, 2006, Hernández, 2008; www.trichinella.org). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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parásito Trichinella spiralis. 
26 
 
Tabla. 2. Fase entérica y sistémica de la infección por Trichinella spiralis. 
 
 Tiempo 
postinfección 
 
Signos y 
Síntomas 
Diagnóstico Tratamiento 
Fase entérica 12h -- 7 
días 
 Diarrea 
 Dolor 
abdominal 
 Anorexia 
 Náusea 
 Vómito 
 Habitualment
e preceden a 
la fiebre y 
mialgias. 
 Diagnóstico 
diferencial 
 Examen CPS para 
presencia de 
parásitos adultos 
 Aspiración 
duodenal 
 Mebendazol 
 Albendazol 
 Tiabendazol 
F
a
s
e
 s
is
té
m
ic
a
 
Músculo 
esquelético 
7 días – 
meses 
incluso 
años. 
 Fatiga 
 Mialgias 
 Astenia y 
adinamia 
 Cefalea 
 Edema facial, 
periorbitario y 
de manos 
 Fiebre 
 Eosinofilia Eosinofilia del 5-
50%, leucocitos de 
12-15 mil 
 Valores elevados 
de DHL (lactato 
deshidrogenasa), 
CPK 
(creatininfosfocinas
a) 
 ELISA. 
 Triquinoscopía 
 
 
 
 
No existe un 
tratamiento 
específico pero 
puede utilizarse 
antipiréticos y 
analgésicos para 
mitigar los 
síntomas. 
En otros 
tejidos 
 7 días – 
meses 
 Neurotriquinel
osis 
 Miocarditis 
 Invasión e 
diafragma y 
riñones 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
27 
 
8. Epidemiología y distribución geográfica 
 
Tabla. 3. Distribución geográfica de las especies de Trichinella. 
 
Especie de 
Trichinella o 
genotipos 
GENOTIPO Distribución Hospedero 
natural 
Ciclo 
ENCAPSULADAS 
Trichinella 
spiralis 
T1 Cosmopolita Mamíferos Doméstico 
y silvestre 
Trichinella 
nativa 
T2 Región ártica y 
subártica de 
América, Europa 
y Asia. 
Mamíferos Silvestre 
Trichinella 
britovi 
T3 Áreas templadas 
de Europa y Asia, 
noroeste y oeste 
de África 
Mamíferos Silvestre, 
raramente 
doméstica 
Tricinella 
murelli 
T5 Áreas templadas 
de Norte América 
Mamíferos Silvestre 
Trichinella 
nelsoni 
T6 Este y Sureste de 
África 
Mamíferos Silvestre 
Trichinella T12 Argentina Mamíferos Silvestre 
NO ENCAPSULADAS 
Trichinella 
pseudospiralis 
T4 Cosmopolita Mamíferos y aves Silvestre, 
raramente 
doméstica 
Trichinella 
papuae 
T10 Papua Nueva 
Guinea 
Mamíferos y 
reptiles. 
Silvestre, 
raramente 
doméstica 
Trichinella 
zimbabwensis 
T11 África, sur del 
Sahara 
Mamíferos y 
reptiles. 
Silvestre y 
doméstica 
 
Casos aislados y brotes de la enfermedad ocurren frecuentemente en todo 
el mundo (Kociecka y col. 1992; Olaison y Lungström, 1992). En algunos casos el 
curso es de tipo fatal (Capo y Despommier, 1996). 
 
Se ha considerado a la Triquinelosis, como una antropozoonósis entre los 
carnívoros susceptibles que habitan en las regiones árticas y subárticas, de donde 
se ha difundido por casi todo el mundo. La frecuencia varía según las regiones, 
siendo mayores en términos generales, en las zonas templadas que en las 
tropicales; Se pueden considerar tres ciclos epidemiológicos: el silvestre, 
doméstico y semidoméstico. En el primero de ellos intervienen muchos animales 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
28 
 
silvestres carnívoros, entre los que se puede citar a los osos, lobos, zorros, 
roedores, etc., y algunas aves depredadoras como la lechuza. El ciclo doméstico, 
el cual afecta, en primer lugar, al cerdo que se infecta al consumir carne de 
cerdos infectados por canibalismo o por consumir desperdicios con carne de 
cerdo o de rata contaminada. (Vargas, 2008) El ciclo o semi-doméstico afecta a 
perros, gatos, ratas, etc., estos animales se infectan al ingerir carne de cerdo 
infectada, como desperdicios de restaurante, etc., también puede ocurrir entre 
ratas por canibalismo o al ingerir carne de perro o gato muertos. (Chávez, 2006). 
Pocos nemátodos parásitos pueden compararse con la T. spiralis en cuanto a su 
rango de hospederos y su distribución geográfica (Despommier, 1993). 
 
En cerdos (la especie doméstica más asociada con la triquinelosis), no se 
conoce la frecuencia real de la enfermedad en el país ya que muchos de los 
rastros municipales dónde son sacrificados no cuentan con el equipo necesario 
para cumplir con las inspecciones por triquinoscopía o compresión de tejidos, que 
marca la Norma del Programa Nacional de la Contaminación Química y Biológica 
de los alimentos. (Arriaga y Yépez – Mulia, 1997). 
 
La actual distribución de las especies y genotipos de Trichinella se debe 
principalmente a factores tales como la filogenia, evolución, interacciones 
parásito-hospedero, factores ecológicos, comportamiento del hospedero y 
actividades humanas. (Haralambos, 2014). Lo demuestra la uniformidad de varios 
marcadores genéticos en Europa, África del Norte, y Norte y Sur América (La 
Rosa et al., 2012). Por otro lado, las condiciones ambientales también influyen en 
la distribución geográfica de estos parásitos (Pozio, 2013). La razón por qué 
algunas especies y genotipos aparecen más restringidos en su distribución que 
otros probablemente está relacionada con las diferencias en la estrategias de 
adaptación desarrollados por Trichinella spp. La supervivencia y transmisión de 
algunos taxones de Trichinella está influenciado principalmente por la humedad y 
la temperatura ambiental del hábitat en que su hospedero vive. Por ejemplo, T. 
nativa o T. britovi en Europa parasitan lobos, mapaches y zorros en función de la 
latitud. Por otro lado, la supervivencia y la transmisión de otros taxones de 
Trichinella está influenciada principalmente por la especie hospedadora 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
29 
 
(adaptación e inmunidad). Por ejemplo, T. spiralis parasita cerdos y roedores, 
independientemente del hábitat (Pozio y Zarlenga, 2013). 
 
En primera instancia un análisis de los brotes reportados desde 1986 a 
2009, ofreció los siguientes datos: 65,818 casos y 42 muertes en 41 países. La 
Organización Mundial de la Salud Región Europea representó el 87% de los 
casos, 50% de los cuales ocurrieron en Rumania. La triquinelosis afectó 
principalmente a adultos (edad media 33.1 años). Las principales manifestaciones 
clínicas, en 5,377 casos, fueron: mialgias, diarrea, fiebre, edema facial y cefalea. 
El cerdo fue la principal fuente de infección (Murrell y Pozio. 2011). En China y en 
Eslovaquia se han reportado varios brotes epidémicos ocasionados por el 
consumo de carne de perro (Pozio y Zarlenga. 2013). 
 
 
 
Fig. 6. Distribución mundial de Trichinella. (Obtenido de Trichinella.org.mx). 
 
Interesantemente, se realizó un estudio en 2010, el cual muestra los 
genotipos y el área de distribución geográfica mundial de las especies de 
Trichinella. n dicho análisis de 3,209 registros de la base de datos ITRC 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
30 
 
(laboratorio de referencia oficial tanto de la Comisión Internacional de Triquinosis 
desde 1988 y la Organización Mundial de la salud animal desde 1992), indicó que 
T. spiralis a nivel mundial fue la más abundante (43,3%) de todas las especies y 
genotipos de Trichinella seguido por T. britovi (41,2%). Por otra parte, en un 
análisis reciente de 4.728 registros de la base de datos ITRC (Pozio, 2013) el más 
abundante fue T. britovi (44,8%), seguido por T. spiralis (39,9%). La razón de esto 
diferencia está probablemente relacionado con las diferentes fechas de la 
evaluación de la Base de datos de ITRC y la poda de los datos. Sin embargo, 
ambos estudios muestran que estos parásitos son los más abundantes en una 
escala global. 
 
Los rangos de distribución geográfica de T. spiralis con el más alto nivel de 
probabilidad (p> 0,60) cubre sólo algunas partes de Europa central y oriental, las 
partes meridionales de los países nórdicos así como de la Península Ibérica. Los 
valores de probabilidad más bajas fueron encontrados predominantemente en 
Europa, seguido por Asia, la costa norte de África, los estados del este de 
EE.UU., la costa del sudeste de América del Sur, el extremo suroeste de 
Australia, y las áreas de Nueva Zelanda. Algunos puntos de sucesos predichos 
también están presentes en la parte oriental de China, las costas orientales de 
Corea y Japón. 
 
Fig. 7. Distribución geográfica deTrichinella spralis. En escala decreciente el color rojo 
representa los lugares con mayor número de casos reportados de Triquinelosis. Tomado de 
Haralambos, 2014 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis.31 
 
Una observación interesante del mismo estudio estadístico es que T. spiralis, T. 
britovi, y T. pseudospiralis tienen en común sus variables de bioclimática y 
cobertura de la tierra, aun cuando no están cerca filogenéticamente comparadas a 
otros especies de Trichinella (Pozio y Zarlenga, 2013). Estas variables que las 
unen están probablemente relacionadas con el aislamiento geográfico y la 
diversificación dando como resultado diferentes efectos del medio ambiente sobre 
el bienestar de sus hospederos. Para algunos parásitos de Trichinella el hábitat es 
más importante por su epidemiología mientras que para otros la especie 
hospedadora es más importante (Pozio, 2013). 
 
9. Distribución Nacional. 
 
En México, en una investigación epidemiológica realizada por Martínez en 1974 
reportó que, existía una frecuencia hasta del 8.1% de la población general, por lo 
que se le consideraba un problema de salud pública. (Martínez. 1974) La mayor 
parte de los reportes corresponden a brotes epidémicos, principalmente por 
consumo de cerdo y sus derivados; también se detectaron caballos infectados, lo 
cual constituye un factor de riesgo, ya que su carne se consume debido a factores 
económicos. Otros estudios han demostrado infecciones en perros, gatos, ratas y 
en algunos animales exóticos en zoológicos. Los estados principalmente 
endémicos son Zacatecas, Durango, Puebla, Edo. de México y Distrito Federal 
(Fig 8). Por otro lado los estados con incidencia media son Jalisco, Chihuahua y 
Michoacán. El menor número de casos se ha encontrado en Querétaro, Guerrero, 
Guanajuato, Colima, San Luis Potosí, Aguascalientes, Nuevo León, Oaxaca, 
Veracruz y Sonora. (Chávez, 2006) 
 
Posteriormente, en el decenio comprendido entre 1976 a 1985, se 
reportaron tanto brotes esporádicos como epidémicos, diagnóstico que se 
confirmó por observación histopatológica de las larvas enquistadas en los 
músculos. Dichos estudios realizaron un análisis de carne por compresión y por 
digestión artificial. Dos años más tarde, la mayor epidemia de triquinelosis 
conocida ocurrió en Ciudad Delicias, Chihuahua, involucrando 166 personas que 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
32 
 
habían consumido chorizo de cerdo mal cocido y provocando la muerte de uno de 
ellos. (Hernández y col. 1992). 
 
Además del cerdo, la presencia del agente en México ha sido demostrada 
en perros y gatos (Valenzuela, 1985), animales de zoológico (Yépez-Mulia y col. 
1993) y en caballos, donde dichos animales muestreados resultaron positivos 
para la prueba de digestión artificial (Arriaga y col. 1995). 
 
 
Fig. 8. Distribución geográfica de la incidencia de Triquinelosis en México. (Modificado de 
Chávez y col. REDVET, VII (6) Junio 2006). 
 
10. Diagnóstico 
 
En el humano el diagnóstico de la enfermedad se basa en los antecedentes de 
exposición al agente etiológico, los signos y síntomas clínicos, las pruebas de 
laboratorio y las biopsias musculares (Ivanoska y col. 1989). En los animales el 
diagnóstico de la enfermedad depende primordialmente de la detección de la 
infección durante la inspección cárnica (Soulsby, 1987), la cual consiste en los 
métodos convencionales de triquinoscopía y digestión artificial (Dupouy-Camet y 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
33 
 
col. 1991). Varios tipos de pruebas de laboratorio tales como aglutinación con 
látex (Haralabidis y col., 1989), la ELISA entre otras han sido investigadas para el 
diagnóstico de la enfermedad en cerdos. (Su y Prestwood, 1991; Flores- Trujillo y 
col. 1996). 
 
11. Tratamiento y prevención. 
 
El tratamiento de la enfermedad incluye la terapia sintomática (contra la 
deshidratación, el choque, la falla cardiaca, la falla respiratoria, la toxemia, la 
inflamación), y la terapia específica a base de los bencimidazoles (particularmente 
el mebendazol y el albendazol) (Capo y Despommier, 1996). 
Para la prevención de la enfermedad se recomienda no consumir carne 
cruda o insuficientemente cocida (particularmente de cerdos, animales silvestres y 
caballos); no alimentar los animales domésticos con carne cruda o mal cocida; la 
congelación a fondo de todo producto porcino antes de su cocción; la cocción de 
productos porcinos durante al menos 10 minutos a 58°C; la desratización en las 
instalaciones pecuarias; la disposición adecuada de animales muertos (evitando 
el canibalismo); el examen serológico de los cerdos a sacrificar y/o el examen 
microscópico de la carne de cerdo a nivel de rastro (Capo y Despommier, 1996). 
 
Red neuroinmunoendócrina asociada a infecciones parasitarias 
Actualmente no existe una terapia específica contra este parásito. 
Tradicionalmente se administran antihelmínticos, como el mebendazol para 
ayudar a reducir el número de larvas musculares. No obstante, este tratamiento 
puede ocasionar efectos secundarios, por ejemplo, puede afectar las cuerdas 
vocales, producir urticaria e incluso en algunos casos provocar un choque 
anafiláctico. Así mismo, el excipiente del mebendazol en comprimidos (S (E-110)), 
puede causar reacciones de tipo alérgico con dificultad respiratoria y edema 
(Medizzine. Portal hispano de medicina, medicamentos y plantas medicinales. 
2013). 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
34 
 
Debido a las reacciones adversas que causan estos medicamentos en los 
pacientes, es importante contar con tratamientos alternos eficientes que no 
produzcan efectos secundarios sobre el hospedero. En este sentido, todos los 
factores fisiológicos deben ser tomados en consideración en el diseño de vacunas 
y nuevos medicamentos (Nava-Castro y cols; 2012). Actualmente, muchos 
estudios han demostrado que existe una marcada diferencia entre la severidad, 
incidencia y gravedad de las infecciones parasitarias entre machos y hembras 
(Nava-Castro y cols; 2012). Las hormonas, como mensajeros y activadores 
químicos, mantienen una comunicación permanente entre el sistema inmune, el 
sistema nervioso y el sistema endócrino (la red neuroinmunoendócrina), 
relacionada con procesos como crecimiento, diferenciación y reproducción, así 
como en la modulación de la respuesta inmunológica contra patógenos (Morales-
Montor, 2010). El resultado de esta comunicación multidireccional es una red de 
interacciones neuroinmunoendócrinas-hospedero-parásito mucho más compleja, 
dinámica e interesante, con una función preponderante: preservar la homeostasis 
del organismo durante procesos de salud y enfermedad. (Morales-Montor y cols; 
2010). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 9. Red neuroinmunoendócrina 
 
 
Sistema 
Inmunológico 
Sistema 
Nervioso 
Sistema 
endócrino 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
35 
 
Esta comunicación bidireccional aún es estudiada y existen diferentes líneas 
de investigación, por ejemplo los órganos linfoides primarios y secundarios; las 
células linfoides son capaces de modular la respuesta inmune del hospedero, 
por medio de la activación de neurotransmisores y de diversos mecanismos 
efectores celulares, humorales e inflamatorios. De igual forma estos 
mensajeros químicos pueden afectar la viabilidad, reproducción y 
diferenciación del parásito. A través de un proceso que se asemeja a un 
mecanismo de “llave-cerradura”. El hospedero sintetiza la “llave” una hormona, 
mientras que el parásito produce la “cerradura”, es decir un receptor. Este 
fenómeno consecuencia de millones de años de coevolución entre ambos 
organismos, garantiza un ahorro metabólico para el parásito, quién explota en 
su completo beneficio los recursos producidos por su hospedero, llevando 
nuestra concepciónde la relación hospedero-parásito a los niveles molecular y 
celular. De esta manera si logramos la comprensión de la red NIE nos ayudará 
en el diseño de nuevos fármacos que afectan exclusivamente al parásito con 
efectos mínimos para el hospedero. (Hernández-Ruiz y cols. 2011) 
12. Dehidroepiandrosterona (DHEA) 
 
Es una hormona esteroide producida por las glándulas adrenales, las 
gónadas y el cerebro a partir del colesterol y sintetizada a partir de la 
pregnenolona por acción de la enzima 17,20 demolasa (Fardella, 2001). Es la 
hormona más abundante en el organismo de todos los mamíferos, y es precursor 
de esteroides sexuales como la testosterona y los estrógenos (Mendivil y Borges, 
2009). 
 
La Dehidroepiandrosterona (DHEA: 3b-hidroxi-5-androsten-17-ona) 
(Zapata, 2004) tiene amplias funciones biológicas y las concentraciones de ésta 
en el organismo disminuyen con forme aumenta la edad del individuo. En el feto 
se sintetiza una cantidad elevada de esta hormona; la cual decrece bruscamente 
tras el nacimiento para volver a aumentar de forma rápida a los 6-8 años, a los 
25-30 años alcanza la máxima concentración y a la edad de 80 años se produce 
una caída en los niveles hasta llegar a un 10-20% de los máximos valores (Tabla 
3) (Mendivil y Borges, 2009). 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
36 
 
Tabla 4. Concentraciones normales de DHEA en humanos. (López-
Mato y cols., 1999) 
 
Edad Valores de DHEA (G/L) 
1-4 años 0.2-0.4 
4-8años 0.1-1.9 
8-10 Años 0.2-2.9 
10-12 Años 0.5-9.2 
12-14 Años 0.9-20 
14-16 años 2.5-20 
Mujeres pre menopáusicas 2-15 
Hombres 0.8-10 
 
En los humanos, la forma sulfatada de la DHEA se encuentra en mayor 
concentración en la circulación, mientras que la forma libre solamente se 
encuentra entre un 3-5% de su concentración total, la DHEA es la forma activa de 
la hormona. La DHEA es metabolizada principalmente en el hígado dónde se 
convierte a androstendiona, es decir, el principal precursor de esteroides sexuales 
(Zapata, 2004). 
 
La DHEA ha sido utilizada ampliamente con fines terapéuticos de diferente 
índole como es el aumentar el vigor sexual y aumento de la masa muscular. 
También tiene efectos en el sistema nervioso central (SNC) ya que es un 
antagonista del receptor del ácido gamma amino butírico (GABA) (GABA), 
inhibidor de la neurotransmisión y un agonista del efecto neurotransmisor del 
glutamato. (Mendivil y Borges, 2009). 
 
Además debido a las evidencias de los efectos de la DHEA se ha recurrido a 
la formación de análogos de la misma (16-bromoepiandrosterona, 4DHEA, 
entre otros.), que posean el mismo efecto protector o curativo y elimine los efectos 
estereidogénicos (propios de la hormona), que es la principal razón de la dificultad 
de utilizar a la DHEA en la medicina como terapia para diferentes tipos de 
patologías. 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
37 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig.10 Síntesis de la Dehidroepiandrosterona (DHEA). La DHEA se sintetiza a partir del 
colesterol por acción consecutiva de diferentes enzimas, las cuales sintetizan diferentes 
compuestos hasta transformar el colesterol al 17-OH Pregnenolona, la que por acción de la 
enzima 17,20 desmolasa es sintetizada finalmente en Dehidroepiandrosterona (DHEA). 
 
Con base en esto, nuestro grupo ha orientado parte de sus investigaciones 
al estudio del efecto parasiticida de algunas hormonas y sus análogos, así como 
el efecto sobre la respuesta inmune a diferentes infecciones. En este sentido se 
ha evaluado el papel de algunas hormonas esteroideas como la testosterona, el 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
38 
 
estradiol y la dehidroepiandrosterona (DHEA). Esta última como ya se mencionó 
es una hormona esteroidea producida por las glándulas adrenales, las gónadas y 
el cerebro a partir del colesterol. Posee amplias funciones biológicas y su 
concentración puede variar de acuerdo a la edad y sexo del individuo. Como ya 
se mencionó existen análogos de la DHEA, entre los que se encuentra el 16-
bromoepiandrosterona, que carece de efectos esteroidogénicos, pero conserva 
sus otras funciones celulares. Sin embargo, tiene el inconveniente de contener 
bromo en su estructura, el cual no se podría administrar a futuro en la terapia 
debido a que este elemento es tóxico en la reproducción, motilidad y viabilidad de 
muchas células (Vargas-Villavicencio y cols., 2008). 
 
Esta hormona ha sido utilizada en varios modelos animales de infecciones 
parasitarias, por su alta capacidad parasiticida. En un estudio que evaluó el efecto 
de la DHEA sobre trofozoítos de Entamoeba histolytica, se encontró que el 
tratamiento es capaz de inhibir la proliferación, la adherencia, la motilidad e 
incluso puede inducir la lisis de los trofozoítos (Carrero y cols; 2006). Así mismo, 
en un modelo en hámster dorado, el tratamiento con DHEA es capaz de reducir la 
formación del absceso hepático amibiano hasta en un 20% (Carrero y cols., 
2010). En el caso de helmintos, la DHEA ha sido probada in vivo e in vitro en 
metacestodos de Taenia crassiceps. Se observó que al ser administrada antes de 
la infección en ratones reduce la carga parasitaria en un 50%, e in vitro se 
observó una disminución en reproducción, motilidad y viabilidad del cisticerco 
(Vargas-Villavicencio y cols., 2008). Así mismo, en la infección por el trematodo 
Schistosoma mansoni, se probó el efecto de la DHEA in vitro sobre la cercaria, 
esquistosómula y gusano adulto, reduciendo la viabilidad de forma significativa en 
todos los estadios (Morales-Montor y cols., 2001). 
 
Con base en lo anterior, este trabajo pretende evaluar el efecto parasiticida de 
la DHEA y su análogo 5DHEA tanto in vitro como in vivo en un modelo murino 
agudo de infección por Trichinella spiralis. 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
39 
 
II. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 
 
Previos estudios in vitro, han demostrado que la DHEA y algunos análogos, 
poseen una alta capacidad parasiticida. No obstante, en la triquinelosis no existen 
estudios al respecto. En este sentido, el presente trabajo pretende evaluar el 
efecto de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) y su análogo 5DHEA in vitro sobre 
larvas musculares (LM) del parásito Trichinella spiralis. 
 
III. JUSTIFICACIÓN 
 
La Triquinelosis es una enfermedad con un alto índice de morbilidad de 
importancia en salud pública humana, que actualmente el tratamiento tiene 
efectos secundarios que resultan en complicaciones clínicas diversas en los 
pacientes; tales como alergias con dificultad respiratoria, mala absorción, erupción 
cutánea, edemas y choque anafiláctico entre otros. Uno de los tratamientos más 
comúnmente usados contra la triquinelosis es el mebendazol en comprimidos con 
excipiente S (E-110), el cual se ha demostrado puede causar asma (Obtenido en 
http://www.medizzine.com). Así mismo el mebendazol está contraindicado durante 
el embarazo y en niños menores a 2 años (Obtenido en 
http://www.medizzine.com). Debido a los efectos secundarios causados por los 
tratamientos usados contra T. spiralis. Por otro lado, algunos estudios han 
demostrado que la Dehidroepiandrosterona (DHEA) participa en el control de una 
gran variedad de infecciones parasitarias causadas por protozoarios así como 
algunos helmintos. Esta hormona de naturaleza humana no causa reacciones 
adversas en el hospedero y además existe la probabilidad de que actúe como 
compuesto parasiticida sobre T. spiralis por ser un componente natural del 
hospedero. Por lo anterior, este trabajo tiene como objetivodeterminar el efecto in 
vitro e in vivo de la DHEA y su análogo 4DHEA sobre la infección con el parásito 
nematodo Trichinella spiralis. 
 
http://www.medizzine.com/
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
40 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
IV. HIPÓTESIS. 
 
La Dehidroepiandrosterona y su análogo 5DHEA son hormonas con 
propiedades parasiticidas, por lo tanto, la exposición in vitro y la administración in 
vivo en ratones Balb/cAnN con infección aguda, tendrá un efecto letal sobre las 
larvas musculares de Trichinella spiralis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
41 
 
V. OBJETIVOS 
 
o Objetivo General 
 
Determinar el posible efecto parasiticida de la DHEA y de su análogo 
4DHEAin vitro e in vivo sobre larvas musculares (LM) de Trichinella spiralis. 
 
o Objetivos particulares: 
 
1. Estandarizar una técnica de tinción para poder evaluar la viabilidad de T. 
spiralis. 
2. Determinar la capacidad parasiticida de la DHEA y su análogo 5DHEA in 
vitro, sobre LM de T. spiralis mediante curvas dosis-respuesta. 
3. Estudiar la capacidad parasiticida de la DHEA y su análogo 5DHEA in 
vitro, sobre LM de T. spiralis mediante curvas temporales. 
4. Evaluar el efecto de la DHEA y su análogo 5DHEA sobre la morfología de 
la LM de T. spiralis mediante microscopía óptica 
5. Analizar la infectividad mediante la inoculación de LM previamente tratadas 
con DHEA durante 48 horas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
42 
 
VI. ESTRATEGIA EXPERIMENTAL Y MÉTODOS. 
 
1. Obtención de grupos de animales experimentales. 
 
Los diferentes grupos de animales de experimentación que se utilizaron en este 
trabajo (Ratas Wistar y ratones de la cepa BALB/c) se obtuvieron del bioterio del 
Instituto de Investigaciones biomédicas de la UNAM, bajo la aprobación del 
protocolo de uso y manejo ético de animales en experimentación (CICUAL). 
Todos los animales se mantuvieron en el bioterio del Instituto con agua y alimento 
ad libitum. 
 
2. Mantenimiento y obtención de LM de Trichinella spiralis. 
 
Los parásitos de T. spiralis de la cepa CHN obtenida del Centro 
internacional de referencia de Triquinosis (ITRC), se mantuvieron en ratas Wistar 
mediante infecciones sucesivas. La obtención de larvas musculares (LM) se 
realizó por digestión artificial de la carcasa de ratas infectadas y mantenidas 
durante un mes. Las LM obtenidas se cuantificaron y se inocularon en ratas 
Wistar vía intragástrica para mantener el ciclo. La obtención del músculo 
esquelético se realizó mediante el sacrifico de ratas infectadas en una cámara de 
CO2. Posteriormente se descartó la piel, las vísceras y el tejido muscular 
recuperado se trituró con ayuda de un licuador. Para la completa digestión, la 
carne triturada se incubó a 37° C en presencia de una solución de pepsina y ácido 
clorhídrico al 1% (relación de 100mL por cada 10g de carne) en agitación 
constante a 250 rpm durante 3h. El producto de la digestión conteniendo las LM 
se filtró sobre gasa y se dejó sedimentar. El sedimento se lavó 4X con PBS 
(Phosfate Buffer Saline por sus siglas en inglés) por adición/decantación, para 
eliminar los residuos. El número de larvas se determinó por cuantificación 
sucesiva de alícuotas de 20 µl en portaobjetos. Finalmente, la infección se llevó a 
cabo en ratones BALB/c anestesiados con Sevorane, vía intragástrica con una 
cánula de plástico estéril utilizando 300 LM (Protocolo modificado del laboratorio 
de Inmunología del Instituto de Investigaciones Biomédicas UNAM). 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
43 
 
En el siguiente diagrama se resume el procedimiento anterior. 
 
 
 
 
 
 
Fig. 11. Obtención de LM de Trichinella spiralis. A) sacrificio de rata. B) Rata desprovista de 
piel. C) incisión en Peritoneo. D) columna vertebral. E) licuador con el músculo recuperado. F) 
Sedimentación de las LM luego de la previa digestión artificial. (Fotos por Karina Hdez). 
D E F 
C B A 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
44 
 
3. Ensayos de viabilidad 
 
Las LM provenientes de la digestión artificial que se precipitaron dentro de un tubo 
falcón se aspiraron con una pipeta y se lavaron 4 veces con PBS 1X y se dejaron 
reposar 10 minutos entre cada lavado, en seguida se contaron las larvas que 
cumplieron con el criterio de enrollamiento y movilidad, bajo un microscopio 
estereoscópico. Se promediaron los resultados y se realizaron los cálculos 
necesarios para obtener el número total de LM. 
 
La determinación del efecto parasiticida de la DHEA y su análogo 5DHEA 
sobre las LM de T. spiralis se calculó por conteo de los parásitos totales. Dicho 
conteo se realizó mediante la técnica de exclusión por azul de metileno (.2278g-
10ml), en la cual se tomaron muestras en las que se contaron LM de todas las 
concentraciones de la curva dosis-respuesta como de la curva temporal, 
analizando seis repeticiones por concentración mediante microscopia óptica. Se 
evaluaron características como movimiento, enrollamiento o elongación, 
coloración y motilidad intestinal. 
 
4. Preparación de la solución madre de DHEA y5DHEA. 
Se realizaron los cálculos y diluciones necesarios partiendo de una 
concentración de 2.876 mg-10mM-1ml hasta obtener el stock 0.2876g-100mM-
10ml. Se filtró en condiciones estériles (filtro 0.2mm Corning). 
 
De igual forma para 5DHEA se partió de una concentración de 0.2.804 
mg-10mM-1ml hasta obtener el stock .2804g-100mM-10ml. Se filtró en 
condiciones estériles (filtro 0.2mm Corning). 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
45 
 
5. Determinación de la capacidad parasiticida de la DHEA y 5DHEA 
in vitro, sobre LM de T. spiralis mediante curvas temporales y 
dosis-respuesta. 
 
a) ENSAYO 1 Porcentaje de viabilidad de las LM provenientes de rata macho y 
hembra tratadas con DHEA y Δ5DHEA 
 
En primera instancia, la determinación de los efectos in vitro de la hormona sobre 
las LM de T. spiralis, se realizó mediante curvas dosis-respuesta. Para cada 
condición se sembraron 100 larvas musculares en tubos eppendorf, 3 repeticiones 
por condición con 1ml volumen final de RPMI-1640 libre de suero estéril (Gibco) 
(inoculación 12 h 37°C 5% CO2), en presencia de diversas concentraciones de la 
Dehidroepiandrosterona (DHEA) (Sigma-Aldrich, USA) (1, 10, 100 pM, 1, 10, 100 
nM y 1, 10, 100 μM). 
 
Aunado al anterior se decidió realizar dos veces el experimento el primero con 
LM provenientes de ratas macho y el segundo con LM provenientes de ratas 
hembra con la finalidad de conocer si había alguna influencia de parte del 
ambiente hormonal del que provenían, haciéndolas más o menos susceptibles 
frente a la DHEA y 5DHEA. 
 
En el siguiente diagrama se resume el anterior procedimiento. 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
46 
 
De igual manera la determinación de los efectos in vitro de la hormona sobre las 
LM de T. spiralis, se realizó mediante curvas temporales. Para cada condición se 
sembraron 100 larvas musculares en tubos eppendorf, 3 repeticiones por 
condición con 1ml volumen final de RPMI-1640 libre de suero estéril (Gibco) 
(inoculación 12 h 37°C 5% CO2), en presencia de diversas concentraciones de la 
Dehidroepiandrosterona (DHEA) (Sigma-Aldrich, USA) (100 pM y 100 nM) y del 
análogo 5DHEA (50Pm y 50 M). Finalmente, se analizaron a: 1h, 2h, 4h, 6h, 8h, 
10h y 12h.Utilizando la simbología del cuadro 5 para el análisis. 
 
En el siguiente diagrama se resume el procedimiento anterior. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
47 
 
Tabla. 5. Simbología utilizada para determinar la viabilidad. 
 
 
b) ENSAYO 2. Porcentaje de mortalidad de las LM provenientes de rata macho y 
hembra tratadas con DHEA y Δ5DHEA 
 
Se repitió en experimento anterior modificando algunos aspectos. Para evitar 
la precipitación de la DHEA se utilizaron sólo las concentraciones 1mM, 100M y 
10M y respecto al análogo 5DHEA se utilizaron las concentraciones 100M, 
10M y 1M. Además se incrementó la concentración de la tinción (20mg/ml) y se 
incrementó de igual forma el tiempo de incubación a 20 minutos. 
 
En el siguiente diagrama se resume el procedimiento anterior. 
 
 
LM VIVAS LM MUERTAS 
ESTRUCTURA INTERNA 
INTACTA 
 DESORGANIZACIÓN 
INTERNA 
 
TEÑIDAS  SIN TEÑIR S 
FORMA ESPIRAL E FORMA DE COMA C 
MOVIMIENTO  SIN MOVIMIENTO  
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
48 
 
c) ENSAYO 3. Porcentaje de mortalidad de las LM tratadas con DHEA y Δ5DHEA. 
Seis repeticiones por condición con RPMI sin suero. 
 
Se decidió repetir el experimento anterior pero esta vez en placas de cultivo 
teniendo seis repeticiones por condición. Además se agregó otro criterio de 
viabilidad, la motilidad intestinal. 
 
d) ENSAYO 4. . Porcentaje de mortalidad de las LM tratadas con DHEA, seis 
repeticiones por condición 
 
Para realizar las curvas dosis-respuesta se sembraron 100 larvas musculares 
para cada condición en placas de 24 pozos, 6 repeticiones por condición con 500 
µl volumen final de RPMI-1640 libre de suero estéril (Gibco), en presencia de 
diversas concentraciones de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) (Sigma-Aldrich, 
USA) (10 μM, 100μMy 1mM). La DHEA y 5DHEA previamente se disolvieron en 
etanol (EtOH) absoluto (25ml/DHEA en 1 ml/Etanol), se esterilizaron a través de 
un filtro Milipore de 0.2 mm y se dejó evaporar el EtOH durante 2 horas. Los 
grupos controles contuvieron larvas sembradas solo con RPMI, y un control con 1 
mg/ml de Mebendazol. 
 
Para las curvas de tiempo-respuesta, los parásitos de todos los tratamientos 
se cultivaron durante 48 h, con cambio de medio a las 24 h, utilizando y la 
concentración farmacológica óptima de la DHEA (2.8842 mg/L*). Se contuvieron 
500µl (volumen final) de medio de cultivo RPMI-1640 en cada pozo y se incubaron 
a 37 °C y 5% de CO2. Se añadieron 100μL de DHEA al medio para cada pozo 
para tener una concentración final (500 µl). Para la curva de concentración-
respuesta de la DHEA a diferentes concentraciones, se seleccionó la 
concentración fisiológica, así como, el aumento de concentración farmacológica 
(por encima de la concentración 10μM). Este experimento se repitió utilizando el 
5DHEA. En el cuadro 6 se muestra los criterios que se utilizaron para analizar la 
viabilidad. 
 
 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
49 
 
 
 
Tabla. 6. Criterios de viabilidad. 
 
 
6. Capacidad infectiva 
 
La capacidad infectiva de las LM fue comprobada reproduciendo la 
infección en diez ratones hembras Balb/c divididas en dos grupos de cinco 
ratones cada uno con LM procedentes de un previo cultivo in vitro con DHEA los 
LM VIVAS LM MUERTAS 
ESTRUCTURA INTERNA 
INTACTA 
 DESORGANIZACIÓN 
INTERNA 
 
TEÑIDAS  SIN TEÑIR S 
FORMA ESPIRAL E FORMA DE COMA C 
MOVIMIENTO  SIN MOVIMIENTO  
MOTILIDAD INTESTINAL M SIN MOTILIDAD 
INTESTINAL 
sM 
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
50 
 
cinco diferentes tratamientos previos con DHEA, mediante una inoculación 
intraperitoneal. Este resultado se consideró positivo si el ciclo de vida del parásito 
se reprodujo. Se extrajo el intestino delgado de los ratones infectados, abriéndose 
longitudinalmente, haciendo lavados con PBS a 37°C para eliminar la mayor parte 
del contenido intestinal y se realizaron cortes pequeños de 1cm aproximadamente 
los cuales se colocaron en un colador sobre un recipiente con PBS. Se incubaron 
por 3 horas, con el fin de que los parásitos adultos alojados entre las vellosidades 
del intestino se liberaran y se depositaran en el fondo del recipiente. 
 
7. Análisis de la viabilidad de las larvas 
 
Para analizar la viabilidad de las larvas de T. spiralis se utilizaron diferentes 
técnicas de tinción. 
o Azul de Tripano 
Es un colorante que se utiliza para ensayos de viabilidad que permiten diferenciar 
células vivas de células muertas. Las células vivas o tejidos con la membrana 
celular intacta no se tiñen. Por lo tanto las células, con membrana intacta, no se 
incorpora el azul de tripano; por el contrario, sí atraviesa la membrana, las células 
muertas se teñirán de azul. 
o Azul de toluidina0.1% acuoso (.05g-50ml H2O). 
El azul de toluidina es un colorante que se emplea en histología para la tinción de 
núcleos. En suspensión presenta un color azul y cuando se expone a estructuras 
ricas en enlaces amínicos (heparina, sulfatos, etc.) las moléculas de esta 
sustancia se ordenan tomando un color rojo, por efecto de su propiedad 
metacromática. 
o Hematoxilina-eosina 
Es uno de los métodos más rutinarios de tinción utilizado en histología. La 
hematoxilina es una tinción catiónica o básica que tiñe estructuras ácidas 
(basófilos) en tonos azul y púrpura (ej. núcleos celulares); la eosina tiñe 
http://es.wikipedia.org/wiki/Histolog%C3%ADa
http://es.wikipedia.org/wiki/Azul
http://es.wikipedia.org/wiki/P%C3%BArpura
Papel de la Dehidroepiandrosterona (DHEA) sobre la infección aguda por el nematodo 
parásito Trichinella spiralis. 
51 
 
componentes básicos (acidofilas) en tonos de color rosa, gracias a su naturaleza 
aniónica o ácida (ej. el citoplasma). 
o Hidróxido de potasio. (KOH) al 0.1% 
Es un compuesto químico inorgánico que se diluye en 10ml de agua destilada 
tiene muchos usos tanto industriales como comerciales. La mayoría de las 
aplicaciones explotan su reactividad con ácidos y su corrosividad natural. 
o Ioduro de potasio (KI). (0.333g en 50ml agua destilada) 
El yoduro de potasio es una sal cristalina, la cual se tomó (0.333g en 50 ml de 
agua destilada). Este compuesto se utiliza en fotografía y tratamiento por 
radiación. Por lo general, detecta sustancias orgánicas que liberan yodo. El color 
cambia de gris a un violeta oscuro. 
o Lugol 
Es una disolución de yodo molecular I2 y yoduro potásico KI en agua destilada. 
Se emplea para retener el colorante cristal violeta. El I2 entra en las células y 
forma con el colorante cristal violeta un complejo insoluble en agua. También se 
utiliza como contraste visual. 
o Ácido pícrico 
Está catalogado como un fijador de muestras histológicas. 
o Diacetato de Fluorescencia (FDA). 
Este ensayo se basa en la conversión de FDA a fluoresceneína mediante la 
actividad de esterasas y carboxilasas en el interior de las células de la larva que 
sugiere un metabolismo celular activo mediante microscopio de epifluorescencia 
(UV, FITC). (Schupp 1988). 
o MTT 
El ensayo MTT es un ensayo colorimétrico para la evaluación de la viabilidad 
celular. Las enzimas oxidoreductasas dependientes de NAD (P) H celular, pueden 
reflejar el número de células viables presentes. Estas enzimas son capaces de 
reducir el colorante de tetrazolio MTT (3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-fenilbromuro de 
http://es.wikipedia.org/wiki/Rosa
http://es.wikipedia.org/wiki/Fotograf%C3%ADa
http://es.wikipedia.org/wiki/Yodo_diat%C3%B3mico
http://es.wikipedia.org/wiki/Yoduro_de_potasio
http://es.wikipedia.org/wiki/Cristal_violeta
http://translate.googleusercontent.com/translate_c?depth=1&hl=es&prev=/search%3Fq%3Dmtt%2Bassay%26rls%3Dcom.microsoft:es-MX:IE-SearchBox%26rlz%3D1I7ACAW_es%26biw%3D1006%26bih%3D460&rurl=translate.google.com.mx&sl=en&u=http://en.wikipedia.org/wiki/Colorimetry_(chemical_method)&usg=ALkJrhii8i82b7ol9p467tS-8H2OkODPLA