Perfil-de-expresion-de-seis-transportadores-de-azucares-tipo-sweet-en-diferentes-etapas-del-desarrollo-de-las-hojas-de-maz

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
TÍTULO DEL TEMA ESCRITO 
PERFIL DE EXPRESIÓN DE SEIS TRANSPORTADORES DE 
AZÚCARES TIPO SWEET EN DIFERENTES ETAPAS DEL 
DESARROLLO DE LAS HOJAS DE MAÍZ 
 
 TESIS 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
QUÍMICO EN ALIMENTOS 
 
 
PRESENTA 
NESTOR ELISEO DELGADO RUBIO 
 
 
CIUDAD UNIVERSITARIA, CD. MX., MARZO 2017 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: JESUS FERNANDO MONTIEL AGUIRRE 
VOCAL: SOBEIDA SANCHEZ NIETO 
SECRETARIO: RUTH EDITH MARTIN FUENTES 
1er. SUPLENTE: FRANCISCO JAVIER PLASENCIA DE LA PARRA 
2° SUPLENTE: CARMINA MONTIEL PACHECO 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: 
DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA, FACULTAD DE QUÍMICA. 
 
ASESOR DEL TEMA: 
 
 
 
Dra. Sobeida Sánchez Nieto 
 
SUSTENTANTE: 
 
 
 
Nestor Eliseo Delgado Rubio 
 
 1 
 
Agradecimientos 
 
El trabajo de tesis “Perfil de expresión de seis transportadores de azúcares 
tipo SWEET en diferentes etapas del desarrollo de las hojas de maíz” 
realizado por Nestor Eliseo Delgado Rubio fue desarrollado bajo la dirección de 
la Dra. Sobeida Sánchez Nieto en el laboratorio 102 del Departamento de 
Bioquímica, del Conjunto E de la Facultad de Química de la Universidad Nacional 
Autónoma de México. 
 
A la M. en C. Beatriz King Díaz se le agradece su apoyo técnico en el 
mantenimiento de las condiciones de trabajo y manejo de recursos para el 
desarrollo del trabajo. 
A la M. en C. Manuela Nájera Martínez se le agradece su apoyo técnico en la 
optimización del método de obtención de RNA. 
A la Q. Laurel E. Fabila Ibarra se agradece su apoyo técnico en el mantenimiento 
de los equipos que se usaron en la realización del proyecto. 
 
El trabajo de tesis recibió financiamiento a través de: 
 DGAPA-PAPIIT proyecto PAPIIT IN217214. 
 Facultad de Química de la UNAM, PAIP 5000-9125. 
 
 
 
 
 2 
Índice general 
Agradecimientos _______________________________________________________ 1 
Índice general __________________________________________________________ 2 
Índice de figuras _______________________________________________________ 4 
Índice de tablas ________________________________________________________ 5 
Abreviaturas: __________________________________________________________ 6 
RESUMEN _____________________________________________________________ 7 
INTRODUCCIÓN ________________________________________________________ 8 
Las hojas y la fotosíntesis ___________________________________________________ 8 
Transporte membranal de solutos ___________________________________________ 14 
Transportadores SWEET en plantas _________________________________________ 17 
La importancia de los SWEETs en la carga apoplástica o exportación de azúcares 
de las células fotosintéticas. ________________________________________________ 20 
JUSTIFICACIÓN _______________________________________________________ 23 
HIPÓTESIS ____________________________________________________________ 25 
OBJETIVO GENERAL __________________________________________________ 25 
OBJETIVOS PARTÍCULARES ________________________________________________ 25 
MATERIALES Y MÉTODOS _____________________________________________ 26 
Desarrollo experimental ____________________________________________________ 26 
Obtención del material vegetal. ______________________________________________ 27 
Extracción de RNA. _________________________________________________________ 28 
Cuantificación, análisis de la integridad y calibración del RNA. ________________ 29 
Reacción de retrotranscripción reversa o RT _________________________________ 30 
Análisis de la expresión de los SWEETs _____________________________________ 31 
Análisis in silico para la obtención de los oligonucleótidos para amplificar a los 
SWEETs. ________________________________________________________________________ 31 
Reacción en cadena de la polimerasa o PCR _________________________________ 32 
Análisis densitométrico de las bandas amplificadas. __________________________ 33 
RESULTADOS _________________________________________________________ 35 
Optimización de las condiciones de PCR para la amplificación de los SWEET 1b, 
4a, 13a, 13b, 15a y 17 de maíz. _______________________________________________ 35 
 3 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en los coleoptilos de plántulas de 
72 h de germinación. _______________________________________________________ 36 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en tres zonas diferentes de las 
hojas maduras de maíz. _____________________________________________________ 38 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en la hoja envolvente de la 
mazorca del maíz. __________________________________________________________ 40 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en las hojas de 1 mes a lo largo 
del día. ____________________________________________________________________ 41 
Análisis comparado de la expresión deSWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en los 
coleoptilos, las hojas de 1 mes, 3 meses y envolventes del maíz. ______________ 43 
DISCUSIÓN ___________________________________________________________ 45 
Dos grupos de SWEETs se expresan en las hojas del maíz: Transportadores 
putativos de sacarosa y hexosas. ___________________________________________ 45 
Relación entre el tipo de hoja y la expresión de los SWEETs ___________________ 49 
CONCLUSIONES ______________________________________________________ 56 
PERSPECTIVAS _______________________________________________________ 57 
REFERENCIAS ___________________________________________________________ 58 
ANEXOS ______________________________________________________________ 65 
Anexo 1. Preparación del material para extracción y visualización del RNA _____ 65 
Anexo 2. Secuencias de los posibles transportadores SWEETs de hojas. _______ 67 
 
 
 4 
Índice de figuras 
Figura 1 Corte transversal de una hoja mostrando las células que la conforman............................. 9 
Figura 2 Progreso de las diferentes etapas de la planta del maíz. ............................................... 100 
Figura 3 Síntesis de sacarosa, metabolismo y transporte ............................................................ 133 
Figura 4Transportadores de membrana involucrados en el transporte de azúcares en la planta. 166 
Figura 5Transporte de Glc por el transportador AtSWEET1.. ......................................................... 18 
Figura 6 Ruta de cargado de azúcares al floema en una planta C4. ............................................. 211 
Figura 7 Esquema de la estrategia experimental para determinar el perfil de expresión de los 
SWEETs en hojas de maíz. . ........................................................................................................ 266 
Figura 8 Condiciones óptimas de PCR para la amplificación de los SWEET 1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 
de maíz.. .................................................................................................................................... 355 
Figura 9 Gel de agarosa donde se muestra el RNA ribosomal de las muestras de hojas................. 36 
Figura 10 Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17. .........................................................377 
Figura 11 . Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en tres zonas distintas de hojas maduras 
de maíz. . ..................................................................................................................................... 39 
Figura 12 Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en las hojas envolventes de la mazorca 
del maíz.. ................................................................................................................................... 400 
Figura 13. Perfiles de expresión de los SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en las hojas envolventes 
del maíz. .................................................................................................................................... 411 
Figura 14. Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en hojas de plantas de 1 mes.. .......... 422 
Figura 15 . Perfiles de expresión de los SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 a lo largo del día en hojas 
de plantas de maíz con 1 mes de desarrollo. . ............................................................................ 433 
Figura 16. Comparación de los niveles de expresión de los SWEETs en diferentes hojas de plantas 
de maíz. ....................................................................................................................................... 44 
 
 5 
Índice de tablas 
Tabla 1 Función propuesta y localización en tejidos de SWEET en diferentes plantas. Tomado de 
Eom et al., 2015 ........................................................................................................................... 20 
Tabla 2 Medio de reacción para la producción de cDNA. .............................................................. 31 
Tabla 3 Oligonucleótidos diseñados para amplificar a los posibles transportadores SWEET 
localizados en hojas. .................................................................................................................... 31 
Tabla 4 Mezcla de reacción para la PCR de cada uno de los SWEETs de tejido aéreo. La solución 
stock de cada oligonucleótido fue de 20 mM. .............................................................................. 33 
Tabla 5 Porcentaje de identidad entre los SWEETs de hojas de Arabidopsis con los de maíz. 
Utilizando la página de Aramemnon basado en el programa FASTA_v3 SSEARCH. ........................ 46 
Tabla 6 Posible localización de los SWEETs de maíz por comparación con sus homólogos en A. 
thaliana. ...................................................................................................................................... 47 
Tabla 7 Relación de las características de la hoja con la expresión de los SWEETs. ........................ 51 
 
 
 
 6 
Abreviaturas: 
cDNA DNA complementario 
DEPC Dietil pirocarbonato 
DNA Acido desoxirribonucleico 
dNTP Desoxinucleótidos trifosfato 
EDTA Ácido etilendiamina tetraacético 
PCR Reacción en cadena de la polimerasa 
RNA Ácido ribonucleico 
RT Transcriptasa reversa 
SUT Transportador de sacarosa/H+ 
SWEET Transportador difusional de azucares 
V Crecimiento vegetativo. 
R Desarrollo reproductivo 
VE Vegetativo de emergencia, Coleoptilo 
VT Etapa final de crecimiento vegetativo 
Sac Sacarosa 
ATP Trifosfato de adenosina 
STP Transportador de hexosas /H+ 
HECK Células de riñón de embrión humano 
FRET Transferencia de energía de resonancia de fluorescencia. 
CC Células acompañantes 
SE Elementos amorfos de la savia 
GUS gen reportero de la β-glucuronidasa. 
rRNA RNA ribosomal 
NCBI Centro Nacional para la Información Biotecnológica 
 
 7 
RESUMEN 
Los SWEETs son transportadores difusionales de sacarosa, glucosa o fructosa. 
En Arabidopsis SWEET11 y 12 se expresan principalmente en las hojas, 
funcionalmente contribuyen al llenado del tejido vascular el floema, de azúcares, 
función necesaria para la nutrición de los tejidos no fotosintéticos. Las hojas tienen 
una capacidad fotosintética distinta dependiendo de su edad por lo que es posible 
que la expresión de los SWEETs tenga relación con su actividad fotosintética. En 
maíz solo se ha caracterizado un SWEET. Por lo que en este trabajo se estudió la 
expresión de seis SWEETs en hojas de diferentes estados del desarrollo del maíz. 
Se obtuvo el RNA de hojas de plántulas de 72 h de germinación, hojas de 1 y 3 
meses de desarrollo y las hojas envolventes de la mazorca. En la base d datos del 
Maize GDB hay seis SWEETs que se expresaron más en hojas por lo que en este 
trabajo fueron analizados mediante RT-PCR: ZmSWEET1b (NM_001154214.1, 
GRMZM2G153358), ZmSWEET4a (NM_001175008.1, GRMZM2G000812), 
ZmSWEET13a (NM_001155615.1, GRMZM2G173669), ZmSWEET13b 
(NM_001148182.1, GRMZM2G021706), ZmSWEET15a (NM_001155556.1, 
GRMZM2G168365) y ZmSWEET17 (DAA54392.1, GRMZM2G106462). Se 
encontró que SWEET17 y 15a se expresaron de manera similar 
independientemente del tipo de hoja, SWEET15a con baja expresión y SWEET17 
con expresión intermedia. Mientras que otros SWEETs sí cambiaron su 
expresión:SWEET1b se expreso de manera alta en las hojas de 1 y 3 meses. 
SWEET4a se expreso más en la hoja envolvente. SWEET13a y 13b tuvieron una 
expresión similar e intermedia en los coleoptilos, alta pero similar en la base (zona 
joven) y la punta (zona senescente) de hojas de 3 meses. Pero SWEET13a se 
expresa 2 veces más que SWEET13b en la hoja envolvente y en la parte media de 
la hoja de 3 meses. La hora del día no afecto la expresión de los SWEETs en las 
hojas de 1 mes. Es probable que las partes de la hoja que tuvieron mayor 
expresión de SWEET13b son las zonas con mayor actividad fotosintética, mientras 
que SWEET4a y 13a se expresan en tejidos jóvenes o con baja actividad 
fotosintética. 
 8 
INTRODUCCIÓN 
 
Las hojas y la fotosíntesis 
Las plantas son capaces de sintetizar azúcares por lo que son denominados 
organismos autótrofos, sin embargo, no todos los tejidos tienen esa capacidad, 
solo las hojas y tallos, los que además sintetizan más azúcares de los que 
requieren, por ello son denominados tejidos fuente. Por otra parte, la mayor parte 
de los tejidos en una planta carecen de actividad fotosintética y dependen del 
carbono que los tejidos fuente sintetizan, por lo que son llamados tejidos demanda 
(Lemoine et al., 2013). 
 
Las hojas consisten de la lámina de la hoja, la nervadura, el cuello de la hoja y la 
envoltura de la hoja. La lámina de la hoja es la parte plana donde ocurre el 
proceso de la fotosíntesis. La nervadura de la hoja se extiende por todo lo largo de 
la parte media de la hoja, desde la base hasta la punta y le proporciona una 
estructura de soporte. El collar o cuello es la zona donde la lámina de la hoja se 
une con la parte que se desenvuelve del tallo, denominada envoltura de la hoja. 
 
Si bien las hojas son los apéndices, u órganos laterales, más importantes del tallo, 
la hoja y el tallo son partes de una unidad, el brote. Las hojas normalmente tienen 
los mismos tejidos que el tallo, aunque su estructura es especializada de acuerdo 
a su función. En el tallo la forma de columna, la orientación vertical del sistema 
vascular y la abundancia de elementos mecánicos y parénquima de reserva llevan 
a una alta eficiencia en la conducción vertical de nutrimentos y no solo como 
sostén de la planta. Mientras que las hojas al tener una superficie externa 
relativamente grande, el extenso sistema de espacios aéreos, la abundancia de 
cloroplastos, la estrecha relación espacial entre los tejidos vasculares y los 
fundamentales y la presencia de estomas, por donde se incorpora el CO2, 
sugieren una especialización relacionada con la fotosíntesis (Fig. 1). Estas 
características facilitan la exposición de cloroplastos a la luz y favorecen el acceso 
 9 
del agua y gases a las células encargadas de la fotosíntesis (Esau, 1985; Azcón-
Bieto, 2008). 
 
 
Figura 1 Corte transversal de una hoja mostrando las células que la conforman. Lashojas 
presentan un sistema vascular formado por el xilema y el floema, tienen abundantes estomas y 
espacio de aire atrás de estos, el CO2 y el O2 pueden encontrarse disponibles para el proceso 
fotosintético. En este caso se muestra una hoja de una planta C4, por lo que tiene células del 
mesófilo en donde el CO2 se fija a una molécula de 4 carbonos (oxalacetato que posteriormente se 
convierte a malato), pero también tiene células del haz de la vaina las cuales presentan numerosos 
cloroplastos, donde se lleva a cabo el ciclo de Calvin para la producción de azúcares. La estructura 
típica del maíz en donde las células del mesófilo y las del haz de la vaina rodean a las células 
vasculares es llamada anatomía tipo Kranz, las cuales están acomodadas de manera longitudinal 
en toda la hoja (Fukaya et al.,2012). Adaptado de http://www.doctortee.com/dsu/tiftickjian/cse-
img/botany/plant-anat/leaf/zea-leaf-xs.jpg 
 
En cada etapa de la vida de una planta se presentan hojas con características 
anatómicas y funcionales distintas, que también depende de la especie. Durante el 
desarrollo del maíz por ejemplo, se pueden encontrar el coleoptilo, diferente 
número de hojas con edades distintas y las hojas envolventes de la mazorca. El 
sistema más utilizado para identificar las etapas de crecimiento del maíz y por 
tanto de las hojas se divide en dos partes: crecimiento vegetativo o V y desarrollo 
reproductivo o R (Fig. 2). El crecimiento vegetativo comienza con la salida del 
primer brote que despunta en la tierra, el coleoptilo, estadio denominado VE, que 
sería el estado vegetativo de emergencia o vegetativo juvenil (O'Keeffe, 2009).El 
 10 
coleoptilo es una hoja puntiaguda modificada que rodea y protege a la plúmula -
cuatro o cinco hojas enrolladas, una dentro de la otra- durante la germinación. 
Esta protección es valiosa puesto que al momento de emerger de la semilla, el 
coleoptilo se alarga empujando la cubierta de la semilla (pericarpio). Las hojas 
embrionarias se extienden y comienzan a madurar, es decir comienza la 
biogénesis de los cloroplastos y por tanto la actividad fotosintética apenas inicia, 
sin embargo, al parecer no desarrolla la anatomía típica de una planta C4, por lo 
que el proceso fotosintético es deficiente (Fukaya et al., 2012).En el maíz, las 
hojas embrionarias mueren antes de la emergencia de la espiga (Silvester et al., 
2001). 
 
 
Figura 2 Progreso de las diferentes etapas de la planta del maíz. La etapa vegetativa está 
representada con V y los números junto a la V corresponden al número de hojas; la etapa 
reproductiva se representa como R y los números corresponden a la madurez de la espiga. 
Tomado de O'Keeffe, 2009. 
 
En las etapas posteriores del desarrollo vegetativo se forma el tallo, en el maíz es 
un tipo de caña, hecho de nodos e internodos. La unión entre el tallo y la hoja es el 
nodo. El tallo provee de soporte estructural para las hojas, las cuáles se 
desenvuelven de este de manera alternada y opuesta entre ellas. La edad de la 
planta se nombra de acuerdo al número de nodos, por ejemplo, una planta con 7 
nodos y por tanto hojas se nombraría “V7”. Se prefiere utilizar el conteo de nodos 
 11 
en lugar de hojas ya que entre la etapa V4 y V5 algunas hojas comienzan a caerse 
debido a la expansión del tallo y su envejecimiento (Fig. 2). La etapa final se le 
llama VT, y esta se alcanza poco antes de que aparezca la parte reproductiva 
masculina, la espiga, la cual se encuentra en el extremo superior del tallo. No 
todas las hojas en la etapa vegetativa son maduras, a partir de la etapa V8 las 
hojas juveniles son morfológicamente distintas a las hojas maduras, las primeras 
incrementan la longitud de la hoja uniformemente con la base de la hoja, mientras 
que en las hojas adultas en su base tienen un crecimiento lento o nulo en relación 
al crecimiento de la hoja (Silvester et al., 2001; O'Keeffe, 2009). 
 
En relación a la actividad fotosintética las hojas del maíz tienen un correlación 
negativa con la edad, esto quiere decir que conforme van envejeciendo la 
actividad fotosintética disminuye, aunque en las hojas juveniles como V4 la 
actividad fotosintética se incrementa hasta que la hoja se expande completamente 
(es decir alcanza su extensión máxima) para después reducir su capacidad 
fotosintética. Adicionalmente, el crecimiento de las hojas del maíz es basipétalo, 
esto quiere decir que las diferentes secciones de la hoja no tienen la misma edad, 
lo cual puede ser un factor que contribuye a una variación en la fotosíntesis, en 
donde la parte de la punta es la de mayor edad. En el caso del maíz B6, se ha 
observado que la base de la hoja 7 tiene un aumento en su capacidad fotosintética 
conforme se van desarrollando (aproximadamente a los 20 días), después alcanza 
el estado estacionario a partir de los 40 días para después de 80 días reducir su 
actividad fotosintética, mientras que la punta tiende a reducir de manera casi lineal 
su actividad fotosintética con respecto al tiempo (Banerjee, 2014). 
 
Durante la fase reproductiva o “R1” que inicia con la etapa de floración, la cual 
comprende desde la aparición del estigma del maíz (la parte superficial de los 
llamados “pelos del elote”) hasta la aparición de la punta de la mazorca, las hojas 
se tornan pardas y son senescentes. Aunque la mazorca en esta etapa se 
encuentra envuelta por una hoja distinta, denominada envolvente. En las etapas R 
se produce el desarrollo del grano de la mazorca (O'Keeffe, 2009). A pesar de que 
 12 
la hoja envolvente es morfológicamente distinta a las otras hojas, es decir tiene un 
sistema de nervadura mayor, su capacidad fotosintética parece ser muy similar a 
la de las hojas próximas (Pengelli et al., 2011). 
 
La fotosíntesis se lleva a cabo principalmente en las células del mesófilo de las 
hojas, si es una planta C3, denominada así porque al fijarse el carbono se 
producen dos moléculas de triosas fosfato en el ciclo de Calvin. Mientras que en 
las plantas C4, como el maíz, las células del mesófilo fijan el carbono en una 
molécula de 4 carbonos, el malato, por lo que este es transportado a las células 
del haz de la vaina, en donde se descarboxila, para producir piruvato y CO2, este 
último usado para la producción de triosas fosfato en el ciclo de Calvin en los 
cloroplastos. 
 
A partir de las triosas-P se pueden llevar a cabo la biosíntesis de otros 
compuestos carbonados como la sacarosa (Sac), la pared celular, el almidón o se 
utiliza para la producción de energía y el exceso de carbono se exporta en forma 
de Sac. (Fig. 3). La exportación representa al menos el 80 % de los azúcares 
sintetizados en la hoja. Mientras que los tejidos demandantes que van 
apareciendo a lo largo de la vida de la planta solicitan el carbono a través de 
establecer un gradiente de Sac, ya sea por déficit real o bien porque convirtió al 
disacárido en algo distinto, como almidón en los amiloplastos o bien por el 
secuestro del azúcar en organelos como las vacuolas. Sea como fuere la Sac se 
mueve desde el tejido fuente hacia el demanda a través del sistema vascular, el 
floema, en un gradiente de concentración de mayor a menor concentración hasta 
llegar a las raíces, meristemos, flores y frutos (Lemoine et al., 2013). Para 
entender como ocurre la distribución de azúcares se han determinado la actividad 
de enzimas clave en el metabolismo de la Sac., también se han buscado a las 
proteínas encargadas de su transporte ya que el transporte transmembranal es un 
importante regulador de la distribución de carbono en las plantas. Antes de 
describir el transporte de azúcares en plantas se describirá brevemente como 
ocurre el transporte membranal de solutos. 
 13 
 
 
Figura 3 Síntesis de sacarosa, metabolismo y transporte. En el tejido fuente ocurre la fijación de 
CO2 y las triosas fosfato producidas se utilizan para la síntesis de almidón en el cloroplasto,o bien 
para la síntesis de sacarosa en el citoplasma. La sacarosa excedente se transporta por 
plasmodesmata (conexiones citoplasmáticas que comunican a dos células, PD) o por proteínas 
membranales hacia el floema (complejo SE/CC). En el tejido demanda, la sacarosa o las hexosas 
son importadas, para la nutrición de las células o su almacenamiento. Glucosa (Glc) ADP-Glc: ADP-
Glc; Glc: Glc; triosa-P: triosa-fosfato; G6P: Glc-6-fosfato; G1P: Glc-1-fosfato; F6P: fructosa-6-
fosfato; UDPG: uridine difosfato Glc; SE/CC: elemento de la savia/célula acompañante; Suc-P: Suc-
fosfato; SPS: Suc-fosfato sintasa; SPP: Suc-fosfato fosfatasa; PGI: fosfoGlc isomerasa; NI: invertasa; 
SUSY: sacarosa sintasa; HK: hexocinasa; FK: fructocinasa; PGM: fosfoglucomutasa; UDPase: UDP-
Glc pirofosforilasa; SS: sintasa de almidón; SBE: enzima ramificadora del almidón; SDE: enzima 
desramificante del almidón; AMY: amilasa; A: transportador de sacarosa; and B: transportador de 
hexosas; PD plasmodesmo. Modificado de Wang et al., 2016. 
 
 14 
Transporte membranal de solutos 
Las células regulan su volumen, el pH interno y su composición iónica por medio 
de los sistemas de transporte a través de las membranas. De este modo 
concentran los metabolitos importantes para el metabolismo energético y para los 
procesos biosintéticos y eliminan sustancias toxicas. 
 
La membrana celular está formada por una doble capa de lípidos amfipáticos, en 
donde la porción hidrofílica de estos se encuentra expuesta al medio acuoso, 
mientras que la porción hidrofóbica de los lípidos se encuentra en el interior de la 
bicapa. Debido a esa doble polaridad la membrana tiende a ser impermeable a 
muchos solutos. Los solutos de tamaño pequeño sin carga, como CO2, O2, agua, 
amoniaco, glicerol y urea, pueden atravesar las membranas biológicas por libre 
difusión. A medida que aumenta el tamaño de las moléculas ya no pueden 
libremente atravesar las membranas, este es el caso de la glucosa (Glc) y otros 
azúcares. La polaridad de las moléculas también influye en la permeabilidad de la 
membrana. Las sustancias no polares como el benceno, el etanol, el éter dietílico 
y muchos narcóticos pueden pasar fácilmente. En cambio, las sustancias polares, 
especialmente los compuestos con carga eléctrica, no pueden pasar. Por eso, las 
membranas celulares disponen de mecanismos especializados como canales y 
transportadores para poder incorporar o liberar estos compuestos (Koolman et al., 
2004). 
 
Una clasificación del tipo de transporte de solutos toma en cuenta el gasto de 
energía que debe aportarse para mover al soluto al otro lado de la membrana, 
diferenciándose dos tipos de transporte, el transporte pasivo y el activo. El 
movimiento de solutos de una solución concentrada de estos a una de menor 
concentración se le denomina transporte difusivo, y en está entran la difusión libre 
que es la forma más simple de transporte a través de una membrana y que 
depende del tamaño y polaridad de los solutos y de la permeabilidad de la 
membrana a estos. Cuando el soluto no puede libremente atravesar la membrana 
 15 
entonces el transporte es por difusión facilitada, es decir hay proteínas que ayudan 
al transporte del soluto. 
 
Contrario a la difusión se encuentra el transporte activo o denominado “cuesta 
arriba”, es decir el soluto se mueve en dirección contraria al del gradiente de 
concentración o de cargas eléctricas. Esto exige una energía adicional que 
generalmente se obtiene de la hidrólisis del ATP. Hay dos tipos de transportadores 
que realizan ese proceso no espontáneo de mover solutos a través de las 
membranas, aquellos transportadores que directamente realizan la hidrólisis del 
ATP y los que no. En los primeros la hidrólisis de ATP favorece un cambio 
conformacional en la proteína para transportar generalmente un ion en contra de 
gradiente de concentración, estos transportadores son llamados de transporte 
activo primario. Mientras que aquellos que no usan directamente la energía en 
forma de ATP, denominado transportador activo secundario, usan el gradiente 
iónico que han generado los transportadores primarios, para mover un soluto en 
contra de gradiente de concentración (Fig. 4), en el balance mueven un soluto a 
favor de gradiente de concentración y otro en contra de gradiente de 
concentración (Koolman et al., 2004). 
 
Acarreadores, transportadores y canales son las proteínas involucradas en el 
transporte. Los canales proteicos tienen una abertura polar por la que pueden 
penetrar iones y otros compuestos hidrofílicos. Así, por ejemplo, existen canales 
por los que ciertos iones pueden pasar en forma selectiva y porinas que permiten 
el paso de moléculas por debajo de cierto tamaño. El transporte a través de 
canales siempre es difusivo. 
 
Los transportadores, acarreadores o permeasas reconocen a la molécula que 
deben transportar, se unen a ella y la ayudan con un cambio conformacional para 
que pueda atravesar la membrana. Por lo tanto estas proteínas pueden ser 
comparadas con las enzimas, aunque difieren en que en lugar de una reacción 
enzimática “catalizan” un transporte vectorial (Koolman et al., 2004). 
 16 
Otra subdivisión de los procesos de transporte se basa en el número de partículas 
transportadas y en la dirección del transporte. Cuando el transportador 
transmembranal solo mueve un ion o una sola molécula a través de la membrana 
es un proceso uniporte, y al transportador se le reconoce como un uniportador. 
Mientras, que el transporte simultáneo de dos compuestos diferentes puede ser 
llevado a cabo por simporte o por antiporte (Fig. 4). Los iones o solutos suelen ser 
transportados a través de las membranas en antiporte con un soluto pero en 
dirección opuesta, así el transportador es un antiportador. Cuando el transporte 
de dos solutos ocurre en la misma dirección entonces la proteína es un 
simportador (Koolman et al., 2004). 
 
 
Figura 4 Transportadores de membrana involucrados en el transporte de azúcares en la planta. 
La ATPasa de H+ se encarga de bombear protones hacia el espacio extracelular concentrando de 
protones el apoplasto (transporte activo primario), mientras que los transportadores SUT y STP 
son simportadores que al mover a los protones a favor de gradiente de concentración se encargan 
de concentrar sacarosa y hexosas, respectivamente, en el interior celular (transporte activo 
secundario). Mientras que los transportadores SWEETs transportan difusionalmente en uniporte 
sacarosa y/o hexosas en la membrana plasmática o la vacuola. 
 17 
Transportadores SWEET en plantas 
 
Como se mencionó anteriormente los azúcares son muy importantes en las 
plantas, en ellas se han descrito 3 familias de transportadores de azúcares, dos de 
ellos son simportadores con protón: la familia de transportadores de 
monosacáridos (siendo los STP la subfamilia más amplia) y la otra es la familia 
SUT, con transportadores específicos para sacarosa (Fig. 4). La tercera familia fue 
descrita en el 2010, y son los transportadores difusionales SWEET (Sugars Will 
Eventually be Exported Transporters), los cuales pueden transportar hexosas y 
sacarosa (Chen et al., 2010). Estructuralmente, los SWEETs son diferentes a los 
simportadores, estos últimos presentan doce cruces transmembrana con los 
dominios carboxilo y amino hacia el citosol, mientras que los SWEETs tienen 7 
cruces transmembrana (Chen et al., 2015a). 
 
Hace poco más de 20 años, fue identificado el primer gen transportador 
responsable del llenado de sacarosa en el floema, el transportador SUT, el cual 
dio un paso significativo hacia la comprensión del movimiento de azúcares en 
plantas. La función de los transportadores de sacarosa es la de concentrar 
sacarosa en el tejido vascular, estos transportadores se localizan en las células 
que componen al floema (células acompañantes y elementos cribosos de la 
savia). Sin embargo, losazúcares antes de llegar al tejido vascular salen de las 
células hacia el apoplasto, la exportación de sacarosa tendría que ser difusional 
(Eom et al., 2015), función que no es cubierta por los SUTs. 
 
Los SWEETs fueron descubiertos por la expresión simultánea en células de riñón 
de embrión de humano (HECK) de proteínas de membrana que no se sabía cuál 
era su función con proteínas sensoras de azúcares, estas últimas presentan en 
sus extremos amino y carboxilo terminal proteínas fluorescentes, la presencia de 
azúcares puede detectarse mediante la técnica de FRET (Fluorescence 
Resonance Energy Transfer), los sensores de azúcares FLIP fueron construidos 
para detectar moléculas en diferentes concentraciones, los usados en el trabajo 
 18 
que describió a los SWEETs, detectan Glc. El seguimiento del transporte se 
realizó a pH neutro, es decir independiente de la formación de un gradiente de pH, 
esperando encontrar a los transportadores difusionales de Glc(Fig. 5), mediante 
esta estrategia se identificaron y caracterizaron a varios miembros de la familia de 
SWEETs en Arabidopsis, la cual contiene 17 miembros agrupados en 4 clados con 
base en su porcentaje de similitud en la secuencia de nucleótidos. Los miembros 
descritos inicialmente pertenecían a los clados I y II (Chen et al., 2010; Eom et al., 
2015). 
 
 
 
Figura 5 Transporte de Glc por el transportador AtSWEET1. A. Esquema de la estrategia de 
identificación de los transportadores de Glc en la célula de embrión de humano, HECK doble 
mutante, expresando en la membrana a un SWEET que transporta Glc hacia el interior celular, así 
como a una proteína sensora de Glc, FLIPglu600µ13V en el citoplasma. B. Trazos obtenidos de las 
concentraciones de Glc detectadas cuando se expresa el vector vacío (línea vertical roja) y con el 
SWEET1 (línea azul oscilante). A mayor concentración de Glc añadida en la solución que baña a las 
células HECK, mayor cantidad de Glc detectada en el citosol. Tomado de Chen et al., 2010. 
 
 
En un inicio se encontraron los SWEETs que transportaban Glc y posteriormente 
se llevó acabo la técnica antes descrita para diferentes proteínas desconocidas, 
entre ellas homólogos de los SWEETs, se identificó a los que transportaban 
sacarosa. La distribución en clados de los SWEETs de 15 diferentes organismos 
sugiere el tipo de azúcar que puede transportar el SWEET, aunque no su función 
fisiológica en la planta. Los miembros pertenecientes al clado I, homólogos a 
 19 
SWEET1 y 2, son transportadores de hexosas; los miembros del clado II son 
SWEET3 al 8 y son transportadores de hexosas; en el clado III se encuentran 
losSWEET9-15 capaces de transportar sacarosa, en el clado IV los SWEET16 y 
17 se encontraron en el tonoplasto y transportan fructosa. Se han encontrado de 
15 a 25 genes de SWEET en las angiospermas con excepción de algunos 
genomas como Eucalyptus gradis con 47 y los metazoas como Chlamydomonas 
con un total de 5 miembros (Eom et al., 2015). 
 
La función fisiológica de los SWEETs se ha identificado mediante la producción de 
mutantes, ya sea por la inserción de un transposón en la secuencia del gen lo que 
impide la producción de proteína, o mediante el cambio de aminoácidos de 
manera puntual, o por la presencia de RNA de interferencia (Chen et al., 2015a). 
Se ha encontrado que los SWEETs están involucrados en la secreción del néctar 
(Eom et al., 2015), en el suministro de azúcares desde la cubierta de la semilla 
hacia el embrión en desarrollo (Chen et al., 2015b), en la exudación de azúcares 
de las células del tapete que están en contacto con las células que darán lugar al 
polen (Eom et al., 2015). También hay algunos SWEETs que son manipulados en 
cuanto a su expresión por microorganismos que interaccionan con la planta, el 
aumento en la expresión de los SWEET supone un aumento en la salida de 
azúcares de la planta, los cuales son aprovechados por los microorganismos para 
continuar su crecimiento y la invasión de la planta (Chen et al., 2010, 2015b; Eom 
et al., 2015) (Tabla 1). 
 
El aumento en la expresión de los SWEET por factores proteicos inyectados por 
microorganismos en la planta (Streubel et al., 2013; Cohn et al., 2014), permite 
sugerir que la manipulación de los transportadores es posible, sugerente de que 
se podría a través de ellos cambiar la distribución de nutrientes sin tener que 
producir plantas transgénicas. Por lo que el estudio del papel de los SWEET y su 
posible regulación es un área de interés para la mejora de la productividad de las 
plantas de interés agronómico o bien biotecnológico. 
 
 20 
Tabla 1 Función propuesta y localización en tejidos de SWEET en diferentes plantas. Tomado de 
Eom et al., 2015 
Función SWEET Clado Planta 
Nutrición del polen AtSWEET5,8, 13 
OsSWEET5 
II y III A. thaliana 
Oryza sativa 
Secreción del néctar AtSWEET9 III A. thaliana 
Cargado del floema AtSWEET11, 12 ,13 III A. thaliana 
Senescencia AtSWEET11, 12, 15 
OsSWEET5 
III, 
 
II 
A. thaliana 
 
O. sativa 
Llenado de la semilla AtSWEET11, 12, 15 
ZmSWEET4c 
III 
 
I 
A. thaliana 
 
Zea mays 
Implicaciones de la 
interacción de la planta 
con microorganismos 
OsSWEET (11-15) 
MeSWEET 10, 15) 
VvSWEET 4 
AtSWEET4 
CsSWEET1 
III O. sativa 
 
Manihot esculenta 
Vitis vinífera 
A. thaliana 
Citrus reticulate × 
Citrus aurantium 
Transporte de cobre OsSWEET11 III O. sativa 
Transporte vacuolar AtSWEET16, 17 IV A. thaliana 
 
 
La importancia de los SWEETs en la carga apoplástica o exportación de 
azúcares de las células fotosintéticas. 
En las plantas el reparto de azúcares es complejo, como ya se mencionó durante 
la fotosíntesis una parte del carbono fijado se almacena en la célula fotosintética 
como almidón en los cloroplastos, otra parte va como sacarosa a la vacuola, otra 
parte se utiliza para el metabolismo y el exceso de los fotoasimilados producidos 
en el día se exporta hacia el tejido vascular y de este llega a los tejidos demanda 
(Fig. 3). Para el estudio del transporte de azúcares en plantas se puede dividir el 
proceso en tres partes: El cargado de azúcares del floema, el movimiento 
difusional de azúcares en el floema y tercero la descarga de azúcares en el 
floema. Los SWEETs se han implicado en la carga apoplástica del floema y está 
es la que se describe a continuación (Lemoine et al., 2013). 
 21 
 
Las células del mesófilo en las plantas C3 o las células de la vaina en las plantas 
C4 son las que tienen la capacidad fotosintética, ambas se encuentran conectadas 
a través de una serie de conductos denominados plasmodesmata, que les permite 
a las células intercambiar solutos de manera difusiva, al continuo de citoplasmas 
se le llama simplasto y la concentración de ciertos solutos como la sacarosa es 
similar en estas células. Seguido de estas células se encuentra el floema el cual 
está compuesto de tres tipos de células (Fig. 6): las más externas son las células 
del parénquima, le siguen las células acompañantes (CC) y las más internas son 
los elementos amorfos de la savia (SE). Las células del parénquima del floema 
están conectadas mediante plasmodesmata con las células fotosintéticas, sin 
embargo, la célula del parénquima del floema está aislada simplásticamente a la 
célula acompañante, lo cual supone una salida de azúcares a los apoplastos. Por 
su parte, la célula acompañante está conectada simplásticamente al SE, estás 
últimas células tienen pocos organelos, carecen de actividad de síntesis de 
proteínas y dependen de los nutrimentos que los CC les proporcionan a través de 
los plasmodesmata. Además los SE están conectados longitudinalmente a otros 
SE, haciendo un conducto o tubo que va de arriba a abajo en toda la planta, en el 
que se conecta a través de poros cribosos por donde se mueve el fluido de la 
savia acarreando azúcares y otros nutrientes, el transporte a través de los tubos 
cribosos espor difusión. 
 
Figura 6 Ruta de cargado de azúcares al floema en una planta C4.La acumulación de CO2 se inicia 
en la célula del mesófilo, mientras que la fijación de CO2y la síntesis de sacarosa se lleva a cabo en 
 22 
los cloroplastos de la célula de la vaina, está exporta la sacarosa excedente a través de 
plasmodesmata a la célula de la vaina y de allí a la célula más externa del floema, la célula del 
parénquima, hasta aquí el transporte es simplástico. El camino posterior de la sacarosa debe ser a 
través de los apoplastos ya que la célula del parénquima y la célula acompañante se encuentran 
aisladas simplásticamente, es decir no tienen conexiones plasmodesmata, por lo que los 
transportadores membranales en ambas membranas deben funcionar para que la sacarosa se 
concentre en la célula acompañante, por lo que el transporte entre la célula del parénquima y la 
célula acompañantes es apoplástico. Mientras que la célula acompañante transporta la sacarosa al 
elemento amorfo de la savia con el cual está conectada simplásticamente. Por último el elemento 
amorfo distribuye los azúcares por toda la planta debido a que tiene los poros cribosos que le 
permiten mover los azúcares a través de sus células. Adaptado de Braun et al., 2013. 
 
 
El cargado de azúcares del floema comienza desde la síntesis de azúcares en las 
células del mesófilo y el movimiento de estos azúcares hacia el floema. La 
sacarosa es el principal azúcar transportado en las plantas, debido a su escasa 
reactividad y alta solubilidad. Entonces la sacarosa es transportada desde las 
células del mesófilo hacia las células de la vaina y las células del parénquima del 
floema a través del simplasto. Dependiendo de la planta puede haber cierto 
número de células conectadas simplásticamente a las células de la vaina y hasta 
antes de encontrarse con las células que conforman el floema. 
 
A partir de las células del parénquima el transporte es apoplástico y debe ser 
mediado por transportadores membranales. Se desconocía hasta el 2010 que 
transportadores tenían está función hasta que se describieron a los SWEETs. El 
análisis de la expresión del promotor de AtSWEET11 y AtSWEET12 con el gen 
reportero de la β-glucuronidasa (GUS) en plantas transgénicas de Arabidopsis 
indicaron que los genes se expresan preferentemente en las células del 
parénquima vascular. Además las dobles mutantes, atsweet11 / atsweet12 
mostraron defectos en la carga del floema, acumulan sacarosa y almidón en las 
hojas y las plantas tienen un tamaño reducido. El almidón no se consume a pesar 
de que se coloquen las plantas en oscuridad, por lo que es requisito para la 
exportación de azúcares de la hoja de Arabidopsis que se encuentren los 
 23 
transportadores difusionales SWEET11 y 12 (Chen et al, 2012). Ambos 
transportadores se demostró que preferencialmente transportan sacarosa (Chen et 
al., 2012), sin embargo también pueden transportar hexosas (Le-Hir et al., 2015). 
 
El camino posterior de la sacarosa se conoce bien, ya que se han encontrado 
transportadores SUT tanto en las células cribosas del floema como en los 
elementos amorfos de la savia (Gottwald et al., 2000), los SUTs concentran de 
azúcares en las células (Braun y Slewinski, 2009). La supresión por la expresión 
antisentido del StSUT1 provoca una disminución en el desarrollo de las hojas y los 
tubérculos de la papa (Riesmeier et al., 1994) y mutantes en sut 1 en maíz 
desarrollaron hojas cloróticas que acumulan altas concentraciones de azúcares en 
las hojas, llega a la madurez pero se reduce la altura de la planta, presenta menos 
hojas, hay retraso en la floración y envejecen prematuramente (Slewinski et al., 
2009). Por lo tanto, en el maíz, la actividad de ZmSUT1 es esencial para la carga 
de sacarosa hacia el floema. 
 
La carga activa del floema permite que las plantas mantengan concentraciones 
bajas de fotoasimilados en el tejido fuente y evita la inhibición por 
retroalimentación de la fotosíntesis, así como para elevar la presión suficiente en 
el floema para permitir el transporte de larga distancia (Turgeon, 2010). 
JUSTIFICACIÓN 
La fotosíntesis es un proceso esencial para la sobrevivencia de las plantas, los 
azúcares producidos son la base estructural del crecimiento de las plantas y en 
consecuencia la producción primaria de los ecosistemas y la biosfera. El 
incremento en la productividad de los cultivos o de las comunidades vegetales, es 
útil para proveer con recursos suficientes para la alimentación, para la producción 
de textiles, maderas o etanol y ha motivado desde tiempos remotos la mejora en 
las prácticas agrícolas (Yadav et al., 2015). 
 
 24 
La disponibilidad de los azúcares en los diferentes tejidos depende grandemente 
de los transportadores membranales, el estudio de su expresión y regulación 
ayudará a entender las posibilidades de manipularlos para aumentar la 
productividad de ciertos tejidos o de la planta. A pesar de que se ha estudiado que 
los SWEETs y los SUTs participan en el transporte de sacarosa para el llenado del 
floema en Arabidopsis (Eom et al., 2015) se desconoce si su expresión cambia 
dependiendo de la edad de la hoja, ya que la capacidad fotosintética de la hoja 
varía dependiendo de su edad, aumenta cuando las hojas son jóvenes, y 
disminuye en hojas maduras totalmente expandidas (Pengelli et al., 2011; Fukaya 
et al., 2012; Banerjee, 2014). Adicionalmente, en maíz solo se ha reportado la 
caracterización de un SWEETs, el 4c, que es importante en el llenado del grano 
(Sosso et al., 2015), por lo que la búsqueda de la expresión de los otros SWEETs 
en procesos fisiológicos importantes para la planta se hace necesario. 
 
 
 25 
HIPÓTESIS 
Debido a que los SWEETs son importantes para el llenado del floema en los 
tejidos fotosintéticos y que las hojas tienen una capacidad fotosintética distinta a lo 
largo de su desarrollo entonces la expresión de los SWEETs cambiará 
dependiendo del estadio del desarrollo de las hojas del maíz. 
 
 
 
OBJETIVO GENERAL 
Obtener el perfil de expresión de los SWEETs que se expresan en hojas en 
diferentes estadios del desarrollo de la planta de maíz. 
 
 
OBJETIVOS PARTÍCULARES 
1. Identificar a los SWEETs que se expresan más en hojas mediante análisis 
in silico. 
a. Diseñar oligonucleótidos para la determinación de la expresión de los 
SWEETs en hojas de maíz. 
2. Obtener los coleoptilos de plántulas de 72 h de germinación, hojas maduras 
de maíz de 1 mes de crecimiento cosechadas a diferentes horas del día y 
hojas maduras de maíz de 3 meses de crecimiento y cortadas en tres 
secciones, base, media y punta. 
3. Obtener, cuantificar y calibrar del RNA de las hojas . 
4. Analizar la expresión de SWEET en las hojas a los diferentes estadios del 
desarrollo de la planta mediante RT-PCR. 
 26 
MATERIALES Y MÉTODOS 
 
Desarrollo experimental 
Para cumplir con los objetivos del trabajo se planteó la estrategia experimental 
como se muestra en la Figura 7. 
 
 
Figura 7 Esquema de la estrategia experimental para determinar el perfil de expresión de los 
SWEETs en hojas de maíz. Los experimentos se realizaron en tres réplicas biológicas. 
 
Debido a que la expresión de los SWEETs en hojas podría ser distinta 
dependiendo del tipo de hoja, estadio de madurez de la planta o de la hoja, o bien 
a lo largo del día, entonces se obtuvo el tejido aéreo de plantas jóvenes o 
• Germinación de semillas por 72 h en agar
• Lote 1. Plantas jóvenes de 72 h de germinación. Cosecha de la parte aérea. 
• Lote 2. Trasplante en sustrato e incubación por un total de 30 días. Cosecha de 
parte aérea de planta a diferentes horas del día.
• Lote 3. Trasplante en sustrato e incubación hasta obtener plantas maduras 
aprox 3 meses. Cosecha de hojas maduras y hoja envolvente.
Obtención del material vegetal
• Extracción del RNA de las hojas.
• Cuantificación de RNA.
• Visualización de integridad delRNA.
• Calibración del RNA de las diferentes muestras.
Obtención, cuantificación y calibración del RNA
• Diseño de oligonucleótidos para el análisis de 6 SWEETs específicos de hoja.
• Obtención de las condiciones óptimas de PCR para los 6 SWEETs específicos 
de hojas.
• Análisis de la expresión de los 6 SWEETs de maíz en las hojas de las tres 
réplicas biológicas.
Análisis de la expresión de los SWEETs
 27 
maduras, o bien a diferentes tiempos en un día y de estas se extrajo RNA para 
determinar la expresión de los SWEETs mediante RT-PCR. 
 
Obtención del material vegetal. 
Se utilizaron semillas de maíz Chalqueño cosecha 2014. Antes de germinar a las 
semillas se les quitó el pedicelo, ya que está zona generalmente contiene 
microorganismos. Después se lavaron las semillas en un matraz con una solución 
de hipoclorito de sodio (2 % Cloralex) con agitación moderada por 5 min, se 
decantó la solución y después las semillas se lavaron con H2O estéril durante 2 
min, este procedimiento se repitió otras 3 veces más o hasta que desapareciera el 
olor a hipoclorito. 
 
Después de la desinfección se germinaron las semillas en 1 % agar en cajas Petri 
de 10 cm de diámetro y se incubaron por 72 h a 29 °C. Al término de la incubación 
el lote de plántulas se dividió en tres. Del primer lote que contenía 20 plántulas se 
tomó la parte aérea y se envolvió en papel aluminio, se congeló con N2 líquido y al 
final se almacenó a -80 °C hasta su uso. El segundo lote de plantas se usó para 
determinar el efecto del ciclo circadiano1 en la expresión de los SWEETs, así que 
las plantas se trasplantaron en macetas de 1 kg de capacidad, que contenían 
Sunshine Mix-4, se regaron cada tercer día con agua, posteriormente se incubaron 
a 20-25 °C en condiciones controladas de intensidad luminosa con 12 h de luz y 
12 h de oscuridad, pasado este tiempo se cosecharon las hojas a las 2 am, 6 am, 
12 pm, 16 pm, 20 pm. Se envolvieron las hojas en papel aluminio, se congelaron 
con N2 líquido y posteriormente se almacenaron a -80 °C hasta su uso. 
 
El tercer lote de plantas se usó para determinar si los SWEETs que se 
expresaban en hojas maduras preferían hacerlo en la parte más joven de la hoja 
(la base) o la parte más madura (punta). Estas plantas se trasplantaron en 
macetas de 10 kg de capacidad, que contenían Sunshine Mix-4, se regaron cada 
 
1 Ciclo circadiano es un ritmo diario de actividad biológica que es capaz de persistir en ausencia de 
señales externas y permite anticipar los cambios ambientales regulares, como las horas de luz 
oscuridad, a través de la modulación de la expresión génica (Dodd et al., 2015). 
 28 
tercer día con agua y al mes se les agregaron 5 g del fertilizante Triple 17. Las 
plantas llegaron a la madurez después de 3 meses en el invernadero con 
condiciones de luz natural y temperatura entre 20 a 25 °C, se consideró que 
llegaron a la madurez ya que la espiga y la mazorca ya habían brotado. Se 
cosecharon las hojas totalmente extendidas de 6 plantas. De acuerdo a Pick y 
colaboradores (2011), los mayores cambios a nivel de transcritos de las enzimas 
fotosintéticas se encuentran en los primeros 10 a 20 cm de la base y también los 
10 a 20 cm finales o punta de la hoja, por lo que en este trabajo las hojas se 
dividieron en tres secciones base, media y punta, se tomaron como base los 
primeros 15 cm de la hoja, la punta los últimos 15 cm y la parte media alrededor 
de 100 cm. Las secciones de hoja se envolvieron en papel aluminio, se 
sumergieron los paquetes en N2 líquido y se almacenaron a -80 °C. Se realizaron 
tres réplicas biológicas de cada lote de plantas. 
 
Extracción de RNA. 
Fundamento de la técnica. Se realizó la extracción de RNA utilizando Trizol 
(Invitrogen), el cual contiene principalmente fenol y tiocianato de guanadina. La 
solución fenólica empleada en la extracción del RNA es ácida (pH 5 a 6), para 
favorecer la extracción del RNA sobre la del DNA, ya que a pH ácido, el DNA es 
retenido en la fase orgánica y en la interfase, dejando al RNA en la fase acuosa. 
La presencia del tiocianato de guanidina permite desnaturalizar a las proteínas lo 
que inhibe la actividad de las RNAsas. Además del fenol el procedimiento de 
extracción involucra la adición de cloroformo lo que permite la formación de fases 
orgánicas y acuosas y permite la separación el RNA que se encuentra en la fase 
acuosa. EL RNA se precipita posteriormente a baja temperatura con isopropanol o 
etanol que disminuyen la capas de solvatación de los grupos fosfatos, haciendo 
que los ácidos nucleicos se agreguen y precipiten (Herráez, 2012). Se lava con 
etanol al 70 % para eliminar todos las moléculas que no sean RNA y para finalizar 
se resuspende en agua libre de RNAsas (Barrón, 1997). 
 
 29 
Procedimiento. Se preparó el material para la extracción según se describe en el 
anexo 1. Se molieron aproximadamente 10 g de tejido en un mortero libre de 
RNAsas y con N2 líquido hasta obtener un polvo fino, se almacenó el polvo en un 
tubo falcón estéril y se almacenó a -80 °C hasta su uso. Para la obtención del RNA 
se tomaron de 50-100 mg del pulverizado y se colocaron en un microtubo de 1.5 
mL, se le agrego además 1 mL de Trizol se mezcló el contenido del tubo con un 
vortex hasta resuspender y se incubo por 5 min a temperatura ambiente, después 
se añadieron 200 µL de cloroformo y se agitó vigorosamente de forma manual 
durante 15 seg y después se incubó sin agitación nuevamente por 5 min a 
temperatura ambiente y se centrifugo por 15 min a 12000 x g a 4°C. La fase 
acuosa de color incoloro se separó de la fase orgánica de color rosa, y se transfirió 
a un microtubo nuevo evitando la interface. Se añadió a la fase acuosa 0.5 mL de 
isopropanol para precipitar el RNA y se mezcló por inversión, agitando los tubos 5 
veces. Se incubaron las muestras a temperatura ambiente por 10 min y se 
centrifugó a 12000 x g durante 10 min a 4°C. El RNA se formó como un botón 
blanco o transparente en el fondo del tubo, el sobrenadante se descartó y al botón 
de RNA se le agregó 1 mL de etanol 70 % y se agitó con vortex por 15 seg, se 
centrifugó a 12000 x g por 5 min a 4°C y se repitió el lavado dos veces más. Se 
descartó el sobrenadante cuidadosamente con micropipeta y se dejó secar el 
botón por 5 min y luego se disolvió en 30-60 µL de agua libre de RNAsas. Por 
último se almaceno a -80°C. 
 
Cuantificación, análisis de la integridad y calibración del RNA. 
Procedimiento. El RNA se cuantifico en un espectrofotómetro Nanodrop. Las 
concentraciones que se obtenían variaban entre 0.050-1.500 g/l. Para evaluar la 
integridad del RNA se tomó el volumen de RNA necesario para tener 1 g y se le 
agregaron 2 µL de amortiguador de carga (Promega) y H2O-DEPC c.b.p 10 µL. Se 
cargó la mezcla en un gel de agarosa al 1 % disuelto en TAE 1x y con bromuro de 
etidio (ver Anexo 1). El gel se corrió en una cámara de electroforesis con TAE 1X 
frío a 85 mV por 45 min y se visualizó en un transiluminador UV. Se observaron 2 
bandas características y bien definidas en todas las muestras, estas corresponden 
 30 
a los RNA ribosomales (rRNA) 28S y 18S. Lo cual es indicativo de que el RNA 
obtenido estaba íntegro. 
 
Después se calibraron las muestras, esto es se cargaron geles de agarosa al 1 % 
con amortiguador TAE y bromuro de etidio con 1 µg de RNA para todas las 
muestras y se separaron con TAE 1X frío a 85 mV por 45 min y se visualizó en un 
transiluminador UV. Si la intensidad de la banda del ribosomal 28S de cada una de 
las muestras era diferente en alguna de las muestras se corría un volumen distinto 
para obtener una intensidad similar a la de las otras muestras. Para el cálculo de 
los volúmenes de ajuste se realizó la densitometría de cada una de las bandas de 
los rRNA obtenidos en los geles de agarosa. Una vez que los volúmenes de RNA 
de cada muestra daban unaintensidad similar del rRNA 28S en el gel entonces se 
utilizó este volumen para producir el cDNA. 
 
 
Reacción de retrotranscripción reversa o RT 
Fundamento. La transcriptasa reversa es una enzima que tiene como función 
sintetizar una molécula de doble cadena (DNA) a partir de una molécula de 
cadena sencilla como el RNA. El cDNA obtenido se utilizó en la reacción en 
cadena de la polimerasa o PCR (Rodríguez y Barrera, 2004). 
 
Procedimiento. Se añadió a un microtubo 1 µL de Oligo DT (60 µM), el volumen 
de RNA ajustado y se ajustó con H2O a 10 µL. El microtubo fue colocado en un 
bloque de calentamiento a 70°C por 5 minutos para la desnaturalizar al RNA, 
posteriormente se colocó en hielo por otros 5 min y se agregaron 10 µL de la 
mezcla de reacción para la producción de cDNA (Tabla 3). Posteriormente se 
calentó a 25 °C por 5 min para realizar el alineamiento, 42°C por 60 min para 
hacer la copia de DNA y por ultimo a 70°C por 15 min para inactivar la enzima. La 
reacción se realizó en un termociclador (Axygen® MaxyGene™ II ThermalCycler). 
El cDNA obtenido se almacenó a -20°C hasta su uso. 
 
 
 31 
Tabla 2 Medio de reacción para la producción de cDNA. 
 
Reactivo Cantidad (l) 
Buffer ImProm 5X (PROMEGA) 4.0 
MgCl2 (25mM) 2.4 
dNTP´s (10mM) 1.0 
RT (Transcriptasa reversa) 1.0 
H2O-DEPC 1.6 
 
Análisis de la expresión de los SWEETs 
Análisis in silico para la obtención de los oligonucleótidos para amplificar a 
los SWEETs. 
La búsqueda de las secuencia que codifican para los presuntos SWEETs se 
realizó en la base de datos del Maize genetics and genomics database o 
MaizeGDB (Tabla 2). Se obtuvo la secuencia de DNA complementaria y con esa 
secuencia se diseñaron los oligonucleótidos para la amplificación específica del 
SWEET con en el programa Primer Design de NCBI (National Center for 
Biotechnology information) y analizados con el programa Oligoanalyzer para 
evaluar la posibilidad de que los oligonucleótidos formaran dímeros o estructuras 
que evitaran la amplificación específica del gen (anexo 2 y Tabla 2). Se probaron 
varios juegos de oligonucleótidos, los que se muestran son los que dieron una sola 
banda de amplificación. 
 
Tabla 3 Oligonucleótidos diseñados para amplificar a los posibles transportadores SWEET 
localizados en hojas. 
 
SWEET 
Número de 
acceso Oligonucleótidos 
Peso 
molecular 
esperado 
Zm_SWEET1b 
NM_001154214.1 
GRMZM2G153358 
Sentido: TCCATATAAGCGCAAGCAGA 
151 
Antisentido: CAGAACGTAGGCACTGGGGA 
Zm_SWEET4a 
NM_001175008.1 
GRMZM2G000812 
Sentido: CAGCGTCGTCCTACCCATAT 
177 
Antisentido: CTTCCAGATGCGGATGAACG 
Zm_SWEET13a 
NM_001155615.1 
GRMZM2G173669 
Sentido: CGTGGAGTACATGCCCTTCT 151 
 Antisentido: CACGTAGAGCACCATCTGGA 
 32 
Zm_SWEET13b 
NM_001148182.1 
GRMZM2G021706 
Sentido: ACAAATACGTCGCGCTACCA 
361 
Antisentido: GCTTGCTTGCGATGATGGAGA 
Zm_SWEET15a 
NM_001155556.1 
GRMZM2G168365 
Sentido: CCCTGGCCTCTTCTTCGTTC 
107 
Antisentido: CCTCGCTTACAGCCCTTCTC 
Zm_SWEET16 
DAA54392.1 
GRMZM2G106462 
Sentido: TCATGCCGTTCTTCCTATCC 
195 
Antisentido: GAGGCGACGCTATTTCTTTG 
 
 
Reacción en cadena de la polimerasa o PCR 
Fundamento. La reacción de PCR es un método de síntesis in vitro de DNA con 
el que un segmento particular de este es específicamente amplificado al ser 
delimitado por un par de oligonucleótidos que lo flanquean. Su copiado se logra en 
forma exponencial a través de ciclos repetidos en presencia de una DNA 
polimerasa termoestable (Rodríguez y Barrera, 2004). 
 
Los pasos importantes a seguir son calentar a 95°C en el cual las moléculas de 
DNA se separan en las 2 cadenas componentes. A continuación la mezcla se 
enfría a unos 60°C para permitir que los oligonucleótidos se unan con las cadenas 
del DNA blanco y la temperatura se eleva de nuevo a 72°C para que la polimerasa 
termofílica agregue nucleótidos al extremo 3´ de los iniciadores. Conforme la 
polimerasa extiende el oligonucleótido, copia de manera selectiva el DNA blanco y 
forma nuevas cadenas de DNA complementario. La temperatura se eleva de 
nuevo, lo que hace que las cadenas de DNA recién formadas y las originales se 
separen. Enseguida se enfría la muestra para permitir que los oligonucleótidos 
sintéticos de la muestra se unan de nuevo con el DNA blanco, que ahora está 
presente en una cantidad dos veces mayor que la original. Este ciclo se repite una 
y otra vez, y en cada ronda se duplica la cantidad de la región específica del DNA 
que está flanqueado por los oligonucleótidos unidos. Pueden generarse miles de 
millones de copias de esta región específica en unas cuantas horas con un 
generador de ciclos térmicos que cambia la temperatura de la mezcla de reacción 
en forma automática para permitir que cada paso del ciclo ocurra (Karp, 2009). 
 33 
 
Procedimiento. La PCR se llevó acabo para evaluar la presencia de transcritos 
para los diferentes posibles transportadores SWEETs (Tabla 4). Se tomaron 2 L 
del cDNA de coleoptilos se añadieron 12.5 L de la mezcla de reacción de 
Promega (Master Mix, MM), diferentes volúmenes de los oligonucleótidos para 
obtener las concentraciones a las cuáles estos amplificaran un producto de PCR 
(0.25, 0.5, 1 y 2 L) y agua libre de DNAasas (Promega) para aforar a 20 l. La 
reacción de amplificación incluyó 1 ciclo de desnaturalización a 94 °C por 5 min, 
37 ciclos en los que cada ciclo incluyó la desnaturalización a 94°C por 40 seg, 
seguido de la hibridación a 57°C por 1 min y la extensión a 72°C por 40 seg. Por 
último 1 ciclo a 72°C por 7 min. Las condiciones óptimas obtenidas se muestran 
en la Tabla 4 y estas fueron usadas para determinar los niveles de expresión de 
los 6 posibles transportadores SWEET de hojas de maíz. La reacción se realizó en 
un termociclador (Axygen® MaxyGene™ II ThermalCycler). 
 
Tabla 4 Mezcla de reacción para la PCR de cada uno de los SWEETs de tejido aéreo. La solución stock de cada 
oligonucleótido fue de 20 mM. 
 
 
Análisis densitométrico de las bandas amplificadas. 
Para determinar si existían diferencias en la expresión de cada uno de los 
transportadores SWEETs en los diferentes tejidos examinados, se realizó el 
corrimiento electroforético de las muestras que salieron del PCR en geles 2 % 
SWEET Oligonucleótidos 
(L) 
cDNA 
 (µL) 
PCR MM 
(µL) 
H2O Libre de 
DNAsas (µL) 
1b 1 2 12.5 8.5 
4ª 0.5 2 12.5 9.5 
13ª 0.5 2 12.5 9.5 
13b 0.25 2 12.5 10 
15ª 1 2 12.5 8.5 
16 0.5 2 12.5 9.5 
 34 
agarosa disuelto en TAE y bromuro de etidio, se corrieron por 45 min en buffer 
TAE a 80 V. Se visualizaron las bandas en el aparato QUIMIDOC. El equipo usa 
un programa llamado Imagen lab 5.0 el cual permite la detección de los ácidos 
nucleicos mediante la radiación de luz emitida por el bromuro de etidio adherido en 
las cadenas al ser expuesto con luz UV. 
 35 
RESULTADOS 
Optimización de las condiciones de PCR para la amplificación de los SWEET 
1b, 4a, 13a, 13b, 15a y 17 de maíz. 
Para determinar los niveles de expresión de los SWEETs que se expresan en las 
diferentes hojas de plantas de maíz, se examinó la base de datos MaizeGDB, 
encontrando que aquellos que se expresaban más en hojas eran los SWEET 1b, 
4a, 13a, 13b, 15a, y 17, por lo que se diseñaron varios oligonucleótidos para lograr 
determinar su expresión en los diferentes estadios del desarrollo de las hojas. En 
la Figura 8 se observan los productos de estos oligonucleótidos, en todos los 
casos se amplifico una banda del peso molecular esperado. Se escogieron las 
concentraciones de cDNA y de oligonucleótidos para la amplificación, es decir las 
condiciones en las que la intensidad de la banda no fuera excesivamente alta para 
diferenciar los niveles de expresión entre tratamientos o tejidos. 
 
pb Cantidad de oligonucleótidos (µL) 
 
0.25 0.5 1.0 1.5 2.0 
ZmSWEET Condiciones óptimas 
de amplificación 
 
151 
1b 
 
1.0 µL Oligonucleótidos 
+ 2 µL cDNA 
 
177 
4a 
 
0.5 µL Oligonucleótidos+ 2 µL cDNA 
 
151 
13a 
 
0.5 µL Oligonucleótidos 
+ 2 µL cDNA 
 
361 
 
13b 
 
2.0 µL Oligonucleótidos 
+ 2 µL cDNA 
 
107 
 
15a 1.0 µL Oligonucleótidos 
+ 1 µL cDNA 
 
195 
 
17 
 
2.0 µL Oligonucleótidos 
+ 2 µL cDNA 
Figura 8 Condiciones óptimas de PCR para la amplificación de los SWEET 1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 
17 de maíz. Se usó cDNA de coleoptilo de plántulas de maíz de 72 h de germinación. Los stocks de 
oligonucleótidos estaban a una concentración de 20 µM. Se indica el peso molecular de los 
productos amplificados. 
 
Adicionalmente, se obtuvo el RNA de coleoptilos, la hoja envolvente de la 
mazorca, tres zonas de una hoja totalmente extendida madura para examinar la 
 36 
expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17. Por lo anterior se calibró el RNA 
de cada uno de los tejidos examinados para cada una de las tres réplicas 
biológicas utilizadas, en la Figura 9, se muestra una de las calibraciones. La 
intensidad de la banda del RNA ribosomal 28S fue el que sirvió de base para la 
calibración y se utilizó para normalizar los datos de expresión de los SWEETs en 
las diferentes hojas. 
 
 Hoja madura 
 
 
 Hoja Punta Media Base Coleptilo 
Envolvente 
 
RNA 
calibrado 
 
28 S 
18 S 
Figura 9 Gel de agarosa donde se muestra el RNA ribosomal de las muestras de hojas. El volumen 
de RNA que se corrió en el gel fue el mismo que fue usado para la obtención del cDNA que se usó 
para la amplificación de los SWEETs mediante PCR punto final. 
 
 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en los coleoptilos de 
plántulas de 72 h de germinación. 
 
El coleoptilo de maíz emerge después de la salida de la radícula y encierra cinco 
primordios de hoja (Fig. 10A). El coleoptilo tiene una morfología distinta a las hojas 
maduras y su capacidad fotosintética es limitada (Fukaya et al., 2012). Por lo 
anterior era posible que los SWEETs presentes en los coleoptilos fueran distintos 
a los que se expresan en las hojas maduras del maíz. 
 
Se encontraron a los seis SWEETs analizados en los coleoptilos, cinco de los 
SWEETs tienen niveles similares, el único con niveles muy bajos es ZmSWEET15 
(Fig. 10B y C). ZmSWEET4a y 13b tuvieron ligeramente mayor expresión aunque 
no es significativo el cambio. 
 
 
 37 
 
 
 
 
 
 
ZmSWEET 
 1b 4a 13a 13b 15a 17 Estándar 
B 
 
1000 pb 
 
500 pb 
 
200 pb 
 
 
Figura 10 Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en coleoptilos de plántulas de maíz de 
72 h de germinación. A. Plántulas de maíz, se señala el coleoptilo. B. Amplicones de SWEET1b, 4a, 
13a, 13b, 15a, y 17 separados en geles de agarosa al 2 %. Se muestra una de las réplicas, en donde 
se encuentra el carril del estándar de peso molecular, la banda más intensa corresponda al peso 
molecular de 500 pb. C. Los niveles de expresión relativa se obtuvieron al obtener el índice de la 
intensidad de las bandas amplificadas y separadas por electroforesis en gel de agarosa al 2 % y de 
la intensidad del RNA ribosomal 28 S de cada tejido en las tres réplicas biológicas, tomando al 
SWEET17 como el 100 %. La barra representa el promedio con su desviación estándar. 
0
50
100
150
200
250
1b 4a 13a 13b 15a 17
In
ts
e
n
si
d
ad
 S
W
EE
T/
R
N
A
SWEETS (Coleoptilo 72h)
C 
A 
 38 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en tres zonas diferentes de 
las hojas maduras de maíz. 
 
En los cereales como en muchas otras plantas el desarrollo de la hoja es 
basipétalo, es decir de la punta a la base de la planta. Las células de la punta de 
la hoja son las más viejas y también las más maduras, mientras que las células de 
la base son las más jóvenes. El maíz es una planta C4, lo que la hace muy 
eficiente para la fijación de carbono, se ha encontrado que la cantidad de 
transcritos para las enzimas que intervienen en el metabolismo C4 como PEPC, 
NADP-ME, PEP-CK, AspAT, AlaAT son más altas en la base que en la punta, 
sugerente de que hay un gradiente de actividad fotosintética en la hoja (Pick et al., 
2011). 
 
Por lo anterior en este trabajo se dividió a la hoja en tres partes, punta, media y 
base (Fig.11A) para determinar si los SWEETs tenían una distribución 
preferencial, en vista de que pueden ser importantes para el transporte de los 
fotosintatos hacia el floema (Chen et al., 2010). 
 
Los transcritos para SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 se encontraron en las tres 
zonas de las hojas, aunque difieren en intensidad (Fig.11B y C). Los perfiles de 
expresión de los 6 SWEETs se presentan en la Figura 11. En la punta de la hoja 
los SWEETs 1b, 13a y 13b se expresan ligeramente más que los otros SWEET, 
sin embargo las diferencias no son significativas entre los SWEET analizados, 
excepto que SWEET15 tiene una baja expresión (Fig. 11C). 
En la parte media de la hoja SWEET1b y 13a son significativamente mayores a la 
expresión de los otros SWEETs. Mientras que en la punta, la expresión de los 
SWEETs es similar a la base. 
 
 
 
 
 39 
 
 Punta Media Base 
 
 ZmSWEET 
 1b 4a 13a 13b 15a 17 Estándar 
Punta 
 
Media 
 
Base 
 
 
 
Figura 11. Expresión de SWEET 1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en tres zonas distintas de hojas 
maduras de maíz. A. Las tres zonas de las hojas de maíz. B. Amplicones de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 
15a, y 17 separados en geles de agarosa al 2 %. Se muestra una imagen de una de las tres réplicas 
biológicas realizadas, el carril del estándar de peso molecular, la banda más intensa corresponda al 
peso molecular de 500 pb. C. Los niveles de expresión relativa de cada SWEET se obtuvieron al 
obtener el índice de la intensidad de las bandas amplificadas y separadas por electroforesis en gel 
de agarosa al 2 % y de la intensidad del RNA ribosomal 28 S de cada tejido en las tres réplicas 
biológicas. La barra representa el promedio con su desviación estándar. 
-50
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
punta media base
In
te
n
si
d
ad
 S
W
EE
T/
R
N
A
Partes de hoja
1b
4a
13a
13b
15a
17
ZmSWEET
A 
 
 
B 
 
 
 
 
 
 
C 
C 
 
 
 40 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en la hoja envolvente de la 
mazorca del maíz. 
Anatómicamente las hojas que envuelven a la mazorca (Fig. 12A) son distintas al 
resto de las hojas de la planta, sin embargo ambas llevan a cabo la fotosíntesis 
pese a que la primera tiene una menor capacidad de toma de CO2 así como baja 
actividad de rubisco (Pengelli et al., 2011). Por lo que resultaba interesante 
determinar si la expresión de los SWEET es diferente entre la hoja envolvente y 
las otras hojas. 
 
Se encontró que en las hojas envolventes los SWEET1b, 4a, 13 ay 17se expresan 
más (Fig.12B y 13), seguido de SWEET13b y como en las otras hojas SWEET15 
tuvo baja expresión. Hay que hacer notar que en este caso en particular la 
amplificación del SWEET13a produjo dos bandas, de 232 y aproximadamente 290 
pb. Se usó para la densitometría la banda de peso molecular 232 pb, que era el 
esperado. 
 
 
 
 
 
ZmSWEET 
 1b 4a 13a 13b 15a 17 Estándar 
 
 
Figura 12 Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en las hojas envolventes de la mazorca 
del maíz. A. Hojas envolventes del maíz. B. Amplicones de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 
separados en geles de agarosa al 2 %. Se muestra una imagen de las tres réplicas biológicas 
realizadas, el carril del estándar de peso molecular, la banda más intensa corresponda al peso 
molecular de 500 pb. 
B A 
 41 
 
 
 
Figura 13. Perfiles de expresión de los SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en las hojas envolventes 
del maíz. Los niveles de expresión relativa se obtuvieron al obtener el índice de la intensidad de 
las bandas amplificadas y separadas por electroforesis en gel de agarosa al 2% y de la intensidad 
del RNA ribosomal 28 S de cada tejido en las tres réplicasbiológicas. La barra representa el 
promedio con su desviación estándar. 
 
 
Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en las hojas de 1 mes a lo 
largo del día. 
Se evaluó el nivel de transcritos para los SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en las 
hojas de 1 mes a 5 tiempos distintos a lo largo del día. Con la finalidad de 
determinar si alguno de los SWEETs está involucrado en el llenado del floema que 
ocurre principalmente durante la etapa luminosa del día. 
 
Como se observa en la Figura 14a, la hoja usada es del tipo vegetativa de estado 
juvenil, por lo que probablemente su capacidad fotosintética no sea máxima. En 
estas hojas no hubo diferencia en la expresión de los SWEET entre las diferentes 
horas del día, tampoco hubo cambios respecto a la expresión de cada SWEETs 
(Fig. 14b y 15). Aunque el ZmSWEET13b es el que más varía en expresión entre 
réplicas, más a las 2 de la tarde. Nuevamente SWEET15a se expresa poco en las 
hojas de 1 mes. 
0
50
100
150
200
250
300
1b 4a 13a 13b 15a 17
In
te
n
si
d
ad
 S
W
EE
T/
R
N
A
SWEETS (Hoja envolvente)
 42 
A 
 
 
B 
 
 
 
 
 
Hora del día 
 5 am 10 am 2 pm 7 pm 12 pm 
ZmSWEET 1b 
 
ZmSWEET 4a 
 
ZmSWEET 13a 
 
ZmSWEET 13b 
 
ZmSWEET 15a 
 
ZmSWEET 17 
 
RNA calibrado 
 
Figura 14. Expresión de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en hojas de plantas de 1 mes. A. 
Plantas de maíz con 1 mes de desarrollo. B. Amplicones de SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 
separados en geles de agarosa al 2 %. Se muestra el carril del estándar de peso molecular, la 
banda más intensa corresponda al peso molecular de 500 pb. 
 
 43 
 
 
Figura 15 . Perfiles de expresión de los SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 a lo largo del día en 
hojas de plantas de maíz con 1 mes de desarrollo. Los niveles de expresión relativa se obtuvieron 
al obtener el índice de la intensidad de las bandas amplificadas y separadas por electroforesis en 
gel de agarosa al 2% y de la intensidad del RNA ribosomal 28 S de cada tejido en las tres réplicas 
biológicas. La barra representa el promedio con su desviación estándar. 
 
 
Análisis comparado de la expresión deSWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15a, y 17 en 
los coleoptilos, las hojas de 1 mes, 3 meses y envolventes del maíz. 
 
Finalmente al comparar la expresión de los SWEETs en las diferentes hojas (Fig. 
16), se encontraron que algunos SWEETs se expresan de manera similar 
independientemente del tipo de hoja como son SWEET17 y 15a, mientras que los 
otros si cambian: 
SWEET17 y SWEET15 se expresan de manera similar a lo largo del desarrollo de 
las hojas de maíz, siempre SWEET15a se expresó pobremente, mientras que 
SWEET17 lo hace de manera intermedia. 
SWEET1b se expresa de manera alta en las hojas de 1 y 3 meses. 
SWEET4a se expresa más en la hoja envolvente. 
0
50
100
150
200
250
300
05:00 a. m. 10:00 a. m. 02:00 p. m. 07:00 p. m. 12:00 a. m.
In
te
n
si
d
ad
 S
W
EE
T/
R
N
A
Horas del día
1b
4a
13a
13b
15a
17
ZmSWEET 
 44 
SWEET13a y 13b a pesar de ser muy similares en secuencia no tienen un nivel de 
expresión idéntico en todos las hojas examinadas, ambas tienen una expresión 
similar e intermedia en los coleoptilos, también similar pero alta en la base y la 
punta de las hojas de 3 meses. Difieren en que SWEET13a se expreso 2 veces 
más que SWEET13b en la hoja envolvente y en la parte media de la hoja de 3 
meses. También se observa que la expresión de SWEET13b es muy variable, por 
lo que las desviaciones estándar entre cada réplica son grandes. 
 
 
Figura 16. Comparación de los niveles de expresión de los SWEETs en diferentes hojas de plantas 
de maíz. 
 
 
 
0 100 200 300 400 500
coleoptilo 72
hrs
1 mes
hoja envolvente
base (3meses)
media (3meses)
punta (3meses)
Expresión SWEET/RNA
17
15a
13b
13a
4a
1b
SWEET 
 45 
DISCUSIÓN 
Dos grupos de SWEETs se expresan en las hojas del maíz: Transportadores 
putativos de sacarosa y hexosas. 
Los SWEETs son transportadores difusionales de sacarosa y/o hexosas y son 
importantes en varios procesos fisiológicos de las plantas. En Arabidopsis 
mutantes en sweet11 y 12 acumulan grandes cantidades de almidón en las hojas, 
están localizados en la membrana plasmática de las células del parénquima del 
floema y ambos son transportadores de sacarosa, evidencia que demostró que 
estos SWEETs son necesarios para la salida de la sacarosa a los apoplastos y 
facilitan el cargado del floema con azúcares (Chen et al., 2010, 2012). Adicional a 
AtSWEET11 y AtSWEET12, en las hojas de Arabidopsis también se expresan 
AtSWEET13, AtSWEET2, AtSWEET16 y AtSWEET17, el primero es un 
transportador de sacarosa, aunque aún no se ha determinado en que membrana 
se localiza, mientras que los últimos tres se localizan en las membranas 
vacuolares con capacidad de transporte de hexosas, aunque AtSWEET16 también 
puede transportar sacarosa (Chardon et al., 2013; Guo et al, 2013; Klemens et al., 
2013; Chen et al., 2015). 
 
En maíz hay 22 genes que probablemente codifican para SWEETs. Los genes y 
nombres que codifican para los SWEETs de maíz se encontraron en dos bases de 
datos Aramemnon (http://aramemnon.uni-koeln.de/) y MaizeGDB 
(https://www.maizegdb.org/), la primera agrupa a los genes de transportadores 
membranales, que se construyó a través de tomar los datos de las bases de datos 
de genomas y de artículos que reportan a las proteínas. Mientras que la segunda 
base de datos contiene el atlas de expresión de los genes de maíz, los datos de 
expresión de los SWEETs fueron obtenidos de los datos de microarreglos (Sekhon 
et al., 2011) que están representados en MaizeGDB en histogramas o diagramas 
de calor. 
 
Los SWEETs que se expresan en las hojas del maíz de acuerdo a los datos de 
MaizeGDB son SWEET1b, 4a, 13a, 13b, 15 y 17. En este trabajo se diseñaron 
http://aramemnon.uni-koeln.de/
https://www.maizegdb.org/
 46 
oligonucleótidos para amplificar a los SWEET en las hojas en distintas etapas del 
desarrollo del maíz y se encontró que efectivamente el grupo de SWEETs 
seleccionados se expresa en todas las hojas del maíz Chalqueño, aunque en 
diferentes niveles. Cabe mencionar, que a pesar de que los datos de expresión 
que se obtuvieron en este trabajo fueron hechos en tres réplicas experimentales 
con un número de 6 a 12 miembros por lote, la expresión aunque confiable en este 
sentido, desconocemos si se traduce en un nivel de proteína comparable y que 
lleve a una actividad dada. Sin embargo, este trabajo es un punto de partida para 
identificar aquellos que pudieran ser necesarios para la función de transporte en 
las hojas, para posteriormente en otro trabajo realizar la caracterización de la 
actividad de transporte y localización de los SWEETs, ya que solo el transportador 
SWEET4c ha sido caracterizado en maíz (Sosso et al., 2015). 
 
Tabla 5 Porcentaje de identidad entre los SWEETs de hojas de Arabidopsis con los de maíz. 
Utilizando la página de Aramemnon basado en el programa FASTA_v3 SSEARCH. 
. 
 
ZmSWEET 
 
1b 4ª 4c 13a 13b 15a 17a 
ZmSWEET 
1b 100 41 38 32 32 32 41 
4a 41 100 78 30 30 32 37 
4c 38 78 100 28 27 27 33 
13a 32 30 28 100 94 50 33 
13b 32 30 27 94 100 45 33 
15a 32 32 27 50 45 100 32 
17a 41 37 33 33 33 32 100 
AtSWEET 
2 38 31 29 29 29 29 36 
11 31 29 29 45 48 41 33 
12 32 29 28 48 49 43 33 
13 34 31 27 52 52 42 33 
16 31 34 32 32 29 31 51 
17 39 34 34 31 32 33 52 
En rosa están sombreados los que tienen una identidad de más del 70 % y en verde aquellos que 
en Arabidopsis tienen una identidad de más del 40% con los de maíz. 
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De acuerdo a su homología en secuencia de nucleótidos los SWEETs de plantas 
se distribuyen en cuatro clados y se sugiere que la distribución en clados está 
relacionada con la especificidad por el azúcar que transporta, aunque algunos 
SWEETs pueden transportar sacarosa y hexosas, su preferencia por alguno de 
estos es mayor (Chen et al.,