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10/8/2022

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Biología

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA

Propiedades nutracéuticas de
Morchella sp.

Que para obtener el título de Biólogo
PRESENTA:

Itzel Moctezuma Pérez

DIRECTORA DE TESIS:
DRA. MA. MARGARITA CANALES MARTÍNEZ
LOS REYES IZTACALA, TLALNEPANTLA, EDO DE MEX, MAYO, 2014

UNAM – Dirección General de Bibliotecas
Tesis Digitales
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mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro,
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el
respectivo titular de los Derechos de Autor.

RECONOCIMIENTO

El presente trabajo de investigación se realizó en el laboratorio de Farmacognosia
de la Unidad de Biología y Prototipos (UBIPRO) en la Facultad de Estudios
Superiores (FES) campus Iztacala.
Fue dirigido por la Dra. María Margarita Canales Martínez.

Fue revisado por el siguiente jurado:
Dr. César Mateo Flores Ortiz
M. en C. Irene Frutis Molina
Dra. Ma. Margarita Canales Martínez
Dr. Marco Aurelio Rodríguez Monroy
M. en C. Ángel Durán Díaz

Para la realización de esta Tesis se contó con el apoyo de:
UNAM PAPIIT IN218511
UNAM PAPIIT IN213713

Dedicado a:

Mis padres, por darme siempre todo su apoyo incondicional, gracias por
mostrarme desde pequeña los distintos paisajes de la República Mexicana,
por enseñarme el valor de cultivar y sobre todo por su amor.

Mis hermanos, por acompañarme en esta vida, por los buenos momentos
que hemos pasado y que pasaremos.

Todas personas que me han acompañado durante mis estudios y me dieron
su amistad, en especial a l@s de biología, por descubrir conmigo las
maravillosas formas que tiene la vida, por compartir su tiempo y sueños.

Agradecimientos:
A mi asesora y directora de tesis Dra. Ma. Margarita Canales Martínez, por
todo su apoyo, comprensión y por sus valiosas enseñanzas.
A mis sinodales Dr. Cesar Mateo Flores Ortiz, M. en C. Irene Frutis Molina,
Dr. Marco Aurelio Rodríguez Monroy y al M. en C. Ánguel Duran Diaz, por
interesarse y apoyarme para que esta investigación se realizara lo mejor
posible.
Al M. en C. Luis Barbo, por acompañarme con sus enseñanzas a lo largo de
la carrera, por la paciencia y disponibilidad que tuvo para la elaboración de
este trabajo, gracias, por ser tan buen maestro.
A tod@s mis compañero@s del laboratorio de Farmacognosia, a las
maestras Karla, Ana, Rebeca y Nelly, por su apoyo en la aplicación de las
técnicas, por su tiempo, a Miriam, Marlene, Lesslie, Javier, Carlos, Teo,
Juan, Ricardo, Aura, Mayra, Ale, Michael, Óscar y Guadalais, por
acompañarme en la elaboración de este trabajo, por compartir sus
conocimientos, por los consejos y por su amistad.
Al Laboratorio de Secuenciación de la FES-I, a la Dra. Martha Martínez
García, al M. en C. Alejandro Monsalvo y Ariadna Contreras Juárez, por su
apoyo en la obtención de la secuencia genética de Morchella sp.

ÍNDICE GENERAL
Índice general……………………………………………………………………... 3
Índice de cuadros…………………………………………………………………. 7
Índice de figuras…………………………………………………………………... 8
Resumen……………………………………………………………………………10
Introducción………………………………………………………………………...12
Antecedentes……………………………………………………………………….17
Objetivos………………………………………………………………………….....18
Material y Métodos………………………………………………………………....19
Obtención del material…………………………………………..………………...19
Extracción de ADN………………………………………………………………...19
Obtención de los extractos………………………………………………..……....20
Estudio bromatológico……………………………………………………………..21
Cuantificación de Carbohidratos ………………………………………………..21
Determinación de Carbohidratos por cromatografía líquida de alta
Resolución (HPLC)………………………………...............................................21
Cuantificación de Proteínas……………………………………………………...21
Determinación de Lípidos por Cromatografía de Gases acoplado a
espectrometría de masas……………………………………………………..…...22
Determinación del ácido Ascórbico (Vitamina C)…………………………........23
Pruebas biológicas………………………………………………………………....23
5

Evaluación de la actividad antibacteriana ………………………………….…….23
Evaluación de la actividad antifúngica………………………………………...….25
Actividad antioxidante…………………………………………………………….....28
Determinación de metabolitos secundarios………………………………………28
Flavonoides totales…………………………………………………………………..28
Citotoxicidad…………………………………………………………………….…….29
Pruebas estadísticas………………………………………………………….……...30
Resultados:…………………………………………………………………….……...31
Extracción de ADN…………………………………………………………….……..31
Rendimiento de los extractos..……………………………………………….…......31
Estudio bromatológico………………………………………………………...….….32
Carbohidratos………………………………………………………………………...32
Determinación de Carbohidratos…………………………………………………..34
Proteínas……………………………………………………………………………...35
Determinación del ácido Ascórbico (Vitamina C) ………………………….…....35
Determinación de Lípidos…………………………………………………………..36
Actividad antibacteriana.……………………………………………………….......41
Evaluación cualitativa……………………………………………………………....41
Evaluación cuantitativa………………………………………………………..…....45
Actividad antifúngica.………………………………………………………...…..…46
Evaluación Cualitativa……………………………………………………...……....46
6

Evaluación Cuantitativa…………………………………………………………….47
Actividad antioxidante ……………………………………………………………...48
Determinación de los metabolitos secundarios …………………………………49
Flavonoides…………………………………………………………………………..54
Citotoxicidad de los extractos…………………………………………….…….......54
Discusión de resultados………………………………………………………….…56
Conclusiones ………………………………………………………………………..71
Apéndices…………………………………………………………………………….72
Apéndice 1. Descripción de Morchella sp……………….. ………………………72
Apéndice 2. Zona de procedencia…………………………………………………76
Apéndice 3. Cuantificación de carbohidratos……………………………….……80
Apéndice 4. Determinación de Carbohidratos por cromatografía
de alta resolución (HPLC). ………………………………………………………….83
Apéndice 5. Cuantificación de Proteínas por el método de Bradford…………..84
Apéndice 6. Determinación del ácido Ascórbico (Vitamina C) …………..…......85
Apéndice 7. Método de difusión en agar de Kirby-Bauer……………………….86
Apéndice 8. Microtécnica de dilución en caldo…………………………………..89
Apéndice 9. Inhibición del crecimiento radial (Wang y Bun, 2002)………..…..91
Apéndice 10. Determinación de la concentración fungicida media
(CF50) (Método modificado de Wang y Bun, 2001)…………………………..…..92

Apéndice 11. Método de reducción del radical 2,2-difenil-1-picrilhidracil
(DPPH) ……………………………………..…………………………..……………93
Apéndice 12. Cromatogramas de HPLC…………………………...………….....94
Apéndice 13. Flavonoides totales (Ramamoorthy et al., 2007) …………….....99
Apéndice 14. Técnica para cultivo de células Ca Ski……………………….…102
Apéndice 15. Técnica de cristal violeta……………………………………….…104
Apéndice 16. Estadística descriptiva………………………………………….…104
Bibliografía. ……………………………………..……………………………….....110

ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Cepas bacterianas. ……………………………………………………24
Cuadro 2.Cepas de levaduras. …………………………………………………...26
Cuadro 3. Cepas de hongos filamentos……………………………………….....27
Cuadro 4: Rendimiento de los extractos de Morchela sp. …………………......31
Cuadro 5. Contenido de carbohidratos ………………………………………….33Cuadro 6. Porcentaje por cada 100gr del cuerpo fructífero
de Morchella sp……………………………………………………………..……….36
Cuadro 7. Análisis realizado en GC-MS del extracto hexánico
de Morchella sp……………………………………..…………………………….....38
Cuadro 8. Análisis realizado en GC-MS del extracto metanólico
de Morchella sp. ……………………………………..………………………….......40
Cuadro 9. Actividad antibacteriana del extracto acuoso y metanólico del cuerpo
fructífero de Morchella sp. ……………………………………………………..….42
Cuadro 10. CMI de los extractos de Morchella sp. ………………………….......46
Cuadro 11. Actividad de los extractos sobre cepas de hongos
filamentosos.……………………..……………………………………………….….47
Cuadro.12.Concentración fungicida sobre cepas de hongos
filamentosos......................................................................................................48
Cuadro 13. UV y tiempo de retención del HPLC Morchella agua…………...…50
Cuadro 14. UV y tiempo de retención del HPLC Morchella metanol………......52

ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1: Porcentaje del rendimiento de los extractos de Morchella sp……….32
Figura 2. Curva patrón para la cuantificación de carbohidratos por el método de
Nelson-Somogy. …………………………………………………………………..…33
Figura 3. Cromatograma de HPLC de la composición de carbohidratos del cuerpo
fructífero de Morchella sp…………………………………………………….….…..34
Figura 4. Curva patrón para cuantificar proteínas por el método de Bradford.
……………………………………..……………………………………………….….35
Figura 5. Cromatograma del extracto hexánico de Morchella sp……….………37
Figura 6. Cromatograma del extracto metanólico de Morchella sp…….….……39
Figura 7. Diagrama de caja: Halos de inhibición de los extractos
y el control sobre todas las especies bacterianas ensayadas..…………….......43
Figura 8. Diagrama de caja: Halos de inhibición de los extractos
y el control sobre las cepas bacterianas ensayadas..…………………….….….44
Figura 9. Diagrama de caja: Halos de inhibición de los extractos
sobre bacterias Gram negativas y Gram positivas….………………………..…..41
Figura 10. Porcentaje de reducción del DPPH de los
extractos acuoso y metanólico de Morchella sp..………………………………...49
Figura 11.Cromatograma del HPLC, extracto acuoso de Morchella sp.……..51
Figura 12. Cromatograma del HPLC, extracto metanólico
de Morchella sp. …..……………………………………..………………………….53

Figura 13. Porcentaje de mortalidad para el extracto
de Morchella metanol……………………………………………………………..55
Figura 14. Porcentaje de mortalidad para el extracto de Morchella agua…..55
Figura 15. Cuerpo fructífero de Morchella sp. …………………………………74
Figura 16. Ubicación geográfica de Santa Ana Jilotzingo…………………....77
Figura 17. Vista aérea de la zona de colecta…………………………………...78
Figura 18. Curva patrón del extracto metanólico para
cuantificar flavonoides……………………….………………………………...….101
Figura 19. Curva patrón del extracto acuoso para
cuantificar flavonoides…………………………………………………………….102

Resumen:
Los hongos tienen un gran potencial para ser usados como una fuente de alimento
nutricionalmente óptimo, y como una medicina con actividad biológica y
fisiológicamente beneficial. Debido a estas propiedades, éstos son reconocidos
como comida funcional, un valioso recurso nutracéutico y de medicina natural, ya
que además de sus características nutricionales, mejoran la salud y reducen el
riesgo de contraer enfermedades. Morchella es uno de los géneros de hongos
comestibles altamente valorados en el mundo, estos hongos han atraído a muchos
micólogos debido al alto valor comercial, a su apariencia y a su buen sabor, con el
propósito de aplicarlo como medicina. Tomando en cuenta lo antes mencionado, el
objetivo de este trabajo fue evaluar las propiedades nutracéuticas de Morchella sp.
Se utilizaron los cuerpos fructíferos de Morchella sp. para realizar dos extractos,
uno metanólico (MM) y otro acuoso (MA). Se hizo un estudio bromatológico en el
que se encontró que por cada 100 g del cuerpo fructífero del hongo hay 2.6% de
Vitamina C, 8.2% de Proteínas y 25.4% de Carbohidratos, de estos se identificó a
la fructuosa con 13.5 mg y sacarosa con 4.56 mg. Se analizó por medio de una
GC-MS los lípidos presentes, mostrando que los que tuvieron mayor abundancia
en el extracto metanólico fueron el ácido linoleíco con 51.18 % y el ácido palmítico
con 2.7% y del extracto hexánico mostró la presencia del ácido oleico con 24.54%
seguido por el metil éster del ácido 8,11-octadecadienoico.
Se realizaron pruebas de actividad biológica sobre 15 cepas bacterianas, el
extracto acuoso mostró actividad contra 6 cepas, mientras que el metanólico sobre
2, existiendo diferencias significativas sobre su actividad. También se mostraron
diferencias significativas sobre el tipo de cepa, ya que las más sensibles fueron las
bacterias Gram positivas. Con respecto a la actividad fungicida, los extractos no
inhibieron el crecimiento de levaduras, mientras que 6 cepas de hongos
filamentosos fueron inhibidas por ambos extractos, siendo la más sensible
Trichophyton mentagrophytes con una CF25 de 7.3 µg/mL. El extracto metanólico
reduce el DPPH a una CA50 de 53.17 µg/mL mientras que el acuoso obtuvo una
CA50 de 43.23 µg/mL. Se cuantificaron 4.5 µg de flavonoides por 1g de extracto
12

metanólico, mientras que el extracto acuoso contiene13.25 µg/g, además contiene
fenoles, ácidos fenólicos, cumarinas y anillos aromáticos con carbonilo unido y una
o dos sustituciones, mientras que el metanólico mostró los mismos metabolitos
exceptuando a los ácidos fenólicos. De acuerdo con los estándares del Instituto
Nacional de Cáncer (NCI) ninguno de los extractos son tóxicos. Por lo que
podemos reconocer a Morchella sp. como un nutracéutico.

Introducción:
Debido a la importancia que tienen los hongos dentro de la naturaleza tanto por su
papel en la alimentación humana y en la prevención de enfermedades, como por
su acción en el ecosistema y al hecho de que han estado ligados al hombre desde
tiempos inmemoriales, los estudios realizados sobre estos organismos han
permitido incrementar su conocimiento en aspectos taxonómicos, ecológicos,
nutricionales, farmacológicos y bioquímicos (Guzmán et al., 1992).
Los hongos son organismos eucariotas, unicelulares o pluricelulares, que
presentan nutrición heterotrófica y se reproducen por esporas asexuales y
sexuales. En la naturaleza su función principal es descomponer y transformar la
materia orgánica en sustancias más simples y asimilables para ser utilizadas por
otros seres vivos. Pero también pueden desarrollarse formando asociaciones de
beneficio mutuo con las raíces de las plantas (micorrizas) y con algas dando
origen a los líquenes (Rojas, 2012).
Durante miles de años, los hongos han sido valorados por la humanidad como un
recurso comestible y medicinal (Wasser, 2002), incuestionablemente estos han
ejercido y ejercen una gran influencia en la vida del hombre (Calonge, 1990).
La aplicación de los hongos como medicamentos, se remonta al año 3000 aC,
especialmente en las terapias orientales tradicionales. Después de descubrir la
penicilina, los hongos fueron considerados como una rica fuente de antibióticos
naturales y otros compuestos (Moradali et al., 2007).
En la medicina popular Mexicana, son varias las especies de hongos
macroscópicos que se emplean como remedios para el tratamiento de heridas en
la piel, hemorragias, disentería, estreñimientos, úlceras, granos, etc. (Díaz-Barriga,
2002). Guzmán (1994) hace mención al uso de cerca de 100 especies, entre
hongos y líquenes, a los que les atribuyen propiedades medicinales, además la
medicina moderna emplea muchos antibióticos y varios productos extraídos de los
hongos para diversos padecimientos. También de los hongos se han aislado

principios anti cancerígenos y anti microbianos de mucha importancia (Díaz-
Barriga, 2002).
Lasenfermedades infecciosas representan unas de las causas de mayor
mortalidad en los humanos. Para el control de los patógenos que las ocasionan,
se utilizan numerosos antibióticos, sin embargo la resistencia a éstos ha
incrementado los problemas de salud pública. Los antibióticos en los hongos están
poco documentados, por lo que es importante el descubrimiento de nuevos
agentes antimicrobianos. Y estos compuestos antimicrobianos, podrían ser
aislados de muchas especies de hongos, lo que podría ser benéfico para los
humanos (Yamac y Bilgili, 2006), ya que los hongos producen compuestos
antibacterianos y antifúngicos para desarrollarse en su medio natural, como las
plantas, los hongos utilizan una variedad de metabolitos secundarios, incluyendo
compuestos fenólicos, terpenos y esteroides (Kalyoncu et al., 2010).
Muchas enfermedades degenerativas son asociadas a que radicales libres
provocan estrés oxidativo en el DNA, proteínas y otras macromoléculas.
desencadenando una serie de reacciones no deseables que pueden conducir al
desarrollo de padecimientos como cáncer, problemas cardiovasculares y el natural
envejecimiento. Los antioxidantes son compuestos que por su estructura química
frenan la formación de radicales libres, previenen o permiten tratar las
enfermedades causadas por el estrés oxidativo. (Tsutani et al., 2008)
Recientemente los hongos son considerados por ser un buen recurso antioxidante,
por la variedad de ácidos que contienen y además de que pueden ser usados
como un buen recurso antibiótico y antioxidante natural, se puede utilizar como
suplemento alimenticio (Kalyoncu et al., 2010).
Los hongos tienen un gran potencial para ser usados como una fuente de alimento
nutricionalmente óptimo, y como una medicina con actividad biológica,
fisiológicamente benéfica y no tóxica. Es por esto que los hongos silvestres se
están volviendo importantes en nuestra dieta, por sus características nutricionales
y farmacológias (Barros et al., 2007c). Muchos estudios previos muestran a los
hongos como una atractiva comida funcional y como una opción para el desarrollo

de medicinas y drogas, debido a sus efectos farmacológicos contra microbios
patógenos (Gbolagade y Fasidi, 2005). Ahora se les reconoce como alimentos
funcionales y como fuente de componentes fisiológicamente beneficiosos. Estos
han demostrado mejorar la salud del corazón, bajar el riesgo de cáncer, promover
la función inmune para protegerse de los virus, las bacterias y de hongos
patógenos, reducir la inflamación, combatir alergias, ayudan a equilibrar los
niveles de azúcar en la sangre y apoyan al mecanismo de la desintoxicación del
cuerpo (Lo y Cheung, 2005).
Los hongos silvestres son cada vez más importantes en nuestra dieta por aportar
una adecuada nutrición (Barros et al., 2007b), por sus características
organolépticas (Maga, 1981) y propiedades medicinales (Lee et al., 2009). Ya que
su alto contenido de proteínas y bajo contenido de grasas hacen a estos hongos
excelentes alimentos para su uso en las dietas bajas en calorías (Barros et al.,
2007c).
Desde tiempos remotos, el hombre los ha utilizado como alimento, algunos de
estos han sido considerados delicadezas gastronómicas cuando se consumen
entre los ingredientes principales del material nutritivo, o como elementos
complementarios y condimentos del mismo (Herrera y Ulloa, 1990).
También es importante mencionar que estos contienen todos los principios
alimenticios nutricios para que una persona sana sobreviva utilizándolos como
única fuente energética (Calonge, 1990), además tienen gran importancia
etnomicológica porque constituyen un alimento muy estimado por los indígenas de
diversos grupos étnicos y en general, por los campesinos de las regiones donde
se desarrollan los hongos (Herrera y Ulloa, 1990), también por que la tradición por
comer hongos en México tiene raíces ancestrales, las cuales datan de la época
prehispánica, ya que México es un país excepcionalmente rico en especies de
hongos, debido fundamentalmente a la variedad de climas que tiene
(Guzmán,1978).

Los hongos contienen una enorme diversidad de biomoléculas con propiedades
nutricionales y/o bioactivas. Debido a estas propiedades, estos son reconocidos
como comida funcional, un valioso recurso nutracéutico y de medicina natural
(Heleno et al., 2013). Por lo que están considerados entre los “alimentos
funcionales” o nutracéuticos, lo que quiere decir que son alimentos que además de
sus características nutricionales, mejoran la salud y reducen el riesgo de contraer
enfermedades (Reyes el al., 2009). Por lo que son convenientemente más y más
importantes en nuestra dieta por estas características nutricionales y
farmacéuticas (Manzi et al., 2001)

Un nutracéutico puede ser definido como una substancia que puede ser
considerada un alimento o parte de un alimento que provee beneficios, médicos o
a la salud, como la prevención y tratamiento de enfermedades. Algunos ejemplos
de nutracéuticos, o alimentos funcionales, son la fibra dietética, ácidos grasos
polisaturados, proteínas, ácidos orgánicos, minerales y vitaminas (Andlauer y
Furst, 2002).
La capacidad de algunos de los alimentos para reducir el riesgo de enfermedades
crónicas se ha asociado, al menos en parte, a la ocurrencia de metabolitos
secundarios (fitoquímicos) que se ha demostrado ejercen una amplia gama de
actividades biológicas. En general, estos metabolitos tienen una baja potencia
como compuestos bioactivos en comparación a las drogas farmacéuticas, pero ya
que se ingieren con regularidad y en cantidades significativas, como parte de la
dieta, pueden tener un efecto fisiológico perceptible a largo plazo (Espin et al.,
2007).
Hoy en día, las moléculas constitutivas de los macrohongos y los metabolitos
secundarios se conocen como compuestos bioactivos, estos compuestos
pertenecen a los polisacáridosy glicoproteínas, que participan en la inmunidad
innata y adaptativa, lo que resulta en la producción de citoquinas (Fata et al.,
2007).

Muchos tipos de hongos comestibles y medicinales se ha reportado que tienen
varias actividades fisiológicas como anticomplementaria, antioxidante, y con
actividades antitumorales (He et al., 2012), tal es el caso de Morchella esculenta,
que pertenece a la familia Morchelaceae de los Ascomycota, es uno de los hongos
comestibles más deseable y conocido en el mundo. M. esculenta ha atraído a
muchos micólogos debido al alto valor comercial, a su apariencia, y a su buen
sabor, con el propósito de aplicarlo como medicina (Prasad et al., 2002) además
de ser uno de los géneros de hongos comestibles altamente valorados en el
mundo (Heleno et al., 2013). Recientemente, se ha demostrado que las especies
de Morchella poseen actividades anti-inflamatoria, antitumoral, antioxidante y
antimicrobiana (Alves et al., 2012). Sin embargo en México hay pocos estudios
acerca de las propiedades medicinales y el contenido nutricional de los hongos y
en especial del genero Morchella, por lo que es importante realizar más estudios
de este tipo para conocer mejor nuestros recursos naturales.

Antecedentes:
Mau et al., (2004) realizaron un estudio de las propiedades antioxidantes de los
extractos metanólicos del micelio de Grifola frondosa, Morchella esculenta y
Termitomyces albuminosus. Mostrando una alta actividad antioxidante. Los
fenoles totales fueron el principal origen natural de los componentes antioxidantes
encontrados en los extractos metanólicos.
Badshah et al., (2012) Probaron la actividad de los extractos metanólico y
etanolico de Morchella esculenta, Calvatia gigantea y Astreus hygrometricus
contra 6 bacterias, el extracto metanólico de M. esculenta mostró actividad contra
Vibrio cholerae y el etanolico contra Escherichia coli, sin embargo tuvieronpoca
actividad antifungica contra Aspergillus.
Heleno et al., (2013) realizaron un estudio de la composición química y las
propiedades antioxidantes y antimicrobianas de Morchella esculenta. Concluyeron
que el cuerpo fructífero de este hongo es rico en carbohidratos, proteínas, y que
contiene muchos compuestos bioactivos, como ácido orgánicos, compuestos
fenólicos, ácidos grasos polisaturados. El extracto tuvo efecto contra 5 bacterias.
Tomando en cuenta lo anterior, en este trabajo se plantearon los siguientes
objetivos.

Objetivo general:
Evaluar las propiedades nutracéuticas de Morchella sp.

Objetivos particulares:
1. Identificar al cuerpo fructífero del hongo mediante técnicas moleculares
utilizando la región ITS del ARNr.
2. Obtener el extracto metanólico y acuoso de Morchella sp.
3. Determinar la concentración de vitamina C y realizar los estudios
bromatológicos del cuerpo fructífero de Morchella sp. para establecer sus
propiedades nutrimentales.
4. Evaluar la actividad antibacteriana de los extractos utilizando el método de
difusión en agar Kirby- Baüer.
5. Determinar la concentración mínima inhibitoria (CMI) y bactericida mínima
(CBM) del extracto activo por el método de microdilución en caldo de los extractos
activos.
6. Determinar el efecto antifúngico del extracto de forma cualitativa y
cuantitativamente utilizando el método de difusión en agar Kirby- Baüer para
levaduras y la técnica de inhibición del crecimiento radial para hongos
filamentosos (micromicetos).
7. Determinar la capacidad antioxidante de los extractos metanólico y acuoso del
cuerpo fructífero de Morchella sp. utilizando el método de reducción del DPPH.
8. Determinar los metabolitos secundarios presentes en los extractos de Morchella
sp.
9. Determinar la citotoxicidad de los extractos del cuerpo fructífero de Morchella
sp.

Materiales y Métodos:
Obtención del material:
El cuerpo fructífero de Morchella sp. (Apéndice 1) fue comprado en Santa Ana
Jilotzingo, Estado de México (Apéndice 2), a un hongero local, durante el mes de
Octubre del 2012. Posteriormente, el hongo se ingresó en una cámara de
deshidratado, para obtener el extracto.

Extracción de ADN:
Se pulverizó 0.1g de muestra de tejido con nitrógeno líquido en un mortero. La
extracción de ADN genómico del organismo se realizó siguiendo el protocolo
descrito por Mo.Bio™ para el kit de extracción “Ultra Clean Plant DNA Isolation”.
Por medio de electroforesis horizontal, realizada en un gel de agarosa al 0.8 % en
100mL de TBE al 0.5X , se verificó la calidad del ADN extraído (5 µL). Se utilizaron
5 µL del marcador de peso molecular KAPAExpress Ladder™ de 1 kb. La
electroforesis se llevó a cabo durante 40 min a 110V y 100mA.
Reacción en cadena de la polimerasa:
A partir del ADN extraído, se amplificó la región ITS del ARNr del organismo,
mediante la PCR con los primers ITS 5 GGAAGTAAAAGTCGTAACAAGG e ITS4
TCCTCCGCTTATTGATATGC (White, 1990). La reacción en cadena de la
polimerasa se realizó en el termociclador T100 de BIO-RAD™ bajo las siguientes
condiciones: 95° 1’; 30 ciclos de 95° 1’, 53° 1’, 72° 1’; 72° 7’; 4° α (continuo),
utilizando 0.125 µL de la DNA pol. de MyTaq™ (5u/µL), 5 µL de Buffer 5X
MyTaq™ (BIOLINE). Se utilizaron 2µL de ITS 4 E ITS 5 de Sigma Aldrich Quimica
(10µM), 1.5 µL del ADN aislado en 16.5 mL de H2O por reacción.
Por medio de la electroforesis horizontal, que se realizó en un gel de agarosa al
1.2 % en 100ml de TBE al 0.5X , se comprobó la amplificación de los
Espaciadores Transcritos Internos (5 µL). Se utilizaron 5 µL del marcador de peso

molecular KAPAExpress Ladder™ de 1 kb. La electroforesis se llevó a cabo
durante 40 min a 110V y 100mA.
La secuencia del amplicon fue obtenida con el secuenciador ABI/Hitachi 3130XL
(16 capilares) de Genetic Analizer (del laboratorio de secuenciación de la FES-I),
con los primers ITS 5 e ITS4 en dirección 5’-3’ hasta una longitud aproximada de
500 a 700 pb. Dicha secuencia, se analizó y edito empleando el software
Geneious R7.
La secuencia editada, se comparó con las secuencias que pertenecen a la base
de datos del Centro Nacional para la Información de la Biotecnología (NCBI
GenBank), mediante la búsqueda BLAST para caracterizar al ejemplar.

Obtención de los extractos:
El extracto fue obtenido por el método de maceración (Domínguez, 1973). El
cuerpo fructífero seco pesó 73.95 g y se colocó en trozos en un matraz con
metanol, se obtuvo el extracto metanólico crudo, el cual se filtró y destiló a presión
reducida en un rotavapor. El extracto se colocó en un recipiente de vidrio con la
finalidad de completar la evaporación del solvente. También se obtuvo un extracto
acuoso macerando los trozos del cuerpo fructífero con agua, el cual se filtró y se
comenzó a evaporar al vacío, para posteriormente terminar con la evaporación
sobre un recipiente de vidrio. El rendimiento del extracto se determinó por
diferencia de peso con relación al peso seco del hongo.
De esta forma se obtuvieron 2 extractos:
MM: Fracción metanólica
MA: Fracción Acuosa

Estudio bromatológico:
Cuantificación de Carbohidratos por la técnica de Nelson-Somogy:
Primero se realizó la extracción de carbohidratos utilizando 1g del cuerpo fructífero
deshidratado y posteriormente se hizo la cuantificación por el método de Nelson-
Somogy (González y Peñalosa, 2000) utilizando 1 mL de la muestra problema, la
cual se procesó de acuerdo a la curva patrón, como lo describe la técnica, el
patrón fue glucosa 200 µg/mL (Apéndice 3).

Determinación de Carbohidratos por cromatografía líquida de alta resolución
(HPLC):
Se realizó una cromatografía líquida de alta resolución para determinar los
carbohidratos presentes en la muestra problema del cuerpo fructífero, los patrones
con los que se hizo la comparación fueron: Glucosa, Fructosa, Sacarosa, inulina y
Maltosa, la fase móvil que se utilizó fue H2O. La preparación de la muestra
consistió en pesar 1 mg del cuerpo fructífero seco en 10 mL de agua destilada, se
centrifugó a 14 000 rpm por 5 minutos y se inyectaron 20 µL en el HPLC (con un
detector de índice de refracción) marca Agilent series 1100, con una columna para
carbohidratos de 30 cm x 7.8 cm SUPELCOGEL CA, utilizando como fase móvil
agua bidestilada. Una vez que se corrió la muestra se comparó y cuantificó la
concentración de cada azúcar presente mediante el área bajo la curva (Apéndice
4).

Cuantificación de Proteínas solubles por el método de Bradford:
Para cuantificar proteínas primero se realizó la extracción a partir de 1 g del
cuerpo fructífero fresco adicionando 20 mL de metanol/cloroformo/agua 12:5:3 v/v,
se homogeneizó el tejido en un mortero frío, y se centrifugó a 5000 rpm, se colectó
el sobrenadante. Se re extrajo el residuo agitándolo 5 min con otros 5mL de

mezcla metanol/cloroformo/agua. Se centrifugó y se juntó este segundo
sobrenadante con el primero.
Se agregó al extracto 1mL de cloroformo, luego 1.5mL de agua; se centrifugó para
separar las 2 fases y se retiró la fase clorofórmica. El sobrenadante es el que
contiene las proteínas para realizar la cuantificación por el método de Bradford,
utilizando como patrón BSA 100 µg/mL, se leyó en el espectrofotómetro a 595nm
(González y Peñalosa, 2000) (Apéndice 5).

Determinación de Lípidos por Cromatografía de Gases acoplada a
espectrometría de masas:
El análisis por cromatografía de gases acoplado a espectrometría de masas (GC-
MS) se realizó utilizando un Cromatógrafo de gases Modelo 6850 de Agilent
Technologies, acoplado a un espectrómetro de masas modelo 5975C, de la misma
marca, con columna capilar de 30 m de largo x 0.25 mm de diámetro con 25 μm
de película y un flujo inicial de 1.0mL/min, horno a temperatura: inicial de 70°C
durante 2 minutos, primer rampa de calentamientoa 250°C y la segunda a 300°C
por un tiempo de 28.25 minutos, modo de inyección split; radio 50.4:1, flujo del
split: 49.9mL/min, con temperatura inicial de 250°C, detector con 290°C, impacto
electrónico con energía de 70 eV (electrón Volts); rango de masa: 35 a 600 m/z;
barrido completo y Helio como gas de arrastre.
Se realizó una esterificación de los extractos, el primer extracto fue una muestra
de hongo seco que se dejó en hexano durante 1 semana, y se tomó de este 3 mL
y del extracto metanólico se tomaron 5 mg, los 3 mL del extracto hexánico y los 5
mg del metanólico se colocaron en 100 µL de un estándar interno (Ácido
heptadecanoico) que se dejó evaporar y se le agregaron 500 µL de trifloruro de
Boro al 12%. Esto se calentó en agua hirviendo por 20 min. Se le agregaron 500
µL de H2O y de hexano.

La identificación de los compuestos volátiles se realizó a partir de la inyección de
2µL de la muestra y se obtuvo mediante la comparación del espectro de masas
con la base de datos del equipo.

Determinación del ácido Ascórbico (Vitamina C):
En esta técnica se determinó la cantidad de ácido ascórbico presente en el cuerpo
fructífero y fue cuantificada por titulación con el indicador 2, 6-
diclorofenolindofenol, el cual es reducido por el ácido ascórbico a una forma
incolora.
Primero se pipetearon 2 mL de la solución patrón de ácido ascórbico en un matraz
Erlenmeyer de 250 mL se adicionaron 10 mL de ácido acético al 10% y 50 mL de
agua destilada. Se tituló este contenido con la solución de 2, 6-
diclorofenolindofenol hasta que un color ligeramente rosado persistiera por 15
segundos. Se calcularon los mg de ácido ascórbico que son equivalentes con 1
mL de indicador. Para el cuerpo fructífero se titularon 2mL y se siguió con el
mismo procedimiento que el patrón. Se calculó la cantidad de ácido ascórbico en
porcentaje por 1g del cuerpo fructífero (Murillo, 2006) (Apéndice 6).

Pruebas bilógicas:
Evaluación de la actividad antibacteriana:
Para la evaluación de la actividad antibacteriana del extracto de Morchella sp. se
utilizaron 15 cepas bacterianas (siete Gram positivas y siete Gram negativas) de
importancia médica (Cuadro 1).

Cuadro 2. Cepas bacterianas.

Tipo Cepa Número ATCC, clasificación o donadas
por:

G
ra
m
p
os
iti
va
s
Streptococcus mutans
Staphylococcus aureus
ATCC 35668 cepario del CINVESTAV
ATCC 12398
Staphylococcus epidermidis ATCC 35984
Staphylococcus epidermidis
Staphylococcus epidermidis
FES Cuautitlán
ATCC 12228 donada por la CUSI
Actinomyces viscosus WFCC 449 adquirida en la ENCB (IPN)
CDBB-B1533 cepario del CINVESTAV Enterococcus faecalis

G
ra
m
n
eg
at
iv
as

Pseudomonas aeruginosa CDBB-B-999 cepario del CINVESTAV
Pantoea agglomerans CDBB-B-959 cepario del CINVESTAV
Enterobacter aerogenes CDBB-B-958 cepario del CINVESTAV
Proteus miriabilis Caso clínico donada por el Hospital los
Ángeles
Escherichia coli Donada por la CUSI, caso clínico.
Vibrio cholerae Caso clínico
Vibrio cholerae CDC V12 (El Tor)

Evaluación cualitativa
La evaluación cualitativa de la actividad antibacteriana, se llevó a cabo de acuerdo
con el método de difusión en agar de Kirby-Baüer, en el cual los discos fueron
impregnados con 2 mg del extracto a probar; como control positivo se utilizaron
sensidiscos con 25 µg de cloramfenicol, y como control negativo se utilizaron
sensidiscos con 10 µL del solvente empleado para diluir el extracto que se evaluó
(Vanden Berghe y Vlietinck, 1991) (Apéndice 7).

Evaluación cuantitativa
Para determinar la Concentración Mínima Inhibitoria (CMI) y la Concentración
Bactericida Mínima (CBM) se utilizó la microtécnica de dilución en caldo, en donde
las concentraciones empleadas fueron: 12000, 10000, 8000, 6000, 4000, 2000,
1000 µg/mL Las cajas se inocularán con 50 µL de un cultivo bacteriano a una
concentración de 1X105 UFC/mL durante 24 hrs (Koneman et al., 1985) (Apéndice
8).

Evaluación de la actividad antifúngica:
Levaduras:
Se utilizaron 9 cepas de levaduras con importancia médica (Cuadro 2).
La evaluación cualitativa de la actividad sobre levaduras, se llevó a cabo de
acuerdo con el método de difusión en agar de Kirby-Baüer, en el cual los discos
fueron impregnados con 2 mg del extracto a probar; como control positivo se
utilizaron sensidiscos con 25 µg de nistatina, y como control negativo se utilizaron
sensidiscos con 10 µL del solvente empleado para diluir el extracto que se evaluó
(Vanden Berghe y Vlietinck, 1991) (Apéndice 7).

Cuadro 2.Cepas de levaduras.
Cepa Número ATCCC, clasificación o
donadas por.
Candida albicans Donada por el laboratorio Análisis
Clínicos FES Iztacal.
Candida albicans ATCC 14065 donada por Laboratorio
de Micología y Parasitología de la
Facultad de Medicina UNAM.
Candida albicans ATCC 32354 donada por el laboratorio
Análisis Clínicos FES Iztacal.
Candida albicans CDBB-L-1003 cepario del CINVESTAV
Candida glabrata CDBB-L-1536 cepario del CINVESTAV
Candida tropicalis Donada por el Hospital Los Ángeles
Candida tropicalis CDBB-L-1098 cepario del CINVESTAV
Candida tropicalis Donada por la FES Cuatitlán
Candida glabrata Donada por el Hospital Los Ángeles

Hongos filamentosos (micromicetos):
Para la evaluación de la actividad antifúngica del extracto de Morchella sp. sobre
hongos filamentosos se utilizaron 6 cepas con importancia médica (Cuadro 3)

Cuadro 3. Cepas de hongos filamentos
Cepa Número ATCC, clasificación o
donadas por:
Fusarium sporotrichioides NRLL3299 (donada por el Laboratorio
de Fisiología Vegetal de la UBIPRO de
la FES Iztacala).
Fusarium moniliforme CDBB-H-265 cepario del CINVESTAV.
Trichophyton mentagrophytes CDBB-H-1112 cepario del CINVESTAV
Aspergillus sp.

Donada por el Dr. Rodolfo de la Torre
Almaraz, Laboratorio de Microbiología
de la UBIPRO, Fes Iztacala.
Aspergillus niger CDBB-H- 179 cepario del CINVESTAV.
Rhizoctonia lilacina CDBB-H-306 cepario del CINVESTAV.

Evaluación cualitativa:
Para el análisis cualitativo se utilizó la técnica de inhibición del crecimiento radial
(Apéndice 9) usando una concentración de 2mg por disco del extracto a probar,
como control positivo Ketoconazol (7µg) y como control negativo se utilizó
sensidiscos impregnados con 10µL del solvente utilizado para disolver el
problema. Todos los bioensayos se realizaron por triplicado (Wang y Bun, 2002).
Evaluación cuantitativa:
Para la determinación fungicida media (CF50) y la concentración fungicida mínima
(CFM), se utilizó el método de inhibición del crecimiento radial (Wang y Bun, 2002)
se determinó la concentración fungicida media (CF50), utilizando 6.0, 4.0, .2.0, 1.0,

0.5, y 0.25 mg/mL de los extractos a probar. Cada bioensayo se realizó por
triplicado (Apéndice 10).

Capacidad antioxidante:
La capacidad antioxidante se evaluó con el método de reducción del radical 2,2-
difenil-1-picrilhidracil (DPPH). Se determinó la Concentración Antioxidante Media
(CA50), se utilizaron las siguientes concentraciones: 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18 y
20 µg/mL. Como control positivo se utilizó la catequina a las mismas
concentraciones que el compuesto problema. Como blanco se utilizaron pozos con
200 µL de MeOH grado HPLC (Okusa et al., 2007) (Apéndice 11).

Determinación de metabolitos secundarios:
Se realizó una cromatografía líquida de alta resolución para determinar los
metabolitos secundarios presentes en los extractos. La preparación de la muestra
consistió en pesar 3mg de los extractos y disolverlos en 600µL de agua destilada
para inyectar 25µL en el HPLC (con un detector de refracción de la luz) marca
Agilent series 1100, con una columnaAllsphere ODS- 15u, utilizando como fase
móvil de 25-25-50 (metanol-acetonitrilo-agua). Una vez que se corrió la muestra se
obtuvieron los cromatogramas y las logitudes de onda de los picos, los cuales
fueron buscados en el libro de Dey, 1989.
También se realizo una prueba colorimétrica para detectar la presencia de
flavonoides, esta consistió en ponerle unas gotas de cloruro de aluminio (AICI3) a
los extractos, y si el color viraba a anaranjado, se tomaba como positivo.
Flavonoides totales (Ramamoorthy et al., 2007):
El contenido de flavonoides totales se determinó usando una curva patrón con
quercetina (0-100 mg /L), se preparo el problema con 10mg de cada extracto en
5mL. de MeOH, posteriormente se mezclo 1mL de los problemas con 1mL de

cloruro de aluminio (AlCl3), realizando esto por triplicado. Se preparó 1mL del
extracto en solución con 1mL de metanol sin (AlCl3) como blanco y después de 10
minutos de reacción a temperatura ambiente se determinó la absorbancia a
415nm (Apéndice 12).

Citotoxicidad:
La línea de células humanas de carcinoma cervical (Ca Ski), fueron obtenidas de
American Tissue Culture Collection (ATCC, USA). Las células fueron mantenidas
en medio RPMI-1640 (Sigma), suplementado con suero fetal bovino al 10%
(GIBCO), 100 μg/mL de gentamicina (GIBCO) y 50 μg/mL de fungizona (GIBCO).
Las células se cultivaron en una incubadora con una atmósfera del 5% de CO2 a
37ºC. Las células se despegan utilizando Tripsina-Verseno 0.5% (Apéndice 14).

Prueba de citotoxicidad celular in vitro con Cristal Violeta (Badisa et al.,
2003):
Se sembraron las células en una placa de cultivo de 96 pozos a una densidad de
3x104 células por pozo y se dejan incubando por 2 horas antes del tratamiento.
Después de las 2 horas de incubación, las células fueron tratadas con diferentes
concentraciones del extracto (MM, MA) (250 – 0.24g/mL) de Morchella sp., los
ensayos se realizaron por triplicado. Las placas fueron incubadas por 48 h a 5%
de CO2 y 37ºC. La solución inicial del extracto fue obtenida disolviendo la
concentración requerida en DMSO.
Como control positivo se utilizó Doxorubicina. Los pozos con células sin ningún
tratamiento fueron considerados como control negativo. Al final del periodo de
incubación, se evaluó la viabilidad celular mediante la tinción de Cristal Violeta con
base al protocolo reportado por Badisa et al., (2003). Se elimina el medio
sacudiendo la placa. Se lava suavemente con solución salina o PBS 1X estéril
(dos veces). Con 30 L de glutaraldehído 1.1 % por 30 segundos se fijaron las

células. Se retiró el resto de metanol y se agregaron 100 L de solución de Cristal
Violeta a todos los pozos. Se incubó de 10 a 15 min a temperatura ambiente en
oscuridad y se eliminó el exceso de colorante, sacudiendo la placa. Nuevamente
se lava suavemente con solución salina o PBS 1X. Con 50 L de ácido acético al
10% se solubilizaron las células y se procedió a leer en un lector de ELISA a una
longitud de onda de 570 nm (Apéndice 15). Graficando absorbancia contra número
de células, se construyó la curva patrón a través de la cual se interpolaron las
medias de los valores de absorbancia de los grupos tratados con las diferentes
concentraciones del extracto para determinar la CL50, que es la concentración a la
que se elimina al 50% de la población celular.
Los resultados fueron descritos de acuerdo al criterio del Instituto Nacional de
Cáncer (NCI) las concentraciones que son consideradas como activas son de ≤20
µg/mL para los extractos y para los compuestos puros un valor de ≤4 µg/mL .

Pruebas estadísticas:
Se obtuvieron medidas descriptivas (Media, desviación estándar, cuartiles: 1, 2, 3
y coeficiente de variación) de los halos de inhibición de los extractos y el control
tomando en cuenta la cepa bacteriana y el tipo de cepa (Gram positivas y Gram
negativas). Se realizaron diagramas de caja para representarlos.

A los resultados obtenidos de la actividad antibacteriana se les realizó un análisis
de varianza (ANOVA de dos factores) para determinar si existen diferencias
significativas entre los extractos (Apéndice 16).
También se utilizó el análisis de regresión lineal para la cuantificación de :
Carbohidratos, proteínas, flavonoides, capacidad antioxidante, y porcentaje de
mortalidad.

Resultados:
Extracción de ADN:
La secuencia obtenida tuvo un porcentaje de identidad del 95% (mediante una
búsqueda blast) según la base de datos del NCBI con la secuencia perteneciente
a Morchella vulgaris con numero de acceso JQ 691493,1.

Rendimiento de los extractos:
El rendimiento del extracto acuoso fue mayor que el metanólico con 20.418%,
como se muestra en la cuadro 4 y figura 1. El porcentaje de rendimiento se obtuvo
tomando en cuenta que el peso de los cuerpos fructíferos en seco es el 100%, el
cual fue de 73.95gr.
Cuadro 4: Rendimiento de los extractos de Morchela sp.
Extracto Peso de extracto (g) %
MM 11.1264 15.045
MA 15.0992 20.418
MM: Extracto metanólico, MA: Extracto acuoso.

Figura 1: Porcentaje del rendimiento de los extractos de Morchella sp.
MS: Morchella Seca. MM: Extracto metanólico de Morchella sp. MA: Extracto
acuoso de Morchella sp.

Estudio bromatológico:
Cuantificación de Carbohidratos:
Con las absorbancias obtenidas para cada una de las concentraciones, se
construyó una curva patrón (Figura 2) en la que se interpolaron los tubos problema
para calcular los mg de glucosa en 100g del cuerpo fructífero de Morchella sp.
sometido a diferentes tratamientos.
MS: 65%
MM: 15%
MA: 20.41%

Figura 2. Curva patrón para la cuantificación de carbohidratos por el método de
Nelson-Somogy.

En el Cuadro 5 se puede observar que la cantidad de carbohidratos varió
considerablemente con el hongo congelado el cual obtuvo el valor más alto, ya
que hervido y deshidratado muestran un número menor y similar.

Cuadro 5. Contenido de carbohidratos del cuerpo fructífero de Morchella sp.
Tratamientos mg/glucosa/100 g del cuerpo fructífero
MD 150.28
MH 163.584
MC 254.148
MD (Morchella deshidratada), MH (Morchella hervida) y MC (Morchella
congelada).

y = 0.0053x - 0.022
R² = 0.9969
-0.2
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
0 50 100 150 200 250
%
d
e
A
b
so
rb
an
ci
a
Concentración de glucosa (µg/mL)

Determinación de Carbohidratos:
En los resultados del análisis de HPLC de los carbohidratos presentes en el
cuerpo fructífero de Morchella sp. se determinó que está compuesto por: 13.5mg/g
de Fructuosa y 4.56mg/g de Sacarosa (Figura. 4)
min0 2 4 6 8 10 12 14
nRIU
-4000
-2000
0
2000
4000
RID1 A, Refractive Index Signal (FARMA13\AZU00001.D)
3
.9
15
RID1 A, Refractive Index Signal (FARMA13\AZU00002.D)
2
.9
48
RID1 A, Refractive Index Signal (FARMA13\AZU00006.D)
5
.5
20
RID1 A, Refractive Index Signal (FARMA13\AZU00007.D)
4
.6
05
RID1 A, Refractive Index Signal (FARMA13\AZU00010.D)
3
.7
74
RID1 A, Refractive Index Signal (FARMA13\AZU00009.D)
4
.0
57
5
.4
95
6
.2
68 7
.1
03
RID1 C, Diode Balance (FARMA13\AZU00009.D)
Sacarosa (4.56mg/g)
Fructuosa:13.5mg/g tejidoFructuosa:13.5mg/g tejido
Fructuosa (13.5mg/g)
Figura 3. Cromatograma de HPLC de la composición de carbohidratos del cuerpo
fructífero de Morchella sp.

Cuantificación de Proteínas:
Se realizó una curva patrón para cuantificar proteínas por el método de Bradford
(Figura 3).

Figura 4. Curva patrón para cuantificar proteínas por el método de Bradford.
Se calculó que el cuerpo fructífero de Morchella sp. contiene 82 mg/mL de
proteínas.

Determinación del ácido Ascórbico (Vitamina C)
Esta vitamina se encontró en un porcentaje de 0.026 del cuerpo fructífero.
Los resultadosdel estudio bromatológico se observan en el cuadro 6, donde se
puede ver que cada 100 g del cuerpo fructífero de Morchella sp. contiene 25.4%
de carbohidratos, 8.2% de proteínas y 2.6 %de vitamina C.

y = 0.0048x + 0.0202
R² = 0.979
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25
0.3
0 10 20 30 40 50 60
%
d
e
ab
so
rb
an
ci
a
Concentración de ABS (µg/mL)

Cuadro 6. Porcentaje por cada 100gr del cuerpo fructífero de Morchella sp.
Contenido % por cada 100g.
Carbohidratos 25.4
Proteínas 8.2
Vitamina C 2.6

Determinación de Lípidos:
La Cromatografía de Gases acoplado a Espectrometría de Masas (GC-MS) mostró
que los lípidos que obtuvieron mayor porcentaje de abundancia son (Figura 5 y 6 y
cuadro 7 y 8) para el extracto hexánico fueron: el ácido oleico con 24.54 %
seguido por el Ácido 8,11-Octadecadienoico, metil éster con 23.5 %. Para el
extracto metanólico el que tuvo mayor abundancia fue el porcentaje del ácido
linoleíco con 51.18 % seguido por el ácido palmítico con un porcentaje de 2.7. Los
compuestos que se identificaron en el GC-MS se muestran en los siguientes
cromatogramas:

5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.0011.0012.0013.0014.0015.0016.0017.0018.00
1000000
2000000
3000000
4000000
5000000
6000000
7000000
8000000
9000000
1e+07
1.1e+07
1.2e+07
1.3e+07
1.4e+07
1.5e+07
1.6e+07
1.7e+07
1.8e+07
1.9e+07
2e+07
2.1e+07
2.2e+07
Time-->
Abundance
T I C : I T Z E L -0 0 2 . D \ d a t a . m s
4.857
7.547
9.324
11.216
11.824
13.049
13.725
14.304
15.143
15.481
15.550
15.832
16.239
16.749
16.967
17.806
Ácido palmitico
Ácido oleico
Acido esteárico
Nonadecano
Ácido 8,11-
octadecadienoico,
éster metílico
Ácido elaídico
Tiempo
Abundancia
Figura 5. Cromatograma del extracto hexánico de Morchella sp.

Cuadro 7. Análisis realizado en GC-MS del extracto hexánico de Morchella sp..
No
.
Nombre
(Inglés)
Nombre
(Español)
TR % Estructura Química
1 Nonadecane Nonadecano 11.21
6
0.8
2 Hexadecanoic
acid, methyl
ester
Metil éster del
ácido palmítico
11.82
4
17.0
8

3 8,11-
Octadecadieno
ic acid, methyl
ester
Ácido 8,11-
Octadecadienoic
o, metil éster
15.14
3

23.5

4 9-
Octadecenoic
acid, methyl
ester, (E)-
Metil éster del
ácido elaídico
15.48
1

5 9-
Octadecenoic
acid (Z)-,
methyl ester
Metil éster del
ácido oleico
15.55
0

24.5
4

6 Octadecanoic
acid, methyl
ester
Metil ester del
ácido esteárico
15.83
2
14.8
8

%=Peso seco.

5.00 6.00 7.00 8.00 9.00 10.0011.0012.0013.0014.0015.0016.0017.0018.00
500000
1000000
1500000
2000000
2500000
3000000
3500000
4000000
4500000
5000000
5500000
6000000
6500000
7000000
7500000
8000000
8500000
9000000
Time-->
Abundance
T I C : I T Z E L -0 0 3 . D \ d a t a . m s
8.249 9.058
10.822
11.289
11.854
13.730
15.152
15.220
15.327
15.725
Ácido palmítico.
Ácido linoléico.
Ácido tridecanoico, 12- metil,
metil éster.
Nonadecano.
Ácido oleico.
Ácido cis-13-
Octadecenoico, éster
metílico.
Ácido
heptadecanoico,
16 metil, metil
éster.
Tiempo
Abundancia
Figura 6. Cromatograma del extracto metanólico de Morchella sp.

Cuadro 8. Análisis realizado en GC-MS del extracto metanólico de Morchella sp..
No
.
Nombre
(Inglés)
Nombre
(Español)
TR % Estructura Química
1 Tridecanoic
acid, 12-methyl-
, methyl ester
Ácido
tridecanoico, 12-
metil, metil
éster.
8.249

0.11

2 Nonadecane Nonadecano 11.28 0.37

3 Hexadecanoic
acid, methyl
ester
Metil ester del
ácido palmítico
11.854 2.7

4 -9,12--
Octadecadienoi
c acid (Z,Z)-,
methyl ester
Metil éster del
ácido linoleico

15.152

51.18

5 -9-Octadecenoic
acid (Z)-, methyl
ester
Metil éster del
ácido oleico
15.220

0.29

6 Cis-13-
Octadecenoic
acid, methyl
ester

Ácido cis-13
Octadecenoico,
metil éster
15.327

0.19

7 Heptadecanoic
acid, 16-methyl-
, methyl ester
Ácido
heptadecanoico,
16 metil, metil
éster.
15.725 0.23

%= 1g de peso del extracto.
OHOHOH
OH
OH

Actividad antibacteriana:
Evaluación Cualitativa:
La evaluación de la actividad antibacteriana, mostró que tanto el extracto
metanólico como el acuoso tuvieron actividad antibacteriana siendo más activo el
extracto acuoso, ya que este tuvo actividad sobre 7 de las 14 cepas bacterianas
analizadas, en comparación con el extracto metanólico que sólo tuvo actividad
sobre 2 (Cuadro 9, figura 7 y 8). S. epidermidis fue la bacteria que mostró más
sensibilidad al extracto. De acuerdo al análisis estadístico ANOVA factorial,
existieron diferencias significativas entre la actividad del extracto acuoso y
metanólico (F= 2918.44, P= 0.0) (Figura 9). Así como también se mostraron
diferencias significativas en la actividad de los extractos sobre el tipo de cepa
bacteriana (F=104.43, P= 0.0), ya que tuvieron más actividad sobre las Gram
positivas, que sobre las negativas (Figura 10)

Cuadro 9. Actividad antibacteriana del extracto acuoso y metanólico del cuerpo
fructífero de Morchella sp.

G
ra
m
n
eg
at
iv
as

G
ra
m
p
os
iti
va
s
Bacterias

Extractos
Halos de inhibición (mm)
MA MM Cloramfenicol
Streptococcus mutans Na Na -
Staphylococcus aureus 10.6±0.57 Na 26±0
Staphylococcus epidermidis 8.0±0.57 Na 12.3±0.57
Staphylococcus epidermidis 8.6±1.0 Na 24.3±0.57
Staphylococcus epidermidis Na Na 13±1.0
Enterococcus faecalis Na Na -
Actinomycetes viscosus 8.0±0 Na 20±1.0
Pseudomonas aeruginosa Na Na -
Pantoea agglomerans 7.6±0 8.0±0.57 18.3±0.57
Enterobacter aerogenes Na Na 18.3±0.57
Escherichia coli 7.6±0.57 7.3±0.57 19±1.0
Proteus miriabilis Na Na 11.3±0.57
Vibrio cholera Na Na 29.3±0.57
Vibrio cholerae 7.6±0.57 Na 21.6±0.57
MA: Extracto acuoso de Morchella sp., MM: Extacto metanólico de Morchella sp.,
Na: No tuvo actividad, ±: Desviación estándar, - No se tiene. Cloranfenicol:
Control.

Extracto
h
a
lo
metanolicoControlAcuoso
30
25
20
15
10

Figura 7. Diagrama de caja: Halos de inhibición de los dos extractos y el control
(cloramfenicol) sobre todas las especies bacterianas ensayadas.

Extracto
cepa
m
et
an
ol
ic
o
Co
nt
ro
l
Ac
uo
so
V
. c
ho
le
ra
S.
e
pi
de
rm
id
is
FE
SC
S.
e
pi
de
rm
id
is
A
TC
C
35
98
4
S.
a
ur
eu
s
P.
a
gg
lo
m
er
an
s
E.
c
ol
i
A
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vis
co
su
s
V
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ho
le
ra
S.
e
pi
de
rm
id
is
FE
SC
S.
e
pi
de
rm
id
is
A
TC
C
35
98
4
S.
a
ur
eu
s
P.
a
gg
lo
m
er
an
s
E.
c
ol
i
A
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vis
co
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s
V
. c
ho
le
ra
S.
e
pi
de
rm
id
is
FE
SC
S.
e
pi
de
rm
id
is
A
TC
C
35
98
4
S.
a
ur
eu
s
P.
a
gg
lo
m
er
an
s
E.
c
ol
i
A
.
vis
co
su
s
30
25
20
15
10
h
a
lo

Figura 8. Diagrama de caja: Halos de inhibición obtenidos con los dos extractos y
el control sobre las cepas bacterianas ensayadas.

Figura 9. Diagrama de caja: Halos de inhibición de los extractos sobre bacterias
Gram negativas y Gram positivas.

Evaluación cuantitativa:
En la determinación de la concentración mínima inhibitoria (CMI) y la
concentración bactericida mínima (CBM) de los extractos de Morchella sp. (acuoso
y metanólico) se puede observar (Cuadro 10) que la bacteria que obtuvo la CMI
mas baja con el Extracto acuoso (MA) fue Staphylococcus epidermidis FES-C con
una CMI de 8 mg siendo está la bacteria más sensible a este extracto y en la
última concentración que fue de 12 mg/mL, las bacterias Actinomycetes viscosus y
Escherichia coli. Mientras que la CMI del extracto metanólico esta por arribade 12
mg/mL para todas las bacterias. Con ningún extracto se pudo determinar la CBM.

Cuadro 10. CMI de los extractos de Morchella sp.
Bacteria Extractos (mg/mL)
MM MA
CMI CMI
Staphylococcus aureus - >12
Staphylococcus epidermidis ATCC - >12
Staphylococcus epidermidis FES-C - 8
Actinomycetes viscosus - 12
Pantoea agglomerans >12 >12
Escherichia coli >12 12
Vibrio cholerae - >12
MM: Extracto metanólico de Morchella sp., MA: Extracto acuoso de Morchella sp.,
-: No mostro actividad.

Actividad antifúngica:
Evaluación Cualitativa:
En esta evaluación se determinó que sobre ninguna de las 9 cepas de levaduras
tuvieron actividad los extractos, pero si para las. 6 cepas probadas de hongos
filamentosos (Cuadro 11).

Cuadro 11. Actividad de los extractos sobre cepas de hongos filamentosos.
Cepa Actividad
MM MA
Fusarium sporotrichioides +
Fusarium moniliforme +
Trichophyton mentagrophytes +
Aspergillus sp. . +
Aspergillus niger +
Rhizoctonia lilacina +
MM:Extracto metanólico; MA: Extracto acuoso;
+: Actividad antifúngica.

Evaluación Cuantitativa:
Para el extracto metanólico (MM) no se pudo obtener la concentración fungicida,
sólo en el caso de Fusarium sporotrichioides y de Rhizoctonia lilacina, se observó
actividad en la concentración más alta (6 mg/mL), mientras que para los demás
hongos no se detuvo el crecimiento a ninguna concentración, sólo A. niger mostró
que detuvo un poco la esporulación en la concentración más alta (6 mg/mL).
En el caso del extracto acuoso (MA) se calculó la CF25 para Trichophyton
mentagrophytes, la cual fue de 7.3 µg/mL, y la CF10 para Rizoctonia lilacina
(2.069 3µg/mL) y para Fusarium sporotrichoides fue de 2.473 µg/mL, mientras que
para los demás hongos no se logró obtener la CF (Cuadro 12).

Cuadro.12.Concentración fungicida sobre cepas de hongos filamentosos.
Cepa CF (mg/mL)
MA
CF (mg/mL)
MM
CF50
Ketoconazol
µg/mL
Fusarium
sporotrichioides
AUC 2.473 3.90
Fusarium moniliforme - AUC 3.473
Trichophyton
mentagrophytes
- 7.3 1.166
Aspergillus sp. - AUC 9.757
Aspergillus niger DE AUC 15.297
Rhizoctonia lilacina AUC 2.069 21.566
MM: extracto metanólico; MA: extracto acuoso; CF: Concentración Fungicida;
AUC: actividad en la última concentración; DE: detención de la esporulación; -: Sin
actividad.

Capacidad antioxidante:
El extracto metanólico mostró una actividad antioxidante menor al del extracto
acuoso, obteniendo una CA50 de 53.17 µg/mL mientras que MA obtuvo una CA50
de 43.23 µg/mL (Figura 10).

Figura 10. Porcentaje de reducción del DPPH de los extractos acuoso y
metanólico de Morchella sp.

Determinación de los metabolitos secundarios presentes en los extractos de
Morchella sp:
En los cromatogramas obtenidos en el HPLC se identificó para el extracto acuoso
(Cuadro 13, figura 11) fenoles, ácidos fenólicos, cumarinas y anillos aromáticos
con carbonilo unido y una o dos sustituciones, mientras que para el metanólico se
encuentran los mismos metabolitos con excepción de ácidos fenólicos (cuadro 14,
figura 12) (Apéndice 12).

y = 0.144x + 30.419
R² = 0.8679
y = 0.3309x + 23.278
R² = 0.9166
0
10
20
30
40
50
60
0 20 40 60 80 100 120
%
d
e
re
d
u
cc
ió
n
d
el
D
P
P
H

Concentración ppm (mµ/mL)
MA
MM

Cuadro 13. UV y tiempo de retención del HPLC Morchella agua.
Pico TR (min) UV λ max (nm) Compuesto
1 1.833 260 Fenol
2 2.030 258 Fenol
3
2.502 306
Anillo aromático con carboxilo
unido y 1 o 2 sustituyentes.
4 2.896 258,310 Cumarina
5 3.481 262 Fenol
6 4.873 238, 284 Ácido Fenólico
7 9.878 240, 278 Ácido Fenólico

Figura 11.Cromatograma del HPLC, extracto acuoso de Morchella sp.
min1.5 2 2.5 3 3.5 4
mAU
0
20
40
60
80
100
120
DAD1 A, Sig=254,4 Ref=off (C:\HPCHEM~1\1\DATA\FARMA\HON00001.D)
1
.8
33
2
.0
30
2
.5
00
2
.5
67
2
.8
96
3
.4
81
3
.8
38

Cuadro 14. UV y tiempo de retención del HPLC Morchella metanol.
Pico TR (min) UV λ max (nm) Compuesto
1 1.769 262 Fenol
2
2.313 208, 308
Anillo aromático con carboxilo
unido y 1 o 2 sustituyentes.
3
2.530 306
Anillo aromático con carboxilo
unido y 1 o 2 sustituyentes.
4 3.233 260, 310 Cumarina
5 3.541 260 Fenol
6 3.669 260 Fenol

Figura 12. Cromatograma del HPLC, extracto metanólico de Morchella sp.
min1 2 3 4 5
mAU
0
20
40
60
80
100
DAD1 A, Sig=254,4 Ref=off (C:\HPCHEM~1\1\DATA\FARMA\HON00003.D)
1.
76
9
2.
31
2
2.
53
0
3.
23
3
3.
54
2
3.
66
8
4.
90
1
5.
22
2
5.
47
6

Flavonoides:
La prueba colorimétrica dio positivo para Flavonoides por lo que se procedió a su
cuantificación
Se realizó una curva patrón para determinar el contenido total de flavonoides
(Apéndice 13). Para el extracto metanólico. Se determinó que contiene 4.5 µg de
flavonoides por 1g de extracto, mientras que el extracto acuoso contiene13.25 µg
de flavoniodes por 1g de extracto por lo que el extracto acuoso contiene más
flavonoides que el metanólico.

Citotoxicidad de los extractos:
Utilizando el porcentaje de mortalidad de las células Ca Ski al someterlas a
distintas concentraciones de los extractos de Morchella sp, se obtuvo la
concentración Inhibitoria al 50% (CI50) que es la concentración del extracto a la
que se elimina al 50% de la población celular. La CI50 del extracto acuoso fue de
0.622 mg/mL, mientras que el metanólico obtuvo un valor de 2.477 mg/mL, por lo
que se consideró que ninguno de los dos extractos son citotóxicos, ya que de
acuerdo con los estándares del Instituto Nacional de Cáncer (NCI) las
concentraciones que son consideradas como tóxicas son de ≤20 µg/mL (para
extractos). En la figura 13 y 14 se muestra la curva de mortalidad de cada uno de
los extractos, el porcentaje de mortalidad fue aumentando conforme se aumentó la
concentración del extracto, indicando en las mismas la CI50.

M o r c h e lla M e O H -% M o rta l id a d
C o n c e n tra c io n m g /m L
%
d
e
M
or
ta
lid
ad
0 5 1 0 1 5 2 0 2 5
0
2 0
4 0
6 0
8 0
y = 15.785ln(x) + 33.925
R² = 0.9315
CI50
Concentración mg/mL

Figura 13. Porcentaje de mortalidad para el extracto metanólico de Morchella sp.

M o r c h e lla a g u a -% M o r ta l id a d
C o n c e n tra c io n m g /m L
%
d
e
M
or
ta
lid
ad
0 2 4 6
0
2 0
4 0
6 0
8 0
y = 14.193ln(x) + 52.385
R² = 0.9655CI50
Concentración mg/mL

Figura 14. Porcentaje de mortalidad para el extracto de acuoso de Morchella sp.

Discusión de resultados:
Identificación del cuerpo fructífero mediante técnicas moleculares:
Los hongos obtenidos en Santa Ana Jilotzingo, tenían las siguientes
características macroscopicas:
Tamaño del ascocarpo: 7 a 18 cm.
Apotecio: Forma cónica, costillas longitudinales y transversales, tamaño de 4-8 x
3.4-7.3, con colores que presentan tonalidades de gris a café, con alveolos
delimitados por costillas longitudinales y transversales. Pie de 3-9 x 2-6 cm, color
blanco con tendencia a pardo.
Y según el estudio molecular que se realizó identifica con 95 % de identidad a
Morchella vulgari (Pers.) Boud., Calonge (1986) menciona que es una sinonimia
de M. esculenta (L.) Pers., y la describe de la siguiente manera:

EI Apotecio mide de 5.5·8 x 3.3-5 cm, presenta forma cónica y superficie
cavernosa constituida por alveolos delimitados por costillas longitudinales y
transversales. EI color es marrón ocráceo con tonos claros y oscuros.
EI estipe o pie es cilíndrico, de 3.5·5 x 0.7-1 cm, de color blanquecino con
tonalidad amarillenta sucia y superficie cubierta por granulaciones finas(Calonge,
1986)

Se ha publicado anteriormente que las Morchellas son extremadamente
polimórficas (capaces de exhibir una amplia variedad de formas), y tales
características observables a menudo varía entre las especies descritas y
supuestos. Dicho polimorfismo, sin lugar a duda, tiene un componente genético ,
pero las condiciones ambientales, tales como la humedad y la luz solar también
puede afectar el crecimiento, el desarrollo , la forma, el tamaño, y el color de los
cuerpos fructíferos de las Morchellas. Los métodos moleculares de análisis
genético se están aplicando cada vez con mayor sofisticación a la pregunta de
cuántas especies de Morchellas existen actualmente en América del Norte y si

merecen diferentes nombres científicos que las especies descritas previamente en
Europa (Pilz, et al., 2007).
También Palazón (1994), menciona que los ejemplares que se desarrollan en su
momento, con condiciones favorables y sin sufrir compresiones o deformaciones
por ramas o por piedras, son los que podrían ser reconocidos con cierta facilidad.
Pero esto no siempre sucede así, pues, a veces, cuando una Morchella ha
comenzado su desarrollo cambian las condiciones climatológicas y se corta
bruscamente su ciclo de desarrollo. El tamaño de los ejemplares recolectados en
una misma localización, así como su número, también sufre variaciones debidas a
los cambios del clima, menciona que han podido constatar con frecuencia que no
es raro recolectar en un año ejemplares que no sobrepasan los 10cm y al
siguiente, con unas condiciones de lluvia y temperatura muy favorables, recoger
ejemplares de hasta 30 cm. Lo que más le sorprendió al seguir la evolución de
Morchella, fueron los cambios morfológicos y de color que hacen que un ejemplar
joven e inmaduro no se parezca en nada al maduro. Es normal que especies que
al comienzo de su crecimiento son blancas, terminen con una tanalidad gris parda
(M. rielana) o por el contrario, otras que al principio son negras y se vuelven al
final de color blanco (M. vulgaris var. Alba). Por estas razones el estudio molecular
para la identificación del cuerpo fructífero de Morchella sp. fue de utilidad como
herramienta para ayudar en la determinación de los organismos estudiados.

Obtención de los extractos:
El extracto acuoso en comparación con el metanólico, obtuvo un mayor
rendimiento, lo que indica la presencia de compuestos polares, este dato
concuerda con Guthalu et al. (2006), el cual realiza una extracción metanólica y
otra acuosa de Morchella angusticeps y obtiene un mayor rendimiento del extracto
acuoso.

Los extractos obtenidos fueron usados para saber las propiedades nutracéuticas
de Morchella sp. Los alimentos nutracéuticos proveen beneficios para la salud de
los seres humanos que los consumen, ya que además de su valor nutricio, sirven
para la prevención de enfermedades o tratamiento de los enfermos afectados por
determinados padecimientos o malestares, en especial las que han cobrado
especial interés por su frecuencia, en años recientes; como el cáncer, las
enfermedades cardiovasculares y diabetes. Esto debido a que la nutrición en los
seres biológicos y en especial en el hombre es una parte imprescindible para su
salud física y mental e indispensable para su actividad diaria y su productividad.
Estos alimentos se clasificación por los nutrimentos que contienen, según se trate
de azucares, grasas, aminoácidos, vitaminas y nutrimentos inorgánicos, y por sus
compuestos químicos que contienen, como fibra dietética, ácidos grasos omega 3
y omega 6, compuestos fenólicos, fosfolípidos y fitoesteroles etc. (Guzmán et al.,
2009 a).
Desde los albores del siglo XX se sabe de la necesidad del organismo para ingerir
cantidades razonables y proporcionales de macronutrimentos (proteínas, hidratos
de carbono y lípidos) y de micronutrimentos (vitaminas y minerales) para prevenir
o recuperar a personas enfermas por deficiencias específicas de estos
nutrimentos (Guzmán et al., 2009 a). El cuerpo fructífero de Morchella sp de
acuerdo el análisis realizado, contiene concentraciones proporcionales de
carbohidratos como la sacarosa y fructuosa, proteínas, lípidos como el ácido
linoleíco (omega 6), el cual es indispensable para el organismo humano (Guzmán
et al., 2009 a), y un poderoso antioxidante, la vitamina C (Guzmán et al., 2009 a),
además contiene compuestos fenólicos, por lo tanto estos hongos pueden ser
usados no únicamente por estas propiedades nutricionales también como un
recurso para el desarrollo de medicamentos y por ende ser un producto
nutracéutico. Además estos hongos pueden ser usados directamente en la dieta y
mejorar la salud, ventaja atractiva del efecto sinérgico de todos los componentes
presentes (Barros et al., 2008).

Las setas con las frutas y verduras son importantes fuentes de los elementos
esenciales, situándose después de los tejidos animales. Estas desempeñan un
papel vital en el buen desarrollo de la salud de los humanos (Barros et al., 2008).
Para poder saber en qué cantidad y qué elementos se pueden encontrar en
Morchella sp. se realizó el estudio bromatológico, el cual correspondió a la
cuantificación de carbohidratos, proteínas, lípidos y vitamina C, además de la
determinación de los carbohidratos y lípidos presentes en el hongo.
Cuantificación y determinación de Carbohidratos:
Los carbohidratos desempeñan numerosas funciones esenciales para vivir, por lo
tanto, los monosacáridos son la principal fuente de energía para el metabolismo,
mientras que los polisacáridos sirven para el almacenamiento de la energía y
pueden actuar como componentes estructurales. Por otra parte, otros efectos
benéficos para la salud se han relacionado con estos compuestos, incluyendo su
efecto probiótico o de otro tipo menos común como antioxidante o antiinflamatorio
(Colak et al., 2009).
Los carbohidratos representaron el compuesto más abundante en Morchella sp.
con 25.4%, ya que por lo general son el componente predominante de los cuerpos
fructíferos de diversos hongos, como lo muestran Barros et al., (2007 c) y Guzmán
et al., (2009 a) al obtener en los valores de estudios bromatológicos de diversos
hongos comestibles, a los carbohidratos como el macro nutriente predominante
(seguidos por las proteínas).
Los hongos comestibles se caracterizan por una vida útil corta, debido a su alto
contenido de humedad de los cuerpos fructíferos y a la actividad de enzimas tales
como proteasas o polifenol oxidasa, responsable de la disminución de proteínas y
azúcares. El secado y la congelación son procesos que se han utilizado para
aumentar la estabilidad de almacenamiento y facilitar el consumo de hongos sin
restricciones estacionales (Barros et al., 2007 c). Por este motivo se realizó la
cuantificación de carbohidratos de tres tratamientos. El contenido de carbohidratos
mostro una disminución en el hongo hervido y en el deshidratado por lo que el

tratamiento que obtuvo un mayor número de carbohidratos fue Morchella sp.
congelada con 254.148 mg de glucosa/g de hongo mientras que para, el
deshidratado y hervido fue de 163.584 y 150.283 mg de glucosa/g de hongo
respectivamente, estos datos concuerdan con Barros et al., (2007 b). y Barros et
al., (2007 c) confirmando que al recibir tratamientos como la cocción y durante el
secado los carbohidratos disminuyen, mientras que con la congelación sólo se
tienen pérdidas limitadas (Barros et al., 2007 b). Manzi et al.,(2001) también
describieron una disminución significativa de materia seca , grasa , proteínas y
carbohidratos después de la cocción en las muestras secas y mencionan que los
procesos de cocción puede promover una pérdida de nutrientes debido a las
interacciones entre los constituyentes, reacciones químicas, solubilidad en medio
de cocción, y (o ) la degradación térmica.La glucosa y manitol son los representantes principales de monosacáridos,
oligosacáridos y sus derivados, con respecto a la maltosa Barros et al. (2008)
menciona que esta azúcar puede ser descompuesta en dos moléculas de glucosa
por hidrólisis, y el proceso de secado por el cual se deshidrata el cuerpo fructífero
puede ser el responsable de la degradación de la maltosa, por eso es difícil de
identificar. A su vez Heleno (2013), encontró 0.71g fructuosa en Morchella
esculenta mientras que para Morchella sp se cuantifico 0.013g de fructuosa.
Los glucósidos son compuestos que contienen una molécula de carbohidrato
(azúcar) unido a un resto no-carbohidrato. Estos compuestos principalmente se
encuentran en las plantas, y se pueden convertir, por hidrólisis enzimática, en un
azúcar y un componente sin azúcar (aglicona). Se nombran específicamente por el
tipo de azúcar que contiene, como glucósidos (glucosa), pentsideos (pentosa),
fructósidos (fructosa), etc. Muchos glucósidos han mostrado actividad para la
prevención del cáncer, así como propiedades anti-diabétes, anti-obesidad, anti-
bacteriano y efecto antineoplásico (Dall’Acqua e Innocenti, 2007).

Cuantificación de proteínas:
Los principales compuestos de los hongos son los carbohidratos y proteínas
(Colak, 2009). En Morchella sp. encontramos un porcentaje de 25.4 de
carbohidratos, seguido por 8.2% de proteínas esto concuerda con Barros et al.,
(2007 c) y Guzmán et al., (2009 a) ya que en los valores de los estudios
bromatológicos de diversos hongos comestibles, el macro nutriente predominante
fueron los carbohidratos, seguidos por las proteínas. Las proteínas contenidas en
las setas se ven afectadas por una serie de factores, dependiendo del tipo de
hongo, la etapa de desarrollo, la parte muestreada, el nivel de nitrógeno disponible
y el lugar de la recolección (Colak, 2009).
Las proteínas pueden tener propiedades antibacterianas, antioxidantes,
inmunoestimulantes, antitrombótico y actividades anti-inflamatorias, estas podrían
ser utilizadas para la prevención y el tratamiento de la hipertensión, la diabetes y
la hepatitis, entre otros efectos positivos en el organismo. Todos estos efectos
promotores de la salud hacen que estos compuestos sean de gran relevancia
como nutracéuticos. Las proteínas se encuentran en una gran variedad de
organismos incluyendo animales, hongos, vegetales, cereales, etc. (Bernal, 2011).
Determinación de lípidos:
En la determinación de lípidos se pudo observar que los que tuvieron más
abundancia fueron el ácido oleico (24.54 %) en el extracto hexánico y en el
metanólico fue el ácido linoleíco (51.18 %), Rezanka et al., (1999) encontraron que
el cuerpo fructífero de Morchella esculenta tiene como más abundante al ácido
linoleico con 47.0% seguido por el ácido oleico con 24.1 %, también Barros et
al.,(2007 b) encontraron al ácido línoleico como el ácido graso más abundante de
5 hongos silvestres, seguido por el ácido oleico y ácido palmítico, este ultimo ácido
obtuvo un porcentaje de 17.08 en el extracto hexanico de Morchella sp. y fue el
tercer ácido más abundante, mientras que para el extracto metanólico fue el
segundo más abundante con 2.7%, a su vez también se identificó los ácido
esteárico y elaídico, éstos en menor proporción. La composición de los ácidos

grasos depende de la temperatura ambiente durante la fructificación del hongo
(Pedneault et al., 2007), por esta razón existen diferencias en el porcentaje de
éstos en comparación con los obtenidos por Rezanka et al. (1999), sin embargo
sus porcentajes son muy similares.
Las principales funciones biológicas de los lípidos incluyen almacenamiento de
energía, componentes estructurales de las membranas celulares, e importantes
moléculas de señalización. Aunque los seres humanos y otros mamíferos utilizan
diversas vías de biosíntesis, algunos lípidos esenciales no se pueden obtener de
esta manera y deben ser obtenidos a partir de la dieta. Los lípidos con beneficios
potenciales para la salud humana han sido identificados en varias fuentes
naturales (cereales, frutas, animales, aceites, plantas, hongos). Utilizando para su
identificación química el CG-MS (Bernal, 2011).
El valor nutritivo de los hongos silvestres es limitado debido a un bajo contenido de
lípidos totales sin embargo también se podría considerar bueno, ya que hay una
baja proporción de ácidos grasos no deseables (Kalac, 2009).
Loa ácidos grasos insaturados fueron los más abundantes componentes
mostrados en comparación con ácidos grasos monosaturados, esto concuerda
con lo encontrado por Heleno et al. (2013). Los ácidos grasos insaturados, pueden
ejercer un efecto protector contra el desarrollo de enfermedades inflamatorias y
cardiovasculares (Barros et al., 2008).
Los ácidos grasos son ácidos carboxílicos con una variable, que está saturado o
insaturado, ellos son importantes como sustancias nutritivas en los organismos
vivos. La cadena larga ácidos grasos poliinsaturados (PUFA), especialmente los
de la Serie -3, como el ácido Linolénico, y la Serie 6 como el ácido linoleico son
esenciales para el consumo humano y tienen muchos efectos benéficos para el
metabolismo, incluyendo la prevención de una serie de enfermedades, como
enfermedades coronarias del corazón, inflamación, trastornos autoinmunes, la
hipertensión, efecto hipotrigliceridémico, etc. (Benatti et al., 2004). Esto es de

suma importancia ya que el Ácido linoleico se encontró como el ácido graso más
abundante en el extracto metanólico de Morchella sp.
La alta calidad nutricional y sabor único y el aroma de estas setas son
susceptibles de ser poco conocidos, por lo tanto, es imperativo que la base de
datos nutricional de estos setas está configurado para conservar y mejorar la
información de estas especies únicas. Un problema adicional relacionado con la
producción y consumo de nutracéuticos es que la composición y el contenido de
los constituyentes activos varían dependiendo de la temporada, el clima, la
temperatura, la humedad, el suelo y otros varios factores. Así la colección, la
identificación y el mantenimiento de calidad uniforme, la cuantificación y la
normalización son críticos factores a considerar (Bernal 2011).
Cuantificación de Vitamina C:
Otros componentes importantes son las vitaminas ya que constituyen un grupo
diverso de compuestos orgánicos esenciales en cantidades traza para el
crecimiento y mantenimiento normal de la vida. Estos compuestos se administran
generalmente como nutracéuticos o alimentos funcionales. La Vitamina C (ácido L-
ascórbico o L-ascorbato) es soluble en agua y es un nutriente esencial para los
seres humanos y otras especies animales. La deficiencia de esta vitamina causa
la enfermedad conocida como escorbuto en los seres humanos. Este compuesto
también se usa ampliamente como un aditivo de alimentos debido a sus
propiedades antioxidantes (Bernal 2011). En el análisis bromatológico de
Morchella sp. se cuantifico la vitamina C y se obtuvo que por cada 100 gr del
cuerpo fructífero se tiene 2.6 % de esta vitamina, y también se observó su
actividad antioxidante, por lo que el consumo del cuerpo fructífero de este hongo
puede proveer de esta vitamina y aparte actuar como antioxidante y por lo tanto
actuar como un alimento nutracéutico.
Actividad antibacteriana:
Estudios previos mostraron que M. esculenta es utilizada en el cuidado de la salud
en diferentes partes del mundo y que ésta posee actividad antimicrobiana, por lo

que estas especies pueden ser usadas para encontrar nuevos antimicrobianos,
supuestos a la resistencia bacteriana (Heleno et al., 2013).
Respecto al análisis antibacterial se pudo determinar que el extracto tuvo un
mayor efecto sobre las bacterias Gram positivas, ya que de 7 cepas que
mostraron sensibilidad, dos cepas son Gram negativas,