Propiedades-nutraceuticas-de-una-miel-de-Melipona-de-Merida-Yucatan

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
 FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“PROPIEDADES NUTRACÉUTICAS DE UNA MIEL DE 
MELIPONA DE MÉRIDA, YUCATÁN’’ 
 
TESIS PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
B I Ó L O G A 
 
PRESENTA 
LUCERO MONTER FRAGOSO 
 
DIRECTORA 
DRA. MA. MARGARITA CANALES MARTÍNEZ 
 
 
 
LOS REYES IZTACALA, ESTADO DE MÉXICO 
2018 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
RECONOCIMIENTO 
El presente trabajo se realizó en el laboratorio de Farmacognosia ubicado en la 
Unidad de Biotecnología y Prototipos, perteneciente a la División de Investigación y 
Posgrado de la Facultad de Estudios Superiores plantel Iztacala. Con la 
colaboración del laboratorio de Inmunobiología ubicado en la Facultad de Estudios 
Superiores Iztacala a cargo del Doctor Marco Aurelio Rodríguez Monroy. 
 
El presente trabajo, fue dirigido por la Dra. María Margarita Canales Martínez. 
 
La muestra de miel fue donada por el profesor Benigno Ramírez Espinosa del 
meliponario de la familia Ramírez Espinosa de Sinanché, Yucatán. 
 
Para la realización de esta Tesis se contó con el apoyo de: 
Financiamiento: UNAM-PAPIIT IN212317. 
 
AGRADECIMIENTOS 
A mi asesora de tesis por motivarme a trabajar duro y guiarme en este camino. 
Gracias por siempre contagiarnos su pasión, buena actitud y enseñarnos a ser un 
equipo. 
A Rodrigo (Yoy) por brindarme su tiempo y enseñarme a trabajar con la miel desde 
el primer día, tu trabajo fue un gran ejemplo para mí. 
A Uriel por ayudarme desde mi inicio en el laboratorio, por estar ahí siempre que 
tenía dudas y por darme ánimos cuando las cosas no me salían bien ó me 
preocupaba por fallar. 
A Karlita y Ana por asesorarme siempre que lo necesitaba con mucha paciencia y 
amabilidad. 
A mis compañeros del laboratorio de Farmacognosia, Maricela, Yatsiri, Brenda, 
Juan Pablo, Eduardo, quienes se convirtieron en grandes amigos en poco tiempo, 
gracias por su apoyo y las risas infinitas. 
Al Dr. Marco por su apoyo y gran humor que siempre logra amenizar el momento. 
A los compañeros del laboratorio de Inmunobiología por su amabilidad y disposición 
de ayudar. 
A Juan (polen), por compartirme su conocimiento acerca del polen y tenerme mucha 
paciencia para enseñarme a identificarlo. 
DEDICATORIAS 
A mi mamá, gracias por emocionarte conmigo en cada etapa de esta maravillosa 
carrera y desde el inicio de este proyecto. Por siempre seguir de cerca mis logros y 
preocupaciones y por apoyarme en cada una de las decisiones que tomo. Me 
enseñaste a enfrentar la vida con valentía, lo cual ha sido determinante para estar 
en donde estoy ahora. 
A mi papá, cada cosa que realizo en la vida es para que te sientas orgulloso de mi, 
este logro también es tuyo. Gracias por ayudarme siempre que te necesité con tus 
múltiples habilidades y por estar al pie del cañón conmigo en todo momento, nada 
de esto sería posible sin tu ayuda. 
A Manuel, Pilar, Marlem, Hugo y Juan, gracias por nunca dejarme sola y ser los 
primeros en estar conmigo en las buenas y en las malas. Sin duda disfruto compartir 
con cada uno de ustedes mis logros en la vida. Marlem y Hugo, gracias por ser 
hermanos para mí y siempre alentarme a seguir cumpliendo mis metas. 
A la señora Sara, ha sido mi familia desde que tengo memoria, gracias por cuidarme 
y hacerme sentir especial. Llegar a casa después de un día difícil en la Universidad 
y encontrar rosas con un mensaje alentador en mi habitación es algo que nunca 
acabaré de agradecer. 
A mi prima Airy, compartimos el gusto por la naturaleza, gracias por acompañarme 
en varias aventuras y por siempre tener disposición para ayudarme. Solucionamos 
el problema de ser hijas únicas, tu compañía es algo muy importante para mí. 
Siempre estaré cuando me necesites. 
A mi abuelita Esthela, gracias infinitas por bajar todos los santos del cielo cuando 
tenía examen o alguna exposición importante. Te debo millones de veladoras. 
A mi mejor amiga de la vida, Ximena. Siempre me has llevado a detenerme un 
momento y observar las cosas maravillosas de la vida, valorar cada detalle por 
pequeño que parezca. Gracias por nunca dejarme sola y creer en mi como nadie 
más lo hace. Un logro más a nuestra lista. 
A mis mejores amigos de Iztacala Roberto y Luis, han sido mi alegría toda la carrera, 
gracias por cuidarme y no dejarme caer nunca, les deseo una vida llena de éxito. A 
Itzel, Mariana, Grecia y Efraín, gracias por estar conmigo y por quererme mucho, 
han sido un gran soporte durante estos cuatro años. Los quiero en mi vida para 
siempre. 
A José, gracias por ser la mejor compañía en las buenas y las malas. Por siempre 
creer en mí y apoyarme en todo. Conocerte fue de las cosas más bonitas que me 
llevo de este proyecto. Je t’aime. 
 
 
 
ÍNDICE GENERAL 
ÍNDICE DE FIGURAS……………………………………………………………………..i 
ÍNDICE DE CUADROS……………………………………………………………………ii 
RESUMEN .............................................................................................................. 1 
INTRODUCCIÓN .................................................................................................... 2 
ANTECEDENTES ................................................................................................... 5 
JUSTIFICACIÓN ..................................................................................................... 6 
OBJETIVOS ............................................................................................................ 7 
MATERIAL Y MÉTODOS ....................................................................................... 7 
I. Obtención de la muestra ............................................................................. 7 
II. Propiedades organolépticas y físicas .................................................... 8 
1. Color, olor y viscosidad ....................................................................... 8 
2. Densidad y humedad ............................................................................ 8 
3. Determinación de pH ............................................................................ 9 
III. Propiedades químicas ............................................................................. 9 
1. Cuantificación de ácidos orgánicos .................................................... 9 
2. Cuantificación de carbohidratos ......................................................... 9 
3. Cuantificación de proteínas ................................................................. 9 
4. Cuantificación de ácido ascórbico .................................................... 10 
5. Cuantificación de peróxido de hidrógeno ........................................ 10 
6. Determinación cualitativa de metabolitos secundarios .................. 10 
7. Cuantificación de fenoles totales ...................................................... 10 
8. Extracción de flavonoides .................................................................. 11 
9. Cuantificación de flavonoides totales ...............................................
11 
 
 
 
IV. Capacidad antioxidante ......................................................................... 12 
V. Pruebas biológicas ................................................................................ 12 
1. Actividad antibacteriana ..................................................................... 12 
2. Actividad antifúngica .......................................................................... 14 
RESULTADOS ...................................................................................................... 15 
DISCUSIÓN .......................................................................................................... 21 
CONCLUSIONES ................................................................................................. 30 
APÉNDICE I: Cuantificación de ácidos orgánicos ........................................... 31 
APÉNDICE II: Cuantificación de azúcares reductores ..................................... 32 
APÉNDICE III: Cuantificación de proteínas ....................................................... 34 
APÉNDICE IV: Cuantificación de vitamina C .................................................... 35 
APÉNDICE V: Determinación permanganométrica de peróxico de hidrogeno
 .............................................................................................................................. 37 
REFERENCIAS ..................................................................................................... 38 
 
 
i 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
Figura 1. Reinas y obreras de la especie Scatotrigona aff. .................................... 2 
Figura 2. Cultivo de abeja Melipona beecheii ......................................................... 3 
Figura 3. Miel artesanal de Melipona, Sinanché ..................................................... 7 
Figura 4. Municipio Sinanché en Mérida, Yucatán. ................................................ 8 
Figura 5. Jobones donde vive la abeja Melipona .................................................... 8 
Figura 6. Actividad antibacteriana de miel de Melipona ....................................... 18 
Figura 7. Halos de inhibición de miel de Melipona en bacterias ........................... 19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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file:///C:/Users/Lucero/Documents/TESIS/TESIS%20PRE%20SINODALES.docx%23_Toc525675483
 
ii 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
Cuadro 1. Bacterias Gram positivas y Gram negativas a utilizar. ......................... 13 
Cuadro 2. Levaduras y hongos filamentosos utilizados para la evaluación. ......... 14 
Cuadro 3. Caracterización organoléptica y física. ................................................ 15 
Cuadro 4. Características químicas de la miel de Melipona. ................................ 16 
Cuadro 5. Halos de inhibición de miel de Melipona en diferentes cepas bacterianas. 
*. ............................................................................................................................ 18 
Cuadro 6. Actividad antifúngica de miel de Melipona en hongos filamentosos. ... 20 
Cuadro 7. Curva patrón de Carbohidratos. ........................................................... 32 
Cuadro 8. Curva patrón de proteínas. .................................................................. 34 
Cuadro 9. Curva patrón de ácido ascórbico. ........................................................ 35 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
RESUMEN 
La miel de Melipona ha sido utilizada desde muchos años atrás por civilizaciones 
como los mayas. Se sabe que posee características diferentes a las de la miel de 
Apis mellifera como mejor olor y sabor, por lo que es más apreciada para la 
producción de dulces y bebidas. Además, se le atribuyen propiedades medicinales 
para el tratamiento de heridas, problemas respiratorios, carnosidades en los ojos y 
conjuntivitis por mencionar algunas. La meliponicultura se lleva a cabo de manera 
tradicional en México y Centro América, por lo que se han realizado estudios con el 
fin de conocer sus características y establecer estándares de calidad. 
El objetivo de este trabajo fue evaluar algunas de las propiedades nutracéuticas de 
la miel de Melipona de Mérida, Yucatán. Para esto, se analizaron sus características 
organolépticas y se cuantificaron algunos componentes químicos de la miel como: 
carbohidratos, proteínas, ácido ascórbico, peróxido de hidrógeno, fenoles totales, 
flavonoides totales y ácidos orgánicos. También se evaluó la capacidad 
antioxidante, la actividad antibacteriana sobre bacterias Gram positivas y Gram 
negativas y la actividad antifúngica sobre hongos levaduriformes y filamentosos. 
Se encontró que la miel de Melipona tiene características organolépticas y químicas 
distintivas de su género. Rebasa el límite de humedad reportado para Apis mellifera 
lo que le confiere una consistencia más líquida y con mayor probabilidad de 
fermentación. Además, el azúcar que se encuentra en mayor cantidad es la fructosa, 
lo que le da un sabor más dulce que la miel de Apis. Posee capacidad antioxidante 
y antibacteriana sobre bacterias de interés clínico, especialmente en 
Staphylococcus epidermidis, en donde se encontró un efecto igual al control positivo 
(Cloranfenicol). Sin embargo, su actividad antifúngica fue baja para hongos 
filamentosos y nula en hongos levaduriformes. 
En conclusión, la miel de Melipona de Mérida, Yucatán, es un producto nutracéutico 
que posee características organolépticas y químicas únicas en su género. Su 
principal aporte son los carbohidratos. Presenta una actividad antibacteriana ante 
algunas cepas de interés clínico y sólo inhibió hongos filamentosos. 
Palabras clave: Miel, Melipona, nutracéutico, abeja, Hymenoptera, Yucatán. 
 
2 
 
INTRODUCCIÓN 
El género Melipona descrito por Illiger en 
1806, es endémico del Neotrópico y se le 
conoce comúnmente como abejas sin 
aguijón debido a que éste no es 
funcional, característica que las 
diferencía del género Apis (Velthuis, 
1997; Gutiérrez et al.,2008). 
Se han descrito 300 especies de 
meliponinos en el Neotrópico y en México 
se han registrado 46 especies, de las cuales 12 son endémicas del país y 16 se 
encuentran en la península de Yucatán (Ayala, 1999; Ayala et al., 2013). Son abejas 
altamente sociales que viven en colonias que se reproducen por enjambres, las 
hembras poseen un aguijón reducido no funcional (Figura 1), (Quezada-Euán, 
2005). 
Polinizan entre 30 y 50% de las plantas de las tierras bajas en el trópico, siendo 
responsables por hasta 70 a 90% de la polinización de los árboles tropicales 
(Biesmeijer,1997; Ramalho, 2004). Tienen un papel importante en la agricultura, ya 
que polinizan cerca de la mitad de las 1 000 especies de plantas que son cultivadas 
en los trópicos para la alimentación, la producción de especias y medicinas. Por 
ejemplo: la macadamia, el chayote, el coco, el achiote, la cebolla, la guayaba, el 
tamarindo, el aguacate y los cítricos (Heard, 1999). 
El origen de estas abejas se remonta a muchos años atrás donde las civilizaciones 
aborígenes mexicanas utilizaban la miel con fines comerciales, medicinales y en 
rituales (Grajales-Conesa et al., 2011; Vázquez-Dávila e Hipólito-Hernández, 2011). 
Su cultivo es una práctica ancestral de tierras bajas mayas (González-Acereto, 
2008). En Tabasco, las personas (chontales) que utilizan la miel de esta abeja, 
mencionan que a diferencia de la miel de Apis melifera, la miel de Melipona posee 
un mejor olor y sabor para la elaboración de
dulces y bebidas (Vázquez-Dávila e 
Hipólito-Hernández, 2011). 
Figura 1. Reinas y obreras de la especie 
Scatotrigona aff. Foto: Túlio Nunes 
 
3 
 
 
Durante la época pre-colombina se 
reconocieron cuatro zonas principales 
de meliponicultura: la Península de 
Yucatán, en donde llegó a su máximo 
desarrollo por la cultura Maya, el Golfo 
de México, la costa del océano Pacífico 
entre Jalisco y Sinaloa y cerca del Río 
Balsas, entre Guerrero y Michoacán 
(Bennett, 1964; Dixon, 1987; Márquez, 
1994). 
El cultivo de abejas sin aguijón se volvió más sofisticado en tiempos de la cultura 
maya, a comparación del cultivo de Apis mellifera en Europa. Desde entonces 
existen métodos de reproducción y división de colonias, así como de mantenimiento 
de Meliponas en cavidades artificiales de troncos conocidos como jobones (Figura 
5), (González y Quezada, 2010). 
La meliponicultura actualmente se realiza en Centroamérica y México, es una 
actividad muy común que se lleva a cabo a pequeña escala y en forma tradicional, 
sin una tecnología avanzada (Figura 2) (Fonte-Carballo et al., 2016). 
En la península de Yucatán se han reportado diversas especies, como: Melipona 
beecheii, Plebeia frontalis, Trigona fulviventris y Trigonisca pipioli, entre otras. 
Además, existe una especie endémica denominada Melipona yucatanica (De la Rúa 
et al., 2007). Estas especies son valoradas principalmente por la calidad de su miel 
y propiedades medicinales (Landaverde et al., 2006) por lo que son explotadas y 
estudiadas en América Latina. 
 
 
 
Figura 2. Cultivo de abeja Melipona beecheii. 
Foto: Quetzalli, Centro de Educación Amb. 
 
4 
 
La miel se considera un importante alimento energético, no para considerar un 
alimento completo, sino para utilizarlo como un suplemento dietético potencial 
(Rodríguez et al., 2004). Su aportación energética, con azúcares de asimilación 
directa, la hace indicada en la práctica de deportes o de ejercicio físico, mejorando 
la resistencia y favoreciendo la recuperación. Se han descrito efectos beneficiosos 
sobre el sistema circulatorio, el hígado, los intestinos (laxante), los riñones y las vías 
urinarias (diurética) (Visquert, 2015). Por otro lado, posee propiedades quimio 
preventivas e inmunorreguladoras y sirve como antioxidante natural alimenticio 
(Fauzi et al., 2011). 
A la miel de Melipona se le han atribuido diversas propiedades medicinales para el 
tratamiento de heridas, fracturas, dolores post-parto, conjuntivitis, asma, tos, 
bronquitis, laringitis, sinusitis, inflamación de hemorroides, y problemas oculares 
como carnosidades, úlceras y cataratas (Vit et al., 2004; Gutiérrez et al., 2008; 
Vázquez-Dávila e Hipólito-Hernández, 2011; Fonte et al., 2013). También, se ha 
demostrado que contribuye a la curación de lesiones en pacientes diabéticos 
(Grajales-Conesa et al., 2018). 
Un nutracéutico es un alimento que provee beneficios más allá de la nutrición 
básica, ya que puede prevenir enfermedades o promover la salud (Vinson, 1999). 
Es por esto que se busca conocer el aporte nutricional de la miel de Melipona, así 
como su capacidad antioxidante y la actividad antibacteriana y antifúngica, con el 
fin de comprobar si posee propiedades medicinales. 
Debido a su importancia tanto económica como medicinal, se han realizado diversos 
estudios en países como: Guatemala, Colombia y Costa Rica, en los que se realiza 
una caracterización fisicoquímica y organoléptica, con la finalidad de establecer 
estándares de calidad, ya que en la actualidad únicamente existen estándares para 
la miel del género Apis. 
 
 
5 
 
ANTECEDENTES 
La composición de la miel puede variar de acuerdo con la región, clima y flores que 
frecuenten las abejas, por lo que ha sido importante realizar estudios de diversas 
especies de Melipona con el fin de conocer las características distintivas de cada 
una (Fredes, 2004; Fredes y Montenegro, 2006). 
Fonte et al. (2013), realizaron una caracterización físico-química y organoléptica de 
miel de Melipona becheii de sistemas agroforestales en Cuba con el fin de definir si 
cumplía con los estándares requeridos para su comercialización en ese país. 
Concluyeron que la miel de Melipona es más vulnerable a los procesos de 
fermentación que la de Apis, por su alto contenido de humedad. Sin embargo, 
encontraron que la miel de Melipona beecheii estudiada, posee una excelente 
calidad al no haber sufrido un proceso de degradación aparente. Por lo tanto, la 
consideran miel fresca para el consumo humano. Finalmente, enfatizan la 
importancia de la creación de una norma de calidad para éste género ya que no 
existen procedimientos normados de cosecha y especificaciones de calidad. 
Por otro lado, se sabe que la miel tiene una capacidad antioxidante causada por 
compuestos fenólicos, además de una capacidad antibacteriana, a la cual se le 
atribuye grandes contenidos de azúcar, producción de peróxido de hidrógeno, y 
presencia de ácido caféico (Al-Mamary et al., 2002; Aljadi y Kamaruddin, 2004; 
Kucuk et al., 2007; Manrique y Santana, 2008). 
Así mismo, en nuestro equipo de investigación se estudió la miel de Apis mellifera 
de dos localidades diferentes de México y se determinó que poseen actividad 
antioxidante y efecto antibacteriano, cuando no están diluidas (Nava, 2016). 
Además, se encontró que la miel de Apis mellifera posee características particulares 
según su origen, pero mantiene características en común como humedad y cantidad 
de peróxido de hidrógeno (Arredondo, 2017). 
Finalmente, en un estudio sobre las mieles de 9 meliponinos de Guatemala se 
determinó que inhiben el crecimiento de bacterias y levaduras, excepto la miel de 
Melipona solani (Dardón y Enríquez, 2008). 
 
6 
 
JUSTIFICACIÓN 
A pesar de que la meliponicultura es ampliamente conocida en México y más aún 
en Yucatán, debido a la gran distribución de especies de meliponas, no existen 
estudios que evalúen las propiedades nutraceúticas de la miel en nuestro país. Los 
estudios realizados sobre esta miel en América Latina han sido con la intención de 
establecer un estándar de calidad para su comercialización. 
Debido a esto, en el presente estudio se busca evaluar algunas propiedades de la 
miel de Melipona para fines primeramente científicos que nos permitan en segundo 
plano atribuirle usos medicinales y comerciales, ya que en artículos como el de 
Grajales et al., 2001, se menciona la necesidad de estudios científicos en este 
ámbito. 
Si bien, ya existen estudios que evalúen algunas propiedades de la miel de Melipona 
por separado, es de mayor utilidad un estudio que reúna estas variables, con el fin 
de ampliar el conocimiento y así poder catalogarla como producto nutracéutico. Esto 
servirá como punto clave para resaltar la importancia de la miel de Melipona en 
México. 
 
 
7 
 
OBJETIVOS 
General 
Evaluar las propiedades nutracéuticas de la miel de Melipona. 
Particulares 
De la miel de Melipona de Mérida: 
 Determinar las propiedades organolépticas (color, sabor, olor, consistencia). 
 Determinar las propiedades químicas (pH, densidad, humedad, ácidos 
orgánicos, carbohidratos, proteínas, ácido ascórbico, peróxido de hidrógeno, 
fenoles y flavonoides). 
 Determinar la capacidad antioxidante. 
 Realizar pruebas biológicas: 
o Determinar la inhibición sobre el crecimiento de bacterias Gram 
positivas y Gram negativas. 
o Determinar la inhibición sobre el crecimiento de hongos 
levaduriformes y filamentosos. 
MATERIAL Y MÉTODOS 
I. Obtención de la muestra 
La miel virgen de Melipona (Fig. 3 y 5) fue donada 
por el profesor Benigno Ramírez Espinosa, del 
meliponario Sinanché de la familia Ramírez 
Espinosa en Mérida, Yucatán. Este municipio está 
ubicado en la región litoral del norte, a una altitud 
de 6 msnm (Fig. 4). Posee una superficie de 134.25 
Km2. Geográficamente este apiario se encuentra 
en 21°13’26.2’’ Norte
y 89°10’48.8’’ Oeste. El 
municipio colinda al Norte con el Golfo de México, 
al Sur con Cansahcab-Motul, al Este con Yobain y al Oeste con Telchac Pueblo-
Telchac Puerto. 
Figura 3. Miel artesanal de 
Melipona, Sinanché. Foto: Miel 
artesanal Sinanché ‘’Beere’’. 
 
8 
 
 
 
 
 
 
 
La miel fue colectada en septiembre de 2016. Es importante mencionar que la flora 
de este lugar está representada principalmente por vegetación de la selva baja 
caducifolia. 
 
II. Propiedades organolépticas y físicas 
1. Color, olor y viscosidad 
El color se determinó con ayuda de un colorímetro HANNA colocando la muestra 
directamente en el lente. El sabor, olor y viscosidad se determinó de acuerdo con la 
NMX-F-036-NORMEX-2006 “Alimentos – Miel – Especificaciones y Métodos de 
Prueba’’. 
2. Densidad y humedad 
Para conocer la densidad se utilizó la fórmula 𝜌 =
𝑚
𝑣
. 
La humedad se calculó con un refractómetro ATAGO PAL 225. 
Figura 4. Municipio Sinanché en Mérida, Yucatán. 
Figura 5. Jobones donde vive 
la abeja Melipona. Foto: Miel 
artesanal Sinanché ‘’Beere’’. 
 
9 
 
3. Determinación de pH 
Para la determinación del pH se usó un potenciómetro (pHTestr 30), el cual se 
introdujo directamente a la muestra. 
III. Propiedades químicas 
1. Cuantificación de ácidos orgánicos 
Se realizó mediante una titulación de NaOH al 0.01M, la cual es una reacción de 
ácido-base o neutralización (Apéndice I). Se disolvió 1 g de miel en 10 mL de agua 
destilada y se agregaron 5 gotas de fenoftaleína. Finalmente se realizó la titulación 
hasta que se observó un cambio de coloración y se anotaron los mL de NaOH 
gastados (González y Peñalosa, 2000). 
2. Cuantificación de carbohidratos 
Para la cuantificación de azúcares totales se determinaron los Grados Brix 
colocando 3 mL de la miel en un refractómetro ATAGO RePo-4. 
Para la cuantificación de carbohidratos reductores se utilizó el método de Nelson-
Somogyi (Apéndice II), realizando una extracción de carbohidratos diluyendo 10 mg 
de muestra en 1 mL de etanol al 80%. Posteriormente se utilizaron 0.5 mL de la 
muestra problema para interpolar en la curva patrón, como patrón se usó glucosa. 
Se leyó la absorbancia a 565 nm (González y Peñalosa, 2000). 
Finalmente, se determinó el porcentaje de fructosa y glucosa en 3 mL de la muestra 
con un refractómetro ATAGO RePo-4. 
3. Cuantificación de proteínas 
La determinación de proteínas se realizó mediante el método de Bradford (Apéndice 
III). Se hizo una extracción con 100 mg de miel y 2 mL de una solución de metanol-
cloroformo-agua (12:5:3). Se centrifugó a 14000 rpm por 5 minutos y al 
sobrenadante se le agregó 1 mL de cloroformo y 1.5 mL de agua destilada. Se 
centrifugó nuevamente con el objetivo de eliminar posibles lípidos presentes. 
Con esta fase acuosa se realizó la cuantificación, utilizando como patrón albúmina. 
Finalmente, se leyó en una placa ELISA a 595 nm (González y Peñalosa, 2000). 
 
10 
 
4. Cuantificación de ácido ascórbico 
La determinación de ácido ascórbico representa la cantidad de vitamina C en la 
muestra. Se mezclaron 500 mg de la muestra de miel con 900 µL de ácido 
tricloroacético (TCA) al 10% y se homogeneizó por 5 minutos. Posteriormente, la 
muestra se enfrió en un baño de hielo para proceder a su centrifugación a 3000 rpm 
por 5 minutos. Se recuperó el sobrenadante y se le agregó agua destilada y 200 µL 
del reactivo de Folin-Ciocalteau. Finalmente se realizó una curva patrón con ácido 
ascórbico como solución stock (1 µg/mL) y se midió a una absorbancia de 760 nm 
(Apéndice IV) (Jagota y Dani, 1982). 
5. Cuantificación de peróxido de hidrógeno 
Para la determinación de peróxido de hidrógeno se diluyó y tituló en un medio ácido 
con permanganato de potasio para obtener una reacción neutralizante hasta que la 
solución viró a rosado, anotando el volumen gastado (Apéndice V), (Chang, 2002). 
6. Determinación cualitativa de metabolitos secundarios 
Para la determinación cualitativa de fenoles, flavonoides y alcaloides, se disolvieron 
0.5 g de miel en 5 mL de agua y se separó en partes iguales para su evaluación. 
Se agregaron de 3 a 5 gotas de FeCl3 para la determinación de fenoles, de AlCl3 
para flavonoides y para alcaloides primero se agregan 2 gotas de HCl para 
posteriormente agregar solución Dragendorff y Mayer y observar la reacción 
(Dominguez, 1973). 
7. Cuantificación de fenoles totales 
Los compuestos fenólicos están formados por un anillo aromático unido por lo 
menos a un grupo oxidrilo. Dicha composición les proporciona propiedades 
bactericidas, fungicidas y antivirales (Bedascarrasbure et al., 2004; Tabera et al., 
2000, Hegazi y El Hady, 2000; Hegazi et al., 2000) 
Para determinar fenoles totales se utilizó el método modificado de Singleton et al. 
en 1999. Se midió por espectrofotometría con base a una reacción colorimétrica de 
óxido-reducción, el agente oxidante que se utilizó fue el reactivo de Folin-Ciocalteu. 
 
11 
 
Se utilizó ácido gálico como patrón y se midió a 760 nm (Oropeza, 2012). Los 
resultados fueron obtenidos en mg eAG/g. 
8. Extracción de flavonoides 
Los flavonoides son compuestos fenólicos que poseen tres anillos (A, B, C), con 
uno o más grupos hidroxilos. Dependiendo del grado de oxidación y de sustitución 
del anillo pirano central pueden subdividirse en flavonas, flavonoles, flavononas, 
isoflavonas, flavanos y antocianinas. Generalmente están unidos a los azúcares, 
aunque también se les encuentra unidos a ácidos carboxílicos, aminas, lípidos, así 
como a otros compuestos fenólicos (Martínez-Valverde et al., 2000). 
Una vez comprobada la presencia de flavonoides en la muestra, se realizó la 
extracción de estos mediante una hidrólisis ácida. Se disolvieron 3 mg de miel en 6 
mL de HCl 2M y se dejó en baño maría durante una hora para posteriormente 
neutralizar con NaOH 2M. 
Finalmente, se agregó diclorometano grado HPLC y se recuperaron las 2 fases, de 
las cuales se utilizó la fase de diclorometano. Una vez que se evaporó el solvente 
se pesó la cantidad obtenida para obtener el rendimiento (Vidal, 1977). 
9. Cuantificación de flavonoides totales 
Los flavonoides se encuentran en las plantas para su defensa, sirven para tratar 
enfermedades relacionadas con procesos inflamatorios y desordenes 
cardiovasculares (García, 2009). 
Con la extracción de flavonoides obtenida se realizó la cuantificación de flavonoides 
totales por el método de Dowd (Ramamoorthy y Bono, 2007), Para este ensayo se 
utilizó tricloruro de aluminio (AlCl3). El fundamento de esta metodología está basado 
en la reacción de los iones aluminio con los flavonoides, la cual vira a color amarillo 
por la formación de complejos estables ácidos con el grupo ceto en C-4 ó el grupo 
hidroxilo C-3 ó C-5 de flavonas y flavonoles además de la formación de complejos 
lábiles ácidos con los grupos hidroxil en el anillo A o B de los flavonoides. Se utilizó 
quercetina como patrón y se leyó a 450 nm. Finalmente se realizó una curva en la 
que se interpolaron los resultados y se reportó en mg eQ/g. 
 
12 
 
IV. Capacidad antioxidante 
Para el ensayo de la capacidad antioxidante se utilizó el extracto de flavonoides. Se 
midió por la reducción del radical DPPH (Okusa et al., 2007), el cual mide la 
capacidad de los antioxidantes de atrapar el radical 2,2-difenil-1- picrilhidracil (Meda 
et al., 2005; Bertoncelj et al., 2007). La estabilidad relativa de este radical (2,2-
difenil-1-picrilhidracilo) se atribuye a la deslocalización del electrón desapareado, 
esta deslocalización también le otorga una coloración violeta caracterizada por una 
banda de absorción, en disolución etanólica a 540 nm. Cuando una disolución de 
DPPH está en contacto con una sustancia que puede donar un átomo de hidrógeno 
o con otra especie radical (R) se produce la forma reducida DPPH-H o DPPH-R con 
la consecuente pérdida del color y por lo tanto la disminución o pérdida
de la 
absorbancia. 
Para esto, se preparó una solución stock en donde se diluyeron 50 mg de miel en 5 
mL de MeOH grado HPLC y se creó un gradiente de concentraciones (5,10, 20, 30, 
40, 50, 60, 70, 80, 90, 100, 200, 300, 400, 500 ppm) para observar la relación de 
estas con la actividad antioxidante. Los resultados se obtuvieron como porcentaje 
de reducción (Okusa et al., 2007). 
V. Pruebas biológicas 
1. Actividad antibacteriana 
Para determinar la actividad antibacteriana se utilizó el método de difusión en agar 
de Kirby-Baüer (Vanden-Berghe y Vlietinck, 1991). Se usaron bacterias Gram 
positivas y Gram negativas de interés clínico (Cuadro 1) y como control positivo se 
aplicó Cloranfenicol (25 µg por disco). 
Se realizaron pozos en el agar y se colocó la miel directamente, esto por triplicado. 
Los halos de inhibición se midieron en mm y se calculó el promedio para cada cepa 
probada. Los resultados obtenidos se analizaron con ANOVA de dos factores con 
el programa GraphPad Prism 7.00. 
 
 
13 
 
Cuadro 1. Bacterias Gram positivas y Gram negativas utilizadas. 
TIPO CEPA CLASIFICACIÓN, DONADAS 
POR: 
 1. Staphylococcus aureus Caso clínico. Donada por la 
CUSI, FESI. 
Gram 
2. Staphylococcus aureus ATCC 12398. Donada por el 
Lab. de Análisis Clinicos, FESI. 
positivas 3. Staphylococcus epidermidis Caso clínico. Donada por la 
CUSI, FESI. 
 4. Staphylococcus epidermidis ATCC 12228 
 5. Enterococcus faecalis ATCC 29212 de IPN. 
Gram 6. Pseudomonas aeruginosa CDBB-B-999 de CINVESTAV. 
negativas 7. Escherichia coli Caso clínico. Donada por el 
Lab. de Análisis Clinicos, FESI. 
Staphylococcus aureus es un patógeno peligroso para los humanos debido a que la 
probabilidad de adquirirlo en un hospital ha ido en aumento. La contaminación se 
da principalmente por heridas y su tratamiento se ha complicado por la aparición de 
cepas resistentes a antibióticos (Lowy, 1998). Lo mismo sucede con Staphylococcus 
epidermidis. Este patógeno logra formar biopelículas en dispositivos médicos, por 
lo que puede infectar a los pacientes fácilmente (Vuong y Otto, 2002). Enterococcus 
faecalis, puede estar presente en heridas postquirúrgicas, después de cirugías 
oculares o en infecciones de vías urinarias por el uso de catéteres al igual que 
Pseudomonas aeruginosa y Escherichia coli. Estas bacterias también son 
resistentes a diversos antibióticos por lo que es importante encontrar alternativas 
para su tratamiento como lo es la miel de Melipona (Díaz et al., 2010). 
 
14 
 
2. Actividad antifúngica 
La actividad antifúngica se evaluó con cepas de levaduras y hongos filamentosos 
(Cuadro 2) usando el método de difusión en agar (CLSI, 2012). Para el control 
positivo se utilizaron sensidiscos con Nistatina (25 µg por disco). Se realizaron 
pozos en el agar en donde se colocó directamente la miel. Esto se hizo por triplicado. 
Cuadro 2. Levaduras y hongos filamentosos utilizados para la evaluación. 
TIPO CEPA CLASIFICACIÓN, DONADAS POR: 
 1. Candida albicans Caso clínico. Donada por el Lab. de 
Análisis Clínicos, FESI. 
 2. Candida glabrata CDBB-L-1536. CINVESTAV 
Levaduras 
3. Candida tropicalis Caso clínico. Donada por Hospital 
Los Ángeles. 
 4. Candida tropicalis CDBB-L- 1098. CINVESTAV 
 5. Candida albicans ATCC10231 
 6. Candida glabrata Caso clínico. 
Hongos 
Fusarium sporotrichioides ATCC NRLL3299. Donada por Lab. 
Fis. Veg. UBIPRO, FESI. 
filamentosos Fusarium moniliforme CDBB-H-265. CINVESTAV 
 Trichophyton mentagrophytes CDBB-H-1112. CINVESTAV 
Las especies de Candida son las más comunes en muestras de sangre de pacientes 
hospitalizados (Pfaller et al., 1998). Además, se encuentran en la cavidad oral, en 
la vagina y en las vías urinarias. Debido a esto, se decidió utilizar cepas de C. 
albicans, C. glabrata y C. tropicalis ya que se sabe, representan el 95% de 
infecciones identificadas por Candida (Pfaller y Diakema, 2007). 
 
15 
 
RESULTADOS 
Las características organolépticas se determinaron con base en la percepción del 
autor del trabajo y la NMX-F-036-NORMEX-2006. Estas características junto con 
las características físicas se muestran en el Cuadro 3. El color fue determinado de 
acuerdo con la escala Pfund, la cual es una forma instrumental de medición debido 
a que mide la transmitancia de la muestra (Delmoro et al.,2010). El valor obtenido 
fue mayor a 150 mm Pfund, lo que indicó que posee un color ámbar oscuro. El sabor 
de la miel de Melipona es más dulce que la miel de Apis, lo cual se explica debido 
a su gran cantidad de fructosa (Cuadro 4), una azúcar que confiere un sabor más 
dulce que la glucosa. Esta miel tiene una consistencia más líquida si se compara 
con la miel de Apis, por lo que su densidad es menor y posee mucha humedad. 
Cuadro 3. Caracterización organoléptica y física. 
 MELIPONA 
Color Ámbar oscuro 
Sabor Dulce 
Olor Propio 
Viscosidad Líquida 
Densidad 1.49 g/mL 
Humedad 22.80% 
 
Las características químicas de la miel de Melipona se muestran en el Cuadro 4. 
El pH de esta miel es ácido y se sabe que los ácidos orgánicos le confieren esta 
característica a pesar de que su contenido es bajo (Cervera y Cervera, 1994). 
Los carbohidratos constituyen el componente principal de la miel, entre ellos 
podemos encontrar en mayor cantidad la fructosa y la glucosa (Ulloa, 2010). 
 
16 
 
En este estudio la cantidad de fructosa es mayor que la de glucosa, lo cual se 
encuentra relacionado con el sabor como se mencionó anteriormente. 
A pesar de que la miel contiene proteínas en mínimas cantidades, dentro de estas 
se encuentran enzimas con un papel importante en su composición (Cauich et al., 
2015). La cantidad de ácido ascórbico en miel de Melipona es bajo en comparación 
con miel de Apis (Arredondo, 2017). Sin embargo, esta se encuentra en mayor 
cantidad junto con la vitamina B1 (Zandalema, 2008). El peróxido de hidrógeno es 
parte importante de la composición de la miel, ya que como se mencionó 
anteriormente ayuda a su conservación y le confiere actividad antibacteriana junto 
con la acidez y la osmolaridad (Alarcón e Ibañez, 2008). Por otro lado, se dice que, 
en los propóleos, los fenoles y flavonoides son los encargados de las características 
medicinales (Vázquez, 2010), como se puede observar, la cantidad de fenoles fue 
representativa, mientras que se encontraron muy pocos flavonoides en la muestra. 
Cuadro 4. Características químicas de la miel de Melipona. 
 MELIPONA 
pH 4.26 
Ácidos orgánicos 0.0017 mg eÁc.O/g 
Azúcares totales + 75.9% 
Azúcares reductores * 22.77% 
Fructosa + 56.9% 
Glucosa + 19% 
Proteínas 0.041 mg/g (0.0041%) 
Ácido ascórbico 0.018 mg/g (0.0018%) 
Peróxido de Hidrógeno 0.091 mg/g (0.0091%) 
 
17 
 
Fenoles 0.746 mg eAG/g 
Flavonoides 0.038 mg eQ/g 
+ Resultados obtenidos con refractómetro. * Resultados obtenidos mediante el 
método de Nelson Somogyi. 
Capacidad antioxidante 
Mediante el método de reducción del radical DPPH se determinó la capacidad 
antioxidante. Donde se pudo observar que, no importando la concentración de miel 
utilizada, el porcentaje de reducción del DPPH se mantenía dentro de un valor muy 
cercano, por lo que se decidió reportar el porcentaje de reducción a la menor 
concentración probada (5 ppm), el cual fue de 30.668%. 
Actividad antibacteriana 
La actividad antibacteriana se debe a variables físico-químicas como la acidez, la 
actividad de la lisozima y la catalasa (Weston, 2000; Cooper et al., 2002), así como 
la presencia de ácidos aromáticos y volátiles (Cabrera et al., 2006) y la cantidad de 
peróxido de hidrógeno. Los halos de inhibición de la miel de Melipona en este 
ensayo se muestran en el Cuadro 5 y Figuras 6 y 7. 
Se puede observar que hubo efecto en las cepas a excepción de Staphylococcus 
epidermidis caso clínico. Se evaluó el efecto en algunas cepas del género 
Staphylococcus debido a que aparece comúnmente en heridas y ha
generado 
resistencia a antimicrobianos, por lo que es de gran interés medico (Estrada et al., 
2004). 
 
 
 
 
 
18 
 
Cuadro 5. Halos de inhibición de miel de Melipona en diferentes cepas bacterianas. 
* Únicamente se observó disminución en el crecimiento tanto en la miel como en el 
cloranfenicol como se observa en la Figura 6 (2). + Caso clínico. NA (No Activo). 
 MELIPONA (mm) CLORANFENICOL (mm) 
Staphylococcus aureus + 10.30.6 17.60.1 
Staphylococcus aureus * 300.1 18.30.1 
Staphylococcus epidermidis + NA 190.1 
Staphylococcus epidermidis 11.30.6 11.30.1 
Enterococcus faecalis 120.0 24.30.0 
Pseudomonas aeruginosa 9.60.6 15.60.6 
Escherichia coli + 9.60.6 15.61.5 
 
Figura 6. Actividad antibacteriana de miel de Melipona, se presentaron diferencias 
significativas respecto al control en todas las cepas a excepción de Staphylococcus 
epidermidis (4) (P0.00001). 
0
5
10
15
20
25
30
35
1 2 3 4 5 6 7
H
al
o
s 
d
e 
in
h
ib
ic
ió
n
 (
m
m
)
Cepas bacterianas
ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA
MELIPONA CLORANFENICOL 25 µg/mL
1: Staphylococcus 
aureus (Caso clínico) 
2: Staphylococcus 
aureus (HALOS DE 
DISMINUCIÓN DE 
CRECIMIENTO) 
3: Staphylococcus 
epidermidis (Caso 
clínico) 
4: Staphylococcus 
epidermidis 
5: Enterococcus 
faecalis 
6: Pseudomonas 
aeruginosa 
7: Escherichia coli 
(Caso clínico) 
 
 
19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7. Halos de inhibición de miel de Melipona en bacterias Gram positivas (1-5) 
y Gram negativas (6 y 7). Cc (Caso clínico). 
Como se puede observar en la Figura 7, las cepas utilizadas sí son sensibles al control 
positivo. 
5 6 
1 2 
4 
3 
7 
6 
Staphylococcus aureus 
(Cc) 
Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis 
(Cc) 
Staphylococcus epidermidis Enterococcus faecalis Pseudomonas aeruginosa 
Escherichia coli (Cc) 
5 6 
 
20 
 
Actividad antifúngica 
Respecto a la actividad antifúngica, no se observó efecto inhibitorio en ninguna cepa 
de levaduras probada en este ensayo, únicamente del control (Nistatina), como se 
muestra en la Figura 8. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
La actividad antifúngica con hongos filamentosos fue baja como se muestra en el 
Cuadro 6. 
Cuadro 6. Actividad antifúngica de miel de Melipona en hongos filamentosos. 
HONGO INHIBICIÓN 
Fusarium sporotrichioides + 
Fusarium moniliforme + 
Trichophyton mentagrophytes + 
+ Poca inhibición. ++ Moderada inhibición. +++ Alta inhibición. 
Figura 8. Halos de inhibición de miel de Melipona en hongos 
levaduriformes con control positivo. 
1 
4 3 
2 
Candida albicans (Cc) Candida glabrata 
Candida tropicalis(Cc) Candida tropicalis 
 
21 
 
DISCUSIÓN 
Debido a que las abejas visitan una gran diversidad de especies vegetales para 
obtener el néctar, es de esperar que muchas de las propiedades de la miel 
presenten una alta variabilidad dependiendo de su origen. La composición química 
de la miel puede variar según la especie floral que se utiliza como fuente del néctar 
además de las condiciones regionales y climáticas (Frankel et al., 1998). 
Es por esto que el objetivo de este trabajo fue evaluar las propiedades nutracéuticas 
de la miel de Melipona de Mérida, Yucatán. 
El color obscuro de la miel (Cuadro 3) se debe a la presencia de pigmentos como 
carotenoides, clorofilas y xantofilas, se relaciona con cantidades mayores de fosfato 
de calcio, hierro, vitamina B1 y vitamina C, además, se le atribuye un sabor más 
intenso (Suescún y Vit, 2008; Zandalema, 2008; Luna, 2012). El color puede variar 
dependiendo de el sabor y la edad de la miel (Wilson et al., 2015). 
Algunos estudios mencionan que el color refleja el contenido de compuestos 
fenólicos presentes en la miel, lo cual le atribuye una capacidad antioxidante (Al-
Mamary et al., 2002; Beretta et al., 2005; Mărghitas et al., 2009; Luna, 2012). 
El color, el sabor y el olor, están relacionados con el origen floral de la miel por lo 
cual pueden ser muy variados aunque se trate de la misma especie de abeja 
(Zandalema, 2008). Los azúcares son los principales componentes de su sabor, las 
mieles con alto contenido de fructosa suelen ser más dulces que las que tienen 
mucha glucosa, como es el caso de la miel evaluada (Cuadro 4), (Ulloa, 2010). 
A su vez, el aroma de la miel está dado por sustancias volátiles; formaldehido, 
propionaldehido y acetona, la mayoría también contiene benzil alcohol y fenil etanol 
con ácido fenil acético (Luna, 2012). A diferencia de la miel de Apis, la miel de 
Melipona suele tener un olor más floral, como si las abejas modificaran menos el 
néctar (Vit, 2008b). 
 
 
22 
 
Por otro lado, Rodríguez (2014), reporta que la viscosidad en miel de Melipona es 
menor que en la miel de Apis mellifera y además plantea la relación viscosidad-
humedad, a medida que aumenta la viscosidad, la humedad es menor. Esto se 
relaciona con los datos obtenidos en este ensayo (Cuadro 3), ya que en 
comparación con el estándar de humedad de miel de Apis mellifera, la miel de 
Melipona tiene un valor considerablemente mayor y por lo tanto una menor 
viscosidad. 
Referente a la densidad, en Quinsaloma, ubicado en la costa de Ecuador donde se 
presenta un clima tropical como en Yucatán, se encontró una densidad de 1.38 g/mL 
en la miel (Barrezueta, 2017). En miel Melipona beecheii de El Salvador (especie 
que se encuentra también en Yucatán), se reportan 1.36 g/mL (Alarcón e Ibañez, 
2008), estos valores son muy cercanos a lo obtenido en esta investigación (1.49 
g/mL), (Cuadro 3). 
El contenido de humedad está en función de los factores ambientales y el contenido 
de humedad en el néctar (Ulloa et al., 2010). La humedad que presentó esta miel 
(22.8%), (Cuadro 3) es parecida a la cantidad de humedad encontrada en miel de 
Melipona solani 23.75% (Gutierrez et al., 2008) y Melipona favosa 23.70% (Vit, 
2008a). Es importante considerar estos valores debido a que rebasan lo 
especificado para Apis mellifera en la NMX-F-036-NORMEX-2006 “Alimentos – Miel 
– Especificaciones y Métodos de Prueba”, en donde el máximo de humedad es de 
20% (CODEX, 2001; SAGARPA, 2015). 
La alta cantidad de humedad (mayor a 20%) provoca la fermentación de la miel, lo 
que al mismo tiempo aumenta su acidez y puede significar un aumento en los 
microorganismos presentes, esta variable puede variar dependiendo de cómo se 
extrajo la miel de la colmena y su almacenamiento (Vit, 2008a; Ulloa, 2010; 
Rodríguez, 2014). 
Además, se ha encontrado que, a menor cantidad de agua, mayor es la densidad, 
por lo que la gran cantidad de humedad presente en esta miel explica su poca 
densidad (Cuadro 3) (Alves et al., 2005). 
 
23 
 
El pH se encuentra influenciado por sustancias mandibulares como enzimas, 
añadidas al néctar por las abejas (Alves et al., 2005). Además, se encuentra 
relacionado con el sabor de la miel (López, 2017). En este estudio se encontró un 
pH de 4.26 (Cuadro 4), el cual se acerca a lo reportado para Tetragonisca angustula 
(4.03) de Honduras (Mendieta, 2002), Melipona aff. yucatanica (3.79) y 
Scaptotrigona mexicana (4.04) de Guatemala (Dardón y Enríquez, 2008). 
Ulloa (2010), menciona que los ácidos orgánicos son los responsables del bajo pH 
que presenta esta miel y de su excelente estabilidad. Se sabe que el ácido orgánico 
predominante en la miel es el ácido glucónico que se origina de la glucosa con ayuda 
de la enzima glucoxidasa. La presencia de esta enzima y por lo tanto del peróxido 
de hidrógeno, en conjunto con la acidez de la miel, ayudan a su conservación. 
Además, se dice que los ácidos orgánicos participan en la actividad antibacteriana 
y en la capacidad antioxidante (Gutierrez, 2008; Argüello y Banda, 2016). Sin 
embargo, en comparación con lo que se reporta para miel de Apis: 0.004 a 0.012 
mg eÁc.O./g, (Arredondo, 2017), la cantidad de ácidos orgánicos en la muestra 
evaluada fue baja (0.0017 mg eÁc.O./g)
como se observa en el Cuadro 4. Los 
ácidos orgánicos en su forma no disociada poseen un hidrogenión que reduce el pH 
del citoplasma, esto lleva a un mayor gasto energético con el fin de mantener un 
equilibrio (Salmond et al., 1984). Además, el anión altera la síntesis de ADN 
evitando así la replicación de los microorganismos (Cherrington et al., 1991; Young 
y Foegeding, 1993). Esta forma no disociada puede atravesar la membrana 
plasmática fácilmente, una vez en el interior el ácido se disocia y afecta 
directamente el pH intracelular de la bacteria, alterando su metabolismo (Salmond 
et al., 1984). Debido a esto la bacteria aumenta sus niveles de Na+ y K+ para 
compensar el aumento de aniones ácidos, por lo que aumenta la turgencia y la 
pared celular puede estallar (Shiva, 2007). 
Existen estudios que reportan la actividad inhibitoria contra bacterias Gram 
negativas y en mayor medida de Gram positivas de los ácidos orgánicos como se 
observa en la Figura 6 (Hinton y Linton, 1988; Östling y Lindgren, 1993). También 
se reporta una actividad inhibitoria sobre hongos (Cuadro 6), (Calvo et al., 2006). 
 
24 
 
En el Cuadro 4, se observa el porcentaje de azúcares totales en esta investigación 
(76.9%), el cual es similar a lo reportado para Melipona beecheii y Melipona solani 
de Guatemala con 72.45% y 76.19% respectivamente (Dardón y Enríquez, 2008). 
Este valor de azúcares totales determinado con base en los grados Brix, concuerda 
con lo reportado en un estudio de Melipona sp. de Brasil, en donde se encontraron 
76.1 grados Brix (do Vale et al.,2018). 
Dentro de estos azúcares, se encontró un 22.77% de azúcares reductores, cantidad 
más baja de lo que se reporta para Melipona favosa de Venezuela (66%), (Vit et al., 
2012). La miel posee azúcares reductores porque, al efectuar una carga en la 
actividad de recolección, la abeja visita diferentes flores, eligiendo las que tienen 
una concentración elevada de azúcar (APIEXPA, 2000). 
Finalmente, se encontró un 56.9% de fructosa, mayor cantidad de lo reportado para 
Melipona beecheii (34.1%). También, en M. beecheii, se encontró un valor de 29.3% 
de glucosa, lo cual se acerca a la cantidad de glucosa en la miel de Melipona de 
Mérida (19%) (Fonte et al., 2013). 
Respecto a proteínas, en comparación con datos reportados para Melipona beecheii 
(0.17%) y Melipona scutellaris (0.18%), la miel de Melipona presentó una cantidad 
baja (0.0041%) como se observa en el Cuadro 4 (Mendieta, 2002; do Vale et al., 
2018). La abeja agrega algunas enzimas que vienen de las plantas, con el fin de 
lograr el proceso de maduración de néctar a miel (Kumul et al., 2015). 
Algunas de las enzimas encontradas en miel de Melipona son la invertasa, la 
amilasa y la glucoxidasa (Crane, 1985; Piana et al.,1989; Prior, 1989). La invertasa 
es la enzima más importante debido a que convierte el disacárido (sacarosa) en 
monosacáridos (fructosa y glucosa) (Ulloa et al., 2010). 
La vitamina C o ácido ascórbico es un compuesto de 6 carbonos relacionado 
estructuralmente con la glucosa que posee una elevada capacidad reductora 
(Sánchez-Chávez et al., 2015). En su papel como agente reductor, la vitamina C 
puede facilitar la absorción del hierro desde el tracto gastrointestinal y permitir su 
movilización desde las reservas (Hallberg et al., 1987; Clark et al, 1992). 
 
25 
 
Se sabe que el ácido ascórbico es un compuesto asociado a la actividad 
antioxidante al igual que fenoles y flavonoides ya que logra eliminar radicales libres 
en el espacio extracelular (Horton, 2003; Meda et al., 2005; Singh et al., 2012). Junto 
con otras vitaminas (E y A) ayuda a la cicatrización (Horton, 2003). Además, en 
lesiones, el estrés asociado resulta en un requerimiento de vitamina C para la 
síntesis de colágeno (Kramer et al., 1979). 
Respecto a lo reportado para miel de Melipona subnitida (0.010 mg/g) de Brasil 
(Sant’Ana, 2017), el valor de ácido ascórbico en miel de Melipona de Mérida fue 
muy similar (0.018 mg/g) como se observa en el Cuadro 4. Sin embargo, en A. 
mellifera se reporta una mayor cantidad de esta vitamina (0.04 mg/g), (Menchú et 
al., 2000). 
El peróxido de hidrógeno se produce gracias a una enzima llamada glucoxidasa, la 
cual es agregada al néctar por la abeja durante su recolección y es la responsable 
de transformar la glucosa en ácido glucónico y peróxido de hidrógeno (Molan, 1999). 
En mieles maduras, la glucoxidasa es inactivada y la cantidad de peróxido es 
escasa, debido a esto la miel posee otros compuestos con actividad antibacteriana 
como flavonoides y ácidos orgánicos (Rodríguez, 2012). La presencia de peróxido 
de hidrógeno junto con algunos minerales puede provocar la generación de 
radicales hidroxilo como parte del sistema antibacteriano y a su vez le confiere 
propiedades antioxidantes, debido a que evita la formación de radicales libres (Lund, 
2001). Estos radicales oxidan a los grupos tioles en enzimas y proteínas (Cabrera 
et al., 2007). Además, al ser un agente oxidante provoca la destrucción de 
constituyentes celulares rápidamente y llega a ser muy tóxico para las bacterias 
anaerobias como Staphylococcus (Rivas y Mota, 2006). Esto se puede observar en 
la Figura 6. 
La cantidad de peróxido de hidrógeno determinada en esta investigación (Cuadro 
4) es menor (0.091 mg/g) en comparación con lo reportado para miel de Apis 
mellifera (1.105 mg/g) del Estado de México (Arredondo, 2017). Existen factores 
que influyen en la cantidad de este componente en la miel, como lo son las 
condiciones de almacenamiento (Rodríguez, 2012). 
 
26 
 
Es importante mencionar que el peróxido de hidrógeno puede llegar a ser nocivo 
para los tejidos si se utiliza a altas concentraciones, sin embargo, en la miel se 
encuentra en cantidades no perjudiciales, ya que la liberación se da lentamente, lo 
que favorece a la cicatrización (Molan, 1999). 
Uno de los componentes principales que participan en la capacidad antioxidante 
son los fenoles y en este estudio se determinó una mayor cantidad (0.746 mg 
eAG/g) de lo reportado para mieles chilenas de diferente origen floral, en donde se 
encontraron valores de 0 hasta 0.088 mg/g (Muñoz et al., 2007). Así mismo, en 
propóleos de Melipona eburnea de la región Amazónica se registró un valor de 0.2 
mg eAG/g (Ríos, 2017). Los fenoles también inhiben el crecimiento de 
microorganismos. El sitio y número de grupos hidroxilo que poseen está relacionado 
con su toxicidad, existe evidencia de que alta hidroxilación resulta en alta toxicidad 
(Geissman, 1963). Algunos estudios mencionan que los fenoles con alta oxidación 
son más inhibitorios (Urs y Dunleavy, 1975; Satrija et al., 1995). El mecanismo de 
toxicidad de fenoles reportado incluye inhibición de enzimas por los compuestos 
oxidados (Mason y Wasserman, 1987). 
Además de atribuirle una capacidad antioxidante a la miel, los flavonoides son 
importantes para conocer su origen geográfico y por otro lado contribuir a su olor y 
sabor (Mendes et al.,1998; López, 2017). En este trabajo se reportó una baja 
cantidad de flavonoides (0.038 mg eQ/g), en comparación con mieles de floración 
diferentes, siendo la miel multifloral la más cercana a los resultados obtenidos: 0.91 
mg eQ/g (Muñoz et al., 2014). Respecto a miel de Melipona, en M. beecheii se han 
encontrado, quercetina, naringenina y leutolina, los cuales inducen el sistema 
antioxidante celular y de esta manera contribuyen a la prevención de enfermedades 
(Matamoros et al., 2013). 
El uso de los flavonoides contra infecciones bacterianas o fúngicas tiene como 
objetivo eliminar las células de los microorganismos o dificultar los efectos de 
difusión de las toxinas bacterianas (Lopes, 1998). Su actividad antibacteriana se 
debe probablemente a su capacidad de formar complejos con aminoácidos 
nucleofílicos lo que provoca la inactivación de las proteínas (Stern et al., 1996). 
 
27 
 
Es
por esto que el blanco principal de los flavonoides en la célula bacteriana son las 
adhesinas, los polipéptidos de la pared celular y enzimas presentes en la membrana 
celular (Cowan, 1999). 
Finalmente, la capacidad antioxidante es la habilidad que tienen algunas mieles 
para reducir la cantidad de reacciones oxidativas en el cuerpo. Estas reacciones 
pueden producir efectos perjudiciales en los alimentos y el organismo como 
enfermedades crónicas, esta capacidad varía dependiendo del origen de la miel 
(Gheldof et al., 2002). El daño oxidativo en biomoléculas provoca el envejecimiento 
y el desarrollo de enfermedades en todos los aparatos y sistemas del organismo, 
así como algunos tipos de cáncer (Elias et al., 2008). 
La incapacidad del cuerpo humano para neutralizar a los radicales libres a los que 
está expuesto diariamente, obliga al hombre a recurrir a alimentos con las 
propiedades antioxidantes con capacidad de neutralizarlos (Gutiérrez et al., 2007). 
Cauich et al. (2015), sugieren que M. beecheii de Yucatán es una alternativa para 
la obtención de compuestos con potencial antioxidante, ya que las especies de 
plantas visitadas como las familias Asteraceae y Melastomataceae para la 
extracción de néctar están presentes en la Península. Estas propiedades 
antioxidantes están relacionadas con su color y cantidad de humedad. 
Es importante recalcar que únicamente se reportó el porcentaje de reducción 
(30.668% a una concentración de 5 g/mL) debido a que la capacidad antioxidante 
de la miel de Melipona no depende de la concentración. Se observó que no 
importando la concentración a la que se encontraba la miel, el porcentaje de 
reducción se mantuvo constante. 
Mohamed et al., 2010, reportaron un porcentaje de inhibición de 41.3% a una 
concentración de 75000 µg/mL de miel de Apis dorsata de Malasia. El porcentaje 
obtenido, fue comparado con mieles de diferentes orígenes y se concluyó que tiene 
una buena capacidad antioxidante. Al comparar este dato con la miel de Melipona 
de Mérida, podemos observar que la capacidad antioxidante fue mejor, debido a 
que se obtuvo un porcentaje de reducción cercano (30.668%), a una concentración 
mucho menor (5 µg/mL). 
 
28 
 
Por otro lado, respecto a la actividad antibacteriana, se sabe que la miel de Melipona 
posee un buen efecto inhibitorio sobre varios organismos. En comparación con miel 
de Apis mellifera, se ha reportado una mayor capacidad inhibitoria de la miel de 
Melipona principalmente en S. aureus y S. epidermidis. (Lusby et al., 2005; Dardón 
y Enríquez, 2008; Zamora y Arias, 2011). Un ejemplo de esto es lo que sucede con 
miel de Trigona carbonaria, en donde S. aureus fue una de las más susceptibles a 
su miel al igual que en propóleo de M. beecheii (Boorn et al., 2010; Fonte-Carballo, 
2014). 
También, Zamora y Arias (2011), realizaron un análisis de 30 muestras de miel de 
Melipona de diferentes partes de Costa Rica y encontraron que en una 
concentración de 100% de miel (como se utilizó en este ensayo), hubo inhibición en 
S. aureus, S. epidermidis y E. coli como se observa en la Figura 7. 
Zamora y Arias (2011), reportan una mayor susceptibilidad por parte del género 
Staphylococcus respecto a otros que probó como P. aeruginosa y E. coli, como se 
observa en la Figura 6 con S. aureus (1) y S. epidermidis (4). 
Lo anterior mencionado es muy importante si consideramos la estructura de las 
bacterias Gram negativas y Gram positivas, esto es un factor que explica por qué 
existe mayor susceptibilidad por parte de bacterias Gram positivas. Las bacterias 
Gram positivas se componen de una membrana citoplasmática y una pared de 
peptidoglicanos únicamente. Por otro lado, las bacterias Gram negativas se 
componen de una delgada capa de peptidoglicanos cubierta por dos membranas 
(interna y externa), lo cual hace más difícil la entrada al organismo y por lo tanto lo 
vuelve más resistente (Madigan, 2004). 
En miel de Melipona favosa se encontró una baja actividad antibacteriana y mayor 
sensibilidad por parte de E. coli que de S. aureus como se muestra en la Figura 6, 
en donde S. aureus (2) fue menos sensible (Vit et al., 2012). French et al. (2005), 
reportan una alta sensibilidad de P. aeruginosa que, si bien no fue la más alta 
observada en este ensayo, existe una inhibición de más de la mitad del valor 
obtenido del control. 
 
29 
 
Esto concuerda con Zamora y Arias (2011), quienes reportan que S. epidermidis y 
P. aeruginosa presentan sensibilidad a la miel de Melipona hasta en las 
concentraciones más bajas. 
Otro factor que le atribuye propiedades a la miel es el propóleo, el propóleo de 
Melipona posee componentes que le confieren propiedades farmacológicas, 
bactericidas, antivirales, antibacterianas, antifúngicas, hepatoprotectoras, 
antinflamatorias, inmunomoduladoras, antioxidativas y analgésicas a la miel 
(Bankova, 2005; Temaru et al., 2007; Shi et al., 2012; Chan et al., 2013; Shpychak et 
al., 2015). 
En propóleos de Melipona se encontró que la actividad antibacteriana se ve 
influenciada por la estación del año en la que se produce, lo cual esta posiblemente 
relacionado con la flora circundante. Además, se cree que esta actividad es una 
defensa contra los patógenos que infestan las colonias en climas tropicales 
(Bankova, 2005; Manrique y Santana, 2008). 
Es importante considerar que a diferencia del género Apis, la abeja Melipona colecta 
su miel en montones de cerumen, hecho de cera combinada con propóleo, 
compuesto principalmente de resinas provenientes de las plantas, mientras que 
Apis únicamente lo hace con cera (Crane, 1990; Persano-Oddo et al., 2008). Debido 
a esto, la miel de Melipona tiene un mayor contacto con el propóleo y por lo tanto 
una mayor oportunidad de mezclarse con componentes antimicrobianos derivados 
de las plantas que la miel de Apis (Temaru et al., 2007; Kimoto-Nira y Amano, 2008). 
En este trabajo Candida albicans fue muy resistente a la miel, por lo que no presentó 
inhibición (Figura 8) como se reporta por Dardón y Enríquez (2008) en miel de M. 
becheii, M. aff. yucatánica y G. acapulconis a concentraciones de 5 y 10%. En otro 
estudio C. albicans presentó poca inhibición ante la miel de Trigonia carbonaria y C. 
glabrata, no presentó inhibición a la máxima concentración probada (32%), esto 
coindice con lo que se observa en la Figura 9 (Boorn et al., 2010). 
Sin embargo, existen estudios que reportan un efecto sobre Candida albicans en 
propóleo de M. beecheii y miel de M. beecheii a partir del néctar de Gliricidia sepium 
 
30 
 
a una concentración de 100% en ambos casos (Fonte-Carballo, 2014; Fonte-
Carballo et al., 2016). 
En otras especies como C. tropicalis y C. albicans se ha reportado un efecto 
inhibitorio de la miel de A. mellifera, así como en el género Trichophyton (Sforcin et 
al., 2001; Siqueira et al., 2009). Datos de difusión en agar indican que la miel de 
Melipona, posee un amplio espectro antibacterial, pero una actividad antifúngica 
limitada para el género Candida, como se observa en la Figura 8 (Boorn et al., 2010). 
En tres propóleos de Apis mellifera de diferentes localidades en Cuba, se encontró 
un mayor efecto inhibitorio para el género Fusarium y Aspergillus en todas las 
concentraciones probadas y se planteó que el crecimiento radial de los hongos es 
dependiente de la concentración del extracto (Cupull-Santana et al., 2013). Si bien, 
no se pudo observar una moderada o alta inhibición de hongos filamentosos, es 
importante recalcar que la miel de Melipona sí posee un efecto sobre estos. 
Tomando en cuenta que un nutracéutico es un producto que además de ser 
considerado un alimento, tiene propiedades medicinales y al observar que la miel 
de Melipona es una fuente de carbohidratos principalmente, además de tener 
características que le confieren un efecto inhibitorio en algunas bacterias y hongos, 
se puede concluir que la miel
de Melipona de Mérida, Yucatán es un producto 
nutracéutico. 
CONCLUSIONES 
La miel de Melipona es un producto nutracéutico. 
La miel de Melipona posee características organolépticas, físicas y químicas únicas 
de su género. 
El aporte principal de la miel de Melipona son los carbohidratos. 
La miel de Melipona posee actividad antibacteriana. 
La miel de Melipona solo inhibió hongos filamentosos. 
 
31 
 
APÉNDICE I 
Cuantificación de ácidos orgánicos (González y Peñalosa, 2000). 
Las reacciones ácido-base son reacciones de equilibrio homogéneo (neutralización) 
entre los iones, que se producen al estar en contacto un medio ácido con una base, 
produciendo una sal más agua. 
En esta evaluación se utiliza una solución con Normalidad (0.01N) de NaOH debido 
a que se sabe que un mol equivalente de ácido neutralizará a un mol equivalente 
de base (Chang, 2002). 
Como indicador de la reacción se utiliza una solución de fenoftaleína 1% y alcohol 
96%. 
Procedimiento: 
1. Pesar 1 g de miel y diluirlo en 10 mL de agua destilada. 
2. Agregar 5 gotas de fenoftaleína al 1%. 
3. Preparar una bureta de 10 mL cargada con NaOH al 0.01N. 
4. Titular la muestra problema, hasta notar un cambio en la coloración y 
anotar la cantidad de NaOH gastado. 
 
Los resultados se interpretaron de acuerdo con la siguiente formula: 
C1V1=C2V2. 
Dónde: 
C1= Concentración del titúlante de NaOH 
V1= Volumen de NaOH gastado 
C2= Concentración de Ácidos orgánicos de la muestra (problema) 
V2= Volumen de la muestra problema 
 
32 
 
APÉNDICE II 
Cuantificación de carbohidratos reductores por el método de Nelson-Somogyi 
(González y Peñalosa, 2000). 
Se hace reaccionar un azúcar reductor (como glucosa) con reactivo de cobre y se 
forma óxido cuproso de color rojo, debido a la donación de electrones del reductor 
al oxidante (el ión Cu2+ se transforma en ión Cu+). El óxido cuproso precipitado 
insoluble no puede valorarse fotométricamente, por lo que se trata con reactivo de 
arsenomolibdato para transformarse a un ión verdoso que se mide en el 
espectrofotómetro. 
Al estar los reactivos en exceso, el agente reductor es el factor limitante, por lo cual 
se puede usar para determinar la cantidad de Cu2O que es proporcional a la 
cantidad de glucosa originalmente presente. 
Extracción de carbohidratos de una muestra de miel 
1. Se pesaron 100 mg miel y se le agregaron 2 mL de etanol frio al 80%. 
2. Se enfrió en un baño de hielo por 15 minutos para precipitar proteínas. 
3. Se centrifugó a 10000 rpm por 15 minutos, se decantó el sobrenadante 
y se evaporaró en vacío a sequedad. 
4. Posteriormente la muestra se reconstituyó en 5 mL de agua destilada. 
Cuadro 7. Curva patrón de Carbohidratos. 
 
 1 2 3 4 5 6 
Patrón de glucosa (mL) -- 0.25 0.50 0.75 1.0 -- 
Agua destilada (mL) 1.0 0.7 0.50 0.25 -- -- 
Problema (mL) -- -- -- -- -- 1.0 
Reactivo de cobre (mL) 1.0 1.0 1.0 1.0 1.0 1.0 
 
33 
 
1. Tapar tubos con papel aluminio y se colocar en baño maría por 20 
minutos, enfriar con agua corriente. 
2. Se agrega a cada tubo 1 mL del reactivo de arsenomolibdato. 
3. Agregar a cada tubo 7.5 mL de agua destilada. 
4. Mezclar por inversión cada tubo y leer en el espectrofotómetro a 
565nm utilizando el tubo 1 como blanco. 
5. Se construye una curva patrón y se interpola la absorbancia de los 
tubos problema. 
Patrón de glucosa (200 µg/mL). 
Disolver 1 mg de glucosa en 5 mL de agua destilada. 
Reactivo de Cobre 
400 mL de agua destilada más 40 g de carbonato de sodio anhidro y disolver. 
Agregar 7.5 g de ácido tartárico y disolver otra vez. Enfriar si es necesario. Agregar 
4.5 g de sulfato de cobre (CuSO4 5H2O) y disolver. Aforar a 1 L y envasar en frasco 
ámbar. Dejar madurar por 2 semanas. 
Reactivo de Arsenomolibdato 
Disolver 50 g de molibdato de amonio en 900 mL de agua destilada, agregar 42 mL 
de H2SO4 concentrado lentamente y añadir 50 mL de solución de ortoarseniato 
disódico al 12% (Na2HAsO3). Mezclar bien e incubar a 37 ºC durante 24 a 48 horas. 
Envasar en frasco ámbar. 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
APÉNDICE III 
Cuantificación de Proteínas por el método de Bradford. 
Se basa en la unión de un colorante, Comassie Blue G-250 a las proteínas. El 
colorante, en solución ácida, existe en dos formas una azul y otra naranja. Las 
proteínas se unen a la forma azul para formar un complejo proteína-colorante con 
un coeficiente de extinción mayor que el colorante libre, además se provoca un 
cambio en el máximo de la absorción de 465 a 595 nm (Fernández y Galván, 1998; 
García y Vázquez, 1998) 
Extracción de proteínas 
Pesar 50 mg de miel y se homogenizar con 2mL de una mezcla de metanol-
cloroformo-agua (12:5:3), colocar en la microcentrífuga y se centrifugar a 14000 rpm 
por 5 minutos. 
Se recupera el sobrenadante para realizar la cuantificación. 
Cuadro 8. Curva patrón de proteínas. 
 1 2 3 4 5 6 7 
Albúmina (µg) 10 8 6 4 2 1 -- 
Patrón de Albúmina (µL) 100 80 60 40 20 10 -- 
Problema (µL) -- -- -- -- -- -- 10 
Reactivo de Bradford (µL) 40 40 40 40 40 40 40 
BSA: albúmina bovina sérica 100 µg/mL 
Las reacciones se hacen en una placa de ELISA y se leen a 595nm. 
Reactivo de Bradford: Pesar 100mg. de Azul de Commasie G250 y disolver en 
50mL de etanol al 96%, agregar 100mL de ácido fosfórico al 85% y aforar a 1L con 
agua destilada, filtar y almacenar en frasco ámbar, madurar durante 12 horas. 
 
 
35 
 
APÉNDICE IV 
Cuantificacion de vitamina C (ácido ascórbico) con reactivo Folin-Ciocalteau 
(Jagota y Dani, 1982). 
Para la extracción, se mezclan 900 µL de TCA (ácido-tricloroacético) al 10% a 100 
mg de miel y se coloca a baño de hielo por 5 minutos. Posteriormente se centrifuga 
a 3000 rpm durante 5 minutos y se recupera el sobrenadante. 
 Cuantificación del ácido ascórbico 
Para preparar el problema se utilizan alícuotas de 500 µL de sobrenadante, estas 
se diluyen en 4.3 mL de agua destilada en conjunto de 0.2 mL de reactivo de Folin-
Ciocalteau, agitando vigorosamente hasta homogenizar. 
Se prepara una curva patrón con un stock de ácido ascórbico, disolviendo 5 mg de 
ácido ascórbico en 5 mL de agua. 
Cuadro 9. Curva patrón de ácido ascórbico. 
Tubo Ac. 
Ascórbico 
µg 
Vol. Stock 
µL/mL 
Reactivo 
Folin(2N)mL 
Agua 
destilada 
mL 
Problema 
µL 
0 0 0 0.2 4.8 0 
1 5 25/0.025 0.2 4.775 0 
2 10 50/0.05 0.2 4.75 0 
3 15 75/0.075 0.2 4.725 0 
4 20 100/0.1 0.2 4.7 0 
5 25 125/0.125 0.2 4.675 0 
6 30 150/0.150 0.2 4.65 0 
 
36 
 
7 35 175/0.175 0.2 4.625 0 
8 40 200/0.2 0.2 4.6 0 
9 45 225/0.225 0.2 4.575 0 
10 50 250/0.25 0.2 4.55 0 
11 60 300/0.3 0.2 4.5 0 
12 70 350/0.35 0.2 4.45 0 
13 80 400/0.4 0.2 4.4 0 
14 90 450/0.45 0.2 4.35 0 
15 100 500/0.5 0.2 4.3 0 
Problema ---------- --------- 0.2 4.3 500 
 
Finalmente se lee a 760 nm en el espectrofotómetro y se realiza una curva patrón 
en la que se interpola el resultado del problema. 
 
 
37 
 
APÉNDICE V 
Determinación permanganométrica de peróxido de hidrógeno (Chang, 2002). 
La muestra de peróxido de hidrogeno es diluida y titulada en un medio ácido, usando 
como titulante permanganato de potasio, provocando la siguiente reacción: 
 
5H2O2 + 2MnO-4+6H+  5O2+2Mn2++8H2O 
Procedimiento: 
1. Se colocan 2 mL de la muestra de miel en una concentración de 0.1 g/mL y 
se afora a 3 mL. 
2. Agregar 3.5 mL de ácido sulfúrico en concentración 1:5 v/v. 
3. Colocar una solución titulante de permanganato de potasio a 0.01 M en una 
bureta de 10 mL e ir titulando hasta el primer vire rosado. 
4. Anotar la cantidad de solución gastada. 
 
Preparación de la solución de permanganato de potasio 
Pesar 0.158 g de permanganato de potasio y diluir en 100 mL de agua destilada. 
Hervir suavemente de 15 a 20 minutos, tapando el matraz con un vidrio de reloj. 
Dejar enfriar para que precipite el MnO2 y filtrar con papel filtro mojado. 
Los datos se interpretan de acuerdo con la siguiente fórmula: 
H2O2(g)=
V * N * F 
Dónde: 
V= Volumen de la solución valorante en L 
N= Normalidad 0.0004 N 
F= Factor de la disolución valorante (2.5) 
 
 
38 
 
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