Sntesis-analisis-estructural-y-constantes-de-protonacion-relativas-de-bencilaminas-sustituidas-con-sistemas-anulares-rgidos

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO 
 
 
 FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
 CUAUTITLÁN 
 
 
 
 SÍNTESIS, ANÁLISIS ESTRUCTURAL Y CONSTANTES 
DE PROTONACIÓN RELATIVAS DE BENCILAMINAS 
SUSTITUIDAS CON SISTEMAS ANULARES RÍGIDOS. 
 
 
 TESIS 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 Q U Í M I C A 
 
 P R E S E N T A: 
 LORENA VENTURA MUÑOZ 
 
 ASESOR: DR. JORGE ANTONIO GUERRERO ÁLVAREZ 
 COASESOR: DR. ENRIQUE RAMÓN ÁNGELES ANGUIANO 
 
 
 CUAUTITLÁN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO 2014 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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FACULTAD OE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN 
UNIDAD DE ADMINISTRACiÓN ESCOLAR 
DEPARTAMENTO DE EXÁMENES PROFESIONALES 
M. tri C. JORGE AU ·REDO ClIf.LLAR OROAl. 
DIRECTOR DE LA r ES ClIAl1T1TLAl'I' 
PR[.S[,'TE 
C<rI base en el ~ Gtntfll (le EQonns. Y 11 Dncxlón di 11 FICI.iIad. nos pemvtIrnos. 
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COItespolóel .... CIklIpnot fIUIItIO VOTO APR08ATORIO. 
ATENTAMENTE 
"POR MI RAZA KABLAR.4. EL ESPlRITU' 
Cuau~ 1zcaII. Mtl. .14 de~dt 201' 
PRor.:sOlU:S QUE INTEGRAN EL JURAOO 
NO.\lBM E 
Dr. Enriq ... Ram6n Án~1es An¡¡uiano 
\lOCAL Dr. JOII! Luis Arias nlla 
M,e RuWn Suabria TzilllZlln 
M,C, \lttÓnica .... Iwn.irano Lu¡o 
Q. Udi. ElrnI 8&ilestcrot Hem6nc.Iet 
-
FIMI.IA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Esta tesis de Licenciatura se realizó en el Laboratorio 12B del Centro de Investigaciones 
Químicas de la Universidad Autónoma del Estado de Morelos (CIQ-UAEM) en la 
ciudad de Cuernavaca Morelos, bajo la asesoría del Dr. Jorge Antonio Guerrero 
Álvarez. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A Dios que me ha heredado el tesoro más valioso que puede dársele a un 
hijo "Sus Padres". 
A mis Padres quienes sin escatimar esfuerzo alguno sacrificaron gran parte 
de su vida para educarme. 
A mis Hermanos quienes la ilusión de su vida ha sido verme convertida en 
una mujer de provecho. 
A mi novio por estar a mi lado, apoyarme y alentarme en cada momento. 
Y a todas aquellas personas que comparten conmigo este triunfo. 
Gracias. 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
A Dios, por haberme acompañado y guiado a lo largo de mi carrera, por ser 
mi fortaleza en momentos difíciles, por cada regalo que has hecho en mi 
vida…GRACIAS. 
A mi mamá por su amor, cariño, comprensión y apoyo incondicional; por 
ser mí pilar, mi base de todo lo que soy. 
A mi papá por sus consejos, orientación y apoyo para poder realizar mis 
estudios. 
A mis hermanos Mariano e Iván por que más que hermanos han sido mis 
amigos, por cuidarme y apoyarme siempre. 
A mi novio Abiud por su incondicional amor, por estar siempre a mi lado 
sin importar las circunstancias. 
A mis sobrinos Luciano, Iván, Alma, Valeria y Natalia, que tan solo con 
mirar su sonrisa me iluminan y hacen que me olvide de todo lo malo y todo 
sea diferente. 
A mis tíos y primos por abrirme las puertas de su casa y aguantarme 
durante toda la carrera. 
A mis amigos: Mariana C., Diego, Lisset., Martha O., Maggy, Euceli
†
, 
Erika, Hugo, Eduardo, Ariana, Luis, Martha J., Héctor, Azael, Mariana Y., 
Maritza, Vitalia, Jessica, Paula, Nayeli, Gerardo G., Rosario y Fabiola por 
compartir conmigo las mejores experiencias de vida. 
A la UNAM por la oportunidad que me brindó para formarme 
académicamente y profesionalmente y convertirme en puma. 
Al Dr. Jorge Antonio Guerrero Álvarez por abrirme las puertas de su 
laboratorio y haberme guiado en la realización de esta tesis. 
Al Dr. Enrique R. Ángeles Anguiano por sus observaciones, consejos y 
apoyo en el desarrollo de esta tesis. 
A mis sinodales por el tiempo, paciencia y consejos en el desarrollo de mi 
tesis. 
 
 
 
1. Introducción…………………………………………………………………………...6 
1.1. Sistemas rígidos……………………………………………………………………..6 
1.1.1. Adamantano ................................................................................................. 6 
1.1.2. Biciclo [2.2.1] heptano ................................................................................. 7 
1.1.3. Ciclohexano ................................................................................................. 9 
1.2. Métodos para la determinación de pKa……………………………………………10 
1.2.1. Valoraciones potenciométricas ................................................................... 10 
1.2.2. Mediciones de conductividad ..................................................................... 10 
1.2.3. Método de Perrin ........................................................................................ 11 
1.3. Contribución del trabajo de tesis…………………………………………………..12 
2. Objetivos…………………………………………………………………………….14 
2.1. Objetivo general…………………………………………………………………...13 
2.1.1. Objetivos específicos .................................................................................. 13 
3. Antecedentes…………………………………………………………………………15 
3.1. Aminas……………………………………………………………………………..14 
3.1.1. Propiedades ................................................................................................ 14 
3.1.2. Síntesis ....................................................................................................... 15 
3.1.2.1. Reducción de nitrilos, amidas y compuestos nitro……………………..15 
3.1.2.2. Reacciones SN2 de los halogenuros de alquilo…………………………16 
3.1.2.3. Aminación reductiva de aldehídos y cetonas…………………………..18 
3.1.2.4. Reordenamiento de Hofmann y Curtius………………………………..19 
3.1.3. Importancia ................................................................................................ 20 
3.2. Constante de disociación ácida…………………………………………………….21 
3.2.1. Utilidad de la constante de acidez (pKa) ..................................................... 21 
3.2.2. Calculo del pKa .......................................................................................... 21 
3.2.2.1. Determinación de la constante de protonación o disociación por técnicas 
espectroscópicas………………………………………………………………...22 
3.2.2.2. Determinación de constantes de protonación relativas………………..23 
4. Procedimiento Experimental…………………………………………………….......26 
4.1. Material, Equipo y Reactivos……………………………………………………...25 
4.2. Síntesis…………………………………………………………………………….25 
4.3. Preparación general de la solución para RMN……………………………………26 
4.4. Titulación………………………………………………………………………….26 
 
4.5. Instrumentación analítica…………………………………………………………..26 
4.6. Productos de Reacción……………………………………………………………..27 
5. ProcedimientoExperimental………………………………………………………...29 
5.1. Caracterización y Elucidación Estructural…………………………………………28 
5.1.1. N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina .......................................... 28 
5.1.1.1. Espectrometría de Masas……………………………………………….28 
5.1.1.2. Resonancia Magnética Nuclear………………………………………...30 
5.1.2. N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina ............................................... 37 
5.1.2.1. Espectrometría de Masas……………………………………………….37 
5.1.2.2. Resonancia Magnética Nuclear………………………………………...39 
5.1.3. N-bencilciclohexanamina ........................................................................... 48 
5.1.3.1. Espectrometría de Masas……………………………………………….48 
5.1.3.2. Resonancia Magnética Nuclear………………………………………...50 
5.2. Determinación de constantes de protonación relativas…………………………...57 
5.2.1. Bencilamina vs N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina. ................ 57 
5.2.2. Bencilamina vs N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina ...................... 64 
5.2.3. Bencilamina vs N-bencilciclohexanamina .................................................. 69 
5.2.4. N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina vs N-bencilciclohexanamina.
 ............................................................................................................................ 74 
6. Conclusiones……..…………………………………………………………………..79 
7. Perspectivas………………….………………………………………………………80 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS 
 Página I 
 
Bo Campo magnético estable 
 
CDCl3 
 
COSY 
 
δ 
 
DEPT 
 
FAB
+ 
 
 
HETCOR 
 
Hz 
 
I 
 
J 
 
M
+ 
 
[M+H]
+ 
 
Cloroformo deuterado 
 
Correlated Spectroscopy 
 
Desplazamiento químico 
 
Distortionless Enhancement by Polarization Transfer 
 
Fast atom Bombardment positive 
 
Heteronuclear Correlated Spectroscopy 
 
Hertz 
 
Número cuántico de espín nuclear 
 
Constante de acoplamiento 
 
Ión molecular 
 
Ión cuasimolecular 
 
m/z Relación masa-carga 
 
ppm Partes por millón 
 
RMN Resonancia Magnética Nuclear 
 
RMN 
13
C Resonancia Magnética Nuclear de Carbono 13 
 
RMN 
1
H 
 
Resonancia Magnética Nuclear de Protón 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 Página II 
 
 Pág. 
Figura 1. Sistemas rígidos a) Triciclo[3.3.1.1
3,7
]decano y 
b) Biciclo[2.2.1]heptano…………..…………………...……………….………..6 
Figura 2. Isómero estructural: Twistano……………...…………………….……………...6 
Figura 3. Adamantano, cuatro cabezas de puente y cuatro ciclohexanos 
 en forma de silla conectados ....………………………….…………….....……...7 
Figura 4. Biciclo[2.2.1]heptano, dos anillos de ciclo pentano fusionados….………….….7 
Figura 5. Carbonos cabeza de puente y puentes de átomos de carbono………………..….8 
Figura 6. Isomería exo y endo……………………………………………………...……...8 
Figura 7. Equilibrio conformacional en el ciclohexano…………………………………...9 
Figura 8. Conformación de bote torcido del ciclohexano…………...…………...………..9 
Figura 9. Trimetilamina..…………………………………………………….…………...14 
Figura 10. Inversión piramidal en las aminas……………………..………………….….14 
Figura 11. Basicidad de las aminas………...…………………………………………….15 
Figura 12. Conversión de amidas en aminas…………..……………………….………..15 
Figura 13. Conversión de nitrilos en aminas…...………………………………………..15 
Figura 14. Reducción de compuestos nitro………………...…………….……………...16 
Figura 15. Reacciones SN2 de halogenuros de alquilo……...………..……...…………..16 
Figura 16. Síntesis de aminas primarias a partir de la alquil azida...………..………......17 
Figura 17. Síntesis de Gabriel……..………………………………………………..…...17 
Figura 18. Aminación reductiva de cetonas………………………………………...…..18 
Figura 19. Aminación reductiva empleando amoniaco, aminas primarias 
 y aminas secundarias..…….……….…………………………………….…18 
Figura 20. Reordenamientos de Hofmann y Curtius...……………………………...….19 
 
 
 Página III 
 
Figura 21. Propranolol……...………………………………………….………….……..20 
Figura 22. Fentermina………....………………………………………………………...20 
Figura 23. Tranilcipromina…………………...…………………….………………........20 
Figura 24. Síntesis de aminas a) Adamantanona, 
b) Biciclo[2.2.1]heptan-2-ona y c) Ciclohexanona………………………….25 
Figura 25. Fragmentación bencílica dando lugar a la formación del ión 
tropilio.............................................................................................................29 
Figura 26. Doble ruptura homolítica dando lugar a la pérdida de dos 
hidrógenos….…………………………………………………………….….29 
Figura 27. Ruptura heterolítica entre el adamantil y la bencilamina................................30 
Figura 28. Asignación numérica de los carbonos de 
N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina.............................................30 
Figura 29. Fragmentación bencílica dando lugar a la formación del ión 
tropilio………..……………………………………………………………..37 
Figura 30. Doble ruptura homolítica dando lugar a la pérdida de dos 
hidrógenos………………..…………………………………………………38 
Figura 31. Ruptura heterolítica entre el biciclo y la bencilamina………….……………38 
Figura 32. Diasterómeros a) endo y b) exo, de 
N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina...……..……………....………..39 
Figura 33. Asignación numérica de los carbonos de los diasterómeros de 
N(biciclo [2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina...…...……..……………..…...39 
Figura 34. Relación entre constantes de acoplamiento y ángulos diedros 
del norbornano……………………………………………..….……………41 
 
 
 
http://www.orgsyn.org/orgsyn/chemname.asp?nameID=42609
 
 Página IV 
 
Figura 35. Interacción a 3 enlaces del H2´endo con los hidrógenos H1´ (1H) y 
 H3´ (2H: exo/endo)……..………….……………..…..…………….……….42 
Figura 36. Interacción a 3 enlaces del H2´exo con los hidrógenos H1´ (1H) y H3´ 
(2H: exo/endo)…………….…………………..…..……………….….…..42 
Figura 37. Fragmentación bencílica dando lugar a la formación del ión 
tropilio.………………………………………………….……….………….48 
Figura 38. Doble ruptura homolítica dando lugar a la pérdida de dos 
hidrógenos…………………………………………………………….……49 
Figura 39. Escisión compleja dando lugar a la formación del fragmento 
m/z= 46..………………………………………….………….…………….49 
Figura 40. Estereoisómeros a) axial y b) ecuatorial, de N-bencilciclohexanamina 
......…………………………………………………………………..….….50 
Figura 41. Asignación numérica de los carbonos de los estereoisómeros de 
N-bencilciclohexanamina.……..………..…...……………………….…....50 
Figura 42. Repulsiones syn-diaxiales de los estereoisómeros de 
N-bencilciclohexanamina.……….…………………………...….…….…..51 
Figura 43. Relación entre constantes de acoplamiento y ángulos diedros 
del ciclohexano….………….…………………….………………….…....52 
Figura 44. N-bencilciclohexanamina con la amina secundaria en posición axial 
…..……....………….……………………………………….…………….52 
Figura 45. N-bencilciclohexanamina con la amina secundaria en posición 
ecuatorial….…….……….…………………………………..……………53 
Figura 46. Efecto anisotrópico producido por un campo magnético inducido 
..…………………………………………………………………………..54 
Figura 47. Campo magnético inducido por la circulación de densidad 
 electrónica local a favor del campo magnético aplicado..........................55 
Figura 48. Sitios a seguir en la titulación...…………………..…………………..….57 
 
 Página V 
 
 
Figura 49. Titulación de la mezcla de bencilamina y 
 N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina con DCl/D2O/CD3OD 
 …………………………………………………………………………….....59 
Figura 50. Sitios a seguir en la titulación…….…...……………………….………........64 
Figura 51. Titulación de la mezcla de bencilamina y 
N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina con DCl/D2O/CD3OD………65 
Figura 52. Sitios a seguir en la titulación………………………...……………..….......69 
Figura 53. Titulación de la mezcla de bencilamina y 
N-bencilciclohexanamina con DCl/D2O/CD3OD…………..……………..70Figura 54. Sitios a seguir en la titulación. ……..………………..……………..……...74 
Figura 55. Titulación de la mezcla de 
N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina y 
N-bencilciclohexanamina con DCl/D2O/CD3OD.…...……….…………..76 
Figura 56. Síntesis de ditiocarbamatos a partir de aminas secundarias...........………..81 
Figura 57. Estructura de rayos X de un ditiocarbamato de estaño derivado 
 de un aminoalcohol con sustituyente bicíclico……….....……..……........81 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 Página 6 
 
1.1. Sistemas rígidos 
Los sistemas rígidos restringen los movimientos dinámicos de las moléculas. Los más 
comunes son los de dos o más anillos que comparten dos o más átomos de carbono 
llamado cabezas de puente, aquellos sistemas que tienen dos anillos se denominan biciclos; 
el de tres anillos son los triciclos, etc. Figura 1. 
 
Figura 1. Sistemas rígidos a) Triciclo[3.3.1.1
3,7
]decano y 
b) Biciclo[2.2.1]heptano. 
1.1.1. Adamantano 
El adamantano o triciclo[3.3.1.1
3,7
]decano, con una fórmula C10H16
1
, tiene un isómero 
estructural llamado twistano
2
 (cuatro anillos de ciclohexano en forma de bote retorcido), 
Figura 2. 
 
 
 Figura 2. Isómero estructural: Twistano. 
Pertenece a la familia de los diamantoides debido a su red cristalina análoga a la del 
diamante
3
. Esta estructura tiene una alta simetría, asimismo posee cuatro cabezas de puente 
y cuatro ciclohexanos fusionados en conformación de silla. 
 
1 Fort, R. C.; Schleyer, P. R., Chemical Reviews, 64 (1964) 277-300. 
2 Beyer, Walter; et al. (1987) Manual de química orgánica, 19 ed., Reverté, España. 439-441. 
3 Markéta, Navrátilová; Kerel, Sporka, Applied catalysis A: General, 203 (2000) 127-132. 
 
 Página 7 
 
En 1933 fue reportado el aislamiento del adamantano en una fracción nafténica del 
petróleo por Landa y Machacek y en 1941 se sintetizó por Prelog
4
. Figura 3. 
 
 
Figura 3. Adamantano, cuatro cabezas de puente y cuatro ciclohexanos en forma de 
silla conectados. 
 
Muchos derivados de adamantano tienen interesantes propiedades biológicas, entre ellas 
se pueden citar: antibacteriano
5
, antiviral
6
, antifúngico
7
, antiinflamatorio
8
, anti-
diabético
9
, inhibidores relacionados con la enfermedad de Alzheimer
10
, inhibidores de la 
replicación de VIH – 1
11
, entre otras; la estructura del adamantano con diversos 
compuestos heterocíclicos tiende a modificar su actividad biológica, aumentar el efecto 
o impartir un nuevo tipo de actividad
12
. 
1.1.2. Biciclo [2.2.1] heptano 
El biciclo [2.2.1] heptano o norbornano, es un anillo de ciclohexano que contiene un 
puente de un átomo de carbono entre los carbonos centrales generando dos anillos de 
ciclo pentano, conformacionalmente inmovilizados, Figura 4. 
 
Figura 4. Biciclo[2.2.1]heptano, dos anillos de ciclo pentano fusionados. 
 
4 Beveridge, J. Mair; Muthu, Shamaiengar; et al., Analitycal Chemistry, 31 (1959) 2082-2083. 
5 Orzeszko, A.; Gralewska, R.; Starosciak, B.J.; Kazimierczuk, Z., Acta Biochim. 47 (2000) 87–94. 
6 Kolocouris, N. et al., Bioorganic Medicinal Chemistry Letters, 17 (2007) 4358–4362. 
7 Vrynchanu, N. A., Antibiot Khimioter, 51 (2006) 4-6. 
8
 Lamanna, G.; Russier, J.; Dumortier, H.; Bianco, A., Biomaterials, 33 (2012) 5610–5617. 
9 Augeri, D. J.; Robl, J. A.; Betebenner D. A.; et al., Medicinal Chemistry, 48 (2005) 5025-5037. 
10 Cole; D. C.; Manas, E. S.; et al., Medicinal Chemistry, 49 (2006) 6158–6161. 
11 Burstein, M. E.; Serbin, A. V.; et al., Antiviral Research, 41 (1999) 135-144. 
12 Shvekheimer, M. G. A., Russian Chemistry Reviews. 65 (1996) 603–647. 
 
 Página 8 
 
Posee tres “puentes” de átomos de carbono (2, 2 y 1) que se unen a los dos carbonos 
cabezas de puente
13
, Figura 5. 
 
Figura 5. Carbonos cabeza de puente y puentes de átomos de carbono. 
 
El biciclo puede presentar una isomería exo-endo, Figura 6. Así como una isomería 
configuracional R-S y cuando existe una insaturación de tipo imínico puede presentar 
isómeros E-Z
14
. 
 
Figura 6. Isomería exo y endo. 
 
El estudio de los biciclos ha tenido una atención especial en los últimos años, debido a 
sus características estructurales así como a ciertas propiedades que presentan tales 
como: inhibidores en el tratamiento de la depresión
15
, actividad contra el cáncer junto 
con nucleósidos carbocíclicos
16
, entre otras. 
 
 
 
 
13 McMurry, J. (2006) Química Orgánica, 6 ed., Ed. Thomson, México. 127-143. 
14
 Pritz, S.; Pätzel, M.; Szeimies, G.; et al., Organic & Biomolecular Chemistry, 5 (2007) 1789-1794. 
15 Axford, L.; Boot, J. R.; Hotten, T. T.; et al., Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters, 13 (2003) 
3277-3280. 
16 Török, G.; Péter, A.; Csomós, P.; Kanerva, L.T.; Fülöp, F., Journal of Chromatography A, 797 (1998) 
177-186. 
 
 Página 9 
 
1.1.3. Ciclohexano 
El ciclohexano, con una formula C6H10,es un sistema flexible su conformación más 
estable es la forma de silla, la simetría es tal que todos sus carbonos son equivalentes a 
diferencia de los hidrógenos que se encuentran en posición axial o ecuatorial, a 
temperatura ambiente estos se interconvierten unos en otros a través de un equilibrio 
conformacional
13
, Figura 7. 
 
Figura 7. Equilibrio conformacional en el ciclohexano. 
 
También existe una segunda posibilidad de conformación que es la forma de bote, la 
cual es poco estable debido a la tensión estérica de los hidrógenos 1 y 4, así como la 
tensión torsional ocasionada por el eclipsamiento de los hidrógenos 2, 3, 5 y 6, esto se 
desahoga con un ligero torcimiento el cual conduce a otra conformación denominada 
bote torcido, Figura 8. 
 
Figura 8. Conformación de bote torcido del ciclohexano. 
 
Los ciclohexanos tienen diversos usos se empleaN en la síntesis de caprolactama, ácido 
adípico y hexametilendiamina para la elaboración de distintos tipos de nylon y fibras 
poliamídicas, disolventes de ésteres de celulosa, resinas, caucho crudo, extracción de 
aceites esenciales, pinturas, etc. 
 
 
 
 Página 10 
 
1.2. Métodos para la determinación de pKa 
Ciencias como la química y bioquímica a menudo se ocupan de la medición de las 
constantes de disociación de ácidos (pKa), para una mejor comprensión de diversos 
fenómenos, sin embargo pequeñas diferencias de energía libre a menudo gobiernan 
estos fenómenos en solución. Por lo tanto, es esencial medir el pKa con una gran 
exactitud. Actualmente los métodos utilizados no siempre son adecuados para medir el 
pKa con la precisión necesaria para comparar los compuestos estructuralmente 
similares. Los métodos más comunes para la determinación de pKa son las titulaciones 
potenciométricas y las mediciones de conductividad
17
. 
1.2.1. Valoraciones potenciométricas 
Es el método más común, el pKa se obtiene con el pH en el punto medio de la 
neutralización, tal como se determina a partir de toda la curva de titulación o de alguna 
propiedad física o espectroscópica que varía con el pH. Para estos métodos un medidor 
de pH y un electrodo de vidrio son casi utilizados universalmente
18
. Sin embargo, la 
principal fuente de error en el método está asociada con una variabilidad de una 
titulación a otra y no con los puntos individuales en cada titulación
19
. 
1.2.2. Mediciones de conductividad 
Es un método alternativo capaz de tener una alta precisión, pero de limitada 
aplicación
20
. La dependencia de la conductividad con la concentración ionizada del 
ácido permite evaluar el pKa con gran precisión. Sin embargo, puesto que la 
conductividad de una solución es la suma de las contribuciones de todos los iones 
presentes, los valores de la misma pueden verse afectados si el material de laboratorio 
no está laboriosamente estandarizados así como la conductanciaespecífica de todas las 
soluciones que se emplean en la determinación deben de ser medidas con precisión. 
Estos métodos dependen críticamente de la precisión y exactitud de las mediciones 
múltiples, así como de la pureza y normalización de los materiales. Además, muchos 
métodos también carecen de la capacidad o no se adaptan fácilmente para determinar el 
pKa de sustancias de una mezcla o en soluciones acuosas. 
 
17 Bates, R. G. (1973) Determination of pH: Theory and Practice, 2 ed., Wiley, New York. 279-294. 
18 Albert, A.; Serjeant, E. P. (1984) The Determination of Ionization Constants, 3 ed., Chapman and Hall, 
London. 14-22. 
19 (a) Simon, W. Helvetica Chimica Acta, 41 (1958) 1835-1851. (b) Fisicafo, E.; Braibanti, A. Talanta, 35 
(1988) 769-774. 
20 (a) Harned, H. S.; Owen, B. B. Chemical Reviews, 25 (1939) 31-65. (b) Robinson, R. A.; Stokes, R. H. 
(1955) Electrolyte Solutions, Butterworths, London. 87-117. 
 
 Página 11 
 
1.2.3. Método de Perrin 
Es un nuevo método de titulación en RMN ha sido desarrollado para medir 
simultáneamente la diferencia de las constantes de disociación (Δ pKa) de dos o más 
compuestos ácidos con alta precisión y exactitud
21
. 
La RMN es extremadamente selectiva para distinguir las diferentes especies en 
solución, por lo que puede ser un poderoso método para monitorizar el grado de 
ionización, desde que se observó por primera vez que los desplazamientos químicos 
varían con la formación de nuevas especies, en función del pH
22
. A partir de la 
dependencia del pH con el desplazamiento químico, el pKa se puede determinar, usando 
RMN de 
1
H, 
13
C, 
15
N, 
31
P, o 
19
F
23
. 
 
Una ventaja adicional es que es capaz de seguir simultáneamente la protonación de cada 
una de las especies en una mezcla de componentes. Por lo tanto, es posible determinar 
los pKas de esas especies y medir la relación de constantes de acidez entre dos 
compuestos estructuralmente similares sin la necesidad de medir pH. 
Con la seguridad de que las condiciones son idénticas ya que los compuestos se titulan 
en una única solución. Aunque sólo se obtienen los pKas relativos, en lugar de los 
absolutos, es muy exacta. A menudo los pKas relativos son necesarios para 
correlaciones estructura / actividad para muchos compuestos biológicamente activos
24
. 
Además, el pKa absoluto de un compuesto se puede establecer fácilmente por una 
comparación con un compuesto de pKa conocido. La precisión de este método sólo está 
limitado por la exactitud por el que se miden los desplazamientos químicos, por lo que 
se tiene que usar una referencia interna. Además, la necesidad de purificar compuestos y 
estandarizar las soluciones de referencia se elimina. 
Todo esto con una gráfica lineal creada a partir de los desplazamientos químicos de las 
formas iónicas y neutras de cada compuesto y los desplazamientos químicos 
observados después de cada adición de reactivo de valoración, da la relación deseada y 
por tanto el ΔpKa. 
En trabajos previos se han analizado estructuras de aminoalcoholes sustituidos, 
utilizando resonancia magnética nuclear, principalmente para la elucidación de las 
 
21 (a) Perrin, C.; Fabian, M., Analytical Chemistry, 68 (1996) 2127-2134. (b) Miles, A. F.; Perrin, C. L.; 
Sinnott, M. L. Journal American Chemistry Society, 116 (1994) 8398-8399. (c) Perrin, C. L.; Miles, A. 
F.; Armstrong, K. B. Journal Organic. Chemistry, 59 (1994) 5246-5253. 
22 Grunwald, E.; Loewenstein, A.; Meiboom, S. Journal Chemistry Physics, 27 (1957) 641-642. 
23 (a) Wang, C.; Gao, H.; Gaffney, B. L.; Jones, R. A., Journal American Chemistry Society, 113 (1991) 
5486-5488. (b) Onasch, O. F.; Schwartz, H. M.; Aikens, D. A.; Bunce S. C., Journal of Chemistry 
Education, 68 (1991) 791-793. (c) Newton, G. L.; Dwyer, T. J.; Kim, T. H.; Ward, J. F.; Fahey, R. C. 
Radiation Research, 131 (1992) 143-151. 
24 Zalewski, R. I., Krygowski, T. M., Shorter, J., Eds. (1991) Similarity Models in Organic Chemistry, 
Biochemistry, and Related Fields, Elsevier, Amsterdam. 557-627. 
 
 Página 12 
 
estructura. En algunos de ellos se estudian los efectos de los desplazamientos químicos 
tanto en disolventes aromáticos (ASIS) como los provocados por reactivos de 
desplazamiento lantánidos (LIS)
25
 y también se estima la reactividad relativa de 
aminoalcoholes con diferentes sustituyentes, el problema que se veía con este tipo de 
compuestos es que la cadena lineal donde se encuentra el alcohol al tener cierta 
flexibilidad era difícil seguir las señales durante la titulación ya que se traslapaban es 
por ello que en lugar de tener una cadena lineal se utilizó un compuesto aromático. 
1.3. Contribución del trabajo de tesis. 
Debido a la importancia estructural de los sistemas anulares expuestos, así como la 
importancia de las aminas en la síntesis orgánica y la farmacología, en este trabajo de 
tesis, se discutirá la síntesis, análisis estructural y reactividad relativa de aminas 
sustituidas con sistemas rígidos. Las aminas contempladas en este trabajo de tesis serán 
sintetizadas a partir de bencilamina y cetonas sustituidas con grupos norbornil, 
adamantil y ciclohexil. Para el análisis estructural se utilizará RMN en una y dos 
dimensiones (
1
H, 
13
C, COSY, HETCOR) y la espectrometría de Masas (IE
+
). La 
reactividad relativa de estos sistemas será determinada por RMN de 
1
H utilizando el 
método de titulación de Perrin para una mezcla de compuestos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 Lagunas, Cadena, V. (2010) Análisis de la estructura y reactividad de aminoalcoholes derivados de 
sistemas rígidos, Tesis de Licenciatura, UAEMor. 6-7. 
2. OBJETIVOS 
 Página 13 
 
2.1. Objetivo general 
Sintetizar y determinar la estructura de derivados de bencilaminas sustituidas con 
sistemas cíclicos rígidos tales como los grupos: adamantil, norbornil y ciclohexil. Así 
como determinar la constante de protonación relativa de estos derivados respecto a la 
bencilamina, con el fin de estimar el efecto del sustituyente. 
 
2.1.1. Objetivos específicos 
 Síntesis de aminas sustituidas con sustituyentes rígidos a partir de cetonas 
cíclicas (adamantanona, ciclohexanona y norbornanona) y bencilamina, 
mediante reacciones de condensación. 
 
 Caracterización y análisis estructural de las nuevas aminas sustituidas por 
espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear en una y dos dimensiones (
1
H, 
13
C, DEPT, COSY y HETCOR), espectrometría de masas por modo de 
ionización FAB. 
 
 Determinación de la constante de protonación relativa de estos derivados 
respecto a la bencilamina con el fin de estimar el efecto del sustituyente, 
aplicando el método de titulación por RMN 
1
H para una mezcla de compuestos 
(Método de titulación de Perrin). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. ANTECEDENTES 
 Página 14 
 
3.1. Aminas 
3.1.1. Propiedades 
Las aminas son derivados orgánicos del amoniaco, contienen un átomo de nitrógeno con 
un par libre de electrones, el cual le proporciona el comportamiento básico y 
nucleofílico. El átomo de nitrógeno tiene una hibridación sp
3
, donde los tres 
sustituyentes ocupan tres vértices de un tetraedro y el par de electrones sin compartir 
ocupa el cuarto vértice, los ángulos de enlaces son de 108°, la geometría tetraédrica de 
la amina con tres sustituyentes distintos en el nitrógeno puede conducir a compuestos 
quirales
26
, Figura 9. 
 
Figura 9. Trimetilamina 
 
Las aminas se interconvierten con rapidez por una inversión piramidal, esta ocurre por 
una rehibridación momentánea del átomo de nitrógeno a una geometría planar sp
2
, 
seguida por una rehibridación del intermedio planar a una geometría sp
3 
tetraédrica, 
Figura 10. 
 
Figura 10. Inversión piramidal convierterápidamente las dos formas enantiomeras de 
una amina. 
 
Respecto a la reactividad, es conocido que las aminas secundarias son más básicas 
debido a que el grupo alquilo cede electrones al nitrógeno, mientras que las aminas 
terciarias al tener factor estérico dificulta la solvatación y protonación disminuyendo la 
basicidad. 
 
 
 
26Chang, Raymond (1999) Química, 7 ed., McGraw-Hill Interamericana, México. 962-975. 
3. ANTECEDENTES 
 Página 15 
 
 Las aminas aromáticas debido a que sus electrones se pueden deslocalizar en el anillo, 
son las menos básicas de esta serie, Figura 11. 
AR-NH2 << NH3 < RNH2 R3N < R2NH 
 Basicidad 
Figura 11. Basicidad de las aminas. 
3.1.2. Síntesis 
3.1.2.1. Reducción de nitrilos, amidas y compuestos nitro. 
Las amidas, acíclicas y cíclicas, o lactamas, se pueden reducir con LiAlH4 siendo el 
producto de la reducción una amina. El efecto neto de la reducción de una amida es 
convertir el grupo carbonilo de la amida en un grupo metileno, esta clase de reacción es 
específica de las amidas y no se presenta con otros derivados de ácido carboxílico. La 
reducción de las amidas se realiza mediante la adición nucleofílica del ión hidruro al 
grupo carbonilo de la amida, seguida por la expulsión del átomo de oxígeno como un 
anión para dar un ion imino intermedio, Figura 12. 
 
Figura 12. Conversión de amidas en aminas. 
 
En la reducción de nitrilos, la reacción ocurre por la adición nucleofílica de un ion 
hidruro al enlace polar C≡N, la cual produce un anión imina que experimenta después la 
suma de un segundo equivalente de hidruro, si se utiliza un agente reductor menos 
poderoso, no se efectúa la segunda adición del hidruro a la imina intermedia la cual se 
puede hidrolizar añadiendo agua a fin de producir un aldehído, Figura 13. 
 
Figura 13. Conversión de nitrilos en aminas. 
 
 
 Página 16 
 
Las arilaminas se preparan nitrando un compuesto aromático para luego reducir el grupo 
nitro, el paso de la reducción se lleva a cabo de diversas maneras según sea el caso. La 
hidrogenación catalítica sobre platino es muy limpia y con buenos rendimientos, a su 
vez es incompatible con la presencia en la molécula de grupos reducibles, como C=C o 
grupos carbonilo. El hierro, zinc, estaño y cloruro estañoso también son efectivos 
cuando se emplean soluciones ácidas acuosas
27
, Figura 14. 
Figura 14. Reducción de compuestos nitro. 
3.1.2.2. Reacciones SN2 de los halogenuros de alquilo 
El método más sencillo para la síntesis de alquilaminas es la alquilación SN2 de 
amoniaco o de una alquilamina con un halogenuro de alquilo. Si se utiliza amoniaco se 
obtiene una amina primaria; si se emplea una amina primaria, resulta una amina 
secundaria; las aminas terciarias producen sales cuaternarias de amonio, Figura 15. 
Figura 15. Reacciones SN2 de halogenuros de alquilo. 
 
 
27 Carey, F. (1999) Química Orgánica, 3 ed., Mc Graw Hill Interamericana, España. 920-977. 
 
 Página 17 
 
Para la preparación de aminas primarias se utiliza la azida, fue realizada por primera vez 
por Peter Griess en 1864
28
, el ión azida desplaza al halogenuro por un mecanismo SN2. 
Esto da una alquil azida, puesto que estas no son nucleofílicas, no puede haber una 
sobrealquilación. La alquil azida se reduce por hidrogenación catalítica sobre 
catalizador de paladio o con LiAlH4 produciendo la amina primaria deseada, Figura 16. 
 
Figura 16. Síntesis de aminas primarias a partir de la alquil azida. 
 
Otro vía es la síntesis de Gabriel, la cual usa una alquilación de ftalimida para preparar 
una amina primaria a partir de un halogenuro de alquilo. En la reacción la imida pierde 
su protón con la base y el anión resultante se alquila con rapidez. La hidrolisis básica de 
la imida N-alquilada produce una amina primaria
29
, Figura 17. 
Figura 17. Síntesis de Gabriel. 
 
 
 
 
28
 Griess, P. Philosophical Transactions of the Royal Society, 13 (1864) 369- 377. 
29 Allinger, N. (1984) Química Orgánica, 2 ed., Reverté, España. 777-786. 
http://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&cad=rja&uact=8&ved=0CC0QFjAA&url=http%3A%2F%2Frstb.royalsocietypublishing.org%2F&ei=20IzU-rDEvLgsASpqoAw&usg=AFQjCNH9c2vArexcduqrpNPiqkfQo7hhCg&bvm=bv.63738703,d.cWc
 
 Página 18 
 
3.1.2.3. Aminación reductiva de aldehídos y cetonas 
También las aminas se pueden sintetizar en una solo etapa tratando un aldehído o cetona 
con amoniaco o una amina, en presencia de un agente reductor, proceso que se llama 
aminación reductiva. Primero se forma un intermediario imina a través de una reacción 
de adición nucleofílica y luego se reduce esta imina. Una reacción clásica es la 
aminación reductiva de Mignonac 
30
, la cual emplea una cetona en amoniaco, 
llevándose a cabo simultáneamente una hidrogenación catalítica con níquel, Figura 18. 
 
Figura 18. Aminación reductiva de cetonas. 
 
El amoniaco, las aminas primarias y secundarias también se pueden emplear en la 
reacción de aminación reductiva; los resultados son aminas primarias, secundarias y 
terciarias respectivamente. Muchos agentes reductores son efectivos, pero los más 
comunes son el cianoborohidruro de sodio y NaBH4, Figura 19. 
 
Figura 19. Aminación reductiva empleando amoniaco, aminas primarias y aminas 
secundarias. 
 
30 Mignonac, M. The journal Comptes Rendus Chimie, 172 (1921) 223- 228. 
http://es.wikipedia.org/wiki/Hidrogenaci%C3%B3n
http://es.wikipedia.org/wiki/N%C3%ADquel
 
 Página 19 
 
3.1.2.4. Reordenamiento de Hofmann y Curtius 
Los derivados de ácidos carboxílicos pueden producir aminas primarias si pierden un 
átomo de carbono por medio de los reordenamientos de Hofmann (amida) o de Curtis 
(azida primaria). El reordenamiento de Hofmann se efectúa con una amida primaria, con 
Br2 y una base; la bromación de la amida es análoga a la bromación promovida por 
bases del ion enolato de una cetona y el reordenamiento del anión de la bromamida es 
similar al reordenamiento del carbocatión. La diferencia principal entre la etapa de 
migración en el reordenamiento de Hofmann y el reordenamiento del carbocatión es que 
el grupo –R inicia su migración al átomo vecino al mismo tiempo que el ion bromuro 
sale, en lugar de esperar a que el salga. La adición nucleofílica de agua al grupo 
isocianato carbonilo en el quinto paso es un proceso típico del grupo carbonilo, como lo 
es la etapa de descarboxilación final. En el arreglo de Curtius de igual manera, un grupo 
R migra al átomo de carbono de C=O al nitrógeno vecino, al mismo tiempo que se 
pierde el grupo saliente. La reacción se efectúa por calentamiento de una azida de acilo 
que se prepara mediante la sustitución nucleofilica de acilo de un cloruro de ácido 
31
, 
Figura 20. 
 
Figura 20. Reordenamientos de Hofmann y Curtius. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
31 Fox, M.A.; Whitesell, J.K. (2000) Química orgánica, 2 ed., Pearson Education, México. 89-91. 
 
 Página 20 
 
3.1.3. Importancia 
Las alquilaminas tienen diversas aplicaciones en la industria química como materias 
primas para la preparación de insecticidas y productos farmacéuticos. 
El propranolol, es un aminoalcohol que se usa como estimulante cardiaco para control 
de arritmias, también se utiliza en el tratamiento de hemangiomas en infantes
32
, entre 
otras. Se prepara a partir de una reacción SN2 de un époxido con isopropilamina, 
Figura 21. 
 
Figura 21. Propranolol. 
 
Fentermina, un fármaco supresor del apetito, se prepara por el reordenamiento de 
Hofmann de una amida primaria
13
, Figura 22. 
 
Figura 22. Fentermina.Tranilcipromina, es un antidepresor, se prepara a través del reordenamiento de Curtius, 
fue sintetiza por primera vez en 1948
33
 e introducida por primera vez en el Reino Unido 
en 1960 y aprobada en los Estados Unidos hasta 1961
34
. Figura 23. 
 
Figura 23. Tranilcipromina. 
 
32
 R.R. Sadykov, R.; Podmelle, F.; Sadykov R.; Kasimova, K.; Metellmann H. International Journal of 
Oral and Maxillofacial Surgery, 42 (2013) 863-867. 
33 Burger, A.; Yost, W. L. Journal of the American Chemical Society, 70 (1948) 2198-2204. 
34 Shorter, E. (2009) Before Prozac: the troubled history of mood disorders in psychiatry, Oxford 
University Press, Oxford. 241-253. 
http://books.google.com/?id=8VaYF8pIPxgC&lpg=PR13&pg=PR13#v=onepage&q
 
 Página 21 
 
3.2. Constante de disociación ácida 
3.2.1. Utilidad de la constante de acidez (pKa) 
Gran número de compuestos orgánicos contienen grupos ácidos o bases los cuales 
gobiernan las propiedades químicas, físicas y biológicas de los sistemas. Un ácido de 
Bronsted-Lorwy
35
 es una especie que tiende a donar un protón (HA) y una base a 
aceptarlo (A
-
). Los ácidos y las bases manifiestan sus propiedades cuando reaccionan 
con más bases ó más ácidos, respectivamente. 
3.2.2. Calculo del pKa 
En soluciones acuosas, los ácidos reaccionan con el agua la cual actúa como base, 
Ecuación 1; mientras que las bases reaccionan con el agua la cual actúa como ácido, 
Ecuación 2. 
 
Ecuación 1. Ácidos en solución acuosa 
 
Ecuación 2. Bases en solución acuosa 
 
En forma cuantitativa, la velocidad de la desprotonación de un ácido, es expresada por 
la Ecuación 3. 
 
( )( )
( )( )
 
Ecuación 3. Velocidad de desprotonación de un ácido 
Donde ax significa actividad de la especie x. En soluciones diluidas la concentración del 
agua permanece constante, por lo tanto la Ecuación 3 se reordena a la Ecuación 4. 
 ( ) 
( )( )
( )
 
Ecuación 4. Reordenamiento velocidad de desprotonación de un ácido 
En esta ecuación ( ) la cual representa a la constante de disociación ácida. 
La Ecuación 4 queda representada en forma logarítmica por la Ecuación 5 (ecuación de 
Henderson-Hasselbalch
36
). 
 
( )
( )
 
Ecuación 5. Ecuación de Henderson-Hasselbalch 
 
35 Bronsted, J.N., Rec. Trav. Chim. , 47 (1923) 718-728. 
36 Po, H.N.; Senozan N.M., Journal of Chemical Education, 78 (2001) 1499-1503. 
 
 Página 22 
 
Para la cual, pKa es el logaritmo negativo de Ka y pH es el logaritmo negativo de la 
actividad de iones H3O
+
. Es necesario mencionar que los ácidos son más débiles con el 
incremento del valor de pKa. 
Los métodos más importantes para determinar el valor del pKa se basan en el efecto que 
causa el sustituyente sobre la energía libre. El efecto del sustituyente
37
 es transmitido de 
forma inductiva, electrostática y por deslocalización electrónica (efecto mesomérico). 
Además el valor pKa es influenciado por contribuciones asociadas con puentes de 
hidrógeno, diferencias conformacionales y factores estéricos. Estos factores pueden 
estabilizar o desestabilizar los sistemas moleculares. 
El efecto que causa el sustituyente fue descrito formalmente por Taft
38
 y Hammett
39
. 
Las ecuaciones de Taft se aplican principalmente en compuestos alifáticos y alicíclicos, 
mientras que las de Hammett son usadas en sistemas aromáticos
40
. 
3.2.2.1. Determinación de la constante de protonación o disociación por técnicas 
espectroscópicas 
Por medio de los métodos espectroscópicos que dependen de la concentración es 
posible estimar el valor de pK
41
. Algunas ecuaciones que se basan en ultravioleta visible 
y en resonancia magnética nuclear son ecuaciones similares a la ecuación de 
Henderson-Hasselbalch, Ecuación 6. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ecuación 6. Métodos espectroscópicos para determinar el pK 
En donde Amax, Amin y Aobs son las absorbancias máxima, mínima y la observada en el 
experimento de ultravioleta visible, mientras que δa, δb y δobs representan los 
desplazamientos químicos de las especies observadas por resonancia magnética nuclear. 
La RMN ha sido usada para determinar sitios de protonación y constantes de 
disociación por medio del desplazamiento químico de protón
42
 y nitrógeno
43
. Además 
se ha determinado por 
19
F, 
13
C y 
11
B el pK de bases débiles
44
. 
 
37 Witanowski, M.; Stefaniak L.; Webb, G.A., Annual Reports on NMR Spectroscopy, 25 (1993) 1-480. 
38 Taft R.W.; Lewis I.C., Journal of the American Chemical Society, 81 (1959) 5343-5352. 
39 a) Hammett, L.P.; Chemical Reviews, 125, (1935), 125-136; b) Hammett, L. P. (1940) Physical 
Organic Chemistry, McGraw-Hill, New York. 266-271. 
40 Perrin, D. D.; Dempsey, B.; Serjeant, E. P. (1981) pKa Prediction for Organic Acids and Bases, 
Chapman and Hall, London and New York. 117-122. 
41 Kenner, C. T.; Kenneth, W. B. (1979) Quantitative Analysis, Macmillan, New York. 456-471. 
42 a) Rigler, N. E.; Bag, S. P.; Leyden, D. E.; Sudmeier, J. L.; Reilley, C. N., Analytical Chemistry, 37 
(1965) 872-875; b) Rabenstein, D. L., Journal American Chemical Society, 95 (1973) 2797- 2803; c) 
Rabenstein, D. L.; Sayer, T. L., Analytical Chemistry, 48 (1976) 1141-1146. 
 
 Página 23 
 
El valor de K nos determina la reactividad de una molécula; la cual se puede conocer 
por medio del estudio estático y dinámico que presentan los sistemas moleculares. Los 
aspectos estáticos están relacionados con el equilibrio químico, el cual nos determina la 
estabilidad de los reactivos y productos. Por otro lado, los aspectos dinámicos están 
relacionados con la cinética o las velocidades de reacción
45
. 
3.2.2.2. Determinación de constantes de protonación relativas. 
Perrin propuso un procedimiento muy importante para determinar constantes de 
protonación relativas en una mezcla de compuestos utilizando solo los desplazamientos 
químicos de protón. Partiendo de la reacción del compuesto protonado, se plantea la 
relación de constantes de acidez o basicidad de los diferentes compuestos, luego se 
describe que el desplazamiento químico está dado por las formas de las especies 
involucradas en su punto inicial y final en cada adición, después de manipular 
algebraicamente la ecuación se obtiene la linealidad del método. 
 
43 Büchner, P. ; Maurer, W.; Rüterjans H., Journal Magnetic Resonanc., 29 (1978) 45-63. 
44 Taft, R. W.;Levins, P. L., Analytical Chemistry, 36 (1962) 436-437. 
45 Perrin, C. L., Physical Organic Chemistry in Encyclopedia of Physical Science and Technology, 12 
(2002) 211-220. 
 
 Página 24 
 
 
 
[ 
 
]
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 ]( ) 
 
 
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 ]( ) 
 
 
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[ ]
 
 
 
 
 
 
 
 
( )( )
( )( )
 
 
( )( )
( )( )
 
( )( ) ( )( ) 
Ecuación 7. Función linealizada de acuerdo al método de Perrin. 
Donde B y A son los compuestos de la mezcla a titular, los valores de δb y δa 
representanlos desplazamientos químicos en el equilibrio después de cada adición; δH+ 
son las especies protonadas (punto final), mientras δ° son especies libres es decir antes 
de la adición del ácido (punto inicial) y K es la constante de protonación o basicidad 
relativa. La relevancia de esta función, es que la constante relativa K solo depende de 
los desplazamientos químicos de protón de las especies involucradas en el equilibrio, 
por lo tanto la exactitud y precisión de su determinación solo depende de la medición de 
este parámetro. Es conocido que el desplazamiento químico medido por RMN depende 
del entorno electrónico y estérico que afecta un núcleo. 
 
4. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL 
 Página 25 
 
4.1. Material, Equipo y Reactivos 
Material Reactivos 
 Matraz de bola 
 Trampa Dean Stark 
 Soporte universal 
 Pinzas con nuez 
 Olla 
 Mangueras 
 Refrigerante 
 Vidrio de reloj 
 Embudo de separación 
 Probeta 
 Espátula 
 Vasos de precipitados 
 Termómetro 
 Tubos de resonancia 
 Pipeta Pasteur 
 Tetina de goma 
 Adamantanona 
 Diclorometano 
 Metanol 
 Ciclohexanona 
 Bencilamina 
 Biciclo[2.2.1]hepta-2-ona 
 Borohidruro de Sodio 
 Ácido Clorhídrico 37% 
 Hidróxido de Sodio 1M 
 
Equipo 
 Agitador magnético 
 Parrilla de calentamiento y agitación 
 Tiras de papel Ph 
 Balanza digital 
 Rotavapor 
4.2. Síntesis 
La síntesis de aminas se llevará en dos pasos; el primero consiste en una adición 
nucleofílica y el segundo consiste en una reducción, Figura 24. 
Figura 24. Síntesis de aminas a) Adamantanona, b) Biciclo[2.2.1]hepta-2-ona y c) 
Ciclohexanona. 
 
 
 
 
http://www.orgsyn.org/orgsyn/chemname.asp?nameID=42609
http://www.orgsyn.org/orgsyn/chemname.asp?nameID=42609
 
 Página 26 
 
1) En matraz de bola se colocó bencilamina y la cetona cíclica (Adamantanona, 
Biciclo [2.2.1] heptan-2-ona o Ciclohexanona) en una relación estequiométrica 1:1, 
en presencia de CH2Cl2 como disolvente; manteniendo en agitación constante, a 
reflujo en baño maría a una temperatura de 40°C con una trampa inversa Dean 
Stark, por siete horas. Finalizado el tiempo de reacción se evapora el disolvente con 
ayuda del rotavapor. 
 
2) El producto de la adición nucleofílica se disuelve en CH3OH como disolvente, 
después se desciende la temperatura antes de adicionar el agente reductor 
(NaBH4)
46
 en una estequiometria 2:1 esto por 10 minutos y luego se mantiene en 
agitación constante por siete días. 
La extracción de la amina se lleva a cabo con agua destilada y HCl al 37% hasta obtener un 
pH ácido para la formación de clorhidrato de las aminas y después para regenerar la amina 
se agrega NaOH 1N hasta llegar a un pH básico. Luego se coloca en un embudo de 
separación se lava cuatro veces agregando CH2Cl2 con un volumen de 40 ml cada una, se 
separa la fase orgánica y se retira el exceso de disolvente con el rotavapor. 
4.3. Preparación general de la solución para RMN 
En un tubo de resonancia se adicionó por separado cada producto de reacción, 
aproximadamente 20 mg en una solución de CDCl3, hasta tener un volumen aproximado de 
0.4 ml, después se obtuvieron los espectros correspondientes. 
4.4. Titulación 
En un tubo de resonancia se adicionó la bencilamina y cada producto de reacción por 
separado en una relación 1:1, en una solución de CD3OD hasta tener un volumen 
aproximado de 0.4 ml, después se obtuvo su espectro de RMN de 
1
H y se comenzaron a 
hacer las adiciones de 3-6 μl de una solución de DCl/D2O/CD3OD, después de cada adición 
se obtenía el espectro de RMN de 
1
H hasta que ya no hubiese cambio en los 
desplazamientos químicos entre las últimas dos adiciones. 
4.5. Instrumentación analítica 
La caracterización de los compuestos sintetizados durante la parte experimental fue a partir 
de las siguientes técnicas: 
o Espectroscopía de Resonancia Magnética Nuclear: Varian 400 MHz 
o Espectrometría de Masas: Jeol JMS-700 
 
 
46 Borch, R. F.; Bernstein, M. D.; Durst, H. D., Journal American Chemistry Society, 93 (1971) 2897- 2905. 
http://www.orgsyn.org/orgsyn/chemname.asp?nameID=42609
 
 Página 27 
 
4.6. Productos de Reacción 
Los compuestos obtenidos tuvieron los siguientes rendimientos y características físicas. 
Compuesto Rendimiento Propiedades físicas 
N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-
fenilmetanamina 
87.5% Sólido, blanco 
Punto de fusión: 273° 
N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-
fenilmetanamina 
91.3% Líquido, amarillo 
N-bencilciclohexanamina 
 
95.6% Líquido, café obscuro 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5. DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
 Página 28 
 
5.1. Caracterización y Elucidación Estructural 
La caracterización estructural se llevó a cabo por medio de espectrometría de Masas 
utilizando el modo de ionización FAB
+
, por la espectroscopia de RMN en una y dos 
dimensiones (
1
H, 
13
C, DEPT, COSY y HETCOR). 
5.1.1. N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina 
5.1.1.1. Espectrometría de Masas. 
En el Espectro 1, se observa el ion cuasimolecular con m/z= 242 [M + H]
+
. También se 
detectaron otros dos picos importantes, el pico base con m/z= 91 y el fragmento con 
m/z=135. 
Espectro 1. Espectro de Masas de N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina por 
FAB+. 
 
 
 
 
 Página 29 
 
El fragmento con m/z= 91 (100%) representa el pico base, este fragmento se encuentra muy 
favorecido debido a la formación de un carbocatión bencílico con alta estabilidad relativa 
por medio de una ruptura heterolítica, que da lugar a un catión muy estabilizado por 
resonancia con el anillo aromático y por la formación del correspondiente ión tropilio, 
Figura 25. 
Figura 25. Fragmentación bencílica dando lugar a la formación del ión tropilio. 
El fragmento con m/z= 240 (43%) representa la pérdida de dos hidrógenos hidrógenos por 
una doble ruptura homolítica, Figura 26. 
Figura 26. Doble ruptura homolítica dando lugar a la pérdida de dos hidrógenos. 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 30 
 
También se observa un fragmento importante con m/z= 135 (40%), que corresponde a la 
fragmentación heterolítica del grupo adamantil, esta ruptura inicialmente produce un 
carbocatión secundario que puede transponerse a un carbocatión terciario de mayor 
estabilidad. Figura 27. 
Figura 27. Ruptura heterolítica entre el adamantil y la bencilamina. 
5.1.1.2. Resonancia Magnética Nuclear 
Para comenzar con el análisis de la molécula, es importante señalar que de acuerdo a la 
Figura 1, la molécula tiene un plano de simetría del grupo adamantil definido por los 
carbonos C1’, C4’, C4’’ y C5’, por lo que se pueden apreciar 7 tipos de carbonos y en la 
parte bencílica 5 tipos de carbonos por la simetría del anillo aromático, Figura 28. 
 
Figura 28. Asignación numérica de los carbonos de N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-
fenilmetanamina. 
 
 
 
 
 
 Página 31 
 
En el Espectro 2 de RMN 
13
C, se observan un total de 12 señales, 10 de ellas se observan 
claramente en tanto que otras dos están prácticamente traslapadas como se verá en otros 
espectros mas adelante. Donde las señales que se encuentran más desplazadas, 126 a 130 
ppm representan los carbonos del anillo aromático y por lo tanto las señales que se 
encuentran menos desplazadas 27 a 61 ppm son las del grupo adamantil y del CH2 que se 
encuentra unido al anillo aromático. 
Espectro 2. Espectro de RMN de 
13
C de N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina en 
CDCl3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 32 
 
Para comenzar a asignar las señales a los carbonos de una manera inequívoca, se utilizó 
RMN de
13
C (DEPT) en CDCl3 (Espectro 3), en este espectro observamos que en la fase 
positiva se encuentran los CH y CH3, mientras que en la fase negativa se identifican los 
CH2. Por lo tanto, la señal que se encuentra en 51 ppm en fase negativa es asignadaa C1, 
luego en fase positiva en 61.21 ppm se asigna a C1´ ya que se encuentra más desplazado 
por efecto inductivo del nitrógeno, después por cercanía al nitrógeno seguirá el C2’ en 
32.02 ppm y por último los Carbonos 4’ y 4’’ los cuales no se pueden asignar a 
determinada señal debido a que se encuentran muy cercanos sus desplazamientos (27.85 
ppm y 27.68 ppm). Lo mismo sucede con las señales en la fase negativa ubicado en 32 y 37 
ppm que deben corresponder a los grupos CH2 de las posiciones C3´ y C3´´, en tanto que la 
señal más pequeña localizada en 37.5 ppm se debe al grupo CH2 de la posición C5´. 
Espectro 3. Espectro de RMN de 
13
C (DEPT) de N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-
fenilmetanamina en CDCl3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 33 
 
En RMN de 
1
H en CDCl3, Espectro 4, podemos identificar señales características del 
compuesto, el singulete que se encuentra en 3.71 ppm corresponde a los hidrógenos de C1, 
desplazamiento debido a sus protones bencílicos y que además están cerca del átomo de 
nitrógeno. Los protones del anillo aromático se presentan de 7 a 7.4 ppm, la señal ancha en 
2.71 ppm se asigna al hidrógeno de C1´, debido a las interacciones syn diaxiales 
(acoplamiento dipolar: efecto a través del espacio) con los H3´ de una cara del adamantano, 
por lo que se observa un singulete que debería corresponder a un triplete. 
Espectro 4. Espectro de RMN de 
1
H de N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-fenilmetanamina en 
CDCl3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 34 
 
En el Espectro 5, correlación homonuclear 
1
H-
1
H a dos y tres enlaces (COSY), podemos 
observar que el H1´ que se encuentra en 2.71 ppm correlaciona a tres enlaces con los H2´ 
que se encuentra en 1.81 ppm. 
Espectro 5. Correlación 
1
H-
1
H a dos y tres enlaces (COSY). 
Por último en el Espectro 6, correlación heteronuclear 
13
C-
1
H a un enlace (HSQC) 
podemos confirmar las asignaciones hechas anteriormente, también nos permite identificar 
los carbonos que tienen unidos dos tipos de protones a y b (C3´ y C3´´), ya que se observa 
que una señal de carbono interacciona con dos señales de protón, entonces la señal en 37.5 
ppm corresponde a C3´, debido al par libre de electrones del nitrógeno que desprotege a los 
protones y se desplazan a campo bajo y la señal en 31.37 ppm corresponde al C3´´y en 
ambos casos los protones b son más desplazados ya que se encuentran cercanos hacia la 
cara donde está el nitrógeno. El C5´ es que se encuentra en 38 ppm. Con este experimento 
es prácticamente imposible asignar inequívocamente las señales C4´ y C4´´, debido a que 
están muy cercanos en desplazamiento químico tanto en protón como en carbono. 
 
 
 Página 35 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Espectro 6. Correlación 
13
C-
1
H a un enlace (HSQC). 
.. 
u .. 
u 
11 
b-[-
[' 
¡¡ 
,.., 
u 
,.., 
U 
-
-
.-
, 
PPM (F2y'0 
3', 
H 
4' 5;'-1 
3' 
4·· ..... 1~2· 
~~ 2·~1· 
H 
3'b HN 
, 
6.0 5.0 
Hl 
Hl ' 
3b 
H 
1 \ j 
, 
4.0 3.0 
lIS' 
:::: ,., 
IISMb~ .. X lIS . r . 
J I\..- Hu 
! • 
2.0 
"--
-r 
1.0 
f-
10 
20 
30 
40 
50 
60 
70 
80 
90 
100 
110 
120 
130 
140 
PPM (F1) 
 
 Página 36 
 
Lo analizado anteriormente se representa completamente en la siguiente Tabla 1. 
Tabla 1. Asignación de señales de 
13
C e 
1
H del N(triciclo[3.3.1.1
3,7
]decanil)1-
fenilmetanamina. 
Posición δ
13
C δ
1
H JH-H(hertz) Multiplicidad 
1 51 3.71 2.96 s 
1´ 61.21 2.71 ----- Señal ancha 
2´ 32.02 1.81 ----- m 
3´ 37.5 1.59 (a) 
1.94 (b) 
----- 
----- 
m 
m 
3´´ 31.37 1.42 (a) 
1.97 (b) 
12.25 
12.25 
 d 
d 
4´ 27.85-27.68 1.69-1.79 ----- m 
4´´ 27.85-27.68 1.69-1.79 ----- m 
5´ 38 1.64 ------ m 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 37 
 
5.1.2. N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina 
5.1.2.1. Espectrometría de Masas. 
En el derivado con el grupo norbornil, el pico base representa el ion cuasimolecular y se 
encuentran en m/z= 202 [M + H]
+
, Espectro 7. 
Espectro 7. Espectro de Masas de N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina por FAB+. 
El pico en m/z= 91 (84%) representa la ruptura bencílica, Figura 29. 
Figura 29. Fragmentación bencílica dando lugar a la formación del ión tropilio. 
 
 
 Página 38 
 
El pico en m/z= 200 (25%) representa la pérdida de dos hidrógenos debido a una doble 
ruptura homolítica, Figura 30. 
Figura 30. Doble ruptura homolítica dando lugar a la pérdida de dos hidrógenos. 
También se observa un fragmento en m/z= 95 con una estabilidad relativa de 25%, este es 
debido a la fragmentación del biciclo en donde el carbocatión secundario se reordena a un 
terciario, más estable, Figura 31. 
Figura 31. Ruptura heterolítica entre el biciclo y la bencilamina. 
Para este tipo de sistemas se esperan dos estereiosómeros debido a la posición de la amina 
respecto al biciclo (estereoisomeros exo-endo), sin embargo por masas no fue posible 
determinarlo. 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 39 
 
5.1.2.2. Resonancia Magnética Nuclear 
Por resonancia magnética de protón, analizando el desplazamiento químico, multiplicidad y 
las constantes de acoplamiento de la señal del protón H2´ es posible saber la posición del 
grupo amino sobre el sistema biciciclo y por lo tanto determinar el estereoisómero 
favorecido en la reacción. 
La reacción entre el biciclo [2.2.1] heptan-2-ona y la bencilamina pueda dar como 
productos dos estereoisómeros, debido a las posiciones relativas exo/endo que adopta la 
bencilamina, Figura 32. 
 
Figura 32. Diasterómeros a) endo y b) exo, de N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina. 
En RMN 
13
C, debido a la baja simetría de la estructura de cada molécula se pueden apreciar 
12 diferentes tipos de carbonos: 7 en el biciclo y 5 en la parte bencílica, Figura 33. 
 
Figura 33. Asignación numérica de los carbonos de los diasterómeros de 
N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina. 
 
 
 
 Página 40 
 
Se esperaría observar un total de 24 señales de 
13
C, pero no es así; solo se observan 12 de 
ellas, esto quiere decir que existe una preferencia conformacional favorable a uno solo de 
los diasterómeros, Espectro 8. En este espectro se observan señales ubicadas entre 125 y 
130 ppm que corresponden a la parte aromática del compuesto en tanto que se determinan 
varias señales localizadas entre 20 y 60 ppm que se asignan a la parte alifática del mismo. 
Espectro 8. Espectro de RMN de 
13
C de N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina en 
CDCl3. 
Para determinar de manera inequívoca el diasterómeros observado es necesario analizar por 
RMN 
1
H el desplazamiento químico, la multiplicidad y las constantes de acoplamiento. 
Para ello se presenta en la Gráfica 1, la curva de Karplus
47
 donde se observa el valor de la 
constante de acoplamiento a tres enlaces en función del ángulo diedro
48
. 
 
Gráfica 1. Curva de Karplus. 
 
 
 
47 Ariza, Castolo, A.; Bakhmutov, V.; et al. (2006) Ejemplos Prácticos del Uso de la Resonancia Magnética 
Nuclear en la Química, Editorial CINVESTAV, México. 154-162. 
48 Breitmaier, E. (1993) Structure Elucidation by NMR in Organicchemistry: A Practical Guide, John Wiley 
& Son, England. 18-42 
PPM 130.0 120.0 110.0 100.0 90.0 80.0 70.0 60.0 50.0 40.0 30.0 20.0 10.0 
 
 Página 41 
 
Es decir la magnitud de la constante de acoplamiento de protones vecinales, depende de la 
orientación espacial relativa de los protones, estas constantes de acoplamiento son 
importantes en la multiplicidad de las señales de protón, ya que de ellas dependerá la 
equivalencia química y magnética entre los núcleos acoplados. 
En el norbornano los ángulos diedros varíansegún la posición en que se encuentren los 
protones
48
, Figura 34. 
 
 Figura 34. Relación entre constantes de acoplamiento y ángulos diedros del norbornano. 
La multiplicidad de una señal se obtiene mediante la ecuación m= 2n I + 1, donde I es el 
espín nuclear del núcleo, n es el número de protones vecinos química y magnéticamente 
equivalentes y m es la multiplicidad del núcleo acoplado a n. Para el protón, su espín 
nuclear es de ⁄ , entonces la ecuación queda de la siguiente manera: 
m= 2n I + 1 
m= 2n ( ⁄ ) + 1 
m= n + 1 
Esta ecuación aplica solo cuando los núcleos son química y magnéticamente similares, es 
decir que el desplazamiento químico de los protones vecinos y las constantes de 
acoplamiento sean iguales. 
 
 
 
 
 
 Página 42 
 
Para el compuesto con el grupo amino en posición exo, el hidrógeno unido a C2´ en 
posición endo interacciona a tres enlaces con tres protones (1 unido a C1´ y 2 unidos a C3´ 
en posición exo/endo), Figura 35. 
 
Figura 35. Interacción a 3 enlaces del H2´endo con los hidrógenos H1´ (1H) y H3´ 
(2H: exo/endo). 
Para las interacciones del hidrógeno endo unido a C2´ con los protones que se encuentran a 
tres enlaces de distancia, se observan los siguientes ángulos y constantes de acoplamiento 
de acuerdo con la Figura 3. Con el hidrógeno unido a C1´ tiene un ángulo de 86° y J= 0 
Hz, luego con el hidrógeno exo unido a C3´ un ángulo de 130° y J= 5 Hz, y por último con 
el hidrógeno endo unido a C3´ un ángulo de 10° y J= 11 Hz. Como se observa las 
constantes de acoplamiento son distintas por lo tanto se aplicará la fórmula de m= n + 1 
para cada una, a excepción de la interacción con el hidrógeno unido a C1´ que tiene una J= 
0 Hz. Para la constante de acoplamiento mayor se obtiene una multiplicidad doble y para la 
otra constante de acoplamiento se obtiene una multiplicidad doble. Es decir para el 
hidrógeno endo unido a C2´ se obtiene primero una señal doble y cada una de estas señales 
dobles se desdoblan en otra señal doble, generando una señal conocida como doble de 
doble. 
Para el siguiente compuesto, cuando el grupo amino se encuentra en posición endo, el 
hidrógeno unido a C2´ en posición exo interacciona a tres enlaces con tres protones (1 
unido a C1´ y 2 unidos a C3´ en posición exo/endo), Figura 36. 
 
Figura 36. Interacción a 3 enlaces del H2´exo con los hidrógenos H1´ (1H) y H3´ (2H: 
exo/endo) 
 
 Página 43 
 
Para las interacciones del hidrógeno exo unido a C2´ con los protones que se encuentran a 
tres enlaces de distancia, se observan los siguientes ángulos y constantes de acoplamiento 
de acuerdo con la Figura 3: Con el hidrógeno unido a C1´ tiene un ángulo de 47° y J= 4.8 
Hz, luego con el hidrógeno exo unido a C3´ un ángulo de 9° y J= 11 Hz y por último con el 
hidrógeno endo unido a C3´ un ángulo de 122° y J= 4.5 Hz. Por lo tanto para la constante 
de acoplamiento mayor se aplica la fórmula de m= n + 1, obteniéndose una multiplicidad 
doble para las dos constantes de acoplamiento similares, se aplica de manera conjunta la 
fórmula de m= n + 1, entonces se obtiene una multiplicidad triple. Es decir para el 
hidrógeno exo unido a C2´ se obtiene primeramente una señal doble y cada una de estas 
señales doble se desdobla en otra señal triple, generando una señal conocida como doble de 
triples, con constantes de acoplamiento de 
3
JH1ax-H2ax= 10.69 Hz y 
3
JH1ax-H2ec= 4.03 Hz. 
Se observa en el espectro de RMN de
1
H en CDCl3, Espectro 9 la señal doble de triples con 
ello se confirma que se favorece al compuesto que tiene al grupo amino en posición endo. 
 
Espectro 9. Espectro de RMN de N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina en CDCl3. 
 
 
 
 
PPM 8.0 7.6 7.2 6.8 6.4 6.0 5.6 5.2 4.8 4.4 4.0 3.6 3.2 2.8 2.4 2.0 1.6 1.2 0.8 0.4 -0.0 
 
 Página 44 
 
También se utilizó el espectro de RMN de
13
C (DEPT) en CDCl3, Espectro 10 en la fase 
positiva se encuentran los CH y en la fase negativa se identifican los CH2. La señal que se 
encuentra en 52.61 ppm en fase negativa representa al C1, en la fase positiva la señal en 
58.93 ppm corresponde al C2´ ya que está más desplazado por su cercanía con el 
nitrógeno, las señales que se encuentran en 39.35 y 36.37 ppm corresponden a los carbonos 
cabeza de puente; por su cercanía a dos enlaces al átomo de nitrógeno se le asigna al C1´ la 
señal más desplazada y la menos desplazada para el C4´. 
Espectro 10. Espectro de RMN de 
13
C (DEPT) de N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-
fenilmetanamina en CDCl3. 
Para concluir con la asignación de señales de este compuesto, se utilizó un espectro en dos 
dimensiones de un compuesto similar al estudiado
49
 . 
Respecto a RMN 
1
H, cuando la multiplicidad de una señal no presenta la forma y el tipo de 
señal esperada, es decir que no sigue el triángulo de Pascal, entonces se trata de un sistema 
complejo. Los protones H1 se se encuentra cerca de un carbono estereogénico o asimétrico 
C1´, por lo tanto son diasterotópicos es decir no son iguales química ni magneticamente, 
dando lugar a un sistema AB, esta señal aparece en 3.62 ppm y sus constantes de 
acoplamiento que son 
3
JH-H = 17.8 Hz y 
3
JH-H = 17.8 Hz. 
Se utilizó (Espectro 11), la correlación homonuclear 
1
H-
1
H a dos y tres enlaces (COSY) 
para asignar las señales H3´exo y H3´endo, para ello se localizó la señal (dt) anteriormente 
asignada a 2H´exo que se encuentra a tres enlace. Una vez identificada se encontró que 
señales correlacionaban aparte de la correlación con H1´. La señal localizada en 
aproximadamente en 0.63 ppm corresponde a H3´endo y la señal en 1.89 ppm pertenece 
H3´exo, se comprueba que se trata de estas señales ya que ambas correlacionan. 
 
49 Rojas, León I. (2009) Síntesis y Análisis Estructura de Ditiocarbamatos de Estaño Derivados de 
Aminoalcoholes con Sustituyentes Rígidos, Tesis de Licenciatura, UAEMor. 36-37. 
 
 Página 45 
 
 
Espectro 11. Correlación 
1
H-
1
H a dos y tres enlaces (COSY). 
=. Hendo 
H HN 
H7' 
H2' Hl ' H4' H3' .' 0 
"-----=~_~ML,. ______ J\Á___" .' 0 
0.4 
0 .6 
0 .8 
1.0 
1.2 
1.4 
1.6 
1.8 
2.0 
2 .2 
2.4 
2 .6 
2.8 
3.0 
3.2 
3.4 
PPM{F2) 32 2.8 24 2.0 1.6 12 0.8 0 .4 PPM {F1) 
 
 Página 46 
 
Finalmente se asignan las señales de 20.69 ppm para el C6’ y de 30.19 ppm para el C5´ por 
el efecto de compresión sobre este último, entonces se logra elucidar cada señal en los 
Espectros 9 y 10. 
 
Espectro 10. Espectro de RMN de 
13
C (DEPT) de N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-
fenilmetanamina en CDCl3. 
Espectro 9. Espectro de RMN de N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-fenilmetanamina en CDCl3. 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 47 
 
Lo analizado anteriormente se representa completamente en la siguiente Tabla 2. 
Tabla 2. Asignación de señales de 
13
C y 
1
H del N(biciclo[2.2.1]heptanil)1-
fenilmetanamina. 
Posición δ
13
C δ
1
H JH-H(hertz) Multiplicidad 
1 52.61 3.62 17.8 
17.8 
AB 
1’ 39.35 2.26 ------ Señal ancha 
2’ 58.93 3.01 10.69 
4.03 
dt 
3’ 38.14 1.89 (exo) 
0.63 (endo) 
----- 
12.5 
3.8 
1.98 
m 
ddd 
 
 
4’ 36.37 2.09 ----- Señal ancha 
5’ 30.19 1.34-1.72 ------ m 
6’ 20.69 1.34-1.72 ------- m 
7’ 38.16 1.26 ------- Señal ancha 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 48 
 
5.1.3. N-bencilciclohexanamina 
5.1.3.1. Espectrometría de Masas. 
En el Espectro 12, se observa el ión cuasimolecular que se encuentra en m/z= 190 [M + 
H]
+
. 
Espectro 12. Espectro de Masas de N-bencilciclohexanamina por FAB+. 
El pico base en m/z= 91 proviene de la fragmentación bencílica, Figura 37. 
Figura 37. Fragmentación bencílica dando lugar a la formación del ión tropilio. 
 
 
 
 
 Página 49 
 
El fragmento m/z= 188 representa la pérdida de dos hidrógenos, Figura 38. 
Figura 38. Dobleruptura homolítica dando lugar a la pérdida de dos hidrógenos. 
Por último el fragmento en m/z= 146 se da por una escisión compleja, que involucra la 
pérdida de un fragmento con formula C3H7, Figura 39. 
Figura 39. Escisión compleja dando lugar a la formación del fragmento m/z= 146. 
 
 
 
 
 
 Página 50 
 
5.1.3.2. Resonancia Magnética Nuclear 
La reacción entre la ciclohexanona y la bencilamina puede dar como productos dos 
estereoisómeros, debido a las posiciones relativas axial/ecuatorial que adopta la 
bencilamina, Figura 40. 
Figura 40. Estereoisómeros a) axial y b) ecuatorial, de N-bencilciclohexanamina. 
Respecto a RMN 
13
C, debido a la simetría de la estructura de cada molécula se pueden 
apreciar 9 diferentes tipos de carbonos: 4 en la ciclohexanamina y 5 en la parte bencílica, 
Figura 41. 
Figura 41. Asignación numérica de los carbonos de los estereoisómeros de N-
bencilciclohexanamina 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 51 
 
Es decir, esperaría observar un total de 18 señales de 
13
C, pero no es así; solo se observan 9 
de ellas, esto quiere decir que existe una preferencia conformacional favorable a uno solo 
de los estereoisómeros, Espectro 13. 
Espectro 13. Espectro de RMN de 
13
C de N-bencilciclohexanamina en CDCl3. 
Con lo anterior podemos asumir que el isómero favorable sería el más estable, y sería 
cuando el NH-R se encuentra en posición ecuatorial ya que no presenta interacciones 
repulsivas con los hidrógenos syn-diaxiales
50
, Figura 42. 
Figura 42. Repulsiones syn-diaxiales de los estereoisómeros de N-bencilciclohexanamina. 
Para determinar de manera inequívoca el estereoisómero observado es necesario analizar 
por RMN 
1
H el desplazamiento químico, la multiplicidad y las constantes de acoplamiento. 
Es conocido que en este tipo de sistemas, las constantes de acoplamiento dependen 
principalmente del ángulo diedro, esta relación empírica fue propuesta por Karplus
47
. 
 
 
 
 
 
50 Juaristi, E. (2007) Introducción a la estereoquímica y al análisis conformacional, El Colegio Nacional, 
México. 254-265. 
PPM 120.0 110.0 100.0 90.0 80.0 70.0 60.0 50.0 40.0 30.0 20.0 10.0 
 
 Página 52 
 
Estas constantes de acoplamiento juegan un papel importante en la multiplicidad de las 
señales del protón, ya que dependerá de la equivalencia química y magnética entre los 
núcleos acoplados. En el ciclohexano los ángulos diedros varían según la posición en que 
se encuentren los protones
48
, Figura 43. 
 
Figura 43. Relación entre constantes de acoplamiento y ángulos diedros del ciclohexano. 
La multiplicidad y el desplazamiento químico que presenta una señal de un protón 
dependen en gran medida de su ambiente químico
51
. Para el compuesto con el grupo amino 
en posición axial, el hidrógeno unido a C1 en posición ecuatorial interacciona a tres enlaces 
con cuatro protones (2 axiales y 2 ecuatoriales) de los carbonos C2, Figura 44. 
 
Figura 44. N-bencilciclohexanamina con la amina secundaria en posición axial. 
 
De acuerdo con la Figura 43, cada interacción tiene un ángulo de 60°, esto quiere decir que 
las cuatro interacciones presentan constantes de acoplamiento iguales. Entonces aplicando 
la formula m= n + 1, donde n= 4; se obtiene una multiplicidad de 5, es decir un quinteto. 
 
 
 
 
51 Silverstein, R. M.; Webster, F. X.; Kiemle D. J. (2005) Spectrometric Identification of Organic 
Compounds, 7 ed., Editorial Wiley, USA. 204-227. 
 
 Página 53 
 
Sin embargo, cuando el grupo amino se encuentra en posición ecuatorial, el hidrógeno 
unido a C1 en posición axial interacciona a tres enlaces con cuatro protones (2 axiales y 2 
ecuatoriales) de los carbonos C2, Figura 45. 
 
Figura 45. N-bencilciclohexanamina con la amina secundaria en posición ecuatorial. 
De acuerdo con la Figura 43, el protón axial del C1 tiene un ángulo diedro de 180° con dos 
protones en axial y de 60° con dos protones en ecuatorial de los carbonos C2. De acuerdo 
con el diagrama de Karplus se esperarían dos constantes de acoplamiento diferentes, una 
grande cuando el ángulo es de 180° y otra pequeña para el ángulo de 60°. 
Por lo tanto, cuando el protón en axial del carbono C1 interacciona con los dos protones en 
180 primeramente se observa una señal triple y cada una de estas señales triples se 
desdoblan en otra señal triple debido al acoplamiento simultáneo con los dos protones a 
60°, esto genera una señal conocida como triple de triple, con constantes de acoplamiento 
de 
3
JH1ax-H2ax= 10.12 Hz y 
3
JH1ax-H2ec= 3.5 Hz. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Página 54 
 
Se puede observar en el espectro de RMN de
1
H en CDCl3, (Espectro 14) la señal triple de 
triple por lo que podemos confirmar que se favorece al compuesto que tiene al grupo amino 
en posición ecuatorial. 
 
Espectro 14. Espectro de RMN de 
1
H de N-bencilciclohexanamina en CDCl3. 
Otro criterio muy importante para asignar de manera inequívoca los protones axiales y 
ecuatoriales en estos sistemas se debe al efecto de desprotección provocado por el campo 
inducido del ciclohexil, esto es que genera un mayor desplazamiento químico para los 
protones que se encuentren en posición ecuatorial (efectos anisotrópicos: campos 
magnéticos asimétricos alrededor de un enlace). El efecto anisotrópico
53
 a favor de un 
campo magnético aplicado aumenta el desplazamiento químico de los núcleos, Figura 46. 
 
Figura 46. Efecto anisotrópico producido por un campo magnético inducido. 
 
 
PPM 8.0 7.6 7.2 6.8 6.4 6.0 5.6 5.2 4.8 4.4 4.0 3.6 3.2 2.8 2.4 2.0 1.6 1.2 0.8 0.4 -0.0 -0.4 
 
 Página 55 
 
Los efectos de campo inducido son causados por la circulación de densidad electrónica de 
grupos vecinos, la cual es considerada como un efecto local de campo y puede estar a favor 
o en contra del campo magnético aplicado, Figura 47. 
 
Figura 47. Campo magnético inducido por la circulación de densidad electrónica local a 
favor del campo magnético aplicado. 
Con la aplicación de estos criterios y con ayuda de espectros en dos dimensiones de 
trabajos previos, fue posible la asignación completa de las señales del Espectro 14, 
determinando que las señales que se encuentran de 1.4 a 1.9 ppm corresponden a los 
hidrógenos ecuatoriales de C2, C3 y C4 respectivamente y de 1 a 1.3 ppm siguen el mismo 
orden para los hidrógenos axiales. El singulete que se encuentra en 3.74 ppm corresponde 
al C1´ y por último la posición de los protones del anillo aromático orto, meta y para se 
presentan en 7.2 ppm. 
Espectro 14. Espectro de RMN de 
1
H de N-bencilciclohexanamina en CDCl3 asignación de 
señales. 
 
 Página 56 
 
Por último, se utilizó el espectro de RMN de
13
C (DEPT) en CDCl3, Espectro 15 para la 
asignación de señales de forma inequívoca, se observa que en la fase positiva se encuentran 
los CH y en la fase negativa se identifican los CH2. La señal que se encuentra en 51.02 ppm 
en fase negativa representa al C1´, luego en fase positiva en 56.17 ppm corresponde al C1 
ya que sin tomar en cuenta al anillo aromático es el único CH restante. Posteriormente la 
señal que se encuentra en 33.53 ppm es asignada al C2 ya que es el más desplazado a 
campo bajo por efecto del nitrógeno, después en 25.01 ppm es el C3 ya que la intensidad de 
la señal es similar a la que presenta el C2 ya que ambas señales representan el mismo 
número de carbonos y por último en 26.19 ppm es el C4. Las señales ubicadas entre a y b 
corresponden a los carbonos del anillo aromático. 
Espectro 15. Espectro de RMN de 
13
C (DEPT) de N-bencilciclohexanamina en CDCl3. 
Lo analizado anteriormente se representa completamente en la siguiente Tabla 3. 
 Tabla 3. Asignación de señales de 
13
C e