Variabilidad-genetica-del-genoma-mitocondrial-del-atun-aleta-amarilla-Thunnus-albacares-y-filogeografa-global-de-sus-poblaciones

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I 
 
 UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
 
 
 Variabilidad genética del genoma mitocondrial del atún 
 aleta amarilla Thunnus albacares y filogeografía global 
 de sus poblaciones 
 
 T E S I S 
 
 PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 
 BÍOLOGO 
 
 PRESENTA: 
 
 CASTRO HERNÁNDEZ PEDRO ABRAHAM 
 
 DIRECTOR DE TESIS: 
 
 Doctor PÍNDARO DÍAZ JAIMES 
 
 
 Los Reyes Iztacala Edo. De México, 2018 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
II 
 
Jurado Asignado 
 
Presidente: Dr. Santiago Martínez Calvillo 
 
Vocal: Dr. Roberto Edmundo Munguía Steyer 
 
Secretario: Dr. Píndaro Díaz Jaimes 
 
1er Suplente: Dra. Elizabeth Ortega Mayagoitia 
 
2do Suplente: Dra. Sandra Luz Gómez Acevedo 
 
 
La presente tesis se realizó en el Laboratorio de Organismos 
Acuáticos del Instituto de Ciencias del Mar y Limnología, bajo la 
dirección del Dr. Díaz Jaimes Píndaro 
 
 
Asesor del tema: 
 
Doctor Díaz Jaimes Píndaro 
 
 
Sustentante: 
 
Castro Hernández Pedro Abraham 
 
 
III 
 
Agradecimientos 
 
Agradezco enormemente a mis padres por haberme darme el ejemplo y las grandes 
lecciones que me han dado acerca de la vida y por apoyarme para poder estudiar 
la carrera que me apasiona y realizar un trabajo de investigación de mi interés. 
A Carla y Pablo por ser un ejemplo de la palabra hermano, al apoyarme y ofrecerme 
sus concejos y encaminarme cuando he tomado el camino equivocado. 
Al Dr. Píndaro Díaz Jaimes por permitirme realizar un trabajo de investigación en su 
laboratorio y formar parte durante un instante, del mundo de la ciencia, del mismo 
modo por sus correcciones y concejos que me han permitido mejorar como 
profesional. 
Al Dr. Santiago Martínez Calvillo, al Dr. Roberto Edmundo Munguía Steyer, a la Dra. 
Elizabeth Ortega Mayagoitia y a la Dra. Sandra Luz Gómez Acevedo, por las 
correcciones realizadas con el fin de mejorar el presente trabajo y me han ayudado 
en mi formación profesional. 
 
A Natalia quien me permitió indagar en el mundo de la genómica y me transmitió 
sus conocimientos, los cuales me han permitido mejorar como profesional y futuro 
Biólogo. 
Al Dr. Manuel Uribe por apoyarme y permitirme formar parte de los proyectos de 
investigación realizados en el laboratorio. 
A la Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM) y a la Facultad de Estudios 
Superiores Iztacala por formarme como futuro profesionista y darme acceso a la 
educación universitaria. 
Agradezco a la Coordinación de Súper Computo DGTIC, UNAM, por el apoyo en el 
análisis de datos utilizando el HP System Cluster Platform 3000 SL “Miztli” bajo el 
proyecto “Genética poblacional de peces de importancia comercial de costas 
IV 
 
mexicanas”; y a CONACYT por apoyar el proyecto 221702: "Genómica poblacional 
e historia demográfica del pez dorado (Coryphaena hippurus) y del atún aleta 
amarilla (Thunnus albacares)", gracias al cual se desarrolló esta tesis. 
A mis profesores de la Facultad de Estudios Superiores Iztacala por transmitirme 
sus conocimientos y la formación de un futuro Biólogo, lo cual no habría sido posible 
de no ser por ustedes. En especial a mis profesores de evolución los cuales me 
permitieron encontrar mi pasión y futuro área de trabajo. 
A mis amigos de la Facultad: Edmundo, Edith, Jennifer, Betty, Marco, Lorena, 
Alejandro y Joan por permitirme conocer la verdadera amistad, estando en las 
buenas y las malas, y por ser mis compañeros de equipaje en esta extraordinaria 
profesión. 
A mis amigos de la preparatoria: Jorge, Raúl Tenorio, Raúl Hernández, Alexis, 
Misael, Karen, Roberto, Cristofer y Uriel por recordarme que la amistad prevalece a 
pesar de los años sin importar la profesión. 
A mis amigos del trabajo: Jorge, Rogelio, Sergio, Trigo y Erik por su amistad y 
recordarme que siempre es bueno compartir lo que uno tiene. 
A mis compañeros de laboratorio: Carolina, Arturo, Fernando, Loray, José, Cristina, 
Esteban, Eloísa, Xóchitl, Andrea, Paola, María, Natalia, Elena y Nadia por 
transmitirme sus conocimientos y ayudarme en las dudas durante mi estancia en el 
laboratorio. 
 
 
 
 
 
 
V 
 
 
 
“La ciencia no es perfecta, con frecuencia se utiliza mal, no es 
más que una herramienta, pero es la mejor herramienta que 
tenemos, se corrige a sí misma, está siempre evolucionando y 
se puede aplicar a todo. Con esta herramienta conquistamos 
lo imposible”. Carl Sagan 
 
 
 
"Solo somos una raza avanzada de primates en un planeta 
menor de una estrella ordinaria. Pero podemos entender el 
universo”. Stephen Hawking 
 
 
 
 
“No es el más fuerte de las especies el que sobrevive, tampoco 
es el más inteligente el que sobrevive. Es aquel que es más 
adaptable al cambio”. Charles Darwin 
 
 
 
VI 
 
RESUMEN 
El atún aleta amarilla (Thunnus albacares) es una especie pelágica de distribución 
mundial de gran importancia por su valor comercial dentro de la pesca, lo cual ha 
provocado que actualmente se encuentre clasificada como una especie 
completamente explotada. El uso de genes mitocondriales ha permitido la definición 
de unidades de manejo y conservación, sin embargo, el uso de marcadores 
tradicionales presenta sus limitantes y problemáticas al momento de definir estas 
unidades, un ejemplo de este tipo han sido los estudios previos mediante el ADN 
mitocondrial del atún aleta amarilla, debido a que estos han sido conflictivos y de 
controversia ante las diferencias genéticas existentes entre Atlántico y Pacifico, así 
como el número de unidades de manejo y conservación que existen en dichos 
océanos, no obstante el uso del genoma como marcador molecular permite superar 
dichas desventajas de los marcadores tradicionales al incrementar la resolución 
para establecer alguna estrategia de conservación. 
Se analizaron 82 secuencias completas del genoma mitocondrial de individuos 
pertenecientes al Pacifico y Atlántico. Se encontró una alta diversidad haplotídica 
pero una baja diversidad nucleotídica. Las pruebas de diferenciación pareada ᶲST 
entre océanos como entre poblaciones no indicaron la existencia de diferencias 
genéticas significativas posteriores a las correcciones de Bonferroni. La red de 
haplotipos y el árbol filogenético no mostraron una estructura filogeográfica clara 
entre cuencas oceánicas. Ambos océanos han sufrido una reciente expansión 
demográficahace aproximadamente 61,123 años para el océano Pacífico y hace 
aproximadamente 67,663 años para el océano Atlántico. 
Se estimaron polimorfismos de un solo nucleótido (SNPs) dentro del genoma 
mitocondrial resultando en 13 SNP´s, las diferencias pareadas ᶲST entre poblaciones 
no indicaron diferencias genéticas posteriores a las correcciones de Bonferroni. No 
obstante, las diferencias pareadas ᶲST entre océanos basadas en las frecuencias 
haplotídicas mediante el uso de los (SNPs) indicaron una diferenciación genética 
significativa entre océanos (ᶲST= 0.00969; P=0.027). La red de haplotipos producto 
VII 
 
de los (SNPs) no indicó una estructura filogeográfica clara entre océanos. El árbol 
filogenético producto de los (SNPs) resulto en dos politomias poco resueltas que 
resultaron poco informativas acerca de la historia evolutiva de T. albacares y 
tampoco indicaron una estructura filogeográfica clara. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VIII 
 
Índice 
 
 INTRODUCCIÓN 1 
 Taxonomía y características morfológicas 6 
 Dinámica de poblaciones 7 
 Reproducción y desove 8 
 Distribución 9 
 Abundancia 10 
 Desplazamiento 11 
 Migración 11 
 Estudios genético-poblacionales previos 12 
 Pesca y manejo del atún aleta amarilla en las cuencas oceánicas 14 
JUSTIFICACIÓN 15 
HIPÓTESIS 17 
OBJETIVOS 18 
MATERIALES Y MÉTODOS 20 
 Colecta de muestras 20 
 Sonicación 22 
 Construcción de las bibliotecas genómicas 23 
 Reparación Final y Cola de Adeninas 23 
 Ligación 23 
 Limpieza Post-Ligación 23 
 PCR 24 
 Selección de tamaño 25 
 Secuenciación 26 
 Ensamblado 26 
 Análisis de datos 28 
RESULTADOS 33 
 Visualización de los productos de PCR 33 
 Obtención de secuencias de calidad 34 
 Diversidad genética 35 
 Demografía histórica 39 
 Red de haplotipos y filogenia mitocondrial 43 
 Estructura poblacional 48 
 Polimorfismos de un solo nucleótido-SNPs 53 
DISCUSIÓN 62 
 Diversidad genética 62 
 Demografía histórica 65 
 Red de haplotipos y filogenia mitocondrial 70 
IX 
 
 Estructura poblacional 73 
CONCLUSIONES 81 
 Anexo 84 
Literatura citada 88 
 
 
 
 
1 
 
INTRODUCCIÓN 
Uno de los preceptos básicos de la genética poblacional es con base en el modelo 
nulo de evolución, el cual indica que las frecuencias de los alelos dentro de las 
poblaciones se mantendrán estables de acuerdo al Equilibrio de Hardy-Weinberg, 
bajo la condición que dentro de las poblaciones los individuos se aparean 
aleatoriamente y el tamaño de las poblaciones permanece constante en el tiempo 
en contraposición del efecto que las fuerzas selectivas ejercen sobre ellas (Hedrick, 
2011). Sin embargo, este equilibrio es usualmente alterado por la acción de las 
fuerzas evolutivas como: la mutación, deriva génica, selección natural y flujo génico. 
Al generarse nuevas variantes de un gen, estos pueden fijarse o ser eliminados de 
forma aleatoria, con mayor efecto en las poblaciones pequeñas (deriva génica), 
favoreciendo o eliminando alguna de estas variantes relacionadas con la capacidad 
de supervivencia y/o reproducción (selección natural) o inclusive mediante la 
migración e intercambio genético entre individuos de diferentes poblaciones (flujo 
génico). De esta forma, los diferentes procesos evolutivos producen cambios dentro 
de cada una de las poblaciones provocando que sean más similares o diferentes 
entre sí (Futuyma, 2005). 
Estimaciones realizadas durante el año 2011 al 2012 indican que el uso principal de 
las diferentes especies marinas alrededor del mundo es con fines de consumo 
humano. Asimismo, se estimó en 2012 que la pesca de las 10 principales especies 
utilizadas con fines de consumo humano, fue de 21 millones de toneladas e indican 
que estas mismas presentan algún grado de sobreexplotación en sus poblaciones 
(FAO 2008-2016). 
La genética permite la evaluación de diferentes especies de peces de importancia 
pesquera, mediante la evaluación de la diversidad genética dentro de sus 
poblaciones, lo cual permite conocer si dicha diversidad ha disminuido, ya que de 
ser así, esto representaría riesgos en las capturas comerciales y en la conservación 
de la especie, puesto que a mayor diversidad genética, menores las posibilidades 
2 
 
de extinción y mejores posibilidades de supervivencia ante cambios futuros ( 
Ryman,1991; Frankham et al, 2004). 
La filogeografía es una rama multidisciplinaria de la biología que estudia la 
distribución de la diversidad genética actual en relación con la distribución espacial 
de la especie en función de eventos históricos (geológicos y/o climáticos) y cómo 
ambas distribuciones han permanecido a lo largo del tiempo. Dicha información 
permite la obtención de conocimientos de importancia ecológica y/o evolutiva 
(Vázquez, 2007, Avise 2009a). Así la filogeografia funciona como punto de unión 
entre disciplinas microevolutivas y macroevolutivas (Avise, 2000). 
 
El ADN mitocondrial satisface los requisitos de lo que sería un marcador ideal en 
estudios filogeográficos debido a ciertas características: su simplicidad estructural, 
nula o casi nula recombinación, variabilidad intraespecífica y herencia maternal. 
Esto permite hacer inferencias filogenéticas de los linajes a nivel intraespecífico. De 
igual forma, debido a su tasa de evolución rápida (hasta 10 veces mayor que el ADN 
nuclear), permite su incorporación en estudios acerca de la historia de las 
poblaciones (Avise, 1987; Brown et al, 1979; Avise, 2009a). No obstante, este 
marcador representa solamente la historia genealógica materna en la mayoría de 
las especies (Avise, 1995; Castro et al, 1998). 
Existen diferentes especies de peces pelágicos que presentan un amplia 
distribución en los océanos tal como: el pez espada Xiphias gladius, el pez vela 
Tetrapturus audax, el marlín Makaira indica, el marlín azul del Indo-Pacífico Makaira 
mazara, el pez vela del Indo-Pacífico Isthiophorus platypterus, el pez trompa corta 
Tetrapturus anangustirustris (Nakamura, 1985), el atún aleta amarilla Thunnus 
albacares, el atún blanco Thunnus alalunga, el patudo Thunnus obesus , el barrilete 
Katsuwonus pelamis (Collete y Nauen,1983), el dorado Coryphaena hippurus 
(Palko,1982). Por lo que comprender los procesos históricos que han actuado sobre 
las poblaciones a través del tiempo, los cuales, han dado como resultado la 
diversidad genética y distribución geográfica actual, nos permite hacer inferencias 
3 
 
demográficas y evolutivas relevantes para la conservación de la diversidad genética 
de sus poblaciones, permitiendo implementar estrategias de manejo y conservación 
adecuadas (Avise, 1987; Vázquez, 2007; Avise, 2009a; Moritz, 1994 a, b). 
El uso de secuencias de ADN es una importante herramienta molecular la cual nos 
permite hacer inferencias acerca de los eventos históricos ocurridos en las 
poblaciones, dichos sucesos pueden representar aspectos importantes, desde 
cambios en los tamaños poblacionales hasta el número de migrantes que ha habido 
entre poblaciones, por lo tanto, dichos conocimientos nos permiten conocer la 
historia demográfica de las especies con la cual podemos definir estrategias de 
manejo y conservación (Emerson et al, 2001; Domínguez-Domínguez, 2009). Un 
ADN de especial importancia es el mitocondrial, ya que este, refleja la historia 
genética maternal dentro de las poblaciones, cuyo conocimiento es de importancia 
ecológica y evolutiva (Avise, 1995). 
El uso de marcadores moleculares tradicionales ha sido crucial en el 
establecimiento de diferentes estrategias de manejo y/o conservación a través de la 
definición de: Unidades Evolutivas Significativas (ESU`s) o Unidades de Manejo 
(MU`s) dentrode las poblaciones de diferentes especies. Sin embargo, estos 
marcadores presentan sus limitantes y problemas relacionados a la hora de 
identificar el número de unidades de conservación (Moritz, 1994 a, b; Avise, 1995). 
En muchos casos estas limitantes están relacionadas con incorporar suficiente 
variación genética en términos del número de sitios informativos en la estimación 
de divergencia genética entre poblaciones. En este sentido el uso del genoma como 
marcador molecular permite superar dichas desventajas de los marcadores 
tradicionales al incrementar la resolución para establecer alguna estrategia de 
conservación (Avise, 2009 b). 
Diversos estudios basados en el uso de ADN mitocondrial en diferentes especies 
de peces marinos con amplia distribución han mostrado un patrón filogeográfico 
consistente de grupos o linajes filogenéticamente distintos y/o con diferencias 
genéticas notables entre los diferentes océanos. Tal es el caso del pez espada X. 
4 
 
gladius (Bremer, 1995; Bremer, 1996), el atún patudo T. obesus (Bremer, 1998), la 
albacora T. alalunga (Chow y Ushiyama, 1995; Viñas et al, 2004) y algunas 
especies de Picudos (Graves y McDowell, 2003). En la mayoría de estos estudios 
se reportan dos linajes divergentes, uno para el Indo-Pacífico y otro para el Atlántico 
con estimaciones de divergencia genética entre clados desde un 2.6% hasta un 
6.6%. 
El atún aleta amarilla T. albacares es una especie pelágica de distribución mundial 
que abarca aguas tropicales y subtropicales de todos los océanos con excepción 
del Mediterráneo. Es epipelágica (es decir se distribuye en la parte superficial de la 
columna de agua dentro de los primeros 200 m de profundidad), con una distribución 
vertical limitada tanto por la termoclina u oxiclina (Collete y Nauen, 1983). 
Actualmente existe gran controversia acerca del número de unidades evolutivas 
significativas o unidades de manejo que conforman a las poblaciones de esta 
especie. Estudios previos de genes mitocondriales, en este caso la región control 
(D-loop), entre las poblaciones del Atlántico y Pacífico o entre las poblaciones del 
Pacifico e Índico no han mostrado diferencias genéticas significativas entre las 
poblaciones de estas cuencas oceánicas, lo cual también se ha visto reflejado en la 
filogenia mitocondrial, ya que dicha filogenia solo ha mostrado un solo linaje 
mitocondrial entre individuos pertenecientes a ambas cuencas oceánicas, indicando 
así que esta especie no presenta una estructura filogeográfica clara (Ely, 2005; Wu 
et al, 2010). No obstante, mediante el uso de enzimas de restricción dentro del 
genoma mitocondrial se han detectado bajas diferencias genéticas mediante el 
locus GPI-A*, el cual mostró diferencias genéticas significativas entre las 
poblaciones de los océanos, indicando así la existencia de cuatro stocks: Atlántico, 
Índico, Pacífico oeste-centro y Pacífico este (Ward et al, 1997), estas diferencias 
también han sido encontradas mediante el uso de dos enzimas de restricción dentro 
de la región ATCO, las cuales determinaron diferencias genéticas significativas 
entre el Atlántico y Pacífico (Ely et al, 2005). 
5 
 
 A diferencia del Pacífico y el Atlántico; el océano Índico, ha sido el único en 
presentar diferencias genéticas significativas suficientes para el establecimiento de 
diferentes Unidades de Manejo dentro de esta cuenca oceánica (Dammanogoda, 
2008; Kunal et al, 2013). 
A diferencia del ADN mitocondrial, diferentes estudios de polimorfismos de un solo 
nucleótido (SNPs) han encontrado diferencias tanto a nivel global como regional; 
Pecoraro et al (2015) logró detectar mediante ≥6000 SNP’s diferencias 
significativas entre el Pacífico, Atlántico e Índico (ΦST= 0.01-0.04; P= 0.01). 
También esta señal de diferenciación ha sido detectada por Barth et al (2017) 
mediante el uso de millones de SNP´s dentro del completo genoma de T. albacares 
detectando diferencias genéticas entre Atlántico e Índico-Pacífico. Diferente a los 
estudios mencionados anteriormente 215 SNP´s (bajo suposición de selectividad 
positiva) han indicado una señal de diferenciación dentro del océano Pacífico, lo 
cuales indican que esta cuenca podría ser divida en tres regiones diferentes: 
Pacífico occidental, Pacífico central y Pacífico oriental (Grewe et al, 2015). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
Taxonomía y características morfológicas 
Los individuos de T. albacares se caracterizan por poseer un cuerpo azul metálico 
-oscuro en la espalda cambiando desde amarillo hasta plateado en el vientre, 
presenta una vejiga natatoria y no presenta estrías en la superficie ventral del 
hígado, muestra una mayor profundidad cerca del centro de la base de la primera 
dorsal, de 24 hasta 36 branquiespinas sobre el primer arco, 18 vértebras 
precaudales y 21 vértebras caudales. Su clasificación taxonómica es dentro de la 
Familia Scombridae (Figura 1), y podemos observar sus características 
morfológicas en la Figura 2. 
 
 
 
 
 
 
 
Phylum Chordata 
 Subphylum Vertebrata 
 Superclase Gnathostomata 
 Clase Osteichtyes 
 Subclase Actinopterygii 
 Orden Perciformes 
 Familia Scombridae 
 Subfamilia Scombrinae 
 Tribu Thunnini 
 Genero Thunnus 
 
 
 
 
 
 albacares 
Figura. 1.- Clasificación taxonómica del atún aleta amarilla (tomado de FAO 2000-2016). 
7 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dinámica de poblaciones 
 
Los atunes presentan altas tasas de crecimiento y digestión, así como una rápida 
tasa de recuperación de actividades exhaustivas comparadas con otros peces 
teleósteos (Brill, 1996). Se ha indicado en poblaciones del Atlántico oriental y 
Pacífico occidental que los machos son predominantes en tallas mayores a los 138 
cm. También se ha indicado mediante el uso de etiquetas y/o el uso de otolitos que 
esta especie presenta un crecimiento discontinuo durante su etapa juvenil, lo cual 
ha sido observado que su completa distribución de esta especie (Figura 3), como 
en otras especies de atunes; T. obessus y K. pelamis (Lehodey y Leroy, 1999; 
Diaha, 2016; Sun et al, 2005; Fontaneau, 2015). 
 
 
1era Aleta dorsal 
2da Aleta dorsal 
Aletas 
 Aleta caudal 
Quilla de la 
Aleta caudal 
Aleta anal 
Aleta pectoral 
Aleta pélvica 
Figura 2.- Morfología de T. albacares basada en la morfología de la Familia Scombridae 
(Tomada y traducida de Collete y Nauen, 1983; FAO, 2000-2016). 
 
8 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Reproducción y Desove 
Se ha determinado experimentalmente que las hembras de atún aleta amarilla en 
cautiverio durante largos periodos de tiempo hasta de 3 años, son capaces de 
realizar desoves diarios mientras la temperatura sea ≥ 24°C y exista suficiente 
alimento, lo cual indicó una relación; a mayor temperatura del agua, mayores 
ventajas ecológicas (mayor tamaño del huevo y menor tiempo de eclosión). La 
fertilización en esta especie es externa y su sistema de apareamiento no parece ser 
monógamo (Niwa et al, 2003, Margulies et al, 2007). 
 
Figura 3.- Promedio del tamaño de las tasas de crecimiento del atún aleta amarilla (izquierda) 
entre el tamaño de etiquetamiento y la recaptura observada (abajo) en cada región 
oceánica; Pacífico occidente-centro (negro), Pacífico oriental (azul), Indico (naranja), 
Atlántico (verde), (Tomada y traducida al español de Fontaneau, 2015). 
 
C
m
/m
es
 
Longitud caudal en cm 
9 
 
 
El atún aleta amarilla es una especie cuya época de desove ha sido estimada 
cuando existe la mayor proporción de hembras desovantes, por lo que esta época 
puede variar de acuerdo a la zona: en el Golfo de México la época de desove inicia 
en el mes de mayo y finaliza en agosto, con una frecuencia de desove cada 3.18 
días, en el Caribe comienza desde julio y termina en septiembre con una frecuenciade desove cada 1.45 días. Diferente a los estudios del Atlántico en el Pacífico 
oriental se ha estimado que esta especie es capaz de desovar durante todo el año 
pero con un pico estacional desde febrero hasta junio con una frecuencia de desove 
casi diaria. Esta especie presenta un lote de fecundidad en promedio desde 2.71 
millones de huevos hasta 2.91 millones de huevos (Diaha, 2016; Arocha, 2000; 
Arocha, 2001; Sun et al, 2005). 
Distribución 
El atún aleta amarilla T. albacares es una especie epipelágica con una distribución 
mundial que abarca aguas tropicales y subtropicales de todos los océanos con 
excepción del Mediterráneo (Collete y Nauen, 1983). En una revisión realizada por 
Reglero (2014), se indica que la distribución de larvas y adultos del atún aleta 
amarilla, es más probable de encontrarse en las aguas más cálidas > 20°C lo cual 
se puede observar en la Figura 4. Siendo más específicos los adultos del atún aleta 
amarilla se distribuyen preferentemente en temperaturas del agua desde los 7°C 
hasta los 31°C (Boyce et al, 2008). 
10 
 
 
 
 
Abundancia 
Se ha estimado que existe una mayor abundancia de individuos de T. albacares, 
cuando existen altas concentraciones de nutrientes, oxígeno y clorofila α, siendo 
esta última relacionada con la presencia de presas del atún (Reygondeau et al, 
2012). Diferentes estudios han mostrado altas concentraciones de larvas de T. 
albacares cercanas a las costas de tres islas de Hawái, en tres islas de la Polinesia 
francesa o en la isla de Oahu, Hawái (Leis el al, 1991; Miller, 1979; Boehlert y 
Mundy, 1994). Asimismo, se indica que las altas concentraciones cerca de la isla de 
Oahu pudieran deberse a que las hembras se agrupan cerca de la costa para 
alimentarse y/o desovar, ya que esta zona pudiera presentar las condiciones 
oceanográficas y de alimento adecuadas para un desarrollo eficiente de las larvas 
(Boehlert y Mundy, 1994). 
 
 
 
Figura. 4.- Presencia de larvas y atunes adultos de T. albacares en su distribución mundial, 
los cuadros azules representan a los adultos mientras que las líneas rojas representan a las 
larvas (tomado de la revisión hecha por Reglero, 2014). 
 
11 
 
Desplazamiento 
El atún aleta amarilla se desplaza verticalmente por encima de la termoclina tanto 
cuando permanece solo o cuando se desplaza junto a un banco de peces, aunque 
también se ha reportado que es capaz de realizar inmersiones por debajo de la 
termoclina, tanto sólo, como acompañado, se infiere que este comportamiento se 
relaciona a patrones de búsqueda de presas, siendo la máxima profundidad 
reportada de 1160 metros, en la cual pudo permanecer un periodo < 2 horas, con 
cambios de temperatura mayores a 15 °C comparados con la temperatura 
superficial (Dagorn, 2006; Block, 1997; Carey y Olson, 1982; Schaefer, 2007). 
Cuando su desplazamiento es realizado hacia el norte, este se desplaza en un 
estrecho rango de temperatura, limitado por la superficialidad de la termoclina, 
puesto que su desplazamiento lo realiza en la capa de mezcla (Brill y Lutcavage, 
2001; Block et al, 1997; Bakun, 2006). De igual manera, se ha encontrado que los 
atunes se ven afectados cuando realizan su desplazamiento verticalmente, debido 
a que cuando permanecen en aguas frías o profundas, la temperatura del corazón 
disminuye y por consecuencia también afecta el ritmo y/o gasto cardiaco (Brill, 
1988). 
Migración 
Fonteneau (2015) basado en una recopilación de 50 años de datos de marcaje y 
recaptura de individuos de atún aleta amarilla, indica que esta especie es altamente 
migratoria, la cual no conoce fronteras al igual que el atún patudo (T. obesus) y el 
barrilete (K. pelamis), lo cual puede observarse en la Figura 5, incluso algunos 
individuos de T. albacares fueron capaces de realizar migraciones transatlánticas, 
sin embargo, estás, pudieron deberse a que regresaron a su lugar de nacimiento. 
También se indica que en la mayoría de individuos marcados, estos regresaban a 
los lugares donde habían sido etiquetados o incluso a los sitios de alimentación, 
indicando que T.albacares, T. obesus y K. pelamis pueden presentar cierto grado 
de fidelidad a una zona. Otros estudios de marcaje y recaptura también han indicado 
12 
 
un grado de residencia a las estaciones de marcaje, montes submarinos o las costas 
de Baja California (Klimley, 1999; Klimley, 2003; Schaefer, 2007). 
 
 
 
Estudios genético-poblacionales previos 
Schaefer (1991) mostró diferencias poblacionales dentro del Océano Pacífico entre 
las poblaciones de: Ecuador, México, Hawái, Japón y Australia, al determinar 
diferencias en caracteres morfológicos y conteos de espinas branquiales, indicando 
así, que cada una de estas poblaciones corresponde a un grupo diferente. 
 
Ward et al, (1997) encontró diferencias significativas entre el océano Pacífico, 
Atlántico e Índico; reportando un 11% de variación genética entre sus poblaciones 
mediante el locus GPI-A* (aloenzimas), indicando que existen cuatro stocks: 
Pacífico Oeste-Centro, Pacífico Este, Atlántico e Índico. Sin embargo, usando 2 
enzimas de restricción dentro del genoma mitocondrial se indicó la presencia de tres 
stocks: Atlántico, Pacífico e Índico con una estimación de subdivisión poblacional 
de tan solo el 0.5% de variación atribuible a estas diferencias. 
Figura 5.- Trayectorias lineales entre individuos etiquetados y las posiciones donde los 
individuos fueron recuperados (líneas rojas) de los individuos del atún aleta amarilla en 
su distribución mundial (todas las distancias sobre 300 millas) (tomada y traducida de 
Fonteneau, 2015). 
13 
 
Ely et al (2005) no logró determinar diferencias significativas entre las poblaciones 
del Atlántico e Indo-Pacífico mediante 333 pb de la región control del ADN 
mitocondrial. Sin embargo, mediante el uso de 2 enzimas de restricción de la región 
ATCO del citocromo b del ADN mitocondrial se encontró una baja diferenciación 
significativa (AMOVA=7%) entre el Océano Atlántico y Pacífico. 
Pecoraro et al (2015) determinó diferencias significativas entre Pacífico, Atlántico e 
Índico (Φst= 0.01-0.04 P= 0.01) mediante > 6 000 SNP´s en 100 individuos del atún 
aleta amarilla, indicando así que cada cuenca oceánica es diferente. 
Grewe et al (2015) estimó diferencias significativas entre las poblaciones de 
Tokelau, Baja California y el Mar de Coral, basándose en 215 SNP’s (bajo 
suposición de selección adaptativa), indicando que existen tres regiones diferentes 
dentro del océano Pacifico: Occidente, centro y oriente. 
Li et al (2015) encontró diferencias significativas entre las poblaciones dentro del 
Pacífico central mediante el gen COI del ADN mitocondrial, indicando así, que 
existen dos regiones diferentes: Pacífico centro-occidente y Pacífico centro-oriente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
14 
 
Pesca y manejo del atún aleta amarilla en las cuencas oceánicas 
Actualmente el atún aleta amarilla se encuentra manejado por 4 Organizaciones de 
Manejo de Pesca del Atún Regional (RFMOs por sus siglas en inglés). 
En la Figura 6 pueden observarse las capturas globales realizadas para cada 
diferente tipo de pesca desde 1950 hasta el 2013, observándose que la pesca ha 
ido incrementando y el principal tipo de pesca ha sido la red de cerco. 
Las capturas realizadas en las diferentes regiones durante el 2014 han sido 
considerables: En el Océano Pacífico oriental (EPO) se estimó en 233,000 
toneladas, en el Pacífico Occidental-central (WPCO) las capturas fueron de 607,200 
toneladas y para el Océano Atlántico (AO) las capturas fueron de 103,400 
toneladas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6.- Capturas globales del atún aleta amarilla en toneladas, estimadas desde 1950 
hasta el 2013 en relación a los principales tipos de pesca (tomada y traducida de ISSF, 
2015). 
15 
 
JUSTIFICACIÓN 
Una de las especiesmás importantes a nivel mundial es el atún aleta amarilla con 
una captura global estimada en 1, 352, 204 toneladas en el 2012 y cuya captura 
desde 1950 hasta 2009 la ha catalogado como una especie completamente 
explotada (FAO, 2014; FAO, 2011). 
La completa clausura del istmo de Panamá se estima sucedió hace 
aproximadamente 2.76 millones de años la cual impidió por completo la dispersión 
de organismos marinos entre el océano Pacífico y el océano Atlántico y por tanto el 
flujo genético entre individuos de ambas cuencas oceánicas (O’Dea et al, 2016). 
Diferentes autores han observado una considerable diferenciación genética entre 
el Pacifico-Indico y el Atlántico en diferentes especies de peces pelágicos de amplia 
distribución, las cuales también han mostrado un patrón filogeográfico consistente 
de grupos o linajes filogenéticamente distintos (Graves y McDowell, 2003; Alvarado 
Bremer, 1998; Durand et al, 2005; Chow y Ushiama, 1995; Bremer, 1995; Bremer, 
1996, Martínez et al, 2006; Viñas et al, 2004; Buonaccorsi et al, 2001). 
No obstante, se ha indicado que existe un flujo genético de estos peces marinos a 
través del Cabo de Buena Esperanza (Cape of Good Hope) en Sudáfrica cuya 
dispersión ha sido de manera unidireccional del Índico-Pacífico al Atlántico y cuyo 
flujo se ha visto interrumpido por las variaciones en el nivel del mar y/o disminución 
de temperatura provocados durante las glaciaciones del Pleistoceno, la cual se ha 
indicado como la posible causa que ha provocado la diferenciación genética entre 
cuencas oceánicas en estas especies marinas (Graves y McDowell, 2003; Alvarado 
Bremer, 1998; Durand et al, 2005; Chow y Ushiama, 1995). 
Sin embargo, otras especies pelágicas con alta capacidad migratoria no han 
mostrado diferencias significativas entre Atlántico e Índico y/- Pacífico mediante el 
uso de genes mitocondriales; C. hippurus; ND1 (Diaz-Jaimes et al, 2010), 
Acathocybium solandri; Citocromo b y D-loop (Theisen et al, 2008) K. pelamis; 
Citocromo b y D-loop (Ely et al, 2005). Esta falta de diferenciación genética entre 
16 
 
océanos podría deberse a las limitantes y problemas relacionados de los 
marcadores tradicionales para definir las diferentes estrategias de manejo y 
conservación y no a una debida falta de diferenciación genética (Moritz, 1994 a, b; 
Avise, 1995). 
En una revisión realizada por Carr et al (2008a) se ha mostrado la efectividad que 
presenta el uso del genoma mitocondrial como herramienta filogeográfica tanto a 
nivel interespecífico como intraespecífico, la cual también ha permitido esclarecer 
los factores demográficos y de estructura genética no observada mediante el uso 
de marcadores genéticos tradicionales. 
El genoma mitocondrial de T. albacares se utilizó como herramienta molecular para 
lograr identificar diferencias genéticas entre las poblaciones del Pacífico y Atlántico, 
cuyos estudios previos del ADN mitocondrial han sido conflictivos y de controversia 
ante las diferencias genéticas existentes y el número de unidades de manejo y 
conservación, por lo que de encontrarse estas diferencias genéticas entre cuencas 
oceánicas se podrá determinar si las diferentes poblaciones presentan el mismo 
patrón filogeográfico que caracteriza a la mayoría de especies cosmopolitas. 
Lo anterior permitirá conocer la historia demográfica y evolutiva de T. albacares 
logrando delimitar a las poblaciones, con lo cual será posible definir estrategias de 
manejo adecuadas al número de “stocks” y conservación en esta especie. Resulta 
de gran relevancia en este estudio detectar si existen o no dos clados divergentes 
encontrados generalmente en las especies cosmopolitas mediante el uso de ADN 
mitocondrial, puesto que todos los estudios previos de T. albacares a nivel global 
mediante este mismo marcador molecular solo han mostrado un linaje mitocondrial 
sin una distribución filogeográfica clara para los organismos pertenecientes a ambas 
cuencas oceánicas. 
 
 
 
17 
 
HIPÓTESIS 
La ausencia de evidencia sobre la presencia de dos linajes mitocondriales 
divergentes en el atún aleta amarilla obedece a la baja resolución que se obtiene de 
estudiar genes individuales en comparación con la amplia variabilidad genética 
contenida dentro del genoma mitocondrial de la especie. Por tanto, la posibilidad de 
detectar una señal de divergencia genética entre cuencas oceánicas, se 
incrementará al estudiar un mayor número de polimorfismos nucleotídicos así como 
al seleccionar aquellos sitios informativos que contengan información evolutiva 
relevante como son los polimorfismos de un solo nucleótido (SNPs). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
18 
 
Objetivos 
Objetivo general 
• Determinar si el patrón filogeográfico del atún aleta amarilla corresponde al 
de la mayoría de las especies pelágicas de distribución cosmopolita mediante el uso 
de secuencias completas del genoma mitocondrial y polimorfismos de un solo 
nucleótido (SNPs) contenidos en éste. 
Objetivos particulares 
 Estimar la diversidad haplotídica y nucleotídica representativa del Pacífico y 
Atlántico mediante el uso de secuencias completas del genoma mitocondrial 
y cada uno de los genes mitocondriales. 
 Determinar si dentro de la historia evolutiva de la especie existieron 
fluctuaciones demográficas mediante pruebas de neutralidad con base en el 
modelo de expansión poblacional mediante el uso de secuencias completas 
del genoma mitocondrial. 
 Construir la red de haplotipos y filogenia representativa de los haplotipos 
encontrados en las poblaciones de T.albacares mediante el uso secuencias 
completas del genoma mitocondrial. 
 Determinar si existen valores de diferenciación genética significativa dentro 
de los océanos y entre las poblaciones de cada océano mediante el uso de 
secuencias completas del genoma mitocondrial. 
 Determinar la presencia de polimorfismos de un solo nucleótido (SNPs) 
dentro del genoma mitocondrial, con información evolutiva relevante, que 
permita detectar si existen diferencias genéticas resultado del aislamiento de 
las poblaciones. 
 Construir la red de haplotipos y filogenia representativa de las relaciones 
genéticas establecidas mediante el uso de polimorfismos de un solo 
nucleótido (SNPs). 
19 
 
 Estimar si existen valores de diferenciación genética significativa entre 
océanos y entre poblaciones de cada océano mediante el uso de 
polimorfismos de un solo nucleótido (SNPs). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
Materiales y métodos 
 
Colecta de muestras 
Las muestras utilizadas en este estudio pertenecen a la colección de tejidos del 
Laboratorio de Organismos Acuáticos del Instituto de Ciencias del Mar y Limnología, 
correspondiendo a doce diferentes localidades provenientes del Pacífico y 
Atlántico (Tabla 1 y Figura 7). Las muestras corresponden a dos diferentes tipos de 
tejido: músculo o aleta del atún aleta amarilla T. albacares (Bonaterre, 1788), las 
cuales fueron preservadas en etanol al 70% o buffer DMSO. 
Las colectas fueron obtenidas mediante capturas comerciales cuya colecta e 
identificación fue realizada por diferentes estudiantes pertenecientes a este 
laboratorio o mediante una colaboración entre diferentes grupos de investigación y 
la IATTC (Inter American Tropical Tuna Commission). Dichas colectas han dado un 
total de aproximadamente 400 muestras (200 del Pacífico y 200 del Atlántico). Por 
lo que las muestras utilizadas en este trabajo estudio ya habían sido colectadas y 
preservadas en el Laboratorio de Organismos acuáticos. 
La extracción de ADN fue realizada mediante el protocolo estándar de Fenol-
Cloroformo descrito por (Sambrock, 1989) con algunas modificaciones respecto a 
la cantidad de solución amortiguadora TE; 50 μL para un pellet pequeño y 100 μL 
para un pellet grande. 
21 
 
 
Océano Población Año Número de individuosBaja California 1996 8 
 Oaxaca 2005 6 
Pacífico Ecuador 2004 8 
 Perú 2005 7 
 Hawái 2008 6 
 Taiwán 2005 8 
 Filipinas 2008 8 
Total 51 
Atlántico Estados Unidos 1990 5 
 Estados Unidos 2011 3 
 Veracruz 2005 11 
 Colombia 2015 3 
 Senegal 2004 6 
 Sudáfrica 2013 3 
Total 31 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabla 1.- Muestras por océanos, poblaciones, años y número de individuos por población. 
Figura 7.- Mapa con los sitios de colecta del atún aleta amarilla en el océano Pacífico y el océano 
Atlántico: HW (Hawái), BC (Baja California), OAX (Oaxaca), PE (PERU), EC (Ecuador), TX 
(Veracruz), EUA (Estados Unidos), COL (Colombia), SEN (Senegal), SUD (Sudáfrica), TW (Taiwán), 
FI (Filipinas). 
 
 
 
 
22 
 
Sonicación 
Con fines de obtención de secuencias de calidad las muestras utilizadas en el 
presente estudio fueron tomadas aleatoriamente (30 a 40 individuos) para cada uno 
de los sitios de colecta (Tabla 1), posteriormente fueron seleccionadas aquellas 
muestras que visualizadas en una electroforesis en gel de agarosa al 1% 
presentaran menor grado de degradación del ADN o aquellas muestras que, aunque 
degradadas, tuvieran los mayores tamaños de peso molecular. 
Posteriormente las muestras seleccionadas fueron normalizadas en una dilución 1:3 
con Buffer TE cuya finalidad fue tener cada muestra con una concentración total 
mínima de entre 5 a 100 nanogramos para ser sonicadas (proceso por el cual se 
rompen las moléculas de ADN mediante la aplicación de diferentes frecuencias de 
sonido con el fin de obtener fragmentos de ADN entre 100 pb a 1000 pb). Dicho 
proceso fue llevado a cabo mediante un sonicador durante 5 ciclos (1 ciclo; 30 seg 
activo, 30 seg reposo) con una interrupción al 3er ciclo, debido al grado de 
degradación del ADN, para posteriormente realizar una homogeneización mediante 
un vortex y continuar con los 2 ciclos restantes. Sin embargo, algunas muestras 
debido al alto grado de degradación solo les fueron aplicadas 3 ciclos de sonicado. 
Una vez sonicadas las muestras, fueron visualizadas en una electroforesis en gel 
de agarosa al 1.5%, seleccionando las mejores muestras que presentaran un peso 
molecular mayor a 150 pares de bases. 
Con el fin de optimizar el ADN sonicado, se recurrió en algunas muestras a una 
limpieza con ARNasa, esto se logró añadiendo 3µL de la enzima ARNasa a 100 µL 
de producto sonicado para finalmente incubarse a 37ºC durante 1 hora seguido de 
una limpieza con perlas magnéticas; la cual consistió en agregar 30 µL de Buffer TE 
a 20 µL de ADN sonicado y/o limpiado con ARNasa más 60 µL de perlas 
magnéticas. Este procedimiento permite que el ADN se una a las perlas magnéticas 
y a su vez a un imán para posteriormente eliminar el sobrenadante que contiene 
ADN de mala calidad así como remanentes de proteínas y ARN. El lavado de las 
perlas magnéticas se realizó con 80 µL de etanol al 80%, para permitir un cambio 
23 
 
de pH en las perlas de modo que estas permitieran la liberación del ADN y pudieran 
ser rehidratado en 25µL de Buffer TE, para posteriormente realizar las bibliotecas 
genómicas. 
Construcción de las bibliotecas genómicas 
Las bibliotecas genómicas fueron realizadas con el protocolo kit KAPA HyperPrep 
Kit v3.15 de KAPA BIOSYSTEMS® con algunas modificaciones en los volúmenes 
de reacción: 
1.- Reparación Final y Cola de Adeninas (End Repair and A-Tailing; ERAT) 
El ADN fragmentado (sonicado) y limpio con perlas magnéticas y/o ARNasa, fue 
reparado mediante el uso de enzimas, las cuales adicionaron Adeninas en los 
extremos 5´ y 3´ con el fin de que ambos extremos sirvan como sitios de 
reconocimiento y se adhieran posteriormente los adaptadores (tabla l y ll; anexo) 
2.-Ligación 
A los productos ERAT en ambos extremos del ADN les fueron adicionados 
adaptadores en cada muestra, los cuales reconocen la cola de adeninas 
adhiriéndose a estos sitios en ambos extremos y cuyos adaptadores serán los que 
posteriormente servirán como sitio de reconocimiento a los oligonucleótidos 
(primers). La adición de adaptadores se hizo mediante una incubación en el 
termociclador a 20°C por un periodo de 15 minutos, utilizando los volúmenes que 
se muestran en la (tabla lll; anexo) para cada una de las muestras. 
3.- Limpieza Post-Ligación 
Posterior al proceso de ligación y debido a que diferentes productos no deseados 
(adaptadores, enzimas, ADN fragmentado sin adaptadores) se encuentran junto a 
los productos a utilizar en el proceso de PCR, es preciso, eliminarlos de la mezcla 
de reacción para que no intervengan en los pasos posteriores. Para esto a los 
55 µL del producto final de ligación le fueron agregados 60 µL de perlas magnéticas, 
realizándose el mismo proceso de limpieza anteriormente mencionado. 
24 
 
4.- PCR 
Los productos obtenidos de la limpieza Post-Ligación fueron replicados mediante el 
uso de la técnica de PCR (Polymerase Chain Reaction). De los 20 µL de producto 
de limpieza de ligación, 10 µL fueron utilizados para la amplificación de los 
fragmentos (anexo; Tabla lV; volúmenes de reacción y Tabla V; tiempos de 
reacción). El proceso de PCR consistió de 12 ciclos, sin embargo, para las muestras 
cuya visualización en un gel de agarosa posterior al PCR fue tenue, el PCR fue 
extendido 3 ciclos más con el fin de incrementar la concentración del producto final. 
En este tipo de bibliotecas genómicas existen ciertas modificaciones ya que los 
oligonucleotidos no son los encargados de amplificar las regiones específicas de un 
sitio dentro del genoma mitocondrial como lo es en los genes individuales, en este 
caso particular, los oligonucleotidos solo cumplen la función de reconocer los 
adaptadores de ambos extremos y mediante la adición de una combinación única 
de oligonucleótidos se logra identificar a los individuos durante y después de la 
secuenciación. Para esto los oligonucleotidos utilizados fueron iTru5 (iTru5_1, 
iTru5_2, iTru5_3, iTru5_4, iTru5_5, iTru5_6 enumerados desde la A hasta la H) e 
iTru7 (iTru7_101, iTru7_102, iTru7_103, iTru7_104 enumerados desde el 1 hasta el 
12). 
Por esta razón, son agregados dos oligonucleotidos; el oligonucleótido iTru5 se 
adicionara en el extremo 5´ y el oligonucleótido iTru7 se adicionara en el extremo 3´ 
colocándose una combinación única para cada individuo. En la Tabla Vl (anexo) 
podemos visualizar un ejemplo de la combinación única de oligonucleótidos (por 
ejemplo el individuo de Colombia 11 presenta los oligonucleótidos iTru5_06_B e 
iTru7_102_02) lo que permite, que en una sola reacción de secuenciación se 
incorporen un gran número de individuos. 
 
 
 
25 
 
5.- Selección de tamaño 
Debido a que los fragmentos amplificados consisten de diferentes tamaños 
moleculares desde 100 pb hasta 1000 pb es necesario tener tamaños homogéneos 
entre las muestras y de calidad necesarios para la secuenciación. Por lo tanto, es 
necesario eliminar los fragmentos de mayor peso molecular, ya que interfieren en el 
proceso de secuenciación y ensamblado de los genomas mitocondriales. Esto se 
realizó nuevamente mediante el uso de perlas magnéticas donde se eliminaron los 
fragmentos amplificados mayores a 250 pb (ver Tabla Vll para observar los 
volúmenes utilizados en este paso) y los fragmentos menores a 250 pb 
permanecerán en el sobrenadante. La eliminación de fragmentos sucede debido a 
la proporción de perlas respecto al producto de PCR, donde a mayor proporción de 
perlas respecto al producto (2:1), mayor captura de fragmentos de menor peso 
molecular, y conforme dicha proporción sea más equitativa o menor a (1:1), mayor 
número de fragmentos pequeños serán adheridos a las perlas magnéticas. 
Posteriormente, el sobrenadante (fragmentos menores a 250 pb) fueron transferidos 
a nuevos tubos de PCR, donde se realizó nuevamente una limpieza con perlas 
magnéticas, donde los fragmentos mayores a 150 pb permanecieronadheridos a 
las perlas magnéticas y se eliminaron los fragmentos menores a 150 pb los cuales 
se encuentran en el sobrenadante (ver Tabla Vlll para visualizar los volúmenes 
utilizados en este paso). Finalmente solo los fragmentos entre 150 a 250 pb serán 
retenidos y serán los ocupados para ser enviados a secuenciar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
26 
 
Secuenciación 
Los productos posteriores a la selección de tamaño cuyo tamaño molecular se 
encontró entre 150 pb a 250 pb (Figura 8), fueron incorporados a un solo tubo 
eppendorf de 1.5 mililitros y llevados a una concentración máxima 30 nanogramos 
por muestra, para posteriormente ser enviados a secuenciar en ambos sentidos 
hasta obtener un mínimo de 500,000 secuencias por cada muestra. La 
secuenciación fue realizada en la Universidad de Georgia en Estados Unidos 
(E.U.A.) mediante el uso de un secuenciador Illumina MiSeq v3 con un kit de 600 
ciclos. 
Ensamblado 
A partir de las secuencias obtenidas, los genomas mitocondriales fueron 
ensamblados mediante el programa Geneious v.9.1.8 (http://www.geneious.com, 
Kearse et al., 2012) usando como genoma de referencia una secuencia de T. 
albacares (voucher Se3 mitochondrion, complete genome_ KT724724). Durante el 
ensamblaje los adaptadores fueron removidos (“trimming”) de los extremos 5` (al 
menos 7pb) y 3` (al menos 3pb) y no fueron consideradas secuencias con más del 
70 % de valores de calidad baja. 
Geneious recomienda que en los productos de secuenciación de nueva generación 
se realice un ensamblado con una sensibilidad entre media y media-baja. Sin 
embargo, en aquellos casos donde el ensamblado no alcanzó una cobertura del 100 
% del genoma se recurrió a un ensamblado con mayor sensibilidad, debido a que 
ésta sensibilidad, es la relación entre el tiempo de lecturas montadas sobre el 
genoma de referencia y la calidad del ensamblado; a mayor sensibilidad, mayor 
número de lecturas y por tanto existirá una mayor calidad del ensamblado por lo 
que esto permitió aumentar la cobertura de ensamble cuando fue necesario 
(Geneious v.9.1.8;http://www.geneious.com, Kearse et al., 2012). 
 
 
 
http://www.geneious.com/
http://www.geneious.com/
27 
 
 
Para cada individuo se obtuvieron secuencias consenso con una cobertura al 100% 
del genoma de referencia. En todos los casos cuyos individuos presentaban un 
genoma mitocondrial completo se obtuvo un consenso, posteriormente este 
consenso fue usado como genoma de referencia para realizar un segundo 
ensamblaje, incluso hasta un segundo consenso fue obtenido y vuelto a utilizarse 
como genoma de referencia para realizar un tercer ensamblaje mismo que se utilizó 
para resolver las inconsistencias en aquellos genomas con insuficiente calidad y 
que no pudieron ensamblarse en la primera ronda y de esta forma dar mayor 
confiabilidad en los consensos finales. Finalmente de las 3 secuencias consenso 
obtenidas para cada individuo se realizó un alineamiento contra el genoma de 
referencia mediante Geneious bajo los valores por default; (alineamiento global 
libre de terminaciones de gaps con un costo de la matriz del 65% de similaridad); 
Geneious v.9.1.8 (http://www.geneious.com, Kearse et al., 2012), hasta obtener un 
consenso final del alineamiento, donde dicho alineamiento permitió verificar 
discrepancias entre los ensamblados y verificar que cada mutación observada en el 
alineamiento correspondiera a cada una de las mutaciones observadas en el 
ensamblado, si no existía ninguna discrepancia entre ambas entonces finalmente el 
consenso obtenido del alineamiento era considerado como la secuencia 
representativa de cada individuo en los análisis. 
 
Una vez ensamblados los genomas, las secuencias fueron alineadas mediante 
Muscle con los valores por defecto con un número máximo de iteraciones (8) dentro 
del software Geneious v.9.1.8 ( http://www.geneious.com, Kearse et al., 2012). 
 
 
 
 
http://www.geneious.com/
http://www.geneious.com/
28 
 
Análisis de datos 
 
Diversidad genética del genoma mitocondrial 
Se analizaron un total de 82 secuencias completas del genoma mitocondrial, las 
cuales presentaron un tamaño molecular de 16,537 pares de bases. Se estimó la 
diversidad genética en términos de la diversidad haplotídica (h) y nucleotídica (n) 
mediante el uso del software DNAsp v5.1 (Rozas, 2009). 
 
Diferenciación genética entre océanos y poblaciones mediante el uso de 
secuencias completas del genoma mitocondrial 
Se estimó el modelo evolutivo que mejor se acopló a las secuencias mediante el 
uso del software jModeltest2 (Darriba, 2012; Guindon, 2003) el cual seleccionó el 
modelo TrN+I+G (Hasegawa et al.1985). Sin embargo, para que dicha matriz de 
distancia fuera estimada con Paup v4 (Swofford, 2002) se consideró el segundo 
modelo evolutivo entre el Criterio de Información Akaike (AIC) y el Criterio de 
Información Bayesiano (BIC), el cual fue el modelo HKY (Tabla 2 y 3). Dicha matriz 
fue anexada al archivo en formato Arlequín para realizar los análisis de divergencia 
genética y análisis de varianza molecular (AMOVA). La divergencia genética fue 
medida con la ST, un estimador análogo de la ΦST de Wright, entre las cuencas 
oceánicas (Atlántico y Pacífico), además de una prueba de ϕst pareada entre cada 
una de las localidades analizadas. De la misma forma, se realizó un análisis de 
varianza molecular (AMOVA) en el cual fueron conformados dos grupos: En el grupo 
1 se incluyeron las poblaciones del océano Pacífico, mientras que en el grupo 2 se 
incluyeron las localidades del océano Atlántico. También se realizaron análisis de 
AMOVA entre regiones; Pacífico oriental (Baja California, Oaxaca, Perú y Ecuador) 
Pacífico central (Hawái), Pacífico occidental (Filipinas y Taiwán), Atlántico oriental 
(Senegal y Sudáfrica) y Atlántico occidental (Estados Unidos, Veracruz y Colombia). 
29 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Criterio de Información Akaike (AIC) 
Modelo (-lnL) K AIC delta weight cumWeight 
TrN+I+G 29975.187 169 60288.37 0 1 1 
GTR+I+G 30000.871 172 60345.74 57.369 3.49E-13 1 
HKY+I+G 30005.640 168 60347.28 58.906 1.62E-13 1 
TPM2uf+I+G 30004.669 169 60347.34 58.963 1.57E-13 1 
TVM+I+G 30003.470 171 60348.94 60.566 7.05E-14 1 
TIM2+I+G 30006.879 170 60353.76 65.385 6.34E-15 1 
TIM3+I+G 30012.047 170 60364.09 75.721 3.61E-17 1 
TPM3uf+I+G 30016.157 169 60370.31 81.939 1.61E-18 1 
TIM1+I+G 30021.292 170 60382.58 94.210 3.49E-21 1 
TPM1uf+I+G 30033.311 169 60404.62 116.248 5.71E-26 1 
 Criterio de Información Bayesiano (BIC) 
Modelo (-lnL) K BIC delta weight cumWeight 
TrN+I+G 29975.187 169 61591.93 0 1 1 
HKY+I+G 30005.640 168 61643.12 51.193 7.65E-12 1 
TPM2uf+I+G 30004.669 169 61650.89 58.963 1.57E-13 1 
TIM2+I+G 30006.879 170 61665.03 73.098 1.34E-16 1 
TVM+I+G 30003.470 171 61667.92 75.993 3.15E-17 1 
GTR+I+G 30000.871 172 61672.44 80.509 3.29E-18 1 
TPM3uf+I+G 30016.157 169 61673.87 81.939 1.61E-18 1 
TIM3+I+G 30012.047 170 61675.37 83.434 7.63E-19 1 
TIM1+I+G 30021.292 170 61693.86 101.924 7.37E-23 1 
TPM1uf+I+G 30033.311 169 61708.18 116.248 5.71E-26 1 
Tabla 2.- Valores estimados con base en el Criterio de Información Akaike (AIC), indicando los 
resultados estimados para los diez primeros modelos de sustitución nucleotídica estimados 
mediante el software jModeltest2 (Darriba, 2012; Guindon, 2003), en itálicas se denota el mejor 
modelo evolutivo encontrado basado en el valor de criterio más bajo y, por lo tanto, delta = 0. 
estimado. 
Tabla 3.- Valores estimados con base en el Criterio de Información Bayesiana (BIC), indicando 
los resultados estimados para los diez primeros modelos de sustitución nucleotídica estimados 
mediante el software jModeltest2 (Darriba, 2012; Guindon, 2003), en itálicas se denota el mejor 
modelo evolutivo encontrado basado en el valor de criterio más bajo y, por lo tanto, delta = 0. 
30 
 
El nivel de significancia estadísticase consideró con un alfa del 0.05 y fue estimado 
mediante 10,000 permutaciones con el software Arlequín v.3.5.2.2 (Excoffier, 2010). 
Se recurrió a la prueba de Bonferroni la cual permite reconocer si los tratamientos 
o variables son estadísticamente significativas entre sí, con base en un criterio 
conservador que permite reconocer que dicha significancia no sea producto del 
azar, esto se logró al dividir el grado de significancia estadística (0.05) entre el 
número de variables sujetas a las pruebas estadísticas (Bland et al, 1995). Dicha 
prueba fue utilizada solamente en las diferencias pareadas entre poblaciones. 
Demografía histórica del genoma mitocondrial 
Con el fin de evaluar si la variación genética corresponde a la de una población en 
expansión, se realizaron las pruebas de neutralidad de Tajima D y de Fu Fs, los 
cuales indican si la variación en las poblaciones se encuentra bajo un modelo de 
neutralidad o bajo la influencia de la selección además de ser también indicadores 
en aspectos demográficos, esto fue realizado con el uso del software DNAsp v5.1 
(Rozas, 2009). 
Con respecto a la demografía histórica fueron obtenidos los estimadores de 
demografía histórica de acuerdo al modelo de expansión de Rogers y Harpending 
(1992) mismo que contempla la estimación de los parámetros: θ0 (tamaño efectivo 
poblacional de las hembras antes de la expansión), θ1 (tamaño efectivo poblacional 
de las hembras después de la expansión) y  (tiempo mutacional desde la 
expansión) a partir de la distribución en el número de diferencias pareadas 
(mismatches). A partir de esos parámetros es posible determinar si estas 
poblaciones han sufrido una reciente expansión demográfica precedida de una 
reducción en su tamaño poblacional. El nivel de significancia estadística 
considerado fue un alfa del 0.05 y fue estimado mediante 10,000 permutaciones 
mediante el software Arlequín v3.1 (Excoffier, 2010). El tiempo en años desde la 
expansión (T) se obtuvo mediante la ecuación:  = 2µT, mientras que el tamaño 
efectivo poblacional N se obtuvo mediante la expresión  = 2μN donde µ es la tasa 
mutacional (Excoffier, 1992). 
31 
 
De la misma forma, se estimaron los valores del flujo genético histórico entre las 
cuencas oceánicas, mediante el software Migrate v3.6.1.1. Para los corrimientos fue 
seleccionada una aproximación Bayesiana utilizando un muestreo de genealogías 
mediante cadenas de Markov consistiendo en 10 cadenas cortas con un muestreo 
de 10,000 genealogías, 3 cadenas largas con 100,000 genealogías, 4 cadenas de 
calor sin intercambio entre árboles y un burn-in con 10,000 genealogías. La 
distribución theta fue definida con una tasa de migración de distribución uniforme 
mínima de 0, máxima de 3 y un valor delta (10% del valor máximo) de 0.3. La 
distribución de migración fue definida con una tasa de migración de distribución 
uniforme mínima de 0, máxima de 2200 y un valor delta (10% del valor máximo) de 
220. 
Construcción de la red de haplotipos y el árbol filogenético del genoma 
mitocondrial 
Se realizó la construcción de una red de haplotipos con el software Popart v1.7 
usando únicamente los sitios polimórficos sin considerar los sitios invariables por la 
capacidad limitada del software con base en el número de caracteres. Se realizó la 
construcción de una filogenia de los haplotipos mediante una inferencia Bayesiana 
con el software MrBayes v3.2.6 (Huelsenbeck, 2001; Ronquist, 2003) usando como 
grupos externos los genomas mitocondriales de Thunnus. orientalis (No. de Acceso 
GenBank GU256524) y Thunnus. atlanticus (NC_025519). El análisis fue realizado 
con 100, 000,000 generaciones con un muestreo cada 100 generaciones mediante 
cuatro cadenas largas; tres calientes y una fría. Se determinó mediante jModeltest2 
(Darriba, 2012; Guindon, 2003), el mejor modelo evolutivo para las secuencias de 
ADN (TrN+I+G), el cual permitió indicar los parámetros a utilizar para la estimación 
bayesiana: 1set nst= 6, rates=gamma, Ngammacat=4, Prset applyto= all, rate pr= 
variable unlinkshape= 0.77, pinvar= 0.91, tratio= all, statefreq= all, revmat=all n-
chains=4 temp=0.2 y un burn-in del 25% para la obtención de un consenso de 
mayoría . 
 
 
32 
 
Determinación de polimorfismos de un solo nucleótido (SNPs) dentro del 
genoma mitocondrial 
 
Adicionalmente a los análisis de las secuencias completas del genoma mitocondrial 
se determinaron los polimorfismos de un solo nucleótido (SNPs) mediante el 
alineamiento de las 82 secuencias completas del genoma mitocondrial de T. 
albacares con el software Geneious v9.1.8 bajo las siguientes opciones: Cobertura 
mínima= 5, Frecuencia Mínima de la variante=0.25, Máxima variante P-value 1x10-
5 y una calidad mínima de las bases 20. De forma similar estos sitios variables fueron 
examinados y corroborados en forma manual. 
 
Diferenciación genética mediante (SNPs) dentro del genoma mitocondrial 
 
A partir de las variantes obtenidas se obtuvieron secuencias concatenadas de los 
SNP´s para los 82 individuos. Los análisis fueron realizados con las secuencias 
concatenadas de los 13 SNP´s, las estimaciones de divergencia genética fueron 
determinadas a través del uso convencional de ST pareadas basadas en las 
frecuencias haplotídicas entre cuencas oceánicas, regiones y entre cada una de las 
poblaciones mediante el uso del software Arlequín v.3.5.2.2. 
 
Construcción de la red de haplotipos y árbol filogenético mediante (SNPs) 
dentro del genoma mitocondrial 
 
La red de haplotipos fue obtenida con el software Popart v1.7 mediante el uso de 
las secuencias de SNPs concatenados. La filogenia fue realizada mediante el 
software MrBayes v3.2.6 bajo el mismo número de generaciones (100, 000,000) y 
el mismo muestro de cada 100 generaciones, así como las mismas distribuciones 
previas a las ocupadas en los genomas mitocondriales con un burn-in del 25% para 
la obtención de un consenso de mayoría, sin embargo, no fue utilizado ningún grupo 
externo para enraizar la Filogenia. 
33 
 
Resultados 
 
Visualización de los productos de PCR 
Los productos de PCR posteriores a la selección de tamaño fueron visualizados en 
una electroforesis en gel de agarosa al 1.5%, lo cual permitió verificar la 
amplificación de las bibliotecas genómicas y que dichas muestras presentaran los 
fragmentos adecuados (150-250pb) para ser enviados a secuenciar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8.- Electroforesis en gel de agarosa al 1.5 % 
posterior a la selección de tamaño, mostrando los productos 
de PCR (visualizados entre las líneas negras y a su derecha 
el peso molecular correspondiente), cada número 
corresponde a una muestra diferente, las muestras con las 
mejores condiciones posteriores a la selección de tamaño 
fueron: 1, 4, 5, 7, 8 y 9. 
34 
 
Obtención de secuencias de calidad 
En lo que respecta a las mutaciones fueron consideradas como tales todas aquellas 
que indicaran un nucleótido diferente al genoma de referencia, siendo el mínimo de 
3 secuencias en la cobertura del ensamblado de cada individuo. La cobertura 
mínima total vario desde un mínimo de 22 hasta una cobertura máxima de 4610 
entendiéndose por cobertura el número caracteres que respaldan un nucleótido en 
la secuencia consenso dentro de cada posición del genoma de referencia. 
Los ensamblados que presentaron en algún sitio del genoma uno o tres sitios con 
un código degenerado (IUPAC: “Y, R, N, W, K”) éstos fueron alineados con 
individuos de la misma población con la finalidad de comparar si dichos 
polimorfismos estaban presentes dentro de la misma población. Si los sitios eran 
invariables en todos los individuos de la población se optó por un criterio 
conservador y se retuvo el mismo nucleótido, lo cual fue el caso de tres individuos: 
Baja California 1, Baja California 24 y Oaxaca 105. Sin embargo, en los individuos: 
Senegal 18 y Veracruz13 estos sitios coincidían con algún sitio polimórfico dentro 
de la población y debido a la falta de certeza por asignar un nucleótido fue decidido 
descartar estas muestras del análisis basándose en un criterio conservador. 
Diferentes individuos en sus ensamblados presentaron secuencias a las cuales la 
cobertura no fue suficiente para lograr una secuencia consenso completa lo cual 
generó gaps a lo largo del genoma mitocondrial desde 10 hasta 79 nucleótidos, por 
lo cual estos individuos fueron descartados de los análisis: Hawái 23, Hawái 27, 
Senegal 42 y Taiwán 29. Posterior a los estándares de calidad se obtuvieron un total 
de 82 secuencias completas del genoma mitocondrial del atún aleta amarilla 
pertenecientes a 12 poblaciones: Veracruz (11), Estados Unidos (8), Senegal (6), 
Colombia (3), Sudáfrica (3), Oaxaca (6), Perú (7), Ecuador (8), Filipinas (8), Baja 
California (8), Hawái (6) y Taiwán (8). 
 
 
35 
 
Diversidad genética 
Un total de 82 individuos de T. albacares fueron obtenidos de 12 diferentes 
localidades con un total de 51 individuos del Océano Pacífico y 31 individuos para 
el Océano Atlántico. El genoma mitocondrial de T. albacares constato de 38 genes 
codificantes; 22 genes de transferencia, 2 genes ribosomales y una región control. 
 
Dentro del genoma mitocondrial se observó que existen regiones conservadas, es 
decir, genes sin ningún grado de diversidad genética, como también existen genes 
cuya diversidad genética es muy alta (Región control o D-loop). Sin embargo, 
existen diferentes regiones conservadas para los individuos del Océano Pacífico 
(ARNt-Trp, ARNt-Ser) y diferentes regiones para el Océano Atlántico (ARNt-Val, 
ARNt-Arg, ARNt-His, ARNt-Gln) lo cual puede observarse denotado en itálicas 
dentro de las Tablas 4 y 5. 
 
El genoma mitocondrial de los 51 individuos del Pacífico se conformó de 16,530 pb 
consistiendo de 3 gaps, 402 sitios polimórficos, 407 mutaciones y 232 mutaciones 
únicas, que se tradujeron en una diversidad haplotídica de 1.000 y nucleotídica de 
0.00234, que a su vez representaron 51 haplotipos. Por su parte, el genoma 
mitocondrial de los 31 individuos del Atlántico se conformó de 16,535 pb 
consistiendo de 7 gaps, 322 sitios polimórficos, 326 mutaciones, 208 mutaciones 
únicas, una diversidad haplotídica de 1.0000, y nucleotídica de 0.00247 que 
representan 31 haplotipos. El genoma mitocondrial de los 82 individuos (Pacífico y 
Atlántico) se conformó de 16,537 pares de bases incluyendo indels (inserciones y/o 
deleciones), con 581 sitios polimórficos, 591 mutaciones, 374 mutaciones únicas, 
una diversidad haplotídica total de 1.000 y una diversidad nucleotídica total de 
0.00240 y un número total de 82 haplotipos. 
 
 
 
36 
 
La longitud del genoma mitocondrial fue más grande para los individuos del 
Atlántico (16535 vs 16530), el cual a su vez contuvo por tanto un mayor número de 
gaps (7 vs 3), sin embargo, el Océano Pacífico mostró mayor número de sitios 
polimórficos (402 vs 322) y un mayor número de mutaciones y mutaciones únicas 
(407 y 232 vs 326 y 208), la diversidad haplotídica se mantuvo igual para ambas 
cuencas oceánicas, pero la diversidad nucleotídica fue más alta para el océano 
Pacífico (0.00247 vs 0.00240). 
 
 
37 
 
Gen Desde Hasta Tamaño π Hd 
ARNt-Phe 1 68 68 0.00095 0.0645 
12s ARNr 69 1016 948 0.0002 0.1871 
ARNt-Val 1017 1089 73 0 0 
16s ARNr 1090 3784 2695 0.00105 0.9333 
ARNt-Leu 2785 2858 74 0 0 
 ND1 2859 3833 975 0.00142 0.7204 
ARNt-Ile 3838 3908 71 0 0 
ARNt-Glu 3908 3978 71 0 0 
ARNt-Met 3978 4046 69 0 0 
ND2 4047 5092 1046 0.00244 0.9075 
ARNt-Trp 5093 5162 70 0.00184 0.1269 
ARNt-Ala 5165 5233 69 0 0 
ARNt-Asn 5236 5308 73 0 0 
ARNt-Cys 5344 5411 68 0.00183 0.1247 
ARNt-Tyr 5412 5479 68 0 0 
COX1 5481 7031 1551 0.00136 0.9097 
ARNt-Ser 7032 7102 71 0 0 
ARNt-Asp 7106 7178 73 0 0 
COX2 7187 7877 691 0.0046 0.2989 
ARNt-Lys 7878 7951 74 0 0 
ATP 8 7953 8120 168 0.00038 0.0645 
ATP 6 8111 8794 684 0.00304 0.8925 
COX3 8794 8578 785 0.00049 0.2989 
ARNt-Gly 9579 9649 71 0 0 
ND3 9650 9998 349 0.00037 0.1269 
ARNt-Arg 9999 10067 69 0 0 
ND4L 10069 10365 297 0.00138 0.3849 
ND4 10359 11739 1381 0.00254 0.9591 
ARNt-His 11740 11809 70 0 0 
ARNt-Ser 11810 11877 68 0.00183 0.1247 
ARNt-Leu 11882 11954 73 0 0 
ND5 11955 13796 1842 0.00228 0.9398 
ND6 13793 14314 69 0.00471 0.8688 
ARNt-Gln 14316 14384 69 0 0 
CYT B 14389 15529 1141 0.00236 0.9054 
ARNt-Tyr 15530 15601 72 0.0009 0.645 
ARNt-Pro 15601 15670 70 0 0 
D-Loop 15671 16535 865 0.01832 0.9978 
 
Tabla 4.- Inicio y fin de los 38 genes mitocondriales del atún aleta amarilla en el Océano Atlántico junto a sus 
respectivas diversidades genéticas., π (Diversidad nucleotídica) y Hd (Diversidad haplotídica) denotando en itálicas 
las regiones conservadas. 
38 
 
Gen Inicio Fin Tamaño π Hd 
ARNt-Phe 1 68 68 0.00058 0.0392 
12s ARNr 69 1015 947 0.00021 0.1882 
ARNt-Val 1016 1088 73 0.00054 0.0392 
16s ARNr 1089 3780 2692 0.00101 0.88 
ARNt-Leu 2781 2854 74 0 0 
ND1 2855 3829 975 0.00187 0.8039 
ARNt-Ile 3834 3904 71 0 0 
ARNt-Glu 3904 3974 71 0 0 
ARNt-Met 3974 4042 69 0 0 
ND2 4043 5088 1046 0.00172 0.8353 
ARNt-Trp 5089 5158 70 0 0 
ARNt-Ala 5161 5229 69 0 0 
ARNt-Asn 5232 5304 73 0 0 
ARNt-Cys 5340 5407 68 0.00171 0.1145 
ARNt-Tyr 5408 5475 68 0 0 
COX1 5477 7027 1551 0.00108 0.8275 
ARNt-Ser 7028 7098 71 0 0 
ARNt-Asp 7102 7174 73 0 0 
COX2 7183 7873 691 0.0034 0.2227 
ARNt-Lys 7874 7947 74 0 0 
ATP 8 7949 8116 168 0.00023 0.0392 
ATP 6 8107 8790 684 0.0022 0.8282 
COX3 8790 9574 785 0.00103 0.5796 
ARNt-Gly 9575 9645 71 0 0 
ND3 9646 9994 349 0.00175 0.498 
ARNt-Arg 9995 10063 69 0.00057 0.0392 
ND4L 10065 10361 297 0.00137 0.3757 
ND4 10355 11735 1381 0.00257 0.9608 
ARNt-His 11736 11805 70 0.00056 0.392 
ARNt-Ser 11806 11873 68 0 0 
ARNt-Leu 11878 11950 73 0 0 
ND5 11951 13789 1839 0.00247 0.9671 
ND6 13786 14307 522 0.00334 0.8031 
ARNt-Gln 14309 14377 69 0.00057 0.0392 
CYT B 14382 15522 1141 0.00183 0.8824 
ARNt-Tyr 15523 15594 72 0 0 
ARNt-Pro 15594 15663 70 0.00224 0.1522 
D-Loop 15664 16530 867 0.0182 1 
 
Tabla 5.- Inicio y fin de los 38 genes mitocondriales del atún aleta amarilla en el Océano Pacifico junto a sus 
respectivas diversidades genéticas, π (Diversidad nucleotídica) y Hd (Diversidad haplotídica) dentando en itálicas 
las regiones conservadas. 
39 
 
Demografía histórica 
 
Las pruebas de neutralidad de Tajima (D) y de Fu (Fs) para las poblaciones del 
Atlántico y Pacífico (Tabla 6) mostraron valores negativos y significativos, indicando 
que las poblaciones han sufrido una expansión demográfica. Por su parte los 
valores bajos de SSD y Harpending fueron no significativos, en concordancia con el 
modelo de expansión demográfica. Similarmente, la distribución de frecuencias del 
número de diferencias pareadas (mismatches), presentó una distribución unimodal 
para ambas poblaciones (Figura 9 y 10), y los cambios en los tamaños 
poblacionales efectivos antes de la expansión y después de la expansión 
(considerando un tiempo generacional de 3.5 años; Collete et al. 2011), indicaron 
que ambas poblaciones han sufrido expansiones poblacionales recientes (Tabla 7). 
Sin embargo, la curvatura de la distribución de mismatches del océano Atlántico 
mostró dos picos con frecuencias pareadas diferentes, los cuales se encuentran 
separados desde el número 43, indicando que pudieran existir dos clados, pero 
estos no fueron detectados por el número de muestras. El tiempo estimado de la 
expansión poblacional considerando una tasa mutacional del 2% para cada millón 
de años y 16537 pares de bases indican que ésta ocurrió hace aproximadamente 
61,123 años para el océano Pacífico bajo los intervalos de confiabilidad hace: 
47,180.56 años y 75, 591.10 años mientras que para el océano Atlántico se estima 
que sucedió hace aproximadamente 67,663 años bajo los intervalos de confiabilidad 
hace: 52,444.52 y 73, 116.35 años (Tabla 6). 
 
 
40 
 
 
 
 
 
 
 Tiempo Tiempo 
Localidad D FU FS SSD Hds tau Tiempo limite bajo limite alto 
Pacífico -2.058 -23.989 0.003 0.001 40.432 61123.54 47180.56 75591.1 
Pacífico central -0.948 0.751 0.05 0.098 30.027 45393.66 32589.04 70907.66 
Pacífico occidental -1.72 -2.605 0.009 0.023 43.24 65368.57 49860.92 71433.75 
Pacífico oriental -1.735 -8.622 0.005 0.003 42.664 64497.79 47912.26 77693.96 
Atlántico -1.91 -9.294 0.004 0.004 44.758 67663.42 52444.52 73116.35 
Atlántico oriental -1.227 -0.333 0.038 0.063 40.516 61250.53 45854.75 67530.39 
Atlántico occidental -1.615 -4.757 0.01 0.01 42.93 64899.92 50012.09 70305.98 
Tabla 6.- Valores de las pruebas de neutralidad; D (Prueba de Tajima), Fu Fs, SSD, Hds (Harpending rageddness), valores resaltados 
en itálicas indican valores significativos con una p<0.05. Valores estimados de la expansión demográfica;  (tiempo mutacional desde 
la expansión) y Tiempo (Tiempo estimado en años en suceder la expansión demográfica). 
41 
 
0
5
10
15
20
25
30
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55 57 59
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Localidad Ɵ0 Ɵ1 N0 N1 
 Pacífico 10.794 437.083 1631.839 66076.504 
Pacífico central 2.848 28571.14 4305.065 43192753.9 
Pacífico occidental 0.003 74.616 5.183 112802.028 
Pacífico oriental 0.75 35.17 1134.253 53169.084 
 Atlántico 0 61.087 0 92349.623 
Atlántico oriental 0.003 199.33 3.887 301339.853 
Atlántico occidental 0 67.471 0 102000.708 
Figura 9.- Distribución de diferencias pareadas entre sitios nucleotídicos (mismatches) 
para 31 muestras del Océano Atlántico, las barras naranjas indican las simuladas, las 
barras azules las observadas y en color negro la curvatura de las diferencias pareadas 
observadas 
 
Tabla 7.- Valores estimados de la demografía histórica y estimaciones de los parámetros mediante el 
uso de un tiempo generacional de 3.5 años: θ0 (tamaño efectivo poblacional de las hembras antes de 
la expansión) y θ1 (tamaño efectivo poblacional de las hembras después de la expansión) N0 (Tamaño 
efectivo poblacional antes de la expansión), N1 (Tamaño efectivo poblacional después de la expansión). 
42 
 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55 57 59 61 63
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10.- Distribución de diferencias pareadas entre sitios nucleotídicos (mismatches) para 
51 muestras del Océano Pacífico, las barras naranjas indican las simuladas, las barras azules 
las observadas y en color negro la curvatura de las diferencias pareadas observadas 
 
43 
 
Red de haplotipos y Filogenia mitocondrial 
 
La red de haplotipos estimada mediante el uso de sitios polimórficos de las 
secuencias completas del genoma mitocondrial no mostró un arreglo espacial de 
los haplotipos relacionado a las regiones dentro de las cuencas ni tampoco mostró 
un arreglo que dividiera a los haplotipos del Pacífico y del Atlántico, ya dicha red se 
agrupó de forma indistinta a los haplotipos del océano Pacífico y el océano 
Atlántico. De hecho, puede observarse que no existieron haplotipos compartidos 
para estos 82 individuos analizados, ya que cada uno de los individuos correspondió 
a un haplotipo (Figura 11). Dicha formación de la red mostró una agrupación de 
haplotipos basados en el grado de similitud entre estos, observándose que los 
haplotipos pertenecientes a las poblaciones del Pacifico se encuentran cercanos a 
los haplotipos del Atlántico, indicando que existió una gran similitud genética entre 
individuos de ambas cuencas oceánicas, lo cual refleja el gran intercambio de 
migrantes que ha existido entre poblaciones de ambas cuencas oceánicas, siendo 
mayor el flujo de organismos del Pacífico al Atlántico (3, 010.83 – 4,410.52) y menor 
el flujo de individuos del Atlántico al Pacifico (925. 01 – 4, 317.77). 
 
La Filogenia, construida mediante las secuencias completas del genoma 
mitocondrial mediante Mrbayes indico en su mayoría altos grados de soporte de los 
clados, no obstante, existieron clados soportados por bajos porcentajes desde 50-
69 %. Esto obedece posiblemente a que el patrón que se observa es el de un arreglo 
polifilético de los haplotipos. No obstante en la Filogenia (Figura 12 y 13) se 
observaron 2 clados principales, sin embargo, cada uno de ellos presentó individuos 
de ambas cuencas oceánicas y no mostró una estructura geográfica clara ya que 
los individuos se encontraron agrupados de manera aleatoria. 
 
 
 
 
 
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Figura 11.- Red de haplotipos producto de las 82 secuencias completas del genoma mitocondrial del atún aleta 
amarilla, mostrando los haplotipos del océano Pacífico en rojo y los haplotipos del Océano Atlántico en azul. 
 
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Figura 12.- Árbol filogenético mostrando el consenso de mayoría de 82 secuencias completas del genoma 
mitocondrial de T. albacares realizada con Mrbayes con un análisis de 100,000,000 de generaciones la cual fue 
enraizada con dos grupos externos: T. orientalis (GU256) y T. atlanticus (NC025). Las ramas rojas indican 
secuencias del Océano Pacifico y las ramas azules indican las secuencias del Océano Atlántico. 
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Figura 13.- Árbol filogenético mostrando el consenso de mayoría de 82 secuencias 
completas del genoma mitocondrial de T. albacares realizada con Mrbayes, 
amplificada mostrando los valores de soporte de los clados. 
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Estructura Poblacional 
 
El análisis de estimaciones pareadas ST entre las poblaciones del océano 
Pacífico y del océano Atlántico, no mostró diferencias genéticas entre poblaciones 
con excepción de la población de Oaxaca respecto a las otras (Tabla 9); (Oaxaca-
Baja California ; ΦST=0.098; P=0.049), (Oaxaca-Taiwán; ΦST=0.087; P=0.04) , 
(Oaxaca-Perú; ΦST=0.127; P=0.032), (Oaxaca-Estados Unidos; ΦST=0.099; 
P=0.047), (Oaxaca-Senegal; ΦST=0.131; P=0.045). Indicando así, que existe gran 
similitud genética entre poblaciones y por tanto entre cuencas oceánicas. Los 
análisis de ΦST pareadas entre poblaciones fueron evaluados bajo un nivel de 
significancia estadística alfa del 0.05, no obstante, dicha significancia de los valores 
de p fue evaluada nuevamente mediante la prueba de Bonferroni, dividiendo el valor 
de significancia estadística inicial entre el número (12) de comparaciones 
poblacionales (α=0.05/12=0.004), por lo que ahora solo dichos valores de p que 
presentasen un valor menor al establecido (α<0.004) serán estadísticamente 
significativos, sin embargo, ningún valor de p fue estadísticamente significativo, 
indicando así, que no existen diferencias genéticas significativas entre las 
poblaciones de las cuencas oceánicas y por lo tanto estas poblaciones son 
genéticamente similares. 
El análisis de varianza molecular AMOVA entre océanos no mostró diferencias 
significativas (ΦCT=0.00504; P=0.15337) o diferencias entre poblaciones dentro de 
cada océano (Φsc=0.00703; P=0.27604), ya que el mayor porcentaje de variación 
fue dado para los individuos dentro de cada cuenca oceánica (98.8%), visualizar 
Tabla 8. El análisis de varianza molecular (AMOVA) entre las diferentes regiones; 
Pacífico oriental, Pacífico central, Pacífico occidental, Atlántico oriental y Atlántico 
occidental, no encontró valores significativos que indiquen que existen diferencias 
genéticas significativas entre las regiones (ΦCT=-0.00478; P=0.60267), o 
diferencias significativas entre las poblaciones dentro de