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17/8/2022

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UNAM
Facultad de Psicología
División de Estudios Profesionales

MODULACIÓN DEL NÚCLEO
SUPRAQUIASMÁTICO SOBRE LA SENSIBILIDAD
DEL NÚCLEO ARQUEADO A ESTADOS
METABÓLICOS NEGATIVOS

Daniela Herrera Moro Chao

Director de tesis: Rudolf M Buijs
Revisora de Tesis: Carolina Escobar Briones

México DF, Enero del 2015
Servicio Social11
Texto escrito a máquina
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TESIS QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
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LICENCIADA EN PSICOLOGÍA
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ÍNDICE
1. Resumen
2. Introducción…………………………………………………………………..4
3. Control hipotalámico de la homeostasis energética……………..5
a. Homeostasis energética…………………………………………..6
i. Catabolismo y Anabolismo……………………………….6-8
ii. Señales fisiológicas de hambre y saciedad…………….8-13
b. Circuitos hipotalámicos de integración de señales de hambre y
saciedad…………………………………………………………….13-17
i. Integración hipotalámica del metabolismo durante el ayuno y la
realimentación……………………………………………..17-18
ii. Neuronas inhibidas o responsivas a glucosa…………..19-21
4. Ritmos circadianos en el balance energético: el NSQ el reloj biológico del
organismo………………………………………………………................21-26
a. Control del NSQ sobre los ritmos metabólicos del organismo...26-27
i. Control del NSQ sobre el metabolismo glucostático……27-28
ii. Interacción del NSQ con el ARC………………………….29
5. Plantamiento del problema……………………………………………….29-31
6. Método
a. Sujetos y condiciones experimentales ……………………………………….31
b. 2dg: hipoglucemiante celular…………………………………………………..32
c. Procedimientos realizados en los sujetos experimentales…………..….32-33
d. Diseño experimental por etapas
i. Variación rítmica del sensado de glucosa del ARC……..33
ii. Influencia del NSQ sobre la variación temporal de sensibilidad del
ARC a la hipoglucemia………………………………….….34
1. Etapa 2.1…………………………………………….34
2. Etapa 2.2…………………………………………….35
iii. Comunicación neural entre el NSQ y el ARC…………35-36
e. Métodos generales…………………………………………………...36-38
3

f. Análisis de resultados………………………………………………..38-39

7. Resultados
a. Variación rítmica del sensado de glucosa del ARC.
i. Activación neuronal e identificación de poblaciones neuronales
involucradas………………………………………………….40-42
ii. Respuestas contrarregulatorias desarrolladas ante la hipoglucemia
cerebral……………………………………………………….43
b. Influencias del NSQ sobre la variación temporal de sensibilidad a
hipoglucemia del ARC.
i. Activación neuronal e identificación de poblaciones neuronales
involucradas de ratas lesionadas unilateralmente y bajo condiciones
de ayuno……………………………………………………….44-46
ii. Activación neuronal e identificación de poblaciones neuronales
involucradas de ratas lesionadas unilateralmente y bajo condiciones
de hipoglucemia……………………………………………....47-54
iii. Respuestas contra regulatorias desarrolladas ante la hipoglucemia
sistémica……………………………………………………….54-55
c. Comunicación neural entre el NSQ y el ARC………………………55-58
8. Discusión……………………………………………………………………..59-63
9. Referencias…………………………………………………………………..64-75

1. Resumen
El cerebro obtiene la mayoría de su energía a través de la glucosa, y en condiciones
de ayuno también del lactato y de cuerpos cetónicos. Por esta razón, el cerebro
contiene mecanismos de sensado de glucosa y de evocación de respuestas
contraregulatorias que mantienen un rígido control de los niveles de glucosa en el
cuerpo y en el microambiente cerebral. Dos núcleos sumamente importantes para
esta regulación fisiológica son el núcleo arqueado (ARC) y el núcleo
supraquiasmático (NSQ). El ARC es importante para el sensado de los niveles
plasmáticos de glucosa por parte del cerebro y el NSQ regula las concentraciones
plasmáticas durante el período de luz-obscuridad. En esta tesis investigamos la
posibilidad de que el NSQ module circadianamente el sensado y respuesta del ARC
a una disminución en los niveles de glucosa plasmáticos, que resultará en una
modulación temporal de las respuestas contra regulatorias del organismo a la
hipoglucemia. Para dilucidar el problema, la activación del ARC fue investigada en
diferentes modelos de estados metabólicos negativos, tales como el ayuno y la
hipoglucemia. Los resultados indican una modulación temporal de la activación del
ARC durante el día en respuesta de episodios de ayuno e hipoglucemia. La lesión
unilateral del NSQ reveló un aumento de la actividad neuronal del ARC ante estos
episodios, acompañado de un aumento en las respuestas contra regulatorias del
organismo, indicando que el NSQ ejerce una influencia inhibitoria sobre la
capacidad del ARC de sensar los niveles plasmáticos de glucosa durante el día.

Palabras clave: núcleo supraquiasmático, núcleo arqueado, hipoglucemia,
diabetes

2. Introducción
El cerebro depende de la glucosa como fuente principal de energía, por lo que
el cerebro, especialmente el hipotálamo, ejerce un estrecho control de la
cantidad de glucosa plasmática disponible, su sensado y su utilización durante
todo el día y ante diferentes estados metabólicos, como el ayuno y la
realimentación. Dentro del hipotálamo existen núcleos mayormente involucrados
en la regulación de estos procesos. El núcleo arqueado del hipotálamo (ARC)
participa como sensor de hormonas y metabolitos y tiene un rol central en la
regulación del metabolismo energético. El núcleo supraquiasmático (NSQ),
considerado el reloj biológico del organismo, regula los ritmos circadianos
metabólicos y conductuales que organizan nuestra fisiología diaria. El NSQ
especialmente, ejerce una gran influencia sobre el patrón temporal del
metabolismo glucostático del organismo, regulando así la temporalidad de
producción hepática de glucosa y sus niveles plasmáticos, modificando así la
cantidad de energía disponible y utilizada por los diferentes órganos del cuerpo.
En este trabajo estudiamos y proponemos mecanismos mediante los cuales el
NSQ puede modificar a lo largo del día la capacidad del ARC en el sensado de
metabolitos en diferentes estados metabólicos. La importancia del estudio de la
interacción entre estos dos núcleos, aporta una base teórica en el contexto de
diabetes y síndrome metabólico que puede ser considerado en el futuro para el
desarrollo de tratamientos y prevención de estas enfermedades.

3. Control hipotalámico de la homeostasis energética
El hipotálamo es una región del cerebro que ocupa la mitad ventral del diencéfalo a
ambos lados del tercer ventrículo, por encima de la glándula pituitaria (Simerly,
2004). Está principalmente involucrado con el control y modulación de funciones
básicas para el mantenimiento de la homeostasis y la reproducción de las especies.
Controla principalmente 6 funciones básicas (Kandel, 2000):
 La presión y composición electrolítica de la sangre; a través de la
modulación de conductas de sed y el apetito a la sal, para el
mantenimientode la osmolaridad sanguínea y el tono vasomotor.
 La temperatura corporal, a través de la modulación de la
termorregulación metabólica y conductas de búsqueda de ambientes
más o menos calurosos.
 El metabolismo energético, a través de la modulación de la ingesta de
alimento, digestión y tasa metabólica.
 La reproducción, a través del control de la secreción de las hormonas
sexuales, el embarazo y la lactancia.
 Respuestas de emergencia al estrés, regulando las respuestas físicas
e inmunológicas, el flujo sanguíneo a los músculos y otros tejidos, así
como la secreción de hormonas adrenales involucradas en éste.
 Ritmos circadianos, a través de la integración de información fótica y
temporal dada por el Núcleo Supraquiasmático (NSQ).
El hipotálamo regula todas estas funciones, integrando información sensorial,
visceral y hormonal, proveniente de los sistemas periféricos que, a su vez modula,
con el fin de mantener un estado homeostático adecuado (Squire, 2008).

a) Homeostasis energética
La homeostasis ha sido definida como la tendencia a regular y mantener una
estabilidad energética interna relativa (Randall, 2001; citado en Guzmán 2010); está
principalmente controlada por el sistema metabólico-energético que se refiere al
conjunto integrado de reacciones fisiológicas y conductuales, que nos capacitan
para obtener energía del medio, de combustibles biológicos esenciales para la
supervivencia del organismo, tales como grasas, proteínas y carbohidratos
(Benyon, 1999; citado en Rodríguez, 2007).
La preservación de la integridad energética en organismos superiores, requiere la
adaptación a los recursos externos y una extensa comunicación entre órganos
(Thorens, 2010). Por lo que la regulación metabólica es una de las características
más remarcables de los organismos vivos. Esta regulación es tan importante para
la supervivencia, que mecanismos regulatorios complejos han evolucionado para
asegurarse de que los metabolitos se muevan a través de vías metabólicas en la
dirección y tasa correctas para igualar las circunstancias cambiantes internas y del
ambiente, y mantener la homeostasis energética en el organismo.
El sistema anteriormente descrito, depende principalmente de dos niveles de control
metabólico-energético; de una regulación metabólica; que es el conjunto de
procesos que sirven para mantener la homeostasis a nivel molecular (por ejemplo,
mantener las concentraciones de un metabolito) y del control metabólico; que se
refiere al proceso que lleva al cambio de activación e inhibición de vías metabólicas
en respuesta a señales internas o ambientales, que permiten la regulación
energética a nivel del organismo (Nelson, 2008).
i. Catabolismo y Anabolismo.
La regulación metabólica es una actividad celular coordinada en la que muchos
sistemas multienzimáticos cooperan para cumplir 4 funciones básicas (Randall,
2002; citado en Guzmán 2010):
8

 Obtener energía química a partir de la captura de la energía solar o distintos
nutrientes del ambiente.
 Convertir moléculas nutrientes a moléculas características de la propia
célula.
 Polimerizar precursores monoméricos a proteínas, ácidos nucléicos,
polisacáridos y otros componentes celulares.
 Sintetizar y degradar biomoléculas requeridas en funciones celulares.
Cada uno de los pasos de las rutas metabólicas realiza un cambio bioquímico, en
una secuencia específica de pasos, donde un precursor se convierte en producto,
a través de una serie de intermediarios metabólicos, llamados metabolitos.
La regulación metabólica se puede dividir en dos fases:
 Catabolismo: Considerada la fase degradadora del metabolismo, en la que
las moléculas orgánicas (glúcidos, grasas y proteínas) se convierten en
productos más pequeños y sencillos. Las rutas catabólicas producen energía
libre, parte de la cual se conserva en adenosil trifosfato (ATP).
 Anabolismo: También llamada biosíntesis, donde precursores pequeños y
sencillos se integran en moléculas más grandes y complejas, entre las que
podemos encontrar a los lípidos, polisacáridos, proteínas y ácidos nucléicos.
Las reacciones invariablemente requieren de energía libre, generalmente
obtenida de la hidrólisis de ATP y de la reducción de las moléculas de NADH
y NADHP.
A parte de los mecanismos catabólicos y anabólicos celulares, se han descrito
mecanismos homeostáticos de control metabólico, que ayudan a que se cumplan 4
objetivos particulares para regular la obtención y consumo de energía (Nelson,
2008):
9

 Maximizar la eficiencia de utilización de energía, previniendo la operación
simultánea de vías en direcciones energéticas opuestas (por ejemplo, la
glucólisis y la gluconeogénesis).
 Partición de metabolitos entre vías alternativas (la glucólisis vía pentosas
fosfato).
 Disponibilidad del combustible que mejor cubra las necesidades del
organismo (glucosa, ac grasos, glucógeno o aminoácidos).
 Disminuir vías biosintéticas cuando hay acumulación de productos.
El cerebro participa activamente como un órgano sensor metabólico esencial para
el mantenimiento de la homeostasis y desde hace ya más de un siglo, se sabe que
el cerebro (especialmente el hipotálamo), el hígado y el tracto gastrointestinal
pueden detectar independientemente, información metabólica de combustibles
esenciales y señales fisiológicas de hambre y saciedad, que promueven acciones
que ayudan al mantenimiento y restablecimiento de la homeostasis (Yi, 2010). En
particular el cerebro participa más activamente en esta regulación, debido a que el
substrato energético principal que utiliza para obtener energía es la glucosa.
ii. Señales fisiológicas de hambre y saciedad.
Más que cualquier otra área cerebral, el hipotálamo depende de asas de
retroalimentación de información hormonal, proveniente de sistemas que controla
indirectamente (a través del tallo cerebral); con el fin de regular el balance
energético (Squire, 2008). Esto lo hace integrando señales fisiológicas neurales y
hormonales secretadas por los órganos periféricos, que lo informan del estado
metabólico general del organismo. Estas señales son secretadas por órganos que
sensan y secretan polipéptidos que actúan en funciones paracrinas y endocrinas
(Berg, 2002) bajo diferentes estados energéticos, tales como hambre y saciedad.
Los agentes secretados desencadenan mecanismos orexigénicos (promueven la
ingesta de comida y disminuyen el gasto energético) y anorexigénicos (disminuyen
10

la ingesta de comida e incrementan el gasto energético) con el fin de mantener un
equilibrio relativo de la energía (Kandel, 2000).
El tejido adiposo almacena energía en forma de triglicéridos durante la abundancia
nutricional y la libera en ácidos grasos libres y calor durante la privación nutricional
(Kadowaki, 2006). Existen dos tipos de tejido adiposo, el tejido adiposo café (TAC),
que está involucrado en la producción de calor; y el tejido adiposo blanco (TAB),
que además de su función de almacenaje de energía, se considera un órgano
endocrino, ya que es capaz de sensar y secretar señales hormonales altamente
involucradas en el balance energético del organismo (Berg, 2001).
Aparte de que el TAB lleva a cabo funciones de almacenamiento de triacilgliceroles
(TG), es capaz de secretar hormonas llamadas adipocinas, que son sustancias
biológicamente activas, encontradas en los adipocitos del TAB, que también pueden
ser sintetizadas en otros sitios (Pan, 2007). Normalmente están involucradas con
funciones de metabolismo energético, reproducción, inmunidad y funciones
cardiovasculares. Algunas de las adipocinas secretadas por el TAB son (Ahima,
2005): citocinas, factores complementarios, resistina, leptina, adiponectina y
proteínas involucradas en la coagulación y regulación vascular.
Las adipocinas son sensadas por el cerebro, especialmente porel hipotálamo, a
través de receptores específicos localizados particularmente en áreas en contacto
con la circulación (Pan, 2007). Algunas adipocinas como la adiponectina y la leptina
están principalmente involucradas en el control y comunicación del balance
energético del organismo, tarea que llevan a cabo con estrecha comunicación con
las neuronas orexigénicas y anorexigénicas del hipotálamo. La adiponectina, por
ejemplo es una hormona presente en altas concentraciones en plasma
(microgramos por mililitro) (Ahima, 2006), que actúa principalmente como una
adipocina antidiabética y antiaterogénica (Yamauchi, 2007).
El cerebro presenta receptores a adiponectina principalmente en áreas
hipotalámicas como el núcleo paraventricular (PVN) (Ahima, 2006), y el arqueado
(ARC) (Kubota, 2007). La administración intracerebroventricular (icv) genera una
11

disminución del peso corporal, aumentando el gasto energético, mientras que no
modifica la ingesta de alimento. Su administración icv o iv produce la activación
neuronal del PVN y la producción hipotalámica del factor liberador de corticotropina
(CRH), a través del sistema de melanocortinas (Qi, 2004). Los efectos observados
tras la administración cerebral sugiere que la adiponectina resulta en una regulación
negativa del metabolismo energético (Kim, 2007). Durante el ayuno, actúa
promoviendo respuestas adaptativas como el cambio en utilización de
combustibles, la oxidación de ácidos grasos más que la utilización de carbohidratos,
como la primera fuente de energía (Berg, 2002).
Otra adipocina altamente involucrada en el control de la homeostasis energética es
la leptina. La leptina es secretada principalmente por el TAB y sus concentraciones
en TAB y plasma se correlacionan positivamente con la cantidad de TAB, el tamaño
de los adipocitos, y su contenido de triacilgliceroles (Ahima, 2006). Así se ha
propuesto que los niveles de leptina en plasma y TAB están estrechamente
relacionados con las reservas energéticas del organismo. La leptina se encuentra
elevada durante la obesidad y disminuida durante el ayuno (Ahima, 2005).
Las concentraciones reducidas de leptina, observadas en deficiencias congénitas y
lipodistrofia causan hiperfagia, alteración en termogénesis, resistencia a la insulina,
hiperlipidemia e hipogonadismo. Todos estos efectos son reversibles con la
administración de leptina. El aumento en los niveles de leptina genera una inhibición
de la ingesta de alimento y un decremento del peso corporal, principalmente del
tejido adiposo en sujetos delgados (Bjorbaek, 2004).
Las acciones de la leptina han sido descritas a nivel central y periférico. A nivel
central, se ha demostrado que sus efectos sobre la ingesta de alimento,
metabolismo de glucosa y gasto energético están principalmente modulados por el
hipotálamo (Sahu, 2004; Bates, 2004; Gao 2004; Morton, 2005). Muchas de las
adaptaciones fisiológicas causadas por un ayuno prolongado pueden ser
prevenidas por la administración exógena de leptina durante el ayuno. Dicha
administración genera un cambio en la señal de los receptores a leptina, que puede
12

ser observado en su mayoría en el hipotálamo (Munzberg, 2005). Adicionalmente,
el fenotipo diabético y obeso observado en los animales carentes del receptor a
leptina (LRb) en neuronas, puede ser restaurado tras su síntesis en áreas
específicas del hipotálamo (Ahima, 2005).
A parte del tejido adiposo, el tracto gastrointestinal (GI) (considerado el órgano
endocrino más grande del organismo) secreta más de 20 diferentes hormonas que
sirven como reguladoras de la secreción de sustancias del GI, de la motilidad
intestinal, de la liberación de otras hormonas y de la absorción de nutrientes. La
secreción de estas hormonas permite al tracto digestivo comunicarse con el cerebro
y el resto del cuerpo, para regular funciones importantes para la supervivencia y
bienestar del organismo como el hambre y la saciedad, y el manejo de la glucosa
por parte de los tejidos (Hameed, 2009). Actualmente se han identificado
funcionalmente algunas de estas hormonas, la mayoría involucradas en modular
estados de saciedad y sensibilidad de los tejidos periféricos a la insulina (Yi, 2010).
El polipéptido pancréatico (PP), el péptido tirosina-tirosina (PYY), la oxintomodulina
(OXM), el péptido simil glucagón tipo I (GLP1), la colestoquinina (CCK), la gastrina
y la amilina son algunos ejemplos de las hormonas involucradas en estos procesos
(Karra, 2010).
Un ejemplo de una de las hormonas secretada por el GI para el control del
metabolismo energético mediante el hipotálamo es la grelina. La grelina es una
hormona considerada predominantemente de naturaleza orexigénica, ya que su
administración periférica o central produce un balance energético positivo, lo que
lleva a un incremento en la ingesta de comida y del peso corporal. Bajo condiciones
fisiológicas normales aumenta sus concentraciones en plasma en períodos
interprandiales, presentando su máxima expresión antes de comer, y disminuye
dentro de un período corto después de la ingesta (Scott, 2007); por lo que se
considera un factor importante para la iniciación de la ingesta de comida
(Castañeda, 2010). La secreción de grelina aumenta bajo condiciones metabólicas
negativas, como el ayuno (Sato, 2005), la hipoglucemia inducida por insulina (Shiiya
T, 2002) y la anorexia (Rigamonti, 2002), y disminuye en condiciones de energía
13

positivas, como la ingesta, hiperglicemia y obesidad (Solomon, 2005; Zigman,
2005). Específicamente, es regulada por factores nutricionales y metabólicos, así
como por el SNA parasimpático.
La vasta distribución del receptor de grelina en diferentes áreas del cerebro, ha
relacionado la presencia del receptor con las actividades funcionales de la grelina;
Áreas adyacentes a los CVOs, tales como el ARC, adyacente a la eminencia media
(EM) y el NTS, adyacente al área postrema (AP), han sido propuestos como los
principales mediadores de las funciones homeostáticas de la grelina
(Faulconbridge, 2003; Chen, 2004; Bugarith, 2005; Tamura, 2002; Kamegai, 2004).
Por otro lado, el páncreas es considerado por algunos autores como parte del GI;
está conformado por islotes que consisten de al menos 4 diferentes tipos celulares
endocrinos: las células β, productoras de insulina (constituyen del 64-80% de la
población de células totales de los islotes); las células α productoras de glucagón
(10-15% de la población total de células); las células δ productoras de
somatostatina (SS) (5% de la población total) y las células que contienen
popipéptido pancreático (PP). Se sabe que estos factores están involucrados en la
regulación de la homeostasis energética, con acciones tanto periféricas como
centrales (Sun, 2007; Obici, 2003).
La insulina es secretada por las células β del páncreas, en proporción a la masa de
tejido adiposo. Evidencia experimental ha sugerido que la insulina es una hormona
involucrada en procesos metabólicos homeostáticos y reproductivos (Bruning,
2000), de proliferación y supervivencia de muchas de las células de mamíferos,
incluyendo las de los islotes pancreáticos. Es considerada una poderosa señal de
saciedad; es secretada en condiciones postpandriales o de incrementos en
concentraciones de glucosa en plasma. Disminuye durante el ayuno o en bajas
concentraciones de glucosa en sangre (Schwartz, 2005). Entre muchas de sus
funciones, resaltan aquellas relacionadas con el control del balance energético y
glucostático del organismo.
14

La insulina participa activamente en el control de la homeostasis glucostática del
organismo; es la reguladora primaria de las concentraciones de glucosa en sangre:
aumenta la captación de glucosa del tejido adiposo y músculo esquelético,
estimulando la translocación del transportador de glucosa GLUT4 decompartimientos intracelulares a la superficie celular (Saltiel, 2001). También inhibe
la producción hepática de glucosa (HGP) por medio de un efecto directo sobre los
hepatocitos e indirecto sobre tejidos extrahepáticos sensibles a la insulina, vía
señales humorales y neurales (Prodi, 2006).
El cerebro es considerado un órgano blanco de la insulina, aunque su captación de
glucosa no es dependiente de insulina. El receptor de insulina está presente en
muchas áreas cerebrales, especialmente en el hipotálamo, donde se ha demostrado
que la insulina dirige muchas de las funciones fisiológicas mencionadas
anteriormente (Porte, 2005). La administración de insulina en el tercer ventrículo
(3v) resulta en un decremento dosis dependiente en la ingesta de alimento y el peso
corporal (Plum, 2006; Benoit, 2002), además de generar contrarregulación tras
estados hipoglucémicos y un incremento en la estimulación autonómica (Obici,
2002). En particular, se ha demostrado que muchos de los efectos anorexigénicos
de la insulina, como la disminución en la ingesta de comida, están mediados por el
hipotálamo medio basal (Plum, 2006; Benoit, 2002 Obici, 2002). El ARC, área del
hipotálamo medio basal, han sido identificada como esencial para el control de la
insulina sobre el metabolismo de lípidos (Van de Hoek, 2004; Scherer, 2011).
El hipotálamo medio basal, a su vez, también dirige los efectos de la insulina sobre
el metabolismo glucostático. La administración de insulina en el hipotálamo
mediobasal, especialmente en el ARC, decrementa los niveles de glucosa
plasmáticos, mediante el SNA, inhibiendo así la HGP (Prodi, 2006; Obici, 2002; Van
de Hoek, 2008; Pocai, 2005).
b) Circuitos hipotálamicos de integración de señales de hambre y saciedad
La fuerte influencia de las hormonas mencionadas anteriormente, sobre el
metabolismo energético, ha llevado a la necesidad de construir modelos de acción
15

en donde el cerebro, y el hipotálamo en particular, son el centro de integración
homeostática. Estos modelos asumen que la información nutricional proviene de un
flujo constante de señales de hambre y saciedad provenientes del sistema
gastrointestinal y el tejido adiposo, que al ser integradas por el SNC, desencadenan
una respuesta neural en donde neuropéptidos anorexigénicos y orexigénicos se
comunican con neuronas del SNA, ajustando las funciones endocrinas de los
diferentes órganos, con el fin de encontrar un balance energético y estabilizar los
depósitos de grasa corporales (Castañeda, 2010; Fliers, 2003; Kreier, 2002; Yi,
2010; Wu, 2004; Morton, 2006).
El sensado y respuesta a estas señales nutricionales depende directamente de la
presencia de receptores específicos en el SNC y del acceso de estas sustancias al
tejido nervioso. El acceso de sustancias al SNC se encuentra restringido por la
barrera hematoencefálica, que previene que moléculas grandes o polares pasen de
la circulación periférica al líquido cefaloraquídeo (LCR) y viceversa (Cottrell, 2004).
La barrera está formada por uniones estrechas entre las células endoteliales que
rodean los microvasos cerebrales (Abbott, 2006); por lo que el transporte de
sustancias exógenas o endógenas al cerebro se limita a sustancias lipofílicas que
presentan una tasa de difusión transcelular alta y a sustancias polares que son
sustratos de sistemas de transporte específicos (Golden, 2003). Este transporte
selecto de sustancias, regula el paso de nutrientes esenciales, aminoácidos,
péptidos, polipéptidos y proteínas; por lo que impide que muchos factores
circulantes tengan acceso ilimitado al SNC, al mismo tiempo que previene que
neuropéptidos y factores de crecimiento que se producen en el SNC se difundan a
la circulación. A pesar de la gran limitación de transporte de sustancias a través de
la barrera hematoencefálica, existen áreas que permiten una interfase entre el
cerebro y la periferia; éstas áreas han sido denominadas órganos
circunventriculares (CVO). La comunicación entre las sustancias plasmáticas, el
LCR y las neuronas permite el sensado de hormonas sin alterar la constitución y
función de la barrera hematoencefálica (Pan, 2006; Fry, 2010). Se han descrito al
menos 7 áreas que cumplen con las características de los CVOs: el órgano
16

subfornical (SFO), el órgano vasculoso de la lamina terminalis (OVLT), el área
postrema (AP), la neurohipófisis, la eminencia media (EM), el lóbulo intermedio de
la glándula pituitaria y la glándula pineal (Cotrell, 2004). Estas áreas modifican su
actividad eléctrica al contacto con señales nutricionales y hormonas de la circulación
y mantienen extensa comunicación con áreas hipotalámicas, del tallo cerebral y la
medula espinal, características por ser centros de integración metabólica y de
control autonómico. Estudios con lesiones y electrofisiología han demostrado que
los CVOs son sumamente relevantes para el control y modulación cardiovascular,
el balance de fluidos corporales, una respuesta inmune adecuada y el balance
energético (Cotrell, 2004; Ganong, 2000; Alim, 2010; Fry, 2010; Wang, 2008). En
particular la EM ha resaltado en el control de funciones metabólicas importantes
para el balance energético. La proximidad que presenta con el ARC y el contacto
con sustancias de la circulación, (Yi, 2006; Grill, 2009) le permite el sensado de
señales nutricionales con umbrales más amplios de modulación de la actividad
eléctrica de las neuronas, en comparación con otras áreas hipotalámicas que se
encuentran protegidas por la barrera hematoencefálica (Levin, 2004; Faozi, 2007).
El ARC presenta un umbral más amplio de respuesta entre diferentes hormonas y
metabolitos, tales como glucosa (Levin, 2004), leptina (Irani, 2008), ácidos grasos
(Migrenne, 2011), GLP1, CCK, amilina, PYY, grelina, adiponectina e insulina (Fry,
2010; Grill, 2009; Benoit, 2002). A pesar de que los receptores a estas hormonas
están presentes en muchas áreas del SNC; muchas de las respuestas fisiológicas
tras la administración de hormonas tales como adiponectina, leptina, insulina y
grelina, están mediadas por los receptores presentes en el ARC (Kubota, 2007;
Coope, 2008; Hosoi, 2002; Morton, 2005; Dawson, 1997; Morton, 2003; Obici, 2002;
Konner, 2007; Andrews, 2008). En particular el hipotálamo mediobasal se ha
descrito como un área sensora esencial para el control del metabolismo energético
(Cone, 2001). Sólo el ARC contiene al menos 9 poblaciones neuronales que
secretan distintos péptidos relacionados con el metabolismo energético (Parker,
2012). En particular, dos poblaciones han resaltado por su rol determinante en las
funciones de ingesta y gasto energético. Las neuronas de neuropéptido Y (NPY),
que coexpresan el péptido relacionado a agouti (AgRP), ubicadas en la parte vm del
17

ARC y las de hormona estimulante de melanocitos a (a MSH), que coexpresan el
transcripto regulado por cocaína y metanfetaminas (CART), ubicadas en la porción
lateral del ARC, son indispensables para el correcto balance energético. Las
neuronas de NPY y AgRP han sido clasificadas como orexigénicas (promueven la
ingesta de comida y decrementan el gasto energético); en cambio las neuronas de
a MSH y CART son consideradas anorexigénicas (reducen la ingesta e incrementan
el gasto energético) (Sanchéz-Lasheras, 2010).
El ARC presenta proyecciones aferentes y eferentes con otras áreas hipotalámicas
y extra hipotalámicas, que han sido descritas como parte de los circuitos esenciales
para el control del metabolismo energético. Estos circuitos median las acciones
orexigénicas y anorexigénicas de los neuropéptidos mencionados. En particular, el
ARC mantiene una densa comunicación recíproca con el PVN, DMH, LH y en menor
densidad con el VMH (Williams, 2001; Berthoud, 2002; Yi, 2006; Xu, 2003).
Proyecciones de NPY y a MSH provenientes del ARC han sido descritas
principalmente en elPVN y LH (Cone, 2005; Williams, 2004), y con una menor
densidad en el VMH (Xu, 2003). La importancia de la innervación a estos núcleos
se ha comprobado en estudios con lesiones y knockdowns de poblaciones
específicas neuronales, que han mostrado que el PVN, DMH, LH y VMH son
importantes para el control del balance energético. El DMH es considerado una
interfase de integración y relevo entre las áreas hipotalámicas y otras áreas del
SNC, tales como el tallo cerebral, el mesencéfalo y la médula espinal (Buijs 2006),
se encuentra inervado ampliamente por las neuronas de NPY y a MSH (Cone,
2005). El DMH proyecta al PVN, que contiene poblaciones neuronales de CRH, de
hormona liberadora de tirotropina (TRH) y de oxitocina: todas involucradas en la
regulación del metabolismo energético (Berthoud, 2002). El LH es considerado el
núcleo hipotalámico mayormente interconectado con el resto del cerebro, mantiene
diversas proyecciones eferentes, proyecta a todas las diferentes cortezas
cerebrales, a la formación hipocampal, amígdala, tálamo, cerebro medio, puente,
tallo cerebral, hipotálamo y medula espinal. Contiene al menos 3 poblaciones
neuronales involucradas en el control del balance energético: orexinas, hormona
18

concentradora de melanina (MCH) y dinorfinas (Berthoud, 2002). Recibe aferencias
sustanciales de NPY, el mayor incremento de ingesta después de la inyección de
NPY en diferentes núcleos hipotalámicos, es observado después de su
administración en el LH. A su vez también recibe aferencias provenientes de
neuronas de a MSH, endorfinas y CART (Berthoud, 2002). Su estimulación
incrementa la ingesta de alimento y su lesión causa anorexia y pérdida de peso
(Williams, 2001). Por otro lado, las lesiones del VMH generan un fenotipo de
hiperfagia y obesidad, y a pesar de que las proyecciones entre el ARC y el VMH
han sido motivo de discusión, sus neuronas expresan receptores a melanocortinas
y a NPY, sugiriendo que reciben aferencias directas del ARC. Sus neuropéptidos:
el factor neurotrópico derivado de cerebro (BDNF) y el factor esteroidogénico 1 (SF-
1) han sido directamente relacionados con el control del balance energético,
especialmente mediando las acciones de leptina en el balance energético (Dhillon,
2006; Xu, 2003; Sánchez-Lasheras, 2010). El VMH aumenta su activación tras
realimentación (Johnstone, 2006) y está directamente involucrado en el sensado y
respuesta a episodios hipoglucémicos y en respuesta a leptina, incrementando la
toma de glucosa en tejidos periféricos (Minokoshi, 1999; Sánchez-Lasheras, 2010).
Los núcleos mencionados anteriormente mantienen comunicación autonómica
eferente y aferente mediada por relevos de segundo o tercer orden, que modifican
la actividad y la fisiología de órganos periféricos, tales como el hígado, el páncreas,
los intestinos y tejido adiposo. A su vez, también permite que el SNC éste informado
del estado fisiológico de los órganos periféricos. Fibras aferentes provenientes del
tracto gastrointestinal, páncreas, tejido adiposo e hígado estimulan la vía aferente
visceral - central, que proyecta a neuronas ubicadas en la médula, puente,
hipotálamo y cerebro anterior ventral (La Fleur, 2000; Buijs, 2001; Kreier, 2002).

i. Integración hipotalámica del metabolismo durante el ayuno y la realimentación.
Durante procesos como el ayuno o la realimentación los circuitos hipotalámicos
mencionados y su salida autonómica juegan un papel fundamental en la regulación
de ingesta y en la utilización de sustratos energéticos. Cambios en hormonas y
metabolitos plasmáticos son integrados en el hipotálamo, quien a través de su salida
autonómica, regula procesos de HGP, termogénesis e ingesta de alimento (Blouet,
2010). Durante el ayuno, la grelina es secretada por el estómago, y es sensada
primariamente a nivel del ARC, donde las neuronas positivas a NPY/AgRP se
activan, y propagan la señal al PVN y al LHA; lo que resulta en una respuesta
orexigénica, iniciando la ingesta de alimento, aumentando la oxidación de
carbohidratos y el almacenamiento de grasas (Currie, 2005; Solomon, 2007).
Asimismo cuando la grelina aumenta, la leptina e insulina disminuyen. La
disminución de ambas hormonas, resulta en la activación de las neuronas positivas
a NPY/AgRP, quienes transmiten información orexigénica a través de los circuitos
previamente mencionados (Sahu, 2004; Irani, 2008; Kleinridders, 2009).
Durante la realimentación, las señales de saciedad a largo plazo, principalmente
hormonas secretadas en el tejido adiposo y el tracto gastrointestinal, como la leptina
y la insulina modulan la respuesta homeostática postpandrial esencial para la
utilización y almacenamiento de la energía ingerida. La insulina es secretada
postpandrialmente, principalmente en respuesta al incremento de glucosa en
plasma, además de la influencia autonómica para su secreción y acción en órganos
periféricos (Sun, 2010). La insulina actúa mayormente en el ARC, a través del cual
modula la supresión de HGP y la inhibición de la ingesta de comida (Prodi, 2006;
Obici, 2002; Morton, 2006), incrementando los niveles de a MSH y decrementando
los niveles de AgRP. Además es capaz de inhibir la producción de NPY y su
actividad neuronal tras la activación de aferencias GABAérgicas (Sato, 2005). Por
otro lado, la leptina actúa en el ARC para inhibir la ingesta de alimento e incrementar
la actividad locomotora postprandrial, adicionalmente regula la homeostasis
glucostática y la sensibilidad a insulina periférica (Coppari, 2005; Berglund, 2012).
20

Activa las neuronas a MSH e inhibe las neuronas NPY/AgRP, a través de la
activación de la vía JAK2/STAT3 e IRS/PI3K (Niswender, 2003; Morton, 2006).
Una vez que estas dos señales adipostáticas activan a MSH, estas neuronas se
comunican con el PVN, donde activan neuronas de CRH y oxitocina. A su vez, estas
neuronas se comunican con el tallo cerebral, lo que genera una respuesta
autonómica para la regulación de la homeostasis energética (Morton, 2006). La
leptina también puede ejercer una acción anorexigénica a través de la activación
directa del NTS (Hosoi, 2002); sin embargo, varios estudios resaltan la modulación
del hipotálamo anterior en la respuesta a señales de saciedad en el NTS (Morton
2005).
ii. Neuronas inhibidas o responsivas a la glucosa
Adicionalmente a la información nutricional hormonal, la disminución o aumento de
metabolitos en plasma, como la glucosa y los ácidos grasos, también modifica la
actividad y respuesta fisiológica de estos circuitos hipotalámicos. Distintos modelos
se han propuesto para tratar de explicar los mecanismos intracelulares mediante los
cuales las neuronas hipotalámicas pueden sensar los niveles de metabolitos
plasmáticos, que posteriormente serán utilizados para la producción de
combustibles de las células.
El sensado hipotalámico de glucosa plasmática está mediado por mecanismos
intracelulares que definen la identidad de diferentes neuronas glucosensitivas.
Estos mecanismos involucran la toma de glucosa por el transportador de glucosa
GLUT2, la fosforilación de la glucocinasa y el consecuente metabolismo de glucosa
que modifica la tasa intracelular ATP/ADP. Esto causa la apertura o el cerrado de
los canales de potasio sensibles a ATP (Katp), la despolarización o híper
polarización de la membrana, la entrada de calcio y la secreción de
neurotransmisores.
Las neuronas inhibidas por glucosa (GI), se activan cuando los niveles de glucosa
plasmática e intracelular disminuyen; su activación produce la liberación de
21

transmisores orexigénicos que producen un incremento en la ingesta de comida y
la iniciación de respuestas contra regulatorias, como la secreción de glucagón,
epinefrina, norepinefrina y corticosterona. La secreción de estos factores produce
un incremento en la glucogenólisis, la inhibición de la secreciónde insulina
pancreática, la disminución de la toma de glucosa periférica y un aumento en la
gluconeogénesis hepática, lo que aumenta los niveles de glucosa en plasma. Las
neuronas GI están mayormente distribuidas en el LH, ARC, PVN, NTS y DMV
(Marty, 2007; Routh, 2002). La activación de las neuronas GI en estas áreas media
las respuestas contra regulatorias; sin embargo el ARC y el complejo vagal (NTS y
DMV) contienen, adicionalmente a las GI, neuronas que son sensibles a rangos más
amplios en los cambios de glucosa extracelular (HGI), (Ritter, 2000), que en el caso
del ARC se han identificado en su mayoría como NPY/AgRP (Marty, 2007). El
noqueo del transportador GLUT2 en estas neuronas bloquea el inicio de
alimentación después de un episodio hipoglucémico (Bady, 2006), además de que
modifica la termorregulación y la sensibilidad a leptina durante el ayuno (Mounien,
2010).
Durante el estado postpandrial, las neuronas glucosensitivas que se activan tras un
incremento en la glucosa plasmática, han sido descritas como neuronas que se
excitan con glucosa (GE), incrementan su disparo cuando los niveles de glucosa
extracelular aumentan. Su activación induce la utilización de glucosa del tejido
adiposo y músculo, además de suprimir la secreción de glucagón. Las neuronas GE
se encuentran principalmente en el VMH, ARC, PVN, NTS y DMV (Marty, 2007).
La integración hipotalámica de todas estas señales constituye la fisiología durante
el ayuno y la alimentación, lo que permite tener un balance fisiológico adecuado en
el organismo. Este balance es orquestado principalmente por el hipotálamo, donde
el hipotalámo mediobasal representa una etapa esencial del proceso de sensado e
integración hormonal y de metabolitos (Fig 1).
22

Figura 1. Integración hipotalámica de hormonas y metabolitos. La integración y respuesta
conductual se genera tras la integración de hormonas y metabolitos en los núcleos
hipotalámicos, con la principal entrada y sensado del ARC. Figura modificada de Yeo, 2012.
4. Ritmos circadianos en el balance energético: el NSQ, el reloj
biológico del organismo
Todos los organismos estamos expuestos a variaciones cíclicas del ambiente que
son biológicamente importantes para la adaptación al medio externo, tales como el
ciclo luz – oscuridad, de temperatura y humedad, la disponibilidad de alimento, las
estaciones del año, y eventos arbitrarios que involucran la correcta adaptación del
organismo a su ambiente. Los ritmos biológicos son ciclos fisiológicos, metabólicos
y conductuales que se repiten periódicamente y nos permiten adaptarnos y anticipar
Salida autonómica
23

estos eventos periódicos geofísicos causados, principalmente por la rotación de la
tierra (Guilding, 2007; Kalsbeek, 2011).
Los ritmos circadianos son ciclos con un período cercano a 24 horas en diferentes
parámetros fisiológicos, incluso en ausencia de señales temporales externas.
Algunos ejemplos de ritmos circadianos, incluyen: el ciclo de sueño – vigilia, de la
temperatura corporal, del ritmo cardiaco, de funciones cognitivas, como la atención
y de secreción de hormonas. La anticipación a eventos de alimentación y descanso,
permiten al organismo sobrevivir, mantener la homeostasis y prevenir su alteración,
ahorrando energía y combustible para los momentos en que escasea la comida
(Ruiter, 2006; Hastings, 2003). Con el fin de ahorrar energía, el organismo mantiene
ventanas de tiempo en las que el senso de variables metabólicas y fisiológicas, tales
como hormonas, metabolitos, temperatura, presión arterial, el nivel osmótico de la
sangre, etc. y sus respuestas contrarregulatorias son más o menos eficientes (Scott,
2006),. Estas ventanas de tiempo cumplen un papel fundamental en la preparación
del organismo para gastar y adquirir energía durante el período de actividad y lo
proveen de estrategias para reservar la energía durante el período de descanso,
(Ruiter, 2006).
En mamíferos, los ritmos circadianos están organizados por el sistema circadiano,
que consiste principalmente de un oscilador maestro, el NSQ localizado en el
hipotálamo y de osciladores periféricos. Tanto el NSQ, como los osciladores
periféricos, están conformados por toda clase de células capaces de oscilar en el
tiempo. Estas oscilaciones están basadas en mecanismos moleculares, que
consisten en asas de retroalimentación transcripcional y traduccional negativa
autorregulada, en las que los productos proteicos de genes reloj se introducen al
núcleo de la célula y suprimen la transcripción de los genes que iniciaron su
trascripción originalmente. Los complejos proteicos, resultados de la transcripción
de genes reloj identificados como Bmal1 y Clock, se unen a las secuencias
estimuladoras de las cajas E de los genes Per1, Cry y REVERBa. Después de
retrasos causados, por la transcripción, traducción, dimerización y entrada al núcleo
de dímeros Per/Cry, se inhibe la trascripción de los genes Per y Cry. Al mismo
24

tiempo, las proteínas Per, Cry y REVERBa se acumulan en el citoplasma de la
célula, se dimerizan y se translocan al núcleo, donde inhiben la actividad de Clock-
Bmal1, por lo que a su vez inhiben su propia transcripción. Todos estos procesos
se repiten en un período de casi 24 horas, dando paso a las oscilaciones de los
ritmos circadianos. Las mutaciones de estos genes se asocian con la alteración de
estabilidad, amplitud o la longitud del periodo de ciclos de actividad y disparo
eléctrico de las neuronas del NSQ (Guilding, 2007; Welsh, 2010; Hastings, 2003).
Aunque casi cada célula u órgano periférico muestran oscilaciones de genes reloj,
las células del NSQ muestran características cruciales, que lo representan como
oscilador maestro. Las células del NSQ reciben inervación de la retina, lo que les
permite sincronizarse al ciclo de luz y obscuridad; a su vez están organizadas
topográficamente, de tal manera que pueden mantenerse sincronizadas la una a la
otra en condiciones de oscuridad constante. La más importante característica es
que son capaces de generar un pronunciado ritmo circadiano autónomo de
frecuencia de disparo neuronal, lo que les permite sincronizar otras células del
cuerpo vía mecanismos directos e indirectos (de la Iglesia, 2004; Bodenstein, 2012;
Welsh, 2010; Abraham, 2010). El NSQ ha sido demostrado como oscilador maestro
debido a que las lesiones del NSQ provocan la pérdida total de ritmicidad circadiana
locomotora, del ciclo sueño-vigilia, de variables fisiológicas como la temperatura y
hormonal (Buhr, 2010; Kalsbeek, 2011). A su vez, el transplante de tejido fetal del
NSQ en el tercer ventrículo de animales anteriormente lesionados del NSQ, y por lo
tanto arrítmicos, restablece la ritmicidad locomotora y hormonal, lo que demuestra
una vez más que el NSQ es el oscilador maestro (mencionado en Dibner, 2010).
El NSQ utiliza diferentes mecanismos para sincronizar al resto del organismo, a
través de señales neuronales (SNA), hormonales y conductuales. El NSQ mantiene
proyecciones neurales con neuronas neuroendocrinas y preautonómicas en el
hipotálamo; de esta manera controla rítmicamente la secreción de hormonas y
actividad neural de ambos grupos neuroendocrinos y autonómicos. El NSQ controla
la secreción rítmica de numerosas hormonas, algunos ejemplos, clave para la
sincronización de osciladores periféricos abarcan corticosterona, melatonina y
25

vasopresina (VAP) (Kalsbeek, 2011; Kalsbeek, 2007). Así el NSQ comunica su
mensaje temporal a través del control de la secreción de estas hormonas y de la
comunicación neural que mantiene con grupos hipotalámicos autonómicos.
Específicamente, estudios neuroanatómicos y funcionales han mostrado que el
NSQ utiliza diferentes grupos neuronales para comunicar mensajes específicos a
los osciladores periféricos; estos han sido clasificados en 4 grupos neuronales
funcionales(Kalsbeek, 2011; Kreier, 2003):
1. Neuronas hipotalámicas que proyectan a la pituitaria, y modulan la secreción
de hormonas en la circulación sanguínea.
2. Neuronas hipotalámicas que proyectan al SNA y selectivamente afectan vías
simpáticas o parasimpáticas a órganos periféricos.
3. Neuronas hipotalámicos que sirven de intermediarias entre el NSQ y
neuronas neuroendocrinas, o núcleos hipotalámicos para el control de
variables fisiológicas como la temperatura y la secreción de hormonas en los
órganos periféricos.
4. Neuronas talámicas, que sirven de intermediarias para la sincronización de
la actividad locomotora al ciclo de luz-obscuridad.
La comunicación que el NSQ mantiene con estos grupos neuronales, organiza la
sincronización de los osciladores periféricos, al ciclo luz-obscuridad. A pesar de la
capacidad del NSQ de sincronizar al organismo, las proyecciones neurales que
presenta con el resto del cerebro son limitadas. Diferentes estudios han mostrado
que el NSQ transfiere su información rítmica, principalmente al hipotálamo medial,
especialmente al área preóptica medial (MPO), al DMH y al núcleo
subparaventricular (subPVN). A su vez; transfiere, con una menor densidad axonal,
información a otras neuronas neuroendocrinas en otras áreas hipotalámicas y
extrahipotalámicas, tales como el PVN, ARC, LH, área retroquiasmática, el núcleo
de la stria terminalis, el septum lateral y la hojuela intergeniculada (IGL) (Guilding,
2007; Dibner, 2010; Kalsbeek, 2011; Yi, 2006). A través de las proyecciones que
26

mantiene principalmente con núcleos autonómicos como el DMH y el PVN regula
indirectamente áreas simpáticas como el IML o áreas parasimpáticas como el DMV.
A su vez, estas áreas proyectan a diferentes órganos como el hígado, el páncreas,
el TAB, el corazón, la glándula adrenal y la glándula tiroides (Kreier, 2003, Kalsbeek,
2011).

Figura 2. Comunicación simpática y parasimpática del NSQ a los órganos periféricos. El
NSQ contiene neuronas simpáticas (verde) y parasimpáticas (rojo) que proyectan a otros
núcleos hipotalámicos que transfieren la información al DMV, y al IML, que a su vez
proyectan a diferentes órganos periféricos, regulando así su fisiología y ritmicidad. Tomado
de Buijs, et al (2001).
27

El NSQ también recibe información neural fótica y no fótica de otras áreas
cerebrales a través de 3 vías principalmente: a través del tracto retinohipotalámico,
del tracto geniculo hipotalámico y a través de proyecciones serotoninérgicas de los
núcleos rafé. Estas vías le permiten sincronizarse a sincronizadores, llamados
zeitgebers (zt), que son definidos como claves exógenas que son capaces de
sincronizar ritmos endógenos. El zt que sincroniza con mayor eficacia al NSQ es la
luz (Dibner, 2010).
Adicionalmente, el NSQ recibe aferencias del ARC, del órgano subfornical, de la
amígdala medial, de la IGL, del subículum ventral y del núcleo parabranquial. Estos
núcleos transmiten información de alertamiento y metabólica al NSQ, lo que modula
la actividad y respuesta del NSQ a los diferentes cambios metabólicos del
organismo (Saderi, 2013; Yi, 2006).
La comunicación recíproca del NSQ y los otros sitios del SNC anteriormente
mencionados, resalta la importancia fisiológica de la sincronización que el NSQ
mantiene sobre el resto de los osciladores. Aunque algunos de estos osciladores
esclavos o semi autónomos presentan claros ritmos de oscilación de genes reloj y
metabólicos; sólo son capaces de preservarlos cuando el NSQ está intacto. Si el
NSQ es aislado quirúrgicamente del resto del cerebro, todas las áreas, por
excepción de la habénula lateral y el bulbo olfatorio, que previamente mostraban un
ritmo de expresión de genes reloj, pierden su ritmicidad (Guildings, 2007).
a) Control del NSQ sobre los ritmos metabólicos del organismo.
A través de las proyecciones neurales que el NSQ mantiene con el SNA, es capaz
de modular y controlar diferentes ritmos circadianos en la fisiología del organismo.
Su influencia sobre los ritmos de catabolismo y anabolismo sincronizan al sistema
cardiovascular y al digestivo, diferentes ejes endócrinos, el crecimiento celular, la
movilización de nutrientes y el metabolismo glucostático; que sincronizados bajo el
ciclo sueño-vigilia, orquestan la fisiología (Hastings, 2007). El control de todas estas
funciones depende de la comunicación neural autonómica que el NSQ mantiene
con los diferentes órganos del cuerpo y del control sobre los ejes endócrinos para
28

el control de secreción de hormonas. Diferentes reportes han demostrado la
existencia de ritmos de metabolitos y hormonas en plasma, tales como; el ritmo de
melatonina, cortisol o corticosterona, de tirotropina, de la hormona del crecimiento,
de prolactina, de la hormona luteinizante, de glucagón, de grelina, leptina y de
glucosa (La Fleur, 2003; Ruiter, 2003; Kalsbeek,2001; Natalucci, 2005; Morris,2011;
Smarr, 2012; Chung, 2011). Estos ritmos son modulados por las proyecciones
multisinápticas del NSQ a los diferentes órganos y glándulas, tales como la glándula
pineal, el corazón, los riñones, la corteza de la glándula adrenal, el hígado, el
páncreas, el bazo, el TAC y el TAB (Hastings, 2007; Morris, 2011; Buijs, 2001;
Kreier, 2006; La Fleur, 2000; Kohsaka, 2012). A través de estas proyecciones,
funciones como lipólisis y lipogénesis, sensibilidad a insulina, toma de glucosa, la
presión sanguínea, el ritmo cardiaco, el metabolismo del colesterol y de
aminoácidos; son controladas por el NSQ a través de la regulación circadiana del
tono simpático y parasimpático, del transcriptoma y de la modulación circadiana de
la actividad de enzimas reguladoras del metabolismo en el hígado, en el TAB y en
la glándula adrenal (Akhtar,2002; Kreier, 2006; Kohsaka, 2012; Froy, 2007;
Kalsbeek, 2006).
i. Control del NSQ sobre el metabolismo de la glucosa.

El control del NSQ sobre el metabolismo de la glucosa ha sido ampliamente
estudiado; su influencia es evidente en el ritmo de glucosa en plasma, el cual se
caracteriza por una acrofase al final del período de descanso y al principio del
período de actividad (que en el caso de animales nocturnos es zt11) y por un nadir
al principio del período de descanso y al final del período de actividad (que en el
caso de animales nocturnos es zt2). El incremento de glucosa plasmática al principio
del período de actividad, coincide con las acrofases de otras hormonas, que también
están involucradas en el metabolismo glucostático, como la corticosterona. La
relevancia del aumento y la disminución de las concentraciones plasmáticas de
glucosa reportados anteriormente, se ha interpretado como un mecanismo de
anticipación del organismo a los eventos de alimentación y actividad, que
29

orquestado por el NSQ, asegura que éste tendrá la energía y la capacidad suficiente
de adaptarse a las exigencias del medio ambiente (La Fleur, 2003). El NSQ controla
este ritmo, principalmente a través de la modulación de HGP, por medio de las
proyecciones simpáticas que mantiene con el hígado. Así, independientemente del
ritmo de conducta alimenticia, el NSQ modula las concentraciones de glucosa
plasmática durante todo el período de actividad y descanso, con el fin de modular y
apoyar la fisiología rítmica del organismo (La Fleur, 1999; Kalsbeek, 2006).
Adicionalmente, el NSQ controla la tolerancia a la glucosa del organismo. Diferentes
estudios han mostrado que, al igual que el ritmo de concentraciones de glucosa
plasmática, humanos y otras especies presentan una mayor toma de glucosa por
parte de los tejidos periféricos al principio del período de actividad (zt11), mientras
la menor toma de glucosa sucede al principio del periodo de descanso (zt2). Estos
estudios han mostrado que el ritmo de tolerancia a la glucosa se debe
principalmente a la modulación de la tomade glucosa independiente de insulina, ya
que el ritmo de tolerancia a la glucosa no se asocia con una mayor secreción de
insulina o un aumento de la toma de glucosa de pendiente de insulina por los tejidos
periféricos (La Fleur y col., 2001; La Fleur, 2003).
Estudios con lesiones del NSQ han mostrado que la influencia circadiana del NSQ
sobre la homeostasis glucostática es principalmente de carácter inhibitorio, durante
el período de descanso. La lesión del NSQ resulta en el incremento de las
concentraciones plasmáticas de glucosa y de la toma de glucosa por parte de los
tejidos periféricos durante el período de descanso (La Fleur, 1999; La Fleur, 2003;
Kalsbeek, 2006). Adicionalmente, han mostrado que la influencia inhibitoria del NSQ
sobre la homeostasis glucostática, depende de sus aferencias al hígado simpáticas
y parasimpáticas; la administración de bloqueadores autonómicos en el hígado
resulta en la prevención de la hiperglicemia, generalmente observada tras la lesión
del NSQ (Kalsbeek, 2006).
La importancia fisiológica del control glucostático por parte del NSQ, ha sido
explicada con estudios que demuestran que la alteración del NSQ, resulta en el
desarrollo del síndrome metabólico y diabetes (Xie, 2013; Turek, 2005; Coomans,
2013).
30

ii. Interacción del NSQ con el ARC
Las proyecciones que el NSQ mantiene con los CVOs, hacen posible que el NSQ
module la sensibilidad de estas áreas a los niveles plasmáticos de glucosa. Una de
las áreas que ha sido reportada puede modular la actividad del NSQ y puede ser
modulada por el NSQ, es el ARC. Distintos estados metabólicos como el ayuno o la
realimentación modifican la actividad de las neuronas del NSQ (evaluado a través
de la cuantificación de c-fos) e ilustrado en experimentos realizados en ratas
(Saderi, 2013). Específicamente, la administración de grelina a ratas (como un
estímulo de hambre), inhibe la activación del NSQ a un pulso de luz, modificando
así los cambios de fase conductuales provocados por pulsos de luz (Yi, 2008). Así
mismo, la administración de leptina a ratas (como un estímulo de saciedad) produce
avances de fase a nivel conductual y en rebanadas in vitro del NSQ (Prosser, 2003).
Como se ha descrito anteriormente la grelina y la leptina impactan en el ARC para
modificar la respuesta metabólica del organismo al ayuno o a la realimentación. Por
lo que se ha propuesto que el ARC comunica información nutricional del organismo
al NSQ, lo que impacta en la activación del NSQ para modificar la fisiología rítmica
en episodios de hambre o saciedad (Yi, 2006). A su vez, el NSQ modifica la
respuesta del ARC a los estados metabólicos del organismo. La activación del ARC
al ayuno durante el período de luz – obscuridad, presenta una ritmicidad, que puede
ser modificada cuando se presentan pulsos de luz que modifican al NSQ (Guzmán-
Ruiz, 2014). Por lo que la interacción entre estos dos núcleos representa circuitos
clave para la modulación de los ritmos circadianos durante diferentes estados
metabólicos, que puede ser relevante para el estudio de la influencia de la ritmicidad
sobre el desarrollo del síndrome metabólico, obesidad y diabetes.
5. Planteamiento del problema
Los niveles de glucosa plasmáticos están regulados para mantenerse en estrictos
rangos durante el día. Estos límites varían durante la noche y el día y son
principalmente orquestados por el NSQ. Por otro lado, el ARC es una estructura
31

indispensable para la correcta modulación del metabolismo glucostático bajo
diferentes condiciones nutricionales. Por lo que en este estudio investigamos la
posibilidad de que el NSQ comunique señales temporales al ARC para modular su
respuesta a diferentes estados energéticos en condiciones metabólicas negativas,
como el ayuno y la hipoglucemia. Principalmente, nos planteamos la posibilidad de
que el NSQ modifique en las neuronas orexigénicas (NPY) del ARC la sensibilidad
a hormonas o metabolitos plasmáticos, en particular en estados de ayuno o
hipoglucemia. Para determinar la regulación circadiana se explorarán dos puntos
temporales críticos para la ritmicidad glucostática: al principio del período de
actividad (zt2) y al principio del periodo de descanso (zt11). En base a lo
anteriormente reportado, la influencia del NSQ sobre la fisiología glucostática es
principalmente de naturaleza inhibitoria; por lo que adicionalmente investigamos los
mecanismos que median la modulación de la sensibilidad del ARC a estados
metabólicos negativos.
Objetivos:
General: Determinar la relación funcional entre el NSQ y el ARC en estados
metabólicos negativos: ayuno e hipoglucemia.
Hipótesis
General: El NSQ modulará temporalmente la activación del ARC al ayuno y a la
hipoglucemia.
Para presentar los experimentos de una manera más organizada, los métodos y los
resultados se dividirán en tres etapas que cubren diferentes objetivos específicos:
Etapa 1: Variación rítmica del sensado de glucosa del ARC.
Objetivo específico: Determinar la temporalidad de la activación neuronal del ARC
en condiciones de ayuno e hipoglucemia.
 Hipótesis: La sensibilidad del ARC a la hipoglucemia variará temporalmente,
incrementándose en puntos temporales cercanos al período de actividad.
32

Etapa 2: Influencia del NSQ sobre la variación temporal de sensibilidad del ARC a
la hipoglucemia.
Objetivo específico: Explorar la naturaleza de la influencia del NSQ sobre la
temporalidad de activación neuronal del ARC.
 Hipótesis: El NSQ modulará la sensibilidad del núcleo ARC a la hipoglucemia a
través de comunicación neural.
Etapa 3: Comunicación neural entre el NSQ y el ARC.

Objetivo específico: Explorar la naturaleza de las fibras neurales que comunican al
NSQ con el ARC. Explorar si potencialmente éstas pueden mediar la temporalidad
en el sensado de la hipoglucemia por el ARC.
 Hipótesis: Las fibras en el ARC provenientes del NSQ serán de naturaleza
inhibitoria. Específicamente GABAérgicas.

6. Método
a) Sujetos y condiciones experimentales.
78 ratas macho de la cepa Wistar, de 300 gramos aproximadamente, se alojaron
individualmente en cajas de acrílico transparente (32X47X20 cm) en un cuarto con
control de la temperatura constante (23+/- 2 C) y un ciclo de iluminación 12:12 h
(encendido de las luces a las 7 am). Éstas fueron utilizadas para todos los
experimentos de las diferentes etapas experimentales. Posterior a las cirugías
correspondientes para cada experimento, las ratas tuvieron acceso a agua y comida
ad libitum. Después de la realización de la cirugía, los animales fueron manipulados
diariamente, con el fin de familiarizarlos al manejo y controlar los niveles de
corticosterona y glucosa plasmáticos.

b) 2dg: hipoglucemiante celular.
Para producir un estado de hipoglicemia se utilizó la 2 deoxi-glucosa, que es un
análogo de la glucosa. La 2 dg es introducida competitivamente por los
transportadores de glucosa a las células. Tras dosis bajas los satura, reduciendo el
transporte de glucosa al interior de la célula. También inhibe la actividad de la
enzima fosfohexosa isomerasa, deteniendo el proceso de glucolisis de la célula
(Nakada, 1956; Young, 2000). La inyección de 2 dg produce hipoglucemia
intracelular, resultado de la saturación del transporte de glucosa y la incapacidad de
metabolizarla (Marin-Spiotta, 2004). A su vez dispara una serie de respuestas
contrarregulatorias, tales como una elevación de glucosa plasmática, glucagón,
corticosterona, epinefrina y un aumento en la ingesta de alimento (Marin-Spiotta,
2004; Muller, 1974; Alquier, 2007); sin que su administración provoque la secreción
de insulina (Muller, 1974).
Aunque cuando es suministrada en la circulación general se observa el mismo
fenómeno intracelular, la mayoría de las células no sólo utilizan la glucosa como
fuente de energía, por loque su recuperación es de menor complicación. En cambio
el cerebro es incapaz de producir su propia glucosa y depende de la glucosa de la
circulación para su obtención principal de energía (Peters, 2004), por lo que la
utilización de 2dg como hipoglucemiante celular genera un modelo de hipoglucemia
cerebral específica independiente de la secreción de insulina (Muller, 1974).
c) Procedimientos realizados en los sujetos experimentales.
Con previa anestesia (un cóctel de Xilasina y Ketamina), 30 ratas fueron
implantadas con una cánula en el tercer ventrículo según las coordenadas tomadas
del atlas estereotáxico de Paxinos y Watson (1986) antero posterior (AP) 5 mm,
lateral (L) 0 mm, ventral (V) 6.6 mm. Simultáneamente fueron implantadas con un
catéter en la vena yugular, para la obtención de muestras sanguíneas. Se
obtuvieron muestras sanguíneas a los 0, 15, 30, 60 y 120 minutos después de la
34

inyección, posteriormente se perfundieron y se obtuvieron los cerebros para su
análisis.
Adicionalmente para la etapa 2, 15 ratas macho Wistar fueron lesionadas
unilateralmente del NSQ, usando corriente electrolítica, .45 μA durante un minuto,
con las coordenadas AP 4 mm, L 2mm y V 8.2mm.
d) Diseño experimental por etapas.
Etapa 1: Variación rítmica del sensado de glucosa del ARC.
Animales previamente canulados en el tercer ventrículo y en la vena yugular fueron
divididos en 6 grupos experimentales; a 4 grupos (n=5) se les administró
intracerebroventricularmente 2DG, en dos diferentes concentraciones (2.5 mg/kg y
5 mg/kg) en ZT2 o ZT11. Los otros dos grupos fueron inyectados con solución salina
al .9% en los mismos dos puntos temporales. Para el análisis se realizaron
inmunohistoquímicas para determinar c- Fos (marcador de activación neuronal) y
NPY. En las muestras sanguíneas se analizó la concentración de glucosa con un
método enzimático.

Figura 3. Diseño experimental de la etapa 1.

Etapa 2: Influencia del NSQ sobre la variación temporal de sensibilidad del ARC a
la hipoglucemia.
Resultados no publicados de experimentos de inoculación de CTB en el NSQ,
muestran que la mayoría de los axones del ARC provenientes del NSQ, son
unidireccionales. Por lo que en esta etapa experimental se plantearon los siguientes
objetivos:
Etapa 2.1: Activación neuronal e identificación de poblaciones neuronales
involucradas de ratas lesionadas unilateralmente y bajo condiciones de ayuno.
15 ratas macho Wistar fueron lesionadas unilateralmente del lado derecho del NSQ.
Tras un período de recuperación de 5 días, fueron ayunadas por 2 días y
sacrificadas en ZT2. Adicionalmente se incluyeron dos grupos controles no
lesionados (n=5), que fueron ayunados por dos días y sacrificados en ZT2 y ZT11.
Se perfundieron y sus cerebros fueron analizados para la proteína c – Fos y NPY.

Figura 4. Diseño experimental de la etapa 2.1.
36

Etapa 2.2: Activación neuronal e identificación de poblaciones neuronales
involucradas de ratas lesionadas unilateralmente y bajo condiciones de
hipoglucemia.

30 ratas macho Wistar fueron lesionadas unilateralmente del NSQ e implantadas
con un catéter en la vena yugular. Se dividieron en 2 grupos, uno al que se le
administró solución salina como grupo control y otro al que se le administró 2 DG
intravenosa (250 mg/kg). Adicionalmente se agregaron dos grupos sham, a los que
se les administró salina y 2dg. Se tomaron muestras sanguíneas a los 0, 15, 30, 60,
120 minutos después de la inyección, se perfundieron en ZT2 y se analizaron sus
cerebros para c- Fos y NPY. El plasma se analizó para concentraciones de glucosa.

Figura 5. Diseño experimental de la etapa 2.2.

Etapa 3: Comunicación neural entre el NSQ y el ARC.

Diseño experimental y manipulaciones.
3 ratas macho Wistar fueron inoculadas con un trazador retrógrado (Toxina de
cólera tipo B) en el NSQ, usando las coordenadas mencionadas anteriormente.
Después de un período de recuperación de 5 días, fueron ayunadas por 3 días, con
37

el fin de incrementar el contenido de NPY y fuera posible visualizar los cuerpos
celulares tras la inmunohistoquímica. Posteriormente se realizaron
inmunohistoquímicas para CTB y GABA para demostrar colocalizaciones de GABA
y CTB en las fibras que proyectan del NSQ al ARC.

e) Métodos generales.

 Obtención y procesamiento de cerebros
Las ratas se anestesiaron con una sobredosis de pentobarbital, y se perfundieron a
través del ventrículo izquierdo del corazón hacia la aorta con aproximadamente 150
ml de solución salina isotónica al 0.9% seguido de 150 ml de paraformaldehído 4%
en buffer fosfato ( 0.1 M, con un pH de 7.2).
Los cerebros se extrajeron y se post fijaron en paraformaldehído durante 24 horas,
posteriormente, fueron almacenados en sacarosa al 30% por aproximadamente
24 horas para su crioprotección. Cada cerebro se cortó coronalmente en un
crióstato a – 21 ° C, en cortes con un espesor de 40 m y fueron recolectados y
almacenados para su conservación.
 Inmunohistoquímica para c-fos con DAB.
Los cortes de cerebro seleccionados se incubaron con un anticuerpo primario anti
c-Fos preparado en conejo (Chemicon International) a una dilución de 1:4000 en
buffer de dilución (TBS 0.05M, 0.25% de gelatina y 0.5% de Triton X-100 pH de
7.6).(Super mix) por 2 horas a temperatura ambiente y toda la noche a 4°C con
agitación lenta.
Después se realizaron tres lavados de 5 minutos cada uno con buffer fosfatos 0.1
M, pH de 7.2.(PBS) Al terminar se incubaron el tejido en un anticuerpo secundario
biotinilado anti conejo, a una dilución de 1:400 en super mix, durante una hora a
temperatura ambiente con agitación lenta. Se lavaron nuevamente con PBS y se
incubaron con el complejo ABC a una dilución de 1:500 en supermix por una hora
38

más a temperatura ambiente con agitación lenta, por último se lavaron nuevamente
con PBS. Se realizó la reacción final con el cromógeno diaminobenzidina (DAB) (0.5
mg / ml, en trizma buffer pH 7.2), peróxido de hidrógeno de 30 Vol (15 l,) y sulfato
de amonio y níquel al 10%.(500l por cada 50 ml). Se terminó la reacción con dos
lavados de PBS.
 Doble inmunofluorescencia para c-fos y NPY.
Para la doble inmunofluorescencia, se utilizó la misma concentración del anticuerpo
anti c-fos preparado en conejo mencionada anteriormente, mientras que para el
anticuerpo anti NPY preparado en oveja se utilizó 1:2000. Posterior a 3 lavados con
PBS se incubaron con anticuerpos secundarios acoplados a 2 fluoróforos Cy2 y
Cy3, de tal forma que en el mismo tejido pudieran identificarse ambas proteínas.
 Análisis de la colocalización a través microscopia confocal.
La colocalización entre las células activadas y productoras de NPY o aMSH fue
analizada a través de microscopia confocal. Se tomaron fotografías del mismo plano
del núcleo ARC de animales que presentarán inmunoreactividad hacia las proteínas
c –fos, NPY y aMSH. Para la detección de los fluoróforos Cy2 y Cy3 se utilizaron
como ondas de excitación 428 nm y 568 nm respectivamente. Cuando se observó
un translape de flouróforos en la misma célula, se consideró una colocalización.
Para los análisis confocales se utilizó un microscopio LSM 5 de la marca Zeiss.
 Análisis enzimático de muestras sanguíneas
Tras obtenerse las muestras sanguíneas, se centrifugaron a una velocidad de 2500
revoluciones por minuto durante 10 minutos y el suero se almacenó a - 45 °C hasta
su medición. El suero se procesó a través de métodos colorimétricos para la
determinación de los niveles de glucosa. La glucosa se estimó de una muestra de
10 microlitros usando un kit colorimétrico (No.70478; Hycel de México), basado en
la reacción de la glucosa y fenol 4 aminofenazona como cromógeno, que será
39

medido a una longitud de onda de 500 nm. Los valores obtenidos tras el análisiscolorímetro fueron convertidos a mg/dl con la siguiente fórmula:

(Valor obtenido de la muestra/Valor estándar) X 100

e) Análisis de resultados.
 Conteo celular de la proteína c-fos y análisis de su colocalización.
Etapa 1: Variación rítmica del sensado de glucosa del ARC.
Para la cuantificación de c- fos en el ARC, 3 secciones representativas se
seleccionaron de acuerdo con el atlas de Paxinos y Watson (1986), una anterior,
una medial y otra posterior. Se obtuvieron imágenes para ser examinadas con un
sistema de análisis computarizado (Meta Vue series 4.5, Universal Imaging
Corporation, Downingtown, PA, USA). Los núcleos fueron contados bilateralmente
estableciendo la densidad óptica en áreas sin c- Fos. Las células teñidas que
sobrepasen 3 veces el contexto de densidad óptica serán contadas, mientras que
las células por debajo de este umbral serán descartadas. El número total de células
se estimó y se obtuvieron promedios por sustancia administrada y punto temporal.
Adicionalmente se analizó la colocalización entre las células activadas y NPY. Para
la proteína c-fos se utilizó un anticuerpo secundario acoplado al fluoroforo Cy3 y
para NPY otro acoplado a un anticuerpo secundario acoplado a Cy2. Cuando en el
mismo plano se observaba el traslape de colores se consideraba colocalización.

Etapa 2: Influencia del NSQ sobre la variación temporal de sensibilidad a
hipoglucemia del ARC.
Para la cuantificación de las células activadas en esta etapa, se seleccionaron 3
secciones de la misma manera, pero las células fueron contadas unilateralmente
para su posterior comparación entre lados. El número por lado se estimó y se
obtuvieron los promedios por sustancia administrada y punto temporal.
40

Adicionalmente se obtuvieron los porcentajes de activación por lado en el caso de
la etapa 2.2. También se analizó la colocalización entre c-fos y NPY de la manera
mencionada anteriormente.
Etapa 3: Comunicación neural entre el NSQ y el ARC.

En esta fase del proyecto, se analizó la colocalización entre ctb y NPY o aMSH. Se
considero una colocalización cuando se observaban fibras que contenían ctb y
contactaban a cuerpos celulares de NPY o aMSH.

 Análisis estadístico.

Para el análisis estadístico de la activación neuronal se realizaron análisis de
homogeneidad de las varianzas seguido por un análisis de varianza de una vía con
2 factores; análisis por grupo y por tiempo. Posteriormente al análisis de varianza
se realizaron pruebas post hoc Tukey de comparaciones múltiples. El nivel de
probabilidad evaluado fue de menor a .05. Para todos los análisis se ocupará la
versión 4.5 del programa Statisca de Windows, (Statsoft, 1993).
Para el análisis de concentraciones de glucosa en plasma se realizaron análisis de
varianza de medidas repetidas con dos factores intergrupales; sustancia
administrada y punto temporal. Posterior al análisis de varianza se realizó un ajuste
de Bonferroni con un ajuste de probabilidad mayor a .05.

7. Resultados
Etapa 1: Variación rítmica del sensado de glucosa del ARC.
Con base en nuestro objetivo de caracterizar la ritmicidad de la sensibilidad del núcleo ARC
a la hipoglucemia, realizamos inyecciones icv de 2dg en dos diferentes concentraciones en
zt2 y zt11.
a) Activación neuronal e identificación de poblaciones neuronales involucradas.
El análisis estadístico mostró que el número de neuronas inmuno-reactivas a c-fos fue
mayor en los animales a los que se les administró 2-dg comparado con los animales a los
que se les administró solución salina, en una proporción dependiente de la dosis (F (1,24)=
19.37; p<.001) y tiempo (F (2,23)= 119.168: p<.001). El análisis post hoc señaló que la
administración de 2 dg produce mayor activación que en los animales a los que se les
administró salina (p<.001) y que ésta es dependiente de la dosis, con la mayor activación
encontrada en los animales recipientes de la dosis más alta (p<.001). También
encontramos, que mientras en los animales control no existen diferencias entre puntos
temporales, los grupos recipientes de 2dg presentan diferencias temporales con una mayor
activación en zt11 con ambas dosis (p<.001). (Ver Fig 6).
A)

Figura 6. Respuesta neuronal del ARC ante hipoglucemia cerebral. A) Promedio de células
positivas para c-fos tras una inyección icv de 2dg. Se administró 2dg icv en dos diferentes dosis
(2.5 y 5 mg/kg) en zt2 y zt11. Se encontraron diferencias por dosis y por punto temporal. B)
Ejemplos representativos de activación del ARC medial en zt2 y zt11 con las dos diferentes dosis.
Se puede observar una mayor expresión de c-fos en zt11, con ambas dosis.
43

El patrón ventromedial de activación observado concuerda con la típica ubicación de las
neuronas de NPY, por lo que con el fin de identificar qué tipo de neuronas se activaban tras
un evento hipoglucémico, realizamos dobles inmunofluorescencias para c-fos y NPY. Tras
el análisis confocal de las secciones observamos colocalizaciones entre las neuronas
activadas y las neuronas que expresan NPY. (Ver Fig 7).

Figura 7. Colocalización entre neuronas activadas y NPY. Se realizaron dobles
inmunofluorescencias para c-fos (rojo) y NPY (verde). Las fechas blancas indican algunas
colocalizaciones entre las neuronas activadas y las productoras de NPY.

b) Respuestas contra regulatorias desarrolladas ante la hipoglucemia cerebral.

El ANOVA de medidas repetidas de las concentraciones de glucosa plasmática indicó
diferencias en el tiempo (F (4,10)= 4.851; p<.003) así como efectos entre grupos (F (1,13)=
679.063; p<.001). Después de realizar la prueba post hoc, se obtuvo que la línea base de
glucosa en zt2 y zt11 es diferente de los 15 (p<.001) y 30 minutos (p<.043) después; y que
las muestras tomadas después de 15 minutos son diferentes de todas las obtenidas
posteriormente. Dentro de los efectos obtenidos entre grupos, se encuentran diferencias
entre los grupos recipientes de salina en zt2 y zt11, con mayores concentraciones en zt11
44

(p<.001), también se encontraron diferencias entre los grupos control y los grupos
hipoglucémicos (p<.001). La hiperglicemia desarrollada en zt2 y zt11 es igual. (Ver Fig 8).

Figura 8. Concentraciones plasmáticas de glucosa después de minutos de la administración
de 2dg icv en zt2 y zt11. Los grupos recipientes de 2dg desarrollan hiperglicemia a los 15 min
después de la inyección, no existen diferencias entre la hiperglicemia desarrollada en los dos puntos
temporales. La estrella indica diferencias estadísticamente significativas entre los grupos
administrados con 2dg y salina.

Etapa 2: Influencia del NSQ sobre la variación temporal de sensibilidad a hipoglucemia del
ARC.

En base a nuestro segundo objetivo de dilucidar los mecanismos mediante los cuales el
NSQ modula la sensibilidad del ARC a la hipoglucemia, realizamos lesiones unilaterales del
NSQ con el fin de observar cambios unilaterales de activación bajo condiciones de ayuno
e hipoglucemia. Los experimentos fueron llevados a cabo en zt2, el punto con menor
activación observado bajo condiciones de hipoglucemia cerebral.
45

Etapa 2.1

a) Activación neuronal e identificación de poblaciones neuronales involucradas de ratas
lesionadas unilateralmente y bajo condiciones de ayuno.

Tras el ANOVA realizado para comparar la activación neuronal en los animales lesionados
unilateralmente y posteriormente ayunados, observamos efectos significativos (F (1,14)=
2.194; P<.02), que después de la prueba post hoc mostraron diferencias entre los grupos
ayunados sham de zt2 y zt11 (p<.02), así como diferencias entre el lado lesionado y no
lesionado (p<.01). También mostró diferencias entre el lado lesionado y ambos grupos
ayunados (p<.01) (Ver Fig 9).