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Apuntes de Medicina
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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MEXICO Instituto Nacional de Perinatología ISIDRO ESPINOSA DE LOS REYES “FACTORES DE RIESGO EN RECIÉN NACIDOS PARA DESARROLLAR SEPSIS POR MICROORGANISMOS PRODUCTORES DE BETALACTAMASAS DE ESPECTRO EXTENDIDO” TESIS Que para obtener el Título de: ESPECIALISTA EN INFECTOLOGÍA PRESENTA: DRA. VICTORIA ELIZABETH BLANQUET MEZA DRA. NOEMÍ GUADALUPE PLAZOLA CAMACHO PROFESORA TITULAR DEL CURSO DE ESPECIALIZACIÓN EN INFECTOLOGÍA DR. RICARDO FIGUEROA DAMIAN DIRECTOR DE TESIS CIUDAD DE MÉXICO 2019 http://www.google.com.mx/url?sa=i&rct=j&q=&esrc=s&frm=1&source=images&cd=&cad=rja&docid=LO0CtVe-20GjpM&tbnid=HXcg945MUQPjzM:&ved=0CAUQjRw&url=http://www.cch.unam.mx/comunicacion/masacaras/num_anteriores&ei=vXVgUvv2GOTE2gWPloGoDg&bvm=bv.54934254,d.b2I&psig=AFQjCNHMyf2x82-qgMZ1BR50DFewjktLug&ust=1382139696021426 Javier Texto escrito a máquina FACULTAD DE MEDICINA Javier Texto escrito a máquina Javier Texto escrito a máquina DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN UNAM – Dirección General de Bibliotecas Tesis Digitales Restricciones de uso DERECHOS RESERVADOS © PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el respectivo titular de los Derechos de Autor. 2 AV OR ACiÓN 51S TITULO DE T SIS F erORES DE R1ES O E REC (N CIOOS PARA OESAR OLlAR S SIS POR \1ICROORGAN1S S PRODUCTOR O El fA el '~ o ES EC1RO EXTEN()IOO ORA VIRIOI NA GORBE CI.tAVEZ DIRECTORA DE EOUCACtON EN elE s OE LA SALUD n 101 • o N. clon I de ~ 1010(1. ' I$rlro eSpll'OXb de 10$ Reyes- OOA OEMI Gtf¡(OALU E PU\ZOLA CAtW\CHO PROFESOR TITULAR DEL CURSO DE ESPECIALIZACIÓN E INFECTOt.ooíA In 11 lo N CIOn I d tolo~¡" a I 10 EspIno d 10$ Rc'fC~· DR RIC ROOflGUERO OAMIAN DI C10R ce 11:.SIS InS11l't110 Naclonll d Pef 'tolog a IS«J«) e pll'lOU (j 10$ ROV~$' OSP GRAC LA VIL LEDA GAeRI l ASESOR METODOL60 ce n~It to Naclon ¡ d 11)' 10109' ' 1'1010 E plnOl' de 10$ Reycs' Javier Texto escrito a máquina 3 DEDICATORIAS A mis padres que han estado a mi lado todo este tiempo. A mi abuela, que te llevo siempre conmigo. AGRADECIMIENTOS A mis maestros, los de ahora, los de siempre. A mis amigos, por lo que me han enseñado y por su apoyo incondicional a pesar del tiempo y la distancia. A mis padres, que me han dado todo, alas para volar y raíces fuertes para no caer. Gracias. 4 INDICE Introducción 5 Justificación 10 Hipótesis 10 Objetivos 10 Diseño de estudio 11 Resultados 12 Discusión 14 Conclusiones 15 Bibliografía 16 Anexo I – Hoja de recolección de datos 17 Anexo II – Gráficas 18 Anexo III – Tablas 29 5 INTRODUCCIÓN: Las infecciones bacterianas severas son más comunes en el periodo neonatal que en cualquier otra etapa de la vida, en gran parte por consecuencia de la inmadurez del sistema inmunológico del huésped y otros factores relacionados. (1) La sepsis temprana refleja las infecciones ascendentes del tracto genital materno y las transplacentarias adquiridas al nacimiento y manifestadas en los primeros 3 días de vida, mientras que la tardía se asocia con agentes infecciosos intrahospitalarios y se relaciona con el uso de líneas vasculares, ventilación asistida, procedimientos quirúrgicos y tratamientos antimicrobianos previos, entre otros factores y se presenta después del tercer día hasta el día 28, con excepción de la sepsis temprana causada por Estreptococo del grupo B, la cual se define como infección en los primeros 7 días de vida y que se puede presentar como una septicemia fulminante, frecuentemente complicada con neumonía. (2 y 3). La tasa de ataque de la sepsis neonatal es variable (desde 30% en países de ingresos altos, hasta un 60% en países de ingresos bajos, de acuerdo con los indicadores del desarrollo mundial) (4). Las tasas de incidencia de sepsis neonatal son muy variables y depende de la definición, región, institución, tiempo, etc. Se han reportado tasas que varían de 7.1 a 38 por 1000 nacidos vivos en Asia, de 6.5 a 23 por 1000 nacidos vivos en África y de 3.5 a 8.9 en Sudamérica y el Caribe, lo cual contrasta con lo reportado en Estados Unidos con un rango de 1.5 a 3.5 por 1000 nacidos vivos para sepsis temprana y de 6 por 1000 nacidos vivos para sepsis tardía. En México y otros países en vías de desarrollo, se informan tasas de 15 a 30 por cada 1000 RN con una letalidad entre 25 a 30% (5, 6, 7). Desde la década de los 80’s, estudios epidemiológicos globales han observado una reducción general de la sepsis temprana, posiblemente debido a los avances en la atención obstétrica y los antibióticos profilácticos intraparto para prevenir las infecciones causadas por los Estreptococo del grupo B. Sin embargo, la incidencia de sepsis tardía ha aumentado en paralelo con el incremento en la sobrevida de los recién nacidos prematuros, en especial aquellos nacidos pretérmino o con muy bajo peso al nacer (MBPN, aquellos con peso al nacer < 1500 gr), indicando el papel de la hospitalización prolongada y los dispositivos médicos invasivos en la patogénesis de esta enfermedad (2, 8). 6 Los microorganismos más comúnmente implicados difieren entre regiones geográficas e instituciones, sin embargo, para la sepsis temprana se reporta en términos mundiales en un 74% de microorganismos gram positivos y 25% de microorganismos gram negativos, en Estados Unidos y Europa los Estreptococos del grupo B son de los agentes aislado más frecuente. En los episodios de sepsis tardía se tiene un 49% de microorganismos gram positivos, 42% de gram negativos y 9% de hongos (5, 6) La sepsis temprana se encuentra asociada comúnmente a ruptura prematura y prolongada de membranas (>18 h), corioamnionitis, colonización del tracto rectovaginal con Estreptococo del Grupo B, infección de vías urinarias, edad gestacional menor de 37 semanas, restricción del crecimiento intrauterino, asfixia al nacimiento (Apgar <5 al minuto) y sexo masculino, lo cual puede estar relacionado con genes inmunorreguladores ligados al cromosoma X. En los países con ingresos bajos el acceso a los servicios de salud y nivel sociocultural son factores agregados. La sepsis tardía incluye factores de riesgo como pérdida de las barreras naturales, catéteres vasculares permanentes, procedimientos invasivos, enterocolitis necrosante, uso prolongado de antibióticos de amplio espectro, así como de inhibidores de la bomba de protones y bloqueadores de los receptores H2. (3, 6, 9). El diagnóstico y tratamiento oportunos son cruciales para prevenir la morbilidad y mortalidad, sin embargo, la presentación clínica inicial a menudo es sutil e inespecífica, por lo que pueden avanzar rápidamente a cuadros graves. Los signos de alarma identificados por la Organización Mundial de la Salud (OMS) son: convulsiones, rechazo al alimento, dificultad respiratoria, hipoactividad, polipnea. Las manifestaciones clínicas son inespecíficas y muy variadas dependiendo de la gravedad, entre ellas se encuentran: alteraciones en la temperatura, dificultad respiratoria, ictericia, apneas (más en los prematuros), distención abdominal, hepatomegalia, letargia, sangrados, hipoactividad, palidez, oliguria, cianosis, piel reticulada, crisis convulsivas, irritabilidad, esplenomegalia, vómito, diarrea,hipotensión arterial, petequias o equimosis, trombocitopenia y acidosis. (6) La sospecha clínica es lo principal para llegar al diagnóstico de sepsis neonatal, encontrando datos del síndrome de respuesta inflamatoria sistémica, de los cuales debe presentar por lo menos dos de los siguientes cuatro, y que uno de ellos sea la alteración de la temperatura o de 7 la cuenta leucocitaria: Temperatura (>38°C o menor de 36°C), taquicardia (> 2 desviaciones estándar por arriba de lo normal para la edad, en ausencia de estímulos externos, fármacos, o estímulos dolorosos por más de 0.5 a 4 h o bradicardia definida como frecuencia cardiaca por debajo de la percentil 10 para la edad en ausencia de enfermedad cardiaca o uso de fármacos beta bloqueadores), alteraciones en la frecuencia respiratoria (frecuencia > 2 desviaciones estándar arriba de lo normal para la edad o ventilación mecánica por un proceso agudo no relacionado con alteraciones neuromusculares ni asociadas a la anestesia general), alteraciones de la cuenta leucocitaria (leucocitosis o leucopenia o > 20% de bandas o Proteína C reactiva >10 mg/dL) (4). Idealmente es necesario la confirmación mediante estándar de oro con cultivos en sangre o líquido cefalorraquídeo (LCR), ante cuadros sugestivos se debe realizar hemocultivos (central y periféricos) y LCR; en sepsis tardía debe incluirse urocultivo o cultivos de las infecciones localizadas, toma de biometría hemática completa y exploración física adecuada. Si bien no existen biomarcadores de sepsis ideal, hay múltiples estudios que apoyan la utilidad de la proteína c reactiva y procalcitonina como auxiliares diagnósticos y en algunos estudios se utiliza como marcador en la toma de decisión para una adecuada administración de antibióticos (4, 6,10). RESISTENCIA BACTERIANA Es la capacidad de una bacteria de ser viable y multiplicarse en presencia de una concentración adecuada de antimicrobiano. La aparición de resistencia de bacterias patógenas a múltiples agentes antimicrobianos se ha convertido en una importante amenaza para la salud pública, ya que conducen a un tratamiento antimicrobiano inadecuado o retardado, y se asocian con peores resultados de los pacientes. La base de la resistencia bacteriana reside en el ADN. Puede clasificarse como natural o adquirida. Resistencia natural. Se define como resistencia natural a aquella que queda definida al momento de identificar al microorganismo, sin que sea necesario realizar test de sensibilidad para definirla. Por ejemplo: todos los integrantes de la familia Enterobacteriaceae son naturalmente resistentes a la penicilina, oxacilina, meticilina, glucopéptidos (vancomicina, 8 teicoplanina), macrólidos, zálidos con azitromicina (excepto Salmonella entérica no Typhi y Shigella spp), cetólidos., clindamicina, estreptrograminas, oxazolidinonas (linezolid) y daptomicina. Resistencia adquirida: La resistencia bacteriana puede transmitirse por varios mecanismos para extraer genes del cromosoma e insertarlos en plásmidos. La transmisión puede ser vertical, es decir, por medio de la división celular o por transmisión horizontal, esta última tiene 3 mecanismos: transformación, conjugación y transducción. En la transformación se transmite el material genético de una bacteria a otra por medio de ADN libre en el medio, no amerita sitios de integración, al entrar al citoplasma, se convierte en ADN de cadena sencilla y se puede dar lugar la recombinación intragénica (gen mosaico que codifica para proteínas de unión). En la conjugación sucede por el contacto entre las bacterias para el intercambio y protección del material genético (ej. pilis en Gram negativos); permite la transferencia de plásmidos (elementos genéticos de doble cadena libre en citoplasma). La transducción involucra la transferencia de información genética de una célula a otra por medio de una partícula viral denominados como bacteriófagos (virus que infectan bacterias) y dirigen la replicación de este por medio de la célula infectada; durante la replicación el fago puede llevase el material genético de la bacteria huésped y al producir la lisis de esta, el ADN queda libre e infecta a otras bacterias recombinando material genético. Los mecanismos por los cuáles las bacterias pueden evadir la acción de los antibióticos pueden clasificarse de acuerdo con su sitio y modo de acción: a) Alteración de la permeabilidad: Por disminución de la expresión de las porinas, incrementa la CIM 50 a 100 veces más, no se alcanzan concentraciones adecuadas y muestran sinergia cuando se acompaña de otro mecanismo de resistencia. b) Bombas de transporte activo hacia el exterior: Aunque el antibiótico tenga una permeabilidad adecuada hacia el interior de las bacterias, algunas desarrollan la estrategia de bombear el antibiótico hacia el exterior tan pronto como entra. c) Inactivación del antibiótico por hidrólisis o modificación enzimática. Como ejemplo las betalactamasas, el problema es que la mayoría de los genes que codifican para estas betalactamasas pueden sufrir mutaciones, al grado de que un cambio en un simple 9 aminoácido en la enzima puede modificar la especificidad de sustrato y por lo tanto ser capaz de inactivar a más de una clase de un betalactámico. d) Alteración del blanco de acción. El antibiótico pierde la capacidad de unirse a su sitio blanco por un cambio estructural. Es bien conocido el aumento de la prevalencia de bacterias productoras de betalactamasas de espectro extendido (BLEE), sobre todo infecciones por Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli y Acinetobacter spp a nivel nosocomial. Las BLEE son enzimas que confieren resistencia a los antibióticos betalactámicos incluyendo penicilinas, cefalosporinas y el monobactámico Aztreonam. Se han clasificado a los microorganismos por patrón de resistencia a los grupos antimicrobianos basados en las definiciones de Magiorakos AP et al. MULTIDROGO-RESISTENCIA (MDR): Se define como la no susceptibilidad al menos a un agente en tres o más categorías de antimicrobianos o cuando hay resistencia a un agente antimicrobiano clave; Por ejemplo S. aureus resistente a la oxacilina, cefoxitina o meticilina (SAMR) predice la no susceptibilidad a todas las categorías de antimicrobianos betalactámicos (penicilinas, cefalosporinas, inhibidores de b-lactamasa y carbapenémicos) con la excepción de las cefalosporinas anti-SAMR, por lo tanto un SAMR siempre se define como MDR. Toda enterobacteria que produce BLEE o carbapenemasas o betalactamasas tipo AmpC es al menos considerada multirresistente. EXTREMADAMENTE DROGO-RESISTENCIA (XDR): Se define como la resistencia al menos a un agente en todas las categorías, excepto en 2 o menos categorías de antimicrobianos (es decir, la población bacteriana sigue siendo susceptible a sólo una o dos categorías). PANDROGO-RESISTENCIA (PDR): Es la resistencia a todos los agentes en todas las categorías antimicrobianas. Para garantizar la correcta aplicación de estas definiciones, los aislamientos bacterianos se deben probar contra todos o casi todos los agentes antimicrobianos dentro de las categorías 10 con el informe selectivo y se debe evitar la supresión de los resultados. Un aislamiento bacteriano se considera no susceptible a un agente antimicrobiano cuando se mostró resistente, intermedio o no susceptible. JUSTIFICACIÓN El uso de antibióticos en las Unidades de Cuidados Intensivos Neonatales (UCIN) es elevado y se ha observado un incremento en los patrones de resistencia antimicrobiana y debido a que en los pacientes con sepsis neonatal es prioritario iniciar manejo antibiótico empírico con el fin de disminuir la morbilidad y mejorar el pronóstico de vida y función, se vuelve indispensable diagnosticar a los agentes causales e identificar los patrones de resistencia antimicrobiana. Las infecciones causadaspor cepas resistentes a múltiples fármacos se asocian con el aumento de los costos, la duración de la hospitalización y, en especial, la morbilidad y mortalidad. Este estudio obtuvo el antibiograma de las enterobacterias aisladas en los recién nacidos de nuestro hospital, lo que aporta mayor conocimiento a la epidemiología bacteriana hospitalaria y nos ayuda a mejorar el manejo empírico de nuestros pacientes, para evitar el uso innecesario de algunos tipos de antibióticos y disminuir la presión de selección. HIPÓTESIS La prematurez, estancia prolongada y uso de más de 3 esquemas antibióticos son los factores de riesgo más significativos en el recién nacido para el desarrollo de sepsis por microorganismos productores de betalactamasas de espectro extendido. OBJETIVOS Objetivo principal: a. Identificar los factores de riesgo relacionados con el desarrollo de cepas BLEE. b. Describir los patrones de susceptibilidad antimicrobiana para las enterobacterias aisladas en recién nacidos. Objetivos secundarios: 11 a. Identificar los principales microorganismos asociados a sepsis en el recién nacido en el INPer. b. Determinar el genotipo de las cepas BLEE presentes. c. Describir los patrones de resistencia de las cepas BLEE encontradas. d. Detallar los factores de riesgo entre los grupos de casos y grupos de control. DISEÑO METODOLÓGICO Tipo de estudio: Observacional, retrospectivo, transversal. Nivel de investigación: Analítico. Diseño de investigación: Casos y controles. Áreas de estudio: Neonatología e Infectología del INPer. Universo de estudio: Recién nacidos. Muestra de estudio: Recién nacidos del INPer. Población de estudio: Neonatos del INPer con diagnóstico de sepsis por enterobacterias. Unidad de análisis: Registros del laboratorio de Microbiología y expediente clínico. Tamaño de muestra: Serán todos los expedientes de los pacientes de Neonatología con diagnóstico de sepsis por enterobacterias del INPer de enero de 2016 a diciembre de 2017. CRITERIOS DE SELECCIÓN Criterios de entrada para casos: • Criterios de inclusión: Pacientes de Neonatología de los cuales se tenga el reporte de desarrollo microbiológico de alguna enterobacteria productora de Betalactamasas de Espectro Extendido (BLEE). Criterios de entrada para controles: • Criterios de inclusión: Pacientes de Neonatología de los cuales se tenga el reporte de desarrollo microbiológico de alguna enterobacteria no productora de BLEE. 12 Criterios de salida de casos y controles: • Criterios de exclusión: Pacientes del Servicio de Neonatología con reporte de desarrollo microbiológico de enterobacterias que se determine que correspondió a una contaminación. • Criterios de eliminación: Aquellos pacientes cuyos expedientes se encuentren incompletos y no permitan obtener la información necesaria. Fuente de datos para el estudio: Registro de cepas productoras de betalactamasas de espectro extendido del laboratorio de microbiología del INPer y el expediente clínico. Métodos y procedimientos para la recolección de datos a) Estrategias de recolección de datos: Se revisó el diario del registro de las cepas BLEE del laboratorio de microbiología para obtener todos los registros de los años 2016 y 2017, después se analizó el expediente clínico de los pacientes que presentaron desarrollo microbiológico de enterobacterias y se recolectaron los datos necesarios para su posterior análisis. b) Materiales de verificación: Registro de los microorganismos productores de BLEE del laboratorio de microbiología. Expedientes clínicos para registrar las variables sociodemográficas, clínicas y bioquímicas. RESULTADOS Durante los años 2016 y 2017 se obtuvieron un total de 690 aislamientos en recién nacidos, dentro de los cuales 220 se debían a enterobacterias, de estos, se descartaron 50 por considerarse contaminación, obteniendo un total de 170 aislamientos pertenecientes a 112 pacientes. Los tipos de muestras de donde se obtuvieron estos aislamientos fueron las siguientes: hemocultivos 85 (50%), urocultivos 44 (26%), cultivos de punta de catéter 19 (11%), cultivos de líquido cefalorraquídeo 14 (8%) y cultivos de abscesos 8 (5%) (entre los abscesos se incluyeron las muestras etiquetadas como punción aspiración, absceso intraabdominal, secreción de herida y tejidos blandos) (figura 1). 13 De acuerdo con tipo de microorganismo aislado, se encontró que predominó Escherichia coli en 83 muestras (48.8%) con 46% de cepas BLEE positivas (n=39), seguido de Klebsiella pneumoniae en 77 muestras (45.2%) con 77% de cepas BLEE positivas (n=59) y Klebsiella oxytoca en 10 muestras (5.9%) con 20% de cepas BLEE positivas (figura 2 y 3). Todos los microorganismos aislados se analizaron en el sistema automatizado Vitek para obtener su antibiograma, para lo que se utilizan tarjetas prediseñadas de acuerdo con tipo de muestra, en estas se analizan cierto grupo de antibióticos por tarjeta entre los que se encuentran los siguientes: cefalosporinas (cefazolina, cefepime, cefixima, cefoxitina, ceftazidima, ceftriaxona y cefuroxima), aminoglucósidos (amikacina y gentamicina), carbapenémicos (doripenem, ertapenem, imipenem, meropenem), colistina, betalactámicos (amoxicilina con clavulanato, aztreonam, piperacilina, piperacilina con tazobactam), quinolonas (ciprofloxacino, levofloxacino y moxifloxacino), trimetoprim con sulfametoxazol, tetraciclina y tigeciclina. Dividimos la sensibilidad y resistencia por cada microorganismo y cada antibiótico (figuras 4 a la 6) y encontramos que para Escherichia coli la mayor resistencia se presentó en el grupo de las quinolonas (levofloxacino 65%, moxifloxacino 56% y ciprofloxacino 49% de resistencia), en las cefalosporinas la mayor resistencia fue a cefepime 65%, ceftazidima 56%, cefazolina 54% y ceftriaxona 50% y resistencia a piperacilina en el 78% de los casos, en general no presentaron resistencia a carbapenémicos a excepción de 2 cepas encontradas en cultivos de líquido cefalorraquídeo, las cuales no eran productoras de BLEE y fueron sensibles a colistina; Klebsiella pneumoniae presentó mayor resistencia a las cefalosporinas (cefepima 81% cefuroxima 79%, cefixima 78.5%, ceftriaxona 78.2%, ceftazidima 77%, cefazolina 76%) y para aztreonam 79%, trimetoprim con sulfametoxazol 56% y gentamicina 47%, presentaron baja resistencia a quinolonas (moxifloxacino 8% y ciprofloxacino 6% de resistencia) y no hubo ninguna cepa resistente a carbapenémicos ni colistina. Klebsiella oxytoca presentó resistencia intermedia a cefazolina (n=2) cefoxitina (n=1) y ceftazidima (n=1) para el grupo de cefalosporinas y para aminoglucósidos (amikacina y gentamicina n=1) al igual que para TMP-SMZ, no presentó resistencia a quinolonas, carbapenémicos ni colistina. De acuerdo con el tipo de aislamiento los resultados fueron los siguientes: los hemocultivos (n=85) tuvieron un 61% (n=52) de cepas productoras de BLEE, del total de aislamientos en este tipo de muestra el 56% (n=48) se atribuyó a Klebsiella pneumoniae y el 36% (n=31) a Escherichia coli. Los urocultivos (n=44) aislaron predominantemente E. coli (n=29) (65.5%), seguido de Klebsiella pneumoniae (n=12) (27%), el 54% (n=24) de su total fueron productoras de BLEE. En los cultivos de punta de catéter (n=19) el 63% se atribuyó a E. coli (n=12), el 31% a Klebsiella pneumoniae (n=6) y solo el 5% a Klebsiella oxytoca (n=1) y el 63% (n=12) de todas estas enterobacterias en líquido cefalorraquídeo fueron productoras de BLEE. Los microorganismos 14 aislados de líquido cefalorraquídeo (n=14) fueron en un 57% Klebsiella pneumoniae y 42% E. coli, en este tipo de muestras, el 35.7% fueron productores de BLEE. Los abscesos (n=8) presentaron un 37% de cepas BLEE positivas y el 62% fueron por E. coli (tabla 1). Se analizaron los antibiogramas de acuerdo con cada antibiótico,a cada microorganismo y si era productor o no de BLEE y de acuerdo al tipo de muestra del cual se obtuvo (tablas 2 a la 6) y observamos que en los hemocultivos (n=85) el patrón de susceptibilidad tanto para Klebsiella pneumoniae y Escherichia coli, presentan mayor resistencia para el grupo de cefalosporinas, excepto para cefoxitina y ceftazidima, además de acuerdo a la producción de betalactamasas de espectro extendido, las cepas productoras tuvieron mayor resistencia a cefalosporinas y gentamicina, presentado mayor sensibilidad a amikacina, carbapenémicos y piperacilina con tazobactam. El uropatógeno más común fue E. coli (65%, n=29), observamos que en contraste con los hemocultivos existe un mayor porcentaje de sensibilidad para aminoglucósidos y cefalosporinas de segunda y tercera generación, pero la resistencia para quinolonas y trimetoprim- sulfametoxazol varía de un 50% a 60%. Los microorganismos aislados en muestras de líquido cefalorraquídeo tuvieron gran resistencia al grupo de las cefalosporinas (excepto a cefoxitina), sin diferencia entre cepas BLEE y no BLEE; para aminoglucósidos se observó que hay mayor sensibilidad a amikacina en los microorganismos sin importar su producción de betalactamasas de espectro extendido. Hubo 2 microorganismos (E. coli) resistentes a carbapenémicos (aisladas de la misma paciente con diagnóstico de hidrocefalia severa, estancia prolongada y antecedente de múltiples esquemas antibióticos), que no tenían producción de BLEE y fueron sensibles a colistina. En los cultivos de abscesos, se encontró que un 80% de los microorganismos fueron sensibles a la mayoría de los antibióticos, a excepción de amoxicilina con clavulanato y trimetoprim con sulfametoxazol que presentaron resistencias de 40 a 70%. DISCUSIÓN Con el presente estudio se documenta una preocupante pérdida de efectividad de los antimicrobianos ante las enterobacterias. Se observó que la sensibilidad de algunos antimicrobianos disminuyó durante los últimos 4 años. Tal es el caso de las cefalosporinas de primera generación, así como de quinolonas (moxifloxacino y levofloxacino) y trimetroprim con sulfametoxasol. Estos resultados tienen analogía con reportes previos que muestran una disminución considerable en la sensibilidad a los ya mencionados. Además, se observó el incremento de resistencia para gentamicina y la presencia de algunas enzimas modificadoras 15 de aminoglucósidos, lo que le confiere el poder generar resistencia a otros aminoglucósidos como amikacina. Los carbapenémicos, colistina, quinolonas y ureidopenicilinas asociadas con inhibidores de betalactamasas mantienen una adecuada sensibilidad ante las enterobacterias. En el grupo de las quinolonas se observó que, en los microorganismos aislados de hemocultivos, tienen una sensibilidad del 80% al 85%, posiblemente por la baja frecuencia de uso en los recién nacidos con cuadros de sepsis, por el contrario en los aislamientos obtenidos de urocultivos, el porcentaje de resistencia incrementó hasta un 51%, posiblemente asociado a que en las patologías de la vía urinaria la disponibilidad de presentaciones vía oral de las quinolonas tiene buenos resultados en el tratamiento ellas. CONCLUSIONES En el periodo neonatal las manifestaciones clínicas de las infecciones son insidiosas y pueden confundirse tanto con otras patologías como con estados no patológicos del recién nacido, lo que puede traducir al uso excesivo o innecesario de antibióticos de amplio espectro. Es sumamente importante conocer la epidemiología de los microorganismos de nuestro hospital y su perfil de susceptibilidad, ya que se sabe que las enterobacterias fácilmente pueden desarrollar mecanismos de resistencia por lo que es necesario evitar la presión de selección dirigiendo los tratamientos de manera más específica a cada microorganismo. 16 BIBLIOGRAFÍA 1. Steele RW. Congenital and Perinatal Infections. In: Cunha BA, editor. Clinical Handbook of Pediatric Infectious Disease. New York: Informa Healthcare; 2007. P. 1-4. 2. Gowda H, Norton R, Whtie A, Kandasamy Y. Late Onset Neonatal Sepsis - A 10 Year Review from North Queensland, Australia. J Pediatric Infect Dis Soc. 2017 Sep;36(9):883-888. 3. Bedford Russell AR, Kumar R. Early onset neonatal sepsis: diagnostic dilemmas and practical management. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 2015;100:F350- F354. 4. Wynn JL, Wong HR. Pathophysiology and treatment of septic shock in neonates. Clin Perinatol. 2010 Jun;37(2):439-79. 5. Vergnano S, Menson E, Kennea N, Embleton N, Russell AB, Watts T, et al. Neonatal infections in England: the NeonIN surveillance network. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 2011 Jan;96(1):F9-F14. 6. Hospital Infantil De Mexico "Federico Gomez". Guías Clínicas del Departamento de Neonatología. México: Instituto Nacional de Salud. 2011 7. Martín-Romero M, Iglesias-Leboreiro J, Bernárdez-Zapata I, Rendón-Macías ME. Características de la sepsis neonatal en la Unidad de Cuidados Intensivos Neonatales de atención privada. Rev Mex Pediatr 2015; 82(3); 93-97 8. Mukhopadhyay S, Puopolo KM. Clinical and Microbiologic Characteristics of Early- onset Sepsis Among Very Low Birth Weight Infants: Opportunities for Antibiotic Stewardship. Pediatr Infect Dis J. 2017 May;36(5):477-481. 9. Camacho-Gonzalez A, Spearman PW, Stoll BJ. Neonatal infectious diseases: evaluation of neonatal sepsis. Pediatr Clin North Am. 2013 Apr;60(2):367-89. 10. Stocker M, Van Herk W, El Helou S, Dutta S, Fontana MS, Schuerman FABA, et al. Procalcitonin-guided decision making for duration of antibiotic therapy in neonates with suspected early-onset sepsis: a multicentre, randomised controlled trial (NeoPIns). Lancet. 2017 Aug 26;390(10097):871-881. 17 ANEXO I HOJA DE RECOLECCIÓN DE DATOS Folio: _______________ Nombre del paciente: ____________________ No de expediente: ________________ No. De Muestra:___________ Servicio: _______ Fecha de toma de muestra:________ Microorganismo aislado:__________________ BLEE: _______ Antibiograma:______ Sexo: ____ Edad gestacional al nacimiento: _______ Peso al nacer: ________ Vía de nacimiento: ________ Apgar: _________ DATOS DE LA MADRE Corioamnionitis: ______ IVU ultimo mes:_______ RPM > 18 hrs: _______ Hrs:_____ Fiebre previo al nacimiento: ________ Taquicardia al previa nacimiento: __________ Leucocitosis previa nacimiento: _________ Polipnea previa al nacimiento:________ DATOS DEL PACIENTE Edad al momento del aislamiento (días):_______ Se dio valor y tratamiento: _______ Presentó SRIS:_________ Alteraciones ventilatorias:__________ Alteraciones de temperatura: ____________ Alteraciones de frecuencia cardiaca:______________ Alteraciones de la cuenta leucocitaria:_______ Neutrófilos (% y RAN):__________ % Bandas: _______ PCR:_________ PCT: _________ Actualmente intubado:______ Días de intubación actual:______ Antecedente de intubación previa:_______ Días de intubación previa: ______ Acceso venoso central actual: ______ Días del acceso actual: __________Tipo de acceso: _______ Antecedente de acceso venoso:______ Días del acceso anterior: ______ Complicaciones del acceso anterior:______ Número de accesos sin contar el actual: ________ Esquema antibiótico previo: ___ Cual:__________________________________________________________________ Días de tratamiento: ____________________________________________________ ANEXO 2 GRÁFICAS Hemocultivos 85 Urocultivos 44 Punta de catéter 19 LCR 14 Abscesos 8 Fisura 1. Total de aislamientos por tipo de muestra • Hemocu tl~O . Urocu lt,. o • Pu nto de c~téter • ..cE . Absce= Figura 2. Microorganismos aislados • • • -• Kle!;¡,iella oxyflXa . Kleó,if!il" pneumoniae • E. c·ul' 1 9 100% 90"10 80"10 70"10 60"10 50"1040"10 30"10 20"10 10"10 0% Figura 3. Porcentaje de microorganismos BLEE aislados Klebsiefla oxytoca Klebsiefla pneumoniae Escherichia coli • BLEE positivo • BLEE negativo 2 0 Figura 4. Antibiograma de Klebsiella pneumoniae (parte 1) 80 70 60 50 40 30 20 10 O Amikacina (n= 75) • Resistente 5 • Intermedio • Sensible 70 + + Gentamidna (n=76) 36 40 Amoxicilina con clavulanato (n=69) Aztreonam (n=43) TMP-SMZ (n=69) + + 21 34 39 22 26 + + 1 8 + + 30 + Tet racidinas (n=28) 21 7 Tigeciclina (n=44) Colistina (n=27) + 44 27 t 2 1 Figura 4. Antibiograma de Klebsiella pneumoniae (parte 2) 90 80 70 60 50 40 30 20 10 O Cefazolina Cefepima Cefoxitina Ceftazidima Ceftriaxona Cefuroxima Piperacilina Piperacilina / (n;69) (n;48) Cefixi ma (n;28) (n;54) (n;61) (n;78) (n;29) (n;28) Tazobactam (n;75) .. ¡ • Resistente 53 39 22 ~ 2 ~ 47 61 23 24 ~ 13 + .. + .. • Intermedio 6 + .. + .. • 5ensible 16 9 6 52 14 17 6 4 56 2 2 Figura 4. Antibiograma de Klebsiella pneumoniae (parte 3) 90 80 70 60 50 40 30 20 10 o Ciprofloxacino . .. () Levofloxaclno (n=29) Moxlfloxaclno (n=35) n=76 Doripenem (n=54) Ertapenem (n=76) Imipenem (n=61) Meropenem (n=78) • Resistente • Intermedio • Sensible 5 ~ 3 ~ 10 .. 61 29 ~ 32 + ~ + + 54 76 61 78 2 3 90 80 70 60 50 40 30 20 10 o • Resistente • Intermedio • Sensible Figura S. Antibiograma de Escherichia coli (parte 1) Amikacina (n; 77) Gentamicina (n;79) Amoxicilina con clavulanato (n;66) Aztreonam (n;53) TMP-SMZ (n;84) Tetracidinas (n;23) Tigeciclina (n;60) Colistina (n;22) 9 36 31 28 50 12 1 t- .... + r 339 65 t 40 + 26 t 25 t 34 + 11 t 59 + 22 2 4 90 80 70 60 50 40 30 20 10 O Cefazolina (n=72) • Resistente 41 • Intermedio 5 • Sensible 26 Figura 5. Antibiograma de Escherichia coli (parte 2) Cefepima Cefixima (n=23) Cefoxitina (n=61) (n=39) + j ~ 30 15 6 + ~ ~ 3 t t ~ 31 8 30 Ceftazidima Ceftriaxona (n=46) (n=84) I 25 42 21 42 Cefuroxima (n=24) ~ Piperacilina (n=23) -- Piperacili na / Tazobactam (n=l) 15 18 1 t t 9 1 4 t 2 5 90 80 70 60 SO 40 30 20 10 O • Resistente • Sensible Figura S. Antibiograma de Escherichia coli (parte 3) Doripenem (n=39) Ertapenem (n=77) 2 37 77 Imipenem (n=46) Meropenem (n=84) 2 44 2 82 Ciprofloxacino (n=79) 39 40 Levofloxacino (n=23) 15 8 Moxifloxaci no (n=30) 17 13 t 2 6 12 10 8 6 4 2 O • Resistente • Sensible Figura 6. Antibiograma de Klebsiella oxytoca (parte 1) Amikacina (n= 10) 1 9 + Gentamicina (n=lO) 1 9 Amoxicilina con () () ·d· ( ) . . l· ( ) I I ( 5) Aztreonam n=5 TMP-SMZ n=10 TetraCl mas n=l TlgeclC ma n=6 c avu a nato n= + + 5 5 1 9 1 6 -Colistina (n=l) i 1 2 7 Figura 6. Antibiograma de Klebsiella oxytoca (parte 2) 12 10 8 6 4 2 - - - - - -Cefazolina Cefepime (n=6) Cefixima (n=l) Cefoxit ina (n=5) Ceftazidima Ceftriaxona Cefu roxima Piperacilina Piperacili na/Taz (n=lO) (n=6) (n=lO) (n=l) (n=l) obactam (n=l1) O • Resistente • Sensible 2 + + 1 + 1 + 1 + ------8 6 1 4 5 9 1 1 11 2 8 N " .:. ~ ." N ro X ~ O " '" " ~ I .:. M o < ." ~ ., ro ... 5 ~ = o n i > C . ~ 13 o < " ." § 13 ro ... e " ~ '" = < e .. o 13 ü 13 - § - ., " 0- < '" E ~ ..Q • < ., 1i - e lac: • ., " 't:I '" n i " .:. E E ~ • n i < • ~ o .... § 13 .J:I ... § " c: .:. < t E o • ~ < ID • o ro ~ n i ~ ~ '" '" .... " ... .s E • ~ < • o ., '" • N o N o " ~ ~ .. < Ji • 2 9 A N E X O 3 T A B L A S TABLA 1. MICROORGANISMOS AISLADO DEL TOTAL DE CULTIVOS Hemocultivos n=85 (%) 31 6 48 16 (51%) 15 (49%) 1 (16%) 5 (84%) 35 (73%) 13 (27%) Urocultivos n=44 (%) 29 3 12 13 (45%) 16 (55%) 1 (33.3%) 2 (66.6%) 10 (83%) 2 (17%) Punta de catéter n=19 (%) 12 1 6 7 (58%) 5 (42%) - 1 (100%) 5 (84%) 1 (16%) LCR n=14 (%) 6 - 8 1 (16%) 5 (84%) - - 8 (100%) - Abscesos n=8 (%) 5 - 3 2 (40%) 3 (60%) - - 1 (33.3%) 2 (66.6%) BLEE + BLEE - BLEE + BLEE - BLEE + BLEE - Escherichia coli (n= 83) Klebsiella oxytoca (n= 10) Klebsiella pneumoniae (n= 77) Se muestra el total de microorganismos aislados por tipo de muestra y por microorganismo de acuerdo a si es o no productora de betalactamasas de espectro extendido (BLEE). Entre paréntesis se muestra el porcentaje de cepas BLEE en relación al total de microorganismos aislados de cada tipo de muestra y de cada microorganismo. 3 0 TABLA 2. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN HEMOCULTIVOS CEFALOSPORINAS Cefuroxima R (n= 22) 17 16 1 (n= 15) 9 8 1 (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 5 - 5 6 - 6 1 - 1 Ceftriaxona R (n= 48) 36 35 1 (n= 31) 16 15 1 (n= 6) 1 1 - I - - - - - - - - - S 12 - 12 15 1 14 5 - 5 Ceftazidima R (n= 44) 33 23 1 (n= 25) 14 13 1 (n= 6) 1 1 - I - - - - - - - - - S 11 - 11 11 1 10 5 - 5 Cefoxitina R (n= 37) 1 1 - (n= 21) 1 - 1 (n= 5) 1 - 1 I - - - 3 3 - - - - S 36 25 11 17 11 6 4 1 3 Cefixima R (n= 22) 17 16 1 (n= 15) 10 8 1 (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 5 - 5 6 - 6 1 - 1 Cefepima R (n= 28) 22 21 1 (n= 20) 9 8 1 (n= 2) - - - I - - - - - - - - - S 6 - 6 11 - 11 2 - 2 Cefazolina R (n= 39) 28 27 1 (n= 23) 15 13 2 (n= 5) 2 1 1 I - - - - - - - - - S 11 - 11 8 1 7 3 - 3 Aislamientos (n= 83) Klebsiella pneumoniae (n=48) BLEE + (n=35) BLEE - (n=13) Escherichia coli (n=31) BLEE + (n=16) BLEE - (n=15) Klebsiella oxytoca (n=6) BLEE + (n=1) BLEE – (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los hemocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 1 TABLA 2. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN HEMOCULTIVOS AMINOGLUCÓSIDOS, CARBAPENÉMICOS Y COLISTINA Colistina R (n= 22) - - - (n= 14) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 22 16 6 14 8 6 1 - 1 Meropenem R (n= 48) - - - (n= 31) - - - (n= 6) - - - I - - - - - - - - - S 48 35 13 31 16 15 6 1 5 Imipenem R (n= 44) - - - (n= 25) - - - (n= 6) - - - I - - - - - - - - - S 44 35 9 25 14 11 6 1 5 Ertapenem R (n= 46) - - - (n= 27) - - - (n= 6) - - - I - - - - - - - - - S 46 33 13 27 14 13 6 1 5 Doripenem R (n= 48) - - - (n= 21) - - - (n= 5) - - - I - - - - - - - - - S 48 28 20 21 14 7 5 1 4 Gentamicin a R (n= 46) 22 22 - (n= 27) 13 11 2 (n= 6) 1 1 - I - - - - - - - - - S 24 1113 14 3 11 5 - 5 Amikacina R (n= 45) 5 4 1 (n= 28) 5 1 4 (n= 6) 1 - 1 I - - - - - - - - - S 40 28 12 23 13 10 5 1 4 Aislamientos (n= 83) Klebsiella pneumoniae (n=48) BLEE + (n=35) BLEE - (n=13) Escherichia coli (n=31) BLEE + (n=16) BLEE - (n=15) Klebsiella oxytoca (n=6) BLEE + (n=1) BLEE – (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los hemocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 2 TABLA 2. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN HEMOCULTIVOS BETALACTAMICOS Y QUINOLONAS Moxifloxacino R (n= 28) 4 3 1 (n= 19) 8 6 2 (n= 2) - - - I - - - - - - - - - S 24 16 8 11 2 9 2 2 2 Levofloxacino R (n= 22) 22 16 6 (n= 15) 8 6 2 (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S - - - 7 2 5 1 1 1 Ciprofloxacino R (n= 46) 4 3 - (n= 27) 13 10 3 (n= 6) - - - I 3 6 - - - - - - - S 37 24 13 14 4 10 6 1 5 Piperacilina Tazobactam R (n= 46) 4 4 4 (n= 0) - - - (n= 6) - - - I 3 3 - - - - - - - S 39 26 13 - - - 6 1 5 Piperacilina R (n= 23) 19 17 2 (n= 15) 11 8 3 (n= 1) - - - I - - - 1 - 1 - - - S 4 - 4 3 - 3 1 - 1 Aztreonam R (n= 24) 19 18 1 (n= 15) 9 9 - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 5 - 5 6 - 6 1 - 1 Amoxicilina con clavulanato R (n= 43) 8 8 - (n= 30) 14 8 6 (n= 5) - - - I 16 16 - 4 3 1 - - - S 19 7 13 12 5 7 5 1 4 Aislamientos (n= 83) Klebsiella pneumoniae (n=48) BLEE + (n=35) BLEE - (n=13) Escherichia coli (n=31) BLEE + (n=16) BLEE - (n=15) Klebsiella oxytoca (n=6) BLEE + (n=1) BLEE – (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los hemocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 3 - TABLA 2. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN HEMOCULTIVOS TRIMETROPRIM, TETRACICLINA Y TIGECICLINA Tigeciclina R (n= 25) - - - (n= 19) - - - (n= 2) - - - I - - - - - - - - - S 25 18 7 19 8 11 2 - 2 Tetraciclina R (n= 23) 17 15 2 (n= 15) 8 6 2 (n= 1) 1 - 1 I - - - - - - - - - S 6 2 4 7 2 5 - - - TMP-SMZ R (n= 48) 24 21 3 (n= 31) 22 12 10 (n= 6) 1 1 - I - - - - - - - - - S 24 14 10 9 4 5 5 - 5 Aislamientos (n= 83) Klebsiella pneumoniae (n=48) BLEE + (n=35) BLEE - (n=13) Escherichia coli (n=31) BLEE + (n=16) BLEE - (n=15) Klebsiella oxytoca (n=6) BLEE + (n=1) BLEE – (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los hemocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 4 TABLA 3. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN UROCULTIVOS CEFALOSPORINAS Cefuroxima R (n= 0) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - - - - - - - - - Ceftriaxona R (n= 29) 13 12 1 (n= 12) 10 10 - (n= 3) - - - I - - - - - - - - - S 16 1 15 2 - 2 3 1 2 Ceftazidima R (n= 2) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - 2 - - - - - - Cefoxitina R (n= 1) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 1 - 1 - - - - - - Cefixima R (n= 0) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - - - - - - - - - Cefepima R (n= 28) 13 13 - (n= 12) 10 10 - (n= 3) - - - I - - - - - - - - - S 15 - 15 2 - 2 3 1 2 Cefazolina R (n= 28) 15 13 2 (n= 12) 10 10 - (n= 3) - - - I 4 - 4 - - - - - - S 9 - 9 2 - 2 3 1 2 Aislamientos (n= 44) Escherichia coli (n=29) BLEE + (n=13) BLEE - (n=16) Klebsiella pneumoniae (n=12) BLEE + (n=10) BLEE - (n=2) Klebsiella oxytoca (n=3) BLEE + (n=1) BLEE – (n=2) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los urocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 5 TABLA 3. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN UROCULTIVOS AMINOGLUCÓSIDOS, CARBAPENÉMICOS Y COLISTINA Colistina R (n= 0) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - - - - - - - - - Meropenem R (n= 29) - - - (n= 12) - - - (n= 3) - - - I - - - - - - - - - S 29 13 16 12 10 2 3 1 2 Imipenem R (n= 2) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 2 - 2 - - - - - - Ertapenem R (n= 29) - - - (n= 12) - - - (n= 3) - - - I - - - - - - - - - S 29 13 16 12 10 2 3 1 2 Doripenem R (n= 1) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 1 - 1 - - - - - - Gentamicin a R (n= 29) 12 11 1 (n= 12) 9 9 - (n= 3) - - - I 2 - 2 - - - - - - S 15 2 13 3 1 2 3 1 2 Amikacina R (n= 29) 3 1 2 (n= 12) - - - (n= 3) - - - I 3 2 1 - - - - - - S 23 10 13 12 10 2 3 1 2 Aislamientos (n= 44) Escherichia coli (n=29) BLEE + (n=13) BLEE - (n=16) Klebsiella pneumoniae (n=12) BLEE + (n=10) BLEE - (n=2) Klebsiella oxytoca (n=3) BLEE + (n=1) BLEE – (n=2) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los urocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 6 TABLA 3. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN UROCULTIVOS BETALACTAMICOS Y QUINOLONAS Moxifloxacino R (n= 1) 1 - 1 (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - - - - - - - - - Levofloxacino R (n= 0) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - - - - - - - - - Ciprofloxacino R (n= 29) 15 13 2 (n= 12) 1 1 - (n= 3) - - - I - - - 2 2 1 - - - S 14 - 14 9 7 2 31 2 Piperacilina Tazobactam R (n= 0) - - - (n= 11) 4 4 - (n= 3) - - - I - - - 1 1 1 - - - S - - - 6 5 1 3 1 2 Piperacilina R (n= 0) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - - - - - - - - - Aztreonam R (n= 28) 13 13 - (n= 12) 10 10 - (n= 3) - - - I - - - - - - - - - S 15 - 15 2 - 2 3 1 2 Amoxicilina con clavulanato R (n= 15) 7 4 3 (n= 9) 7 7 - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 8 1 7 2 - 2 - - - Aislamientos (n= 44) Escherichia coli (n=29) BLEE + (n=13) BLEE - (n=16) Klebsiella pneumoniae (n=12) BLEE + (n=10) BLEE - (n=2) Klebsiella oxytoca (n=3) BLEE + (n=1) BLEE – (n=2) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los urocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 7 - TABLA 3. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN UROCULTIVOS TRIMETROPRIM, TETRACICLINA Y TIGECICLINA Tigeciclina R (n=29) 1 1 - (n= 11) - - - (n= 3) - - - I - - - - - - - - - S 28 12 16 11 9 2 3 1 2 Tetraciclina R (n= 0) - - - (n= 0) - - (n= 0) - - - I - - - - -- - - - - S - - - - - - - - - TMP-SMZ R (n= 29) 16 11 5 (n= 12) 10 8 2 (n= 3) - - - I - - - - - - - - - S 13 2 11 2 2 - 3 1 2 Aislamientos (n= 44) Escherichia coli (n=29) BLEE + (n=13) BLEE - (n=16) Klebsiella pneumoniae (n=12) BLEE + (n=10) BLEE - (n=2) Klebsiella oxytoca (n=3) BLEE + (n=1) BLEE – (n=2) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los urocultivos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 8 TABLA 4. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN PUNTA DE CATÉTER CEFALOSPORINAS Cefuroxima R (n= 4) 3 3 - (n= 1) 1 1 - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 1 - 1 - - - - - - Ceftriaxona R (n= 12) 8 7 1 (n= 6) 5 5 - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 4 - 4 1 - 1 1 - 1 Ceftazidima R (n= 10) 7 6 1 (n= 5) 4 4 - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 3 - 3 1 - 1 - - - Cefoxitina R (n= 8) 2 2 - (n= 5) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 6 3 3 5 4 1 - - - Cefixima R (n= 4) 3 3 - (n= 1) 1 1 - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 1 - 1 - - - - - - Cefepima R (n= 7) 5 4 1 (n= 2) 2 2 2 (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 2 - 2 - - - 1 - 1 Cefazolina R (n= 9) 5 5 - (n= 6) 5 5 - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 4 - 4 1 - 1 1 - 1 Aislamientos (n= 19) Escherichia coli (n=12) BLEE + (n=7) BLEE - (n=15) Klebsiella pneumoniae (n=6) BLEE + (n=5) BLEE - (n=1) Klebsiella oxytoca (n=1) BLEE + (n=0) BLEE – (n=1) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de punta de catéter, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 3 9 TABLA 4. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN PUNTA DE CATÉTER AMINOGLUCÓSIDOS, CARBAPENÉMICOS Y COLISTINA Colistina R (n= 4) - - - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 4 3 1 - - - - - - Meropenem R (n= 12) - - - (n= 6) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 12 7 5 6 5 1 1 - 1 Imipenem R (n= 10) - - - (n= 5) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 10 6 4 5 4 1 - - - Ertapenem R (n= 11) - - - (n= 6) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 11 6 5 6 5 1 1 - 1 Doripenem R (n= 8) - - - (n= 5) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 8 5 3 5 4 1 - - - Gentamicin a R (n= 11) 6 5 1 (n= 6) 2 2 - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 5 1 4 4 3 1 1 - 1 Amikacina R (n= 9) - - - (n= 6) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 9 5 4 6 5 1 1 - 1 Aislamientos (n= 19) Escherichia coli (n=12) BLEE + (n=7) BLEE - (n=15) Klebsiella pneumoniae (n=6) BLEE + (n=5) BLEE - (n=1) Klebsiella oxytoca (n=1) BLEE + (n=0) BLEE – (n=1) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de punta de catéter, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 0 TABLA 4. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN PUNTA DE CATÉTER BETALACTAMICOS Y QUINOLONAS Moxifloxacino R (n= 6) 4 3 1 (n= 1) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 2 1 1 1 1 - - - - Levofloxacino R (n= 4) 3 3 - (n= 1) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 1 - 1 1 1 - - - - Ciprofloxacino R (n= 11) 6 5 1 (n= 6) 1 1 - (n= 1) - - - I - - - 1 1 - - - - S 5 1 4 4 3 1 1 - 1 Piperacilina Tazobactam R (n= 0) - - - (n= 6) 1 1 - (n= 1) - - - I - - - - - - - - S - -- - 5 4 1 1 - 1 Piperacilina R (n= 4) 4 3 1 (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S - - - - - - - - - Aztreonam R (n= 5) 3 3 - (n= 2) 1 1 - (n= 1) - - - I - - - 1 1 - - - - S 2 - 2 - - - 1 - 1 Amoxicilina con clavulanato R (n= 9) 4 4 - (n= 5) 1 1 - (n= 0) - - - I 2 1 1 2 2 - - - - S 3 - 3 2 1 1 - - - Aislamientos (n= 19) Escherichia coli (n=12) BLEE + (n=7) BLEE - (n=15) Klebsiella pneumoniae (n=6) BLEE + (n=5) BLEE - (n=1) Klebsiella oxytoca (n=1) BLEE + (n=0) BLEE – (n=1) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de punta de catéter, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 1 - TABLA 4. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN PUNTA DE CATÉTER TRIMETROPRIM, TETRACICLINA Y TIGECICLINA TigeciclinaR (n= 7) - - - (n= 2) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 7 4 3 2 2 - 1 - 1 Tetraciclina R (n= 4) 2 2 - (n= 0) - - - (n= 0) - - - I - - - - - - - - - S 2 1 1 - - - - - - TMP-SMZ R (n= 12) 6 5 1 (n= 6) 1 1 - (n= 1) - - - I - - - - - - - - - S 6 2 4 5 4 1 1 - 1 Aislamientos (n= 19) Escherichia coli (n=12) BLEE + (n=7) BLEE - (n=15) Klebsiella pneumoniae (n=6) BLEE + (n=5) BLEE - (n=1) Klebsiella oxytoca (n=1) BLEE + (n=0) BLEE – (n=1) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de punta de catéter, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 2 TABLA 5. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN LCR CEFALOSPORINAS Cefuroxima R (n= 3) 3 3 - (n= 5) 3 1 2 I - - - - - - S - - - 2 - 2 Ceftriaxona R (n= 8) 8 8 - (n= 6) 4 1 3 I - - - - - - S - - - 2 - 2 Ceftazidima R (n= 8) 8 8 - (n= 5) 3 - 3 I - - - - - - S - - - 2 - 2 Cefoxitina R (n= 8) 1 1 - (n= 5) 3 - 3 I - - - - - - S 7 7 - 2 - 2 Cefixima R (n= 3) 3 7 - (n= 4) 3 1 2 I - - - - - - S - - - 1 - 1 Cefepima R (n= 4) 4 4 - (n= 4) 3 1 2 I - - - - - - S - - - 1 - 1 Cefazolina R (n= 8) 8 8 - (n= 6) 4 1 3 I - - - - - - S - - - 2 - 2 Aislamientos (n= 14) Klebsiella pneumoniae (n=8) BLEE + (n=8) BLEE - (n=0) KEscherichia coli (n=6) BLEE + (n=1) BLEE - (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de LCR, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 3 TABLA 5. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN LCR AMINOGLUCÓSIDOS, CARBAPENÉMICOS Y COLISTINA Colistina R (n= 3) - - - (n= 4) - - - I - - - - - - S 3 3 - 4 1 3 Meropenem R (n= 8) - - - (n= 6) 2 - 2 I - - - - - - S 8 8 - 4 1 3 Imipenem R (n= 8) - - - (n= 5) 2 - 2 I - - - - - - S 8 8 - 3 - 3 Ertapenem R (n= 8) - - - (n= 4) - - - I - - - - - - S 8 8 - 4 1 3 Doripenem R (n= 8) - - - (n= 5) 2 - 2 I - - - - - - S 8 8 - 3 - 3 Gentamicin a R (n= 8) 2 2 - (n= 6) 4 1 3 I - - - - - - S 6 6 - 2 - Amikacina R (n= 8) - - - (n= 6) 1 - 1 I - - - - - - S 8 8 - 5 1 4 Aislamientos (n= 14) Klebsiella pneumoniae (n=8) BLEE + (n=8) BLEE - (n=0) KEscherichia coli (n=6) BLEE + (n=1) BLEE - (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de LCR, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 4 TABLA 5. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN LCR BETALACTAMICOS Y QUINOLONAS Moxifloxacino R (n= 5) - - - (n= 4) 4 1 3 I - - - - - - S 5 5 - - - - Levofloxacino R (n= 4) - - - (n= 4) 4 1 3 I - - - - - - S 4 4 - - - - Ciprofloxacino R (n= 8) - - - (n= 6) 4 1 3 I 1 1 - - - - S 7 7 - 2 - 2 Piperacilina Tazobactam R (n= 8) 4 4 - (n= 1) 1 1 - I 1 1 - - - - S 3 3 - - - - Piperacilina R (n= 3) 3 3 - (n= 4) 3 1 2 I - - - - - - S - - - 1 - 1 Aztreonam R (n= 3) 3 3 - (n= 4) 3 1 2 I - - - - S -- -- - 1 - 1 Amoxicilina con clavulanato R (n= 8) 5 5 - (n= 6) 4 1 3 I 2 2 - - - - S 1 1 - 2 - 2 Aislamientos (n= 14) Klebsiella pneumoniae (n=8) BLEE + (n=8) BLEE - (n=0) KEscherichia coli (n=6) BLEE + (n=1) BLEE - (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de LCR, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 5 - TABLA 5. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN LCR TRIMETROPRIM, TETRACICLINA Y TIGECICLINA Tigeciclina R (n= 4) - - - (n= 4) - - - I - - - - - - S 4 4 - 4 1 3 Tetraciclina R (n= 3) 3 3 - (n= 4) 2 - 2 I - - - - - - S - - - 2 1 1 TMP-SMZ R (n= 8) 2 2 - (n= 6) 2 1 1 I - - - - - - S 6 6 - 4 - 4 Aislamientos (n= 14) Klebsiella pneumoniae (n=8) BLEE + (n=8) BLEE - (n=0) KEscherichia coli (n=6) BLEE + (n=1) BLEE - (n=5) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de LCR, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 6 TABLA 6. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN ABSCESOS CEFALOSPORINAS Cefuroxima R (n= 0) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 Ceftriaxona R (n= 5) 1 1 - (n= 3) 1 1 - I - - - - - - S 4 1 3 2 1 2 Ceftazidima R (n= 4) 1 1 - (n= 3) 1 1 - I - - - - - - S 3 1 2 2 - 2 Cefoxitina R (n= 4) - - (n= 3) - - - I - -- - - - - S 4 2 2 3 1 2 Cefixima R (n= 0) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 Cefepima R (n= 1) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - S 1 - 1 1 - 1 Cefazolina R (n= 5) 2 2 - (n= 3) 1 1 - I 1 - 1 - - - S 2 - 2 2 - 2 Aislamientos (n= 8) Escherichia coli (n=5) BLEE + (n=2) BLEE - (n=3) Klebsiella pneumoniae (n=3) BLEE + (n=1) BLEE - (n=2) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de abscesos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 7 TABLA 6. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN ABSCESOS AMINOGLUCÓSIDOS, CARBAPENÉMICOS Y COLISTINA Colistina R (n= 0) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 Meropenem R (n= 5) - - - (n= 3) - - - I - - - - - - S 5 2 3 3 1 2 Imipenem R (n= 4) -- - (n= 3) - - - I - - - - - - S 4 2 2 3 1 2 Ertapenem R (n= 5) - - - (n= 3) - - - I - - - - - - S 5 2 3 3 1 2 Doripenem R (n= 4) - - - (n= 3) - - - I - - - - - - S 4 2 2 3 1 2 Gentamicin a R (n= 5) 1 1 - (n= 3) - - - I 1 1 - - - - S 3 - 3 3 1 2 Amikacina R (n= 5) 1 1 - (n= 3) - - - I - - - - - - S 4 1 3 3 1 2 Aislamientos (n= 8) Escherichia coli (n=5) BLEE + (n=2) BLEE - (n=3) Klebsiella pneumoniae (n=3) BLEE + (n=1) BLEE - (n=2) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de abscesos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 4 8 TABLA 6. SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA DE BACILOS GRAM NEGATIVOS AISLADOS EN ABSCESOS BETALACTAMICOS Y QUINOLONAS Moxifloxacino R (n= 0) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 Levofloxacino R (n= 0) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 Ciprofloxacino R (n= 5) 1 1 - (n= 3) - - - I - - - - - - S 4 1 3 3 1 2 Piperacilina Tazobactam R (n= 3) - - - (n= 0) - - I 1 1 - - -- S 2 - 2 -- - - Piperacilina R (n= 0) - - - (n= 1) 1 - 1 I - - - - - S -- - - - - - Aztreonam R (n= 0) - - - (n= 1) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 Amoxicilina con clavulanato R (n= 5) 2 2 - (n= 3) - - - I 2 - 2 1 1 - S 1 - 1 2 - 2 Aislamientos (n= 8) Escherichia coli (n=5) BLEE + (n=2) BLEE - (n=3) Klebsiella pneumoniae (n=3) BLEE + (n=1) BLEE - (n=2) S: sensible. I: intermedio. R: resistente. Se muestra en la tabla el patrón de sensibilidad y resistencia de los cultivos de abscesos, de acuerdo con el tipo de microorganismo aislado y para cada antibiótico. Dichos antibiogramas se realizaron con el sistema automatizado Vitek. Se han dividido las tablas por grupo antibiótico. 49 - TA B LA 6 . S EN SI B IL ID A D A N TI M IC R O B IA N A D E B A C IL O S G R A M N EG A TI V O S A IS LA D O S EN A B SC ES O S TR IM ET R O P R IM , T ET R A C IC LI N A Y T IG EC IC LI N A Ti ge ci cl in a R (n = 0 ) - - - (n = 1 ) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 Te tr ac ic lin a R (n = 0 ) - - - (n = 1 ) - - - I - - - - - - S - - - 1 - 1 TM P -S M Z R (n = 5 ) 4 2 2 (n = 3 ) 1 - 1 I - - - - - - S 1 - 1 2 1 1 A is la m ie n to s (n = 8) Es ch er ic h ia c o li ( n = 5) B LE E + ( n = 2) B LE E - (n =3 ) K le b si el la p n eu m o n ia e ( n = 3 ) B LE E + ( n =1 ) B LE E - (n =2 ) S: s en si b le . I : i n te rm ed io . R : r es is te n te . Se m u es tr a en la t ab la e l p at ró n d e se n si b ili d ad y r es is te n ci a d e lo s cu lt iv o s d e ab sc e so s, d e a cu er d o c o n e l t ip o d e m ic ro o rg an is m o a is la d o y p ar a ca d a an ti b ió ti co . D ic h o s an ti b io gr am as s e re al iz ar o n c o n e l si st e m a a u to m at iz ad o V it ek . Se h an d iv id id o l as t ab la s p o r gr u p o an ti b ió ti co . Portada Índice Introducción Justificación Hipótesis Objetivos Diseño de Selección Resultados Discusión Conclusiones Bibliografía Anexos
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