Actividad-antibacteriana-y-antifungica-de-Cordia-curassavica-Jaccq-Roemer-y-Schultes-barredor

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
IZTACALA 
 
 
 
ACTIVIDAD ANTIBACTERIANA Y ANTIFÚNGICA DE 
Cordia curassavica (Jaccq) Roemer y Schultes (Barredor). 
 
 
 
 
TESIS 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE LICENCIADO EN 
 BIOLOGÍA. 
 
 
PRESENTA: 
BÁRBARA YADIRA TERÁN CHÁVEZ. 
 
 
Director de Tesis: Dra. TZASNA HERNÁNDEZ DELGADO. 
 
 
Tlalnepantla, Edo. de México. Marzo del 2006. 
 
 
 
 
 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El presente trabajo fue realizado en el laboratorio de 
Fitoquímica de la Unidad de Biotecnología y Prototipos 
(UBIPRO) de la Facultad de Estudios Superiores Iztacala, 
bajo la dirección de la Dra. Tzasna Hernández Delgado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEDICATORIAS 
 
 
 A Dios por la oportunidad brindada. 
 
 A mis padres por su apoyo y excelente trabajo para sacarme adelante y por los 
momentos futuros que espero poder retribuir. 
 
 A mis hermanos Lizzete, Perla, Juan, Yessica, Johana y a mi sobrino Uriel por toda una 
vida compartida... siempre juntos hasta el fin. 
 
 A mis amigos Ari, Brigitte, Carlos, Diana, Eli, Fabi, Gloria, Ivette, Jorge, Liz, Maribel, 
Martha, Maru, Norma, Sandra, Tina, y tantos otros que siempre han estado para 
apoyarme. 
 
 A mis mentores Tzasna, Margarita, Anita y Memo que me han enseñado la alegría del 
trabajo realizado con amor, por los buenos ejemplos, su guía, pero sobre todo por la 
confianza y amistad para con sus pupilos. 
 
 
 
A todos aquellos que han formado parte del árbol de mi vida, pues 
aún cuando sea transitorio nuestro tiempo juntos, han quedado 
plasmados en mis recuerdos... pero sobre todo en mi corazón.... 
 
Gracias, pues sin ustedes no sería quien soy ☺. 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
 
 
A la Dra. Tzasna Hernández Delgado por su infinita e 
invaluable ayuda en la realización del presente trabajo, por su 
apoyo y sobre todo por su paciencia. 
 
 
A los Drs. José Guillermo Ávila, Rafael Lira Saade, 
Margarita Canales y a la M. en C. Ana Maria García 
Bores por el apoyo brindado en el desarrollo de este trabajo, 
por compartir sus conocimientos y amistad tan valiosa. 
 
 
A él M. en C. Ángel Durán por su colaboración en la 
parte estadística. 
 
 
 
 I
ÍNDICE GENERAL 
 
 
ÍNDICE GENERAL ………………………………………………………………………………………… I 
ÍNDICE DE CUADROS ..................................................................................................................................... IV 
ÍNDICE DE FIGURAS ....................................................................................................................................... IV 
LISTA DE ABREVIATURAS ..........................................................................................................................VII 
RESUMEN............................................................................................................................................................ IX 
 
 
INTRODUCCIÓN ........................................................................................................................ 1 
ANTECEDENTES ....................................................................................................................... 4 
OBJETIVO GENERAL ................................................................................................................ 8 
Objetivos Particulares .................................................................................................. 8 
DESCRIPCIÓN BOTÁNICA ....................................................................................................... 9 
Género: Cordia .............................................................................................................. 9 
Cordia curassavica (Jaccq) Roemer & Schultes (Barredor). .................................. 10 
Botánica y ecología ..................................................................................................... 11 
Distribución ................................................................................................................. 12 
UBICACIÓN DE LA ZONA ........................................................................................................ 13 
Zapotitlán de las Salinas ............................................................................................ 13 
METODOLOGÍA ....................................................................................................................... 16 
 
 II
 
RESULTADOS Y ANÁLISIS .................................................................................................... 20 
Colecta de la planta ..................................................................................................... 20 
Rendimiento de los extractos herbales .................................................................... 20 
Evaluación de la actividad antimicrobiana ............................................................... 21 
Evaluación de la actividad antibacteriana ................................................................ 21 
Evaluación cualitativa ..................................................................................... 21 
Evaluación cuantitativa .................................................................................. 26 
Evaluación de la actividad antifúngica ..................................................................... 27 
Estudio fitoquímico ..................................................................................................... 34 
DISCUSIÓN .............................................................................................................................. 40 
CONCLUSIONES ..................................................................................................................... 45 
PERSPECTIVAS ....................................................................................................................... 46 
APÉNDICE 1. Técnica de percolación .................................................................................... 47 
APÉNDICE 2. Sintomatología y enfermedad causada por los microorganismos utilizados en 
los bioensayos. .................................................................................................................. 48 
APÉNDICE 3. Método de difusión en agar o de Kirby-Baüer (Van der Berghe y Vlietinck, 1991). 
.......................................................................................................................................... 51 
APÉNDICE 4. Determinación de la concentración mínima inhibitoria (CMI) y de la 
concentración bactericida mínima (CBM). ........................................................................... 55 
 
 III
Método de macrodilución en caldo (Jones et al., 1987, citado y modificado por Ávila, 
1996) ............................................................................................................................... 55 
Microtécnica de dilución en caldo (Koneman, 1996) ...............................................57 
APÉNDICE 5. Método cualitativo de inhibición del crecimiento radial (Wang y Bun, 2002) 
..................................................................................................................................................... 58 
 Método cuantitativo de inhibición del crecimiento radial (Wang y Bun, 2002) 
................................................................................................................................................ 59 
BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................ 60 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 IV
ÍNDICE DE CUADROS 
 
Cuadro 1. Trabajos realizados con el género Cordia. ..................................................... 5 
Cuadro 2. Datos generales de Zapotitlán de las Salinas ................................................ 13 
Cuadro 3. Datos etnobotánicos de la especie. ............................................................... 20 
Cuadro 4. Rendimientos de los extractos de la parte aérea de C. curassavica .......... 21 
Cuadro 5. Actividad antibacteriana de los extractos de C. curassavica ........................ 22 
Cuadro 6. Concentración mínima inhibitoria (CMI) y concentración bactericida mínima 
(CBM) de los extractos de C. curassavica......................................................................... 26 
Cuadro 7. Porcentaje de inhibición del crecimiento radial del extracto clorofórmico y 
hexánico de C. curassavica................................................................................................ 28 
Cuadro 8. Porcentaje de inhibición del crecimiento radial del ketoconazol (Control 
positivo) ................................................................................................................................ 31 
Cuadro 9. Concentración fungicida media (CF50) y Concentración fungicida mínima (CFM) 
de los extractos de C. curassavica. ...................................................................... 32 
Cuadro 10. Porcentaje de inhibición del crecimiento radial del ketoconazol (Control 
positivo)................................................................................................................................. 33 
Cuadro 11. Rendimiento y actividad de la partición del extracto hexánico. ............. 34 
Cuadro 12. Fraccionamiento del extracto hexánico de la parte aérea de C. curassavica. 
....................................................................................................................... 35 
Cuadro 13. Rendimiento de la partición de la fracción M. .................................................... 36 
Cuadro 14. Fraccionamiento de la fase metanólica de la fracción M de la parte aérea de C. 
curassavica. .......................................................................................................................... 37 
Cuadro 15. Bacterias de importancia médica. ..................................................................... 48 
Cuadro 16. Hongos de importancia médica y agronómica. ................................................ 50 
 V
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1. Detalle de la flor de C. curassavica................................................................... 10 
Figura 2. Detalle de la semilla de C. curassavica............................................................. 11 
Figura 3. Detalle del tallo de C. curassavica..................................................................... 11 
Figura 4. Mapa de distribución geográfica de C. curassavica........................................... 12 
Figura 5. Localización geográfica del Valle de Zapotitlán de las Salinas, Puebla............... 15 
Figura 6. Sensibilidad bacteriana a los extractos obtenidos de C. 
curassavica......................................................................................................................... 23 
Figura 7. Actividad antibacteriana de los extractos obtenidos de C. 
curassavica......................................................................................................................... 24 
Figura 8. Actividad antibacteriana de los extractos obtenidos de C. curassavica sobre Gram 
positivas y Gram negativas.................................................................................................. 25 
Figura 9. Inhibición del crecimiento radial de los extractos clorofórmico y hexánico de C. 
curassavica. ............................................................................................................................. 29 
Figura 10. Inhibición del crecimiento radial del ketoconazol (control positivo).................... 32 
Figura 11. Inhibición del crecimiento radial del ketoconazol Aspergillus niger (control 
positivo)........................................................................................................................................ 33 
Figura 12. Carvacrol ......................................................................................................... 38 
Figura 13. Ácido Ricinoleico ............................................................................................. 38 
Figura 14. Ácido Oleico .................................................................................................... 38 
 VI
Figura 15. Espectro de cromatografía de gases acoplado a espectrometría de masas del 
lavado hexánico de la fracción M-6 .................................................................................... 39 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 VII
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS 
 
ADN 
ATCC 
cc 
C+ 
C- 
CBM 
ccf 
CMI 
eV 
h y/o hs 
Kev 
MeOH 
mg/disco 
MHz 
msnm 
m/z 
m/z+1 
N 
nm 
pH 
p.f. 
Ácido desoxirribonucleico 
American Type Culture Collection 
Cromatografía en columna abierta 
Control positivo 
Control negativo 
Concentración Bactericida Mínima 
Cromatografía en capa fina 
Concentración Mínima Inhibitoria 
Electrón-volts 
Hora y/o horas 
Kilo electrón volts 
Metanol 
Miligramos por disco 
Mega Hertz 
Metros sobre el nivel del mar 
Relación masa-carga 
Relación masa-carga más uno 
Normalidad 
Nanómetros 
Potencial de hidrógeno 
Punto de fusión 
 VIII
 
ppm 
rpm 
TTC 
v/v 
v/v/v 
UFC 
UFC/ml 
UV 
μg 
μg/ml 
μg/disco 
μl 
μm 
λ max 
 
Partes por millón 
Revoluciones por minuto 
Cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio 
Relación volumen-volumen 
Relación volumen-volumen-volumen 
Unidades formadoras de colonia 
Unidades formadoras de colonia por mililitro 
Luz ultravioleta 
Microgramos 
Microgramos por mililitro 
Microgramos por disco 
Microlitros 
Micrómetro 
Longitud de onda maxima 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 IX
RESUMEN 
 
 
La planta Cordia curassavica es utilizada dentro de la medicina tradicional en el Valle de 
Zapotitlán de las Salinas, Puebla (México), para el tratamiento de enfermedades 
gastrointestinales, respiratorias y de la piel. Un estudio etnobotánico previo a este proyecto, 
mostró que infusiones de la planta, son utilizadas para el tratamiento de estas enfermedades y 
fue reconocida como una de las 44 especies más utilizadas en la zona. En este trabajo se 
evaluó la actividad antibacteriana y antifúngica de C. curassavica. 
 
Los extractos herbales de C. curassavica fueron obtenidos por percolación usando solventes 
de diferente polaridad. La actividad antibacteriana y antifúngica de los extractos se evaluó 
mediante la técnica de Kirby-Baüer frente a 13 cepas bacterianas y 5 cepas de hongos. La 
determinación de la concentración mínima inhibitoria (CMI) y la concentración bactericida 
mínima (CBM) de los extractos activos se realizó mediante el método de dilución en agar de 
Koneman. La concentración fungicida media (CF50) y la concentración fungicida mínima (CFM) 
se realizómediante el método de inhibición del crecimiento radial. 
 
Los resultados demuestran que todos los extractos tienen actividad frente a 9 cepas 
bacterianas. El extracto hexánico y el clorofórmico presentaron actividad antifúngica, inhibiendo 
4 de las 5 cepas de hongos. Para la purificación del (los) compuesto (s) se realizaron 
cromatografías en columna, se evaluó la actividad biológica de las fracciones obtenidas. A la 
que presentó actividad se le realizó una cromatografía de gases acoplada a espectrometría de 
masas para elucidar su estructura. 
 
En la fracción activa se identificó la presencia de Carvacrol, el cual está presente en un 
5.31% de la fracción y probablemente sea uno de los compuestos activos. 
 
Los resultados muestran que la parte aérea de C. curassavica presentó actividad 
antimicrobiana, por lo tanto existe un fundamento fitoquímico que valida su uso dentro de la 
medicina tradicional. 
 
 
 1
 
INTRODUCCIÓN 
 
 
México es uno de los países que posee mayor diversidad biólogica en el mundo y 
cuenta aproximadamente con 10% al 12% de las especies de plantas que habitan el 
planeta, ocupando el cuarto lugar en cuanto a riqueza florística (Rzedowski y Equihua, 
1987; Soberon y Llorente, 1993). 
 
De acuerdo con algunos autores como Trease y Evans (1991) y Huerta (1997), se 
estima que el número de especies de plantas medicinales con flores está situado 
entre 200,000 y 250,000, de las cuales sólo un pequeño porcentaje entre el 5-10% de 
la totalidad de las especies ha sido estudiada y por lo cual existe un gran campo para 
la investigación de sustancias que puedan servir contra agentes que causen 
enfermedades. 
 
La búsqueda de sustancias útiles para el hombre se ha realizado desde tiempos 
remotos para curar y/o aliviar diversas enfermedades. Las plantas constituyen uno de 
los recursos más conocidos y accesibles para la obtención de sustancias que ayuden 
contra ciertos padecimientos (Argueta y Cano, 1994; Cordero, 1996). 
 
En México el conocimiento de las plantas medicinales se vió enriquecido despues 
de la llegada de los españoles, gracias a la recopilación de ejemplares de diversas 
plantas nativas de uso alimenticio o bien medicinal, que con el tiempo dieron origen a 
varios documentos como por ejemplo el Códice Florentino (Domínguez, 1973; 
Estrada, 1989). Actualmente, México tiene una gran riqueza de conocimientos sobre 
la flora debido a la gran cantidad de etnias que la usan en su medicina tradicional; lo 
que hace que este conocimiento sea reconocido por la etnobotánica como una ciencia 
prehispánica (Goméz-Pompa, 2002). 
 
La medicina tradicional ocupa un importante lugar en la realidad médica del país ya 
que la medicina alópata cubre sólo el 40 % de los servicios de salud (Eloff, 1998); de 
 2
ahí la importancia de los estudios etnobotánicos como precursores de las 
investigaciones fitoquímicas y farmacológicas, que permitan encontrar nuevos 
fármacos contra diversas enfermedades (Hernández et al., 2003). 
 
La medicina tradicional mexicana puede ser un importante campo para 
implementar nuevos planes de salud, que combinen el conocimiento popular con el 
conocimiento científico (Tascon, 1997). La OMS recomienda a los países en vías de 
desarrollo, que incidan en programas dedicados a la investigación, la preparación de 
cultivos, la conservación de las plantas medicinales utilizadas y también, que 
mediante la transferencia de tecnología, se evalúe la calidad y eficacia de estas 
medicinas con la ayuda de técnicas modernas (Fleurentin y Plelt, 1981). 
 
Los estudios fitoquímicos son una parte importante dentro de las investigaciones 
encaminadas a encontrar nuevos compuestos y formas de preparación de 
medicamentos, debido a la gran variedad de sustancias orgánicas que son elaboradas 
y almacenadas por las plantas, la estructura química de esos compuestos, su 
biosíntesis, metabolismo, distribución natural y su función biológica (Harborne, 1973). 
 
La importancia del estudio de las plantas sobre todo en el campo medicinal, radica 
en las ventajas de asimilación del hombre de formas más naturales como son las 
infusiones, cataplasmas, etc., que son utilizadas y que representan nuevas formas 
para la realización de productos farmacéuticos (Nice, 1993). La enorme diversidad 
fitoquímica y el largo tiempo de evolución del metabolismo vegetal han resultado en 
interacciones de complejidad creciente (Vivanco et al., 2005). 
 
Las plantas poseen dos tipos de metabolitos denominados primarios y secundarios. 
El primero incluye clorofilas, proteínas, ácidos nucleicos, carbohidratos, etc., los 
cuales son comunes en todas las plantas. Los metabolitos secundarios, por lo general 
se biosintetizan a partir de los primarios y son parte importante de las invetigaciones 
fitoquímicas junto con muchas otras sustancias que pueden ser mezclas de 
compuestos como lo son los aceites esenciales y el látex. Estas sustancias se 
restringen a ciertas especies de plantas y ayudan de alguna forma a la interacción 
ecológica entre las plantas y su medio (Gros et al., 1985; Croteau et al., 2000). En las 
 3
plantas la competencia puede ser principalmente por el suelo, la luz o los nutrientes, 
siendo liberados los metabolitos secundarios al ambiente por medio de la exudación 
de las raíces, lixiviación, volatilización y descomposición de los residuos de las plantas 
(Kaufman et al., 1999). La interacción de una planta con microorganismos, herbívoros 
y otras especies de plantas puede ser un factor positivo, negativo o neutral, para la 
sintesís de los metabolitos secundarios como compuestos defensivos 
(antimicrobianos, inhibidores de la germinación, insecticidas, etc.), ante depredadores 
y patógenos (Vivanco et al, 2005; Kaufman et al, 1999). 
 
Dentro de los metabolitos secundarios que presentan actividad antimicrobiana, se 
encuentran compuestos no nitrogenados como terpenos, saponinas, flavonoides y 
acetogeninas, o bien los nitrogenados como son los alcaloides, aminas, entre otros, 
los cuales son sintetizados en forma diferencial en los tejidos y órganos de la planta. 
(Cowan, 1999; Gros et al., 1985; Mori et al., 1987; Scarbert, 1991; Hopkins, 1995; 
Wink, 1999; Domingo y López-Brea; 2003). 
 
Nuestro país presenta cerca de 5,000 a 7,000 especies vegetales (Caballero, 
1978), éstas representan un gran potencial para satisfacer diferentes necesidades del 
hombre (Rosas, 2003). En la actualidad cerca de 3000 especies son empleadas en la 
medicina tradicional (Linares et al., 1999), lo cual ha incrementado el interés tanto por 
la utilidad comercial de las plantas, como por su actividad antimicrobiana, siendo una 
gran fuente económica explotable sobre todo en el control de enfermedades que 
tienen su origen en agentes microbianos (Verástegui et al., 1996). 
 
Dentro de las especies con potencial antimicrobiano, podemos mencionar a Cordia 
curassavica que es empleada en la medicina tradicional de diversas formas, siendo 
las hojas utilizadas en preparados acuosos para dar baños en general. También se 
emplea para bajar la temperatura, en caso de hemorragias, en el tratamiento del 
sarampión, o se prepara en cocimiento y se administra en forma oral, cuando hay 
inflamación del intestino; incluso para tratar la amenorrea (Hernández, 2004). 
 
 
 4
 
ANTECEDENTES 
 
 
De las investigaciones sobre antimicrobianos de origen vegetal se conocen gran 
cantidad de compuestos químicos; sin embargo, existen muy pocos estudios que 
inciden en el conocimiento de los mecanismos de estructura – actividad (Bruneton, 
1991), entre los estudios al respecto están: 
 
a) Los flavonoides que inhiben la síntesis de ADN o ARN bacteriano (Mori et al., 
1987), 
b) los taninos que interactúan con la membrana celular inhiben el transporte 
electrónico en las membranas bacterianas (Konishy, 1987), 
c) los terpenos que tienen la capacidad de solubilizar la membrana,provocando la 
lisis celular (Cowan, 1999), 
d) las quinonas que forman complejos con los aminoácidos hidrofílicos de las 
proteínas provocando que estas últimas pierdan su actividad y 
e) los compuestos fenólicos, en donde la posición y el número de grupos hidroxilo 
(OH) en el anillo, están relacionados de forma directa con actividad antimicrobiana, de 
manera que al incrementar la hidroxilación aumenta su actividad sobre la membrana 
celular (Domingo y López-Brea, 2003). 
 
El género Cordia comprende alrededor de 200 a 300 especies de las cuales solo 
alrededor de 17 se han estudiado, y 11 han sido reportados dentro de la medicina 
tradicional de México y diversos países con diversas actividades biológicas, como son 
anti-inflamatorio, anti-ulcerogénico, en el tratamiento de fiebre y afecciones hepáticas, 
contra dolor de cabeza, para el tratamiento de heridas, como antivirales, para curar 
afecciones respiratorias (tos y neumonía), así como, para tratar padecimientos 
gastrointestinales asociados a infecciones bacterianas, afecciones de la piel y contra 
ectoparásitos (Souza y Souza, 1993; Nakamura et al., 1997; Ioset et al., 1998, 2000; 
Chariandy et al., 1999 ; Matsuse et al., 1999; Harbone y Williams, 2000; Lans et al., 
2000 ; Paredes, 2001; Hernández et al., 2003). 
 5
 
 
En contraste, los estudios fitoquímicos realizados del género Cordia son escasos y 
se han enfocado principalmente a la identificación de los metabolitos con actividad 
antimicrobiana (Cuadro 1). 
 
 
 
Cuadro 1. Trabajos realizados con el género Cordia. 
 
Género Cordia 
Cita 
Tipo de 
estudio 
Lugar de 
realización
Especie 
Compuesto / 
Extracto 
Actividad y/o Uso 
Parte 
utilizada
México C. boissieri - Corteza 
Antillas C.collococca - Hirschhorn et 
al., 
(1981 ;1982) 
Etnobotánico Colombia y 
Santo 
Domingo 
C. riparia - 
Contra afecciones 
gastrointestinales Raíz 
Ioset et al., 
(1998) 
Etnobotánico Costa Rica C. linnaei - 
Contra fiebre y 
afecciones hepáticas 
- 
Nakamura et 
al., (1997) 
Venezuela - 
Hojas, 
raíz y 
corteza 
Matsuse et 
al., (1999) 
Etnobotánico 
Panamá 
C.spinescens 
- 
Contra fiebre, dolor de 
cabeza, para 
tratamiento de heridas 
y como antivirales Hojas 
Souza et al., 
(1993) 
- - 
Harbone y 
Williams 
(2000) 
Etnobotánico Brasil C.verbenacea 
- 
Anti-inflamatorio y anti-
ulcerogénica 
- 
Freiburghaus 
et al., (1996) 
Antimicrobiano África C. myxa 
Extractos 
acuoso 
Contra parásitos y en 
el tratamiento de 
heridas, efecto 
antitripanosoma 
Hojas 
Ioset et al., 
(1998) 
Antimicrobiano - C. linnaei 
Cordiaquinona 
(naftoquinona) 
A, B. C y D 
Antimicrobiana Raíz 
Nyman et al., 
1998. 
Fitoquímico - C. dichotoma - Antihipertensora - 
 6
Kanh et al., 
1999 
Fitoquímico - C. alliodora 
Cordiacromeros 
(compuestos 
con un núcleo 
de 
benzopirano) 
Antibacteriana y 
antinflamatoria. 
- 
Nakamura et 
al., (1997) 
Fitoquímico - C.spinescens 
Dos triterpenos 
de tipo 
dammarane 
- - 
Carvalho et 
al., 2004 
Fitoquímico - C.verbenacea 
Monoterpenos 
y 
sesquiterpenos
Antimicrobiana - 
Cordia curassavica 
Chariandy et 
al., (1999) 
- 
Ioset et al., 
(2000) 
- 
Lans et al., 
(2000) 
Etnobotánico 
Nicaragua y 
Trinidad y 
Tobago 
C.curassavica 
- 
Contra afecciones 
respiratorias (tos, 
neumonia); 
padecimientos 
gastrointestinales, 
dolor de cabeza, 
afecciones de la piel y 
contra ectoparásitos. 
Hojas, y 
flores 
Verpoorte et 
al., (1982) 
Antimicrobiano - C.curassavica 
Extracto 
etanólico 
Antibacteriana Hojas 
Chariandy et 
al., (1999) 
Antimicrobiano - C.curassavica 
Extracto de 
acetato de etilo
Antibacteriana 
Flores 
 
Ioset et al., 
(2000) 
Antimicrobiano - C.curassavica 
Cordiaquinona 
J y K 
Antimicrobiana Raíz 
Bayeux et al., 
2002 
Fitoquímico - C.curassavica 
Flavonoide 
“artemetina” 
Contra procesos 
inflamatorios severos.
- 
Estudios Realizados en México (Zapotitlán de las Salinas) 
Hernández et 
al., (2003) 
Etnobotánico - Antibacteriana 
Ávila (2005) Antimicrobiano 
México C.curassavica 
Aceites 
esenciales 
Antibacteriana y 
antifúngica 
Parte 
aérea 
 
 
 
 7
 
Como se observa en el cuadro anterior los estudios realizados sobre Cordia 
curassavica a nivel mundial son pocos y en el caso de los reportados en México se 
tienen únicamente los trabajos realizados en Zapotitlán de las Salinas, por Hernández 
et al., (2003) en el que reporta 44 especies utilizadas contra enfermedades de origen 
infeccioso, destacando dentro de las 8 de mayor importancia a C. curassavica; así 
como el trabajo realizado por Ávila (2005) donde se comprueba la actividad 
antibacteriana y antifúngica del aceite esencial de C. curassavica; con base a esto es 
de suponerse que al usar los extractos herbales de la parte aérea de la planta C. 
curassavica exista actividad antibacteriana y antifúngica, además de validar su uso en 
la medicina tradicional y contribuir al conocimiento fitoquímico de la especie. 
 
 8
 
 
 
OBJETIVO GENERAL 
 
 
Evaluar la actividad antibacteriana y antifúngica de los extractos de Cordia 
curassavica (Jaccq) Roemer & Schultes (Barredor). 
 
 
 
 
OBJETIVOS PARTICULARES 
 
 
1. Obtener los extractos hexánico, clorofórmico y metanólico de la 
planta C. curassavica. 
 
2. Evaluar la actividad antibacteriana y antifúngica de los extractos de 
C. curassavica. 
 
3. Determinar la concentración mínima inhibitoria (CMI), concentración 
bactericida mínima (CBM), concentración fungicida media (CF50) y 
concentración fungicida mínima (CFM) de los extractos activos. 
 
4. Aislar, purificar y elucidar hasta donde sea posible el (los) 
compuesto (s) responsable (s) de la actividad antimicrobiana. 
 
 
 
 
 
 
 9
 
DESCRIPCIÓN BOTÁNICA 
 
Género: Cordia 
 
El género Cordia es originario de América austral y está presente en clima cálido a los 
297 msnm. Crece asociado a vegetación perturbada de bosque tropical sub - perennifolio. 
 
El género Cordia esta constituido por árboles o arbustos, generalmente monoicos; 
algunas veces dioicos, a menudo con una pubescencia muy áspera, los pelos simples, 
estrellados o ramificados. 
 
La mayoría de las hojas o todas son alternas, pecioladas, tienen la lámina con el margen 
entero o dentado. 
 
Las inflorescencias son cimosas, paniculadas, espigadas o capitadas. Las flores son 
pequeñas o grandes, sésiles o pediceladas. El cáliz tubular a campanulado, sulcado, 
estriado o liso, de 2 – 5 lóbulos, acrescente. La corola generalmente blanca o blanco – 
verduzca, algunas veces amarilla o anaranjada, infundibuliforme, salveforme o 
campanulada, los lóbulos son generalmente 5 pares, algunas veces son más numerosos, 
plegados o aplanados, imbricados o subcontortos en prefloración. Los estambres del mismo 
número que los lóbulos de la corola, los filamentos igual o desigualmente insertos en tubo 
de la corola, exertos o incluidos, las anteras ovadas, oblongas o lineares, sagitadas o 
hastadas; ovarios 4 locular, los óvulos erectos, con la placenta lateral, aproximadamente en 
el centro o en la base del lóbulo, el estilo prolongado, dos veces bífido, los estigmas 
capitados o clavados. 
 
Los frutos son drupáceos, los lóculos 4 o, menos debido a abortos, el pireno muy 
endurecido; la semilla sin endospermo (Argueta y Cano, 1994). 
 
 
 10
Cordia curassavica 
(Jaccq) Roemer & Schultes (Barredor). 
 
Familia: Boraginaceae 
 
Sinónimos: 
 
Lantana bullata L.; Varronia curassavica Jacq.; Varronia macrostachya Jacq; 
Cordia macrostachya (Jacq.) Roemer & Schultes. Cordia breuispicata Martens & 
Galeotti; Cordia hispida Benth (Argueta y Cano, 1994). 
 
Nombre común: 
 
Varita prieta, orégano cimarrón, xopche, barredor, chibaroba, chobaroba, 
xobaroba, kut'a chukuri (mayo) (Argueta y Cano, 1994; Hernández et al., 2003). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Detalle de la flor de 
Cordiacurassavica. 
 
 11
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3. Detalle del tallos de Cordia 
curassavica. 
 
 
 
 
Figura 2. Detalle de la semilla de 
Cordia curassavica. 
 
 
Botánica y ecología: 
 
Las plantas de la especie Cordia curassavica son arbustos de hasta 3 m de altura, las 
ramas jóvenes tienen como gotitas resinosas esparcidas en los tallos. Las hojas tienen un 
corto soporte, la lámina es gruesa o delgada; tienen forma ovada o más angosta o a veces 
con la base más angosta que la punta; por encima son velludas y ásperas, por abajo son 
más pálidas y como polvosas, y con los bordes aserrados. 
 
 12
Las flores de C. curassavica están en las partes terminales de las ramas en espigas lar-
gas, de color blanco o blanco - verdusco, en forma de campanitas. Sus frutos son rojos muy 
pequeños, casi redondos (Figura. 1, 2 y 3) (Argueta y Cano, 1994). 
 
 
Distribución: 
 
 
En México la especie C. curassavica se encuentra distribuida en los estados de Sinaloa, 
Oaxaca y Puebla como se muestra en la Figura 4: 
 
 
 
Figura 4. Mapa de distribución geográfica de Cordia curassavica en México. 
 
 
 
-. 
 13
UBICACIÓN DE LA ZONA 
 
 
La información general de Zapotitlán de las Salinas, se muestra a continuación (Cuadro 
2): 
 
 
Cuadro 2. Datos generales de Zapotitlán de las Salinas. 
 
Localización geográfica 
Parte del Valle de Tehuacán, localizado al sureste de Puebla y 
colinda al norte con Oaxaca (Dávila et al., 2002) (Figura. 5) 
Coordenadas 
geográficas 
18° 07’ 18’’ y 18° 26’ 00’’ de latitud norte (paralelos), 97° 19’ 24’’ 
y 97° 39’ 06’’ de longitud occidental (meridianos) 
Superficie 484.77 Km2 (Zavala, 1982). 
Formación litológica 
Calizas blancas y bandas de pedernal negro alternadas (Zavala, 
1982). De acuerdo a Calderón-García (1956), la historia 
geológica del Valle de Zapotitlán ha seguido la misma dinámica 
para el Valle de Tehuacán (Álvarez, 1956), siendo el plegamiento 
de fines del Cretácico el más importante, como son los 
representados por la formación Matzitzi. 
Tipos de suelos 
Vertisoles (V), rendzinas (E), regosoles (R) y los litosoles (I) 
(Secretaría de Gobernación, Puebla, 1988). 
El clima de acuerdo a la 
clasificación de 
Köeppen modificada por 
García (1988) 
a) Clima semicálido subhúmedo, con lluvias en verano, se 
presenta en un área reducida, al extremo suroeste; b) Clima 
templado subhúmedo con lluvias en verano, se presenta al 
centro-norte, como en el extremo suroeste; c) Clima semicálido 
con lluvias en verano y escasas el resto del año, se presenta en 
un área extensa al oriente y d) Clima semiseco templado con 
lluvias en verano y escasas el resto del año, este es el clima que 
predomina y se presenta al Sur. 
Tipos de vegetación 
de acuerdo a Rzedowski 
1- El matorral xerófilo, es la más extendida en la región y 
constituye varias asociaciones de porte arbustivo característico 
 14
(1978) de zonas áridas y semiáridas. 
2- El bosque espinoso presenta asociaciones típicas de 
arbustos espinosos de la familia Leguminoseae; destacando la 
presencia de Prosopis laevigata (Willd) M. C. Johnst (mezquite), 
Eysenhardtia polystachya (Ortega) Sarg. (Palo dulce), Mimosa 
luisiana Pegoraro (Ita) Michela, entre otras. Predomina en 
terrenos planos poco pedregosos. 
3- El bosque tropical caducifolio o selva baja caducifolia se 
caracteriza por el predominio de la familia Leguminoseae, así 
como de otras especies tales como: Ceiba parvifolia 
(Rose)(Miranda, 1948; Zavala, 1982; Osorio-Beristain et al., 
1996). 
Datos socioeconómicos 
La población de Zapotitlán de las Salinas se estimó en 8900 
habitantes en el 2000. El grupo humano predominante en 
Zapotitlán de las Salinas son mestizos descendientes de 
Popolocas (Vázquez, 1982). 
 15
 
Figura 5. Localización geográfica delg Valle de Zapotitlán de las Salinas, Puebl
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Puebla 
 16
 
 
METODOLOGÍA 
 
 
Colecta del material. 
 
La parte aérea de C. curassavica se colectó en Septiembre del 2004, en la localidad 
de Zapotitlán de las Salinas, Puebla. La determinación de la planta fue realizada por Dr. 
Oswaldo Tellez, de la UNAM FES - Iztacala. 
 
 
Obtención de los extractos. 
 
 Para la obtención de los extractos herbales, se tomo 1 kg de la planta seca y una vez 
molida se extrajo mediante la técnica de percolación descrita por Domínguez, (1973) y 
se extrajo se manera sucesiva (Apéndice 1), utilizando solventes de diferente polaridad 
(hexano, cloroformo y metanol). Los diferentes percolados se filtraron y se concentraron 
a sequedad a presión reducida obteniendo así los extractos. El rendimiento de cada 
uno de los extractos se determinó con relación al peso seco de la planta. 
 
 
Evaluación de la actividad antimicrobiana. 
Microorganismos utilizados. 
 
Para la evaluación de la actividad antimicrobiana se emplearon los siguientes 
microorganismos: 
 
Bacterias: 
Vibrio cholerae No-01(no patogena), Vibrio cholerae INDRE 206 aislada de agua 
contaminada, Vibrio cholerae aislada de un caso clínico, Vibrio cholerae CDC V 12, las 
cuales corresponden al grupo 01, productor de enterotoxina, serotipo Inaba, biotipo El 
Tor, Escherichia coli ATCC 25922, Enterobacter agglomerans ATCC 27155, Salmonella 
Typha ATCC 19430, Shigella boydii ATCC 8700. Enterobacter aerogenes y Bacillus 
subtilis donadas por el laboratorio de microbiología de la FES-Cuautitlán. Yersinia 
 17
enterocolitica donada por el laboratorio de Análisis Clínicos de la CUSI del Campus 
Iztacala. Staphylococcus aureus ATCC 12398, Staphylococcus epidermidis y Sarcina 
lutea, donadas por la FES-Cuautitlán (Apéndice 2. Sintomatología y enfermedad 
causada por los microorganismos utilizados en los bioensayos). 
 
Hongos: 
Aspergillus niger, Trichophyton mentagrophytes, Fusarium sporotrichum, Fusarium 
moniliforme y Rhyzoctonia solanii donadas por el Laboratorio de Fisiología vegetal de la 
UBIPRO, FES-Iztacala y por el Dr. Rodolfo de la Torre (Apéndice 2). 
 
 
Evaluación de la Actividad Antibacteriana. 
Evaluación cualitativa. 
 
La actividad antibacteriana se evaluó de acuerdo con el método de difusión en agar 
Kirby-Baüer (Van der Berghe y Vlietinck, 1991) (Apéndice 3). Como control positivo se 
utilizaron sensidiscos de Cloramfenicol (25 μg por disco). Los discos fueron 
impregnados con 2 mg del extracto a probar. Como controles negativos se utilizaron 
sensidiscos con cada uno de los solventes empleados para evitar errores en los 
resultados y comprobar que no tienen ningún efecto sobre los microorganismos. Todos 
los bioensayos se realizaron por triplicado. 
 
Evaluación cuantitativa. 
 
Para determinar la concentración mínima inhibitoria (CMI) y la concentración 
bactericida mínima (CBM) se utilizó la microtécnica de dilución en caldo (Koneman, 
1996) (Apéndice 4). Las concentraciones empleadas para los bioensayos cuantitativos 
fueron las siguientes: 2.00, 1.50, 1.00, 0.75, 0.50, 0.25, 0.125 mg/ml. Como control 
positivo se utilizo, 0.1 ml de Cloramfenicol y se le adicionan a 99.9 ml de solución salina 
al 0.9 % obteniéndose así una concentración de 105 bacterias/ml. Cada concavidad se 
inoculo con 50 μl de esta suspensión bacteriana. Cada bioensayo se realizó por 
triplicado. 
 
 
 
 18
 
Evaluación de la actividad antifúngica. 
 
Para el análisis cualitativo se utilizó la técnica de difusión en agar (Apéndice 3) 
usando una concentración de 2 mg por disco del extracto a probar y como control 
positivo ketoconazol (Van der Berghe y Vlietinck, 1991). 
 
El ensayo contra hongos filamentosos se llevó a cabo mediante el método de 
inhibición del crecimiento radial reportado por Wang y Bun 2002 (Apéndice 5). Las 
concentraciones empleadas para los bioensayos cuantitativos fueron las siguientes: 
2.00, 1.50, 1.00, 0.75, 0.50, 0.25, 0.125 y 0.0625 mg/ml. Cada bioensayose realizó por 
triplicado. 
 
 
Pruebas estadísticas 
 
 
A los resultados obtenidos para los bioensayos de la actividad antibacteriana y la 
actividad antifúngica se les realizó un análisis multifactorial, siendo los factores: a) 
extractos herbales; b) bacteria (Gram positivas y Gram negativas), c) la interacción 
extracto x bacteria. así como los extractos herbales, el hongo y la concentración 
 
 
Estudio fitoquímico 
Aislamiento de los principios activos. 
 
Para la separación y el aislamiento de los principios activos, se utilizaron técnicas 
cromatográficas de placa fina y de columna abierta. 
 
Al extracto hexánico se le realizo una partición utilizando una mezcla de hexano-
metanol (proporción 1:1), a las particiones obtenidas (hexánica y metanólica) en el 
proceso de separación, se les determinó si presentaban actividad antimicrobiana 
(bioensayo) utilizando sensidiscos con 1mg de la muestra, con el fin de seleccionar y 
fraccionar solo aquella partición que presentaran actividad, para así poder aislar el (los) 
compuesto (s) responsable (s) de la actividad. 
 
 19
 Técnicas Cromatográficas: 
 
Las cromatografías de adsorción en columna abierta para la separación de las 
muestras activas se realizaron sobre gel de sílice 60 F254 Merck (tamaño de partícula 
0.063-0.200 mm, malla 70-230 ASTM). Para las cromatografías en capa fina (ccf) se 
emplearon cromatofolios de aluminio cubiertos con gel de sílice 60 F254 Merck (0.2 mm 
de espesor, para análisis). La ccf permitió verificar el desarrollo de las cromatografías en 
columna abierta y comprobar la pureza de los compuestos obtenidos observándolos en 
una lámpara de luz U.V (366-254nm). Como agente cromogénico se empleo una 
solución de sulfato cérico en ácido sulfúrico concentrado, para el desarrollo del color se 
calentaron las placas cromatográficas durante dos minutos a 110 ºC . 
 
Las cromatografías en ccf preparativas, se realizaron en cromatofolios de vidrio 
cubiertos con gel de sílice 60 F254 Macherey-Nasal, (2.0 mm de espesor, 20x20 cm). 
 
 
 Equipo para determinación de las constantes físicas espectroscópicas y 
espectrométricas de los compuestos aislados. 
 
Los puntos de fusión (p.f.) se determinaron con un aparato Fisher-Johns con un rango 
de temperatura de 0-300°C. 
 
El análisis de los componentes activos del extracto hexánico se efectuó mediante 
cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas. Se utilizó un cromatografo 
Hewlett Packard modelo 5890 serie ll conectado a un espectrómetro Jeol AX50HA. El 
análisis se realizó utilizando una columna DB WAX de 30m x0.32 mm y diámetro interno 
de 0.25 μm. Las condiciones de separación fueron: temperatura del horno 20-220 °C a 8 
°C por minuto; temperatura del inyector 225 °C; gas de acarreo He, a presión de 134 
Kpa (19 Psi) y velocidad linear de 20 cm/s; cantidad de muestra empleada: 1.0 μl (split 
1:100); energía de ionización 70 eV. 
 
 
 20
 
RESULTADOS Y ANÁLISIS. 
 
 
Colecta de la planta. 
 
La planta C. curassavica (Barredor), fue colectada durante el mes de Septiembre del 
2004, en la localidad de Zapotitlán de las Salinas, Puebla. Los datos generales del ejemplar 
de herbario se muestran en el cuadro 3. 
 
 
Cuadro 3. 
Datos etnobotánicos de la especie. 
Nombre científico Cordia curassavica 
Nombre común Barredor 
Número de colecta 15862 
Parte utilizada Parte aérea 
Forma de uso Infusión 
Colector O. Tellez V. 
 
 
 
Rendimiento de los extractos herbales. 
 
Los rendimientos de cada extracto se muestran en el cuadro 4. Como se puede observar 
el extracto que presentó un mayor rendimiento fue el metanólico (8.26 %) y en donde se 
obtuvo el rendimiento más bajo fue el extracto hexánico (1.81 %). Estos resultados indican 
que la especie presenta una mayor cantidad de compuestos de polaridad alta. 
 
 
 
 
 21
 
 
 
Cuadro 4. 
Rendimientos de los extractos de la parte aérea de Cordia 
curassavica. 
Rendimiento 
Extracto 
Gramos (g) Porcentaje (%) 
Hexánico 18.13 1.81 
Clorofórmico 18.88 1.88 
Metanólico 82.61 8.26 
Resultados obtenidos de 1 kilogramo de la planta. 
 
 
Evaluación de la actividad antimicrobiana 
Evaluación de la actividad antibacteriana 
Evaluación cualitativa. 
 
 
Los resultados obtenidos en la evaluación de la actividad antibacteriana de los extractos 
de la parte aérea de C. curassavica. Se muestran en el cuadro 5, en donde se pueden 
observar que todos los extractos presentaron actividad frente a 9 de las 13 cepas probadas. 
El extracto hexánico es el que presentó mayor actividad. En general, las cepas de Vibrio 
cholerae (Gram-negativas) fueron las más sensibles ya que fue donde se presentaron los 
mayores halos de inhibición, seguidas de Sarcina lutea y Bacillus subtilis (Gram-positivas) 
(Figura 6). 
 
 
 
 
 
 
 
 22
 
Cuadro 5. 
Actividad antibacteriana de los extractos de Cordia curassavica. 
Halos de inhibición (mm) 
Bacteria 
Cloramfenicol 
(25 μg/disco) 
Extracto 
Hexánico 
Extracto 
Clorofórmico 
Extracto 
Metanólico 
S. a. 24.00 ± 0.82 9.33 ± 0.47 9.00 ± 0.50 11.67 ± 0.47 
S. e. 22.67 ± 0.47 9.00 ± 0.50 9.00 ± 0.50 11.33 ± 0.47 
S. l. 32.00 ± 0.50 13.67 ± 1.70 9.33 ± 0.47 Na 
B. s. 29.33 ± 2.62 10.67 ± 0.47 10.00 ± 0.82 7.00 ± 0.50 
Y. e. 25.67 ± 0.47 Na 10.33 ± 0.47 9.50 ± 0.50 
Vch agua 30.33 ± 0.47 18.33 ± 2.36 Na Na 
Vch No 01 35.00 ± 0.50 16.67 ± 1.25 Na 10.50 ± 1.50 
Vch. Tor 32.67 ± 0.47 18.33 ± 1.70 7.00 ± 0.50 10.50 ± 0.50 
Vch. cc 27.67 ± 0.47 14.00 ± 0.82 11.00 ± 0.82 7.00 ± 0.50 
Simbología: S.a. Staphylococcus aureus; S.e. Staphylococcus epidermidis; S.l. Sarcina lutea; B.s. Bacillus 
subtilis; Y. e. Yersinia enterocolitica; V.ch.agua. Vibrio cholerae aislada de agua; V.ch. No-01. Vibrio 
cholerae No01; V.ch.Tor. Vibrio cholerae CDC V12; V.ch.cc Vibrio cholerae aislada de un caso clínico; Na. 
no presentó actividad. 
 
 
La prueba estadística (ANOVA) revela que existen diferencias significativas con respecto 
a la sensibilidad de las diferentes cepas a los extractos (F=69.425, P<0.001) (Figura 6). 
 
Con base a los resultados mostrados en el cuadro 5 y como se observa en la Figura 7, 
existen diferencias significativas entre la actividad antibacteriana de los diferentes extractos 
(F=1501.588, P<0.001). 
 
 
 
 
 
 
 
 23
 
 
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Figura 6. Sensibilidad bacteriana a los extractos obtenidos de Cordia curassavica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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-- -<>-
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--<>- -<>-
=- -o-
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- -
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D 
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 24
 media
 Error est. 
 Desv.est. 
 casos extremos
 casos aberrantes
Hexánico
Clorofórmico
Metanólico
Control
Extracto
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Figura 7. Actividad antibacteriana de los extractos obtenidos de Cordia curassavica. 
 
 
Como se puede observar en las Figuras 6 y 7 el extracto hexánico fue el que 
presentó mayor actividad. Las bacterias más sensibles a la acción de este extracto 
fueron las Vibrio Cholerae, seguidos de S. lutea. En el caso del extracto clorofórmico 
las bacterias más sensibles fueron Vch. caso clinico y Y. enterocolitica; mientrasque 
S. aureus y S. epidermidis lo fueron para el extracto metanólico. 
 
 
~ 
o 
 25
H
al
o 
de
 in
hi
bi
bi
ón
 (m
m
)
 Media 
 Error est. 
Desv.est 
Gram positivas
Hexánico
Clorofórmico
Metanólico
Control
-5
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Gram negativas
Hexánico
Clorofórmico
Metanólico
Control
 
Figura 8. Actividad antibacteriana de los extractos obtenidos de Cordia curassavica sobre Gram 
positivas y Gram negativas. 
 
 
En la Figura 8 se puede observar que en promedio las bacterias Gram positivas, son 
más sensibles al efecto antibacteriano de los extractos de C. curassavica, presentando en 
promedio halos de 9.19 +/- 3.32 mm, mientras que las Gram negativas en promedio 
presentaron halos de 7.95 +/- 6.68 mm Gram negativas. 
 
A nivel de cada extracto se obtuvo que son más sensibles al efecto antibacteriano del 
extracto hexánico las bacterias de tipo Gram negativas presentando en promedio halos de 
12.6 +/- 7.47 mm, mientras que las Gram positivas presentaron halos de 10.66 +/- 2.14 mm. 
A diferencia de lo anterior con los extractos clorofórmico y metanólico se obtuvieron 
mayores halos con las Gram positivas (9.33 +/- 0.65 mm; 7.77 +/- 5.84). 
 
 
 26
 
Evaluación cuantitativa. 
 
 
Los resultados obtenidos de la determinación de la CMI y la CBM se muestran en el 
cuadro 6, donde se observa que V. cholerae caso clínico, S. lutea y B. subtilis fueron las 
bacterias más sensibles al extracto hexánico, ya que se requieren bajas concentraciones 
(0.125 - 0.25 mg/ml) para inhibir el crecimiento de dichas bacterias. Mientras que en las 
cepas de V. cholerae agua, V. cholerae Tor son las menos sensibles ya que requieren 
concentraciones mayores de 1.0 mg/ml del extracto para inhibir su crecimiento. 
 
Cuadro 6. 
Concentración Mínima Inhibitoria (CMI) y Concentración Bactericida Mínima 
(CBM) de los extractos de Cordia curassavica. 
Cloramfenicol 
(μg/ml) 
Extracto 
Hexánico 
(mg/ml) 
Extracto 
Clorofórmico 
(mg/ml) 
Extracto 
Metanólico 
(mg/ml) 
Bacteria 
CMI CBM CMI CBM CMI CBM CMI CBM 
S. a. 0.001 0.002 0.50 1.00 1.50 2.00 0.50 1.00 
S. e. 0.002 0.004 0.50 1.00 2.00 >2.00 0.50 1.00 
S. l. 0.001 0.002 0.25 0.50 1.00 1.50 - - 
B. s. 0.002 0.004 0.25 0.50 1.50 2.00 2.00 >2.00 
Y. e. 0.004 0.006 - - 2.00 >2.00 Nd Nd 
Vch agua 0.001 0.002 1.50 2.00 - - - - 
Vch No 01 0.001 0.002 1.00 1.50 - - Nd Nd 
Vch. Tor 0.001 0.002 1.50 2.00 2.00 >2.00 Nd Nd 
Vch. cc 0.001 0.002 0.125 0.25 1.50 2.00 Nd Nd 
Cada bioensayo se realizó por triplicado. Simbología: S.a. Staphylococcus aureus; S.e. Staphylococcus 
epidermidis; S.l. Sarcina lutea; B.s. Bacillus subtillis; Y. e. Yersinia enterocolitica; V.ch.a. Vibrio cholerae 
aislada de agua; V.ch. No-01. Vibrio cholerae; V.ch.Tor. Vibrio cholerae CDC V12; V.ch.cc Vibrio cholerae 
aislada de un caso clínico; Nd: no determinado. 
 
 
 
 
 27
 
 
En síntesis, el cuadro 6 muestra en general que las bacterias Gram positivas requieren 
concentraciones menores del extracto hexánico para inhibir su crecimiento, mientras que 
para las Gram negativas, se necesitan concentraciones mayores de 1.0 mg/ml. 
 
 
Evaluación de la actividad antifúngica. 
 
En la realización del bioensayo cualitativo tanto el extracto hexánico como el 
clorofórmico presentaron actividad antifúngica, siendo activos frente a cuatro de las cinco 
cepas desafiadas (Cuadro 7). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 28
Cuadro 7. 
Efecto de los extractos hexánico y clorofórmico de Cordia curassavica sobre la inhibición del crecimiento radial. 
 
Porcentaje de inhibición (%) 
Concentración (mg/ml) 
 
Cepas 0.0625 0.125 0.250 0.50 0.75 1.00 1.50 2.00 
F.m. 7.89 +/- 1.00 16.67 +/- 0.57 18.42 +/- 1.41 42.98 +/- 0.57 49.12 +/- 1.52 51.75 +/ -0.57 63.16 +/- 2.00 64.91 +/- 1.52 
A.n. 8.16 +/- 2.00 11.22 +/-1.73 18.37 +/-2.88 28.57 +/-0.57 32.65 +/-0.00 43.88 +/-0.57 81.48 +/-4.93 54.08 +/-3.60 Extracto hexánico 
T.m. 29.63 +/- 2.64 35.80 +/- 1.52 51.85 +/- 0.00 60.49 +/- 1.52 67.90 +/- 1.15 45.92 +/- 1.00 83.95 +/- 0.57 100 +/- 0.00 
F.m. 14.91 +/- 2.08 11.4 +/- 1.52 45.61 +/- 0.57 63.16 +/- 1.00 65.79 +/- 1.00 67.54 +/- 1.52 71.93 +/- 2.51 71.93 +/- 1.52 
A.n. 15.31 +/- 1.15 14.29 +/- 2.00 15.82 +/- 2.12 37.76 +/- 1.15 36.73 +/- 0.57 40.82 +/- 2.30 48.97 +/- 0.57 46.94 +/- 1.15 
 
Extracto 
clorofórmico 
F.s. 23.67 +/- 0.57 41.90 +/- 1.15 46.67 +/- 0.57 49.52 +/- 0.57 50.48 +/- 0.57 57.14 +/- 1.00 60.00 +/- 0.00 62.86 +/- 0.00 
 
Cada bioensayo se realizó por triplicado. Simbología: An, Aspergillus niger; Tm, Trichophyton mentagrophytes; Fm, Fusarium moniliforme; Fs, Fusarium sporotrichum. 
 
 29
 
El análisis estadístico para el bioensayo cualitativo contra hongos, mostró que no 
existen diferencias significativas entre el extracto hexánico y el clorofórmico 
(F=0.02;P>0.090), aunque si entre las concentraciones utilizadas y la sensibilidad de las 
cepas probadas (F=233.89; P< 0.001 y F=174.12; P < 0.001). 
 
%
 d
e 
in
hi
bi
ci
ón
 d
el
 c
re
ci
m
ie
nt
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ra
di
al
 
 Media 
 Error.est. 
 Desv.est. 
Ex
tra
ct
o 
he
xá
ni
co
-20
0
20
40
60
80
100
120
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Ex
tra
ct
o 
cl
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m
ic
o
An
Fm
Tm
Fs
-20
0
20
40
60
80
100
120
0.125
An
Fm
Tm
Fs
0.25
An
Fm
Tm
Fs
0.50
An
Fm
Tm
Fs
0.75
An
Fm
Tm
Fs
1.0
An
Fm
Tm
Fs
1.5
An
Fm
Tm
Fs
2.0
An
Fm
Tm
Fs
 
Figura 9. Inhibición del crecimiento radial de los extractos clorofórmico y hexánico de Cordia 
curassavica. Simbología: An, Aspergillus niger; Fs, Fusarium sporotrichum; Fm, Fusarium moniliforme; Tm, 
Trichophyton mentagrophytes. 
 
 
 
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:::r::: 
 
 30
 
En el cuadro 7 y en la Figura 9 se muestran los porcentajes de inhibición del 
crecimiento radial de los extractos hexánico y clorofórmico en cuatro de las cinco cepas 
de hongos. En el caso de extracto hexánico se aprecia que la cepa que presentó un 
porcentaje mayor de inhibición del crecimiento radial fue T. mentagrophytes a una 
concentración de 2.0 mg/ml, mientras que A. niger y F. moniliforme requieren 
concentraciones mayores a 2.0 mg/ml para alcanzar el 100 % de inhibición. En lo 
referente al extracto clorofórmico se puede observar que se requieren concentraciones 
mayores a 2.00 mg/ml para lograr el 100 % de inhibición. La cepa que presentó mayor 
sensibilidad al extracto fue F. moniliforme que con una concentración de 2.0 mg/ml 
alcanzó casi el 80 % de inhibición. 
 
El porcentaje de inhibición del crecimiento radial para el control positivo como se puede 
observar en el cuadro 8 y figura 10, T. mentagrophytes y F. sporotrichum, son las cepas más 
sensibles, ya que se necesita una concentración menor de ketoconazol que el resto de las 
cepas para alcanzar el 100 % de inhibición del crecimiento radial, mientras que A. niger 
resultó ser la cepa más resistente (Cuadro 9 y Figura 11)(Ávila, 2005). 
 
 
 
 31
 
 
Cuadro 8. 
Efecto del Ketoconazol (Control positivo) sobre la inhibición del crecimiento radial. 
Concentración (μg/ml) 
Cepas 
0.00 0.05 0.10 0.20 0.40 0.80 1.70 3.50 7.00 14.00 28.00 
Tm 0 
34.57 
+/- 
1.52 
51.85 
+/- 
0.00 
59.26 
+/- 
1.73 
81.48 
+/- 
2.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
Fs 0 
47.62 
+/- 
0.57 
51.43 
+/- 
0.00 
58.10 
+/- 
1.15 
67.62 
+/- 
0.57 
70.48 
+/- 
0.57 
80.00 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
Fm 0 
37.21 
+/- 
1.15 
45.74 
+/- 
1.15 
51.16 
+/- 
0.00 
53.49 
+/- 
0.00 
60.47 
+/- 
0.00 
65.12 
+/- 
0.00 
72.09 
+/- 
0.00 
76.74 
+/- 
1.00 
93.02 
+/- 
5.19 
100 
+/- 
0.00 
Rs 0 
29.45 
+/- 
0.57 
41.08 
+/- 
0.57 
45.74 
+/- 
0.57 
55.04 
+/- 
1.15 
65.12 
+/- 
0.00 
75.97 
+/- 
0.5787.60 
+/- 
0.57 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
100 
+/- 
0.00 
Simbología: Tm, Trichophyton mentagrophytes; Fs, Fusarium sporotrichum Fm, Fusarium moniliforme; Rs, Rhyzoctonia solani. 
 
 32
 
De manera particular Trichophyton mentagrophytes fue la cepa más sensible al extracto 
hexánico, mientras que F. moniliforme lo fue para el extracto clorofórmico, ya que requieren 
concentraciones menores de los extractos, que el resto de las cepas para alcanzar el 100 % 
de inhibición del crecimiento radial (Cuadro 10). 
 
 
Cuadro 9. 
Concentración fungicida media (CF50) y Concentración fungicida mínima 
(CFM) de los extractos de Cordia curassavica. 
Ketoconazol Extracto hexánico 
Extracto 
Clorofórmico 
Hongos CF50 
(µg/ml) 
CFM 
(µg/ml) 
CF50 
(mg/ml) 
CFM 
(mg/ml) 
CF50 
(mg/ml) 
CFM 
(mg/ml) 
A. n. 415.1 2688 1.99 > 2.00 2.28 > 2.00 
T. m. 0.109 0.88 0.23 2.00 - - 
F. s. 0.094 3.50 - - 0.50 > 2.00 
F. m. 0.240 28.00 0.85 > 2.00 0.43 > 2.00 
Cada bioensayo se realizó por triplicado. Simbología: An, Aspergillus niger; Tm, Trichophyton 
mentagrophytes; Fs, Fusarium sporotrichum; Fm, Fusarium moniliforme; - No presentó actividad el 
extracto.. 
 
 
 
Ketoconazol
0
15
30
45
60
75
90
105
0 5 10 15 20 25 30
Concentración (μg/ml)
In
hi
bi
ci
ón
 d
el
 
cr
ec
im
ei
nt
o 
ra
di
al
 (%
)
Fm Fs Tm Rs
 
 
Figura 10. Inhibición del crecimiento radial del Ketoconazol (control 
positivo). Simbología: Tm, Trichophyton mentagrophytes; Fs, Fusarium 
sporotrichum Fm, Fusarium moniliforme; Rs, Rhyzoctonia solani. 
-+- -+-
 
 33
 
 
Cuadro 10. 
Efecto del Ketoconazol (Control positivo) 
sobre la inhibición del crecimiento radial. 
Concentración 
(μg/ml) Aspergillus niger 
0 0 
28 10.00 
84 18.60 
112 28.68 
168 34.88 
224 39.53 
336 39.53 
448 41.86 
672 51.16 
896 65.11 
1792 76.74 
2688 100 
3584 100 
 
 
 
Ketoconazol / Aspergillus niger
0
20
40
60
80
100
0 1000 2000 3000 4000
Concentración (μg/ml)
In
hi
bi
ci
ón
 d
el
 
cr
ec
im
ie
nt
o 
ra
di
al
 (%
)
 
Figura 11. Inhibición del crecimiento radial del Ketoconazol 
(control positivo). 
 
 
 34
 
 
Estudio fitoquímico 
Aislamiento de los principios activos 
 
 
En cuanto a la separación y purificación de los compuestos activos, dado que el extracto 
hexánico fue el que presentó mayor actividad, a las fracciones obtenidas se les hizo una 
partición utilizando una mezcla de hexano – metanol a una proporción 1:1. En el proceso de 
separación, se les determinó si presentaban actividad antimicrobiana, con el fin de 
seleccionar y fraccionar solo la parte activa, para así poder aislar los compuestos 
responsables de la actividad. 
 
Para el fraccionamiento biodirigido de la partición metabólica del extracto hexánico se 
empleó Sarcina lutea (bacteria Gram positiva) y Vch. Tor (como Gram negativa) en técnicas 
bacteriológicas con el fin de llevar el seguimiento de la actividad. Los resultados se 
muestran en el cuadro 11. 
 
 
Cuadro 11. Rendimiento y actividad de la partición del 
extracto hexánico. 
Fase 
Rendimiento 
(g) 
Actividad de las fases 
Hexánica 6.41 Activa 
Interfase 0.92 Activa 
Metanólica 5.96 No activa 
 
 
Como se menciona en la metodología, la separación de la partición hexánica por cc se 
muestran en el cuadro 12 resumiendo los sistemas de elusión empleados y las fracciones 
resultantes. 
 
 35
 
 
 
Cuadro 12. Fraccionamiento del extracto hexánico de la parte aérea de C. 
curassavica. 
Eluyente Proporción Alícuotas Fracciones Clave 
1-11 A 
12-34 B Cloroformo 100 1 - 52 
35-52 C 
53-54 D 
55-56 E 
57-62 F 
63-70 G 
71-76 H 
Cloroformo / Acetona 95:5 53 – 79 
77-78 I 
79-86 J Cloroformo / Acetona 90:10 80 – 94 
87-91 K 
Cloroformo / Acetona 80:20 95 - 103 
Cloroformo / Acetona 70:30 104 – 123 
Cloroformo / Acetona 50:50 124 – 128 
92-110 L 
Cloroformo / Acetona 30:70 129 – 134 
Acetona / Metanol 100 135 – 145 
Acetona 50:50 146 – 149 
111-149 M 
Metanol 100 150 – 156 150-156 N 
 
 
De la Fracción A precipitó un sólido cristalino amarillo en forma de aguja con un punto de 
fusión de 160-162°, el cual no presentó actividad antibacteriana. 
 
Al evaluar la actividad antibacteriana de todas las fracciones, se encontró que la fracción 
M fue la que presentó los mayores halos de inhibición en S. lutea, por lo que se seleccionó 
para continuar el estudio fitoquímico. 
 
 36
 
 
 
 
 
 Separación de la fracción M. 
 
La fracción M se lavó con hexano. En el cuadro 13 se muestran los rendimientos 
obtenidos. 
 
 
Cuadro 13. Rendimiento de la partición 
de la fracción M. 
Fracción Rendimiento (g) 
Hexano 0.04 g 
Parte no soluble 0.15 g 
Metanol 1.56 g 
 
 
 
Las diferentes particiones fueron evaluadas contra S. lutea y se obtuvo que los halos más 
grandes los presentó la partición con Metanol. 
 
La partición de metanol se fraccionó en una columna abierta (Cuadro 14), recolectándose 
205 fracciones de 10 ml c/u, a las cuales se evaluó su actividad antibacteriana, sobre S. 
lutea, mostrando que la fracción M-6 obtuvo el mayor halo de inhibición, por lo cual fue 
seleccionada para su separación. 
 
 
 
 
 
 
 37
 
 
Cuadro 14. Fraccionamiento de la fase metanólica de la fracción M de la parte 
aérea de C. curassavica. 
Eluyente Proporción Alícuotas Fracciones Clave 
Diclorometano 100 1-12 M-1 
M-2 
Diclorometano / metanol 95:5 13-47 
1-33 
34 
35-47 M-3 
Diclorometano / metanol 90:10 48-74 
Diclorometano / metanol 85:15 75-89 
48-90 M-4 
M-5 
M-6 Diclorometano / metanol 80:20 90-128 
91-94 
 95-106 
107-124 M-7 
Diclorometano / metanol 75:25 129-134 
Diclorometano / metanol 60:40 135-153 
Diclorometano / metanol 50:50 154-159 
125-166 M-8 
Diclorometano / metanol 40:60 160-173 
Diclorometano / metanol 30:70 174-180 
Diclorometano / metanol 20:80 181-186 
167-191 M-9 
Diclorometano / metanol 10:90 187-193 
Metanol 100 194-205 
192-205 M-10 
 
 
 
 Separación de la fracción M-6. 
 
Las fracciones obtenidas de M-6 (0.143 g) fueron probadas contra S. lutea, siendo activa 
la partición con hexano presentando un halo de inhibición de 11mm. 
 
 
 
 
 
 38
 
El lavado hexánico fue sometido a un análisis de CG-MS (Figura. 15). Gracias a este 
análisis se identifico que la fracción M-6 tiene 5.31 % de Carvacrol (PM = 150.22) (Figura 
12), Ácido Ricinoleico en un 4.96% (PM = 298.46) (Figura 13) y Ácido Oleico en un 1.12% 
(PM = 282.47) (Figura 14). 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 12. Carvacrol. 
 
 
 
 
 
 
Figura 13. Ácido Ricinoleico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 14. Ácido Oleico. 
 
HO 
o 
OH 
 
 39
 
Figura 15. Espectro de cromatografía de gases acoplado a espectrometría de masas del lavado hexánico de la fracción M-6.
Relative 
Abundance 
100 
90 
80 
70 
60 
50 
40 
30 
20 
10 
O 
O 5 
Ácido Ricinoleico 
T~ = 7.57 
Catvacrol 
TR= 10.49 
Ácido oleico 
TR= 12.88 
10 15 
Time (min) 
HO 
I 
Car'lacrol 
20 25 
 
 40
 
 40
DISCUSIÓN 
 
 
La especie Cordia curassavica es utilizada en forma de infusión para combatir 
enfermedades gastrointestinales dentro de la medicina tradicional de Zapotitlán de las 
Salinas en Puebla (Hernández et al., 2003). En países como Nicaragua, Trinidad y 
Tobago se utiliza contra afecciones respiratorias, enfermedades gastrointestinales, entre 
otros padecimientos (Chariandy et al., 1999; Ioset et al., 2000; Bayuex 2002). Los 
resultados logrados en este estudio coinciden con lo registrado dentro de la medicina 
tradicional, ya que se encontró que los extractos de la parte aérea de la planta 
presentan actividad antibacteriana y antifúngica, por lo que, el presente trabajo valida el 
uso en la medicina tradicional de esta especie. 
 
El extracto metanólico presentó el mayor rendimiento con 82.61 g (8.26 %), siendo 
probable que la parte aérea de C. curassavica sea rica en metabolitos de naturaleza 
polar como ácidos orgánicos,flavonoides, glicósidos y glicósidos fenólicos (Gros et al., 
1985). Sin embargo, en este trabajo el extracto metanólico no fue el más activo. Fue el 
extracto hexánico el que mostró mayor actividad, seguido del clorofórmico, lo que puede 
deberse a la naturaleza no polar del extracto de la parte aérea. La parte aérea de C. 
curassavica presenta gran cantidad de carbohidratos y azucares que sirven de alimento 
para las bacterias, lo que muy posiblemente afecte de manera directa en la actividad 
antimicrobiana, ya sea que en comparación con los azucares y carbohidratos se 
encuentren en menor proporción los metabolitos con actividad, o bien que el efecto de 
los compuestos activos presentes sea mucho mayor, debido a la presencia de 
sinergismos entre estos compuestos. 
 
En contraste con los resultados del rendimiento de los diferentes extractos de C. 
curassaviva observados en este trabajo, Ioset et al., (2000) y Bayuex (2002), 
determinaron que el extracto metanólico de la raíz de C. curassavica fue el que presentó 
mayor actividad. Lo antes mencionado puede deberse a que en la raíz se encuentran 
metabolitos diferentes, debido probablemente a que las raíces al encontrarse en un 
medio húmedo y donde el agua actúa como solvente de nutrientes permitiendo su 
entrada para nutrir a la planta, es de esperarse que los metabolitos encontrados en la 
raíz sean de naturaleza polar, facilitando su difusión. El ambiente radicular permite la 
existencia de diversos microorganismos patógenos, como los hongos, las bacterias, los 
 41
nemátodos, etc., lo cual hace que las raíces se encuentren más expuestas a ataques y 
por tal motivo se piensa que algunos de estos metabolitos secundarios son sintetizados 
por las plantas para defenderse de los microorganismos patógenos del suelo (Ribeiro et 
al., 2003). 
 
Como pudo observarse, los extractos de diferente polaridad de C. curassavica fueron 
activos tanto en bacterias Gram positivas como Gram negativas. Se sabe que de 
manera natural dentro del tracto respiratorio superior y digestivo del hombre existen gran 
cantidad de bacterias que no causan ninguna enfermedad, sin embargo, cuando la 
persona se encuentra inmunodeprimida, algunos de éstos microorganismo pueden ser 
oportunistas y ocasionar enfermedades un ejemplo de estas cepas es Staphylococcus 
aureus típicamente asociada a enfermedades del tracto respiratorio superior. La gran 
variedad de trastornos gastrointestinales de origen infeccioso son generalmente 
causados por bacterias Gram negativas, como Vibrio cholerae y las Salmonellas, las 
cuales se manifiestan con diarreas, vómitos y deshidratación; aunque en algunos casos 
como en infecciones con Shigella, se producen lesiones en tejidos del colon e ileon 
provocando inflamación y sangrado (Mims et al., 1993; Foster, 2000). 
 
De acuerdo a los resultados obtenidos por el método de difusión en agar de Kirby-
Baüer, se observa que los diferentes extractos presentaron actividad tanto en bacterias 
Gram positivas como en Gram negativas, sugiriendo que el mecanismo de acción de 
tales extractos podría estar relacionado con alteraciones de ADN, alteraciones de la 
síntesis de proteínas, inhibidores en la trascripción o traducción (Avila, 1996; Calderón, 
1997), esto debido a que existen diferencias significativas entre la actividad de los 
extractos a los grupos bacterianos Gram positivos y Gram negativos. 
 
 Los resultados obtenidos de la actividad antibacteriana muestran que los extractos 
herbales de C. curassavica presentaron los mayores halos de inhibición frente a las 
bacterias de tipo Gram negativas, sin embargo, en la determinación de la CMI y la CBM 
resultaron ser más sensibles las bacterias Gram positivas, es decir, que se requieren 
concentraciones menores para inhibir su crecimiento, a diferencia de las bacterias tipo 
Gram negativo; las cuales requieren de mayores concentraciones de los extractos 
probados para ser inhibidas. 
 
 42
La razón por la cual las cepas bacterianas Gram negativas presentaron los mayores 
halos de inhibición (Cuadro 5) y se requirieran mayores concentraciones para ser 
inhibidas Cuadro 6), radica en el hecho de que no siempre el tamaño de la zona de 
inhibición refleja la efectividad antimicrobiana de un compuesto ya que ésta es afectada 
por la solubilidad del extracto, el rango de difusión en el medio, la evaporación, el 
tamaño y la morfología colonial, la permeabilidad bacteriana, etc. (Kim et al., 1995; 
Cimanga et al., 2002), por lo cual también se observan desviaciones estándar muy 
grandes. 
 
Sobre las diferencias existentes entre la sensibilidad de las cepas bacterianas a los 
extractos y entre los distintos tipos de extractos (cuadro 5 las figuras 6 y 7), de acuerdo 
a los resultados del ANOVA, probablemente se deben a la composición estructural de 
las bacterias y a la susceptibilidad de cada cepa al extracto probado, ya que los 
peptidoglucanos en el caso de las bacterias Gram positivas se encuentran inmersos en 
una matriz compuesta de ácidos teicoicos, teicurónicos y lipoteicos; confiriéndole a la 
pared celular una carga negativa neta, que es necesaria para que la célula pueda 
asimilar cationes divalentes, esta característica la hace más sensible a los compuestos 
polares, a diferencia de las bacterias Gram negativas en las que la membrana es más 
resistente a los disolventes orgánicos y menos permeable a las moléculas de carácter 
hidrofóbico (Cimanga, et al., 2002; Gros et al., 1985; Nikaido, et al., 1979). 
 
Es importante mencionar las diferencias observadas en los extractos y el control 
positivo, ya que, como es sabido el cloramfenicol al ser un antibiótico de amplio espectro 
tiene un mayor efecto tanto en bacterias de tipo Gram positivo como Gram negativo. 
Este compuesto presenta algunas reacciones secundarias como nauseas, vómito, 
prurito anal, fiebre, urticaria, etc. (Foye, 1991); mientras que los extractos al ser de 
diferente polaridad y por ende cada uno presentar diversos compuestos, su actividad 
varía de acuerdo a la presencia de los metabolitos y sus características. Debido al gran 
potencial que muestra la planta, podrían realizarse más estudios en los que se 
encontrasen dosis adecuadas para ser utilizado dentro de la medicina, siendo una 
opción para tratar enfermedades de origen infecciosas en particular cuando las opciones 
terapéuticas con antibióticos comerciales son poco eficaces (Nascimeno et al., 2000). 
 
En cuanto a la actividad antifúngica, se encontró en el presente trabajo que el 
extracto hexánico fue activo tanto en hongos fitopatógenos (3 cepas), como en un hongo 
 43
dermatofito, lo que concuerda con lo reportado por Ioset et al (1998) para el caso de la 
raíz de C. linnaei y con los extractos de C. curassavica (Ioset, et al; 1998). Esto 
probablemente sucede por la presencia de ciertos metabolitos de baja polaridad como 
son los terpenos y algunas grasas; los cuales probablemente alteren la función de la 
membrana o la síntesis de ácidos grasos (Avila, 1996). 
 
Es importante recalcar que el extracto hexánico presentó actividad frente a T. 
mentagrophytes, el cual causa tiña (pie de atleta) (Myrvin y Weiser, 1991), alcanzando 
un 100% de inhibición a una concentración de 2 mg/ml del extracto, y por lo que el 
extracto podría usarse para tratar este padecimiento, ya que de acuerdo con algunos 
estudios de antifúngicos, existen evidencias sobre la toxicidad de estos fármacos en 
pacientes (Somchit et al., 2003). 
 
Los resultados de la evaluación de la actividad antifúngica obtenidos del análisis 
estadístico muestran que no hubo diferencias significativas de los extractos activos, lo 
cual puede suponerse ya que son extractos con metabolitos de baja y mediana 
polaridad (hexánico y clorofórmico respectivamente), y que por su forma de obtención 
presentan algunas moléculas en común dentro de su composición; los cuales podrían 
ser las causantesde la actividad, permitiendo la entrada de algunas toxinas e 
impidiendo la entrada de ciertos nutrientes vitales para el hongo y por lo tanto verse 
afectadas las cepas a las diferentes concentraciones utilizadas (Sanford, 1997). 
 
Mediante la cromatografía de gases acoplada con espectrometría de masas (Figura 
12) se lograron identificar al carvacrol, al ácido ricinoleico y ácido oleico, los cuales se 
ha comprobado que presentan diversas actividades biológicas. Cabe mencionar que 
existen gran cantidad de estudios sobre el carvacrol en los cuales se ha reportado como 
antiséptico, antibacteriano, antifúngico y antihelmintos (Harborne y Williams, 1995; 
Cimanga et al., 2002). También se han reportado que la actividad del Carvacrol frente a 
bacterias como Bacillus cereus depende de la concentración y del tiempo de exposición 
(Ultee, et al., 1999). 
 
El Carvacrol es un terpeno aromático con un grupo hidroxilo en esté anillo, por lo que 
tienden a adicionar otras sustancias. Sus principales reacciones producen la sustitución 
de átomos de hidrógeno por otros tipos o grupos de átomos. Su actividad, 
probablemente es debida a la presencia del grupo hidroxilo y la instauración, ya que le 
 44
permite interactuar con la membrana y/o pared del hongo y/o bacteria e introducirse en 
ella disminuyendo la fluidez de la misma y por tanto reduciendo su movilidad, lo que 
puede ocasionar que se lise (Gros, et al., 1985; Ultee, et al., 1999). 
 
 El ácido ricinoleico ha sido reportado como antiinflamatorio (Vieira et al., 2000) o 
bien como espermicida (Harbone y Baxter, 1993), el ácido oleico ejerce una acción 
benéfica sobre los vasos sanguíneos reduciendo las enfermedades cardiovasculares 
(http://www.nist.gov/; Libro del Web de Química del NIST, 2005). 
 
En un estudio previo a este trabajo, realizado por Ávila (2005) con aceites esenciales 
de C. curssavica, se reporta actividad antibacteriana y antifúngica; pero no se reportó la 
presencia de carvacrol, el cual es reportado en este estudio en un 5.31% de la fracción 
activa. Estas observaciones posiblemente sean resultado de la purificación de la 
fracción más activa, mientras que el aceite utilizado por Ávila, al ser una mezcla de 
varios compuestos y analizarlo por GC-MS, no se registró por tener un rendimiento muy 
bajo en comparación a los componentes reportados. 
 
Los aceites esenciales son productos que forman las esencias odoríferas de un gran 
número de vegetales, las cuales son muy volátiles y proceden de las flores, frutos, 
hojas, raíces, semillas y corteza; son mezcla de gran número, mientras que los extractos 
son sustancias que se obtienen usando solventes orgánicos y que al evaporarse permite 
tener moléculas de diferente polaridad en forma concentrada. Tanto de los aceites 
esenciales como de los extractos pueden ser aislados diversos principios activos y que 
pueden servir contra diversas enfermedades (Trease y Evans, 1991; Riechart, 2002). 
 
 45
 
CONCLUSIONES 
 
 
 
 La parte aérea de C. curassavica es rica en metabolitos de naturaleza polar. 
 
 
 El extracto hexánico presentó la mayor actividad frente a bacterias Gram positivas y 
Gram negativas. 
 
 
 De igual manera, los compuestos de los extractos hexánico y clorofórmico de la 
parte aérea de C. curassavica presentaron actividad antifúngica frente a hongos 
fitopatógenos y dermatofitos. 
 
 
 El Carvacrol es uno de los compuestos responsables de la actividad observada. 
 
 
 El presente trabajo valida el uso de C. curassavica dentro de la medicina tradicional 
de Zapotitlán de las Salinas para combatir infecciones respiratorias, oftálmicas y 
gastrointestinales, por lo tanto tiene una base Fitoquímica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 46
 
 
PERSPECTIVAS 
 
 
 
 
El presente estudio tuvo como objetivo evaluar la actividad antibacteriana y 
antifúngica de los extractos obtenidos de C. curassavica, sin embargo, aún quedan 
estudios por realizar para demostrar con mayor precisión los alcances de la actividad 
antimicrobiana y que justifique más profundamente el uso de la planta. Por tal motivo 
sugiero realizar los siguientes estudios: 
 
 
 
1. Se recomienda el uso de una mayor cantidad de la parte aérea de C. 
curassavica, con el fin de incrementar el rendimiento y aislar el (los) 
metabolito (s) responsable (s) de la actividad para futuras investigaciones 
sobre la bioquímica y farmacología de los compuestos activos. 
 
2. Realizar estudios de toxicidad de los extractos o sus compuestos activos, para 
ver el efecto que presenta en organismos vivos como por ejemplo: mosca, 
artemia, ratones, etc. 
 
3. Realizar estudios más profundos sobre los extractos hexánico y clorofórmico, 
los cuales al presentar actividad antifúngica tanto en hongos fitopatógenos y 
dermatofitos, podrían ser utilizados como medicamentos o plaguicidas. 
 
 
 47
APÉNDICE 1 
 
 
Técnica de percolación: 
 
Se tomó 1 Kg. de material desecado y triturado (parte aérea), los cuales se colocaron en 
una columna de cristal para percolado y se le agregaron solventes en orden creciente de 
polaridad (hexános, cloroformo y metanol). Una vez obtenidos los extractos, se destiló el 
exceso de solventes a presión reducida. El extracto obtenido se colocó en charolas de 
vidrio para completar la evaporación del solvente, finalmente se calculó el rendimiento total 
por diferencia de peso (Domínguez, 1973). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 48
APÉNDICE 2 Sintomatología y enfermedad causada por los microorganismos 
utilizados en los bioensayos. 
 
Cuadro 14. Bacterias de importancia médica. 
Bacterias Gram Importancia medica 
Sarcina lutea, donadas por la FES-
Cuautitlán 
+ 
Intoxicación por alimentos, bacteriemia en 
inmunodreprimidos, infecciones oftalmicas, oticas, 
urinarias y respiratorias (Mims, et al., 1999). 
Bacillus subtilis donadas por el 
laboratorio de microbiología de la 
FES-Cuautitlán 
+ 
Causa infecciones en ojos, oídos, tracto urinario y 
tracto respiratorio, como gastrointestinales (Mims, et 
al., 1999). 
Staphylococcus aureus ATCC 
12398. 
+ 
Se relaciona típicamente con infecciones del tracto 
respiratorio, así como en cuadros de osteomielitis, 
endocarditis, flebitis, meningitis e infecciones de la 
piel, además de causar el síndrome del shock tóxico 
(Foster, 1996; Mims, et al., 1999). 
Staphylococcus epidermidis, 
donadas por el laboratorio de 
Microbiología de la FES Cuatitlán. 
+ 
Comensal de la piel. Puede causar infecciones en 
pacientes inmuno- comprometidos, junto con S. 
aureus y P. aeruginosa; septis relacionada a 
dispositivos o implantes, infecciones urinarias 
(Foster, 1996;Humphrey, 2002). 
Vibrio cholerae No-01, donadas por 
el laboratorio de Microbiología de la 
FES Cuatitlán 
- 
Vibrio cholerae INDRE 206 aislada 
de agua contaminada. 
- 
Vibrio cholerae aislada de un caso 
clínico donadas por el laboratorio de 
Microbiología de la FES Cuatitlán. 
 
- 
Vibrio cholerae CDC V12, donadas 
por el laboratorio de Microbiología 
de la FES Cuatitlán. 
- 
Causantes de afecciones gastrointestinales, siendo 
de tipo moderado, agudo o severo de acuerdo a la 
cepa que cause la infección (Chart, 2002). 
 49
Causante de infecciones urinarias, meningitis 
neonatal, septicemia, gastroenteritis (Chart, 
2002). 
Escherichia coli ATCC 2592. - 
Causantes de enfermedades gastrointestinales 
que afectan principalmente a la población infantil 
(Chart, 2002; Myrvin y Weiser, 1991). 
Salmonella typhi ATCC 19430. - 
Fiebre tifoidea (Myrvin y Weiser, 1991). 
Enterobacter aerogenes, donadas 
por el laboratorio de Microbiología 
de la FES Cuatitlán. 
- 
 
Comensales de la flora intestinal causan 
infecciones gastrointestinales 
 
Yersinia enterocolitica donada por el 
laboratorio de Análisis Clínicos de la 
CUSI del Campus Iztacala. 
 
- 
Enteritis, septicemia, fiebre,