Estacionalidad-en-la-funcion-testicular-de-monos-arana-Ateles-geoffroy-en-condiciones-de-cautiverio-en-Catemaco-Veracruz-Mexico

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
MAESTRIA EN CIENCIAS DE LA 
PRODUCCIÓN Y DE LA SALUD ANIMAL 
Estacionalidad en la función testicular de monos 
araña (Ate/es geoffroy¡) en condiciones 
de cautiverio en Catemaco, Veracruz, México 
T E S lS 
PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRO 
EN CIENCIAS 
PRESENTA 
Alba Zulema Rodas Martínez 
MÉXICO, DF 
TUTOR: 
Domingo Canales Espinosa 
COMITÉ TUTORAL: 
Marta Romano Pardo 
Vicente Díaz Sánchez 
2005 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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DEDICATORIA · 
Este trabajo estó dedicado a mi mamó, mi hermana, mi 
papó José Luis y Jorge, a Andrus, mis abuelitos y muy 
especialmente a mi padrino Carlos Martrnez. Sin su amor, 
apoyo y comprensión esto, al Igual que muchas otras cosas 
en mi vida, no hubieran sido posibles. Muchas gracias, los 
quiero mucho. 
AGRADECIMIENTOS 
• Al Dr. William F. Swanson del Zoológico y Jardín Botánico de Clncinnatl 
quien confió en mí y me regaló una enorme oportunidad de vida. 
Muchas gracias 
• A la Fundación Margot Marsh Biodiversity por el financiamiento del 
proyecto y a la Universidad Veracruzana por el apoyo económico 
otorgado durante 10 meses para la finalización de este trabajo. 
• A CONACYT por la beca de posgrado otorgada que nos permite llegar 
aquí. 
• A mi comité tutoral y mi Jurado: Doctores Marta Romano, Vicente Díaz 
Sánchez, Dulce Brousset, Juan Arturo Rivera y Domingo Canales por su 
tiempo, asesoría y valiosa contribución a este trabajo. Domingo, gracias 
por tu confianza y apoyo. 
• A la Dra. Marta Romano por su dirección, enseñanza y facilidades para 
las determinaciones hormonales llevadas a cabo en el Laboratorio de 
Fisiología del Centro de Investigaciones y Estudios Avanzados del 
Instituto Politécnico Nacional (CINVESTAV). Dra. Marta, muchas gracias 
por hacerme sentir su apoyo profesional y personal que fue muy valioso 
en todo momento. 
• Al Biólogo Ricardo Arturo Valdez Pérez por su supervisión para la 
realización de los Radioinmunoanálisis. A todos los miembros y amigos 
del laboratorio del CINVEST A V: Carolina, Pedro, Jesús, Armando, Víctor 
por su áyuda y paciencia. 
• Al M en C. Gabriel Campos del Dep. de Bioestadística de la Fac. de 
Medicina Veto y Zoo. de la UNAM por la realización de todos los análisis 
estadrsticos del presente estudio. Gabriel, nuevamente mil gracias. 
• Al MVZ Javier Hermida, al Biol. Francisco Ordóñez y a Gil por facilidades 
para llevar a cabo el trabajo en el laboratorio de Catemaco, Veracruz. 
• Al Ing. Rafael Monzón por su paciencia, realización y orientación en el 
diseño de presentaciones. 
• A todos mis amigos que estuvieron conmigo compartiendo las 
satisfacciones y las dificultades que se fueron presentando en el 
camino. Su cariño es un apoyo fundamental en mi vida. 
11 
RESUMEN 
Es limitada la información disponible sobre aspectos reproductivos para la 
especie del mono araña (Ate/es geoffroyi) incluida en la lista de especies 
vulnerables de la Union fer. Conservatlon of Nature and Natural Resources 
(UICN). Las soluciones para los crecientes problemas en la conservación de 
primates mexicanos. demandan desarrollar métodos para conservar. además 
de su hábitat. la diversidad genética en las poblaciones de monos araña. Los 
objetivos de este trabajo fueron evaluar la función testicular del mono araña 
describiendo las caracterfsticas seminales de eyaculados colectados 
mediante la técnica de electroeyacuiación. validar la técnica de 
Radioinmunoanállsis (RIA) en fase líquida para la determinación de 
testosterona en muestras de suero y heces de mono araña colectadas en un 
período de 14 meses para así. identificar posibles variaciones estacionales. 
Fueron incluidos siete machos maduros sexualmente y mantenidos en 
cautiverio de quienes se colectaron y evaluaron muestras de semen y suero 
cada dos meses y muestras de heces colectadas semanalmente. Se obtuvo 
semen coagulado el cual se trató utilizando trlpslna al 10% para evaluar 
concentración. movilidad y morfología. La tripsina disolvió el coágulo en un 
período no mayor a 5 minutos sin (p>0.05) efecto adverso a la morfoiogía del 
espermatozoide. Fue colectado un volumen de eyaculado promedio (± Desv. 
Estándar) 0.35 ± 0.37 mi conteniendo 69.23 ± 143.18 millones de 
espermatozoides/mI. con 61.76 ± 29.4% de movilidad progresiva y 69.6 ± 24.09% 
de morfología normal. El RIA en fase líquida mostró ser una técnica útil para 
evaluar el estado reproductivo de monos araña. El promedio (± DE) de 
testosterona en extractos de suero fue de 1.04 ± 0.65 ng/ml y de 32.58 ± 18.85 
ng/g para extractos de heces. La estacionalldad no tuvo efecto (p>O.05) sobre 
los parámetros reproductivos de los monos araña. En conclusión. este estudio 
sienta un precedente sobre aspectos reproductivos básicos de monos araña 
machos que puede contribuir a desarrollar programas reproductivos para la 
especie en cautiverio. 
Palabras clave: mono araña. reproducción. semen. testosterona 
III 
ABSTRAeT 
Limlted reproductlve data are avallable tor the spider monkey (Ate/es 
geoffroyi) one ot the primate specles listed as vulnerable tor the Unlon for 
Conservatlon of Nature and Natural Resources (UICN) . An Improved 
understanding of splder monkey reproductlve physiology would facilitate the 
development of effective conservatlon programs, incorporating in situ 
management, captive breedlng and assisted reproduction. The objectives of 
this study were to assess basal reproductlve traits In male black-handed splder 
monkey, includlng seminal characteristics, serum and fecal testosterone levels 
from samples collected in a period of 14 months to evaluate the influence ot 
season on reproductlve parameters and, to valldate Radlolmmunoassay (RIA) 
to quantitative determination ot testosterone in serum and feces samples of 
spider monkey. Seven captive adult males, maintalned as two groups in 
outdoor enclosures near Catemaco, México, were anesthetized for semen and 
blood collection every two months, feces samples were collected weekly. 
Coagulated semen collection via electroejaculation was treated with 10% 
trypsln and evaluated tor sperm concentratlon, motllity and morphology. 
Trypsin treatment dissolved coagulated semen adequately within 5 minutes, 
with no (p > 0.05) adverse effect on normal sperm morphology. Ejaculates 
averaged (± SD) 0.35 ± 0.37 mi ot semen containlng 69.23 ± 143.18 million 
sperm/ml. with recovered spermatozoa exhiblting 61.76 ± 29.4% progressive 
motility and 69.6 ± 24.09% normal morphology. RIA showed to be a useful 
technlque to evaluated the reproductlve status ot spider monkey. Mean (± SD) 
of testosterone in serum samples was 1.04 ± 0.65 ng/ml and 32.58 ± 18.85 ng/g in 
feces samples. Season had no effect (p > 0.05) on reproductlve traits. In 
conclusion, this study Is a precedent about baslcs reproductive aspects of 
males spider monkey that would contrlbute to develop reproductlve programs. 
Key words: splder monkey, reproductlon, semen, testosterone. 
IV 
IN DICE 
Póglna 
RESUMEN ... .. ...... ............................. .......... .. ... ........ ..................... ..................... ........... 111 
ABSTRACT ........ : .... .... ............. ... .... .... .... .................................... ..............IV 
INDICE ................................ .. .. ... ... ...... ........... .. ....................................... V 
1. INTRODUCCiÓN ........................... .......................................................................... 1 
1.1. REVISiÓN DE LA LITERATURA ... ............. ................. .............................. 1 
1.1 .1 Situación actual del mono araña ...... .. ...................................... 1 
1.1.2 Características generales de la especie ........................................ 2 
1.1.3 Comportamiento social y reproductivo ......................................... 4 
1.1.4 Metabolismo de la Testosterona ................................................ 5 
1.1.5 Radioinmunoanálisls .............. ... ................................................ 8 
1.2 JUSTifiCACiÓN ................................................................................... 10 
1.3 HiPÓTESiS ....... ...................... ............................. ................................ . 11 
1.4 OBJETIVOS ................ .......... .... .. ............. .............................. ..... .......... 11 
2. MATERIAL Y METODOLOGíA GENERAl.. .... ...... ................... .. ..................... 13 
3. EVALUACION DE LA CALIDAD ESPERMÁTICA ............................................. 21 
Resultados .. .......... ... ................. ...................................................... 26 
4. VALIDACiÓN DE LA T~CNICA DE RADIOINMUNOANÁLlSIS PARA LA 
DETERMINACiÓN DE TESTOSTERONA EN SUERO Y HECES DE MONO ARARA ...... 34 
Resultados ...... ........... ....... ........ ... ................................................... 39 
5. DETERMINACiÓN DE TESTOSTERONA EN SUERO Y HECES .............................. 42 
5.1 Efecto del manejo sobre las concentraciones de testosterona en 
suero yen heces de mono araña en condiciones de cautiverio ......... 43 
5.2 Medición de testosterona sérico y fecal en un período de 14 
meses en monos araña en condiciones de cautiverio ........................ 44 
Resultados .............. ....................................................................... 48 
6. DISCUSiÓN Y CONCLUSiONES .............................................................................. 55 
7. REFERENCiAS ......................................................................................................... 69 
v 
CAPITULO 1. INTRODUCCiÓN 
1. 1. REVISiÓN DE LA LITERATURA 
1.1.1 Situación actual del mono arafta 
En las últimas décadas. poblaciones de primates no humanos en vida libre 
se han ido reduciendo de manera alarmante a nivel mundial. Este hecho se 
debe principalmente a la transformación y desaparición del hóbltat para estas 
especies las cuales han llevado a que un gran número de ellas se encuentren 
en peligro de extinción. (Morrell y Hodges 1998) 
México resguarda la distribución mós norte~a de los primates silvestres en el 
continente americano y es una de las zonas donde estos estón 
potencialmente más amenazados. En las selvas del sur en nuestro país se 
encuentran tres especies de primates. y una de ellas es la del mono araña 
(Ate les geoffroyi). (Estrada et al .. 1993b. Vea 2001) 
En México. la desaparición de la's selvas Implica una reducción importante 
de las poblaciones de monos. La tasa de deforestación en el trópico es 
elevada (10 hasta 100 ha/día) teniendo como consecuencia. el exterminio 
local de esta especie en varias reglones por la desaparición y fragmentación 
de su hóbitat. y el aislamiento genético de los grupos. entre otras razones. 
(Estrada et al .. 19930) 
La destrucción del hóbltat es el factor que actúa mós negativamente sobre 
las poblaciones de monos. sin embargo no es el único ya que la caza de 
monos por el hombre para su consumo alimenticio o para usarlos como 
animales de compañfa también lesiona a las poblaciones silvestres (Rodríguez 
et al 1996). Por estas causas. la distribución original de los primates mexicanos 
se ha reducido en aproximadamente un 90% (Estrada et 0/ .. 19930). 
Para las leyes mexicanas. la especie del mono ara~a estó catalogada en 
peligro de extinción y por lo tanto en la lista de la NOM-059-ECOL-2001 por ser 
una de las especies cuyas áreas de distribución o tamaño de sus poblaciones 
en el territorio nacional han disminuido drásticamente poniendo en riesgo su 
viabilidad biológica en todo su hábitat natural, debido a factores tales como 
la destrucción o modificación drástica de su hábitat, aprovechamiento no 
sustentable, enfermedades o depredación entre otros. (SEMARNAT,2004) 
Para organismos internacionales como la Unlon for Conservatlon of Nature 
and Natural Resources (UICN). se le considera como "Vulnerable" en su lista 
roja de especies en peligro de extinción (Rylands et al, 2000): y para la 
Convention on Internatlonal Trade in Endangered Species of Wlld Fauna and 
Flora (CITES) está incluida en el Apéndice 11. (CITES, 2004) 
1.1 .2 Características generales de la especie 
Los miembros del género Ateles son primates neotropicales grandes, 
alcanzan entre 94 y 150 cm de longitud total (la cola representa desde el 50 
hasta 75% de esa longitud). Puede llegar a pesar entre 6.5 y 9 kg. Los brazos y 
piernas son muy largos y de apariencia delicada, pero musculosos. El dedo 
pulgar es apenas un vestigio. La coloración del dorso puede variar entre pardo 
oscuro, pardo rojizo y pardo grisáceo; la cara 'es de tono negruzco y con color 
rosado pálido alrededor de los ojos y la boca. El vientre tiende a ser más claro 
que el dorso. (van Roosmalen y Kleln, 1988) 
Las diferencias entre especies y subespecles están basadas casi 
completamente en características del pelaje y debido a eso, actualmente 
existe incertidumbre respecto al número de especies que conforman el género 
(Cortés y Rodríguez, 1997). A pesar de todo esto, aún se continúa utilizando la 
lista reconocida por Kellogg y Goldman, 1944 (Ver cuadro 1) (Hernández-
López, 1995). 
2 
Cuadro 1. Clasificación taxonómIca de los monos araña (Ate/es geoffroyi) 
Reino: Animal 
Phylum: Chordata 
Subphylum: Vertebrata 
Clase: Mammalia 
Subclase: Therla 
Intrafase: Eutheria (Verdaderos placentados) 
Orden: Primates 
Suborden: Anthropoldea 
Infraorden: Platyrrhini 
Superfamilia: Ceboidea 
Familia: Cebidae 
Subfamilia: Atelinae 
Género: Afe/es 
Especie: A. geoffroyi 
A. fusciceps 
A. be/zabufh 
A. paniscus 
Subespecie: 
A. g. geoffroyi 
A. g. azuerensis 
A. g. fronfafus 
A. g. grisenscens 
A. g. pan 
A. g. panamensis 
A. g. ornafus 
A. g. vellerosus 
A. g. yucafanensis 
A. f. fusciceps 
A. f. robusfus 
A. b. be/zebufh 
A. b. hybridus 
A. b. marginafus 
A. p. paniscus 
A. p. chamek 
Fuente: Kellog y Goldman (1944) 
En México habita la especie A. geoffroyi, representada por dos 
subespecies, A. g. vel/erosus que se limita geogróflcamente a los estados 
mexicanos de Veracruz: Tabasco: Oaxaca y Chiapas; y A. g. yucafanensis que 
habita en la penfnsula de Yucatón (Cortés y Rodrfguez, 1997). 
3 
1.1 .3 Comportamiento social y reproducHvo 
Son de hábitos principalmente arborícolas y casi nunca bajan al suelo, 
viven en grupos de 17 a 20 individuos que se fragmentan en subgrupos de 
tamaño y composición variable. Los subgrupos pueden estar compuestos de 
machos y hembras adultos, juveniles e infantes, agrupaciones sin machos, o 
bien, únicamente de machos adultos, con un tamaño de uno a tres Individuos. 
La única asociación persistente es la de una hembra con su cria (Marc et al, 
1988). La proporción sexual en adultos (machos/hembras) se ha estimado en 
1 :1.56 en Los Tuxtlas (Silva-López et al, 1988). Los machos adultos cooperan en 
la defensa territorial patrullando y ejecutando conductas agonrstlcas a larga 
distancia (Marc et al, 1988). 
Durante la primera parte de la infancia, la madre lleva permanentemente 
al infante sobre su vientre. Después de 5 meses el infante pasa al dorso de la 
madre y poco a poco comienza a independizarse (Marc et al, 1988). Aunquelos individuos Juveniles se desplazan Independientemente durante la progresión 
del grupo, permanecen cerca de la madre y todavía se amamantan. El 
destete ocurre regularmente alrededor de los 36 meses de edad, siendo muy 
dependientes de la leche materna cuando menos por dos años (Mllton, 1981). 
Existe una clasificación de los Individuos de acuerdo a su edad: se 
consideran Juvenil 1 aquellos que se encuentren entre los 12 y 24 meses de 
edad. Son Juveniles 2, los que están entre 24 y 36 meses, Juveniles 3 los que 
están entre 36 y 50 meses y como Subadultos lo que están entre los 50 y 60 
meses. Los machos subadultos ya participan en todas las actividades de 
machos adultos, Incluyendo la cópula, mientras que al final de esta etapa las 
hembras tienen su primer ciclo menstrual (Marc et al, 1988). La longevidad 
reproductiva no se conoce con precisión; sin embargo, se ha reportado el 
nacimiento de una cría en cautiverio que ocurrió cuando su madre tenía 15 
años y otro registrado en condiciones silvestres en el cual el nacimiento fue 
cuando la madre tenía 22 años de edad (Cortés et al., 1997). 
4 
SlIva-López (1987,1988) menciona que en Los Tuxtlas, Veracruz, tanto los 
Infantes como las hembras preñadas son vistas más a menudo en los meses de 
mayo y junio, cuando inicia la temporada lluviosa. Un trabajo realizado en uno 
de los fragmentos estudiados por ese autor revela que el mayor consumo de 
frutos por los monos se observó entre los meses de agosto y octubre, por lo que 
consideró podría ser una temporada con una mayor disponibilidad de recursos 
~lImentlclos ricos en energía, lo cual serfa un recurso valioso para hembras con 
parto reciente e hijos lactantes. 
El periodo de gestación ha sido observado en poblaciones cautivas y tiene 
una duración de 226 a 232 días. El intervalo entre nacimientos de acuerdo con 
varios autores puede variar entre 17 y 45 meses. Por lo general, las hembras 
paren una sola crla en cada ocasión, el ciclo menstrual dura de 23 a 27 días 
(Marc et 0/, 1988, Hernández-López, 1995). 
1 .1 . 4 Metabolismo de la T estosterona 
La testosterona es considerada la principal hormona producida por los 
testículos, los compuestos que tienen propiedades biológicas similares son 
llamados andrógenos. La actividad biológica de los andrógenos Influye en la 
espermatogénesis, glándulas sexuales accesorias, la musculatura del cuerpo, 
timbre de la voz y una gran variedad de caracteres sexuales secundarlos en 
los Individuos machos de las especies. (Sundaram y Kumar, 1996) 
La testosterona es una hormona esterolde que presenta la característica de 
ser lipofnica al igual que el resto de las hormonas que pertenecen a este grupo. 
Todas las hormonas esteroides poseen un esqueleto común de cuatro anillos 
de 17 carbones (Cunningham, 1994), se sintetiza a partir del colesterol 
mediante una serie de pasos que involucran enzimas presentes en la 
mitocondrla y el retículo endoplásmico liso de las células. (Payne y 
O'Shaughnessy, 1996) (Ver figura 1) 
5 
,\5-311-HVDROXYSTEROIDS ,\4'3-KETOSTEROIOS 
e" m 
.. ;,d~) ro ,egl"lenolOf'lI 
~ o 
. ~:"" 
o~ ••• tlVdrOWyprQQf$H!rOne 
Figura 1.- Vía metabólica para hormonas esteroides. (Payne y 
O'Shaughnessy, 1996) 
En los primates incluyendo al hombre, las andrógenos circulantes en la 
sangre, son producidos en el testrculo así como en la adrenal. Los andrógenos 
testiculares sor.) sintetizados y liberados por la célula de Leydlg en respuesta a 
la estimulación de la hormona lutelnizante. Las adrenales también sintetizan 
testosterona, sin embargo, el aporte de hormona mediante esta vla representa 
menos del 10% del total que circula en sangre. (Sundaram y Kumar, 1996) 
Debido a sus caracterrstlcas lipofrllcas, el transporte de la testosterona en la 
sangre está ligado a proteínas transportadoras. Aproximadamente el 2 a 3% 
, 
de la testosterona que circula está en su forma libre, mientras que el resto es 
transportada y adherida a la albúmina o a globullnas fijadoras de hormonas 
sexuales (SHBG). Solo la fracción libre de la testosterona en el plasma es la 
disponible y fisiológicamente activa. La hormona ligada a proterna se 
considera un reservorlo del esterolde. (Sundaram y Kumar, 1996) 
6 
Para que se lleve a cabo la Interacción hormona-célula , las células blanco 
cuentan con receptores específicos para la testosterona que se encuentran 
en el citoplasma de la misma. Además de la especificidad, los receptores 
poseen una afinidad alta por la testosterona, característica que permite que la 
hormona se encuentre en concentraciones bajas en la sangre y aún así sea 
efectiva para producir respuestas de slgnificancia en los tejidos. La hormona 
puede Interactuar dentro de la célula debido a su capacidad para penetrara 
la membrana plasmática IIpoprotelca. La Interacción del receptor y de la 
hormona se lleva a cabo en el núcleo. (Cunnlnham. 1994) 
Finalmente, el metabolismo de la testosterona es usual que involucre una 
reducción de la molécula. seguido por la conjugación con sulfatos y 
glucurónidos, lo que aumenta la solubilidad del esteroide en el agua. 
permitiendo que sea excretado en orina y bilis. El hígado es el principal órgano 
responsable de este proceso. Algunos de los andrógenos que son secretados 
por la bilis pueden ser reabsorbidos en el intestino y sujetos a reclrculación 
enterohepótlca. mientras que otros. pueden ser excretados sin ser 
modificados. (Cunnlnham 1994. Sundaram y Kumar. 1996). Aunque existen 
similitudes en la endocrinología reproductiva. los patrones de síntesis. 
metabolismo y excreción de una hormona puede variar entre las especies 
(Mohle et 0/2002) . 
Se han realizado determinaciones de testosterona en primates a partir de 
muestras de heces (Cavlgellil y Pereira 2000. Moreland et 0/2001. Lynch et 01 
2003. Muehlenbein et 01 2004) Y orina (Maggloncaldo et 01 1999. Muller y 
Wranghom 2004). Existen muy pocos estudios acerca del metabolismo de lo 
hormona mediante lo administración endovenosa de testosterona morcado 
radiactiva mente. que contribuyan a entender la circulación enterohepótlca 
de la testosterona. La mayoría' de las especíes evaluadas son primates del viejo 
mundo y existe discrepancia para definir cual es la principal ruta de excreción 
para la hormona. (M¿)hle et al 2002 y Barrett et al 2002) . Todo parece Indicar 
que el metabolismo de la testosterona es complejo y por lo tanto se deben 
7 
hacer evaluaciones para cada especie. Especfflcamente en monos araña no 
se ha realizado estudios de radlolnfuslón. 
1.1. 5 Radlolnmunoanóllsls 
Para establecer el estatus reproductivo en los machos de una especie, con 
frecuencia se adaptan protocolos para colectar, evaluar, procesar y 
comprender la calidad y función espermótlca. Sin embargo, también es 
Importante tomar en cuenta la endocrinología puesto que las hormonas 
conducen al éxito reproductivo. (Wlldt et al 1995) 
Con el desarrollo del Radlolnmunoanóllsls (RIA) en los años 1970's, se han 
venido publicando estudios acerca del control que ejercen las hormonas 
sobre la función reproductiva de las especies, mismas que han sido cada vez 
mós frecuentes a medida que la técnica se ha convertido en un proceso de 
rutina para un mayor número de laboratorios. (Wildt et al 1995, Zambrano y 
Díaz 1996) 
El RIA es un método altamente sensible y especfflco cuya potencialidad es 
muy alta por lo que se puede realizar para casi cualquier sustancia que por sus 
características, puede unirse a un anticuerpo especffico, poli o mono clonal. El 
método se basa en la especificidad que tienen los anticuerpos de unirse a los 
antígenos. que en este caso son las hormonas. Así, al añadir una cantidad 
conocida de hormona esterolde marcada radiactiva mente a los extractos 
(orina. heces. suero. etc.) que contengan hormonas desconocidas, se 
produce una competencia entre la hormona marcada y la desconocida por 
el anticuerpo. Entonces, es posiblemedir la cantidad de hormona marcada 
unida al anticuerpo que seró Inversamente proporcional a la cantidad de 
hormona no marcada de la muestra y osI de esa forma, calcular la 
concentración de hormona de Interés en la muestra desconocida. (Zambrano 
y Dlaz 1996) 
En un principio. la técnica fue utilizada para la medición de hormonas en 
muestras de sangre provenientes de especies domésticas, sin embargo, para 
8 
especies de vida silvestre en la mayorla de los casos, es casi Imposible realizar 
este tipo de muestreo consecutivo para el monitoreo hormonal. por períodos 
prolongados. Por esta razón, los recientes avances en la medición de , 
hormonas esteroides en heces y orina, proveen una herramienta extraordinaria 
para evaluar en forma no invasiva hormonas esteroides sin tener que contener 
o manipular a los ind ividuos y por lo tanto sin alterar sus patrones hormonales 
normales. (Wildt et 0/1995) 
Cuando se analizan muestras de heces, existen factores Importantes que 
determinan el tipo de meta bolito así como variaciones en la concentración de 
las excretas, algunos de ellos son: el tiempo de trónsito intestinal. el tipo de flora 
intestinal. cambios en la dieta, contenido de agua y la acción bacteriana 
intestina l. (Shideler et al 1993, Wasser et al 1993) El eliminar el líquido en las 
muestras fecales no provoca una diferencia significativa en la concentración 
de esteroides, y una de las ventajas de la liofilización es que después del 
secado se puede retirar materia vegetal que podría modificar los resultados. 
(Schwarzberg et al 1996) Finalmente, lo mós importante es que una vez que se 
hayan validado los ensayos en determinada especie, la evaluación hormonal 
en heces u orina reflejan perfiles confiables de la función gonadal de los 
individuos, (Wildt et al 1995) 
En primates, el Radioinmunoanóllsls en muestras fecales se ha utilizado para 
el estudio de la biología de la reproducción bósica Inciuyendo: 
caracterización del ciclo estral de calitricidos (Heistermann et al, 1993). 
determinación de gestación en papiones (Wasser et al. 1991). estudios de la 
influencia de la estacionalidad en la reproducción en lemures y monos 
aulladores y (Cavigelll y Pereira 2000, Moreland et al 2001) y relaciones entre 
concen trac iones hormonales y jerarquías sociales en chimpancés 
(Muehlenbein et al, 2004) . En monos araña no se tenra ningún reporte de 
hormonas reproductivas . 
9 
1. 2. JUSTIFICACiÓN 
Una conservación efectiva para esta especie requiere preservar su hábitat 
y una mayor comprensión e información sobre la distribución de las 
poblaciones. Sin embargo, por las dificultades logfstlcas para su estudio en 
vida libre los conocimientos en estos ámbitos son limitados. Aunado a esto. 
tampoco se tiene información básica sobre mecanismos fisiológicos en la 
especie tanto en vida libre como en cautiverio y por lo tanto, se carece de 
conocimientos sobre características reproductivas básicas (calidad y cantidad 
de semen. niveles de hormonas reproductivas, estacionalidad). 
Gracias a las técnicas de monltoreo hormonal de manera no Invaslva. se 
han podido realizar mediciones en poblaciones de primates en cautiverio así 
c omo en vida libre. Por lo tanto. si se combinan las mediciones de hormonas 
en heces evaluadas semanalmente, con manejos bimestrales que Impliquen 
el uso de anestesia para colectar semen y sangre de los monos araña. se 
podrían correlacionar parámetros fisiológicos sin un excesivo manejo. 
Las soluciones para los crecientes problemas en la conservación de los 
primates en México demandan desarrollar métodos para conservar, además 
de su hábitat. la diversidad genética en las poblaciones de monos araña. En 
un futuro, el desarrollo de protocolos efectivos paro criopreservar el semen 
permitiría comenzar a conservar el potencial genético de machos en libertad y 
en cautiverio. Por lo tanto, el realizar este tipo de estudios cuando la especie 
aún no se encuentra en estado crItico permite tomar medidas adecuadas 
para plantear programas de conservación en las especies. 
Creemos que estudios con poblaciones cautivas bajo condiciones 
controladas, son pre-requisito indispensable para investigar caracterfsticas y 
procesos similares en los monos araña de vida libre. 
10 
1. 3. HIPÓTESIS 
l. En un muestreo de 14 meses. no se encontrará cambios estacionales en 
la función testicular de monos araña en condiciones de cautiverio. 
2. Las concentraciones de testosterona sérica y fecal de monos araña 
machos en condiciones de . cautiverio. se verán aumentadas a 
consecuencia de su manejo y manipulación. 
1. 4. OBJETIVOS 
l . Desc ribir en monos araña en cautiverio. la características seminales 
macroscópicas (volumen del eyaculado y pH) Y microscópicas 
(concentración. movilidad y morfología espermótlca) de muestras 
colectadas con la técnica de electroeyaculación. 
2. Establecer si existe una relación entre edad. peso del Individuo y volumen 
testicular con las características seminales macroscópicas o microscópicas. 
3. Validar la técnica de Radlolnmunoanóllsls en fase Ifqulda para la 
determinación de testosterona en extractos de suero y heces de mono 
araña (Ate/es geoffroyi). 
4. Determinar si el manejo y manipulación de los monos araña tienen una 
influencia sobre las concentraciones de testosterona sérica y fecal. 
5. Determinar las concentraciones de testosterona sérfca a partir de serfes de 
muestras colectadas en el transcurso de 14 meses en monos araña en 
cautlverfo. 
6. Identificar posibles varfaclones estacionales de testosterona en muestras de 
heces colectadas de monos araña en cautiverio durante un perrodo de 14 
meses. 
11 
7. Investigar si existe una correlación positiva entre calidad espermótlca y las 
concentraciones de testosterona a partir de muestras de colectadas de 
monos araña mantenidos en condiciones de cautiverio. 
12 
CAPITULO 2. MATERIAL Y METODOLOGfA GENERAL 
El estudio se llevó a cabo en el Parque de la Flora y Fauna Silvestre 
Tropical que está a cargo de la Universidad Veracruzana, éste se encuentra 
ubicado en Catemaco, Veracruz, México. El municipio de Catemaco colinda 
al norte con el municipio de San Andrés Tuxtla y el Golfo de México; al este 
con los municipios de Mecayapan y Soteapan; al sur con los municipios de 
Soteapan y Hueyapan de Ocampo; al oeste con el municipio de San Andrés 
Tuxtla (lNEGI, 1999). 
r-------------------------------------~ 
Figura 2. Mapa del Edo. de Veracruz e Indicado con negro el municipio de 
Catemaco (INEGI, 1999) 
Catemaco se encuentra a 340 msnm. y ocupa el 0.62% de la superficie 
del estado. El 74.14 % de la superficie municipal tiene un clima cálido húmedo 
con lluvias todo el año (Af), el 22.99% con clima cólldo húmedo con 
abundantes "uvlas en verano (Am) y solo el 2.87% con clima semlcólldo con 
lluvias todo el año (ACf). La temperatura promedio anual es de 24.40 C con 
una precipitación pluvial total anual de 2, 038.3 milímetros (INEGI, 1999). 
13 
Para el análisis de datos de la presente investigación. el Servicio 
Meteorológico Nacional (2004) proporcionó información sobre la temperatura 
y precipitación promedio mensual en el periodo de estudio (Enero 200 1 a 
Febrero 2002). Basándose en dicha información. se identificaron dos épocas: la 
época de lluvia considerada en los meses de Junio a Octubre. y la época de 
secas en los meses de Noviembre a Mayo. los datos recolectados por la 
Estación Meteorológica de Catemaco se pueden apreciar en el cuadro 2 y 
figura 3. 
Ene Feb Mar Abr lMy Jun Jul Ago Sep oct Hov Ole Ene 
01 01 01 01 01 01 01 01 01 01 01 01 02 
TemperatulQ 
18.3 20.2 22.0 24.6 23.8 25.1 24.2 23.6 23.3 22.4 20.6 19.4 18.5 ("e) 
Precipitación 
1.3 1.9 0.5 2.9 1.3 6.5 10.9 11.9 6.5 21.3 2.2 0.4 0.1 (mm) 
Cuadro 2. Temperatura y precipitación promedio mensual en el periodo de 
Enero 200 1 a Febrero 2002. 
Temperatura (OC) Y Precipitación (mm) promedio mensual; enCatemaco, Veracruz de Enero 2001 a Febrero 2002 
Feb 
02 
17.7 
0.7 
~l ,[lll~w,mil,-~ &n Temperatura iI Precipitación 
~<..o rito # #' ~o if ~~ ¡f ~0 ~0 ~0 -ú0 ~"\. ~"\. 
«) «# ~ ~ ")'S ~ ~ #" ff .~~ .,p rJ-0 ~tlJ.0 
t::1~ O ~o~ Q'~ <v~«~ 
Meses 
Figura 3. Temperatura y precipitación promedio mensual en el periodo de 
Enero 200 1 a Febrero 2002 
El parque cuenta con un albergue que alojo una colección estable y mixta 
de monos araña (Ate/es geoffroyi) 9 machos y 5 hembras entre infantes y 
adultos. todos fueron capturados para comercio ilegal y posteriormente 
decomisados y resguardados en el parque. Los individuos se mantienen en las 
condiciones de luz. temperatura y humedad naturales del municipio. 
14 
Para el presente trabajo se Incluyeron 7 machos maduros sexual mente 
cuyas edades se establecieron a partir de su donación al parque. Al inicio de 
la presente Investigación (Enero 200 1 ) contaban con las siguientes edades: 
MONO EDAD APRÓX; 
.. 
Toño 69 meses (5 años. 9 meses) 
Niko 93 meses (7 años, 9 meses) 
Moncho 177 meses (14 años, 9 meses) 
Negro 11 189 meses (15 años, 9 meses) 
Javier 189 meses (15 años. 9 meses) 
Macuile 249 meses (20 años, 9 meses) 
Tino 249 meses (20 años. 9 meses) 
Cuadro 3. - Individuos Incluidos en la investigación con sus respectivas 
edades al Inicio de la misma. 
La alimentación diaria de estos monos consistió de una ensalada 
preparada en el parque a base de frutas y vegetales como naranja, papaya. 
plátano. piña. mango. manzanas. jícama, tomate, apio. betabel y acelga, 
entre otros, dependiendo de la disponibilidad en la reglón. La comida se 
distribuyó en comederos repartidos a lo largo del encierro y se proporcionó 
siempre una vez al día y durante la mañana. al día siguiente se retiraba el 
alimento no consumido. De acuerdo al criterio establecido en el parque, no se 
considera necesario administrar agua pues la adquieren de las frutas que 
consumen; en época de mucho calor y silos animales se veran decardos, se le 
suministró suero oral directamente a cada mono. En caso que alguno de los 
Individuos hubiera padecido alguna enfermedad respiratoria o diarrea, 
además del tratamiento correspondiente, recibieron suplementos con 
productos comerciales como "Ensure®" que son ricos en nutrientes. 
Las caracterrstlcas físicas del encierro son un área rectangular de 15 x 7 m 
dividido por un pasillo de manejo de 1 m de ancho que forma dos grandes 
encierros. ambos se encuentran subdivididos en 6 espacios de 3 x 2.5 m que 
pueden ser comunicados entre si por medio de ventanas corredizas. La altura 
15 
de la Jaula es de 3 metros en su parte mós alta y de 2.4 m en su parte mós 
baja, para dar la forma de un techo de "dos aguas". La base es por completo 
de concreto hasta 60 cm de altura, para cubrir el resto de la estructura con 
malla ciclónica. La limpieza del encierro se hizo diariamente en la mal'íana 
antes de proporcionar el alimento fresco. 
Durante los 14 meses en que se llevó a cabo la presente Investigación, el 
personal que proporcionó el alimento y limpió el albergue todos los días fue el 
mismo. La colección de monos aral'ía se encuentra distribuida en los 12 
encierros formados por lo tanto, aunque tienen contacto visual y audltlvo, no 
se encuentran juntos. Mientras se realizó el presente estudio, se hizo el menor 
cambio posible de rutinas y movimiento de animales. 
Aunque ésta Investigación no Incluyó ningún estudio que tuviera como 
objetivo distinguir animales dominantes de los subordinados, es Importantes 
señalar que desde el inicio del proyecto se identificó a Javier, Tino y Moncho 
como los individuos mós agresivos por sus actitudes frente a sus compal'íeros 
del encierro (agresiones físicas, desplazamientos, emisión de vocalizaciones), 
así como por la manera en que reaccionaban cada vez que debían ser 
manipulados por el personal, principalmente por el médico veterinario a cargo 
a quien tendían a enfrentar durante el manejo, a diferencia de los otros 
individuos quienes preferfan alejarse o huir. (Individuos Identificados como 
agresivos señalados con un círculo rojo en la Figura 4) 
16 
N.gro Il .. 
RDbotlna 
Arnoldo • 
r =::=t----¡".,.,=-=---=:--=. =or-'¡ ~rdha 
N.no 
J~.® 
NegroI 
,¡']J', ... 
1 
I~ V TECHADO 
l~ 
Siwcmuqul • 
~ 
n" ® ,"II$I1c 
I 1.------, 
I tIl: N 
¡ 
Tofo f.ILl 
Alenil .. 
Moculle 
I 
Figura. 4 Características del encierro y distribución de los Individuos en él. 
o,sERo EXPERIMENTAL. 
Los materiales y métodos específicos para cada uno de los estudios están 
descritos en los capítulos correspondientes. De manera general, la evaluación 
de la calidad espermática y la determinación de concentraciones de 
testosterona en suero, se realizaron mediante 7 muestreos en los cuales se 
colectó el semen y la sangre a cada animal con un intervalo de 2 meses entre 
cada uno. 
Todos los parámetros para evaluar calidad espermática, excepto 
morfología, fueron evaluQdos en el laboratorio de la Universidad Veracruzana 
ubicado en Catemaco, Vera cruz. La mortologíafue estimada en el laboratorio 
de Biología de la Reproducción a cargo del Dr. Vicente Días Sánchez en el 
Hospital de la Nutrición SalvadorZubirán México, D. F. utilizando un microscopio 
de contraste de fases. 
17 
Las muestras de sangre fueron conservadas en refrigeración en el parque, 
luego en el laboratorio de la Universidad Veracruzana en Catemaco. 
coagularon a temperatura ambiente y permanecieron dentro del refrigerador 
durante 1 hora para posteriormente ser centrifugadas durante 15 minutos a 
3000 RPM . A cada muestra le fue separado el suero identificándolo con el 
nombre del individuo. fecha de colección y hora en que fue tomada, luego 
fueron almacenadas y congeladas (_40 C) en el laboratorio de Cate maco 
para posteriormente ser trasladadas en hielo seco al laboratorio de Fisiologra 
del Centro de Investigaciones y Estudios Avanzados del Instituto Politécnico 
Nacional (CINVESTAV, IPN) dirigido por la Dra. Marta Romano Pardo. En dicho 
laboratorio las muestras fueron descongeladas y extrardas como se indica más 
adelante para proceder a medir la concentración de testosterona por RIA . 
. Para identificar posibles variaciones estacionales de testosterona en heces, 
se colectaron muestras de heces una vez a la semana durante los 14 meses de 
estudio para cada uno de los individuos. Asf mismo, se colectó 1 muestra de 
heces durante 2 días consecutivos previos al manejo con electroeyaculaclón. 
y 1 muestra durante 3 días consecutivos posteriores a dicho manejo para cada 
uno de los individuos incluidos en el estudio, con el fin de conocer el efecto 
que tendría la manipulación de los sujetos sobre las concentraciones de 
testosterona en heces. 
La obtención de las muestras de heces siempre se realizó por la martana 
durante la limpieza del encierro. Debido a que los Individuos podfan ser 
aislados unos de otros mediante ventanas corredizas de malla ciclónica, no 
fue necesario utilizar pintura vegetal para distinguir las muestras entre ellas. 
Cada muestra fue colocada en una bolsa plástica e identificada 
especificando el nombre del sujeto y la fecha de colección. Todas las muestras 
se conservaron refrigeradas en el parque para luego ser trasladadas al 
laboratorio en Catemaco donde permanecieron en congelación (_40 C). 
Posteriormente, fueron transportadas con hielo seco al laboratorio de Fisiología 
del CINVEST AV, donde fueron descongeladas, homogenlzadas y depositadas 
en tubos de plástico que fueron rotulados con los datos correspondientes a 
18 
cada muestra y nuevamente congelados (_4° C) hasta haber hecho este 
procedimiento con todas las muestras. Antes de ser evaluadas mediante la 
técnica de RIA , las muestras se secaron y extrajeron como se indica más 
adelante. 
Anestesia. 
Se realizaron siete manejos bajo anestesia general para cada uno de los 
individuos incluidos en estudio. Cada sujeto fue anestesiado dentrode su 
encierro en el parque utilizando equipo de inyección remota usando como 
preanestésico Clorhidrato de ketamina con una dosis de 5-10 mg/kg (lmalgen 
1000®) vio Intramuscular (1M), para luego ser colocado en una Jaula Individual 
y trasladados hasta el laboratorio en Catemaco donde se contaba con el 
equipo, energfa eléctrica y las condiciones necesarias para trabajar. El 
transporte de los monos tuvo una duración aproximada de 20 minutos. 
Una vez en el laboratorio, fueron anestesiados nuevamente utlllzando 
Tiletamlna-Zolazepam con una dosis de 5 mg/kg (Zoletll®) 1M. La razón de usar 
este anestésico durante la obtención de las muestras de semen, se debió a su 
propiedad como relajante muscular que es una condición indispensable antes 
de iniciar los estímulos eléctricos durante la eiectroeyaculación. Estos estímulos 
tienen como objetivo inducir contracciones musculares que favorezcan la 
eyaculación (Howard, 1993). Tanto el Clorhidrato de ketamina como la 
Tiletamlna-Zoiazepam se han indicado para su uso en primates por su alto 
rango de seguridad (Booth y MacDonald, 1988). 
Las colecciones de semen y sangre se realizaron en dos dfas consecutivos 
para cada muestreo; en ei primero se anestesiaba y trasladaba a 4 monos y el 
segundo dfa a los 3 restantes. La elección de los monos para ser anestesiados y 
transportados se hada de manera aleatoria, asf mismo, el tiempo que 
trascurría desde que se anestesiaba en el parque hasta que se colectaba la 
muestra de semen para cada mono, varió entre los Individuo dependiendo del 
tiempo que tomaba la evaluación de las características espermáticas en 
cada muestra. En todos los casos se procuró hacer la manipulación y colecta 
19 
de muestras durante la mañana y siempre se anotó en el registro de cada 
individuo la hora precisa en que se colectaban las muestras de sangre y 
semen. 
Peso de los Individuos y Medición tesHcular 
Una vez en el laboratorio, y bajo los efectos de la segunda anestesia, cada 
uno de los individuos fue pesado en una báscula, posteriormente fueron 
medidos el ancho y largo de cada testículo con ayuda de un vernier. Estos 
datos fueron transformados a volumen testicular con la fórmula: 
Volumen (cm3)= Anch02 (cm) x largo (cm) x 0.524 (Howard, et al., 1983) 
Se sumó el volumen del testículo derecho e izquierdo para obtener el 
Volumen Testicular Total en cada manejo. 
(a) (b) 
Figuras 5 Y 6.- Medición testl~ular a lo largo (a) y a lo ancho (b) 
20 
CAPfTULO 3. EVALUACiÓN DE LA CALIDAD ESPERMÁTICA 
OBJETIVOS 
};> Describir en monos araña en cautiverio, la características seminales 
macroscópicas (volumen del eyaculado y pHI Y microscópicas 
(concentración, movilidad y morfologfa espermática) de muestras 
colectadas con la técnica de electroeyaculaclón. 
};> Establecer si existe una relación entre edad, peso del individuo y volumen 
testicular con las características seminales macroscópicas o microscópicas. 
Electroeyaculaclón y procesamiento del semen. 
Una vez que los individuos se encontraron en el laboratorio bajo los efectos 
del segundo anestésico (TlIetamina-Zolazepam), se empleó la técnica de 
electroeyaculaclón para colectar muestras de semen. Con esta población de 
monos araña (Ate/es geoffroyi) teníamos el antecedente de haber utilizado 
dicha metodología, por lo que se decidió usar el mismo protocolo (Rodas 
2002) con algunas adaptaciones que se describen más adelante en este 
capítulo. 
Se limpió el pene con una gasa humedecida para evitar posible 
contaminación de la muestra y se colocó al mono sobre una mesa para 
auscultación en posición decúbito lateral. Se utilizó una sonda de 1 cm de 
diámetro que cuenta con 3 electrodos longitudinales de cobre de 3 cm y un 
electro estimulador (PT Electronlcs, Boelng, ORlo Suavemente se insertó la 
sonda (previamente lubricada con gel K-Y® Lab. Johnson and Johnson) dentro 
del recto con los electrodos dirigidos ventral mente. 
21 
----- ----
(a) (b) 
Figuras 7 Y 8.- Electro estimulador y sonda rectal de 1 cm con 3 electrodos 
longitudinales de 3 cm (a). Colocación de la sonda rectal con los 
electrodos ventrales (b) 
Se colocó un vial estéril y tibio al final del pene para posteriormente dar la 
vuelta al interruptor del electro estimulador aseguróndose que empezara de 
cero antes de encenderlo. 
Los estfmulos eléctricos consistieron en aplicar en todos los casos y para 
cada mono 3 series proporcionadas de la siguiente manera: 
HAll! Estfmulo Voltaje SERIE 11 Estímulo Voltaje SERIE 111 Estímulo Voltaje 
1 1 1 1 
2 2 2 2 2 2 
3 3 3 3 3 3 
4 4 4 4 4 4 
5 6 5 6 5 6 
6 8 6 8 6 8 
7 10 7 10 7 10 
Cada estímulo tuvo una duración de 3 segundos y entre cada serie se dejó 
descansar al macho un período de 3-5 minutos. Una vez que las 3 series 
hubieron concluido, se apagó el electro estimulador. 
22 
Al retirar el vial del pene, se colectó el gel o liquido adicional que quedó en 
el pene utilizando una punta de pipeta estéril. Durante todo el procedimiento. 
se mantuvo el vial tibio y protegido de la luz hasta que las series de estímulos 
hubieran finalizado. 
pH 
Una vez colectada la muestra de semen y para todos los casos en los 
cuales se encontró una fracción líquida en el eyaculado. la primera 
evaluación realizada fue el pH, colocando una pequeña muestra de dicha 
fracción (2-3 ~I) sobre una tira reactiva anotando el valor obtenido en el 
registro. 
Morfología I 
En los eyaculados con fracción líquida, se mezclaron 5 ~I de semen Ifquido 
sin tripsina, con 50 ~I de glutaraidehido al 0.3% en un tubo épendof para 
evaluar la morfologfa espermótica posteriormente. Ei tubo fue etiquetado con 
el nombre del macho, fecha de colección y condición de la muestra (sin 
tripsina), para ser almacenado en refrigeración hasta su evaluación en el 
Hospital de la Nutrición. Para evaluar morfología, fue utilizado un microscopio 
de contraste de fases en el objetivo 100 X Y aceite de Inmersión. Se colocó una 
gota de la mezcla de semen con glutaraldehido en un portaobjetos 
evaluando 100 espermatozoides y claslflcóndolos con el siguiente criterio: 
A: formas normales 
B: defectos de cabeza 
C: defectos de pieza media 
D: defectos de cola 
Tanto la movilidad como la morfologfa, fueron evaluadas según los criterios 
del "Manual de Laboratorio de la Organización Mundial de la Salud (OMS) 
para el examen del semen humano y de la interacción entre el semen y el 
moco cervical" (OMS, 1992). 
23 
Trlpslna 
Al volumen final de los eyaculados colectados de cada individuo después 
de las tres series de estímulos y en todos los casos, se añadió un volumen 
constante de 200 1-11 de tripslna al 10% (0.2 g de trlpsina proveniente de 
páncreas bovino del Laboratorio Sigma-Aldrich®, disuelta en 2 mi de medio 
para el lavado de espermatozoides (SWM del laboratorio Irvine Scientlfic, Santa 
Ana, CA®). El uso de tripsina al 10% habla sido descrito con anterioridad en 
esta población de monos araña (Rodas, 2(02). El coágulo se licuó pipeteando 
gentilmente con ayuda de micro pipetas en un período no mayor a 5 minutos 
dependiendo del volumen del eyaculado. 
Determlnacl6n del volumen del eyaculado. 
Una vez que el coágulo fue disuelto, se obtuvo el volumen de la muestra 
eyaculada mezclada con el volumen conocido de trlpsina utilizando micro 
pipetas. Al volumen obtenido, se le restó el volumen agregado de tripsina y de 
esa forma se determinó el volumen dei eyaculado. 
Determlnacl6n de la concentracl6n espermática. 
La concentración de espermatozoides en las muestras colectadas, fue 
determinada con el método del hemocitómetro usando agua como diluyente. 
La técnica utilizada fue descrita por Howard et al (1986). 
Movilidad 
La movilidad se evaluó con el objetivo 40X. se contabilizaron 100 
espermatozoides en una muestra de 101-11 sobre un portaobjetos. El movimiento 
de cada espermatozoide fue clasificado como a, b, c o d de acuerdo al 
siguiente criterio: 
A: movilidadprogresiva rápida 
B: movilidad progresiva lenta 
C: movilidad no progresiva 
D: inmóviles 
24 
El índice de Movilidad (I.M.) fue la suma de los espermatozoides que se 
encontraron en la categoría A y B proporcionando el % de espermatozoides 
que tuvieron movilidad progresiva en la muestra: 
1. M. = A + B (OMS, 1992) 
Morfología 11 
Se mezclaron 5 ¡.tI de semen con tripsina en 50 ¡.tI de glutaraldehido al 0.3% 
en un tubo Ependof, el cual fue identificado con el nombre, fecha de 
colección, condición de la muestra (con tripslna), para ser almacenado en 
refrigeración hasta su posterior evaluación. La metodología utilizada para su 
evaluación fue la misma descrita previamente en Morfología l. 
Anóllsls EstadfsHco 
Con la finalidad de identificar posibles cambios en las características 
seminales macroscópicas o microscópicas debidas a un efecto de la época 
del año a lo largo de 14 meses de estudio, se realizó un Anólisls de Varianza 
(ANOV A) en el cual la comparación entre las épocas se efectuó utilizando las 
medias de mínimos cuadrados. Utilizando la misma prueba, se compararon las 
mismas variables clasificóndolas de acuerdo al grado de agresividad de los 
individuos: Agresivos y No agresivos. 
Se realizó una prueba de T para establecer si la tripslna podía tener un 
efecto sobre la morfología espermótlca, comparando muestras colectadas sin 
tripsina y las colectadas con tripsina. 
Para determinar la existencia de relación entre los paró metros edad, peso, 
volumen testicular total. pH. volumen del eyaculado, concentración 
espermótlca. motilidad y morfología se utilizó una correlación de Pearson. 
Los anólisls anteriores. al igual que la estadística descriptiva, fueron 
efectuados con el paquete estadístico SAS (SAS. 1989). Los anóllsis estadísticos 
se realizaron con un intervalo de confianza de p<0.05. 
25 
RESULTADOS 
• Protocolo de Electroeyaculación 
Utilizando el protocolo de electroeyaculaclón descrito anteriormente, cada 
dos meses, para la población de 7 monos araña durante los 14 meses de 
estudio, se hicieron un total de 49 intentos por colectar muestras de 
eyaculados. Sin embargo, de estos 49 intentos sólo se obtuvo muestra en 36 
ocasiones (73%), las 13 pruebas restantes (27%), fueron casos de aspérmia. 
Protocolo de Eleclroeyaculaclon 
o Colección Positivo 
I!:I CoIecdón Negotiv o 
Figura 9.- Resultados del porcentaje de muestras de semen colectadas en 7 
monos araña utilizando el protocolo de electroeyaculación. 
De las 36 muestras colectadas, se encontró que 14 (39%) fueron 
azoospérmlcas y en 22 (61%) de ellas fue posible contabilizar el número de 
espermatozoides. 
61 
Densidad Espermálca 
ti Azoospérmicas 
[] Con esperma 
Figura 10.- Porcentajes sobre la distribución en la densidad esperm6tica 
encontradas en muestras colectadas mediante electroeyaculación en 7 
monos araña. 
26 
Fueron evaluadas un total de 15 muestras colectadas durante la época de 
secas y 7 en época de lluvias. Los resultados en cuanto a número de muestras 
evaluadas, azoospérmlcas y casos de aspérmla se encontró para cada 
Individuo durante cada una de las dos épocas Identificadas, se pueden 
observar en el cuadro 4. 
r -··-------------- --
SECAS LLUVIAS SECAS 
INDIVIDUO Feb-01 Abr-01 Jun-01 Ago-Ol Oet-01 Dle-Ol Ene-02 
Tol'lo ASPERMIA ASPERMIA Evaluado ASPERMIA ASPERMIA ASPERMIA ASPERMIA 
Niko Evaluado Evaluado ASPERMIA ASPERMIA Evaluado Evaluado ASPERMIA 
Moncho Evaluado AZOOSPER. Evaluado ASPERMIA AZOOSPER. Evaluado AZOOSPER. 
Negro Evaluado Evaluado AZOOSPER. ASPERMIA ASPERMIA Evaluado Evaluado 
Javier Evaluado AZOOSPER. Evaluado Evaluado AZOOSPER. AZOOSPER. Evaluado 
Macuile Evaluado Evaluado ASPERMIA AZOOSPER. AZOOSPER. AZOOSPER. AZOOSPER. 
Tino Evaluado AZOOSPER. ASPERMIA Evaluado Evaluado Evaluado AZOOSPER. 
Cuadro 4.- Número de muestras evaluadas, azoospérmicas y casos de 
aspérmla encontradas para 7 monos araña en cautiverio durante la época 
de lluvias y secas. 
• Efecto de la trlpslna sobre la morfología espermótlca. 
Una de las características en el eyaculado de los monos araña que había 
sido reportado con anterioridad (Hemóndez-López, 2002: Rodas, 2002), es su 
rópida coagulación en el mayor porcentaje de la muestra. La manera de 
lic uarlo para que sea posible su evaluación es mediante el uso de tripsina. 
Con el fin de determinar si d icha enzima ocasionó algún daño a la morfología 
espermótlca, en cada colecta en la cual se tuvo una fracción Ifqulda en el 
eyaculado, se tomó una muestra de la misma (Morfología 1) para evaluar el 
porcentaje de formas normales de los espermatozoides. De la misma manera 
se colectaron muestras después de haber adicionado la trlpslna (Morfología 11) 
para evaluar en ellas el mismo paró metro. El promedio obtenido para 
porcentaje de formas normales en muestras sin tripslna (n= 1 O) fue comparado 
con el promedio conseguido para formas normales en muestras con trlpsina 
(n= 16), y no se encontró una diferencia estadísticamente significativa entre las 
dos categorías (p > 0.05) . 
27 
I
-~- "o~promedio de Morfologia normal encontrado en 
muestras evaluadas Con y Sin Trlpslna 
j 1~~ . - _ . . . _.- .. - --- - .-
~ 60 +---
Z 40 +---
-8 20 +---
-;!. 0+---
Sin tripsina Con tripisina 
Condición de las mue. tras 
Figura 11.- Promedio y DE. de Morfología normal esperm6tlca en muestras 
evaluadas con y sin tripsina (p > 0.05). 
• Descripción de par6metros fisiológicos y calidad esperm6tica 
Durante 14 meses de estudio a intervalos de dos meses, fue registrado el 
peso corporal y calculado el volumen testicular total de cada individuo. En 
base a los registros capturados, se calculó el promedio y desviación est6ndar 
(DE.) para ambos par6metros obteniendo para esta población de 7 monos 
araña (Ate/es geoffroyi) un peso corporal de 6 ± 0.8 kg Y un volumen testicular 
total de 15.82 ± 3.14 cm3• 
Pcu~""etto ' 
Peso (kg) 
Vol. Testicular Total 
(cm3) 
49 
49 
.pr't'IQ.· .. ~ •. ·· .. t .. · ....•. :r::%Q .•.•.••••.. ·· .. ··.·· •. ·· M~:o .. ··•••·•··•···· 
6.00 ± 0.8 4.5 8.2 
15.82 ± 3.14 11.45 24.49 
Cuadro 5.- Peso corporal y volumen testicular total obtenidos en una 
población de 7 monos araña (Ate/es geoffroyi). 
De la misma manera, a partir del total de registros obtenidos se calculó el 
promedio y DE para cada uno de los par6metros evaluados en las muestras de 
eyaculado colectadas. De esta manera se encontró que en la población de 7 
monos araña las características macroscópicas del eyaculado fueron: pH de 
8.68 ± 0.57 con un volumen del eyaculado de 356.66 ± 376.6 !JI. Las 
características microscópicas encontradas fueron: una cuenta esperm6tlca 
total de 69.23 ± 143.18 millones de espermatozoides por eyaculado, una 
28 
concentración espermática de 96.49 ± 118.6 x 106 espermatozoides/mi con un 
índice de motilidad del 61.76 ± 29.4%. El porcentaje de morfología normal 
encontrado en muestras sin trlpsina fue de 69.6.± 24.09% mientras que para 
muestras evaluadas después de adicionada la tripslna fue de 68 ± 19.54%. 
Par6metro n rromedlo:!: 
VQlc>i' .. Volór 
DE .• . Mrnlmo M~Xlmo 
pH 43 8.68 ± 0.57 7.4 10.0 
Vol. del eyaculado 
36 356.66 ± 376.6 38.0 1900.0 
(~I) 
Cuenta Espermática 
22 69.23 ± 143.18 0.07 630.0 (millones/eyac) 
Espermatozoides 22 96.49 ± 118.6 0.67 484.61 Millones / mi 
Indice de motilidad 
21 61.76 ± 29.4 5 92 (%) 
Morfología normal (%) 
10 69.6 ± 24.09 25 92 Sin trlpslna 
Morfología normal (%) 
16 68 ± 19.54 29 95 
Con trlpsina 
Cuadro 6.- Características macroscópicas y microscópicas en el eyaculado 
colectado de 7 monos araña. 
Con la finalidad de saber 51 durante los 14 meses de estudio, alguno de los 
parámetros (peso, volumen testicular total, pH, volumen del eyaculado, 
cuenta espermática (millones/eyaculado), concentración espermática 
millones/mi, % índice de motllidad y % de normalidad en la morfologfa 
espermática en muestras con y sin trlpslna) pudo verse modificado debido a 
un efedo deépoca del año, los datos se agruparon en las categorías: época 
de secas (Noviembre a Mayo) y época de lluvias (Junio a Octubre). Una vez 
que se realizó el análisis de varianza, se encontró que no existe una diferencia 
significativa en las características espermáticas de este grupo de monos araña 
en cautiverio que pudieran atribuirse a un efecto de la época del año 
(p > 0.05). 
29 
Las mismas varfables fueron analizadas para saber si el grado de 
agresividad de los individuos podía tener un efecto sobre ellas, por lo tanto, los 
resultados obtenidos se agruparon en dos categorfas: individuos agresivos 
(Javier, Tino y Moncho) e individuos no agresivos (Toño, Nlko, Negro y Macuile). 
El análisis estadístico realizado. mostró que no hay diferencias significativas en 
muestras colectadas de Individuos agresivos respecto a los no agresivos (p > 
0.05) excepto en la categorrd peso del Individuo en la cual se detectó que los 
sujetos agresivos tienen un mayor peso corporal al compararlos con los no 
agresivos (p = 0.04·). El promedio. DE. y tamaño de muestra (n) para las 
categorfas. época del año y grado de agresividad. se pueden observar en los 
cuadros 7 y 8 respectivamente. 
···.·····.··.cAT.EG61tIA .. ····1·.· ... · · ·. ··.····. ~t~~~f~ ·.··· .. ····•·•·•···· •• ·· •• .. · .. ·· .i ••• • .•..• EP~~f~! i 
Peso (kg) 5.96 ± 0.79 (n= 21) 6.07 ± 0.82 (n= 28) 
Vol. Test. Total 
15.82 ± 3.02 (n= 21) 15.82 ± 3.27 (n= 28) (cm3) 
pH 8.95 ± O,4(n= 18) 8.5 ± 0.6 (n= 25) 
Vol. del 
330.6 ± 488.8 (n= 13) 371.63 ± 307.63 (n= 23) eyaculad6 (ul) 
Cuenta 
Espermótlca 63.66 ± 113.94 (n= 7) 71.83± 158.62 (n= 15) 
{millones/eyac.) 
Espermatozoides 
75.32 ± 72.58 (n= 7) 106.37 ± 136.05 (n= 15) Millones / mi 
Indice de 
73.16 ± 25.76 (n= 6) 57.2 ± 3O.32(n= 15) motilidad (%) 
Morfología 
normal (%) Sin 67.66 ± 36.25 (n= 3) 70,42± 20.73 (n= 7) 
tripsina 
Morfologra 
normal (%) Con 64.33 ± 19.24 (n= 6) 70.20 ± 20.41 (n= 10) 
trlpsina 
Cuadro 7. Promedio. DE. y tamaño de muestra (n). para la categoría 
época del año. (p > 0.05) 
30 
CATEGORIA NO AGRESIVOS AGRESIVOS 
Peso (kg) 5.67 ± 0.68 (n= 28) • 6.44 ± 0.76 (n= 21) • 
¡---
Vol. Test. Total 
14.86 ± 2.22 (n= 28) 17.09 ± 3.73 (n= 21) (cm3) 
pH 8.82 ± 0.46(n= 24) 8.51 ± 0.66 (n= 19) 
Vol. del 
300.93 ± 246.9 (n= 15) 401.25 ± 456.52 (n= 20) eyaculado (IJI) 
Cuenta 
Espermática 22.07 ± 26.23 (n= 11) 116.39 ± 193.57 (n:: 11) 
(mlllones/eyac.) 
Espermatozoldes 
70.07 ± 87.26 (n= 11) 122.9 ± 142.79 (n= 11) 
Millones / mi 
Indlce de 
59.09 ± 33.42 (n= 11) 64.7 ± 25.71 (n= 10) motilldad (%) 
Morfología 
normal (%) Sin 79. 16 ± 6.52 (n= 6) 55.25 ± 34.82 (n= 4) 
tripsina 
Morfologla 
normal (%) Con 75.55 ± 14.79 (n= 9) 58.28 ± 21.63 (n= 7) 
tripslna 
Cuadro 8. Promedio. DE. y tamaño de muestra (n). para la categoría 
agresividad de los Individuos. (*p<0.05) 
Tomando en cuenta que la Información fue colectada de una población 
de 7 monos araña con características d iferentes (edad. peso. posible jerarquía 
social. etc.). se considera Importante hacer una descripción para sus 
parámetros fisiológicos y caracterfstlcas espermáticas de manera Individual. 
Los resultados de la evaluación de sus parámetros fisiológicos se pueden 
apreciar en el cuadro 9. 
Identificación 
.. ' . :',,:: ........ ',::.:.: ... : . .' .... :.'., .•.. :' :,',.:. VOi. ·T.stfeUIc:li' '.' 
N Edad (mes) .' •• 0(1<0) '. ' r~tdl{ ~m'l "· 
Toño 7 75 ± 4.32 4.8 ± 0.22 13.52 ± 1.07 
Niko 7 99 ± 4.32 6.22 ± 0.35 12.4 ± 0.68 
Moncho 7 183 ± 4.32 6.52± 0.53 15.63 ± 0.81 
Negro 7 195 ± 4.32 5.42± 0.34 16.15 ± 1.34 
Javier 7 195 ± 4.32 7.17 ± 0.45 21.78 ± 2.36 
Maculle 7 255 ± 4.32 6.26 ± 0.31 17.38 ± 0.6 
Tino 7 255 ± 4.32 5.64 ± 0.24 13.86 ± 1.05 
PROMEDIO 179.07:!: 69.87 6.00:!: 0.78 15.82:!: 3.13 
Cuadro 9.- PromediO ± DE. para edad. peso corporal y volumen testicular total 
de 7 monos araña (A teles geoffroyi) en condiciones de cautiverio. 
31 
El promedio ± DE. y número de muestras (n) de las características 
macroscópicas y microscópicas del eyaculado para cada uno de los 
individuos se pueden observar en los cuadros 10 Y 11 respectivamente. Las 
muestras colectadas y evaluadas para Javier, fueron en todos los casos, a 
partir de una segunda muestra obtenida después de haber eyaculado en su 
encierro durante el proceso de captura y anestesia. 
Iden"" pH VoI.EYacol<ad~ .. ... ,. '¡.I11 ·· 
Toña 8.95 ± 0,37 (4) 65 (1) 
Niko 8.81 ± 0.47 (7) 200 ± 120 (4) 
Moncho 8.36 ± 0.68 (6) 321 ± 241 (6) 
Negro 8.95 ±0.33 (6) 407 ± 333 (5) 
Javier 8.6 ± 0.64 (7) 243 ± 118 (7) 
Maculle 8.64 ± 0.6 (7) 318± 232(6l 
Tino 8.56 ± 0.76 (6) 627 ± 708(7) 
PROMEDIO 8.70 ± 0.22 311.97 ± 176.53 
Cuadro 10.- Promedio ± DE. y número de muestra (n) para las caracterfsticas 
macroscópicas del eyaculado de 7 monos araña (A te les geoffroyi) en 
condiciones de cautiverio. 
Id$l1tlf. · ..... .... ·· Ec:~~n~f > ·.··. es~.· . · .•. · .·I'··.rl·.ml· .. ··O' .• · .•.. ·"at.· ••••. ·.··.o .• s •. ·.·.·.z,?o.·.·._.I.d.·.?r.·.·. ' ..•.• ' ............................. : .....•.•.•..• ~ ...•. n ..•.• · ••. ·.• ••. : .• · •• ·.,· .'(fl.c .. ·.lIor: .. " .• · .. d .• ·) •• •· .• · .. ·.: ... · .• · .. • •.. · •.•• ·.d .· •. ·.• .. · •..••.•.••• \~~t~·SI~ · .. • .•. ·: •. ·.N .•. ·.trI· •.• . ·.O.·.·.· .• . p··. r.·.· •. m.M.·s.·.~.I .•. ·~ •.•. :.·.· .•. ·a.·~ .• ·.·. c.:·.(··.···.·.~ .• ·o·· •. ·.·)n.· •. •.·•• ••.•.•.•.•. • ... ·• .. ..... {iTII¡,~~~/ .. ~~;) ........ , ..... "' li. .,. \i: mt~~ / HI,G 
Toño 0.39 (1) 6.1 (1) 89 (1) 80 (1) 
Niko 7.45±8.19 (4) 48.8:1: 69.95 (4) 33 ±33 (4) 81 ± 8.7 (3) 70 :1:21 (3) 
Moncho 38.19 ± 36.21 (3) 67.3±34.17 (3) 71±18(3) 68±15(3) 
Negro 32.35 ± 28.03 (4) 64.1 ± 42.3 (4) 77 ± 14 (4) 82 (1) 85 ±8.5 (3) 
Javier 5.65 ± 6.34 (4) 20.0 ±23.14 (4) 43:1: 39 (3) 92 (1) 86 (1) 
Macuile 41 .58 ± 42.56 (2) 156.6 ± 187.31 (2) 58 :1:47 (2) 75:1:2 (2) 66:1: 7.7 (2) 
Tino 285.79±251.51 (4) 267.5 ± 146.9 (4) 76±5 (4) 43 ±30 (3) 39:1: 9 (3) 
PROMEDIO 58.77:!: 101.50 90.06 ± 91.97 641.10 ± 20.0 741.6 ± 18.6 70.78:!: 16.2 
Cuadro 11.- Promedio ± DE. y número de muestra (n) para las caracterrstlcas 
microscópicas del eyaculado de 7 monos araña (Ate/es geoffroyl) en 
condiciones de cautiverio. 
32 
A partir de los promedios calculados para cada una de las variables 
evaluadas por individuo, se realizó una correlación de Pearson con la finalidad 
de conocer si existía relación entre alguno de los parámetros evaluados. Los 
resultados estadísticamente significativos de las correlaciones encontradas (r) 
con sus niveles de signiflcanda (p) y el tamaño de la muestra considerada en 
el análisis (n), se pueden apreciar en el cuadro 12. No se encontró diferencia 
significativa entre edad y peso corporal, volumen testicular, pH, concentración 
espermática, índice de motilldad y morfología con y sin tripsina. Tampoco se 
encontró relación entre peso corporal y ningún parámetro macro ni 
microscópIco del eyaculado excepto Indlce de motllldad. Para volumen 
testicular no se encontró diferencia significativa con ningún parámetro 
evaluado (p > 0.05). 
.' 
Vo.l~ ~QcEaperm~o. .• t.\Q1f, SIn.. ' . ...• T.·.í1Mo .. . p ..•..• · .. rf .. I .. P'.: ... c ..... ·~.n ..... ) ....••. :... . I;,c:l/C.d • .. (JIO .. ·. · Mill/ml ...•. .•. rrlPil~~r . .,. v· : lt\C)f;(~). < 
r" 0.80 
Edad p: 0.02 
(n = 7) 
Cuenta r s 0.86 r =0.91 r"'~.96 r" ~.89 
Espennótlca p = 0.01 p" 0.004 P =0.006 p" 0.007 
(mlll/eyac.) (n = 7) (n" 7) (n" 5) (n = 7) 
Espermatozoide. 
r = 0.86 r = -0.95 r = -0.90 
P = 0.01 P = 0.009 P = 0.005 MIli/mi 
(n " 7) (n" 5) (n" 7) 
r = -0.75 
Pe.o (kg) p = 0.04 
In" 7) 
Cuadro 12. Resultados del cálculo de las correlaciones (r) y sus niveles de 
slgnlficancla (p) y el tamaño de la muestra (n) para los promedios obtenidos 
en cada una de las variables en una población de 7 monos arana. 
33 
CAPfTUlO 4. VALIDACiÓN DE lA TécNICA DE RADIOINMUNOANÁUSIS PARA lA 
DETERMINACiÓN DE TESTOSTERONA EN SUERO Y HECES DE MONO ARAÑA 
Cuando se desea evaluar una hormonamediante una técnica no usada 
con anterioridad, el primer paso es validar dicho sistema de determinación. 
Este es el caso en cuanto a la medición de testosterona en sangre y heces de 
mono araña utilizando el Radioinmunoanólisls en fase Ifqulda, metodología no 
reportada con anterioridad. 
La validación o control de calidad, es un conjunto de procedimientos que 
nos permite evaluar la calidad de cualquier análisis cuantitativo; 
especfficamente en el RIA se estima la precisión, la reproducibilidad y la 
desviación de éste. El resultado seró confiable si el método analítico 
empleado, en este caso el Radioinmunoanólisis, cumple con las siguientes 
características: 
• Exactitud: Es el grado de coherencia entre el valor obtenido a través del 
análisis y la concentración verdadera de la muestra. La exactitud en 
una medición va a depender de una máxima precisión y de la no 
desviación de ésta. 
• Precisión: Es la dispersión de una misma muestra alrededor de su 
promedio. 
• Reproduclbilidad: Es la consistencia en los resultados a lo largo del 
tiempo. 
• Especificidad: Es la capacidad de un anticuerpo para unirse 
exclusivamente a un anallto. 
• Sensibilidad: Es la mínima dosis detectable, estadísticamente diferente 
de cero. (Zambrano y Díaz, 1996) 
OBJETIVO 
j¡. Validar la técnica de Radioinmunoanálisis en fase líquida para la 
determinación de testosterona en extractos de sangre y heces de mono 
araña (Ate/es geoffroyi). 
34 
Obtención de muestras de heces y sangre 
Las muestras de heces utilizadas para la validación, fueron colectadas de 7 
monos araña machos mantenidos en condiciones de cautiverio en Catemaco 
Vera cruz, México. La obtención de las excretas se realizó en la mañana 
durante la limpieza del albergue, 10 muestras fueron elegidas al azar entre las 
muestras colectadas a lo largo de 14 meses para la medición de testosterona 
en heces de mono araña (ver capItulo 5). 
Las muestras de suero usadas para la validación, hablan sido colectadas, 
evaluadas y posteriormente almacenadas para un proyecto anterior a éste 
(Rodas 2002), de esta misma población de monos araña. 
Extracción de la hormona 
Los procesos de descongelado, homogenizado, secado y extracción para 
heces y suero, serón descritos en el capftulo 5 del presente trabajo. 
Radlolnmunoanóllsls 
Las muestras fueron analizadas con la técnica de Radlolnmunoanólisls en 
fase líquida utilizando 3H (Testosterona [1,2,6,7- 3H (N)] Perkin Elmer Life Sciences 
InC®) como tracer siguiendo el protocolo utilizado en el laboratorio de 
Fisiología del Centro de Investigaciones y Estudios Avanzados del Instituto 
Politécnico Nacional (CINVESTAV, IPN) dirigido por la Dra. Marta Romano 
Pardo. Cada una de las muestras fue evaluada por duplicado y utlllzóndose un 
contador de centelleo Beckman LS 6000 TA® para radiaciones Beta. 
Sensibilidad y Especificidad 
Para la realización del RIA, se utilizaron anticuerpos del laboratorio ICN 
Biomedicals InC®. La testosterona no radiactiva se obtuvo del laboratorio 
SteraloldS®. 
35 
La sensibilidad de los RIA' s realizados para muestras de suero y heces con el 
anticuerpo comercial fue de 5-10 pg/ml de Testosterona. En cuanto a su 
especificidad, las principales reacciones cruzadas para el mismo anticuerpo 
con hormonas esteroides. se pueden observar en el siguiente cuadro: 
Esferoide ~ Reacción 
ctuzada 
T estosterono 100 
50 - Olhydrotestosterona 18.75 
50 - Androstone - 30. 17j8jiol 3 
5-Androstene- 3~. 17~-diol 1 
Androstenediona 0.56 
Sa - Androstane - 3.17-dione 0.18 
5~-Androstane-3.17-dione 0.13 
Androsterono 0.09 
Estradiol-176 0.08 
1113-Hydroxyandrostenediona 0.07 
Progesterono 0.06 
Dihydroepiandrosterona 0.04 
Corticosterona <0.01 
Oesoxycorticosterona <0.01 
Estriol <0.01 
Estrona <0.01 
Cuadro 11.- % de Reacción cruzada del anticuerpo Anti-Testosterona con 
hormonas esteroides. (Informe de la casa comercial) 
Precisión 
La precisión se calculó mediante la curva Dosis-Respuesta, esta medición 
sirve para confirmar que no haya nada en el extracto que pueda estar 
interfiriendo con la unión al anticuerpo. Para su realización. se usaron 4 
muestras extraídas de suero y heces evaluadas con anterioridad y que por 
consiguiente se sabía que no tenían concentraciones elevadas de 
testosterona. Cada muestra se dividió en 6 alrcuotas, a 1 de ellas no se le 
añadió nada y a las 5 restantes se les agregaron 5 puntos conocidos de la 
curva estándar (un punto para cada alícuota), para luego ser determinadas 
en el RIA como muestras Individuales. El resultado obtenido de la muestra a la 
cual no se le añadió nada, fue restado de los resultados derivados de las 5 
alícuotas con estándares. 
36 
-------------------------------~--- - -
Como parte de la precisión, se verificó la existencia del Paralelismo. La 
demostración del paralelismo Indica que la hormona del extracto estó 
interactuando con el anticuerpo en una manera similar a aquella del esteroide 
estóndar. Para su realización, se eligieron muestras al azar de extractos de 
suero y heces para ser diluidas cada una en forma seriada (1 :2, 1 :4, 1 :8, 1 :16, 
1 :32, 1 :64 y 1: 128) y cada dilución se corrió en un ensayo como si fuera una 
muestra. 
ExacHtud 
La exactitud estó dada por los coeficientes de variación (C. V.) intra e inter 
ensayo. Estos son calculados a partir de muestras que se corren paralelamente 
en cada ensayo o RIA. para este trabajo fueron utlllzados un punto de la curva 
estóndar como control intra ensayo y una muestra extraída de heces como 
control inter ensayo. La fórmula para el cólculo del C.V. es: 
Desv. Estóndar / Promedio X 100 (Zambrano y Díaz, 1996) 
Análisis de datos 
Las cpm obtenidas del contador de centelleo Beckman se capturaron en 
el programa estadístico RIA logit® el cual a partir de una regresión lineal 
realizada con los datos de la curva est6ndar de cada ensayo, permite 
calcular las concentraciones de hormona de cada muestra evaluada. 
(Zambrano y Diaz, 1996). 
Una vez que se tuvieron las concentraciones de muestras de suero y de 
heces que se prepararon para la curva Dosis-Respuesta de la validación. se 
graficaron los resultados calculando la regresión lineal. 
Con las cpm obtenidas del contador de centelleo Beckman, se 
promediaron los duplicados para calcular el porcentaje de unión al 
anticuerpo (%B/Bo) de la curva estóndar y de muestras de extractos de suero y 
heces de mono araña con la siguiente fórmula: 
37 
(%B/Bo) = X cpm muestro - X cpm IUI) X 1 ()() 
X cpm muestro (UT) - X cpm (UI) 
%B/Bo = Porcentaje de unión 01 anticuerpo 
UT =Unión inespeclfica 
UT =: Unión total 
Con los datos de %B/Bo de lo curvo estóndar y de los extractos, se 
graflcaron los resultados poro el paralelismo de lo validación. 
38 
RESULTADOS 
Precisión 
• Curva Dosis-Respuesta 
Las muestras de extractos de suero y heces de mono araña utilizados para 
esta prueba. mostraron un coeficiente de correlación del 99% entre la 
concentración de la hormona estándar añadida y la concentración 
encontrada en la misma muestra medida después de realizar el RIA. Los 
resultados de la curva Dosis-Respuesta para suero y heces se pueden ver en los 
cuadros 14 y 15 respectivamente. Asf mismo, en las figuras 12 y 13 se pueden 
ver las gráficas de la regresión lineal realizadas a cada curva. 
···· pg/mr 
Afi(.idld9 . 
100 
50 
25 
12.5 
6.25 
84.95 4 
47.36 4 
24.97 4 
11.74 4 
7.06 4 
Cuadro 14.- pg/ml de Testosterona estándar añadidas a alfcuotas de extractos 
de suero y promedio de testosterona medida en el RIA . 
. _---------
Curva Dosis-Respuesta para Testolterona en 
suero de mono arafta 
g S 100 
s~ 80+------------~~~~~--~ 
=; 60 +--------------::;;;..-"'------------1 
"':a 40 +--------::::;;;>""~-----------j 
¡l 2:~~--~--~--~~--~ 
o 20 40 60 80 100 120 
pglml de T •• tostarona Estandar alladlda 
Figura 12.- Gráfica de la Regresión lineal realizada para el análisis de la curva 
Dosis-Respuesta en muestrasde suero de mono araña. 
39 
pg/ml Prom. pg/ml 
n . 
Af\~dldp • nIUA · 
100 96.97 4 
50 46.34 4 
25 23.19 4 
12.5 11.61 4 
6.25 7.82 4 
Cuadro 15.- pg/ml de Testosterona estóndar añadidas a alícuotas de extractos 
de heces y promedio de testosterona medida en el R1A. 
Curva Dosis-Respuesta para Tetosterona en 
heces de mono arana 
~ 120 
e~ 100 +--------------------~~~~~----~ 
j i 80 +-------------------.--~~-----_____1 
! I :~ ~ i +------~~~--------~ 
~c 20 r-~ __ ~----------------~ 
~ O+-~--r_---,_-~--~----_r---~ 
o 20 40 60 80 100 120 
pgIml de Testosterona Estandar anadlda 
--------------------_._--
Figura 13.- Gráfica de la Regresión lineal realizada para el anólisis de la curva 
Dosis-Respuesta en muestras de heces de mono araña. 
• Paralelismo 
La hormona que se encontró en los extractos de muestras de suero y heces. 
se comportó de manera similar a la testosterona usada para la elaboración de 
la c urva estándar. Las gráficas donde se aprecIa el comportamiento paralelo 
de las diferentes diluciones de muestras de suero y heces con respecto a la 
testosterona estándar. se pueden ver en las figuras 14 y 15 respectivamente. 
40 
Paralelismo en RIIestras de suero de mono arana 
100 ._-.... '---"'- _ ........ --- , 
~ ~.------------------------~ 
S 60 
;!. 40 +----"".--------------------~ 
20+---------~ __ c=~--------~ 
0+---~r_--~----_r----._--_4 
o 50 100 150 200 250 
Concentración 
_ %BJBo Estándar 
%8180 Mles1r8 
Figura 14.- Gráfica de los % de unión del anticuerpo con hormona estándar y 
con diluciones crecientes de suero de mono araña previamente 
extraído. 
Paralelismo en RIIestras de Heces de m)IlO arafta 
100 
80 ~------------------------~ 
u 60 ~~----------------------~ I 
~ 40 ++--~r-------------------~ 
20+-~------~ __ ~~--------~ 
O+------,.-------r-----,-----+--~ 
o 50 100 150 200 250 
Concentración 
_ %8180 Estándar 
%8180 Mlestra 
Figura 15.- Gráfica de los % de unión del anticuerpo con hormona estándar y 
con diluciones crecientes de extractos de heces de mono araña previamente 
extraídos. 
exactitud 
Para la medición de testosterona en suero y heces de mono araña del 
presente trabajo, fueron realizados 22 Radloinmunoanálisis. El Coeficiente de 
variación promedio intra-anális/s fue de 4.83% ± 1.89 y el In ter- análisis fue de 11. 
49%. 
41 
CAPrTULO 5. DETERMINACiÓN DE TESTOSTERONA EN SUERO Y EN HECES 
El presente capítulo estó dividido en 2 secciones. La primera: 
5.1 Efecto del manejo sobre las concentraciones de testosterona en 
suero y en heces de mono araña en condiciones de cautiverio. 
OBJETIVO 
> Determinar si el manejo y manipulación de los monos araña tienen una 
influencia sobre las concentraciones de testosterona sérica o fecal. 
y la segunda: 
5.2 Medición de testosterona sérica y fecal en un período de 14 meses 
en monos araña en condiciones de cautiverio. 
OBJETIVOS 
> Determinar las concentraciones de testosterona sérica a partir de series 
de muestras colectadas en el transcurso de 14 meses en monos araña 
en cautiverio. 
> Identificar posibles variaciones estacIonales de testosterona en muestras 
de heces colectadas de monos araña en cautiverio durante un periodo 
de 14 meses. 
> Investigar si existe una correlación entre calidad espermótlca y 
concentraciones de testosterona a partir de muestras colectadas de 
monos araña mantenidos en condiciones de cautiverio. 
MATERIAL Y METODOLOGrA. 
Sujetos de estudio 
Fueron utilizados los mismos 7 machos en condiciones de cautiverio en 
Catemaco. Veracruz. México para los cuales fue descrita con anterioridad su 
calidad espermótica. 
42 
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Colección de las muestras de sangre 
• Sección 5.1 
Se colectaron 3 muestras de sangre el dra en que se realizó la 
electroeyaculación para cada uno de los Individuos (ver capítulo 3) . Para la 
primera muestra se colectaron 5 mi de sangre en tubos sin anticoagulante lo 
más pronto posible después de aplicada la primer anestesia con Ketamina. 
Dicha muestra fue etiquetada anotando la hora en que se aplicó la anestesia 
y la hora en que fue colectada y posteriormente fue transportada al 
laboratorio. Una 2° muestra de 2 mi de sangre se tomó al momento de aplicar 
la TlIetamlna-Zolazepam en el laboratorio anotando de Igual manera la hora 
de aplicación del anestésico y hora de colección de la sangre. Por último, una 
3° muestra de sangre con el mismo volumen que la anterior. fue obtenida casi 
al final del manejo justo antes de que despertaran los animales de la anesfesla 
anotando también la hora de colecta. Las muestras de sangre coagularon a 
temperatura ambiente y permanecieron dentro del refrigerador durante 1 
hora para posteriormente ser centrifugadas duranfe 15 mlnufos a 3000 RPM 
para separar el suero. Con todas las muestras se siguió el procedimiento 
descrito en el capítulo 2 de este trabajo. 
• Sección 5.2 
Para la determinación de concentraciones de testosterona en suero, 
únicamente se utilizó la primera muestra colectada en el encierro justo antes 
del traslado y la electroeyaculación de los sujetos. 
Obtención de las muestras de heces 
• Sección 5.1 
Se colectó 1 muestra de heces durante 2 días consecutivos previos al 
manejo de la electroeyaculaclón y 1 muestra durante 3 días consecutivos 
posteriores a dicho manejo para cada uno de los individuos Incluidos en el 
estudio. 
43 
• Sección 5.2 
Para identificar posibles variaciones estacionales de testosterona en heces, 
se colectó una muestra de heces para cada uno de los individuos una vez a la 
semana durante los 14 meses de estudio. Se tuvo la precaución de colectar 
las muestras para esta parte del estudio en días lo mós alejados posibles de 
aquellos en que se colectaban las muestras para evaluar el manejo bajo 
anestesia. De esta manera, se trató de que no hubiera influencia de la 
manipulación que sufrían los monos durante la electroeyaculación. 
La recolección de todas las muestras de heces que se consideran en el 
presente capítulo, se realizó siempre por la mañana durante la limpieza del 
encierro y de la manera descrita previamente en el capítulo 2 de este estudio. 
Extraccl6n de la hormona en muestras de sangre 
Las muestras de sangre incluidas en las secciones 5.1 y 52 {n = 123J, fueron 
sometidas a un proceso de extracción siguiendo el protocolo utilizado en el 
laboratorio de Fisiología dirigido por la Dra. Morfa Romano Pardo. El primer 
paso fue descongelarlas y homogenizarlas, posteriormente, en un tubo de 
ensaye identificado con los datos de cada muestra, se agregó 1 mi de suero y 
5 mi de éter anhidro. Esta mezcla se agitó durante 1 minuto con ayuda de un 
vortex para luego dejarla reposar durante 10 a 15 minutos permitiendo que la 
fase etérea se separe de la acuosa. La fase acuosa se congeló al introducir el 
tubo de ensaye en una mezcla de hielo seco y acetona Industrial durante 15 
minutos. La fase etérea se recuperó al decantar el primer tubo en un segundo 
identificado de la misma manera, para luego ser evaporada en baño maría a 
37° C. Las muestras extraídas fueron almacenadas en congelación (-4Q C). 
Finalmente, justo antes del Radioinmunoanólisis (RIAJ, los esteroides fueron 
resuspendidos y homogenizados en Buffer RIA. 
Extraccl6n de la hormona en muestras de heces 
El procedimiento de extracción fecaJ fue el mismo para todas las muestras 
de heces evaluadas en la presente Investigación (543 muestras procesadas), el 
protocolo utllizado fue desarrollado por ""Brown et al rT994J y modificado 
44 
posteriormente por Brousset (2002). Este protocolo ha sido reportado para la 
extracción de hormonas esteroides en diferentes especies. (Moreland et al 
2001. Hernóndez 2002; Rendón 2003) 
El primer paso de la extracción consiste en el secado de las muestras. el 
cual se llevó a cabo colocando los tubos plósticos identificados con las 
muestras congeladas en una centrífuga tipo $peedvac Rotatory Evaporador 
(Savant Instruments