Estudio-histopatologico-tras-la-administracion-cronica-del-222tribromoetanol-en-dos-especies-rata-Rattus-norvegicus-y-raton-Mus-musculus

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
 
 
“ESTUDIO HISTOPATOLÓGICO TRAS LA ADMINISTRACIÓN 
CRÓNICA DEL 2,2,2-TRIBROMOETANOL EN DOS ESPECIES; 
RATA (Rattus norvegicus) Y RATÓN (Mus musculus)” 
 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE: 
QUÍMICA FARMACÉUTICA BIÓLOGA 
 
P R E S E N T A : 
BEATRIZ OLIVARES BUENDIA 
 
 
 MÉXICO, D.F. 2008. 
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UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
JURADO ASIGNADO 
 PROFESORES 
Presidente Prof. Elia Brosla Naranjo Rodríguez 
 
Vocal Prof. Ana María Vázquez Álvarez 
 
Secretario Prof. Ruth Bustamante García 
 
1º. Suplente Prof. Atonatiu Edmundo Gómez Martínez 
 
 
2º. Suplente Prof. Martha Leticia Jiménez Pardo 
 
 
Sitio donde se desarrollo el tema: 
Bioterio 5º. Piso Edificio “A”. Facultad de Química. UNAM 
 
 
 
 
Asesor del Tema 
 
 
 
 
 
 
 
 
Supervisor Técnico 
 
 
 
 
 
 
Sustentante 
 
 
 
 
 
 
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Agradecimientos 
Mi sincero agradecimiento y cariño a mis asesores, por darme la oportunidad de 
realizar el trabajo de Tesis: 
M. en C. Ruth Bustamante García 
Dr. Atonatiu Edmundo Gómez Martínez 
M.V.Z José Ramírez Lezama. 
 
También agradezco su colaboración y tiempo prestado, para la revisión de esta 
tesis a las profesoras: 
 
Dra. Elia Brosla Naranjo Rodríguez 
 
Dra. Ana María Vázquez Álvarez. 
 
 
A todas la personas que colaboraron directamente en la elaboración del trabajo 
experimental que pertenecen al: 
 
Dpto. de Patología de la Facultad de Veterinaria UNAM 
 
Bioterio de la Facultad de Química UNAM. 
 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México por haberme alojado durante mi 
estancia media superior y superior. 
 
 
 
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A mi mejor amiga Alejandra Buendía Torres por el amor, cariño y protección que 
me brindas, durante los instantes más significantes de mi vida. También por 
impulsarme en los momentos de adversidad, por ser una persona a quien admiro y 
respeto por el simple hecho de valorar la vida como tú solo lo sabes hacer, por la 
alegría que irradias todos los días, por tantas cosas que te quisiera agradecer. 
 
A mi gran maestro Evaristo Olivares Ochoa por ser una parte esencial de mi vida, 
por enseñarme muchas cosas de actitud y aptitud, por ser una persona que me 
enseño a no perder de vista los objetivos de la vida, gracias por enseñarme que la 
vida es una lucha constante y que vale la pena arriesgarse. Gracias por ser como 
eres porque a pesar de que no tengo muchas cualidades que tú tienes, se que me 
quieres y me amas y yo creo que es el momento adecuado para decirte que te 
amo y te quiero tanto. 
 
A Ricardo Acevedo Acevedo, por ser mi compañero en toda la extensión de la 
palabra, gracias por todo este tiempo dedicado, y principalmente gracias por la 
comprensión y apoyo que me brindas para realizar mis sueños los entiendas o no, 
pero siempre terminas por ayudarme y apoyarme en todo momento, de verdad 
eres una persona de la que aun me falta mucho por aprender, ya que para ti no 
hay obstáculos, porque me enseñaste que el obstáculo más grande, es uno 
mismo; quiero decirte que estoy orgullosa de ti, porque por fin, el árbol que 
sembraste, hoy en día está dando frutos y te felicito por todos tus triunfos. 
. 
A Ricardo Acevedo Olivares porque la grandeza de la gente no se valora ni se 
mide por el gran tamaño, ya que tu aun siendo tan pequeño me enseñas día a 
día, que la vida puede ser tan corta y hay que valorarla y recibirla cada día con 
amor y alegría, y desde el día que llegaste a mi vida todo cambio por completo, 
por lo que estoy tan agradecida con dios por haberte puesto en mi camino, creo 
que el tiempo en el que hemos convivido no ha sido suficiente, pero quiero que 
sepas que este triunfo es por ti; principalmente es dedicado a ti, porque eres el 
motor de mi vida, y cuando estoy a punto de desistir solo me basta una mirada 
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tuya para no darme por vencida, gracias chaparrín te amo mucho, y quiero que 
sepas que todos mis triunfos son pensados en ti, todos mis triunfos tienen tu 
esencia. También quiero que sepas que la palabra te amo de verdad no expresa lo 
que de verdad siento por ti, porque su significado es muy limitado para lo que 
quisiera expresarte. 
 
A mis grandes amigas Ale, Paty, Clau, (Flaca, Moqui y Cacahuata), créanme 
cuando llegué a esta parte después de llorar, me moría de risa perdón ya las 
balconee, saben la quiero muchísimo y somos como una fuerza sinérgica que 
unidas como siempre y como hasta ahora nada nos vencerá. 
 
Ale gracias por ser mi compañera y amiga desde la infancia se me viene a la 
mente tantas travesuras compartidas. Gracias por orientarme en mis problemas 
familiares, sabes admiro mucho tu inteligencia, y la tranquilidad que tienes y 
transmites, y gracias por amar tanto a mi chaparrin. 
No quisiera sentirme tal alejada de ti como ha ocurrido últimamente, ya que las 
circunstancias dificultan vernos aun mas, pero quiero que sepas que te amo. 
 
Paty gracias por ser hoy en día una de mis grandes amigas yo se que a veces no 
importa la sabiduría de la gente, si no la sabe usar, yo se que tú tienes una 
cualidad importante que te caracteriza, que es la persistencia y de verdad admiro 
mucho tu interés por las cosas que desempeñas porque estoy segura que siendo 
como eres, llegaras a las metas que te has propuesto, y tengo que agradecerte 
muchas cosas creo que eres como mi segunda mama te amo. 
 
Clau quisiera aprender tantas cosas de ti, por ejemplo a ser tan fuerte como tu 
eres, porque has enfrentado tantos problemas muchas veces sola, pero nunca 
desistes, y te quiero agradecer todo el apoyo que me brindas sabes que cuentas 
conmigo porque te quiero y te amo y cuídate mucho por fa. 
 
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A las familias Olivares Buendía y Buendia Torres, porque son una parte especial 
de mi vida ya que me han enseñado que la unidad familiar es el punto más 
importante para enfrentar todo tipo de problemas. 
 
 
 
 
 
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ÍNDICE: 
TEMA: 
Lista de abreviaturas 
Lista de tablas 
Lista de figuras 
CAPÍTULO 1 
1 Introducción 
CAPITULO 2 
2 Generalidades 
2.1 Historia de la anestesia veterinaria 
2.1.1 Definición de anestesia general 
2.1.2 Tipos de anestesia general 
2.1.3 Fases y etapas de la anestesia general 
2.1.4 Anestesia en roedores 
2.1.4.1 Periodo preoperatorio en roedores 
2.1.4.2 Periodo transoperatorio en roedores 
2.1.4.2.1 Anestésicosgenerales utilizados en 
roedores 
2.1.4.3 Periodo postoperatorio en roedores 
2.2 El 2,2,2-Tribromoetanol 
2.2.1 Historia 
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20 
20 
 
23 
24 
24 
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2.2.2 Características físico-químicas 
2.2.3 Acción farmacológica 
2.2.4 Uso del 2,2,2-Tribromoetanol en roedores y en 
otras especies 
2.3 Métodos de ensayos toxicológicos en animales 
2.3.1 Clasificación de los métodos de ensayo 
Toxicológicos 
2.3.2 Ensayos de toxicidad general 
2.3.2.1 Ensayos de toxicidad aguda 
2.3.2.2 Ensayos de toxicidad subaguda 
2.3.2.3 Ensayos de toxicidad subcrónica 
2.3.2.4 Ensayos de toxicidad crónica 
2.4 Ensayo histopatológico 
2.5 Fisiología de roedores 
CAPÍTULO 3 
3 Objetivos 
3.1 Objetivo General 
3.2 Objetivo Particular 
CAPÍTULO 4 
4 Hipótesis 
CAPÍTULO 5 
24 
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30 
31 
31 
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32 
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33 
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37 
37 
37 
38 
38 
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5 Material y método 
5.1 Material 
5.2 Sujetos de experimentación 
5.3 Metodología 
5.3.1 Distribución de grupos experimentales 
5.3.2 Procedimiento para la fijación del tejido 
5.3.3 Procedimiento para el estudio histopatológico 
5.4 Diagramas de flujo 
5.4.1 Diagrama de flujo para rata 
5.4.2 Diagrama de flujo para ratón 
CAPÍTULO 6 
6. Resultados 
6.1 Peso promedio en ratas evaluados durante el estudio 
6.1.1 Evaluación macroscópica en ratas 
6.1.2 Histopatología en ratas 
6.2 Peso promedio en ratones evaluados durante el estudio 
6.2.1 Evaluación macroscópica en ratones 
6.2.2 Histopatología en ratones 
CAPÍTULO 7 
7. Análisis de resultados 
CAPÍTULO 8 
39 
39 
39 
40 
40 
41 
41 
43 
43 
44 
45 
45 
45 
46 
47 
49 
50 
51 
52 
52 
56 
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8. Conclusiones 
9. Bibliografía 
Anexo 1 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
56 
57 
62 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Lista de abreviaturas 
ANADEVA Análisis de varianza 
AL Anestésico local 
CTRL Control 
°C Grado centígrado 
Br Bromuro 
BR2CHCHO Dibromoacetaldehído 
DL50 Dosis letal 50 
E.E. Error estándar 
IM Intramuscular 
IP Intraperitoneal 
HBr Acido Bromhídrico 
H2O Agua 
IV Intravenosa 
min. Minutos 
mg Miligramos 
ml Mililitro 
mmHg Milímetros de mercurio 
SCPA Sin cambios patológicos 
aparentes 
SNC Sistema nervioso central 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TBE. 2,2,2-tribromoetanol 
TGI Tracto gastrointestinal 
TRA Tratamiento 
VEH Vehículo 
vs. Versus 
α2 Receptor adrenérgico alfa 
tipo 2 
60´s Sesenta segundos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Lista de tablas pagina
Tabla 1. Clasificación de la anestesia veterinaria según la zona anatómica 
implicada 15
Tabla 2. Clasificación de la anestesia veterinaria de a cuerdo a su vía de 
administración 16
Tabla 3. Principales anestésicos generales inhalados utilizados en roedores 
(rata y ratón) 20
Tabla 4. Principales anestésicos generales inyectables utilizados en roedores 
(rata y ratón) 22
Tabla5. Uso del 2,2,2-Tribromoetanol en roedores y otras especies 29
Tabla 6. Datos biológicos de Rata 35
Tabla 7. Datos biológicos de Ratón 36
Tabla 8. Peso promedio de ratas de los grupos experimentales (g) ± E.E. 45
Tabla 9. Comparación macroscópica de ratas control, vehículo vs ratas 
tratadas 46
Tabla 10. Corte histológico de hígado de rata 47
Tabla 11. Corte histológico de músculo abdominal de rata 48
Tabla 12. Peso promedio de ratones de los grupos experi- 
mentales (g) ± E.E.49
Tabla 13. Comparacion macroscópica de ratones control, vehículo vs ratones 
tratadas 50
Tabla 14. Corte histológico de hígado de ratón 51
 
 
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Lista de figuras Página
Figura 1. Estructura química del 2,2,2-tribromoetanol 25
Figura 3. Días de administración vs. peso promedio de ratas a lo largo del 
tratamiento 45
Figura 4. Días de administración vs. peso promedio de ratones a lo largo del 
tratamiento 49
 
 
 
 
 
 
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CAPÍTULO 1 
1 Introducción 
El uso de sustancias con efecto anestésico en la investigación biomédica, es de 
suma importancia, ya que puede beneficiar o perjudicar el o los procesos 
experimentales en los cuales se requiere tener animales que se utilizan por más 
de una ocasión, por lo que es necesario la evaluación de los productos 
anestésicos. Cuando estas sustancias se administran crónicamente en animales 
de laboratorio, pueden producir tolerancia, efectos adversos, secundarios e incluso 
la muerte; provocando daños que pueden ser observados a nivel macroscópico 
y/o microscópico. 
El 2,2,2-tribromoetanol, es un anestésico el cual presenta menos efectos 
colaterales y adversos administrados a dosis únicas, por lo que es ampliamente 
utilizado en otros países en animales de laboratorio (rata y ratón), encontrándose 
buenos resultados comparados con otros anestésicos utilizados, como el 
pentobarbital y la ketamina, en el cual el margen de seguridad son mucho 
menores. 
Por lo que en el presente trabajo, se evalúo los daños inherentes a la aplicación 
del 2,2,2-tribromoetanol vía intraperitoneal a la dosis efectiva (250 mg/mL en 
ratones y 300 mg/mL en ratas) en la cual se obtuvo el proceso anestésico, 
administrándolo vía intraperitoneal de forma crónica, encontrando lesiones 
microscópicas principalmente en hígado; por lo que se concluye que este 
anestésico no es recomendable en experimentos en los cuales se requiere su uso 
en forma crónica. 
 
 
 
 
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CAPITULO 2 
2 Generalidades 
2.1 Historia de la anestesia veterinaria 
Los orígenes de la anestesia veterinaria no están claros. Está documentado que 
en 1540 Paracelso administró éter a pollos (Seymour, 2001) y Henry Hill Hickman, 
dióxido de carbono a animales de experimentación, mostrando que aliviaba el 
dolor de la cirugía (Seymour, 2001 y Jones 1965); pero no fue hasta 1846 que la 
anestesia obtuvo atención pública, ya que en Boston, Morton demostró los efectos 
del éter en Humanos (Goodman & Gilman, 2003). Este anestésico era fácil de 
administrar y fácil de elaborar en su fase química pura por ser un líquido a 
temperatura ambiente y volatilizarse con facilidad; posteriormente se demostró 
que el éter era potente porque podían producir anestesia inmediatamente, 
causando algunas veces hipoxia. En Reino Unido se administro éter por primera 
vez en pacientes humanos (Goodman & Gilman, 2003). Un año después se 
empezó a utilizar en perros y gatos (Seymour, 2001). 
El cloroformo fue introducido a el campo de la anestesia por el obstetra escosés 
James Simpson en 1847 (Seymour, 2001) haciéndese más popular que el éter en 
la anestesia veterinaria y médica gracias a su olor más agradable y por ser un 
anestésico no flamable, pero en la actualidad se conoce que es hepatotóxico y un 
depresor cardiovascular importante. A pesar de su incidencia alta de mortalidad, el 
cloroformo fue el anestésico más utilizado sobretodo en Inglaterra durante casi 
100 años. Durante esta época la cantidad de actos operatorios y el alcance de la 
cirugía se incrementó. Aunque la incidencia de la mortalidad cambio poco, ya que 
las infecciones postoperatoria seguían siendo un problema (Seymour, 2001). 
Antes de que la cocaína se utilizara como anestésico local, los anestésicos 
generales eran los más usados. La cocaína se dio a conocer como anestésico 
local gracias a Hobday, quien publicó el primer libro de anestesia veterinaria en 
1915 (Plumb, 2006). A partir de entonces se propuso una legislación: el Acta de 
Anestesia Animal en 1919 (Seymour, 2001). En los años treinta hubo un desarrollo 
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considerable en la anestesia con barbitúricos, con el uso de pentobarbital y 
tiopental intravenoso, introducidos por Lundy (Plumb, 2006) que originalmente se 
le consideró útil como anestésico único, pero las dosis requeridas producían 
depresión grave del aparato circulatorio y de los sistemas nervioso y respiratorio. 
Los barbitúricos se popularizaron gracias al catedrático J. C. Wright (Goodman & 
Gilman, 2003). Durante ese tiempo, el doctor G.B. Brook realizaba sus trabajos en 
anestesia epidural (Plumb, 2006). 
En los años cincuenta se produjeron avances considerables en la anestesia 
veterinaria, principalmente unidos a los desarrollos en anestesia en medicina 
humana. Por ejemplo, la intubación endotraqueal, los sistemas anestésicos 
cerrados, la introducción de agentes inhalados fluorados como el halotano y el 
isofluorano, y nuevos agentes inyectables como la ketamina y el propanol para la 
inducción de la anestesia. Un desarrollo especifico de la anestesia veterinaria es la 
utilización de los fármacos α2- agonistas de los adrenorreceptores como es el 
caso de la Ketamina (Seymour, 2001). 
2.1.1 Definición de anestesia 
La palabra anestesia deriva del griego ἀναισθησία, que significa privación de la 
sensibilidad, insensible o sin sensación (Flecknell, 1998). Esta palabra fue 
introducida por Oliver Wendell Holmes para describir el proceso reversible de la 
depresión del sistema nervioso central (SNC) por un fármaco que produce 
inconsciencia y reducción o ausencia de la respuesta a los estímulos externos, de 
manera que el paciente no responde a ellos (Seymour, 2001). 
2.1.2 Tipos de anestesia 
Los anestésicos se pueden clasificar según su zona anatómica implicada en 
(Tabla 1): 
1. Anestesia regional/local (Seymour, 2001): 
Los anestésicos locales (AL) son fármacos que, aplicados en concentración 
suficiente en su lugar de acción, impiden la conducción de impulsos eléctricos por 
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las membranas del nervio y el músculo de forma transitoria y predecible, 
originando la pérdida de sensibilidad en una zona del cuerpo. (De Carlos, 1999) 
2. Anestesia general (Tabla 1 y 2) (Seymour, 2001): 
Podemos definir a la anestesia general como un estado transitorio, reversible, de 
depresión del sistema nervioso central (SNC) inducido por fármacos específicos y 
caracterizados por pérdida de la conciencia, de la sensibilidad, de la motilidad y de 
los reflejos. En este estado existe amnesia, inhibición de los reflejos sensoriales y 
autónomos, relajación del músculo (De Carlos, 1999 y Goodman & Gilman, 2003). 
 
Tabla 1:Clasificación de la anestesia veterinaria según la zona anatómica 
implicada (Sumano, 2006) 
Local 1. Por infiltración 
2. Por aplicación superficial 
3. Por bloqueo de una rama nerviosa 
en forma lineal 
Regional 1. Paravertebral 
2. Epidural 
3. Intratecal 
General 1. Por agentes inhalados 
2. Por agentes fijos 
3. Neuroleptoanalgesia 
4. Anestesia disociativa 
 
 
 
Así mismo podemos tener una clasificación del tipo de anestesia de acuerdo a la 
vía de administración utilizada Tabla 2 (Plumb, 2006; Desmond ,1986 y Fuentes 
1986). 
 
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Tabla 2:Clasificación de la anestesia veterinaria de acuerdo a su vía de 
administración (Plumb, 2006)Tipo Vía de administración 
Inyectable 1. Intravenosa 
2. Subcutánea 
3. Intramuscular 
4. Intraperitoneal 
5. Intraósea 
Inhaladas 1. Parenteral (para mantener la anestesia) 
 
Para fines de este trabajo se detallara el tema de anestesia general, ya que en 
roedores, el 2,2,2 tribromoetanol induce este tipo de anestesia (Flecknell, 1998). 
2.1.3. Fases y etapas de la anestesia general 
El periodo transoperatorio para la anestesia general se divide en tres fases: 
inducción, sostén y recuperación, cada una de las cuales tiene características 
especiales (Goodman & Gilman, 2003 y Plumb, 2006) 
Fase de inducción: 
Ocurre cuando un ser consciente pierde la conciencia mediante los efectos del 
anestésico ya que actúan en el SNC (Goodman & Gilman, 2003; Maluenda, 1977; 
Mayer, 1966). 
La fase de inducción presenta cuatro etapas: 
• Etapa I: Analgesia y movimiento voluntario 
Se caracteriza por la inducción de un estado de analgesia, no apta para la cirugía. 
Si el anestésico es un gas, habrá forcejeo, chillidos, excitación y paro voluntario de 
la respiración, seguidos de inspiraciones profundas. La tensión induce liberación 
de catecolaminas, por lo que habrá aumento de la frecuencia cardiaca, midriasis y 
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expulsión de heces y orina. (Sumano, 2006 y Goodman & Gilman, 2003 y 
Katzung, 2005) 
• Etapa II: Delirio y movimientos involuntarios 
Se inicia al perderse la conciencia por acción del anestésico sobre la región 
cortical, el animal aún reacciona a estímulos fuertes del medio y manifiesta 
taquipnea e hiperventilación. Aún más por momentos se detiene voluntariamente 
la respiración. Las pupilas están dilatadas y existe aumento en la frecuencia 
cardiaca. Hay chillidos salivación y movimientos de deglución. (Sumano,2006; 
Goodman & Gilman, 2003 y Katzung, 2005) 
• Etapa III: Anestesia quirúrgica: 
Se caracteriza por inconsciencia por pérdida progresiva de los reflejos. Se 
acentúa la relajación muscular por la acción sobre los centros espinales y la 
respiración se torna más lenta y regular, aunque aún es controlada por la acción 
de los músculos intercostales y el diafragma. (Sumano 2006; Goodman & Gilman, 
2003 y Katzung, 2005) 
• Etapa IV: Depresión medular 
Esta etapa incluye la depresión grave del centro vasomotor en la médula espinal y 
del centro respiratorio. Las mucosas están poco irrigadas y las pupilas muy 
dilatadas. Los esfínteres urinario y anal se relajan. Sin el apoyo circulatorio y 
respiratorio completo, rápidamente sobreviene la muerte. (Goodman & Gilman, 
2003 y Katzung, 2005) 
Fase de sostén: 
En esta fase el tratamiento anestésico interactúa de modo constante con la 
fisiología general del paciente (Goodman & Gilman, 2003 y Uriarte, 2003). 
 
 
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Fase de recuperación: 
Los anestésicos administrados se reducen de manera tal que expresan su 
farmacocinética específica. Tanto los fármacos inhalados como intravenosos 
pueden tener una farmacocinética retrasada a causa del tejido graso escasamente 
irrigado, o de carácter de la distribución y el metabolismo. Los factores principales 
que afectan la tasa de eliminación del anestésico son ventilación pulmonar, flujo 
sanguíneo y solubilidad en la sangre y tejidos. En razón del alto flujo sanguíneo 
cerebral, el anestésico en el cerebro principalmente los anestésicos inhalados, 
decrecen con rapidez (Goodman & Gilman, 2003 y Uriarte, 2003). 
Los cambios fisiológicos que acompaña a la recuperación son hipertensión y 
taquicardia mientras el sistema nervioso simpático recobra su tonicidad y en tanto 
es estimulado por el dolor, a menudo hay escalofríos debido a la hipotermia. 
Una vez descritas las fases y etapas de la anestesia general se dará una breve 
introducción de los anestésicos utilizados en las ratas y ratones ya que estos 
animales fueron los sujetos experimentales de este trabajo. 
2.1.4 Anestesia en roedores 
Cuando los roedores son utilizados para fines experimentales, el dolor debe ser 
abolido y reducido al mínimo, por lo tanto, el logro de la anestesia y analgesia es 
importante, ya que de la técnica anestésica, se pueden llegar a tener efectos 
adversos, que pueden interferir en la calidad de los resultados obtenidos en la 
experimentación animal (Flecknell 1998 y Mook, 2008). 
Un efecto adverso es la muerte de los roedores ya que si hacemos una revisión 
de la mortalidad debida a procedimientos anestésicos tienen una incidencia de 
mortalidad y morbilidad significativamente más alta (3.5%) que los perros y gatos 
(0.23%). (Seymour, 2001). 
Esto se debe a que existen varios problemas cuando se anestesia a roedores ya 
que están relacionados con diferentes factores como los que se mencionan a 
continuación: 
Neevia docConverter 5.1
• El pequeño peso corporal de estas especies, ya que su alta proporción 
entre el área de superficie y peso corporal las hacen particularmente 
susceptibles a hipotermias (Green, 1982). 
• La administración intravenosa está limitada por el tamaño de las venas 
superficiales (Flecknell, 1998). 
• La pequeña laringe hace difícil la intubación endotraqueal (Flecknell, 1998). 
• Una de las consecuencias del tamaño, es que el volumen de los 
anestésicos pueden ser muy pequeños, por lo que en muchos casos se 
encontraran inconvenientes para mezclar juntos los compuestos requeridos 
y diluirlos con agua estéril para la inyección. (Flecknell, 1998) 
• La existencia de enfermedades previas que en algunos casos pueden 
presentar manifestaciones clínicas. Por ejemplo enfermedades 
respiratorias crónicas que es común en ratas y ratones (Seymour, 2001). 
• Trastornos del tracto gastrointestinal relacionados con el estrés en el 
periodo postquirúrgico (Seymour, 2001). 
2.1.4.1 Periodo preoperatorio en roedores 
Para proporcionar la anestesia del nivel requerido en roedores es esencial realizar 
procedimientos preoperatorios adecuados antes de intentar anestesiar a un 
animal. Unos buenos cuidados preoperatorios reducirán la incidencia de muchas 
de las complicaciones que pueden ocurrir durante la anestesia (Flecknell, 1998). 
Por lo que antes de la selección de un método anestésico se debe hacer una 
evaluación integral del paciente; los factores que se toman en cuanta son: 
• El estado físico del paciente: el uso de animales sanos es el factor 
individual más importante ya que puede reducir los riesgos asociados con la 
anestesia. 
Neevia docConverter 5.1
• La presencia de enfermedades: puede interferir en utilización, metabolismo, 
y eliminación de algunos anestésicos; en casos extremos puede inducir 
reacciones letales (Flecknell, 1998). 
• La talla o tamaño y la especie: en animales obesos debe considerarse que 
su capacidad metabólica es equivalente a la de un animal esbelto, por lo 
que debe ajustarse la dosis (Muri, 1989). 
• La edad: se sabe que el mayor porcentaje de viabilidad es en pacientes 
jóvenes (Muri, 1989). 
• El sexo: hay diferencias poco considerables en la capacidad de 
metabolismo de ambos sexos aunque se dice que el metabolismo basal del 
macho es 7 % mayor que el de las hembras (Muri, 1989). 
• Estrés ambiental y el manejo: el mal manejo de los animales puede 
ocasionarles tensión nerviosa intensa que puede inducir hipotensión en 
animales tranquilizados con la combinación de otros anestésicos (Flecknell, 
1998). 
En la parte experimental de este trabajo no fue necesario el uso de medicación 
pre-anestésica debido a que los animales utilizados (rata y ratón) son pequeños, 
de fácil manipulación y escasamente se requiere sedación previa. 
2.1.4.2. Periodo transoperatorio en roedores 
Para llevar a cabo intervenciones quirúrgicas en animales de laboratorio como en 
roedores, debe suprimirse por completo la percepción del dolor; esto puede 
logarse mediante dos maneras fundamentales para llegar al estado anestésico 
requerido. La anestesia general por medio de anestésicos parenterales,inyectables o inhalados (Ortiz, 2003 y Harkness,1995). 
2.1.4.2.1 Anestésicos generales utilizados en roedores. 
Se puede emplear anestésicos inhalados en roedores (Tabla 3), aun que los 
anestésicos más utilizados en roedores son los inyectables (Tabla 4), aunque el 
Neevia docConverter 5.1
pequeño tamaño corporal de los roedores hace difícil la inyección intravenosa y 
los fármacos se administran normalmente vía intraperitoneal o intramuscular. Si se 
utilizan estas vías, no es posible administrar el fármaco gradualmente según el 
efecto y el anestésico debe darse como una dosis única y calculada. Debido a la 
amplia variación en la respuesta a los fármacos entre diferentes líneas de ratas y 
ratones, entre animales machos y hembras y entre individuos, es mejor usar un 
fármaco que proporcione un amplio margen de seguridad. También, se pueden 
emplear (Ortiz, 2003 y Muri, 1989). 
 
* Se emplea la misma dosis en ratas y ratones 
**No se tiene alguna observación 
 
 
 
 
 
Tabla 3:Principales anestésicos generales inhalados utilizados en roedores (rata y ratón) (Ortiz 
2003) 
Fármaco Dosis Vía Observaciones 
Halotano 3-4% en la inducción 
1-2% en mantenimiento 
Parenteral Circuito abierto 
Inducción en jaula anestésica 
o con ketamina o tiletaina-
zolazepam 
Isoflurano 3-4% en la inducción 
1-2% en mantenimiento 
Parenteral ** 
Neevia docConverter 5.1
Tabla 4:Principales anestésicos generales inyectables utilizados en roedores (rata y ratón) (Ortiz 2003)
Fármaco Dosis Vía Observaciones 
Ketamina 50 mg/kg* IM, IP analgésia y miorrelajación resultados 
inconstantes, utilizado como sedante 
Ketamina+acepromazina 50-150+2.5-5 mg/kg* 
 
IM ** 
Ketamina-xilazina Rata 
90+5 mg/kg 
Ratón 
50-200+5-10 mg/kg 
IP Buena analgesia anestesia 
Ketamina-diazepam 40-150+3-5 mg/kg* IM,IP ** 
 
Ketamina+medetomidina 75+0.01 mg/kg* IM,IP Buena miorrelajación, anestesia 
quirúrgica en ratas 
Tiletamina+zolazepam+xilacina 10-30+10 mg/kg* IM,IP ** 
Pentobarbital sódico 20-50 mg/kg* IP Dosis muy variable, margen de 
seguridad limitado , riesgo de hipotermia 
y depresión respiratoria 
Tiopental Rata 
20-40 mg/kg 
Ratón 
25-40 mg/kg 
IP Recuperación rápida anestesia 
quirúrgica en ratas 
Propofol Rata 
10 mg/kg 
Ratón 
20-30 mg/kg 
IV Anestesia de corta duración 
recuperación rápida en ratones, 
anestesia quirúrgica en ratas 
Neevia docConverter 5.1
* Se emplea la misma dosis en ratas y ratones 
**No se tiene alguna observación 
En pequeños mamíferos puede ser de vital importancia proporcionar una 
monitorización y un soporte continuo durante el periodo postoperatorio se debe 
establecer un área de recuperación de manera que se pueda estabilizar a una 
temperatura adecuada. 
2.1.4.3 Periodo postoperatorio en roedores 
En el periodo postoperatorio los pequeños mamíferos pueden presentar 
hipotermia hasta que no recuperen su actividad normal, de manera que, tras la 
operación, se debe mantener una temperatura controlada (Seymour, 2001 y Lumb 
1963). 
Es de importancia que los animales descansen en una cama confortable, el 
aserrín no es el adecuado. Para el periodo de recuperación inicial se debe 
proporcionar un estrado especializado como cama, y una vez que el animal ha 
recuperado su actividad normal, se le puede transferir a una cama que contenga 
material aislante ya que el animal podrá enterrarse; lo que le proporciona al animal 
calor y sensación de seguridad. (Flecknell, 1998 y Mayer, 1966). 
Como se menciono anteriormente, existe una amplia gama de anestésicos 
empleados en animales de laboratorio aunque algunos de estos tiene efectos 
colaterales que pueden ocasionar incluso la muerte (Ortiz 2003); actualmente se 
está utilizando el 2,2,2 Tribromoetanol en dosis única como anestésico de elección 
en investigación biomédica, pero como a veces se requiere de anestésicos que 
puedan ser utilizados en forma crónica es necesario su estudio. 
En México se está empezando a usar, por lo que es necesario evaluar y revaluar 
su funcionalidad. 
 
 
Neevia docConverter 5.1
2.2 El 2,2,2-Tribromoetanol (TBE) 
El nombre químico de este compuesto es el 2, 2, 2-Tribromoetanol. 
También se le conoce como: β-Tribromoetanol; 2,2,2-Tribromoetanol; 2,2,2- 
Alcohol tribromoetílico; Avertin; Basibrol; Bromethol; Ethobrom; Ethobrome; NSC 
2189; Narcolan; Narcotyl; Narkolan; Rectanol; Tribromoetanol. 
2.2.1 Historia 
Las características anestésicas del 2,2,2-tribromoetanol, habían sido descubiertas 
por el farmacólogo Fritz Eichholtz. Más tarde el cirujano Otto Butzengeiger de 
Wuppertal lo introdujo en práctica clínica en el año 1926. Este fármaco fue usado 
ampliamente debido a sus buenas cualidades anestésicas, a sus efectos 
ansiolíticos y porque no causó al parecer ningún problema. Se uso hasta 
principios de los años 60 en humanos. (Goerig, 2002, Chari 2001, Emerson 1942). 
Se empleaba como anestésico de base en humanos, se administraba por vía 
rectal y para completar la anestesia quirúrgica se administraba el oxido nitroso, 
éter o ciclopropano, por lo que en su conjunto con el TBE reducía la cantidad de 
estos anestésicos volátiles. Después del proceso anestésico había dolor de 
cabeza naúseas, y malestar que duraba uno o dos días; el vómito no era 
frecuente. En humanos no se utiliza como anestésico general ya que el margen 
de seguridad entre la dosis toxica y la anestesia es estrecha. También, se utilizaba 
para el control de la rigidez muscular, y para convulsiones del tétanos, al igual 
que en la eclampsia y estrés maniático (Litter 1959 y Sterz, 1981). Actualmente, 
este fármaco entro en desuso por los efectos adversos o colaterales, sin embargo, 
en Europa es ampliamente utilizado en roedores (Chari, 2001). 
2.2.2 Características físico-químicas 
El tribromoetanol es una sustancia sintética que deriva del alcohol etílico cuando 
se reemplazan tres átomos de hidrogeno por tres de bromo; esta introducción de 
halógenos aumenta la acción depresora sobre el SNC, tal como sucede en el caso 
del cloroformo (Howard, 1952). 
Neevia docConverter 5.1
El tribromoetanol está formado por tres átomos de bromo (Br) y un grupo alcohol, 
cuya estructura química se representa como sigue: (Figura 1). 
 
Figura 1. Estructura química del 2,2,2-tribromoetanol (www.sigmaaldrich.com) 
Su fórmula empírica se representa: C2H3Br3O, cuyo peso molecular es de 282.78 
g/mol.(www.chemyq.com) 
Es un polvo cristalino con un punto de fusión de 79 C° a 81C°, con un ligero olor 
aromático; soluble en alcohol, cloroformo y éter (Litter 1959 ). Ligeramente soluble 
en agua 1:39 y la solución se descompone fácilmente, con la formación de 
dibromoacetaldeido y ácido bromhídrico que son irritantes a los tejidos Las 
soluciones acuosas del tribromoetanol no deben calentarse por arriba de 40C °, y 
deben ser preparadas inmediatamente antes de su uso. Por estas razones el TBE 
se empleaba disuelto en hidrato de amileno que es un alcohol terciario, que 
también es un depresor del SNC y contribuye en menor medida con la acción del 
TBE. (Howard, 1952). 
Se descompone en presencia de luz y con la humedad del aire por lo que se 
deben almacenar en contenedores herméticos y protegido de la luz (Jones, 1965). 
Las soluciones de TBE cuando son mal almacenadas, estas se descomponen 
principalmente en ácido bromhídrico (HBr) y dibromoacetaldehido (Br2CHCHO ), 
ambos productos son fuertemente irritantes. 
En el caso del Ácido Bromhídrico (HBr), tenemos que es una sustancia corrosiva 
para los ojos, la piel y el tracto respiratorio. La inhalación del gas puede originar 
edema pulmonar. La evaporación rápida del líquido puede producir congelación 
(www.chemyq.com). 
El Dibromoacetaldehído Br2CHCHO, es una sustancia corrosiva y fuertemente 
irritante al contacto con tejido vivo (www.chemyq.com). 
Neevia docConverter 5.1
2.2.3 Acción farmacológica: 
SNC: 
El TBE produce una depresión del SNC,con una marcada acción en la médula 
semejante a los anestésicos generales e hipnóticos alifáticos. Cuando se 
administraba por vía rectal, el individuo se dormía en 10 o 15 min. Y se llegaba a 
la anestesia basal en 20 o 30 min., sin periodo de excitación y duraba alrededor de 
una hora, seguida de un sueño de varias horas; cabe mencionar que no se 
obtenía una buena relajación muscular. Con dosis altas se podía obtener 
anestesia quirúrgica completa, con relajación muscular, pero era peligrosa (Litter 
1959). 
Sistema cardiovascular 
Sobre el corazón, en experimentos de perfusión en órgano aislado y en mamíferos 
intactos a dosis elevadas se descubrió que el tribromoetanol era un depresor. 
También, a dosis terapéutica la presión arterial descendía (unos 25 mmHg), en 
forma no peligrosa; esto se debe a la depresión del centro vasomotor y 
vasodilatación periférica (Litter 1959). 
Respiración 
El tribromoetanol deprime el centro respiratorio y a las dosis que producen 
anestesia quirúrgica existe el peligro de paro respiratorio, por lo que se le 
empleaba como anestesia basal, en cuyo caso la respiración también es 
deprimida pero en grado no peligroso. Dada esta depresión no se le utilizaba en 
conjunto con fármacos que potenciaran la acción de depresión respiratoria.(Litter 
1959). 
Hígado y riñón: 
Como narcótico halogenado (semejante al cloroformo), el TBE puede causar 
daños a estos órganos parenquimatosos (Matthew, 2000). Así las altas dosis 
repetidas producen daño hepático pero no intenso y reversible. Con las dosis 
Neevia docConverter 5.1
usuales en mamíferos, se produce poca alteración en la función hepática, pero a 
dosis altas en personas sanas, jóvenes o enfermos hepáticos, es capaz de 
provocar lesiones, a veces graves llegando a ser letales. 
En el riñón, el TBE es capaz de provocar albuminuria y empeorar la lesión renal si 
existía nefropatía previa. Como parte del farmaco se excreta por el riñón, la 
insuficiencia renal aumenta la toxicidad de la misma (Martindale,1973 y Litter, 
1959). 
Absorción excreción 
El TBE se empieza a absorber rápidamente pero irregularmente por la mucosa 
rectal; el 50% de la dosis administrada se adsorbe en 10 minutos, este es 
conjugado con el acido glucorónico en el hígado y es eliminada completamente en 
la orina. Alrededor de dos horas después de la administración como 
tribromoetanol glicuronato (Lumb 1963). 
El TBE se difunde a través de la placenta (Martindale,1973). 
Intoxicación: 
Los accidentes de esta anestesia podían ser locales que se producían por 
descomposición del TBE, generalmente por temperaturas superiores a 40C°, con 
formación de dibromoacetaldeído y ácido bromhídrico, capaces de lesionar la 
mucosa. En la mucosa rectal causaba tenesmo y hemorragias. Los accidentes 
cardiovasculares consistían en una hipotensión arterial que podía ser peligrosa. 
Existían también accidentes respiratorios en donde la respiración artificial no 
eliminaba el anestésico como en los anestésicos volátiles por lo que este era el 
accidente más grave de esta anestesia. Los accidentes hepáticos y renales eran 
raros y consisten en la atrofia aguda amarilla del hígado con necrosis tóxica mortal 
(Thompson, 2002 ). 
El tratamiento para la hipotensión consistía en la administración de efedrina o 
noradrenalina, el paro respiratorio se trataba por intubación traqueal y 
administración de oxígeno con respiración artificial y la administración de 
Neevia docConverter 5.1
pentilentetrazol y cafeína. La circulación se mantenia con infusiones de plasma o 
con soluciones electrolíticas o con metaraminol o metilanfetamina y se realizaba 
un enema evacuante para remover la droga que no se absorbía (Litter, 1959 y 
Reid, 1999). 
Contraindicaciones 
Estaba contraindicado en insuficiencia y daño hepático y/o renal, en las afecciones 
colorectales como inflamación, en las afecciones pulmonares avanzadas, en 
enfermedades cardiacas graves, en operaciones en el recto o ano, en individuos 
jóvenes y ancianos, en individuos con acidosis, anemia, sepsis, severo 
hipertiroidismo o tuberculosis. 
Este no se administraba en conjunto con fármacos que deprimen el sistema 
respiratorio o con otro anestésico halogenado. La adrenalina no se administraba 
con el TBE porque era peligrosa en la fibrilación ventricular. 
En humanos, las personas alcohólicas requerían dosis altas peligrosas para la 
anestesia basal. 
En los años 60´s en algunos hospitales ya era restringido su uso por: 
Variabilidad de la respuesta, irritación rectal, periodo de inducción prolongado 
cuando un anestésico inhalado era usado como suplemento, efectos retardados, 
numerosas contraindicaciones, la imposibilidad de eficacia para remover el agente 
una vez que empezaban a ser evidentes los efectos tóxicos y por la depresión que 
causaba. 
La difusión trasplacentaria también era un problema ya que el TBE es 
profundamente depresor del feto, y en los niños permanecía relativamente inactivo 
por arriba de 4 días después de su uso como anestesia basal (Martindale,1973). 
2.2.4 Uso del 2,2,2-Tribromoetanol en roedores y otras especies 
Neevia docConverter 5.1
El uso del 2,2,2-tribromoetanol como anestésico, ha sido utilizado en diferentes 
especies además del humano y roedores (Tabla 5).(Jones , 1965;Litter, 
1959;Graham ,1964; Lumb, 1963; Lawrence 1971 y Flecknell 1998). 
 
TABLA 5: USO DEL 2,2,2-TRIBROMOETANOL EN ROEDORES Y OTRAS ESPECIES 
Especie Solución Dosis Vía Tipo 
anestesia 
Comentarios 
Gato 3% 300 mg/kg Rectal Basal Sin comentario 
Humano 2.50% 80 mg/kg Rectal Basal El individuo se dormía en 
10 o 15 min. Y se llegaba a 
la anestesia basal en 20 o 
30 min., sin periodo de 
excitación y duraba 
alrededor de una hora, 
seguida de un sueño de 
varias horas 
Tortuga 
terrestre 
2 ml de TBE + 
20 ml de 
ETOH al 10 % 
10 ml/kg Rectal e 
intraperitoneal 
General Anestésico utilizado para el 
transporte de tortugas 
terrestes 
Perro 
 
2 o 3 % 400-600 
mg/kg 
Rectal u oral Basal Es rápidamente absorbida, 
el principio de la narcosis 
después de la 
administración es después 
de 2, 3 min, alcanzando un 
pico a los 15 min y el 
efecto dura dos horas 
Roedores 2.50% 250-300 
mg/kg 
Intraperitoneal General En ratón la dosis 250 mg 
/kg la. Para rata la dosis 
efectiva es 300 mg/kg. 
Para ambos la inducción 
requiere de 1-2 min. Y se 
recupera de 40 a 90 min 
Neevia docConverter 5.1
Efectos: 
En roedores produce anestesia quirúrgica por vía intraperitoneal con una buena 
relajación muscular y con un moderado grado de depresión respiratoria (Flecknell 
1998). 
Efectos no deseados: 
Tanto en ratas y ratones, el TBE irrita el peritoneo, además un mal 
almacenamiento de las soluciones acuosas del TBE puede causar irritación 
severa, adhesiones peritoneales y fibrosis alrededor de las vísceras abdominales y 
frecuentemente se encuentra la disfunción intestinal, esto sucede a causa de la 
descomposición del TBE que está en solución acuosa; sin embargo, el uso de 
soluciones acuosas recién preparadas de TBE contribuyen a una alta tasa de 
mortandad en ratones, si posteriormente se utiliza un segundo anestésico 
(Flecknell, 1998), sin embargo, se ha demostrado que la solución de TBE es 
irritante en ratas (Reid,1999). 
Para poder realizar el estudio del Tribromoetanol a través de una administración 
crónica fue necesario utilizar los métodos de ensayo toxicológicos. 
2.3 Métodos de ensayos toxicológicos en animales 
 
Los métodos de evaluación toxicológica en animales tienen como objetivo hacer 
un estudio preclínico tras la administración de una sustancia de interés, para 
observar los efectos de estas sustancias en animales de laboratorio, ya que si son 
suficientemente fidedignos, pueden aplicarse a la toxicidad de seres humanos 
(Goodman & Gilman, 2003). 
2.3.1 Clasificación de los métodos de ensayo toxicológicos 
Los métodos de ensayo toxicológicose dividen en: 
• Métodos de ensayo toxicológico generales: 
Neevia docConverter 5.1
Son aquellos ensayos que están diseñados para evaluar los efectos 
globales de los compuestos sobre los animales de experimentación. Estos 
ensayos se designan como pruebas de toxicidad aguda, subcrónica y 
crónica. Los ensayos generales prolongados y crónicos no detectan todas 
las formas de toxicidad, pero pueden poner de manifiesto algunas 
toxicidades especificas (Loomis, 1982). 
• Métodos de ensayos de toxicidad especifica : 
En este tipo de ensayos se requerir que se investigue en cuanto a ciertas 
toxicidades puntuales, y se inician estudios más detallados a fin de estimar 
el grado de seguridad al respecto. Por ejemplo: ensayos de potenciación, 
ensayos teratogénicos, ensayos de reproducción, etc. (Loomis, 1982). 
A excepción de los ensayos de toxicidad aguda, la mayoría de los ensayos se 
lleva a cabo con el objeto de determinar la naturaleza de cualquier toxicidad que 
se pueda producir por dosis repetidas administradas a animales a lo largo de un 
amplio periodo de tiempo y para estimar el grado de seguridad de un material para 
el hombre (Loomis, 1982). 
Para el fin de este trabajo únicamente se tomarán en cuenta los ensayos de 
toxicidad general. 
2.3.2 Ensayos de toxicidad general 
Los ensayos de toxicidad general se dividen en ensayos de toxicidad aguda, 
subaguda, subcrónica, crónica, que serán descritos a continuación. 
2.3.2.1 Ensayos de toxicidad aguda 
La toxicidad aguda es el ensayo por excelencia que se lleva a cabo en todas las 
sustancia químicas que tienen algún interés biológico. Consiste en administrar el 
compuesto a los animales en una ocasión. El objeto de este ensayo es determinar 
la sintomatología, morbilidad, signos de intoxicación y/o letargo que conciernen a 
la administración del compuesto en cuestión y su grado de letalidad para 
Neevia docConverter 5.1
determinar la dosis a la cual el 50 % de la población muere (DL 50) (Loomis, 1982 
y Vernon 1998). 
La DL 50 se calcula en dos especies de animales por dos vías de administración y 
se registra el número de animales que fallecen en un lapso de 14 días después de 
recibir una sola administración (Goodman & Gilman, 2003 y Klaassen 1991). 
Algunos animales frecuentemente ocupados para este tipo de estudios son la rata 
y el ratón y el número de roedores a usar es de 50 a 60 animales (Klaassen 1991 
y Baker 1980). 
2.3.2.2 Ensayos de toxicidad subaguda 
El objetivo de este ensayo es obtener la información de un toxico después de un 
periodo de repetidas administraciones de una sustancia, según el protocolo usual 
se dan de tres a cuatro dosificaciones (Clarke, 1975). 
En ratas se ocupan 10 individuos por sexo y por dosis y en perros se dan tres 
dosis y se ocupan de tres a cuatro animales por sexo. La revisión histopatológica 
se realiza catorce días después del término de la administración (Clarke, 1975 y 
Frimer, 1973). 
2.3.2.3 Ensayos de toxicidad subcrónica 
Este estudio está diseñado para proporcionar datos sobre efectos tóxicos de un 
fármaco durante un periodo de tiempo. El periodo de tratamiento es usualmente 
de 30 a 90 días (Baker, 1980). 
Además de la determinación de los afectos clínicos, también involucra una 
variedad de evaluaciones bioquímicas y patológicas, para proporcionar 
información adicional que puede ser usada para planificar el ensayo crónico a 
largo plazo (Baker, 1980; Loomis, 1982 y Plumlee 2003). 
Los animales usados frecuentemente en este ensayo son alrededor de 15-20 ratas 
por sexo y tres diferentes dosis por una vía de administración (Baker,1980; 
Pascoe, 1983 y Plumlee, 2003). 
Neevia docConverter 5.1
2.3.2.4 Ensayos de toxicidad crónica 
La razón de llevar a cabo ensayos de toxicidad crónica en animales es, demostrar 
ausencia de toxicidad cuando las dosis implicadas representan un cierto nivel 
práctico, y la segunda es la evaluación del potencial carcinogénico de una 
sustancia. (Loomis, 1982 y Ecobichon, 1998). Para este tipo de ensayo la especie 
animal más utilizada es la rata, este tipo de protocolo experimental sugiere 60 
ratas por cada género (sexo). Durante dos años (Baker, 1980 y Vernon,1998). 
Para realizar los métodos de ensayos toxicológico en animales, se utilizan 
ensayos histopatológico, para evaluar el daño causado por el fármaco 
(Vernon,1998, Frimer, 1973). 
2.4 Ensayo histopatológico 
La histopatología estudia las células o tejidos lesionados o enfermos. Estos tejidos 
son estudiados por medio de los ensayos histopatológico que tienen como objetivo 
la visualización al microscopio óptico de ejemplos de lesiones de carácter general 
por medio de cortes de órganos preparados adecuadamente para poder efectuar 
el estudio de sus componentes “células y tejidos” (Prophet, 1995). 
Una vez obtenido la pieza a analizar se realiza: 
• Fijación: que tiene como objetivo conservar el material lo mas semejante 
posible a como se encontraba en el animal vivo. Preservarlo de la autólisis 
y putrefacción. Prepararlo ara su posterior tratamiento (Prophet, 1995). 
• Marcha de inclusión: paso en donde se substituye el agua y le proporciona 
dureza y firmeza a la pieza paraqué pueda ser seccionada en cortes del 
orden de las 5 – 10 µm de grosor. El material de inclusión por lo general es 
parafina. Y en este paso está involucrada la : 
Deshidratación: la parafina no es soluble en agua por lo que hay que 
eliminarla a través de pasos sucesivos por alcoholes de concentración 
creciente (Prophet, 1995). 
Neevia docConverter 5.1
Transparentación: por lo que la parafina no es soluble en alcohol hay que 
sustituirlo por un solvente adecuado como tolueno, xileno o acetona 
Impregnación de parafina: se comienza con una parafina blanda que 
penetre con facilidad y que funde entre 53 y 55 °C y después se le aplica 
otra de mayor dureza que funde a 54- 56 °C y finalmente la pieza se 
termina de embeber con parafina que funde a 56- 58°C (Prophet, 1995). 
• Cortes al micrótomo de parafina 
• Coloración: tiene por objetivo aumentar el contraste entre sus diferentes 
estructuras. Existen tres maneras de teñir los cortes: 
Técnicas generales o topográficas: permite realizar el estudio de los 
órganos y tejidos en su totalidad como la hematoxilina-eosina de Harris 
(Prophet, 1995). La hematoxilina es un colorante básico que tiñe a los 
núcleos (azul). La eosina es un colorante ácido que se utiliza para teñir el 
citoplasma (rojo) 
Técnicas especiales: que pone de manifiesto alguno(s) componentes en 
particular 
Técnicas histoquímicas: que permite la identificación y localización 
especifica de sustancias al microscopio (Prophet, 1995 y Uria, 1996). 
2.5 Fisiología de roedores 
 La rata ha sido utilizada en el laboratorio de experimentación, seguida del ratón, 
que durante años han servido para la adquisición de nuevos conocimientos de 
cualquier orden científico por ejemplo en los campos del trasplante, inmunología, 
genética básica, reproducción, oncología, comportamiento, envejecimiento , 
toxicología , bioquímica fisiología, bacteriología, virología, hematología, 
radiobiología, y farmacología esta última de gran interés en éste trabajo ya que el 
ratón ocupa un lugar preferente en los ensayos de toxicidad aguda y de que son 
fundaméntales para evaluar los nuevos compuestos, en cuanto a sus posibles 
Neevia docConverter 5.1
efectos fisiológicos y potencial toxico; así como también la rata, que es el animal 
de elección en ensayos toxicológicos crónicos (Illera, 1991). En la tabla 6 y 7 se 
resumen los datos biológicos para rata y ratón 
 
 
 
TABLA 6: Datos biológicos de rata. (Ortiz, 2003;Aspinall, 2004; Laber,1996 y 
Hrapkiewicz ,1998) 
Datos biológicos Especificación 
Género: Rattus 
Especie: norvegicus 
Familia: Muridae 
Orden: Rodentia 
Suborden: Myomorpha 
Peso corporal adulto: 
Macho 
Hembra 
 
300 – 520g 
250 – 300g 
Tiempo de vida: 2.5 – 3.5años 
Temperatura corporal: 35.9°C – 37.5°C 
Frecuencia cardiaca: 250 – 450 pulsos/min 
Frecuencia respiratoria: 70 – 115 reps/min 
Consumo de comida: 5-6g / 100g / día 
Consumo de agua: 10-12ml / 100g / día 
Madurez sexual hembra y macho: 2 meses 
Determinación de las fases del ciclo estral: Frotis vaginal 
Tipo de ciclo estral: Poliéstrico continuo 
Duración del ciclo estral 4 – 5 días 
Período de gestación: 21 – 23 días 
Tamaño de la camada: 6 – 12 animales 
Edad al destete: 21 días 
Volumen sanguíneo: 1.4- 2.8 ml 
Número de cromosomas (diploide): 42 
Neevia docConverter 5.1
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TABLA 7: Datos biológicos de ratón. (Ortiz, 2003;Aspinall, 2004; 
Laber,1996 Y Hrapkiewicz ,1998) 
Datos biológicos Especificación 
Género: Mus 
Especie: Musculus 
Familia: Muridae 
Orden: Rodentia 
Suborden: Myomorpha 
Peso corporal adulto: 
Macho 
Hembra 
 
20 – 40g 
25 – 40g 
Tiempo de vida: 1.5 – 3 años 
Temperatura corporal: 36.5°C – 38°C 
Frecuencia cardiaca: 325 – 780 pulsos/min 
Frecuencia respiratoria: 60 – 220 reps/min 
Consumo de comida: 12-18g / 100g / día 
Consumo de agua: 15ml / 100g / día 
Madurez sexual hembra y macho: 1.5 meses 
Determinación de las fases del ciclo 
estral: 
Frotis vaginal 
Tipo de ciclo estral: Poliéstrico continuo 
Duración del ciclo estral 4 – 5 días 
Período de gestación: 19 – 21 días 
Tamaño de la camada: 10 – 12 animales 
Edad al destete: 21 – 28 días 
Volumen sanguíneo: 17.5-35 ml 
Número de cromosomas (diploide): 40 
Neevia docConverter 5.1
CAPÍTULO 3 
2 Objetivos 
1.1 Objetivo General 
• Evaluar los daños ocasionados por el 2.2.2-tribromoetanol tras la 
administración crónica del TBE. 
1.2 Objetivo Particular 
• Evaluar los efectos con respecto al peso en 2 especies diferentes de 
roedores: Mus musculus y Rattus norvegicus. 
• Explorar los efectos macroscópicos del 2,2,2-Tribromoetanol en 2 especies 
diferentes de roedores: Mus musculus y Rattus norvegicus. 
• Determinar los daños histopatológicos principalmente en hígado tras la 
administración crónica del 2,2,2-tribromoetanol vía intraperitoneal a las 
dosis efectivas (250 mg/ml para ratón y 300 mg/ml para rata), mediante la 
administración crónica, en 2 especies diferentes de roedores: Mus 
musculus y Rattus norvegicus 
Neevia docConverter 5.1
CAPÍTULO 4 
 
 
 
 
 
 
 
4 HIPÓTESIS 
Si el 2,2,2-tribromoetanol, es un anestésico el cual presenta menos efectos 
colaterales o adversos, en animales de laboratorio a dosis únicas, comparado con 
otros anestésicos, entonces, se espera encontrar en el estudio histopatológico,una 
incidencia disminuida o ausencia de lesiones en hígado tras la administración 
crónica de este anestésico. 
 
 
 
Neevia docConverter 5.1
CAPÍTULO 5 
5 Material y método 
5.1 Material 
A. Sustancias 
• 2,2,2-Tribromoetanol, Pureza 96%. FLUKA. 
B. Soluciones 
• Solución Salina Isotónica 0.9%. BAXTER 
• Etanol BAXTER 
• Solución de TBE al 2% 
• Formol al 10% BAXTER 
C. Equipo de Curación 
• Jeringas desechables (1 y 10 mL) de plástico con aguja de acero inoxidable 
calibre 25 
• Estuche de disección  
D. Equipo Fijo 
• Balanza granataria (Toledo) 
• Cronómetro 
• Marcadores Indelebles  
• Histoquinette (Sakura RH-12EP) 
• Micrótomo (Leica RM-2125RT) 
5.2 Sujetos de experimentación 
Se utilizaron: 
Neevia docConverter 5.1
• Ratones macho jóvenes adultos de la especie Mus musculus cepa CFW 
dentro de un rango de peso de 20 a 28 g. Se proporcionó libre demanda de 
agua y alimento.(NOM-062-ZOO-1999) 
• Ratas macho jóvenes adultos de la especie Rattus norvegicus cepa Wistar 
dentro de un rango de peso de 220 a 280 g. Se proporcionó libre demanda 
de agua y alimento. (NOM-062-ZOO-1999). 
Los animales empleados en este experimento se obtuvieron del Bioterio de la 
Facultad de Química, Edificio “A”, los cuales no se les había sometido a previa 
experimentación. 
Se mantuvieron a condiciones de 12/12 luz oscuridad, temperatura ambiente y 
humedad relativa de 45% 
La administración se realizo cada tercer día, durante un mes entre las 7:00 – 9:30 
am. Se utilizo la vía de administración intraperitoneal; el TBE fue administrado a 
una dosis de 300 mg/kg y 250 mg/kg para ratas y ratones respectivamente (Lumb, 
1963 y Flecknell 1998)Y el ETOH al 2% se administro a razón de 1ml/100g o 
1ml/10g según fuera el caso de ratas o ratones 
Cada grupo control, vehículo y tratamiento en ratas y ratones se seleccionó 
aleatoriamente con una n=8. 
5.3 Metodología 
5.3.1. Distribución de grupos experimentales. 
Se seleccionó aleatoriamente tres grupos tanto de ratas como de ratones y se 
distribuyeron en cajas de acrílico los cuales fueron marcados como: 
• Grupo control: animales íntegros 
• Grupo vehículo:ETOH 2% 
• Grupo tratamiento:TBE al 2% 
CADA GRUPO SE MARCÓ Y SE PESO CADA TERCER DÍA, DESDE EL INICIO 
HASTA EL FINAL DE EXPERIMENTO. 
Neevia docConverter 5.1
Procedimiento para la administración de las soluciones: 
• El grupo control de ratas o ratones únicamente se pesaron y marcaron 
cada tercer día durante un mes 
• El grupo vehículo de ratas y ratones se administro 1ml/100g y 1ml/10g de 
ETOH al 2% respectivamente, cada tercer día durante un mes. 
• Al grupo tratamiento de ratas se administro 300 mg/kg de TBE al 2% vía 
intraperitoneal cada tercer día durante un mes y se pesaron. 
• Al grupo tratamiento de ratones se administro 250 mg/kg de TBE al 2% vía 
intraperitoneal cada tercer día. 
• Al finalizar el tiempo de administración (día 30), se procedió a realizar la 
eutanasia y fijación y embalaje de los tejidos. 
5.3.2 Procedimiento para la fijación de tejidos: 
Una vez terminada la administración de las soluciones: 
• Se realizo la eutanasia por dislocación cervical 
• Posteriormente se realizó una examinación macroscópica post mortem a 
los diferentes órganos o tejidos . 
• Los órganos de interés se fijaron con formol al 10 % la cual duró 15 días a 
temperatura de refrigeración (4°C). 
• Para el estudio histopatológico se realizó para aquellos animales en los 
que se observó a nivel macroscopico mayor lesión. 
5.3.3 Procedimiento para el estudio histopatológico (Prophet, 1995 y Uria, 
1996): 
• Se lavaron los tejidos con agua y se realizaron cortes a los diferentes 
órganos (hígado, riñón, músculo de la cavidad abdominal en donde se 
realizo la administración intraperitoneal.) 
Neevia docConverter 5.1
• La marcha de inclusión se realizo por medio del histoquinette que involucra 
la deshidratación del tejido por medio de alcoholes; el aclaramiento que se 
lleva a cabo por medio de solventes que solubilizan a la parafina; y 
posteriormente la infiltración de la parafina a los tejidos. 
Se obtuvieron cortes de los tejidos embebidos en parafina por medio del 
micrótomo. 
• Se montaron los cortes en un portaobjetos 
• Posteriormente las laminillas se tiñeron con el procedimiento de 
hamatoxilina y eosina de Harris 
• Por último se observaron los daños histopatológico en los tejidos de interés. 
 
Los resultados obtenidos de peso se analizaron mediante una ANADEVA de 
una vía, con una p<0.05, en donde hubo diferencias significativas se realizó 
una diferencia de medias mediante la prueba post-hoc de Duncan. 
 
 
 
 
 
 
Neevia docConverter 5.1
5.4 Diagramas de flujo del procedimiento experimental. 
5.4.1. Diagrama de flujo de rata 
 
 n=8 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Distribución e 
identificación de 
grupos 
Realización de eutanasia 
por dislocación cervical 
Administrar vehículo 
(ETOH/SSI =2%) por vía 
IP, cada tercer día por un 
mes a razón de 1ml/100 g 
Tratamiento Vehículo Control 
Administrar tratamiento 
(TBE/SSI =2%) por vía IP 
cada tercer día por un mes. a 
razón de 300 mg/ml en rata
Pesar cada individuo cada 
tercer día por un mes
Individuosíntegros 
Examinación macroscópica post 
mortem a los diferentes órganos. 
Fijación de órganos con formol al 10 % 
Análisis de estadístico
Análisis de resultados
Montar los cortes en un portaobjetos
Lavado de órganos con agua y 
proceder a la marcha de inclusión 
de parafina 
Realización de cortes a hígado, 
riñón y músculo 
Teñir las muestras con 
Hematoxilina – Eosina de Harris.
Neevia docConverter 5.1
5.4.2. Diagrama de flujo de ratón . 
 
 n=8 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Distribución e 
identificación de 
grupos 
Realización de eutanasia 
por dislocación cervical 
Administrar vehículo 
(ETOH/SSI =2%) por vía 
IP, cada tercer día por un 
mes a razón de 1ml/10 g 
Tratamiento Vehículo Control 
Administrar tratamiento 
(TBE/SSI =2%) por vía IP 
cada tercer día por un mes. a 
razón de 250 mg/ml en rata
Pesar cada individuo cada 
tercer día por un mes
Individuos íntegros 
Examinación macroscópica post 
mortem a los diferentes órganos.
Fijación de órganos con formol al 10 % 
Análisis de estadístico
Análisis de resultados
Montar los cortes en un portaobjetos
Lavado de órganos con agua y 
proceder a la marcha de inclusión 
de parafina 
Realización de cortes a hígado, 
riñón y músculo 
Teñir las muestras con 
Hematoxilina – Eosina de Harris.
Neevia docConverter 5.1
 
CAPITULO 6 
6 RESULTADOS 
6.1 Pesos promedio de rata evaluados durante el estudio 
En la Tabla 8 y Figura 2 se muestran los pesos promedio de las ratas + E.E., 
obtenidos cada tercer día de los grupos experimentales evaluados, control (CTRL), 
vehículo (VEH), tratamiento (TRA), en donde se observa que las ratas control y ratas 
vehículo aumentaron de peso a lo largo del tratamiento pero el peso de las ratas 
tratadas con TBE disminuyó, siendo significativamente diferente en los días 26 y 28 
(ANADEVA, F=5.189, p<0.10, prueba post-hoc Duncan) 
 
 
 
0.0
50.0
100.0
150.0
200.0
250.0
300.0
350.0
400.0
450.0
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29
PE
SO
 P
RO
M
ED
IO
 (g
)
DÍAS DE ADMINISTRACIÓN
CTRL
VEH
TRA
TABLA 8. PESO PROMEDIO DE LAS RATAS EVALUADAS (g) + E.E. DONDE CTRL=CONTROL, 
VEH=VEHÍCULO Y TRA= TRATAMIENTO. 
 DÍAS DE ADMINISTRACIÓN 
 1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 
CTRL 
249.5+ 
8.3 
258.2+ 
10.5 
269.6+ 
9.7 
287.4+ 
11.1 
309.1+ 
11.3 
300.2+ 
13.5 
286.9+ 
13.0 
305.9+ 
14.4 
319.2+ 
14.7 
310.7+ 
13.3 
334.2+ 
13.6 
354.4+ 
15.3 
354.3+ 
21.4 
365.7+ 
26.0 
363.6+ 
20.3 
VEH 
285.1+ 
17.6 
300.1+ 
22.5 
293.3+ 
10.0 
296.6+ 
10.2 
312.9+ 
10.8 
320.5+ 
10.4 
315.7+ 
10.0 
327.1+ 
11.4 
336.2+ 
11.6 
326.3+ 
11.7 
349.1+ 
12.9 
352.4+ 
12.5 
362.9+ 
12.9 
364.7+ 
13.4 
368.8+ 
13.7 
TRA 
261.3+ 
18.4 
259.9+ 
23.4 
256.9+ 
9.8 
264.2+ 
9.7 
268.3+ 
9.8 
269.4+ 
9.5 
276.8+ 
12.5 
277.7+ 
12.6 
278+ 
10.7 
272.7+ 
10.6 
283.2+ 
14.7 
289.4+ 
13.2 
298.7+
12.4 
126.6+
13.1 
105.8+ 
12.9 
Figura 2: Días de administración vs. peso promedio de ratas a lo largo del 
tratamiento. Cada barra representa el peso promedio de ratas expresado en 
gramos en los diferentes días de administración + E.E. Donde CTRL: 
control, VEH: vehículo (ETOH/SSI =2%) y TRA: tratamiento (TBE), 
*existen diferencia significativas con p< 0.010. 
Neevia docConverter 5.1
 
6.1.1 
En la T
embarg
hígado
TABLA 9: CO
Tratamiento 
Control 
Vehículo ET
 
Tratamiento
TBE a 300 m
 
Evaluació
Tabla 9 se 
go, en las
o, músculo, 
OMPARACIÓN
I
TOH 2% 
o con 
mg/ml 
n macrosc
observa q
s ratas trat
e intestino
N MACROSCÓP
Individuo 
cópica en r
ue no hubo
tadas con 
. 
PICA DE RATA
 
ratas 
o cambios 
TBE hay 
AS CONTROL
Observa
Sin camb
Sin camb
Adheren
Fibrosis 
Músculo
Músculo
Aire en l
Endurec
aparentes 
lesiones v
L Y VEHÍCULO
ciones 
bios macrosco
bios macrosco
ncias en TGI 
: 
o, higado, riñon
o con zonas pse
la porcion inte
cimiento de inte
en control
visibles prin
O CONTRA RA
picamente visi
picamente visi
n TGI, bazo. 
eudohemoragic
stinal 
esinos 
 y vehículo
ncipalment
ATAS TRATAD
ibles 
ibles 
cas 
o; sin 
e en 
DAS 
Neevia docConverter 5.1
 
6.1.2 
La Ta
adminis
anestés
vehícul
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
T
T
C
V
E
 
T
c
3
 
Histopatol
abla 10 des
stración cró
sico, tiene le
o 
TABLA 10: C
Tratamiento 
Control 
Vehículo 
ETOH 2% 
Tratamiento 
con TBE 
300 mg/ml 
logía en ra
cribe las le
nica del TB
esiones a ni
CORTE HIS
Figura 
 
a 
ata. 
esiones micr
BE; observa
ivel de la cá
STOLÓGICO
roscópicas e
ndo que el 
ápsula del h
O DE HÍGAD
encontradas
grupo a el
hígado con r
DO DE RAT
 
 
 
s en hígado
l cual se le
respecto a e
TA 
Observaci
Sección de
cambios 
aparentes 
H/E rata c
Sección de
cambios 
aparentes 
H/E rata c
Tinción 
Fibrosis 
grave d
pequeños 
inflamator
constituido
linfocitos 
o de rata tr
e administró
el grupo con
iones 
e hígado sin 
patológicos 
 tinción 
control 40x 
e hígado sin 
patológicos 
 tinción 
control 40x 
H/E 40X 
capsular 
difusa y 
focos 
ios 
os por 
ras la 
 este 
ntrol y 
Neevia docConverter 5.1
 
La Tab
adminis
anestés
y vehíc
TAB
Trat
Con
Vehí
ETO
 
Trat
con 
 
bla 11 desc
stración cró
sico, tiene fib
ulo. 
BLA 11: COR
tamiento 
trol 
ículo 
OH 2% 
tamiento 
TBE 
ribe las les
nica del TB
brosis entre 
RTES HISTOL
Figura 
iones micro
BE; observa
las fibras de
LÓGICO DE 
oscópicas en
ndo que el 
el músculo e
MÚSCULO D
ncontradas 
grupo a el
esquelético c
DE RATA 
O
 
S
c
ti
 
S
c
ti
 
S
a
fi
m
e
M
M
en músculo
l cual se le
con respecto
Observaciones
Sección de 
cambios patoló
inción H/E 
Sección de 
cambios patoló
inción H/E 
Sección de mús
apreciándose á
fibrosis entre 
musculares y 
escasos macrófa
Miositis crónica
Mionecrosis dis
o de rata tr
e administró
o al grupo co
s 
músculo s
ógicos aparent
músculo s
ógicos aparent
sculo esquelétic
área extensa d
las fibras 
presencia 
fagos 
a grave difusa
screta difusa 
ras la 
 este 
ontrol 
sin 
tes 
sin 
tes 
co 
de 
de 
de 
Neevia docConverter 5.1
49 
 
6.2 Peso promedio de ratones evaluados durante el estudio. 
En la Tabla 12y Figura 3 se muestran los pesos promedio de ratones + E.E., 
obtenidos cada tercer día de los grupos experimentales evaluados, control (CTRL), 
vehículo (VEH) y tratamiento (TRA), en donde se puede observar que en el caso de 
los ratones del grupo control existe un aumento del peso a lo largo del experimento. 
Así mismo observamos que el vehículo no afecta el peso con forme transcurre el 
tiempo, en cambio para el tratamiento tenemos que permanece constante por ciertos 
periodos de tiempo. (ANADEVA , F=12.997 p=<0.001, prueba post-hoc Duncan) 
 
0.0
5.0
10.0
15.0
20.0
25.0
30.0
35.0
40.0
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29
PE
SO
 P
RO
M
ED
IO
 (g
)
DÍAS DE ADMINISTRACIOÓN
CTRL
VEH
TRA
TABLA 12. PESO PROMEDIO DE RATONES DE LOS GRUPOS EXPERIMENTALES (G) ± E.E.. DONDE CTRL=CONTROL, 
VEH=VEHÍCULO Y TRA= TRATAMIENTO. 
Grupo 
Días de administración 
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 
CTRL 23.6+0.9 25+0.8 26+0.8 26+0.8 27+1.0 27+1.0 28+1.0 29+1.0 29+1.1 30+1.2 30+1.2 31+1.1 32+1.2 32+1.3 33+1.2
VEH 23.7+1.0 25+1.2 25+0.9 27+0.7 27+0.7 27+0.6 28+0.8 28+0.7 29+0.7 29+0.7 28+0.6 28+0.7 29+0.6 29+0.9 29+0.8
TRA 25.2+0.7 25+0.6 25+0.7 25+0.8 25+0.7 25+0.7 26+0.6 26+0.4 25+1.1 25+1.2 27+0.2 27+0.3 28+0.7 29+0.5 29+0.8
Figura 3: Días de administración vs. peso promedio de ratones a lo 
largo del tratamiento. Cada barra representa el peso promedio de 
ratones expresado en gramos en los diferentes días de administración + 
ES. Donde CTRL: control, VEH: vehículo (ETOH/SSI =2%) y TRA: 
tratamiento (TBE), * existe diferencia significativade P< (0.001) 
Neevia docConverter 5.1
 
6.2.1 
Como
el con
visible
TABLA
TRATA
Tratam
Contr
Vehíc
ETOH
 
Tratam
con T
mg/kg
 
Evaluació
o se puede 
ntrol y vehíc
es a nivel d
A 13. COMPA
ADOS 
miento 
rol 
ulo 
H 2% 
miento 
TBE a 250 
g 
n macrosc
observar e
culo; sin em
e hígado v
RACION MAC
Individuo 
cópica en r
en la Tabla 
mbargo par
ejiga. 
CROSCÓPICA
ratones 
13 no se e
ra las raton
A DE RATON
 
 
encontraron
nes tratados
NES CONTRO
Ob
Sin
vis
Sin
vis
Icte
he
Ve
Ve
As
n cambios a
s con TBE 
OL, VEHÍCULO
bservacion 
n cambios 
sibles 
n cambios 
sibles 
ericia, en
patomegalia 
egiga pletorica
esícula semina
scitis 
aparentes e
hay lesion
O VS RATON
macroscopic
macroscopic
n intestin
a 
ales lesionad
en 
es 
ES 
cos 
cos 
nos 
as
Neevia docConverter 5.1
 
6.2.2 
La Tab
tras la 
conduc
V
 
 
 
Histopatol
bla 14 desc
administra
ctos biliares
TAB
Tratamient
o 
Control 
Vehículo 
ETOH 2% 
Tratamient
o con TBE
a 250
mg/kg 
logía en ra
cribe las le
ación crón
s, con respe
LA 14: COR
Figura 
E 
0 
atones 
siones mic
nica del T
ecto al cont
RTES HISTO
croscópicas
BE en do
trol y vehícu
OLÓGICO D
s encontrad
onde se o
ulo. 
DE HÍGADO
Obse
Secci
aprec
histol
Secci
aprec
histol
 
Secci
aprec
hiperp
biliare
 
 
 
das en híga
bservar hi
O DE RATÓN
ervaciones 
ión de híg
ciables c
ógicos. Tinc
ión de híg
ciables c
ógicos. Tinc
ión de 
ciándose un 
plasia de co
es. Tinción H
ado de rató
perplasia d
N 
ado sin 
cambios 
ción H/E 
ado sin 
cambios 
ción H/E 
hígado 
foco de 
onductos 
H/E 
ón 
de 
Neevia docConverter 5.1
 
CAPÍTULO 7 
7 Análisis de resultados 
Uno de los factores para estar seguros de la salud de animales a los cuales se les 
somete a estudios de toxicidad crónica es el monitoreo de la masa o peso 
corporal; a partir de este factor se puede detectar algunos cambios generados por 
la toxicidad de fármacos, ya que la disminución de la masa corporal puede poner 
de manifiesto la condición de salud del individuo; por lo que éste factor se 
monitoreo a lo largo del experimento (Ballantyne, 1999). 
En el caso del grupo de las ratas a las cuales se les administro TBE, se observa 
una disminución significativa en la masa corporal. Esta disminución se le puede 
atribuir a : 
* El estado de salud: ya que las ratas que murieron antes del tiempo propuesto 
para la administración crónica, iban decayendo disminuyendo su masa corporal, y 
al momento en que se les practicaba la necroscopia se observaba pequeños focos 
localizados de fibrosis (Iñarritu, 2008). 
* Consumo calórico: este factor es importante ya que depende de ingerir un 
exceso de energía o un bajo consumo de ésta. Las ratas que sobrevivieron 
durante el transcurso de la administración crónica del TBE aumentaban de peso, y 
no se mostraban renuentes a su alimento (Prophet, 1995 y Iñarritu, 2008). 
*Factores metabólicos y genéticos: estos dependen de la variabilidad individual 
entre especie en cuanto a : 
• La desviación preferente de los sustratos energéticos hacia la síntesis y el 
almacenamiento de los triglicéridos. 
• El aumento en la eficiencia para degradar los hidratos de carbono, los 
ácidos grasos y los aminoácidos, y almacenar la energía adicional en forma 
de triglicéridos en el tejido adiposo. 
Neevia docConverter 5.1
 
• Una mayor eficiencia para efectuar el trabajo fisiológico, en la que se 
requiere menos energía, y el exceso de ésta se convierte en triglicéridos 
que se almacenan en el tejido graso. 
• La inhibición en la movilización de la energía almacenada en forma de 
triglicéridos en el tejido adiposo (Iñarritu, 2008). 
También se observó que la actividad física decreció en las ratas administradas 
crónicamente con TBE, además el pelo se mostraba hirsuto que es una 
manifestación en particular de ratas que están carentes de nutrientes o enfermas 
(Seymour 2001). 
Una vez hecha necropsias se evaluaron macroscópicamente las lesiones y se 
encontró adherencias y fibrosis en algunos órganos de ratas, donde hubo mayor 
lesión en músculo, hígado, riñon TGI, bazo; lo cual concuerda con la informacion 
reportada por Chaya en el año 2007. 
Es de importancia mencionar que las adherencias son generalmente tejido 
cicatrizado formado después de una intervención quirúrgica o se pueden formar a 
consecuencia de una inflamación como parte del proceso curativo del cuerpo. Por 
lo que el TBE es altamente irritante a dosis repetidas, el cual ocasiono inflamación 
severa, peritonitis, fibrosis pseudohemorragia y adherencias (Soybir, 1998; 
Herrick, 2000, Attard 2007 y Holmdahl, 1997). 
Las adherencias son tejidos fibrosos dentro del cuerpo que unen piezas 
normalmente no conectadas como el caso de la ratas tratadas por TBE ya que se 
encontró uniones entre el intestino, hígado, vaso músculo etc, algunas de las 
consecuencias de estas lesiones depende de donde estén localizadas por ejemplo 
pueden tirar de los nervios o los órganos, causando dolor en el cuerpo mientras 
que el individuo se estira, ejercita, o aún, cuando respira, y un proceso quirúrgico 
posterior a la presencia de estas lesiones requeriría más cuidado (DiZerga, 1997 y 
Attard 2007). 
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También, se encontró la presencia de abundantes células inflamatorias constituida 
por macrófagos, además se visualizó mionecrosis discreta difusa, y miositis 
(DiZerega, 2007). 
En el hígado de ratas microscópicamente se encontró fibrosis capsular grave 
difusa y pequeños focos inflamatorios constituidos por linfocitos que son lesiones 
generalmente encontradas en ensayos toxicológicos tras una administración 
crónica que desencadena un respuesta inflamatoria severa (Baker, 1980). 
En el riñón de las ratas microscópicamente no se encontraron daños patológicos 
aparentes aunque macroscópicamente se visualizo presencia de fibrosis y 
adherencias. 
Otra de las lesiones que causo el TBE fue el acumulo de materia fecal, esto se le 
puede atribuir a la fibrosis y adherencias que, impide la motilidad intestinal (Van 
2007 y Herrick,2000). 
En el caso del ratón, el peso corporal se vio poco afectado por la administración 
de TBE ya que el aumento del peso no incrementaba de manera significativa y 
además este permaneció constante por ciertos periodos de tiempo. El decremento 
del peso se le puede atribuir a los mismos factores que se mencionaron 
anteriormente en ratas. 
En la evaluación macroscópicas, se observó presencia de ictericia en diferentes 
órganos y como ya se sabe la ictericia es consecuencia de un acumulo de 
bilirrubina que es un subproducto de la destrucción de los eritrocitos y esta pasa a 
la sangre, donde circula transportada por la albúmina. Después es captada por las 
células del hígado y penetra en su interior. Allí se transforma en bilirrubina 
conjugada mediante su unión con ácido glucurónico y luego es eliminada mediante 
la bilis formada por el hígado. De este modo, siguiendo las vías biliares pasa al 
intestino, donde es transformada en urobilinógeno por las bacterias intestinales y 
eliminada con las heces, dándoles su color característico. Pero si hay demasiados 
glóbulos rojos que están saliendo de circulación para ser procesados por el 
hígado, se acumula un pigmento amarillo en el cuerpo y cuando hay suficiente 
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pigmento para ser visible, se presenta la ictericia como en el caso de los ratones. 
La ictericia puede ser causada por la presencia de demasiados glóbulos rojos 
fuera de circulación a consecuencia de: 
• Una sobrecarga del hígado 
• Dañado hepático 
• Incapacidad para movilizar la bilirrubina procesada desde el hígado 
a través del tracto biliar hasta los intestinos (González, 2004). 
Así mismo la ictericia en los ratones puede ser atribuida a una sobrecarga del 
hígado ya que el TBE se elimina en el hígado por glucoronización;