Estudio-fitoquimico-de-las-partes-aereas-de-Mimosa-tenuiflora-Willd-Poir-y-evaluacion-de-sus-componentes-como-inhibidores-de-ciclinas-dependientes-de-cinasas-CDKs

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
 
 
 
 
 
 
PROGRAMA DE MAESTRÍA Y DOCTORADO EN CIENCIAS 
QUÍMICAS 
 
 
 
“ESTUDIO FITOQUIMICO DE LAS PARTES AEREAS DE Mimosa 
tenuiflora (Willd.) Poir. Y EVALUACIÓN DE SUS COMPONENTES 
COMO INHIBIDORES DE CICLINAS DEPENDIENTES DE CINASAS 
(CDK´s)” 
 
 
 
 
TESIS 
PARA OPTAR POR EL GRADO DE 
 
MAESTRO EN CIENCIAS 
 
 
 
PRESENTA 
 
Q.F.B. FRANCISCO ELIHU BAUTISTA REDONDA 
 
 
 
 
TUTOR: DR. ALFREDO ORTEGA HERNANDEZ 
 
 
 
MEXICO D. F. AÑO: 2008 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
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fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
JURADO 
 
Presidente: Dr. Alfonso Romo de Vivar Romo 
Vocal: Dr. Carlos Martín Cerda García Rojas 
Secretario: M. en C. Baldomero Esquivel Rodríguez 
Primer suplente: Dra. María Yolanda Ríos Gómez 
Segundo suplente: Dra. María Isabel Aguilar Laurents 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
Al Dr. Alfredo Ortega por la asesoría brindada como mi tutor en mis estudios de licenciatura y 
maestría. 
Al Dr. Joaquín González Marrero por su ayuda para llevar a cabo la evaluación biológica de 
los componentes aislados y por invitarme a colaborar con él en su proyecto posdoctoral. 
A la M. en C. Emma Maldonado Jiménez por sus valiosos comentarios y sugerencias en la 
realización de mi trabajo. 
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) y al Sistema Nacional de 
Investigadores (SNI) por las becas otorgadas para la realización de este estudio. 
Al cuerpo técnico del Instituto de Química por su ayuda en la determinación de espectros, en especial 
a Isabel Chávez y Nieves Zavala. 
INDICE 
 
 
Página 
 
RESUMEN .............................................................................................................................. 1 
 
INTRODUCCIÓN ................................................................................................................... 2 
 
OBJETIVOS ............................................................................................................................ 4 
 
ANTECEDENTES .................................................................................................................. 5 
 
 Género Mimosa ....................................................................................................... 5 
 Mimosa tenuiflora (Willd.) Poir. ............................................................................. 5 
 Descripción ................................................................................................... 5 
 Usos en la medicina tradicional ................................................................... 6 
 Química ....................................................................................................... 7 
 
 Flavonoides ............................................................................................................ 11 
 
 Generalidades .............................................................................................. 11 
 Clasificación de flavonoides ........................................................................ 12 
 Biosíntesis de flavonoides .......................................................................... 14 
 
 Terpenoides ........................................................................................................... 17 
 
 Generalidades ............................................................................................. 17 
 
 Alcaloides .............................................................................................................. 18 
 
 Generalidades ............................................................................................ 18 
 
 Ciclinas dependientes de cinasas (CDK´s) ........................................................ 19 
 
PARTE EXPERIMENTAL .................................................................................................. 21 
 
 Extracción ............................................................................................................. 21 
 
 Aislamiento y purificación .................................................................................. 21 
 
 Actividad biológica ............................................................................................. 28 
 
 Material y equipo utilizado ................................................................................. 29 
 
 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................................ 30 
 
 Flavanonas ......................................................................................................... 30 
 
 Flavonoles ............................................................................................................. 33 
 
 Fenoxicromonas ................................................................................................. 37 
 
 Actividad biológica ............................................................................................. 41 
 
CONCLUSIONES ............................................................................................................. 46 
 
REFERENCIAS ................................................................................................................ 47 
 
APÉNDICE (Espectros).................................................................................................... 51 
 
 
 
 
 
 
 
INTRODUCCION 
INTRODUCCION 
 
México es un país con una gran diversidad florística y con una basta serie de 
conocimientos que constituyen la medicina tradicional, obtenidos a través de la 
experiencia de varias generaciones en el tratamiento de los distintos padecimientos que 
han aquejado a nuestros antepasados, por lo que resulta de sumo interés ampliar esa 
serie de conocimientos y enfocarlos a la búsqueda de nuevos principios activos que 
puedan tener uso en la terapéutica moderna. 
 
Algunas de la plantas mexicanas en las que se ha tenido éxito en la búsqueda de 
principios activos son: la valeriana (Valeriana edulis) de donde fue aislado el ácido 
valerénico y que es el compuesto responsable del efecto sedante y relajante que se 
obtiene al beber una infusión del rizoma de esta planta o tras ingerir el rizoma pulverizado 
en cápsulas;1 y la pastora (Salvia divinorum) de donde se aisló la salvinorina A, un 
diterpeno con afinidad selectiva por el receptor κ opioide y cuya interacción con el 
receptor produce un efecto psicoactivo que es producido al ingerir una infusión de las 
hojas de esta planta;2 pero no menos importancia ha tenido en los últimos años el 
tepezcohuite, ya que su corteza pulverizada es empleada de manera empírica en la 
formulación de cosméticos auxiliares de la cicatrización de heridas causadas por 
quemaduras. 
 
El tepezcohuite es una especie con una amplia distribución en América, que va desde 
Brasil hasta los estados de Chiapas y Oaxaca en México. En Brasil, Mimosa tenuiflora es 
conocida con el nombre común de “jurema”, su corteza se utiliza para preparar una 
bebida sacramental llamada “vino de jurema”. Esta bebida produce un efecto psicoactivo 
a las personas que la ingieren y esconsumida en ritos mágico-religiosos. Recientemente 
se aisló un alcaloide de tipo indólico de la corteza de M. tenuiflora, al cual se atribuye el 
efecto psicoactivo que causa esta bebida.3 
Por otra parte, el tepezcohuite es una planta silvestre del suroeste de México y existen 
varios estudios de la composición química de diferentes partes de esta planta, de donde 
se han aislado compuestos de tipo flavonoide,4-6 alcaloide3,7 y terpenoide;6, 8-10 en el caso 
 
2
INTRODUCCION 
de los compuestos flavonoides se han aislado las llamadas fenoxicromonas5, que son 
compuestos poco comunes en la naturaleza y con distribución restringida a las familias 
Compositae,11 Rosaceae,11 Berberidaceae11 y Mimosidae.11 Existen estudios de la 
actividad biológica de la 2-fenoxicromona llamada capilarisina, que han mostrado 
actividad como antioxidante,12 y como inhibidor de metástasis.13 Lo anterior sugiere que 
las fenoxicromonas que han sido aisladas del tepezcohuite deben ser objeto de más 
estudios para conocer su actividad biológica, ya que son compuestos de gran interés por 
su estructura poco común. 
 
 
 
 
 
 
 
 
3
OBJETIVOS 
OBJETIVOS 
 
Aislar los flavonoides presentes en el extracto acetónico obtenido de las partes aéreas de 
Mimosa tenuiflora, determinar sus estructuras y evaluar su actividad como inhibidores de 
ciclinas dependientes de cinasas (CDK´s). 
 
Analizar las diferencias en los resultados obtenidos de estudios fitoquímicos anteriores y 
los que se obtengan de este estudio de las partes aéreas de Mimosa tenuiflora, para 
determinar su relación con las condiciones edáficas del sitio de recolección de la planta. 
 
 
4
ANTECEDENTES 
ANTECEDENTES 
 
Género Mimosa 
El género Mimosa está constituido aproximadamente por 420 especies y se ha dividido 
en cinco secciones; cada sección a su vez se subdivide en series. Las secciones del 
género Mimosa son las siguientes:14 
 
 Sección Mimadenia. Consta de 4 series. 
 Sección Batocaulon. Está constituida por 25 series. 
 Sección Calothamnos. No está subdividida en series. 
 Sección Habbasia. Está subdividida en 9 series. 
 Sección Mimosa. Está conformada por 37 series. 
 
El término Mimosa se deriva del español mimoso, que quiere decir sensible; en alusión al 
follaje tigmotáctico que poseen algunas especies de este género.14 
 
Mimosa tenuiflora (Willd.) Poir. 
Descripción 
La especie Mimosa tenuiflora (Willd.) Poir. pertenece a la familia Fabaceae-Mimosidae, 
sección Batocaulon y pertenece a la serie Leiocarpae Benth. del género Mimosa.15 En 
México, la especie ha recibido varios nombres comunes como son: “ tepescahuite”, 
“tepezcohuite”, “tepesquehuite”.15 Por otra parte, la etimología del término 
“Tepezcohuite”: “tepetl”, cerro y “cuahuitl”, árbol, es decir, “árbol del cerro” (figura 1). Sin 
embargo, desde 1987 se hizo popular en el país el nombre “árbol de la piel”.14 En 
Honduras, Colombia y Venezuela se conoce con el nombre de “carbón”, “carbonal”, 
“cabrera” o “cabrero” y en Brasil es conocida como “calumbi”, “jurema” o “jurema preta”.15 
 
Esta especie ha recibido seis nombres científicos distintos,15 siendo Mimosa tenuiflora15 
el nombre correcto de la especie; sus sinonimias son: Acacia tenuiflora, Mimosa hostilis, 
Mimosa cabrera, Mimosa nigra y Mimosa limana. Puede tener forma de arbusto o árbol 
 
5
ANTECEDENTES 
de hasta 8 m de altura16 con hojas alternas compuestas de 6 a 9 pares de pinas, flores 
blancas en espigas de 6 a 8 cm y sus frutos son vainas oblongas.17 Con una amplia 
distribución en América, que va desde Brasil hasta los estados de Chiapas y Oaxaca en 
México,16 crece en zonas semiáridas y sus semillas son consumidas por cabras y otros 
rumiantes.18 La especie es un recurso de interés cultural y económico. 16 A nivel regional 
en los estados de Oaxaca y Chiapas, destaca su uso en la construcción de cercas y 
postería,16 como combustible,16 para la recuperación de suelos y vegetación.16 
 
 
Figura 1. Mimosa tenuiflora 
 
Usos en la medicina tradicional 
La corteza de M. tenuiflora es utilizada como se destaca en la medicina tradicional de 
México, para ayudar a la cicatrización de heridas causadas por quemaduras,19 en la 
prevención de la inflamación19 y como agente antimicrobiano.19 En Brasil, como ya se 
mencionó, la corteza de Mimosa tenuiflora es empleada para preparar una bebida 
sacramental llamada “vino de jurema”, por su traducción del portugués (vinho da jurema); 
que es consumida en ritos mágico-religiosos.3 
 Existen numerosos estudios farmacológicos de diferentes extractos de la corteza de M. 
tenuiflora,7, 20-23 en donde se destaca: un efecto antimicrobiano del extracto de AcOEt, 
inducción de la excitabilidad de la musculatura lisa por parte del extracto de BuOH y un 
efecto hemolítico y hemaglutinante del extracto de MeOH.7 También se ha evaluado el 
potencial mutagénico de su corteza.23 Sin embargo, a la fecha no hay estudios de la 
actividad biológica de los extractos y componentes aislados de las hojas y flores del 
tepezcohuite. 
 
6
ANTECEDENTES 
Química 
La especie M. tenuiflora muestra una gran variedad de componentes químicos; de su 
corteza se han aislado saponinas triterpénicas8 (figura 2) y alcaloides de tipo indólico4, 22 
(figura 3). 
 
Figura 2. Saponinas triterpénicas aisladas de la corteza de M. tenuiflora.8 
CO2R1
OO
OO
OO
OO
O
O
OO
OR2
OR2
OR2
OR2
OR2
OR2
OR2
OR2
OR2
R2O
OR2
OR2
OR2OR2
OR2
CH3
Mimonósido A: R1 = Rha, R2 = H
Mimonósido B: R1 = R2 = H
N
OH
N
H3C
H3C
OH
HO
OHHO
OH
Yuremamina
5-Metoxi-N,N-dimetiltriptamina: R1= MeO, R2=R3=Me
5-Metoxitriptamina:R1= OCH3, R2=R3= H
5-Hidroxitriptamina: R1= OH, R2=R3=H
N,N-dimetiltriptamina:R1=H, R2=R3=Me
N
N
H
R3
R2R1
 
 
Figura 3. Alcaloides de tipo indólico identificados en la corteza de M. tenuiflora.3 
 
 
7
ANTECEDENTES 
La composición química de las partes aéreas de M. tenuiflora depende de las 
condiciones edáficas del lugar donde fue recolectada la planta, y de los distintos 
ejemplares estudiados se han aislado chalconas4,6 (figura 4), fenoxicromonas5 (figura 5), 
flavonas6 (figura 5), flavanonas6 (figura 5) y ramnósidos de diterpenos6, 9 (figura 6), 
O
R3
R4
R6
R2
OR1
Isoliquiritigenina: R1=OCH3, R2=R3=R4=H, R6=OH
Kukulkanina A: R5=R6=H, R2=R4=OH, R1=R3=OMe
Kukulkanina B: R5=R6=H, R1=R2=R4=OH, R3=OMe
2´,6´-Dihidroxi-4,4´-dimetoxichalcona: R1=R4= OCH3, R2=R6=OH, R3=R5=H
2´,4´-Dihidroxi-4-metoxichalcona: R1=OCH3, R2=R4=OH, R3=R5=R6=H
2´,4,5´-Trihidroxichalcona: R1=R2=R5=OH, R3=R4=R6=H
R5
 
Figura 4. Chalconas aisladas de las partes aéreas de M. tenuiflora.4, 6 
 
Las kukulkaninas A y B son chalconas que únicamente han sido aisladas de un 
espécimen recolectado en el estado de Chiapas,4 mientras que isoliquiritigenina, 2´,6´-
dihidroxi-4,4´-dimetoxichalcona, 2´,4´-dihidroxi-4-metoxichalcona y 2´,4,5´-
trihidroxichalcona, son chalconas que se aislaron de un espécimen recolectado en Sao 
Paolo, Brasil.6 
 
8
ANTECEDENTES 
O O
O
R2
OR3
OH
HO
R1
Tenuiflorina A: R1= OMe, R2=OH, R3=Me
Tenuiflorina B: R1= R2=OMe, R3= H
Tenuiflorina C: R1= H R2=OH, R3= Me
6-Demetoxi-4´-O-metilcapilarisina: R1= R2= H, R3=Me
6-Demetoxicapilarisina: R1=R2=R3=H
O
OOH
R1
R2
R3
O
OOH
R1
R2
R3
R4
Apigenina: R1=H, R2=R3=OH
Genkwanina:R1=H, R3=OH, R2=OMe
4´,5,8-Trihidoxiflavona: R1= R3= OH, R2=H
8-Metoxi-5,7,4´-trihidorxiflavona: R1=OMe, R2=R3=OH
Artocarpanona: R1=OCH3, R2=R4=OH, R3=H
Naringenina: R1=R4=OH, R2=R3=H
4´-O-Metilnaringenina: R1=OH, R2=R3=H, R4=OCH3
Sakuranetina: R1=OCH3, R2=R3=H, R4=OH
 
Figura 5. Fenoxicromonas, flavonas y flavanonas aisladas de las partes aéreas de M. 
tenuiflora.5, 6 
 
Las fenoxicromonas, por su parte sólo han sido aisladas de un especimen de M. 
tenuiflora recolectado en el estado de Oaxaca.5 Las flavonas y flavanonas que se 
muestran en la figura 5 fueron aisladas del espécimen de Brasil.6 
 
 
Los ramnósidos de diterpenos se han aislado de especimenes recolectados en Brasil y el 
estadode Oaxaca en México; las diferencias estructurales de los ramnósidos aislados 
en ejemplares de M. tenuiflora recolectados en Brasil y Oaxaca se muestran en la figura 
6 y son las siguientes: los ramnósidos aislados de la especie recolectada en Brasil, tienen 
una doble ligadura entre los carbonos 8 y 17, también tienen una configuración S en el 
 
9
ANTECEDENTES 
carbono 13;6,10 los ramnósidos aislados de la población recolectada en Oaxaca tienen 
una doble ligadura entre los carbonos 13 y 14 con geometría E y tienen una doble 
ligadura entre los carbonos 8 y 17 (Ramnomimósidos A, C y E) o una doble ligadura entre 
los carbonos 7 y 8 (Ramnomimósidos B, D y F).9 
 
Mimosásido A: R1=R2=H
Mimosásido B: R1=Ac, R2=H
Mimosásido C: R1=R2= Ac
15-O-(3´-O-Acetil)-α-L-ramnopiranósido
de ent-8(17)-labdeno: R2=Ac, R1=H
O
O
OR1
H3C
R2O
HO
1
3 5
7
9
10
11 13
14
2
4 6
8
12
15
16
17
18
19
20
1´
2´3´
5´
O
O
OR1
H3C
R2O
HO
1
3 5
7
9
10
11 13
14
2
4 6
8
12
15
16
17
18
19
20
1´
2´3´
5´
O
O
OR1
H3C
R2O
HO
1
3 5
7
9
10
11 13
14
2
4 6
8
12
15
16
17
18
19
20
1´
2´3´
5´
Ramnomimósido A: R1=R2= H
Ramnomimósido C: R1= Ac, R2=H
Ramnomimósido E: R1=H, R2= Ac
Ramnomimósido B: R1=R2=H
Ramnomimósido D: R1= Ac, R2=H
Ramnomimósido F: R1=H, R2= Ac
M. tenuiflora (Especimen recolectado
 en Brasil)
M. tenuiflora (Especimen recolectado en Oaxaca)
 
Figura 6. Glicósidos de diterpenos aislados de las partes aéreas de M. tenuiflora.6, 9-10 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10
ANTECEDENTES 
Flavonoides 
Generalidades 
Los flavonoides son un grupo de compuestos de origen natural y presentan un amplio 
rango de coloraciones que van del color blanco, rojo y hasta el azul.24 Los flavonoides se 
encuentran en todas la plantas y le confieren pigmentación a hojas, flores y frutos, rara 
vez son encontrados en hongos y hasta ahora no han sido reportados en bacterias.24 
Los compuestos de tipo flavonoide en las plantas tienen funciones que van más allá de la 
simple pigmentación; como son: 
 
 Dar protección a las plantas de cierto tipo de radiaciones UV.25 
 En el caso de las leguminosas se ha observado que la presencia de flavonas en 
las raíces es fundamental para que ocurra la infección por bacterias del género 
Rhizobium que son las encargadas de la fijación del nitrógeno en las plantas.26, 27 
 Proteger a las plantas de bacterias, hongos e insectos.24 
 
Los flavonoides son los metabolitos secundarios que se encuentran en mayor cantidad 
en las plantas,24 se calcula que en la dieta humana se consume 1 gramo de flavonoides 
por día,24 en muchos casos son los responsables del efecto terapéutico de las plantas 
que son usadas en la medicina tradicional24 y poseen un amplio espectro de actividades 
biológicas en organismos ajenos a su fuente natural,24 por ejemplo: 
 
 Actividad estrogénica en mamíferos.28, 29 
 Actividad antioxidante.30 
 Actividad inmunomoduladora en mamíferos.31 
 Actividad antiviral.32 
 Actividad anticancerígena.33 
 
 
 
 
 
 
11
ANTECEDENTES 
Clasificación de flavonoides 
Los distintos tipos de flavonoides y la numeración de los carbonos del esqueleto 
fundamental se muestran en la figura 7; están clasificados de acuerdo a su origen 
biosintético, aunque existen otros criterios para su clasificación:24 
 
 Si el anillo C es saturado o no. 
 La funcionalización del anillo C. 
 El tamaño molecular (monómeros, dímeros, olígomeros, etc). 
 
A
B
C
2
34
5
6
7
8
2´
4´
5´
6´
O
A
B
α
β
OH
OH
OHHO
2
3
4
5
62´
3´
4´
5´
6´
Chalcona
O
A
B
α
β
OH
OH
OHHO
4
2´4´
Dihidrochalcona
OH
O
O
OH
OH
HO
Flavanona
O
O
OH
OH
HO
Dihidroflavonol
OH
3´
7 2
3
5
4´
 
Figura 7. Esqueletos de los distintos tipos de flavonoides.24 
 
 
 
 
 
12
ANTECEDENTES 
O
O
Flavona
O
O
2
3
5
7
3´
4´
6´
OH
HO
OH
OH
Flavonol
O
A
2
3
5
7
3´
4´
5´
OH
OH
HO
Antocianina
O
O
OH
HO
OH
OH
OH
Aurona
4
6 2
3
3´
4´
OHO
OH
OH
27
3´
4´
Flavano
O
OH
HO
OH
OH
OH
2
3
5
7
3´
4´
Proantocianidina
O
O
HO
OH
OH
Isoflavona
O O
OH
HO
H3CO
Neoflavonoide
 
Figura 7. Esqueletos de los distintos tipos de flavonoides (continuación).24 
 
 
13
ANTECEDENTES 
O
OH
OH
OH
HO O
OH
OH
HO
Flavan-3,4-diol Catequina
345
7
3
5
7
O O
O
OH
OH
H3CO
HO
2
3
56
7
2´
4´
6´
Fenoxicromona 
Figura 7. Esqueletos de los distintos tipos de flavonoides (continuación).24 
 
Biosíntesis de flavonoides 
Los flavonoides son compuestos que se generan en los organismos que los contienen 
mediante una biosíntesis mixta; ésta inicia con una unidad de p-cumaroilCoA 
proveniente de la ruta del acido siquímico; posteriormente el número de carbonos 
aumenta por la condensación de tres unidades de malonilCoA que es la unidad de 
extensión, esta parte de la biogénesis de los flavonoides corresponde a la ruta de 
policétidos. 34 El anillo A de los flavonoides se forma a través de una reacción tipo Claisen 
y se aromatiza por medio de reacciones de enolización; este paso es catalizado por la 
enzima chalcona sintasa, ya que como su nombre lo indica el producto es una 
chalcona.34 A partir de la chalcona se originan los distintos tipos de flavonoides conocidos 
por medio de reacciones de adición tipo Michael, O-metilaciones, oxidaciones y 
reducciones principalmente.34, 35 En la figura 8 se muestra la formación de algunos de los 
distintos flavonoides; por otra parte las fenoxicromonas están relacionadas con los 
flavonoides y son compuestos poco comunes en la naturaleza, los anillos A y C de su 
esqueleto están unidos por el anillo B a través de un átomo de oxígeno 36 y la hipótesis 
más reciente de su biosíntesis se muestra en la figura 9.37 
 
14
ANTECEDENTES 
CoAS
O
3x MalonilCoA
Chalcona sintasa
OO
O
O SCoA
OOH
HO OH
Chalcona isomerasa
O
OOH
HO
O
OOH
HO
O2, 2-Oxoglutarato
O2, 2-Oxoglutarato
O
OOH
HO
Flavanona Chalcona
OH
Flavona
Dihidroflavonol
O
OHOH
HO
OH
NADPH
Flavan-3,4-diol
O2, 2-Oxoglutarato
O
OOH
HO
OH
Flavonol
Figura 8. Biosíntesis de flavonoides.34 
 
 
 
 
15
ANTECEDENTES 
O
OHOH
HO
OH
Flavan-3,4-diol
Oxidación
O
OHOH
HO
OH
OH
-2 H2O
O
OH
HO
OH
Antocianidina
O
OH
HO
OH
NADPH
Catequina
 Figura 8. Biosíntesis de flavonoides (continuación).34 
 
O
OOH
H3CO
HO
OH
O
OH
O
OOH
H3CO
HO
O
O
H
H
O O
O
OH
OH
H3CO
HO
 
Figura 9. Mecanismo propuesto para la biosíntesis de 2-fenoxicromonas.37 
 
 
 
16
ANTECEDENTES 
Terpenoides 
Generalidades 
Los terpenoides constituyen un amplio grupo de compuestos naturales formados por 
unidades de isopreno; cada unidad de isopreno posee cinco átomos de carbono.34 Esta 
clase de compuestos son biosintetizados en plantas, bacterias y algas;38 algunas de las 
funciones que desempeñan los terpenoides en los organismos que los producen pueden 
ser: 
 
 Para defenderse de depredadores y patógenos39 
 Hormonales40 
 Para interactuar con otros organismos (alelopatía)41 
 
Los terpenoides también poseen un amplio espectro de actividades biológicas como son: 
 
 Citotóxica.37 
 Anti-inflamatoria.38 
 Anti-oxidante.39 
 Psicoactiva. 40 
 Antibacteriana.41 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17
ANTECEDENTES 
Alcaloides 
Generalidades 
Los alcaloides son compuestos nitrogenados de origen natural formados a partir de 
aminoácidos como la α-L-fenilalanina, α-L-ornitina, α-L-tirosina, α-L-lisina y el α-L-
triptofáno; o por reacciones de aminación de otros sustratos como acetato de fenilalanina, 
de terpenoides, de esteroides, etc.34 Los alcaloides son biosintetizados por 
microorganismos, plantas y animales; el término alcaloide se deriva de la palabra álcali, 
debido a las propiedades básicas que poseen.34 
La actividad biológica de los alcaloides depende del tipo de amina que poseen en su 
estructura y que posteriormente es protonada a amina cuaternaria en el medio 
fisiológico,34 algunos de los tipos de actividad biológica que poseen los alcaloidesson: 
 
 Antibiótica.42 
 Inhibidora de la angiogénesis.43 
 Depresora del sistema nervioso central.44 
 Antiviral.45 
 Antimalárica.46 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
18
ANTECEDENTES 
Ciclinas dependientes de cinasas (CDK´s) 
El estado fisiológico de la célula es controlado por mecanismos de transducción que 
regulan el balance entre proteínas de tipo cinasa y la actividad de proteínas de tipo 
fosfatasa.47 La familia de las cinasas está constitutida por aproximadamente 518 tipos 
y constituyen uno de los modelos biológicos más prometedores para el desarrollo de 
agentes quimioterapéuticos y de nuevos fármacos. Debido a la existencia de una gran 
cantidad de evidencias que indican que varias cinasas funcionan de manera irregular en 
células cancerosas, en padecimientos neurodegenerativos como el Alzheimer o el 
Parkinson, y en los procesos inflamatorios; se ha llevado a cabo una búsqueda 
exhaustiva de inhibidores de la activación de tirosina y serina-treonina cinasas, como 
una propuesta prometedora para el tratamiento de varias de las enfermedades ya 
mencionadas.48, 49 
 
La familia de enzimas de tipo cinasa está constituida en su gran mayoría por 
serina/treonina cinasas y pueden interactuar con: factores de transcripción, receptores y 
otras proteinas.50 Se clasifican en los siguientes grupos de acuerdo al sustrato con el que 
interactúan.50 
 
 AGC (Adenina Guanidina Cinasas). Considera a las enzimas dependientes de 
AMPc (PKA´s) y GMPc (PKC´s). 
 CaMK . Son enzimas dependientes del complejo Calcio-Calmodulina. 
 CMGC. Considera a las ciclinas dependientes de cinasas (CDK´s), cinasas 
activadas por mitógeno (MAP cinasas), y a las cinasas de tipo glicógeno sintasa 
(GSK´s). 
 CK1. Son enzimas Casein-cinasas 
 TKL. Son enzimas tipo tirosina cinasas. 
 
 
 
 
 
19
ANTECEDENTES 
En el presente trabajo se hace énfasis en las cinasas del grupo CMGC y CK1 debido a 
que los compuestos aislados fueron evaluados como inhibidores de ciclinas dependientes 
de cinasas (CDK5), de cinasas activadas por mitógeno (DYRK1A), de cinasas de tipo 
glicógeno sintasa (GSK3) y de casein-cinasas (CK1). Estas enzimas en conjunto son 
conocidas de manera general con el nombre común de CDK´s. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20
PARTE EXPERIMENTAL 
 
PARTE EXPERIMENTAL 
 
Extracción 
El material vegetal fue recolectado en Marzo de 2007 a 15 km del puerto de Salina Cruz 
a la orilla de la carretera Oaxaca-Huatulco. Posteriormente la planta fue secada a la 
sombra a temperatura ambiente por una semana. 
 
Las hojas secas de Mimosa tenuiflora fueron molidas (1000 g) y sometidas a extracción 
por percolación con hexano, acetona y metanol. Se obtuvieron 58.81 g de extracto 
hexánico, 51.42 g del de acetona y 88.75 g del metanólico. 
 
Aislamiento y purificación 
El extracto de acetona (51.42 g) fue sometido a cromatografía en columna (CC) de gel de 
sílice en una proporción 1:5 y se obtuvieron tres fracciones. Se eluyó con CHCl3 (Fr. A, 
11.44 g), acetona (Fr. B, 36.0 g) y acetona/metanol 4:1 (Fr. C, 3.64 g). 
 
La fracción A (11.44 g) fue sometida a CC con una proporción 1:5 de sílica gel 60 G. Se 
obtuvieron 12 fracciones; se eluyó con hexano/AcOEt 9:1 (A1-A10) y acetona (A11-
A12). 
 
Las fracciones A11-A12 fueron reunidas y suspendidas en celita con CH2Cl2; la celita se 
dejó secar con vacío, posteriormente se percoló con hexano (a) y AcOEt (b). La fracción 
A12b (0.328 g) fue sometida a CC con sílice 60 G (6 cm x 2.5 cm), se eluyó con 
CH2Cl2/acetona 95:5 (fr b1) y acetona (fr b2). 
 
La fracción A12b2 se percoló en una columna de tonsíl (arcilla decolorante) con CH2Cl2, 
y al concentrar se obtuvo el compuesto 1, que posteriormente fue purificado por 
cristalización en un sistema de acetona/hexano. Se aislaron 35.7 mg. 
 
 
 
21
PARTE EXPERIMENTAL 
 
Compuesto 1. pf 182-183 OC; IR(pastilla) νmax: 3328, 1650, 1629, 1586, 1517, 1461cm-1; 
UV λmax (MeOH) 224nm (ε = 8872); RMN 1H (Espectro 1, CDCl3) y 13C (Espectro 2, 
CDCl3) tabla 1, DC (CH3OH c 2.27848 x 10-5 M) Δε: 18.344 (213 nm), -16.069 (290 nm), 
4.574 (334 nm); EM-IE 70 eV (Espectro 3), m/z: 316 [M]+ (98), 301 [M-CH3]+ (8), 182 
[C8H6O5]+ (100), 167 [C8H7O4]+ (67), 134 [C9H10O]+ (30); [α]20D= -70.6. 
O
OCH3
OOH
H3CO
HO
 
6-Metoxi-4´-O-metilnaringenina (1) 
La fracción B del extracto acetónico (36 g) se sometió a CC de sílica gel en una 
proporción 1:5, usando como eluyente CHCl3 (B1), CHCl3/acetona 95:5 (B2), acetona 
(B3) y MeOH (B4). 
Las fracciones de B1 y B2 fueron reunidas para ser sometidas a CC con sílica gel 60 G 
(11 cm x 8.5 cm), se eluyó con CH2Cl2 (B1B2 1-8), CH2Cl2/acetona 99.5:0.5, (B1B2 9-41), 
CH2Cl2/acetona al 99:1 (B1B2 42-52), CH2Cl2/acetona 97:3 (B1B2 53-59), 
CH2Cl2/acetona 95:5 (B1B2 60-62), CH2Cl2/acetona 9:1 (B1B2 63-65). Las fracciones 
obtenidas fueron analizadas por c.c.f., y se reunieron las fracciones que mostraron una 
composición semejante: frs. 1-8 (B1B2a), 9-12 (B1B2b), 13-15 (B1B2c), 16-20 (B1B2d), 
21(B1B2e), 22-25 (B1B2f), 26-35 (B1B2g), 36-43 (B1B2h), 44-49 (B1B2i), 50-54 
(B1B2j), 55-65 (B1B2k). 
 
De la fracción B1B2d (0.675 g) se obtuvieron 301 mg de un sólido amarillo (2) que fue 
purificado por cristalización en un sistema acetona/hexano. Las aguas madres de la 
cristalización fueron reunidas y percoladas sobre carbón activado con MeOH. El residuo 
obtenido (0.369 g) fue sometido a CC de sílica gel 60 G (5 cm x 2 cm) eluida con mezcla 
de hexano/AcOEt de polaridad ascendente. Se obtuvieron 48 fracciones de la siguiente 
forma: hexano (d1-d3), hexano/AcOEt 95:5 (d4-d19), hexano/AcOEt 9:1 (d20-d36), 
hexano/AcOEt 8:2 (d37-d43), hexano/AcOEt 1:1 (d44-d46), AcOEt (d47-d48). 
 
 
22
PARTE EXPERIMENTAL 
 
Las fracciones d6-d16 se reunieron con las fracciones B1B2c y B1B2e por la similitud 
en rf que mostraron los componentes de cada fracción en el análisis de c.c.f. Esta mezcla 
(0.698 g) fue sometida a CC con sílica gel 60 G (9 cm x 3 cm). Se obtuvieron 14 
fracciones eluidas con: CH2Cl2 (fr 1), CH2Cl2/AcOEt 190:1 (frs 2-8), CH2Cl2/AcOEt 99:1 
(frs 9-11), CH2Cl2/AcOEt 97:3 (fr 12) y CH2Cl2/AcOEt 4:1 (frs 13-14). 
 
De las fracciones 2-3 de esta última cromatografía se obtuvieron 16 mg del compuesto 1 
y de las fracciones 4-11 se obtuvieron 74 mg del compuesto 2. 
 
Compuesto 2. pf 161-163 oC; IR (pastilla) νmax: 3380, 2937, 1653, 1608, 1558, 1469 cm-
1; UV λmax (MeOH) 215, 271, 336 nm; RMN 1H (Espectro 5,DMSO) y 13C (Espectro 6, 
DMSO) tabla 2; EM-IE 70 eV (Espectro 6), m/z: 344 [M]+ (100), 329 [M-CH3]+ (38), 301 
[M-CH3-CO]+ (27), 283 [C16H11O5]+. 
O
OCH3
OCH3
OOH
H3CO
HO
 
Santina (2) 
 
La fracción B1B2f (1.213 g) fue sometida a CC (9 cm x 3.5 cm). Se obtuvieron 18 
fracciones y fueron eluidas con CH2Cl2 (f1-f13), CH2Cl2/AcOEt 190:1 (f14-f16) y acetona 
(f17-f18). 
 
Las fracciones f6-f16 fueron reunidas por el resultado del análisis de c.c.f y se les realizó 
una nueva CC (7.5 cm x 2.5cm), eluida con hexano/AcOEt/MeOH 90:10:0.5, de donde 
se obtuvieron 7 fracciones, de las fracciones 4-6 de esta cromatografía se obtuvo una 
mezcla de los compuestos 3 y 4, mismos que fueron separados por su diferencia de 
solubilidad en CH2Cl2 debido a que el compuesto 4 es muy soluble en CH2Cl2 y 
posteriormente fueron cristalizados en un sistema AcOEt/hexano; se obtuvieron 89 mg 
del compuesto 3 y 80 mg del compuesto 4. 
 
23
PARTE EXPERIMENTAL 
 
Compuesto 3. pf 215-217 oC; IR (pastilla) νmax: 3510, 3301, 2946, 1637, 1600, 1516 cm-
1; UV λmax: 212, 291 nm; RMN 1H (Espectro 9, CDCl3) y 13C (Espectro 10, CDCl3) tabla 1; 
DC (CH3OH, c 2.98013 x 10-5 M)) Δε: 10.356 (215), -8.589 (291), 2.698 (334); EM-IE 70 
eV (Espectro 9), m/z: 302 [M]+ (100), 182 [C8H6O5]+ (83), 167 [C8H7O4]+ (68). 
O
OH
OOH
H3CO
HO
 
6-Metoxinaringenina (3) 
 
Compuesto 4. pf 186-188 oC; IR (pastilla) νmax: 3506, 1662, 1620, 1576, 1494 cm-1; UV 
λmax (MeOH): 234 nm, 292 nm; RMN 1H (Espectro 13, CDCl3-DMSO) y 13C (Espectro 14, 
CDCl3-DMSO)tabla 3; EM-IE 70 eV (Espectro 11), m/z: 346 [M]+ (100), 331 [M-CH3] (45), 
328 [M-H2O]+ (27), 303 [M-CH3-CO]+. 
 
O O
O
OH
OH
HO
H3CO OCH3
 
Tenuiflorina A (4). 
 
Las aguas madres de la cristalización de los compuestos 3 y 4 fueron reunidas y 
sometidas a CC (2 cm x 10 cm), obteniendo 35 fracciones. La columna fue eluida con 
hexano/AcOEt/MeOH 70:30:2 (1-8), hexano/AcOEt/MeOH 70:30:3 (9-23), 
hexano/AcOEt/MeOH 50:50:3 (24-31) y hexano/AcOEt/MeOH 50:50:10 (32-35). De las 
fracciones 17-21 se aisló el compuesto 3 y de las fracciones 23-27 el compuesto 4. 
Después de cristalizar los compuestos 3 y 4 en un sistema AcOEt/hexano se obtuvieron 
44 mg de 3 y 96 mg de 4. 
 
 
24
PARTE EXPERIMENTAL 
 
De la fracción B1B2g (2.048 g) se obtuvo un sólido, el cual fue separado y disuelto en 
AcOEt; se cristalizó en un sistema AcOEt/hexano; de donde se aislaron 65 mg del 
compuesto 5. 
 
Compuesto 5. pf 230-233 oC; IR (pastilla) νmax: 3513, 3111, 1659, 1605, 1566, 1477 cm-
1; UV λmax (MeOH): 214, 271, 314 nm; RMN 1H (Espectro 17, DMSO) y 13C (Espectro 
18, DMSO) tabla 2; EM-IE 70 eV (Espectro 14), 330 [M]+ (100), 315 [M-CH3]+ (40), 287 
[M-CH3CO]+ (22). 
O
OOH
HO
OH
OCH3H3CO
 
4´, 5, 7-trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona (5) 
 
El filtrado de la fracción B1B2g fue llevado a sequedad y sometido a CC flash con sílica 
gel 70-230 (15.5 cm x 3 cm), se obtuvieron 50 fracciones; la columna fue eluida con 
hexano/AcOEt/MeOH 80:20:1.5 (g1-g33), hexano/AcOEt/MeOH 70:30:1.5 (g34-g43), 
hexano/AcOEt/MeOH 70:30:5 (g44-g46) y AcOEt (g47-g50). Las fracciones obtenidas de 
esta cromatografía fueron reunidas de acuerdo al análisis de c.c.f. de la siguiente forma: 
g1-g7, g8-g24, g25-g34, g35-g46, g47-g50. 
 
La fracción g8-g24 fue triturada y lavada con CH2Cl2 y del sólido resultante se aisló el 
compuesto 6 con un rendimiento de 18 mg. 
 
Compuesto 6. pf 235-238 oC, UV λmax (MeOH): 227, 254, 285 nm; IR νmax: 3500, 2900, 
1680, 1630 cm –1; RMN 1H (Espectro 21, CDCl3-DMSO) y 13C (Espectro 22, CDCl3-
DMSO), tabla 3; EM-IE 70 eV m/z : 300 [M]+ (100), 148 (55), 120 (25), 92 (16), 77 (19). 
 
25
PARTE EXPERIMENTAL 
 
O O
OOH
HO
OCH3
 
6-Desmetoxi-4´-O-metilcapilarisina (6). 
 
En la fracción g25-g34 se obtuvo una mezcla de los compuestos 4 y 7; esta mezcla fue 
lavada con CH2Cl2; el lavado concentrado a sequedad y cristalizado de AcOEt/hexano; 
de donde se obtuvieron 22 mg del compuesto 4. Del residuo que resultó insoluble al lavar 
con CH2Cl2 se obtuvo el compuesto 7 y fue cristalizado en un sistema AcOEt/hexano. Se 
aisló con un rendimiento de 46 mg. 
 
Compuesto 7. pf 278-280 oC; UV λmax (MeOH): 268, 340 nm; RMN 1H (Espectro 23, 
DMSO) y 13C (Espectro 24, DMSO) tabla 2; EM-IE 70 eV, m/z: 316 [M]+ (100), 298 [M-
H2O]+ (30), 273 [M-CH3CO]+ (71). 
O
O
OH
OH
H3CO
HO
OH
 
6-Metoxikaempferol (7) 
 
En las fracciones g35-g46 cristalizó un sólido blanco, los cristales fueron lavados con 
AcOEt/hexano y filtrados, obteniendo 125 mg del compuesto 4. 
 
La fracción B1B2h (2.9 g) fue lavada con AcOEt, el residuo fue disuelto en AcOEt 
hirviendo y cristalizado en un sistema AcOEt/hexano, de donde se obtuvieron 980 mg del 
compuesto 5. Las aguas madres de la cristalización fueron reunidas con el lavado de 
AcOEt, se les sometió a c.c. (5.5 cm x 3.5 cm). Se obtuvieron 18 fracciones con el 
siguiente gradiente: CH2Cl2 (h1-h4), CH2Cl2/acetona 95:5 (h5-h13), CH2Cl2/acetona 9:1 
 
26
PARTE EXPERIMENTAL 
 
(h14-h17) y acetona (h18). De las fracciones h7-h8 se aislaron 277 mg más del 
compuesto 7. 
 
En la fracción B1B2i se formó un sólido blanco, se filtró y se lavó con AcOEt de donde 
se obtuvo el compuesto 8 (69 mg). El filtrado (1.279 g) fue sometido a CC de sílica gel (7 
cm x 4 cm). Se obtuvieron 55 fracciones de la columna que fue eluida con hexano/ 
AcOEt/MeOH 80:20:1 (i1-i8), hexano/AcOEt/MeOH 75:25:1 (i9-i40), 
hexano/AcOEt/MeOH 75:25:2 (i41-i48), hexano/AcOEt/MeOH 75:25:5 (i49-i50), hexano/ 
AcOEt/MeOH 75:25:10 (i51-i55). De las fracciones i12-i13 se obtuvieron 10 mg del 
compuesto 6. En las fracciones i21-i34 se obtuvieron 279 mg del compuesto 5 y de las 
fracciones i38-i55 fueron aislados 37 mg del compuesto 8. 
 
Compuesto 8. pf 285-287 ºC, IR (pastilla) νmax: 3430, 3098, 1656, 1624, 1591, 1567, 
1503 cm-1; UV λmax (MeOH): 231 nm (ε = 29512), 288 nm (ε = 14791); RMN 1H 
(Espectro 26, DMSO) y 13C (Espectro 27, CDCl3-DMSO), tabla 3; EM-IE 70 eV (Espectro 
19), m/z: 316[M]+ (100), 301 (1), 287 (4), 273 (2), 245 (2), 195 (5), 164 (22), 153 (28), 
149 (8). 
O O
OOH
HO
OCH3
OH
 
Tenuiflorina C (8). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
27
PARTE EXPERIMENTAL 
 
Actividad biológica 
Los ensayos fueron realizados en el laboratorio de ciclo celular a cargo del Dr. Laurent 
Meijer en la Estación Biológica de Roscoff (Francia) adscrita al Centro Nacional de la 
Investigación Científica (CNRS). 
 
El ensayo de inhibición de CDK´s consiste en usar reguladores del ciclo celular 
purificados como dianas moleculares y se emplea p34CDC2/ciclina BCDC13, purificada por 
cromatografía de afinidad en p9CKShs-sefarosa. 
 
La actividad enzimática se ensayó en un buffer tris-HCl a pH 7.5, a una temperatura de 
30 oC y se ajustó a una concentración de AT32P de 15 μM en presencia del inhibidor 
potencial disuelto en 1 % de DMSO e histona H1, con un volumen final de 30 μL (figura 
10). Después de 30 minutos de incubación, se tomó una alícuota de 25 μL y se filtró 
sobre papel de fosfocelulosa Whatman P81, 20 segundos después de la filtración, se 
lavó el filtrado cinco veces con una disolución de ácido fosfórico en agua al 1 %. 
Finalmente los papeles con el filtrado se impregnaron con 1 ml de fluido de centelleo 
para realizar la cuantificación de la inhibición enzimática en un contador de centelleo. 
 
Ensayo CDK1/ciclina
CICLINA B
CDK1
p9
Histona H1
ATP-32P
32P-Histona H1
ADP
-P
-T14
-Y15
-T161-P
 
Figura 10. Modelo de búsqueda de inhibidores de ciclinas dependientes de cinasas. 
 
 
 
 
 
 
28
PARTE EXPERIMENTAL 
 
Material y equipo utilizado 
 
Para realizar el aislamiento por cromatografía en columna se empleó sílica gel Merck 60 
G de fase normal y celita como adsorbentes. El punto de fusión se tomó en una aparato 
Fisher-Johns. Se empleó como revelador sulfato cérico al 3 % en ácido sulfúrico 2N y/o 
lámpara de UV Spectroline modelo CX-20 a 254 y 366 nm. Los espectros de infrarrojo 
fueron obtenidos en un equipo Perkin Elmer 343 (película). Los espectros de 
ultravioleta fueron obtenidos en un aparato Shimadzu UV 160 U empleando MeOH como 
disolvente. Las curvas de dicroísmo circular se obtuvieron de un espectropolarímetro 
Jasco Modelo J720 empleando MeOH como disolvente. 
 
Los espectros de masas se determinaron utilizando la técnica de impacto electrónico a 70 
eV en un espectrómetro JEOL JMS-AX505HA (baja resolución). Los espectros de RMN: 
1H, 13C, DEPT, COSY, HMBC, HSQC, NOESY fueron obtenidos en un equipo Varian 
Unity Inova 500 MHz, empleando CDCl3 y DMSO como disolventes y/o en un equipo 
Eclipse JEOL 300 MHz. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
29
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
En el estudio fitoquímico de las partes aéreas de Mimosa tenuiflora se aislaron 8 
compuestos de tipo flavonoide, de tres diferentes clases: dos flavanonas, tres flavonoles 
y tres fenoxicromonas. 
 
Flavanonas 
Las flavanonas se caracterizan por no tener doble ligadura entre los carbonos 2 y 3 del 
esqueleto básico. La flavanona 1 fue aislada por cromatografías en columna sucesivas y 
purificada por cristalización en un sistema acetona/hexano. Se obtuvieron cristales 
blancos con un rendimiento del 0.0036 % (35.7 mg); su estructura fue determinada por 
RMN mono y bidimensional. 
 
El espectro de masas de 1 (Espectro 4) presenta un ión molecular m/z 316 que es 
consistente con la fórmula molecular C17H16O6, la cual es apoyada por la presencia de 15 
señales en el espectro de RMN 13C (Espectro 2). 
 
En el espectro de RMN 1H (Espectro 1) seobserva un sistema ABX, característico de los 
protones H2, H3 y H3´ de las flavanonas con δ =5.35 ( dd, J2,3 =13.0 y J2,3´ =3.0), 3.10 
(dd, J3,3´ =17.0, J2,3 =13.0) y 2.79 ppm (dd, J3,3´ =17.0, J2,3´ =3.0). La J2,3´ = 13 Hz indica 
una relación trans entre H2 y H3, en tanto que la J2,3´ = 3.0 Hz revela una relación cis de 
H2 y H3´. En el espectro se observan dos dobletes (J =9.0) que integran para dos 
protones cada uno y se atribuyen a H2´, H6´(δ =7.38) y a H3´, H5´(δ =6.95) de un anillo 
aromático 1´,4´-disustituido (anillo B). El sustituyente en C4´ es un grupo metoxilo cuya 
señal aparece en δ =3.84 ppm y correlaciona con C4´(δ =160.1 ppm) en el espectro 
HMBC. 
 
 
El espectro de RMN 1H (Espectro 1) muestra 4 señales adicionales. La primera 
(δ =6.11, s) se atribuye a H8 por su desplazamiento químico y por las correlaciones con 
 
30
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
C9 y C10, observadas en el espectro HMBC (Espectro 3). Las señales en δ = 12.19 y 
6.50 ppm corresponden a protones fenólicos. La señal en δ =12. 19 ppm corresponde a 
un fenol quelatado y es característica de flavonoides con hidroxilo en C5, mientras que la 
señal que aparece en δ = 6.52 ppm se asignó al hidroxilo en C7 por las correlaciones con 
C7 y C8, que mostró en el espectro HMBC (Espectro 3). La señal en δ = 3.95 ppm (3H) 
corresponde a un segundo grupo metoxilo que se asignó en C6 (δ =128.3) por que 
correlaciona con este carbono en el espectro HMBC (Espectro 3). 
 
De lo anterior se dedujo que la estructura del compuesto 1 corresponde a la de la 6-
metoxi-4´-O-metilnaringenina, flavanona aislada previamente de Chromolaena odorata52 
y cuya configuración absoluta en C2 fue determinada como S, debido a que mostró una 
[α]D20 –70.6º ya que se ha establecido que las flavanonas levorrotatorias poseen esta 
configuración.53 
 
O
OCH3
OOH
H3CO
HO 2
34
56
7
8
2´ 4´
6´
 
6-Metoxi-4´-O-metilnaringenina (1). 
 
El compuesto 3 fue aislado por cromatografías sucesivas realizadas al extracto de 
acetona y fue purificado por cristalización en un sistema AcOEt/hexano; se aisló con un 
rendimiento del 0.013 % (132.4 mg). El espectro de masas de 3 (Espectro 12) muestra 
un ión molecular m/z 302 que corresponde con una fórmula molecular C16H14O6 y difiere 
con 1 por la ausencia de un grupo metoxilo, la señal de este grupo en el espectro de 
RMN 1H (Espectro 9) tiene un δ = 3.87 ppm (3H) y se asignó a C6 (δ =128.4 ppm) por la 
correlación observada con este carbono en el espectro HMBC (Espectro 11). 
 
 
 
31
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Debido a lo anterior y a la comparación de los datos espectroscópicos de RMN 1H 
(Espectro 9) del compuesto 3 con los reportados en la literatura,54 se identificó a 3 como 
la 6-metoxi-naringenina en donde se observa igualdad en las señales descritas, 
corroborando así su estructura . 
O
OH
OOH
H3CO
HO
2
34
56
7
4´
 
6-Metoxinaringenina (3) 
 
Tabla 1. Datos de RMN de 1H y 13C de los compuestos 1 y 3. 
 6-Metoxi-4´-O-metilnaringenina (1)a 6-O-Metilnaringenina (3)b 
C 1H δ (ppm), m, J (Hz) 13C δ (ppm) 1H δ (ppm), m, J (Hz) 13C δ (ppm) 
2 5.35 dd (13.0, 3.0) 79.1 5.29 dd (13.2, 3.0) 78.7 
α 3.10 dd (17.0, 13.0) 3.08 dd (17.1, 13.2) 
3 β 2.79 dd (17.0, 3.0) 43.2 2.74 dd (17.1, 3.0) 42.7 
4 ---------------- 196.8 -------------------- 196.3 
5 ---------------- 154.3 -------------------- 154.5 
6 ---------------- 128.3 -------------------- 128.4 
7 ---------------- 157.4 -------------------- 158.1 
8 6.11s 94.6 6.08 s 94.6 
9 ---------------- 158.7 -------------------- 158.2 
10 ---------------- 103.1 -------------------- 102.3 
1´ ---------------- 130.4 -------------------- 128.7 
2´ 7.38 d (9.0) 127.7 7.27 d (8.4) 127.3 
3´ 6.95 d (9.0) 114.2 6.89 d (8.4) 115.3 
4´ ---------------- 160.1 -------------------- 157.3 
5´ 6.95 d (9.0) 114.2 6.89 d (8.4) 115.3 
6´ 7.38 d (9.0) 127.7 7.27 d (8.4) 127.3 
5-OH 12.19 s -------- 12.17 s ------- 
7-OH 6.52 s -------- ---------------- ------- 
6-OCH3 3.95 s 61.0 3.87 s 60.3 
4´OCH3 3.84 s 55.4 ---------------- ------- 
aDeterminado en CDCl3 a 500 MHz/125 MHz 
bDeterminado en CDCl3 a 300 MHz/75 MHz. 
 
 
 
 
32
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Flavonoles 
Las flavonoles poseen una doble ligadura entre los carbonos 2,3 y un grupo hidroxilo, 
metoxilo u O-glicósido en el carbono 3 del esqueleto básico; en el presente estudio 
fitoquímico fueron aislados tres flavonoles identificados como santina (2), la 4´,5,7-
trihidroxi-3,6-dimetoxi-flavona (5) y el 6-metoxi-kaempferol (7) 
 
El flavonol 2, se aisló con un rendimiento del 0.038 % (375.2 mg), sus datos 
espectroscópicos de RMN de 1H y 13C se muestran en la tabla 2. En su espectro de EM-
IE (Espectro 8) se observa un ión molecular con m/z 344, que corresponde con una 
fórmula molecular C18H16O7 y es sustentada por la presencia de 15 señales en el 
espectro de RMN 13C (Espectro 6). 
 
El espectro de RMN de 1H de 2 (Espectro 5) muestra un singulete en δ= 12.71 ppm, 
mismo que fue asignado al protón fenólico en C5, cuyo δ es característico de flavonoides 
con un grupo fenol en C5; en 6.55 ppm (1H) se observa un singulete asignado al protón 
en C8 y el fenol en C5 está en posición para a este protón, lo anterior indica que el anillo 
aromático A está pentasustituido. Las señales en δ =7.12 (d, J= 9.0) y 8.01 (d, J= 9.0) 
ppm indican la presencia de un anillo aromático 1´,4´-disustituido (anillo B) e integran 
para dos protones cada una. El primer doblete fue asignado a H3´ y H5´, por su parte el 
segundo doblete fue asignado a H2´ y H6´, debido a que en estudios de otros 
flavonoides con un anillo B 1´,4´-disustituido se ha observado que el doblete de los 
protones sobre C3´ y C5´ tiene un desplazamiento químico cercano a 7 ppm y el doblete 
de los protones en C2´ y C6´ tiene un desplazamiento químico cercano a 8 ppm. 
 
El espectro de RMN 1H (Espectro 5) muestra 3 señales adicionales en δ =3.75 (3H), 
3.78 (3H) y 3.85 (3H) ppm que indican la presencia de tres grupos metoxilo en la 
estructura de 2. La posición de estos grupos metoxilo fue determinada por las 
correlaciones heteronucleares C-H a tres ligaduras observadas en espectro del 
experimento FLOCK (Espectro 7), por lo que el singulete en 3.75 ppm fue asignado al 
metoxilo en C3, el singulete en 3.78 se asignó al grupo metoxilo en C6 y el singulete en 
3.85 ppm se asignó al metoxilo en C4´. 
 
33
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
El compuesto 2 se identificó como santina por RMN, así como por la comparación con 
sus datos espectroscópicos reportados en la literatura.55 
O
OCH3
OCH3
OOH
H3CO
HO
4´
3
56
7
 
Santina (2) 
 
El compuesto 5 se aisló con un rendimiento del 0.13 % (1325 mg). Su espectro EM-IE 
(Espectro 20) muestra un ión molecular m/z 330, que es congruente con una fórmula 
molecular C17H14O7, la cual es apoyada por la presencia de 15 señales en su espectro 
de RMN 13C (Espectro 18). 
 
En el espectro de RMN 1H de 5 (tabla 2) se observa en 12.77 ppm un singulete 
(Espectro 17). Éste fue asignado al protón de un grupo hidroxilo en C5, quelatado con el 
oxígeno del grupo carbonilo sobre C4 y en los flavonoides la presencia de un singulete 
con un desplazamiento químico cercano a 12 ppm es característica de un OH sobre C5. 
La señal en δ =6.53 (1H) ppm es un singulete que fue asignado al protón en C8, cuyo 
desplazamiento es característico de protones aromáticos, lo anterior indica que los anillos 
A y C del compuesto 5 tienen la misma sustitución que 2, la cual es apoyada por la 
similitud de sus datos de RMN 1H (Espectro 17) y 13C (Espectro 18). En el espectro de 
RMN 1H (Espectro 17) de 5 presenta una señal menos que en el espectro de RMN 1H de 
2 (Espectro 5) en δ = 3.85 (s, 3H) ppm, lo que indica la falta de un grupo metoxilo en 
C4´; lo anterior se apoya por el valor del desplazamiento para C4´ (160.2) que es 
característico de un carbono aromático sustituido con un grupo hidroxilo y es 
corroborado por las correlaciones mostradas enel espectro HMBC (Espectro 19) de la 
señal en δ = 3.76 (s, 3H) con C3 (137.3) y de una segunda señal en δ = 3.78 (s, 3H) con 
C6 (131.1). 
 
 
34
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Debido a lo anterior y a la comparación de los datos espectroscópicos del compuesto 5 
con los datos en la literatura,56 se identificó a 5 como la 4',5,7-trihidroxi-3,6-
dimetoxiflavona. 
 
O
OOH
HO
OH
OCH3H3CO
2
3
56
7
4´
 
4',5,7-Trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona (5) 
 
 
El compuesto 7 fue aislado de la partes aéreas de M. tenuiflora con un rendimiento del 
0.032 % (323 mg). Su espectro de EM-IE muestra un ión molecular con m/z 316, que 
corresponde con una fórmula molecular C16H12O7 y es apoyada por la presencia de 14 
señales el espectro de RMN 13C (Espectro 24) que son características de un flavonoide. 
Sus datos espectroscópicos de RMN 1H y 13C se muestran en la tabla 3. 
 
En el espectro de RMN 1H del compuesto 7 (Espectro 23) se observan dos singuletes en 
6.53 (1H) y 12.55 (1H) ppm. El primero fue asignado al protón en C8 debido a que 
aparece en la región de los protones aromáticos, el segundo se asignó, por su 
desplazamiento, al protón de un grupo hidroxilo en C5. En la región de los protones 
aromáticos se muestran dos señales en δ =6.91(d, J=9.0, 2H) y 8.03 (d, J= 8.7, 2H) ppm; 
el primer doblete se asignó a los protones en C3´ y C5´, el segundo singulete por su parte 
fue asignado a los protones en C2´ y C6´, debido a que en estudios de otros flavonoides 
con un anillo B 1´,4´-disustituido se ha observado que el doblete de los protones sobre 
C3´ y C5´ tiene un desplazamiento químico cercano a 7 ppm y el doblete de los protones 
en C2´y C6´ tiene un desplazamiento químico cercano a 8 ppm. En δ =3.75 (3H) ppm se 
observa un singulete, característico de un grupo metoxilo y su posición estructural fue 
asignada por la interacción heteronuclear C-H a 3 ligaduras observada en el espectro 
FLOCK (Espectro 25) , debido a que correlaciona con C6 (130.8 ppm). 
 
35
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Lo anterior indica que la estructura de 7 corresponde con la estructura del 6-metoxi-
kaempferol. 
O
O
OH
OH
H3CO
HO
OH
 
6-Metoxikaempferol (7) 
 
Tabla 2. Datos espectroscópicos de RMN de 1H y 13C de los compuestos 2, 5 y 7. 
 Santina (2)a 4´,5,7-trihidroxi-3,6-dimetoxi-flavona (5)a 6-metoxi-kaempferol (7)a 
C 1H δ (ppm), m, J (Hz) 
13C δ 
(ppm) 1H δ (ppm), m, J (Hz) 13C δ (ppm) 
1H δ (ppm), m, J 
(Hz) 
13C 
δ (ppm) 
2 ------------- 155.2 ----------------- 155.7 ----------------- 147.0 
3 ------------- 137.6 ----------------- 137.3 ----------------- 135.3 
4 ------------- 178.2 ----------------- 178.3 ----------------- 176.1 
5 ------------- 152.3 ----------------- 152.4 ----------------- 151.7 
6 ------------- 131.2 ----------------- 131.1 ----------------- 130.8 
7 ------------- 151.6 ----------------- 151.7 ----------------- 151.4 
8 6.55 s 94.0 6.53 s 94.0 6.53 s 93.8 
9 ------------- 157.4 ----------------- 157.4 ----------------- 157.2 
10 ------------- 104.6 ----------------- 104.6 ----------------- 103.4 
1´ ------------- 122.2 ----------------- 120.6 ----------------- 121.7 
2´ 8.01 d (9.0) 129.9 7.92 d (9.0) 130.2 8.03 d (9.0) 129.5 
3´ 7.12 d (9.0) 114.2 6.93 d (9.0) 115.7 6.91 d (9.0) 115.4 
4´ ------------- 161.3 ----------------- 160.2 ----------------- 159.2 
5´ 7.12 d (9.0) 114.2 6.93 d (9.0) 115.7 6.91 d (9.0) 115.4 
6´ 8.01 d (9.0) 129.9 7.92 d (9.0) 130.2 8.03 d (9.0) 129.5 
5-OH 12.71 s -------- 12.77 s -------- 12.55 s -------- 
6-OH ------------- -------- ---------------- -------- ---------------- -------- 
7-OH ------------- -------- ---------------- -------- ---------------- -------- 
4´-OH ------------- -------- ---------------- -------- ---------------- -------- 
3-OCH3 3.75 s 59.9 3.76 s 59.7 3.75 s -------- 
6-OCH3 3.78 s 59.7 3.74 s 60.0 ---------------- 60.0 
4´-OCH3 3.85 s 55.4 ---------------- -------- ---------------- -------- 
 
 aDeterminado en DMSO a 300 MHz/ 75/MHz 
 
 
 
 
36
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Fenoxicromonas 
Las fenoxicromonas son sustancias consideradas de tipo flavonoide y son las únicas 
que presentan la característica de que la unión de los anillos C y B esta mediada por un 
átomo de oxígeno. En el presente estudio fueron aisladas 3 fenoxicromonas que fueron 
identificadas como tenuiflorina A (4), 6-desmetoxi-4´-O-metilcapilarisina (6) y tenuiflorina 
C (8), 3 de las 5 reportadas en un estudio anterior de M. tenuiflora.5 
 
La fenoxicromona 4 fue aislada con un rendimiento del 0.032 % (323 mg). El espectro 
de masas de 4 (Espectro 16) muestra un ión molecular m/z 346, que corresponde con 
una fórmula molecular C17H14O8. En su espectro de RMN de 1H (Espectro 13) se observa 
una señal en δ =5.25 (s) ppm cuyo desplazamiento es característico de un protón vinílico, 
asignado en C3 y este protón es característico de todas las fenoxicromonas aisladas 
hasta la fecha. La presencia de un singulete en δ =6.47 (1H) ppm es característica de un 
protón aromático en C8. Las señales en δ = 6.76 (d, J= 3.0), 6.87 (d, J= 8.7) ppm y 
6.67 ppm (dd, J= 8.7, 3.0) indicaron una sustitución 1´,3´,4´ en el anillo B, por lo 
siguiente, el primer doblete fue asignado al protón ya que el valor de su constante de 
acoplamiento indica la presencia de un protón en posición meta, el segundo doblete fue 
asignado a H5´ debido a que presenta una constante de acoplamiento con un protón en 
posición orto; la señal del dd con δ en 6.67 se asignó a H6´. 
 
El espectro de RMN 1H (Espectro 13) del compuesto 4 muestra en δ =12.92 ppm un 
singulete ancho asignado al protón del grupo hidroxilo en C5; en δ 3.92 (3H) y 3.95 (3H) 
se observan los singuletes que se atribuyen a los protones de dos grupos metoxilo. La 
posición de estos grupos metoxilo fue determinada por la comparación con los datos 
espectroscópicos de RMN de 1H de la tenuiflorina A5 y por las correlaciones observadas 
en el espectro FLOCK (Espectro 15). El singulete en 3.93 ppm fue asignado al grupo 
metoxilo sobre C4´ (δ= 144.4) y la señal en 4.01 ppm se asignó al grupo metoxilo en C6 
(δ= 130.8). 
 
 
37
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
La comparación de los datos espectroscópicos de 4 permitió identificar a este producto 
natural como tenuiflorina A.5 
 
O O
O
OH
OCH3
OH
HO
H3CO
 
Tenuiflorina A (4) 
 
El compuesto 6 fue aislado con un rendimiento en la planta del 0.0027 % (27 mg), en su 
espectro de RMN 1H (Espectro 21) se observa un singulete en 5.17 ppm asignado al 
protón en C3, característico de todas las 2-fenoxicromonas aisladas a la fecha; en 6.96 
(J= 9.0) y 7.11 (J= 9.0) ppm se observan dos dobletes con un acoplamiento 
característico para un anillo aromático 1´,4´-disustituido, el primer doblete fue asignado a 
los protones en C3´ y C5´; el segundo doblete fue asignado a los protones en C2´ y C6´. 
En 12.67 (1H) ppm se observa un singulete que se asignó al protón de un grupo hidroxilo 
en C5 y en 3.84 ppm se observa un singulete que fue asignado al grupo metoxilo en C4´ 
por la comparación de los datos espectroscópicos de 6 (Tabla 3) con los de la 6-
desmetoxi-4´-O-metilcapilarisina,5 observando completa correspondencia entre las 
señales de uno y otro compuesto; debido a lo anterior se identificó a 6 como la 6-
desmetoxi-4´-O-metilcapilarisina.5 
 
O O
OOH
HO
OCH3
 
6-desmetoxi-4´-O-metilcapilarisina (6) 
 
 
 
 
 
38
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
El compuesto 8 sólo difiere de 4 por la ausencia de un grupo metoxilo en C6, ya que los 
espectros de RMN 1H (Espectro 21) y 13C (Espectro 22) son muy similares. Los datos 
espectroscópicos de RMN 1H (tabla 3) de 8 fueron comparados con los datos 
espectroscópicos de RMN 1H de la tenuiflorina C reportados en la literatura,5 
corroborando así su estructura. 
 
O O
OOH
HO
OCH3
OH
 
Tenuiflorina C (8) 
 
Las diferencias encontradas en los resultados del presente estudio con estudios 
anteriores de M. tenuiflora, son las siguientes: el espécimen de este estudio fue 
recolectado enel estado de Oaxaca, se aislaron tres fenoxicromonas (6-desmetoxi-4´-O-
metilcapilarisina y las tenuiflorinas A y C), de las cinco que fueron aisladas y reportadas 
del espécimen recolectado en Oaxaca.5 
 
Las flavonas aisladas en el presente son diferentes a las aisladas del ejemplar 
recolectado en Brasil,6 por lo que aumenta de cuatro a seis el número de flavonas 
aisladas en la planta y para el caso de las dos flavanonas aisladas en el presente estudio 
fueron también dos de las ya aisladas en el espécimen de Brasil,6 con excepción de la 
sakuranetina y la artocarpanona. 
 
Es la primera ocasión que se aislan flavonoles de M. tenuiflora y ha la fecha sólo se han 
aislado chalconas de los ejemplares recolectados en Brasil6 y el estado de Chiapas.4 
 
 
 
 
 
 
 
 
39
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Tabla 3. Datos espectroscópicos de RMN de 1H y 13C de los compuestos 4,6 y 8. 
 Tenuiflorina A (4)a 6-desmetoxi-4´-O-metil-capilarisina (6)b Tenuiflorina C (8)c 
C 1H δ (ppm), m, J (Hz) 13C δ (ppm) 1H δ (ppm), m, J (Hz) 13C δ (ppm) 1H δ (ppm), m, J (Hz) 13C δ (ppm) 
2 ----------------- 167.5 ----------------- 167.7 ----------------- 167.2 
3 5.25 s 86.9 5.17 s 87.3 5.17 s 86.9 
4 ----------------- 183.8 ----------------- 183.5 ----------------- 183.0 
5 ----------------- 152.3 ----------------- 161.7 ----------------- 161.3 
6 ----------------- 130.8 6.30 sa 99.6 6.24 d (2.1) 99.2 
7 ----------------- 155.1 ----------------- 163.6 ----------------- 163.8 
8 6.47 93.4 6.36 d (1.5) 94.0 6.33 d (2.1) 93.8 
9 ----------------- 149.9 ----------------- 155.1 ----------------- 154.9 
10 ----------------- 104.0 ----------------- 102.2 ----------------- 101.9 
1´ ----------------- 145.4 ----------------- 144.4 ----------------- 144.4 
2´ 6.76 d (3.0) 107.6 7.11 d (9.0) 121.5 6.74 d (3.0) 108.2 
3´ ----------------- 146.8 6.96 d (9.0) 115.0 ----------------- 147.8 
4´ ----------------- 144.4 ----------------- 157.8 ----------------- 146.5 
5´ 6.87 d (8.7) 110.9 6.96 d (9.0) 115.0 6.90 d (9.0) 112.7 
6´ 6.67 dd ( 8.7, 3.0) 110.8 7.11 d (9.0) 121.5 6.63 dd (9.0, 3.0) 110.6 
6-OMe 3.95 s 60.2 ----------------- --------- ----------------- --------- 
3´o 4´-OMe 3.92 s 55.8 3.84 s 55.4 3.89 s 55.9 
5-OH 12.92 s --------- 12.67 s --------- 12.75 s --------- 
7-OH ----------------- --------- 10.10 sa --------- 10.34 sa --------- 
3´o 4´-OH ----------------- --------- ----------------- --------- ----------------- --------- 
 
aDeterminado en CDCl3-DMSO a 300 MHz/75MHz. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
40
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Actividad biológica 
La búsqueda de nuevos compuestos que puedan ser empleados en la medicina moderna 
ha conducido a la evaluación de la actividad de compuestos de origen natural en modelos 
biológicos. Esta búsqueda se enfoca sobre todo en el desarrollo de tratamientos contra 
padecimientos crónico-degenerativos, como el cáncer. 
 
Existen estudios donde se muestra que los compuestos de tipo flavonoide son capaces 
de inhibir enzimas del tipo CDK,57 las que a su vez son reguladoras del ciclo celular. Se 
ha observado que al inhibir algunos tipos de CDK´s es posible controlar o erradicar 
cánceres.57 Los resultados de los ocho compuestos aislados que fueron evaluados como 
inhibidores de CDK´s en cuatro tipos de estas enzimas (DYRK1A, CK1, CDK 5 y GSK3) 
se observan en la tabla 5 y la gráfica 1. 
Tabla 5. Resultados de la inhibición de CDK´s de los compuestos aislados. 
 IC50 en µM 
Nombre Compuesto DYRK1A CK1 CDK5 GSK3 
6-Metoxi-4´-O-metilnaringenina 1 > 10 > 10 > 10 > 10 
Santina 2 > 10 > 10 > 10 > 10 
6-O-Metil-naringenina 3 > 10 > 10 > 10 > 10 
Tenuiflorina A 4 > 10 > 10 > 10 > 10 
4´,5,7-Trihidroxi-3,6-dimetoxi-flavona 5 8.1 >10 >10 10 
6-Desmetoxi-4´-O-metil-capilarisina 6 > 10 > 10 > 10 > 10 
 
6-Metoxikaempferol 7 > 10 > 10 > 10 > 10 
Tenuiflorina C 8 > 10 > 10 > 10 > 10 
 
De los ocho compuestos ensayados sólo el compuesto 5 mostró actividad significativa 
como inhibidor de dos de las enzimas en un rango que va de 8-10 μM. Lo anterior 
resulta de interés para continuar con los estudios, ya que las enzimas empleadas son 
blancos para el desarrollo de nuevos fármacos y agentes quimioterapéuticos en los 
siguientes padecimientos: 
 
 DYRK1A. Déficit de memoria en personas con síndrome de Down.58 
 CK1. Control del ciclo circadiano en padecimientos cancerosos.59 
 CDK5. Alzheimer.57 
 GSK3. Enfermedades proliferativas renales como la nefropatía.60 
 
41
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Por otra parte, al relacionar la estructura de los compuestos aislados con la actividad 
obtenida, se puede decir que para tener actividad, el sistema debe ser plano y con un 
hidroxilo sobre el carbono 4´; esto se muestra al comparar la santina (2) que resultó 
inactiva y el compuesto 5 que sí mostró actividad. La diferencia entre estos dos 
compuestos es que la santina tiene un O-metilo en lugar del OH sobre C4´. 
 
De la misma forma, al tener un átomo de oxígeno que une a los anillos B y C en los 
flavonoides la actividad se pierde, como en el caso de las fenoxicromonas. La doble 
ligadura entre los carbonos 2 y 3 también es fundamental para la actividad, así como la 
presencia de un grupo metoxilo en C3 en lugar de un OH. La estructura de todos los 
compuestos aislados y evaluados se encuentra en la figura 8. 
 
Gráfica 1. Inhibición de CDK´s del compuesto 5 
 
42
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
O O
OCH3
OOH
H3CO
HO
OCH3
OCH3
OOH
H3CO
HO
Santina
O
OOH
HO
OH
OCH3H3CO
4',5,7-Trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona
4´,6-O-dimetilnaringenina
O
O
OH
OH
H3CO
HO
OH
O O
OOH
HO OH
OCH3
O O
O
OH
OCH3
OH
HO
H3CO
Tenuiflorina A
O
OH
OOH
H3CO
HO
O O
OOH
HO
OCH3
6-O-metilnaringenina
6-Desmetoxi-4´-O-metilcapilarisina
6-O-metilkaempferol Tenuiflorina C
 
 
Figura 8. Compuestos aislados y evaluados como inhibidores de CDK´s 
 
 
 
 
43
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Algunos compuestos considerados como moléculas líder en la inhibición de CDK´s se 
muestran en la figura 9. El mecanismo de acción propuesto para estos inhibidores de 
CDk´s es por medio de la interacción en el sitio activo de la enzima, formando un 
complejo enzima-inhibidor estable, esto se logró mediante estudios de co-cristalización 
del complejo enzima-inhibidor.61 El intervalo de inhibición de CDK´s (CI50) de estos cuatro 
compuestos va de 0.1-25.0 μM.62-64 
 
O
OOH
HO
N
Cl
CH3
HO
Flavopiridol
N
H
O
NH
O
Indirubina
N
NN
N
HN
CH3
NH
CH3
HO
Roscovitina
O
OOH
OH
OH
HO
Luteolina
 
Figura 9. Moléculas lider en la inhibición de CDK´s.65 
 
44
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
 
Figura 10. Imagen de la interacción inhibidor-enzima obtenida por cálculos teóricos.61 
 
 
Figura 11. Imagen de la interacción inhibidor-enzima obtenida por co-cristalización.62 
 
 
 
 
 
 
45
CONCLUSIONES 
CONCLUSIONES 
 
En el estudio fitoquímico de las partes aéreas de Mimosa tenuiflora fueron aislados ocho 
compuestos y su estructura fue determinada por métodos espectroscópicos. 
 
De los ocho compuestos aislados se obtuvieron: dos flavanonas, tres flavonoles y tres 
fenoxicromonas; todos los compuestos aislados son conocidos; no se aislaron 
chalconas, por lo que hasta ahora sólo han sido aisladas del ejemplar de M. tenuiflora 
recolectado en Chiapas4 y del ejemplar recolectado en Brasil.6 Es la primera ocasión que 
se aislaron flavonoles de la planta y sólo se aislaron tres fenoxicromonas de las cinco 
reportadas en un estudio anterior.5 
 
De acuerdo a los resultados obtenidos existe una diferencia en los componentes 
químicos de M. tenuiflora y depende del sitio de recolección de la planta. 
 
Se realizó por primera vez un estudio de evaluación biológica de las tenuiflorinas A y C; 
en el ensayo de inhibición de los cuatro tipos de enzimas CDK. De los ocho compuestos 
aislados que fueron evaluados sólo la 4´, 5,7-trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona mostró 
actividad moderada como inhibidor y se observó que es fundamental en la estructura 
para inhibir lasenzimas CDK un OH sobre el carbono 4´, la presencia de la doble 
ligadura entre los carbonos 2 y 3, así como la presencia de un metoxilo en el carbono 3. 
 
 
 
46 
REFERENCIAS 
 
REFERENCIAS 
 
 
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http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/entrez?Db=pubmed&Cmd=Search&Term=%22Dempster%20RJ%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_DiscoveryPanel.Pubmed_RVAbstractPlus
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57) Zapata-Torres; G.; Opazo, F.; Salgado, C.; Muñoz, J.; Krautwurst, H.; Mascayano, 
C.; Sepúlveda-Boza, S.; Maccioni, R.; Cassels, B.; J. Nat. Prod. 67, 416-420, 
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S.; Meijer, L.; Lévi, F.; Can. Res. 66, 10720-10728, 2006. 
60) Soos, T.; Meijer, L.; Nelson, P.; Drug News Persp.19, 325-328, 2006. 
61) Bach, S.; Knockaert, M.; Reinhardt, J.; Lozach, O.; Schmitt, S.; Baratte, B.; 
Koken, M.; Coburn, S.; Tang, L.; Jiang, T.; Liang, D.; Galons, H.; Dierick, J.; 
Pinna, L; Meggio, F.; Totzke, F.; Scha¨ chtele, C.; Lerman, A.; Carnero, A.; Wan, 
Y.; Gray, N.; Laurent Meijer, J. Biol. Chem. 280, 31208–31219, 2005. 
62) Vadivelan, S.; Sinha, B.; Irudayam, S.; Jagarlapudi, S.; J. Chem. Inf. Model. 47, 
1526-1535, 2007. 
63) Myrianthopoulos, V.; Magiatis, P.; Ferandin, Y.; Skaltsounis, A.; Meijer, L.; Mikros, 
E.; J. Med. Chem. 50, 4027-4037, 2007. 
64) Meijer, L.; Raymond, E.; Acc. Chem. Res. 36, 417-425, 2003. 
65) www.sb-roscoff.fr/CyCell/ 
 
 
50
Apéndice
Espectro 1. RMN de 1H de la 6-Metoxi-4´-O-metil-naringenina (1). Obtenido en CDCl3.
OH-5
H-2 Hα-3
Hβ-3
H-8
H-2´,6´
H-3´,5´
OCH3-6 OCH3-4´Espectro 2. RMN de 13C de la 6-Metoxi-4´-O-metil-naringenina (1). Obtenido en CDCl3.
C-4
C-3C-2
OCH3-4´
OCH3-6
C-3´,5´
C-2´,6´
C-8
C-10C-1´
C-6
C-4´
C-5
C-7
C-9
C-3
OCH3-4´
OCH3-6C-2
C-8
C-10
C-3´,5´
C-2´,6´
C-1´
C-6
C-5
C-7
C-9
C-4´
C-4
Espectro 3. Experimento HMBC de la 6-Metoxi-4´-O-metilnaringenina (1).
OH-5
H-2´,6´
H-3´,5´
OH-7
H-8
H-2
OCH3-6
OCH3-4´ H-3α
H-3β
Espectro 4. EM-IE de la 6-Metoxi-4´-O-metilnaringenina (1).
Espectro 5. RMN de 1H de la santina (2). Obtenido en DMSO.
OH-5
H-2´,6´ H-3´,5´
H-8
OCH3-4´
OCH3-3
OCH3-6
Espectro 6. RMN de 13C de la santina (2). Obtenido en DMSO.
C-4
C-5
C-6
C-7 C-8
C-2
C-10
C-1´
C-2´,6´
C-3´,5´
C-4´
OCH3-3
OCH3-4´
OCH3-6C-9
C-3
Espectro 7. Experimento FLOCK de la santina (2). Obtenido en DMSO.
C-4 C-5
C-6C-7
C-8
C-2
C-10
C-1´
C-2´,6´ C-3´,5´
C-4´
C-9
C-3
OH-5
H-2´,6´
H-3´,5´
H-8
OCH3-4´
OCH3-3
OCH3-6
Espectro 8. EM-IE de la santina (2).
Espectro 9. RMN de la 6-metoxi-naringenina (3). Obtenido en CDCl3.
OH-5
H-2´,6´
H-3´,5´
H-8
H-2
H-3α H-3-β
OCH3-6
Espectro 10. RMN de 13C de la 6-metoxi-naringenina (3). Obtenido en CDCl3. 
C-4
C-2 C-3
C-5
C-6
C-7
C-8
C-9
C-10
C-1´
C-2´,6´
C-3´,5´
OCH3-6
Espectro 11. Experimento HMBC de la 6-metoxi-naringenina (3). Obtenido en CDCl3. 
C-4
C-2
C-3
C-5
C-6C-7
C-8
C-9
C-10
C-1´
C-2´,6´ C-3´,5´
OCH3-6
OH-5
H-2´,6´
H-3´,5´H-8
H-2
OCH3-6
H-3α
H-3β
Espectro 12. EM-IE de la 6-metoxi-naringenina (3).
Espectro 13. RMN de 1H de la tenuiflorina A (4). Obtenido en DMSO-CDCl3.
OH-5
H-3
H-8
OCH3-6
OCH3-4´
H-2´
H-5´
H-6´
Espectro 14. RMN de 13C de la tenuiflorina A (4). Obtenido en DMSO-CDCl3.
C-4
C-2
C-7
C-5
C-9
C-3Ć-1´
C-4´
C-6
C-5´
C-6´
C-2´
C-10
C-8
C-3 OCH3-6
OCH3-4´
Espectro 15. Experimento FLOCK de la tenuiflorina A (4). Obtenido en CDCl3.
C-4 C-2 C-7
C-5
C-9
C-3´
C-1´
C-4´
C-6
C-5´
C-6´
C-2´
C-10
C-8
C-3 OCH3-6
OCH3-4´
H-3
H-8
H-2´
H-5´
H-6´
OCH3-6
OCH3-4´
OH-5
Espectro 16. EM-IE de la tenuiflorina A (4).
Espectro 17. RMN de 1H de la 4',5,7-Trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona (5). Obtenido en DMSO.
OH-5
H-2´,6´
H-3´,5´
H-8
OCH3-3 OCH3-6
Espectro 18. RMN de 13C de la 4',5,7-Trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona (5). Obtenido en DMSO.
C-4
OCH3-6 OCH3-3
C-8
C-10
C-3´,5´
C-2´,6´
C-1´C-6
C-3
C-4´
C-7
C-5C-9
C-2
Espectro 19. Experimento HMBC de la 4',5,7-Trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona (5). Obtenido en DMSO.
C-4
OCH3-6 OCH3-3
C-8
C-10
C-2´,6´
C-1´
C-6
C-3C-4´ C-7
C-5
C-3´,5´
C-9
C-2
H-8
H-3´,5´
H-2´,6´
OH-5
OCH3-3
OCH3-6
Espectro 20. EM-IE de la 4',5,7-Trihidroxi-3,6-dimetoxiflavona (5)
Espectro 21. RMN de 1H de la 6-Desmetoxi-4´-O-metil-capilarisina (6). Obtenido en CDCl3-DMSO. 
H-3
H-6H-8
H-3´,5´
H-2´,6´
OH-5
OCH3-4´
Espectro 22. RMN de 13C de la 6-Desmetoxi-4´-O-metil-capilarisina (6). Obtenido en CDCl3-DMSO. 
C-4
OCH3-4´
C-8
C-6
C-1´
C-2´,6´ C-3´,5´
C-4´
C-7 C-5
C-2
C-9
C-3
Espectro 23. RMN de 1H del 6-Metoxi-kaempferol (7). Obtenido en DMSO.
OH-5
H-2´,6´ H-3´,5´ H-8
OCH3-6
Espectro 24. RMN de 13C del 6-Metoxi-kaempferol (7). Obtenido en DMSO. 
OCH3-6C-8C-10
C-3´,5´
C-1´
C-2´,6´C-6
C-2 C-3
C-7
C-5
C-9
C-4´C-4
Espectro 25. Experimento FLOCK del 6-Metoxi-kaempferol (7). Obtenido en DMSO. 
OCH3-6C-8C-10
C-3´,5´
C-1´
C-2´,6´
C-6
C-2
C-3
C-7
C-5
C-9
C-4´C-4
OCH3-6
H-8
H-3´,5´
H-2´, 6´
OH-5
Espectro 26. RMN de 1H de la Tenuiflorina C (8). Obtenido en CDCl3-DMSO.
H-6
H-8 H-3
OCH3-4´
OH-5 H-2´
H-6´
H-5´
Espectro 27. RMN de 13C de la Tenuiflorina C (8). Obtenido en CDCl3-DMSO.
OCH3-4´C-3
C-10C-5´C-1´
C-6´
C-2´
C-2
C-3´C-7 C-5
C-9
C-4´
C-4
C-6
C-8
Espectro 28. Experimento FLOCK de la Tenuiflorina C (8). Obtenido en CDCl3-DMSO.
OCH3-4´
C-3
C-10C-5´C-1´
C-6´ C-2´
C-3´C-7C-5 C-9
C-4´
C-4
C-6C-8
C-2
OCH3-4´
H-3
H-6
H-8
H-6´
H-2´ H-5´
OH-5
Espectro 29. EM-IE de la Tenuiflorina C (9)
	Portada
	Índice
	Resumen
	Introducción
	Objetivos
	Antecedentes
	Parte Experimental
	Resultados y Discusión
	Conclusiónes
	Referencias
	Apéndice (Espectros)