ALEJANDRE-FUENTES-CRISTIAN-GUILLERMO

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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS 
 
 
 
PRODUCCIÓN, EXTRACCIÓN Y CUANTIFICACIÓN 
DE CAROTENOIDES POR Arthrospira maxima EN 
CULTIVO POR LOTE 
 
 
 
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN 
CURRICULAR 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
INGENIERO BIOQUÍMICO 
PRESENTA 
ALEJANDRE FUENTES CRISTIAN GUILLERMO 
 
 
Ciudad de México 2018 
 2 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS 
 
 
 
PRODUCCIÓN, EXTRACCIÓN Y CUANTIFICACIÓN 
DE CAROTENOIDES POR Arthrospira maxima EN 
CULTIVO POR LOTE 
 
 
 
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN 
CURRICULAR 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
INGENIERO BIOQUÍMICO 
PRESENTA 
ALEJANDRE FUENTES CRISTIAN GUILLERMO 
 
ASESORES 
 M. EN C. ALEJANDRO HERNÁNDEZ ESTÉVEZ 
 DR. HUGO ALBERTO VELASCO BEDRÁN 
 
Ciudad de México 2018 
 3 
 
 4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El presente trabajo se realizó en el laboratorio de Ingeniería de Bioprocesos del 
departamento de Ingeniería Bioquímica de la Escuela Nacional de Ciencias 
Biológicas plantel Zacatenco, bajo la asesoría del M. en C. Alejandro 
Hernández Estévez y del Dr. Hugo Alberto Velasco Bedrán. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 5 
RESUMEN 
 
En las últimas décadas la industria química ha buscado el desarrollo de 
procesos más sustentables que permitan la generación de productos a partir de 
fuentes renovables, esto ha adquirido gran importancia ya que se busca 
empezar a sustituir compuestos obtenidos por síntesis química a través del 
petróleo, por lo cual en este trabajo se estudió y caracterizo la producción de 
carotenoides presentes en la cianobacteria Arthrospira maxima, variando la 
composición del medio de cultivo, teniendo 5 variantes del medio Zarrouk el 
cual es el medio base para el crecimiento de la cianobacteria. Las 
composiciones de los diferentes medios tuvieron variantes en cuanto a la 
fuente de carbono y nitrógeno, aumentado o disminuyendo la concentración en 
g/L, además de probar un medio en donde no se agregó ninguna cantidad de 
fuente de carbono, manteniéndolo solo en aireación de 1 L/min. Se determinó 
la biomasa cada 24 horas, así como pH, bicarbonatos residuales y 
carotenoides para cada medio respectivamente. En donde se encontró que los 
medios con deficiencia de nitrógeno 3 y 4 presentaron mayor producción de 
carotenoides, pero la producción de biomasa se vio afectada, en comparación 
con los medios que contenían mayor fuente de nitrógeno y de carbono. 
Teniendo como conclusión final que el medio más viable para la producción de 
carotenoides es el medio 3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 6 
INDICE 
Pag. 
1 INTRODUCCIÓN ...................................................................................... 10 
1.1 Pigmentos y colorantes ......................................................................... 10 
1.1.1 Pigmentos sintéticos .......................................................................... 11 
1.1.2 Pigmentos naturales .......................................................................... 11 
1.2 Los carotenoides ................................................................................... 14 
1.2.1 Estructura química de los carotenoides ............................................. 14 
1.2.2 Características y clasificación de los carotenoides ............................ 15 
1.2.3 Deterioro de los carotenoides ............................................................ 17 
1.2.4 Distribución de los carotenoides ........................................................ 17 
1.2.5 Síntesis de los carotenoides .............................................................. 19 
1.2.6 Obtención de los carotenoides ........................................................... 20 
1.2.7 Importancia de los carotenoides en la dieta ....................................... 21 
1.2.8 Niveles de ingesta y recomendaciones .............................................. 23 
1.3 Cianobacterias ....................................................................................... 24 
1.4 Historia de Arthrospira maxima ............................................................. 25 
1.5 Arthrospira maxima................................................................................ 26 
1.5.1 Metabolismo de Arthrospira maxima .................................................. 26 
1.5.2 Composicion y propiedades de Arthrospira maxima .......................... 28 
2 ANTECEDENTES ..................................................................................... 29 
2.1 Carotenoides en el género Arthrospira .................................................. 29 
2.2 Efecto de la producción de carotenoides en el género Arthrospira y en 
otros microorganismos fotosintéticos. .............................................................. 29 
3 JUSTIFICACIÓN ....................................................................................... 30 
4 OBJETIVOS .............................................................................................. 31 
4.1 Objetivo general .................................................................................... 31 
4.2 Objetivos específicos ............................................................................. 31 
5 MATERIALES Y METODOS ..................................................................... 32 
5.1 Obtención de biomasa ........................................................................... 32 
5.2 Propagación de células de A. maxima.................................................. 33 
5.3 Preparación del medio de cultivo ........................................................... 33 
5.4 Preparación del medio de cultivo por lote .............................................. 35 
5.5 Inoculación de A. maxima ...................................................................... 35 
5.6 Determinación de biomasa por densidad óptica .................................... 35 
5.7 Determinación de pH ............................................................................. 35 
5.8 Determinación de bicarbonatos ............................................................. 35 
5.9 Extracción de carotenoides ................................................................... 35 
5.10 Identificación y cuantificación de carotenoides ...................................... 36 
 
 
 7 
6 RESULTADOS Y DISCUSIONES ............................................................. 37 
6.1 Curva tipo de biomasa ........................................................................... 37 
6.2 Determinación de biomasa .................................................................... 37 
6.3 Determinación de pH ............................................................................. 40 
6.4 Determinación de bicarbonatos residuales ............................................ 41 
6.5 Comparación de biomasa, consumo de sustrato y cambio de pH en los 
diferentes medios de cultivo ............................................................................. 43 
6.6 Identificación de carotenoides ............................................................... 47 
6.7 Cuantificación de carotenoides .............................................................. 50 
7 CONCLUSIONES ..................................................................................... 57 
8 BIBLIOGRAFIA ......................................................................................... 58 
9 CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES ......................................................... 63 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 8 
 
INDICE DE FIGURAS 
Figura Pág. 
Figura 1. Estructura química del isopreno ........................................................ 14 
Figura 2. Estructura química de carotenoides ..................................................16 
Figura 3. Ruta metabólica parcial de la síntesis de carotenoides en 
cianobacterias. ................................................................................................. 19 
Figura 4. Estructura del retinol ......................................................................... 21 
Figura 5. Fotosistema I y II ............................................................................... 27 
Figura 6. Diagrama general de desarrollo experimental ................................... 32 
Figura 7.Curva tipo de absorbancia con respecto a la concentración de 
biomasa (peso seco) ........................................................................................ 37 
Figura 8. Curvas de crecimiento celular con respecto al tiempo ...................... 39 
Figura 9. pH de los diferentes medios respecto al tiempo ................................ 40 
Figura 10. Concentración de bicarbonatos residuales respecto al tiempo en los 
diferentes medios ............................................................................................. 42 
Figura 11. Cinética de crecimiento, consumo de sustrato, y pH de los medios 
de cultivo .......................................................................................................... 43 
Figura 12. Espectros de absorción del medio Zarrouk a los diferentes tiempos
 ......................................................................................................................... 48 
Figura 13. Carotenoides totales a los diferentes tiempos de cultivo ................. 54 
Figura 14. Carotenoides totales por litro .......................................................... 56 
 
 
 
 
 
 9 
INDICE DE CUADROS 
Cuadro Pág. 
Cuadro 1. Pigmentos exentos de certificación ................................................. 12 
Cuadro 2. Distribución de carotenoides en diversos alimentos ........................ 18 
Cuadro 3. Medio Zarrouk (1966) ...................................................................... 33 
Cuadro 4. Composición de la solución de micronutrientes ............................... 34 
Cuadro 5.Variación del contenido de NaHCO3 y NaNO3 de los diferentes 
medios con respecto al medio Zarrouk ............................................................ 34 
Cuadro 6. Datos de absorbancia de la cinética de crecimiento en los diferentes 
medios de cultivo .............................................................................................. 38 
Cuadro 7. Datos de concentración de biomasa de la cinética de crecimiento en 
los diferentes medios de cultivo ....................................................................... 38 
Cuadro 8. Datos de pH de los diferentes medios respecto al tiempo ............... 40 
Cuadro 9. Datos de bicarbonatos residuales en los diferentes medios ............ 41 
Cuadro 10. Picos de absorción y coeficiente de absorción de diferentes 
carotenoides en hexano ................................................................................... 49 
Cuadro 11. Datos de biomasa en 10 mL .......................................................... 50 
Cuadro 12. Carotenoide Violaxantina ............................................................... 51 
Cuadro 13. Carotenoide Neoxantina ................................................................ 51 
Cuadro 14. Carotenoide Anteraxantina ............................................................ 51 
Cuadro 15. Carotenoide Astaxantina ............................................................... 52 
Cuadro 16. Carotenoide Luteina ...................................................................... 52 
Cuadro 17. Carotenoide Zeaxantina ................................................................ 52 
Cuadro 18. Carotenoide β-criptoxantina ........................................................... 53 
Cuadro 19. Carotenoide β-caroteno ................................................................. 53 
Cuadro 20. Carotenoide α-caroteno ................................................................. 53 
Cuadro 21. Carotenoides totales ...................................................................... 54 
Cuadro 22. Carotenoides totales por litro ......................................................... 55 
 10 
1 INTRODUCCIÓN 
En los últimos años, existe una creciente tendencia por la demanda de 
alimentos llamados “funcionales” que además de proveer energía, puedan 
suministrar otros beneficios fisiológicos, entre los que están las actividades 
antihipertensivas, antinflamatorias y antioxidantes (Herrero et al., 2005). Así 
mismo, existe un creciente interés orientado al consumo de productos 
saludables y con buen balance de nutrientes. Como consecuencia, el 
consumidor percibe los alimentos procesados utilizando los colorantes 
sintéticos como posibles carcinogénicos. Se conoce que muchos pigmentos 
naturales tienen actividad anticancerígena, pueden ser promotores en la 
síntesis de la vitamina A y presentan características apropiadas de estabilidad 
a la luz, calor y pH (Joshi et al., 2003). 
Un alimento funcional se puede definir como un tipo de alimento que produce 
uno o más efectos fisiológicos benéficos, disminuye problemas existentes o 
disminuye el riesgo de sufrir alguna enfermedad. Del mismo modo, nuevos 
productos derivados de alimentos, llamados nutracéuticos, han sido creados 
los últimos años, los ingredientes de este tipo de productos son conocidos 
como ingredientes funcionales y su obtención es preferentemente producido 
por síntesis biológica, derivados de frutos, vegetales, o incluso algas (Herrero 
et al., 2005). Dentro de los ingredientes funcionales más frecuentes, se 
encuentran, los ácidos grasos, pigmentos con actividad antioxidante y los 
polisacáridos sulfatados. 
1.1 Pigmentos y colorantes 
El color en un producto es una característica muy importante, ya que no sólo 
determina su grado de aceptación, sino que facilita su reconocimiento (Joshi et 
al., 2003). Un alimento aunque tenga buena textura, calidad nutricional y sabor, 
no será consumido a menos que presente un color agradable. 
De acuerdo con la FDA-Administración de alimentos y Fármacos de Estados 
Unidos (2006) el término pigmento viene del latín pigmentum, es decir, 
cualquier material que imparte color a otra sustancia obtenida por síntesis, 
extraída o derivada, con o sin intermediarios del cambio final de identidad, a 
partir de un vegetal, animal, mineral u otra fuente y que cuando es añadida o 
 11 
aplicada a alimentos, medicamentos o cosméticos, es capaz de impartir color 
por sí misma. 
 
1.1.1 Pigmentos sintéticos 
Los pigmentos se pueden dividir en sintéticos y naturales. 
Los pigmentos sintéticos requieren de una certificación; incluyen sustancias 
químicas sintetizadas con alto grado de pureza. La clasificación en base a su 
estructura química es: 
 Azoicos: su estructura es de mono, di o triazo. Producen casi todos los 
colores, se caracterizan por tener un grupo cromóforo -N=N-. Los de 
más venta son los amarillos 5 y 6, los rojos 2, 4 y 40, y el naranja B. 
 Antraquinonas: su estructura es uno o más grupos carboxilo en un 
sistema de anillos conjugados, tienen al menos tres anillos 
condensados. 
Los pigmentos sintéticos tienen las siguientes ventajas: firmeza de color, 
amplio intervalo de tinte, bajo costo, alta efectividad, homogeneidad entre lotes 
y no presentan aromas o sabores (Dergal, 2006). 
 
1.1.2 Pigmentos naturales 
Los pigmentos naturales son generados por microorganismos, vegetales, 
animales o minerales. Estos pigmentos se obtienen de fuentes presentes en la 
naturaleza y son usados para impartir color a algunos productos. Son sujetos a 
las mismas pruebas de calidad y seguridad toxicológica que los sintéticos, pero 
la FDA y otras agencias gubernamentales no requieren que se certifique su 
pureza química, y por tanto se refiere a ellos como aditivos de color no 
certificados;sin embargo, algunos de estos pigmentos si están sujetos a 
restricciones en su uso, el cual es el nivel máximo permitido o el uso en 
animales y/o humanos. En el cuadro 1 se enlistan algunos pigmentos exentos 
de certificación por la FDA (Dergal, 2006). 
 12 
Cuadro 1. Pigmentos exentos de certificación 
Aceite de endospermo de maíz Extracto de color uva (enocianina) (solo para 
alimentos) 
Aceite de zanahoria Gluconato ferroso (pigmentar aceitunas negras) 
Ácido carmínico Glutamato de hierro 
Aceite de semilla de algodón 
desgrasado 
Harina de algas secas (alimento de aves) 
Azafrán Jugo de frutas 
Azul ultramarino (solo para alimento 
animal) 
Harina de semilla de algodón parcialmente 
tostada 
β-apo-8-carotenal Jugo de vegetales 
β- caroteno Oleoresina de paprika 
Betabel deshidratado Oleoresina turmérica 
Cantaxantina Oxido ferroso (alimento animal) 
Color caramelo Paprika y oleoresina de paprika 
Dióxido de titanio Riboflavina 
Extracto de anato (achiote) Tagetes erecta (cempasúchil) extracto y harina 
(alimento animal) 
Extracto de cáscara de uva (solo 
para bebidas) 
 
(Dergal, 2006) 
Los pigmentos naturales difieren ampliamente en su estructura química y en su 
origen. Aunque hay colorantes poco comunes, como el ácido carmínico, los 
más distribuidos en los alimentos pueden agruparse en seis categorías: 
 
 13 
1) Carotenoides 
2) Clorofilas 
3) Pigmentos fenólicos: flavonoides, antocianinas y taninos 
4) Betalainas 
5) Hemopigmentos 
6) Otros pigmentos naturales 
Los primeros 4 son de fuentes vegetales, aun cuando llegan a estar presentes 
en alimentos de origen animal, los cuales han ingresado a través de la dieta. La 
mayoría de los pigmentos vegetales se localiza en el protoplasma de las 
células, dentro de organelos especializados llamados plástidos, que se 
observan al microscopio formando pequeñas plecas o agujas de estructura 
cristalina; en algunos casos, cuando son solubles en agua, se encuentran 
disueltos en las vacuolas de las células. El quinto grupo solo se encuentra en 
productos de origen animal. En el sexto grupo se incluyen pigmentos que 
imparten color tanto a los tejidos vegetales como animales. Son poco 
abundantes en la naturaleza, pero no por eso son menos importantes, debido a 
las características específicas de cada uno. 
Por último, es necesario indicar que la estructura química determina 
propiedades de los pigmentos que van más allá del color, aunque esta sea su 
característica evidente. 
La estabilidad durante el procesamiento y almacenamiento; su reactividad con 
otros compuestos químicos para determinar tanto el color como la durabilidad o 
cambio de este; su posible toxicidad, por lo que es necesario en algunos casos 
certificarlos para que cumplan con las normas oficiales; y su posible capacidad 
como micronutrientes, son algunas de las características que deben 
considerarse para el uso de los pigmentos (Dergal, 2006). 
 
 
 14 
1.2 Los carotenoides 
Los carotenoides son compuestos naturales presentes en diversas estructuras 
de plantas y en gran variedad de animales, algas, hongos y bacterias. Estos 
pigmentos son responsables del color de flores y frutos (para favorecer la 
polinización y dispersión de semillas), o de estructuras animales como las 
plumas y picos de algunos pájaros, el exoesqueleto de crustáceos y el músculo 
o la piel de algunos peces (Melendez et al., 2007), estos colores van desde el 
amarillo hasta el rojo intenso 
En las cianobacterias, tienen dos importantes funciones: sirven como 
pigmentos detectores de luz en la fotosíntesis y como protección contra daño 
foto oxidativo (Liang et al., 2006). El nombre genérico deriva de la zanahoria, 
Daucus carota, ya que fue de esta hortaliza de donde se aislaron por primera 
vez (Dergal, 2006). 
 
1.2.1 Estructura química de los carotenoides 
Los carotenoides son tetra terpenos constituidos por múltiples unidades de 
isopreno con un anillo de ciclo hexano sustituido e insaturado en cada uno de 
los extremos. El isopreno es un hidrocarburo insaturado de cinco carbonos, con 
dobles enlaces en resonancia y configuración trans (Figura 1). 
 
 
Figura 1. Estructura química del isopreno (biomodel.uah) 
Se polimeriza fácilmente formando terpenos de estructura lineal o cíclica y 2-6 
subunidades de isopreno; carotenos con ocho subunidades de isopreno y 
esteroides de estructura cíclica (Rivera, 2006). 
https://www.google.com.mx/url?sa=i&rct=j&q=&esrc=s&source=images&cd=&cad=rja&uact=8&ved=0ahUKEwjC6Lv8lLbPAhUM0h4KHWJcA70QjRwIBw&url=http://bio2bachilleratohernandezcuellar.blogspot.com/2012/10/tema-3.html&psig=AFQjCNGqPdJn17HevYH5TjbA21JzefBqSg&ust=1475292969047467
 15 
1.2.2 Características y clasificación de los carotenoides 
La característica distintiva en los carotenoides es el sistema de dobles enlaces 
conjugados, denominado cadena polienica. Esta parte de la molécula conocida 
como cromóforo es responsable de la capacidad de los carotenoides de 
absorber luz en la región visible y, en consecuencia, de su gran capacidad de 
coloración que van del amarillo a rojo (Rodríguez, 1999). 
Son moléculas lipofilicas, con nula solubilidad en agua, la mayoría son estables 
a alcalis. Por su instauración son sensibles al oxígeno, metales, ácidos, 
peróxidos, calor, luz y a las lipoxigenasas (Begoña et al., 2001). 
La mayoría de los carotenoides absorben fotones en la región azul del espectro 
luminoso (400 a 500 nm), y muestran una coloración amarilla. Una excepción 
es el pigmento primario rojo del tomate, llamado licopeno (USDA y NSF, 2011). 
Los carotenoides se dividen en dos grupos: los carotenos, que son 
hidrocarburos y las xantofilas, sus derivados oxigenados. En la figura 2 se 
puede observar la estructura quimica de los principales carotenoides. 
Los carotenos son muy solubles en éter de petróleo y poco solubles en etanol; 
entre estos destacan los α, β y γ-carotenos y el licopeno. 
Las xantofilas pueden presentarse como ácidos, aldehídos o alcoholes y son 
solubles en etanol, metanol y éter de petróleo; ejemplo de estos compuestos 
son la fucoxantina, la luteína y la violaxantina. 
En ambos casos, carotenos y xantofilas, la estructura consiste en ocho 
unidades de isopreno unidas de tal forma que el arreglo de isoprenoides es 
reversible desde el centro de la molécula (Dergal, 2006). 
 16 
 
Figura 2. Estructura química de carotenoides (Melendez et al., 2004) 
La gran mayoría de los carotenoides en la naturaleza son compuestos trans; 
existen en forma libre disueltos en la fracción lipídica del tejido vegetal o 
animal, formando complejos con proteínas, unidos a carbohidratos como la 
gentiobiosa por medio de un enlace glucosídico, o como esteres de ácidos 
grasos; la asociación con proteínas los hace más estables e incluso les cambia 
el color que tienen de manera individual. 
 17 
En términos generales, en la naturaleza, la cantidad de xantofilas es mayor a la 
de carotenos; aunque el β- caroteno es, tal vez, el carotenoide de mayor 
importancia en la tecnología de alimentos. 
Este tiene dos grupos cíclicos de ionona unidos a través de una cadena 
intermedia isoprenoide con nueve enlaces dobles conjugados que contribuyen 
a la estabilidad y al color; la apertura de los anillos o el aumento de la 
conjugación produce un cambio hacia el rojo, mientras que la epoxidación o la 
pérdida de dicha conjugación cambia hacia los amarillos. 
Los carotenoides están presentes en todos los tejidos fotosintéticos, junto con 
las clorofilas, así como en tejidos vegetales no fotosintéticos, como 
componentes de cromoplastos, que pueden ser considerados como 
cloroplastos degenerados. Los carotenoides siempre acompañan a la clorofila 
en una relación de tres a cuatro partes de clorofila por una parte de 
carotenoide. Estos pigmentos se encuentran en frutas y vegetales amarillos y 
en los cloroplastos de tejidos verdes, donde están enmascarados por la 
clorofilahasta que el tejido envejece. El contenido en carotenoides de las frutas 
aumenta durante la maduración, si bien parte de la intensificación del color se 
debe a la pérdida de clorofila (Melendez et al., 2004). 
1.2.3 Deterioro de los carotenoides 
La causa principal del deterioro en los carotenoides es la oxidación, que es 
mayor cuando se pierde la integridad celular. El alto grado de insaturación los 
hace fácilmente oxidables, siendo especialmente sensibles a la luz, calor y 
oxígeno (Mínguez, 1997). Otros factores físicos y químicos que se sabe 
degradan otros carotenoides, son temperaturas elevadas, exposición a la luz, al 
oxígeno y pH extremos. 
1.2.4 Distribución de los carotenoides 
Los pigmentos carotenoides están ampliamente distribuidos entre los seres 
vivos. Es en los vegetales (Cuadro 2) donde se encuentran en mayor 
concentración y variedad, aunque también se encuentran en bacterias, algas y 
hongos, así como en animales, si bien éstos no pueden sintetizarlos. Se estima 
que en la naturaleza se producen anualmente más de 100.000.000 de 
toneladas de carotenoides. La mayor parte de esta cantidad se encuentra en 
 18 
forma de fucoxantina (en diversas algas) y en los tres principales carotenoides 
de las hojas verdes: luteína, violaxantina y neoxantina. En algunas especies, 
como Lactuca sativa, la lactucaxantina es el pigmento mayoritario. 
La distribución de carotenoides entre los distintos grupos de plantas no 
presenta un patrón único. En las verduras el contenido en carotenoides sigue el 
modelo general de los cloroplastos de todas las plantas superiores siendo de 
mayor a menor cantidad la luteína, β-caroteno, violaxantina, neoxantina, 
zeaxantina, β-criptoxantina y anteraxantina (Dergal, 2006). 
Cuadro 2. Distribución de carotenoides en diversos alimentos 
Alimento Carotenoides mayoritarios 
Zanahoria (Daucus carota) α - y β-caroteno 
Naranja (Citrus sinensis) Violaxantina, β-criptoxantina, 
luteína,zeaxantina 
Mango (Mangifera indica) Violaxantina, β-caroteno 
Tomate (Lycopersicum esculentum) Licopeno 
Pimiento rojo (Capsicum anuum) Capsantina, capsorrubina 
Melocotón (Prunus persica) β-criptoxantina, luteína 
Papaya (Carica papaya) β-criptoxantina, β-caroteno 
Guayaba (Psidium guajava) Licopeno, β-caroteno 
Ciruela (Spondias lutea) β-criptoxantina 
Salmón (Salmo spp), crustáceos, 
micro algas y levaduras 
Astaxantina 
Crustáceos Cantaxantina 
Azafrán (Crocus sativus) Crocentína 
(Melendez et al., 2004);(Carranco, 2011) 
 19 
1.2.5 Síntesis de los carotenoides 
De manera general, se han hecho extensos estudios acerca de la síntesis de 
los carotenoides (Liang et al., 2006), así como aspectos generales de su 
estructura química, biología molecular y evolución de las enzimas involucradas 
en su síntesis (Armstrong, 1997, Liang et al., 2006; Phadwal, 2005). El 
conocimiento sobre cada una de las reacciones enzimáticas implicadas en la 
biosíntesis de carotenoides ha sido esencial en el desarrollo de diferentes 
aproximaciones biotecnológicas para modificar el contenido de pigmentos en 
organismos bacterianos y vegetales (Dergal, 2006). 
La ruta metabólica parcial de la producción de carotenoides, se muestra en la 
Figura 3. 
 
Figura 3. Ruta metabólica parcial de la síntesis de carotenoides en 
cianobacterias. 
 20 
1.2.6 Obtención de los carotenoides 
En la actualidad, una alta proporción de carotenoides se obtiene 
sintéticamente, ya que resulta más económico; sin embargo, debido a las 
restricciones legislativas, cada vez se emplean más los de origen natural. 
Debido a que los carotenoides son solubles en lípidos o en solventes como el 
hexano o éter de petróleo se obtienen por métodos de extracción; casi todos 
son estables a álcalis, por tanto, pueden purificarse por saponificación, para 
liberar la fracción pigmentable de otras fracciones como proteínas o 
carbohidratos. 
Se han aislado y purificado cerca de 600 carotenoides; entre los principales 
están fucoxantinas(algas), luteína (cempasúchil), violaxantina y neoxantina 
(hojas verdes), β-caroteno (zanahorias), zeaxantina (maíz), licopeno (tomate), 
capsantina (pimiento), criptoxantina (naranja y maíz), bixina (achiote), 
astaxantina (crustáceos). En la actualidad, entre los carotenoides de uso 
comercial se tienen principalmente los α y β caroteno, licopeno, luteína, 
zeaxantina, astaxantina, cantaxantina, capsantina y bixina. 
La astaxantina se obtiene de residuos de crustáceos; primero se estabilizan al 
promover un ambiente reductor, y posteriormente se extrae con solventes, 
mientras que varios carotenoides se extraen por medio de solventes, a partir 
del Terminalia catappa, un árbol ampliamente distribuido en el trópico húmedo. 
La producción de pigmentos por vía microbiana es una tecnología promisora. 
Se ha ensayado la producción a través de una gran diversidad de cepas de 
hongos, levaduras, bacterias y microalgas. El contenido de carotenos en 
algunos géneros de microalgas ha llegado hasta 800 µg/g de peso seco con 
Euglena gracilis, de 0.18 mg de xantofilas/g con Chlorella vulgaris, y de hasta 
9 % del peso seco de Dunaleilla salina, cantidades muy competitivas con otras 
formas de producción industrial de carotenoides. Algunas levaduras y hongos 
se reportan como productores de carotenoides, entre estos Rhodotorula flava, 
R. gracilis y R. sannieli producen β-caroteno, pero con bajos rendimientos. 
Las bacterias son más prometedoras como fuentes de carotenoides, como es 
el caso de algunas cepas de Flavobacterium. Los carotenoides metoxilados 
son particulares de ciertas bacterias fotosintéticas como Athiorhodaceae y 
 21 
Thiorhodaceae ssp. Por medio de flavobacterias marinas se ha producido un 
pigmento similar a zaexantina hasta en concentraciones de 190 µg/mL (Dergal, 
2006). 
1.2.7 Importancia de los carotenoides en la dieta 
1.2.7.1 Actividad de los carotenoides como provitamina A 
Además de la contribución de los carotenoides al color atractivo de las frutas y 
verduras, destaca, por su importancia a nivel fisiológico y dietético, la propiedad 
de algunos de ellos de tener actividad como provitamina A (Isler, 1971; 
Simpson, 1983). 
La vitamina A es esencial para la visión nocturna y necesaria para mantener 
sanos la piel y los tejidos superficiales. Puede aportarse como tal vitamina, 
llamada retinol, como algunos análogos menos activos, o como sus 
precursores, los carotenoides. El retinol es un alcohol cíclico, insaturado, de 
veinte átomos de carbono, compuesto por un núcleo de b-ionona y una cadena 
lateral insaturada. En la molécula de retinol (Figura 4) existen cinco dobles 
enlaces conjugados, incluido el doble enlace del anillo de β-ionona que está 
conjugado con los de la cadena lateral. 
 
Figura 4. Estructura del retinol (Meléndez et al., 2004) 
 
No todos los carotenoides son precursores de la vitamina A, por lo que 
podemos dividirlos en dos grandes grupos: provitamínicos y no provitamínicos. 
El número de carotenoides precursores de vitamina A oscila entre 50 y 60, 
destacando los carotenos (α-β-y γ-caroteno) y algunas xantofilas (β-
criptoxantina) . 
La capacidad de los carotenos para actuar como provitamina A depende de la 
conversión en retinol por los animales, así como de la presencia de β-ionona. 
 22 
Los carotenos que contienen como mínimo un anillo de β-ionona pueden 
convertirse en retinol en los animales. De esta forma, el carotenoide más 
importante al respecto es el β-caroteno, que contiene dos de estos anillos 
(Figura 2). El α- y el γ-caroteno (Figura 2), sin embargo, no pueden convertirse 
en retinol en los animales con la misma eficacia que el β-caroteno, ya que el 
anillo e del α -caroteno no puede convertirse en el organismo en γ-ionona, y la 
estructura abierta de la cadena del γ-caroteno no puede hacerse cíclica en los 
animales. Es por ello por lo que el α-caroteno y el γ-caroteno se transforman en 
retinol con la mitadde eficiencia que el β-caroteno. La actividad biológica del 
anillo de β-ionona en los carotenos cesa por la introducción de un grupo 
hidroxilo. La β-criptoxantina (Figura 2), con un anillo de β-ionona sustituído por 
un hidroxilo y el otro intacto, tiene la misma actividad provitamínica A que α- 
y γ-caroteno. La zeaxantina (Figura 2) tiene dos anillos de β-ionona 
hidroxilados, por lo que no actúa como provitamina A (Melendez et al., 2004). 
Por otra parte, desde hace tiempo se viene postulando que los carotenoides 
actúan como potenciadores positivos de la respuesta inmune. En este sentido, 
parece ser que elevadas dosis de β-caroteno aumentan el ratio entre los 
linfocitos CD4 y CD8, que es muy bajo en enfermos de VIH (Melendez et al., 
2004). 
1.2.7.2 Actividad antioxidante de los carotenoides 
Desde el punto de vista nutricional, se puede definir un antioxidante como 
aquella sustancia presente en los alimentos que disminuye significantemente 
los efectos adversos de especies reactivas como las del oxígeno y el nitrógeno, 
en condiciones fisiológicas normales en humanos (Food and Nutrition Board, 
2000). 
Los carotenoides son nutrientes que actúan como antioxidantes y como 
secuestradores de radicales libres. Los antioxidantes son compuestos que 
luchan con los radicales libres y ha sido demostrado que inhiben la oxidación 
del DNA, lo cual produce algunos canceres. 
Los antioxidantes protegen a las células de los radicales libres. Los efectos 
degenerativos de los radicales libres no están limitados al cáncer, ellos también 
 23 
pueden causar bloqueos en las arterias, degradación del sistema nervioso y 
envejecimiento (Yeung, 2001). 
Los carotenoides tienen la capacidad de inactivar algunas especies de 
moléculas en estado de excitación electrónica principalmente las debidas a 
reacciones fotosensibles. Como se sabe, la luz puede convertir moléculas a 
una forma electrónicamente excitada de vida corta, pero que pueden 
interactuar con otras de su misma especie para formar una molécula estable. 
Esta última es la que puede reaccionar con una gran variedad de moléculas 
para iniciar las reacciones fotoquímicas (Rodriguez, 1999). 
En algunas circunstancias se pueden iniciar dos tipos de reacciones:1) 
reaccionar con varias moléculas y generar ERON que pueden dar lugar a 
reacciones diversas y dañar a las células; y 2) reaccionar directamente con el 
oxígeno y formar una molécula de oxígeno singulete (1O2). Esta molécula es 
extremadamente reactiva capaz de iniciar la peroxidación de lípidos al 
reaccionar con ácidos grasos saturados, de inactivar proteínas y enzimas al 
reaccionar con aminoácidos como metionina, histidina, triptófano o tirosina o 
bien de oxidar residuos de guanina en el ADN o ARN. Se ha demostrado que 
los carotenoides son muy efectivos para la inactivación de (1O2); de esta 
manera los éstos pueden atrapar catalíticamente el (1O2) y evitar el daño 
fotoxidativo iniciado por esta molécula reactiva (Sánchez et al.,1999 ; Young, 
2001). 
1.2.8 Niveles de ingesta y recomendaciones 
La actividad provitamínica A de algunos carotenoides, como α-caroteno, β-
caroteno y β-criptoxantina, está ampliamente demostrada, como ya se ha 
comentado con anterioridad, por lo que en la ingesta recomendada de vitamina 
A se consideran estos carotenoides provitamínicos. 
Esta ingesta recomendada está expresada como equivalentes de retinol (ER) 
(1 equivalente de retinol = 1 µg de retinol = 12 µg de β-caroteno = 24 µg de α -
caroteno = 24 µg de β-criptoxantina). Se ha estimado que el consumo medio de 
vitamina A oscila entre los 744 y 811 equivalentes de retinol por día en los 
hombres y los 530 y 716 equivalentes de retinol por día en las mujeres. 
Considerando equivalentes de retinol, se estima que aproximadamente un 26% 
 24 
y un 34 % de la vitamina A consumida por hombres y mujeres, 
respectivamente, es proporcionada por los carotenoides provitamínicos 
(Melendez et al., 2004). 
Por otro lado, las observaciones epidemiológicas parecen indicar que el 
consumo de alimentos ricos en carotenoides está relacionado con un menor 
riesgo de padecer enfermedades crónicas. Sin embargo, estas evidencias no 
son suficientes para establecer requerimientos para estos compuestos, ya que 
los efectos observados podrían deberse a otros compuestos presentes en 
alimentos ricos en carotenoides. No obstante, se recomienda aumentar el 
consumo de frutas y vegetales ricos en estos pigmentos (Food and Nutrition 
Board, 2000). 
1.3 Cianobacterias 
Las cianobacterias son un grupo de eubacterias cuya edad se ha determinado 
mediante fósiles y evidencia molecular, de un poco más de 3.5 billones de años 
(Liang et al., 2006) además de ser posiblemente las formas vivas más viejas y 
exitosas en la Tierra (Grewe y Pulz, 2012). Estos microorganismos junto con 
las proclorofitos son los únicos grupos de células procariotas que comparte el 
uso del fotosistema I y II y por lo tanto la habilidad para llevar a cabo la 
fotosíntesis oxigénica con todos los organismos fotosintéticos (Cohen y 
Gurevitz, 2006). 
Anteriormente se conocían como algas verdes-azuladas por el color verde-
azulado o algunas veces rojo, pardo o negro, también conocidos como 
cianofitos y se caracterizan por los siguientes aspectos: 
 Dominio: Bacteria 
 Phylum 3: Cianobacterias y proclorofitos 
 Fundamentalmente autótrofos 
 Constituidos por elementos idénticos aislados (unicelulares) o en 
cenobios filamentosos, planos o globulares 
 Se encuentran en medios húmedos o acuáticos con una gran 
adaptabilidad 
 25 
 Tamaño desde por 1 µm hasta varios micrométros (Llamazares, 2013) 
 Poseen la habilidad de sintetizar clorofila a y típicamente usan el agua 
como donador de electrones durante la fotosíntesis. 
 Son capaces de realizar la fotosíntesis anoxigénica usando sulfuro de 
hidrógeno en vez del agua (Mühling, 2000). 
 Se encuentran generalmente en ambientes iluminados. 
 En la mayoría de los casos, producen el pigmento ficobilínico. La 
ficocianina es el compuesto que le confiere el color azulado cuando 
presenta una alta concentración; otras producen un pigmento rojo 
llamado ficoeritrina y en otros casos no generan ninguno de estos pero 
si otros pigmentos accesorios (Whitton, 2012). 
 
1.4 Historia de Arthrospira maxima 
Se tiene conocimiento que la cianobacteria Arthrospira maxima (A. maxima) se 
ha usado desde tiempos remotos por los antiguos habitantes de la actual 
Ciudad de México donde ellos lograron mantener sana a una numerosa 
población a través no sólo por una ingesta balanceada de alimentos, sino 
también por consumir este organismo. Se recolectaba de lagos salobres como 
el lago de Texcoco. 
En cierta época del año, los mexicas recolectaban un “barro” de color azul 
hasta llenar por completo sus canoas. Luego, lo ponían a secar al sol y una vez 
el material seco, formaban pequeñas tortas y las colocaban sobre hierbas 
frescas. Estas tortas tenían un sabor a queso y un cierto olor a barro y las 
comían en pequeñas cantidades con tortillas, utilizándolas además para 
condimentar el maíz en lugar de emplear sal. 
También se ha reportado el consumo de Arthrospira platensis en la región de 
lago de Chad, situada en la frontera entre Chad, Níger, Nigeria y Camerún en 
África donde también se vende como galletas. Su consumo, según lo estudiado 
provee una gran cantidad de nutrientes (macros y micros) como son 
aminoácidos, proteínas, carbohidratos, ácidos grasos omega, vitaminas, 
 26 
minerales y otros que confieren propiedades que promueven la salud. (Ramírez 
et al., 2006). 
Arthrospira platensis se encuentra en África, Asia y Sudamérica, mientras que 
Arthrospira maxima es exclusiva de América Central y Arthrospira pacifica es 
endémica de Hawaii. 
1.5 Arthrospira maxima 
Esta cianobacteria se desarrolla en cuerpos de agua poco profundos que 
están situados sobre depósitos de bicarbonatode sodio, con un pH alcalino y 
una salinidad elevada. 
Recientes estudios han mostrado que el género Arthrospira es distinto a las 
demás cianobacterias oscilatorias y sobretodo, distinto a Spiriluna con quien se 
le confunde habitualmente, aunque esta última es un alga y no una 
cianobacteria. Aparte de esta diferencia en género, A. maxima puede 
distinguirse por su morfología de tricomas helicoidal (apéndices epidérmicos 
con diversa forma, estructura y función) (Mühling, 2000). 
1.5.1 Metabolismo de Arthrospira maxima 
1.5.1.1 Fotosíntesis 
La fotosíntesis es el proceso para la captación de energía luminosa para la 
síntesis de ATP (Nelson et al., 2009), esta puede ser tanto productora de 
oxígeno así como anoxigénica y es realizada tanto por plantas como por 
bacterias pero no lo realizan de la misma forma: para las plantas verdes 
depende de la actuación conjunta de dos complejos fotosensibles unidos a la 
membrana de los cloroplastos o las vesículas con los fotosistemas (Berg et al., 
2008). 
Haciendo referencia a como realizan la fotosíntesis las plantas ésta se lleva en 
dos pasos; en el fotosistema II se genera ATP y en el primer fotosistema se 
genera NADPH que son moléculas de alto valor energético (Figura 5). 
Así como las plantas y las bacterias verdes, las cianobacterias llevan a cabo la 
fotosíntesis cíclica, es decir, que poseen ambos fotosistemas. La energía de 
cada fotón se transfiere de molécula a molécula hasta que llegan al centro de 
reacción, donde impulsa a un electrón para que salga la molécula de clorofila. 
 27 
Posteriormente de estas reacciones, se lleva a cabo la fase oscura (porque no 
involucra el uso de luz como fuente de energía) de la fotosíntesis conocida 
como el Ciclo de Calvin donde con las moléculas de alta energía obtenidas en 
la fase luminosa se incorpora CO2 atmosférico, creando así precursores para 
otras rutas metabólicas como la glicólisis. 
 
Figura 5. Fotosistema I y II (fotoquest) 
1.5.1.2 Fijación del carbono 
La glicólisis es una vía catabólica del citoplasma que existe en casi todos los 
organismos, sean aerobios o anaerobios. A pesar de que este mecanismo se 
divide en dos etapas con un total de diez reacciones entre ambas; la glicólisis 
se resume en la división de una molécula de glucosa transformándola en dos 
de piruvato y además de esto, también se forman moléculas de alta energía 
que pueden ser aprovechadas en otras funciones de la célula (Koolman, 2004). 
El piruvato creado se incorporara al ciclo de Krebs, pero para esto se 
transforma en acetil coenzima A por medio de la reacción de un conjunto de 
tres enzimas y cinco coenzimas conocidas como el completo enzimático de la 
piruvato deshidrogenasa (Mathews et al., 2002). 
 28 
1.5.2 Composicion y propiedades de Arthrospira maxima 
La importancia de A. maxima, radica en la gran cantidad de nutrientes (macros 
y micros) que contiene, algunos de los cuales no pueden ser sintetizados por el 
organismo humano, así como también algunas de sus propiedades, tales como 
aumentar los niveles de energía, reducir el estrés premenstrual, incrementar el 
rendimiento en los atletas, mejorar el apetito y ofrecer protección como 
antioxidante. Al ser rica en aminoácidos, proteínas, carbohidratos, ácidos 
grasos omega, vitaminas, minerales y otros nutrientes, es muy importante su 
uso como suplemento alimenticio, ya sea en polvo, encapsulado, en tabletas, 
pastas para sopas, salsas, barras de cereales, bebidas de frutas u otros. 
Varias de las propiedades que posee se deben a algunos de sus 
constituyentes, en especial, los ácidos grasos omega 3 y 6, el beta-caroteno, el 
alfa-tocoferol, la ficocianina, compuestos fenólicos y un compuesto últimamente 
descubierto, denominado Ca-Spirulan (Ca-SP) que posee actividad antiviral 
(Ramirez et al., 2006). 
Su contenido en lípidos oscila entre 6 y 13 %, siendo a la mitad de ellos ácidos 
grasos. El principal de ellos es el g-linoleico (GLA) por tratarse de un ácido 
graso saturado, esencial, que rara vez se encuentra presente en la dieta diaria 
humana. Entre las fuentes donde se puede encontrar este ácido, A. maxima es 
la que lo contiene en mayor concentración. El GLA reduce en cierta medida la 
cantidad de colesterol en sangre por lo que representa una alternativa en el 
manejo de enfermedades cardiovasculares. Por otro lado, el alto contenido en 
proteínas de A. máxima, además de aportar numerosos aminoácidos 
esenciales, muestra una estructura muy similar a la yema de huevo, siendo de 
fácil digestión y metabolizacion, ayudando en este caso al tratamiento de la 
desnutrición. 
Algunos estudios desarrollados demostraron que A. máxima, posee también 
efectos de inmuno-regulación, actúa como antioxidante, anticancerígeno, 
antiviral, antitóxico, contra la hiperlipidemia y la hiperglicemia y por ello se la 
considera como un promotor de la salud o nutracéutico. Estas propiedades son 
consecuencia del alto contenido en ácidos grasos omega, varios pigmentos 
naturales y otros factores positivos (Belay ,2002). 
 29 
2 ANTECEDENTES 
 
2.1 Carotenoides en el género Arthrospira 
O’Sullivan et al. (2011) determinaron el tipo de carotenoides de suplementos 
alimenticios elaborados a partir de la biomasa de microalgas y Arthrospira 
platensis, encontrando al carotenoide zeaxantina (12 268 ng/g) en mayor 
proporción a otros carotenoides (fucoxantina,α y β caroteno, β-criptoxantina, 
aloxantina, luteína, astaxantina) y trazas de neoxantina y violaxantina (58 y 32 
ng/g, respectivamente. 
 
2.2 Efecto de la producción de carotenoides en el género Arthrospira y 
en otros microorganismos fotosintéticos. 
Sujatha y Nagarajan (2013) ensayaron diferentes condiciones de cultivo de 
Arthrospira platensis, sometiéndola a estrés salino y bajas concentraciones de 
nitrógeno. Éstas condiciones propiciaron una disminución de la producción de 
la biomasa de A. platensis. No obstante, a tales condiciones, se incrementó la 
producción de β-caroteno por su efecto protector, como consecuencia de una 
mayor prevalencia de radicales libres y para promover el crecimeinto celular. 
 
Existen dos antecedentes de éxito de la producción de β-caroteno usando 
microalgas usando Dunaliella o astaxantina con Hemaetococcus (Dufossé et 
al., 2005). 
 
 
 
 
 
 
 30 
3 JUSTIFICACIÓN 
 
En los últimos años la industria química ha buscado el desarrollo de procesos 
más sustentables que permitan la generación de productos a partir de fuentes 
renovables. Diversos colorantes son producidos por síntesis química y otros 
extraídos de fuentes naturales como frutas y plantas. No obstante, existe una 
tendencia en el desuso de pigmentos sintéticos derivados del petróleo por 
alternativas naturales. 
El empleo de Arthrospira maxima para la obtención de carotenoides podría ser 
una opción rentable, ya que se emplean materias primas de bajo costo como 
dióxido de carbono (CO2), bicarbonato de sodio (NaHCO3) y sales minerales; 
además con la posibilidad de extraer simultáneamente otros metabolitos de 
interés industrial. Por tales motivos es necesario caracterizar la producción y 
extracción de carotenoides en Arthrospira maxima. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 31 
4 OBJETIVOS 
 
4.1 Objetivo general 
 
Caracterizar la producción de carotenoides a partir de la biomasa de 
Arthrospira maxima, cultivada en un fotobiorreactor por lote en diferentes 
composiciones de medio de cultivo. 
 
4.2 Objetivos específicos 
 
 Identificar los carotenoides producidos por Arthrospira maxima. 
 Estudiar el crecimiento de Arthrospira maxima y la producción de 
carotenoides en un cultivo por lote con diferentes composiciones del 
medio de cultivo. 
 Valorar el efecto de las condiciones ensayadas sobre la producción de 
carotenoides en Arthrospira maxima. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 32 
5 MATERIALES Y METODOS 
 
La secuencia general del trabajo experimental semuestra en la Figura 6. El 
detalle de cada etapa del trabajo experimental, se describe en las 
subsecuentes secciones. 
 
Figura 6. Diagrama general de desarrollo experimental 
 
5.1 Obtención de biomasa 
La cepa utilizada fue Arthrospira maxima, aislada del Lago de Texcoco, Estado 
de México que se encuentra depositada en el cepario de cianobacterias del 
laboratorio de Fisiología Vegetal, en la Escuela Nacional de Ciencias 
Biológicas. 
Acondicionamiento del 
fotobiorreactor por lote 
Preparación del medio de 
cultivo 
Inoculación de 
 A. maxima 
Crecimiento celular 
Determinación de biomasa, 
pH y bicarbonato consumido 
Extracción e identificación 
de carotenoides 
Cuantificación de 
carotenoides 
 33 
5.2 Propagación de células de A. maxima 
En condiciones asépticas, se colocaron 50 mL de medio fresco Zarrouk en un 
matraz Erlenmeyer y se inoculo biomasa de A. maxima en el mismo. El matraz 
se mantuvo en aireación para proveer agitación del medio e iluminación 
constante con un foco fluorescente Phillips (110-127V AC, 13 W, luz fría) en 
una incubadora cerrada. En caso de formarse agregados celulares, se 
incrementó el burbujeo para favorecer la homogenización del medio. 
5.3 Preparación del medio de cultivo 
El medio de cultivo utilizado fue el medio Zarrouk (1966). El medio se preparó 
al momento de ser utilizado, disolviendo sus componentes en agua destilada. 
En los cuadros 3 y 4 se muestran las composiciones del medio Zarrouk y de la 
solución de micronutrientes para el cultivo A. maxima. 
Cuadro 3. Medio Zarrouk (1966) 
Compuesto g/L Compuesto g/L 
NaHCO3 16 MgSO4 7H2O 0.2 
K2HPO4 0.5 CaCl2 0.04 
NaNO3 2.5 FeSO4 7H2O 0.01 
K2SO4 1.0 EDTA 0.08 
NaCl 1.0 Solución de 
micronutrientes 
1.0 mL 
 
 
 
 
 
 34 
Cuadro 4. Composición de la solución de micronutrientes 
Compuesto g/L 
H3BO3 2.86 
MnCl2 4H2O 1.81 
ZnSO4 7H2O 0.222 
Na2MoO4 2H2O 0.39 
CuSO4 5H2O 0.79 
Ca(NO3) 6H2O 0.0494 
 
Los medios de cultivo para probar el efecto de la disminución o exceso de las 
fuentes de carbono o nitrógeno, están basadas en el medio Zarrouk. Las 
variaciones de concentración serán referidas al contenido de NaHCO3 y NaNO3 
las cuales se muestran en el cuadro 5. 
Cuadro 5.Variación del contenido de NaHCO3 y NaNO3 de los diferentes 
medios con respecto al medio Zarrouk 
Medio Compuesto g/L 
1 NaHCO3 4.000 
NaNO3 2.500 
2 NaHCO3 24.000 
NaNO3 3.750 
3 NaHCO3 16.000 
NaNO3 0.625 
4 NaHCO3 24.000 
NaNO3 0.625 
5 NaHCO3 0.000 
Aire 1 L/min 
 
 35 
5.4 Preparación del medio de cultivo por lote 
Se empleó un fotobiorreactor de múltiples tubos el cual se colocó en un espacio 
aislado de otras fuentes de luz ajenas al sistema y se agregaron 300 mL de 
medio fresco Zarrouk así como los medios modificados. 
5.5 Inoculación de A. maxima 
Se inoculo el fotobiorreactor con 30 mL del inóculo de A. maxima preparado 
anteriormente a temperatura ambiente en condiciones asépticas. 
Posteriormente se encendió la lámpara fluorescente y la bomba para el 
suministro de aire. 
5.6 Determinación de biomasa por densidad óptica 
Se tomó 1 mL de muestra del fotobiorreactor cada 24 horas, y se agregó agua 
destilada para diluir según lo necesario y se midió la absorbancia de la muestra 
a 600 nm, con un espectrofotómetro Spectronic 20D. 
5.7 Determinación de pH 
Se tomaron 10 mL de muestra cada 24 horas y se colocaron en un vaso de 
precipitados, con ayuda de un potenciómetro de la marca Hanna se midió el pH 
agitando la muestra. 
5.8 Determinación de bicarbonatos 
Se tomaron 10 mL del fotobiorreactor cada 24 horas y se centrifugo 15 minutos 
a 300 rpm, se separó el sobrenadante y se tomó una alícuota de 5 mL, se 
colocó en un matraz Erlenmeyer y se adicionaron 50 mL de agua destilada. Se 
agregaron gotas de fenolftaleína como indicador, posteriormente se comenzó 
con la titulación empleando ácido clorhídrico 0.1 N hasta que el color rosado 
desapareciera. Inmediatamente se agregaron gotas de azul de bromofenol 
como un segundo indicador y se prosiguió con la titulación hasta la aparición de 
un color verde. Se calculó la concentración de Bicarbonato residual según lo 
descrito por Martínez (2016). 
5.9 Extracción de carotenoides 
Se tomó una muestra de 10 mL, a la cual se agregaron 50 mL de acetona. Se 
agitó para extraer los pigmentos con ayuda de perlas de vidrio, se separó la 
mezcla de pigmentos-acetona, posteriormente se realizaron subsecuentes 
 36 
extracciones agregando más acetona y repitiendo el procedimiento hasta 
extraer completamente los pigmentos. 
Se llevó al rota evaporador hasta lograr concentrar la solución, se agregaron 15 
mL de hexano y una pequeña cantidad de Na2SO4 anhidro. 
Posteriormente la solución se dejó en contacto con el agente desecante 
durante 15 minutos y se agito ocasionalmente. 
La solución se transfirió a un matraz aforado de 100 mL y se completó hasta el 
aforo con hexano. 
5.10 Identificación y cuantificación de carotenoides 
La identificación se realizó mediante un barrido del espectro de absorción 
UV/visible en un espectrofotómetro Multiskan GO, observando los picos de 
absorción que presentan y se compararon con los reportados en la bibliografía 
(O’Sullivan et al., 2011). 
Para la cuantificación se aplicó la fórmula de la Ley de Lambert- Beer, 
utilizando el coeficiente de absorción correspondiente para cada carotenoide. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 37 
6 RESULTADOS Y DISCUSIONES 
6.1 Curva tipo de biomasa 
Para la medición de biomasa por absorbancia, se realizó una curva tipo de 0 
hasta 1.2 g/L, la longitud de onda utilizada fue a 600 nm (Martínez, 2015). Los 
valores se relacionaron con la biomasa obtenida por peso seco. Estos datos 
fueron tratados mediante regresión lineal donde con ello se obtuvo una 
relación lineal (Figura 7) que puede ser empleada para futuras 
determinaciones. 
 
Figura 7.Curva tipo de absorbancia con respecto a la concentración de 
biomasa (peso seco) 
 
6.2 Determinación de biomasa 
Empleando la ecuación obtenida de la curva tipo (figura 7) obtenemos: 
𝐴 = 0.5484 [𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎] + 0.0168 
[𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎] = 
 
 
 
Con la cual se obtuvieron los diferentes valores de concentración de biomasa. 
En el cuadro 6 se muestran las absorbancias leídas y en el cuadro 7 el cálculo 
de biomasa para cada uno de los diferentes medios. 
 38 
 
Cuadro 6. Datos de absorbancia de la cinética de crecimiento en los diferentes 
medios de cultivo 
 Abs λ=600nm 
Tiempo(h) Zarrouk Medio 1 Medio2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 0.119 0.119 0.119 0.119 0.119 0.119 
24 0.172 0.141 0.163 0.149 0.162 0.132 
48 0.256 0.181 0.262 0.177 0.190 0.175 
72 0.261 0.209 0.241 0.219 0.255 0.170 
96 0.220 0.205 0.245 0.195 0.212 0.110 
120 0.228 0.213 0.262 0.170 0.170 0.098 
144 0.232 0.219 0.280 0.183 0.190 0.100 
168 0.195 0.152 0.180 0.180 0.190 0.101 
 
Cuadro 7. Datos de concentración de biomasa de la cinética de crecimiento en 
los diferentes medios de cultivo 
 
A partir de los datos obtenidos de biomasa se construyeron las curvas de 
crecimiento con respecto al tiempo para observar el comportamiento en los 
diferentes medios. En la figura 8 se observa que en los medios Zarrouk, medio 
1 y medio 2, se presentaron los mayores crecimientos debido a que tenían 
mayor disponibilidad de sustrato, se esperaría que el medio 2 el cual contenía 
mayor contenido de bicarbonatos tuviera el mayor crecimiento, pero como se 
observa en la figura 8 el medio Zarrouk fue el que presento mayor crecimiento 
ya que este medio esta balanceado y contiene los nutrientes necesarios para el 
buen crecimiento del microorganismo por lo que no se vio una diferencia 
 Biomasa (g/L) 
Tiempo(h) Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 0.932 0.932 0.932 0.932 0.932 0.932 
24 1.415 1.132 1.333 1.205 1.324 1.05 
48 2.181 1.497 2.236 1.461 1.579 1.442 
72 3.117 2.453 2.862 1.844 2.172 1.397 
96 3.705 3.432 4.1612.275 2.249 1.19 
120 4.236 3.935 4.918 2.794 2.794 1.481 
144 5.886 4.425 5.759 3.031 3.158 1.517 
168 6.499 4.931 5.952 3.571 3.79 1.842 
 39 
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
4.5
5
5.5
6
6.5
7
0 24 48 72 96 120 144 168
B
io
m
as
a 
(g
/L
) 
Tiempo (h) 
Zarrouk
Medio 1
Medio 2
Medio 3
Medio 4
Medio 5
significativa en el medio 2 el cual tenía mayor contenido de bicarbonatos y 
nitratos. 
También se puede observar que el medio 3 y 4 presentaron un crecimiento 
similar ya que estos medios tenían menor cantidad de nitratos, por lo que el 
crecimiento se vio afectado disminuyendo la cantidad de biomasa generada. 
El medio 5 fue el que presento menor crecimiento ya que este no contaba con 
fuente de carbono la cual son los bicarbonatos, pero a pesar de esto si 
presento crecimiento debido a la capacidad que tiene la cianobacteria de 
utilizar el CO2, nitratos y la luz para crecer. 
 
Figura 8. Curvas de crecimiento celular con respecto al tiempo 
 40 
8.7
8.8
8.9
9
9.1
9.2
9.3
9.4
9.5
9.6
9.7
9.8
9.9
10
10.1
10.2
0 24 48 72 96 120 144 168
p
H
 
Tiempo (h) 
Zarrouk
Medio 1
Medio2
Medio 3
Medio 4
Medio 5
6.3 Determinación de pH 
Se determinó para cada muestra tomada en los diferentes tiempos, obteniendo 
los siguientes datos que se muestran en el cuadro 8. 
Cuadro 8. Datos de pH de los diferentes medios respecto al tiempo 
 pH 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 8.86 8.78 9.21 8.99 9.34 9.7 
24 9.6 9.51 9.42 9.7 9.69 9.44 
48 9.88 9.67 9.77 9.84 9.85 9.3 
72 9.89 9.76 9.83 9.89 9.87 9.33 
96 9.88 9.77 9.89 9.93 9.97 9.31 
120 9.87 9.76 9.92 10.04 10.08 9.33 
144 9.87 9.76 9.99 10.09 10.12 9.49 
168 9.89 9.75 9.96 10.04 10.08 9.48 
 
Con los datos obtenidos del cuadro 8 se obtiene la figura 9, donde podemos 
ver qué medida que va creciendo la cianobacteria, el pH del medio se va 
incrementando, esto es debido a que al consumir el bicarbonato se generan 
carbonatos los cuales alcalinizan el medio, lo cual explica que este tipo de 
bacterias se encuentren en aguas alcalinas, además de que debido a este 
aumento del pH evita el crecimiento de otros microorganismos. 
Figura 9. pH de los diferentes medios respecto al tiempo 
 41 
6.4 Determinación de bicarbonatos residuales 
Se calculó la concentración de bicarbonatos empleando la siguiente ecuación: 
 
[𝑁𝑎𝐻𝐶𝑂3] = 
 
 
 
 
Dónde: 
THCl= Gasto de las dos titulaciones en mililitros de ácido clorhídrico empleados 
GHCl= Gasto en mililitros de ácido clorhídrico empleados para la primera 
titulación 
NHCl= Normalidad del ácido clorhídrico 
PmeqNaHCO3= Peso miliequivalente del bicarbonato de sodio= 0.084
 
 
 
Vmuestra= Volumen de la muestra que se tituló (mL) 
 
Esta ecuación se aplicó para determinar los bicarbonatos residuales de los 
diferentes medios en cada toma de muestra, obteniendo los siguientes datos 
del cuadro 9: 
Cuadro 9. Datos de bicarbonatos residuales en los diferentes medios 
 [HCO3
-] (g/L) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 16.000 4.000 24.000 16.000 24.000 0.000 
24 8.210 3.497 11.312 7.298 8.210 2.281 
48 6.933 3.421 9.579 5.473 7.070 2.281 
72 5.93 3.345 8.818 5.473 6.614 2.281 
96 5.473 3.041 6.842 5.017 6.386 2.281 
120 5.473 2.889 6.842 5.017 5.930 2.281 
144 5.169 2.889 6.69 4.789 5.017 2.053 
168 5.017 2.737 5.473 4.561 4.257 2.053 
 
A partir de estos datos obtenemos la figura 9, donde observamos cómo van 
disminuyendo los bicarbonatos conforme pasa el tiempo, observando que en 
las primeras horas se tiene la mayor velocidad de consumo de sustrato en 
 42 
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0 24 48 72 96 120 144 168
[H
C
O
3
-]
 (
g/
L)
 
 
Tiempo (h) 
Zarrouk
Medio 1
Medio 2
Medio 3
Medio 4
Medio 5
todos los medios y conforme va pasando el tiempo esta velocidad disminuye, 
llegando un momento en el cual el consumo de sustrato no tiene una 
disminución notable. También se puede observar que el medio 5 el cual no 
contenía en un inicio bicarbonatos, al hacer la determinación se obtuvo un 
valor, esto se debe a que fue necesario ajustar el pH del medio antes de la 
inoculación con NaOH 1M, ya que las condiciones óptimas para el crecimiento 
de la cianobacteria es en condiciones alcalinas y al no agregar bicarbonatos el 
pH del medio se encontraba bajo, la presencia de estos bicarbonatos se debe a 
que el NaOH reacciono con el CO2 de la aireación generando carbonatos y 
bicarbonatos, los cuales son los responsables de obtener bicarbonatos 
residuales en este medio. 
 
 
 
Figura 10. Concentración de bicarbonatos residuales respecto al tiempo en los diferentes medios 
 43 
 
6.5 Comparación de biomasa, consumo de sustrato y cambio de pH en 
los diferentes medios de cultivo 
( pH ; NaHCO3; Biomasa) 
 
Figura 11. Cinética de crecimiento, consumo de sustrato, y pH de los medios de cultivo 
 44 
El medio Zarrouk (1966) se ha empleado como estándar para el cultivo de 
microalgas y cianobacterias (Faucher et al., 1979) y del cual se ha reportado un 
crecimiento óptimo. Por tal motivo, se empleó como referencia para comparar 
la relación que existe entre la producción de biomasa, el consumo de sustrato y 
cambio de pH durante la cinética de crecimiento de A. maxima en diferentes 
concentraciones de la fuente de carbono y de nitrógeno, pero conservando la 
concentración de los demás componentes del medio Zarrouk original. 
De acuerdo a lo presentado en la figura 11, se observa que en los medios que 
contienen una mayor concentración de bicarbonato como fuente de carbono, 
existió un mayor crecimiento, debido a una mayor disponibilidad de sustrato. 
De acuerdo a esto, se esperaría que en los medios 2 y 4 (Figura11c y11e 
respectivamente) que contienen mayor concentración de bicarbonato hubiera 
mayor crecimiento, pero fue menor. Esto se podría explicar a la distinta 
proporción de la fuente de carbono respecto a la de nitrógeno (C/N) empleada 
respecto al medio de referencia Zarrouk, aunado a que la composición de la 
bacteria está formada por una gran parte de compuestos nitrogenados. Este 
desbalance en la relación C/N hace que el crecimiento esté limitado por 
nitrógeno. Casos similares de limitación del crecimiento por la fuente de 
nitrógeno se han reportado (Bezerra et al., 2012; Castro et al., 2015). El 
nitrógeno es el segundo elemento más abundante, representando 
aproximadamente el 10% de la célula (Cornet et al., 1998). Es un elemento 
clave para el crecimiento y la reproducción celular, ya que es un componente 
esencial de los ácidos nucleicos y las proteínas. 
El bicarbonato, la principal fuente de carbono, se transporta activamente hacia 
la célula, donde la enzima anhidrasa carbónica presente intracelularmente y/o 
en la membrana periplásmica, promueve la liberación de dióxido de carbono. 
Esto se incorpora en el ciclo de Calvin para producir moléculas orgánicas tales 
como carbohidratos, proteínas y lípidos (Kaplan, 1999). A baja concentración 
extracelular de bicarbonato, las cianobacterias tienen la capacidad de acumular 
bicarbonato intracelular (Cornet et al., 1998) y usar dióxido de carbono como 
fuente de carbono para su metabolismo, esto puede observarse en el medio 1 
que contenía menor cantidad de bicarbonatos y en el medio 5 (Figura 11f) en el 
cual no se agregó bicarbonato. 
 45 
Dentro de las primeras 24 horas se presentó la mayor velocidad de consumo 
de sustrato, observando que el medio Zarrouk (Figura 11a) y el medio 3 (Figura 
11e) presentaron un comportamiento similar debido a que la concentración de 
bicarbonatos era la misma; además, los medios 2 y 4 (Figuras 11c y 11e) 
fueron los que presentaron las más altas velocidades de consumo de sustrato, 
posiblemente por la alta concentración de la fuente de carbono. Se ha 
documentado que en casos de estrés o deficiencia de la fuente de nitrógenola 
célula almacena productos de reserva tales como los polihidroxialcanoatos, 
resultando en un rápido consumo de la fuente de carbono (Jau et al., 2005). 
A pesar de que el medio 2 (Figura 11c) contenía alto contenido de fuente de 
carbono y nitrógeno, no tuvo un aumento significativo en la producción de 
biomasa, ya que presentaba condiciones alcalinas altas las cuales interfirieron 
en la capacidad de la cianobacteria de asimilar los sustratos, por lo que el pH 
se vio en constante aumento observando este efecto inhibitorio sobre la 
producción de biomasa (Binaghi et al., 2003). 
En el medio 4 (Figura 11e), existe una baja producción de biomasa, aunque 
contenga una alta concentración de la fuente de carbono en forma del ion 
bicarbonato. Esto puede explicarse al hecho de que existe una dependencia 
del transporte por antiporte de iones sodio para el mantenimiento de las 
condiciones menos alcalinas dentro de la célula, por lo que un incremento de la 
salinidad afecta las condiciones de crecimiento. Altas concentraciones de ion 
sodio (Vonshak & Tomaselli, 2000) y bajas concentraciones de la fuente de 
nitrógeno (Bezerra et al., 2012) disminuyen el crecimiento celular. 
El pH del medio de cultivo es un factor que afecta significativamente el 
crecimiento del género Arthrospira (Ogbonda et al., 2007). En cuanto a la 
variación de pH, se mantuvo en un rango de entre 9.2 y 10.09 unidades de pH, 
los cuales están en concordancia con lo reportado por la mayoría de los 
autores, quienes indican que el metabolismo de A. maxima, así como el de 
otras especies del género Arthrospira es óptimo a pH entre 9 y 11 (Rafiqul et 
al., 2005; Ogbonda et al., 2007; Ismaiel, El-Ayouty, & Piercey-Normore, 2016), 
lo cual garantiza, además, que los cultivos sean menos contaminados por otros 
 46 
organismos competidores y/o depredadores, tipo microalgas o protozoarios 
(Ciferri, 1983; Sili et al., 2012). 
Para poder consumir el ion bicarbonato, es necesario consumir iones hidrógeno 
del medio de cultivo para convertirlos en ácido carbónico, y por medio de la 
anhidrasa carbónica, convertirlo en dióxido de carbono: 
HCO3
- + H+ H2CO3 
H2CO3 CO2 + H2O 
Con la formación de dióxido de carbono, es posible poder incorporarlo al ciclo 
de Calvin por medio de la enzima ribulosa-5-bisfosfato carboxilasa (Chi, 
O’Fallon, y Chen, 2011). 
Se puede ver que en todos los medios excluyendo el medio 5 (Figura 11) 
desde el inicio de la cinética, el pH fue en aumento en relación al consumo del 
ion bicarbonato. El consumo de protones en el medio de cultivo resulta en un 
aumento de los iones hidroxilo, y como consecuencia, un incremento en el pH 
del medio de cultivo. 
En el medio 5 no se suministró fuente de carbono en forma de bicarbonato de 
sodio, pero si en forma de dióxido de carbono gaseoso a través de la aireación 
de 1 L min-1. No obstante, se puede observar que en estas condiciones 
existió crecimiento por la capacidad que tiene la cianobacteria de fijar el dióxido 
de carbono para su crecimiento. Además, existió la formación del ion 
bicarbonato debido a que el dióxido de carbono al combinarse químicamente 
con el agua, forma ácido carbónico: 
CO2 + H2O H2CO3 
El ácido carbónico es disociado en iones hidrógeno y bicarbonato, éste último 
fácilmente retenido de manera intracelular por la cianobacteria (Chi et al., 
2011). De acuerdo a la evidencia experimental en crecimiento con dióxido de 
carbono gaseoso y bicarbonato se corrobora que A. maxima puede emplear 
tres fuentes de carbono las cuales serían el bicarbonato, dióxido de carbono, y 
posiblemente, ácido carbónico. 
 47 
Se ha reportado que la adición de dióxido de carbono al medio que contiene al 
ion bicarbonato como fuente de carbono principal tiene efecto positivo sobre la 
producción de biomasa; no obstante, a medida que se incrementa el porcentaje 
de dióxido de carbono en volumen suministrado, la velocidad específica de 
crecimiento disminuye (De Morais et al., 2007). 
 
6.6 Identificación de carotenoides 
Se realizó un barrido de los extractos de los medios a los diferentes tiempos 
para identificar la presencia de los carotenoides, en cada medio se presentó un 
comportamiento similar en los barridos, por lo que solamente se presenta el 
barrido del medio Zarrouk a continuación en la figura 12. 
 
 
 
 
 
 
0
0.02
0.04
0.06
0.08
0.1
0.12
0.14
0.16
400 410 420 430 440 450 460 470 480 490 500
A
b
s 
λ (nm) 
0
24
48
72
96
144
168
Figura 12. Espectros de absorción del medio Zarrouk a los diferentes tiempos 
 
 
De acuerdo a los espectros de absorción obtenidos podemos observar, que en 
el rango de 400- 500 nm que es donde la mayoría de los carotenoides 
absorben luz, encontramos picos de máxima absorción por lo que sí existe la 
presencia de dichos carotenoides. 
Para la identificación de los carotenoides presentes, se consultó en la 
bibliografía los valores de los picos de máxima absorción de los diferentes 
carotenoides en el solvente utilizado para el barrido el cual fue hexano, los 
cuales se muestran en el cuadro 10. 
Estos valores se localizaron en los espectros de absorción (figura 12) de los 
diferentes extractos, observando que en dichos espectros estos picos máximos 
de absorción concordaban con los reportados en la bibliografía. 
 
Cuadro 10. Picos de absorción y coeficiente de absorción de diferentes 
carotenoides en hexano 
 
Se identificaron que los carotenoides presentes en la cianobacteria son los 
presentados en el cuadro 10. 
 
 
 
Carotenoide λ1 λ2 λ3 A1% 1cm 
Violaxantina 418 440 470 2250 
Neoxantina 439 2243 
Anteraxantina 420 444 472 2350 
Astaxantina 470 2100 
Luteina 421 445 475 2550 
Zeaxantina 424 449 476 2480 
β-criptoxantina 425 449 476 2460 
β-caroteno 425 449 476 2592 
α-caroteno 421 445 474 2710 
 50 
6.7 Cuantificación de carotenoides 
Para la cuantificación de los carotenoides se utilizó la fórmula de la Ley de 
Lambert Beer, la cual nos dice que la absorbancia de los carotenoides en 
solución es directamente proporcional a su concentración, en donde se incluye 
el coeficiente de absorción (A1%1cm) para cada carotenoide los cuales se 
muestran en el cuadro 10. Esta fórmula se muestra a continuación: 
 
Carotenoides (µg/g)=
 
 
 
 
Abs= Absorbancia en el pico de máxima absorción (λ2) 
Volumen= 100 mL 
A1%1cm= Coeficiente de absorción 
Para obtener el peso de la muestra empleada se calculó la biomasa presente 
en 10 mL, el cual fue el volumen que se empleó para realizar los extractos de 
los diferentes medios, estos datos se muestran a continuación en el cuadro 11. 
Cuadro 11. Datos de biomasa en 10 mL 
 Biomasa (g/10mL) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 0.0093 0.0093 0.0093 0.0093 0.0093 0.0093 
24 0.0142 0.0113 0.0133 0.0121 0.0132 0.0105 
48 0.0218 0.0150 0.0224 0.0146 0.0158 0.0144 
72 0.0312 0.0245 0.0286 0.0184 0.0217 0.0140 
96 0.0371 0.0343 0.0416 0.0228 0.0225 0.0119 
120 0.0424 0.0394 0.0492 0.0279 0.0279 0.0148 
144 0.0589 0.0443 0.0576 0.0303 0.0316 0.0152 
168 0.0650 0.0493 0.0595 0.0357 0.0379 0.0184 
 
Una vez obtenidos los datos del cuadro 11, se procedió al cálculo de los 
carotenoides presentes con la fórmula de Lambert-Beer, de manera individual, 
los cuales se presentan en los siguientes cuadros. 
 51 
Cuadro 12. Carotenoide Violaxantina 
 Violaxantina (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 721.625 721.625 721.625 721.625 721.625 721.625 
24 685.446 1093.412 959.064 789.715 1478.114 1561.905 
48 793.068 1069.630 787.698 1257.230 1108.298 1098.765 
72 957.265 765.533 725.719 1422.705 1183.820 1336.508 
96 604.972 653.061 570.513 1294.347 1424.198 1971.989 
120 666.667 764.805 461.608 498.606 968.538 1705.706 
144 526.693 869.827 581.790 1672.167 1616.034 1640.351 
168 534.017 786.117 603.548 1549.9531484.609 1432.367 
 
Cuadro 13. Carotenoide Neoxantina 
 Neoxantina (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 743.052 743.052 743.052 743.052 743.052 743.052 
24 712.702 1132.333 985.522 858.502 1611.073 1672.930 
48 846.671 1141.329 839.915 1371.084 1202.052 1198.172 
72 1051.705 829.792 776.308 1582.217 1415.566 1468.059 
96 658.533 709.691 623.735 1409.844 1545.549 2142.988 
120 670.850 786.429 485.703 546.503 1054.655 1843.573 
144 572.239 943.995 428.803 1840.710 1774.861 1786.259 
168 577.523 184.482 655.635 1596.002 1511.592 1538.603 
 
Cuadro 14. Carotenoide Anteraxantina 
 Anteraxantina (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 636.010 636.010 636.010 636.010 636.010 636.010 
24 590.351 948.974 847.864 601.372 1150.870 1248.227 
48 630.490 870.922 636.398 964.733 856.450 821.513 
72 713.312 594.008 589.198 1100.833 1060.888 1082.067 
96 462.235 502.450 434.738 948.115 1081.797 1505.453 
120 523.886 683.659 413.423 375.200 719.896 1305.348 
144 404.580 673.359 306.590 1210.589 1167.520 1189.810 
168 415.057 148.461 462.006 1046.546 990.288 1001.388 
 
 
 
 52 
Cuadro 15. Carotenoide Astaxantina 
 Astaxantina (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 609.319 609.319 609.319 609.319 609.319 609.319 
24 516.432 893.384 794.844 495.868 1010.101 1138.322 
48 452.163 771.429 537.840 776.256 708.258 727.513 
72 583.028 499.514 482.850 716.874 853.632 1064.626 
96 382.493 416.493 362.866 797.828 937.566 1360.544 
120 387.466 499.154 334.882 324.287 612.733 1126.126 
144 341.984 563.259 258.763 977.526 938.819 989.975 
168 348.718 116.874 388.155 900.360 855.635 885.093 
 
Cuadro 16. Carotenoide Luteina 
 Luteina (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 577.693 577.693 577.693 577.693 577.693 577.693 
24 535.764 860.663 769.571 534.759 1027.926 1120.448 
48 561.252 784.314 572.479 864.894 769.422 740.741 
72 635.998 531.413 530.646 854.646 858.408 935.574 
96 410.126 447.036 388.386 846.233 972.549 1354.424 
120 422.679 585.249 354.695 330.311 636.728 1163.222 
144 363.527 605.497 277.097 1056.106 1016.381 1024.252 
168 365.611 128.067 407.316 911.737 871.230 907.928 
 
 
Cuadro 17. Carotenoide Zeaxantina 
 Zeaxantina (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 572.320 572.320 572.320 572.320 572.320 572.320 
24 525.329 856.409 767.039 499.867 995.846 1090.630 
48 516.055 766.129 547.235 831.308 740.098 702.845 
72 606.131 511.850 510.377 826.175 602.051 895.737 
96 395.618 431.440 374.147 799.377 924.731 1301.166 
120 455.531 492.263 321.269 315.065 608.452 1111.595 
144 350.512 585.269 265.317 1011.391 973.612 1013.370 
168 356.700 127.593 397.804 939.731 903.268 870.004 
 
 
 53 
Cuadro 18. Carotenoide β-criptoxantina 
 β-criptoxantina (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 576.974 576.974 576.974 576.974 576.974 576.974 
24 529.600 863.371 773.275 503.931 1003.942 1099.497 
48 520.251 772.358 551.684 838.067 746.115 708.559 
72 611.059 516.011 514.526 832.891 606.946 903.020 
96 398.834 434.947 377.189 805.876 932.249 1311.744 
120 459.235 496.265 323.881 317.627 613.399 1120.633 
144 353.362 590.027 267.474 1019.614 981.527 1021.609 
168 359.600 128.630 401.038 947.371 910.612 877.077 
 
 
Cuadro 19. Carotenoide β-caroteno 
 β-caroteno (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 547.591 547.591 547.591 547.591 547.591 547.591 
24 502.630 819.403 733.895 478.268 952.815 1043.504 
48 493.756 733.025 523.589 795.387 708.118 672.475 
72 579.940 489.733 488.323 790.476 576.037 857.033 
96 378.523 412.797 357.980 764.836 884.774 1244.942 
120 435.848 470.992 307.387 301.451 582.161 1063.564 
144 335.366 559.980 253.853 967.689 931.542 969.583 
168 341.287 122.079 380.615 899.125 864.238 832.411 
 
 
Cuadro 20. Carotenoide α-caroteno 
 α-caroteno (µg/g) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 543.586 543.586 543.586 543.586 543.586 543.586 
24 504.132 809.849 724.135 503.187 967.237 1054.296 
48 528.115 738.007 538.679 813.830 723.995 697.007 
72 598.448 500.038 499.316 804.187 807.727 880.337 
96 385.912 420.643 365.456 796.271 915.129 1274.458 
120 397.723 550.696 333.753 310.810 599.135 1094.545 
144 342.065 569.748 260.737 993.753 956.373 963.779 
168 344.025 120.506 383.268 857.908 819.792 854.324 
 
 54 
0
0.002
0.004
0.006
0.008
0.01
0.012
0.014
0.016
0 24 48 72 96 120 144 168
g 
ca
ro
te
n
o
id
e
s/
g 
b
io
m
as
a
 
Tiempo (h) 
Zarrouk
Medio 1
Medio 2
Medio 3
Medio 4
Medio 5
Una vez obtenidos los carotenoides individuales presentes, se procedió a hacer 
la suma para obtener los carotenoides totales, obteniendo el cuadro 21. 
Cuadro 21. Carotenoides totales 
 Carotenoides totales (g carotenoides/g biomasa) 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 0.0055282 0.0055282 0.0055282 0.0055282 0.0055282 0.0055282 
24 0.0051024 0.0082778 0.0073552 0.0052655 0.0101979 0.0110298 
48 0.0053418 0.0076471 0.0055355 0.0085128 0.0075628 0.0073676 
72 0.0063369 0.0052379 0.0051173 0.008931 0.0079651 0.009423 
96 0.0040772 0.0044286 0.003855 0.0084627 0.0096185 0.0134677 
120 0.0044199 0.0053295 0.0033366 0.0095673 0.0098139 0.0115343 
144 0.0035903 0.005961 0.0029004 0.0107495 0.0103567 0.010599 
168 0.0036425 0.0054783 0.0040794 0.0096487 0.0092113 0.0091992 
A partir de estos datos se obtuvo la figura 13, donde se muestra la cantidad de 
carotenoides por gramo a los diferentes tiempos de cultivo. 
 
 
Figura 13. Carotenoides totales a los diferentes tiempos de cultivo 
 55 
En la figura 13 podemos observar que en los medios 3, 4 y 5, se presentó la 
mayor producción de carotenoides, esto debido a que estos medios tenían 
deficiencia de alguna fuente, ya sea de carbono en el caso del medio 5 que no 
contenía bicarbonatos y en el caso de los medios 3 y 4 la deficiencia era en la 
fuente de nitrógeno ya que tenían menor cantidad de nitratos que los demás 
medios, podemos ver que la cantidad de carotenoides está en constante 
cambio, debido a que estos actúan como escudo contra la fotooxidación 
destructiva además de que son fácilmente oxidables por el gran número de 
dobles enlaces que poseen en su estructura. La deficiencia de nitrógeno en el 
medio hace que la cantidad de biomasa disminuya ya que es el segundo 
elemento más abundante en la cianobacteria por lo que al no haber la cantidad 
necesaria el crecimiento se ve afectado, al verse sometida a estas condiciones 
de estrés la cianobacteria empieza a producir carotenoides por su efecto 
protector, como consecuencia de una mayor prevalencia de radicales libres y 
para promover el crecimiento celular (Bezerra et al., 2012) . 
Es necesario determinar la cantidad de carotenoides presentes por litro de 
medio de cultivo para relacionarlo directamente a la cantidad total de 
carotenoides presentes respecto a la biomasa total, obteniendo el cuadro 22. 
Cuadro 22. Carotenoides totales por litro 
 g carotenoides/L 
Tiempo Zarrouk Medio 1 Medio 2 Medio 3 Medio 4 Medio 5 
0 0.0051523 0.0051523 0.0051523 0.0051523 0.0051523 0.0051523 
24 0.0072199 0.0093705 0.0098045 0.0063449 0.0135020 0.0115813 
48 0.0116505 0.0114477 0.0123774 0.0124372 0.0119417 0.0106241 
72 0.0197521 0.0128486 0.0146457 0.0164688 0.0173002 0.0131639 
96 0.0151060 0.0151990 0.0160407 0.0192526 0.0216320 0.0160266 
120 0.0187227 0.0209716 0.0164094 0.0267310 0.0274200 0.0170823 
144 0.0211325 0.0263774 0.0167034 0.0325817 0.0327065 0.0160787 
168 0.0236726 0.0270135 0.0242806 0.0344555 0.0349108 0.0169449 
 
Con los datos del cuadro 22 se obtiene la figura 14, en donde podemos ver que 
los medios con mayor producción son el 3 y 4, seguidos por el medio 1, aquí 
podemos ver que si comparamos el resultado del medio 5 de la figura 13 con el 
de la figura 14, podemos observar que al relacionarlo con