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Alejandro-Mora

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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
 
 
CENTRO DE DESARROLLO DE PRODUCTOS BIÓTICOS 
 
Departamento de Biotecnología 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Extractos de plantas micropropagadas de
Aristolochia elegans Mast. con actividad
relajante en la contracción inducida por
veneno de alacrán (Centruroides limpidus
limpidus Karsch.) en íleon aislado de cobayo” 
 
T E S I S 
 
 
 
 
 
P R E S E N T A 
 
ALEJANDRO MORA IZQUIERDO 
 
DIRECTOR: Dr. ANTONIO JIMÉNEZ APARICIO 
Que para obtener el grado de 
M a e s t r o e n C i e n c i a s e n 
Desarrollo de Productos Bióticos 
Yautepec, Morelos Dic, 2004 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
EL TRABAJO EXPERIMENTAL DE ESTA TESIS SE REALIZÓ EN EL 
DEPARTAMENTO DE BIOTECNOLOGÍA DEL CEPROBI–IPN Y EN LOS 
LABORATORIOS DE BIOTECNOLOGÍA VEGETAL Y DE 
FARMACOLOGÍA DEL CENTRO DE INVESTIGACIÓN BIOMÉDICA DEL 
SUR–IMSS. EL DR. ANTONIO JIMÉNEZ APARICIO FUE EL DIRECTOR 
DE ESTA TESIS Y SE CONTÓ CON LA VALIOSA ASESORÍA DE LA 
DRA. ELSA VENTURA ZAPATA Y LA DRA. LIDIA OSUNA TORRES; 
ADEMÁS DE LAS CONTRIBUCIONES DEL DR. ENRIQUE J. JIMÉNEZ 
FERRER, LA DRA. SILVIA EVANGELISTA LOZANO Y EL DR. 
ROBERTO MONTES BELMONT. 
 
 
 
 
 
 
 
 
RECONOCIMIENTOS 
 
 
AL CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA POR LA BECA 
RECIBIDA PARA LA REALIZACIÓN DE ESTUDIOS DE MAESTRÍA Y EL 
APOYO PARA LA REALIZACIÓN PARCIAL DE ESTE TRABAJO. 
 
AL PROGRAMA DE FORMACIÓN DE INVESTIGADORES DEL IPN 
POR EL APOYO RECIBIDO COMO BECARIO EN LOS PROYECTOS 
CGPI 20030340, 20030343 Y 20040547. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A mis padres, 
su amor y respeto por la naturaleza 
ha sido un ejemplo que me ha impulsado 
a seguir esta disciplina del conocimiento. 
 
A mi familia, 
una de las razones mas importantes 
que me hacen continuar adelante. 
 
A mis profesores, compañeros y amigos de hoy y de siempre… 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
 
 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
LISTA DE ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS 
 
GLOSARIO 
 
RESUMEN 
 
ABSTRACT 
 
1 INTRODUCCIÓN 
 
2 ANTECEDENTES 
 
 2.1 PLANTAS MEDICINALES 
 
 2.2 IMPORTANCIA DE LOS METABOLITOS SECUNDARIOS 
 
 2.3 MICROPROPAGACIÓN 
 
 2.4 GÉNERO Aristolochia 
 
 2.5 Aristoloch a elegans i
 
 2.6 ENVENENAMIENTO POR PICADURA DE ALACRÁN 
 
 2.7 PLANTAS USADAS EN EL TRATAMIENTO DE PICADURA DE ALACRÁN 
 
 2.8 GÉNERO Aristolochia EN EL TRATAMIENTO DE PICADURA ALACRÁN 
 
 2.9 EVALUACIÓN FARMACOLÓGICA 
 
3 JUSTIFICACIÓN 
 
4 OBJETIVOS 
 
 4.1 OBJETIVO GENERAL 
 
 4.2 OBJETIVOS PARTICULARES 
 
5 MATERIALES Y MÉTODOS 
 
 5.1 MATERIALES 
 5.1.1 Material biológico 
 5.1.2 Reactivos y material de laboratorio 
 
 5.2 METODOLOGÍA EXPERIMENTAL 
 
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25 
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25 
 
25 
 
 
 
 5.3 MICROPROPAGACIÓN Y CULTIVO 
 5.3.1 Condiciones generales de preparación de medio de cultivo
 5.3.2 Desinfestación de semillas 
 5.3.3 Inducción de brotes 
 5.3.4 Multiplicación y elongación de brotes 
 5.3.5 Inducción de raíces 
 5.3.6 Aclimatización 
 5.3.7 Cultivo en invernadero y cosecha 
 
 5.4 EVALUACIÓN FARMACOLÓGICA 
 5.4.1 Obtención de extractos 
 5.4.2 Obtención de veneno 
 5.4.3 Animales de experimentación 
 5.4.4 Preparación de soluciones stock 
 5.4.5 Preparación del equipo y cámara de incubación 
 5.4.6 Contracción inducida por veneno de alacrán 
 5.4.7 Prueba de relajación 
 
 5.5 ANÁLISIS ESTADÍSTICOS 
 
6 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
 6.1 MICROPROPAGACIÓN 
 6.1.1 Desinfestación de semillas 
 6.1.2 Inducción de brotes 
 6.1.3 Multiplicación y elongación de brotes 
 6.1.4 Inducción de raíces 
 6.1.5 Aclimatización 
 6.1.6 Desarrollo en invernadero y cosecha 
 
 6.2 EVALUACIÓN FARMACOLÓGICA 
 6.2.1 Obtención de extractos 
 6.2.2 Cuantificación de la contracción inducida por el veneno 
 6.2.3 Prueba de relajación 
 
7 CONCLUSIONES 
 
8 PERSPECTIVAS 
 
9 BIBLIOGRAFÍA 
 
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ÍNDICE DE CUADROS 
 
 
 
 
Cuadro 1. Compuestos químicos encontrados en A. elegans. 
 
Cuadro 2. Tratamientos para la desinfestación de semillas de A. elegans mediante la 
combinación de tres concentraciones de NaClO con tres tiempos de inmersión. 
 
Cuadro 3. Tratamientos con los fito-reguladores ANA y/o BAP para la inducción de 
brotación múltiple en dos tipos de explante (yemas apicales y yemas axilares). 
 
Cuadro 4. Tratamientos con los fito-reguladores AIB y ANA para la inducción de raíces en 
explantes de yemas axilares. 
 
Cuadro 5. Efecto de soluciones de NaClO a diferentes concentraciones y tiempos de 
inmersión, en la desinfestación de semillas. 
 
Cuadro 6. Efecto del uso de etanol al 70% con diferentes tiempos de inmersión combinado 
con el tratamiento E (NaClO 1.0 % / 10 min), en la desinfestación de semillas. 
 
Cuadro 7. Formación de brotes en yemas apicales y axilares por efecto de diferentes 
tratamientos con fito-reguladores. 
 
Cuadro 8. Formación de raíces en yemas axilares por efecto de diferentes tratamientos con 
los fito-reguladores AIB y ANA. 
 
Cuadro 9. Valores de velocidad específica de cambio de los cuatro parámetros de 
crecimiento de las plantas, evaluados durante la etapa de aclimatización. 
 
Cuadro 10. Valores de humedad relativa (HR) y potencial hídrico (Ψ) dentro del sistema 
hidropónico y la cámara de incubación, durante las primeras cinco semanas de 
aclimatización. 
 
Cuadro 11. Material vegetal cosechado de plantas cultivadas de A. elegans. 
 
Cuadro 12. Rendimientos de extracción de las plantas cultivadas de A. elegans. 
 
Cuadro 13. Efecto de los extractos de las partes aéreas y raíces de A. elegans sobre la 
relajación del íleon contraído por efecto del veneno de alacrán. 
 
 
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ÍNDICE DE FIGURAS 
 
 
 
 
Figura 1. Distribución en México de las especies de alacranes de mayor peligro para los 
humanos, todas pertenecientes al género Centruroides. 
 
Figura 2. Flor de Aris olochia elegans. 
 
Figura 3. Diagrama de flujo del desarrollo experimental. 
 
Figura 4. Diagrama de flujo de la desinfestación de semillas. 
 
Figura 5. Representación de los sitios de corte en las plántulas para obtener los explantes. 
 
Figura 6. Esquema en el que se muestran las diferentes fases de micropropagación de A. 
elegans. 
 
Figura 7. Equipo de prueba para el modelo de íleon aislado de cobayo. En (a), fotografía 
del equipo y principales componentes; y (b), esquema que representa la cámara 
de incubación. 
 
Figura 8. Ejemplo de los registros gráficos típicos proporcionados por el equipo y los 
componentes para obtener el porcentaje de relajación. 
 
Figura 9. Efecto de diferentes tratamientos en la desinfestación de semillas de A. elegans. 
En (a) se representan los valores obtenidos mediante tratamientos de NaClO y 
en (b) los valores de etanol 70 % en diferentes tiempos de inmersión combinado 
con el tratamiento E. En (a), los valores representan la media de tres unidades 
experimentales y en (b), de seis + error estándar. 
 
Figura 10. Fotografías que representan los brotes formados por efecto de BAP 10 µM 
(tratamiento 4) en yemas axilares (A) y yemas apicales (B). 
 
Figura 11. Efecto de los diferentes tratamientos de fito-reguladores, en la formación de 
brotes en yemas apicales y yemas axilares. Los valoresrepresentan la media de 
tres unidades experimentales + error estándar. 
 
Figura 12. Vistas diferentes de cuatro tratamientos de fito-reguladores para la inducción de 
brotes en yemas axilares. 
 
Figura 13. Efecto de diferentes tratamientos de fito-reguladores en la formación de raíces en 
yemas axilares. Los valores representan la media de tres unidades 
experimentales + error estándar. 
 
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Figura 14. Cinética de desarrollo de las plantas durante la aclimatización. En (a), se 
representa la longitud de la raíz y de la parte aérea. En (b), el número de raíces 
secundarias y de nudos. Los valores representan la media de 72 plantas ± 
desviación estándar. 
 
Figura 15. Imagen de las plantas de A. elegans en el quinto mes de cultivo en el 
invernadero. 
 
Figura 16. Efecto de la concentración de veneno de alacrán sobre la contracción del íleon. 
En (a) la primera curva de la respuesta de contracción con concentraciones en 
intervalos logarítmicos y en (b), la segunda curva en el intervalo de concentración 
de 10-100 µg/ml. Los valores representan la media de tres determinaciones ± 
error estándar. 
 
Figura 17. Dos registros sobrepuestos de la prueba de relajación. En (A), la respuesta de 
contracción por aplicación del veneno (40 µg/ml) y en (B), la respuesta de 
relajación por la aplicación del veneno (40 µg/ml) + extracto metanólico de partes 
aéreas (200 µg/ml). 
 
Figura 18. Efecto de relajación del íleon (contraído por acción del veneno de alacrán), como 
resultado de la aplicación de los extractos en diferentes concentraciones. Los 
valores representan la media de seis determinaciones ± error estándar. La línea 
más gruesa corresponde con la curva del Extracto Hexánico de raíces de plantas 
silvestres reportado por Jiménez (2004) y en el reporte original los valores 
representan la media de cinco determinaciones. 
 
 
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iii 
 
 
LISTA DE ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS 
 
 
AIA ácido indolacético 
AIB ácido indolbutírico 
ANA ácido naftalenacético 
BAP 6-bencilaminopurina 
DL50 dosis letal media 
EE error estándar de la media 
EH extracto hexánico 
EM extracto metanólico 
ES peso del extracto seco 
EtOH etanol 
F(ab´)2 fragmentos de anticuerpos purificados que se obtienen del suero de caballos hiper-
inmunizados con venenos. 
FCA fuerza de contracción A 
FCB fuerza de contracción B 
H humedad 
HR humedad relativa 
IBE índice de brotes por explante 
IRE índice de raíces por explante 
MI peso de la muestra inicial (antes del secado) 
MF peso de la muestra final (después del secado) 
MS medio de cultivo Murashige-Skoog 
MV material vegetal de inicio (en la extracción) 
 iv
 
 
NES número de explantes sembrados 
NaClO hipoclorito de sodio 
NSS número de semillas sembradas 
NSD número de semillas desinfestadas 
PA partes aéreas 
PLA2 fosfolipasa-A2 
p/v peso a volumen 
RA raíces 
RE rendimiento de extracción 
RI valor de relajación del íleon 
SD semillas desinfestadas 
SE sistema entérico, que se refiere al sistema nervioso en el intestino 
t tiempo de un intervalo 
TBU número total de brotes por unidad experimental 
TRU número total de raíces por unidad experimental 
UE unidad experimental; es la entidad en la cual se aplicó un tratamiento 
VE velocidad específica 
VNI valor numérico inicial (del parámetro de crecimiento) 
VNF valor numérico final (del parámetro de crecimiento) 
Ψ potencial hídrico 
% porcentaje 
 
 
 
 
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GLOSARIO 
 
 
Aclimatización: es el fortalecimiento que desarrollan las plantas cultivadas in vit o para tolerar 
las condiciones ex vitro mediante un sistema artificial controlado por el hombre. 
r
Agrolita: material volcánico utilizado en la preparación de sustratos de cultivo. Está 
compuesto de pequeñas piedras (1-4 mm de diámetro) muy ligeras y con excelentes 
propiedades de aireación y retención de humedad. 
Alacranismo: ocurrencia de picaduras de alacrán en personas y el problema de salud pública 
que implica. 
Anafilaxia: sensibilidad excesiva de algunas personas a la acción de ciertas sustancias 
presentes en los alimentos y/o medicamentos. 
Autacoide: sustancia formada por un grupo de células que a nivel local altera la función de 
otras. 
Bioprospección: la búsqueda de aplicaciones útiles de los organismos vivos o sus derivados. 
Desinfestación de semillas: eliminación de esporas y otros microorganismos que se 
encuentran en la superficie de las semillas. 
Edema: hinchazón blanda de una parte del cuerpo, que cede a la presión. 
Elongación: alargamiento. 
Emenagogo: remedio que provoca la regla o evacuación menstrual de las mujeres. 
Embriogénesis somática: proceso mediante el cual se obtienen embriones a partir de células 
somáticas (no sexuales) de cualquier tipo de tejido. 
Eritema: enrojecimiento persistente de la piel o las mucosas, generalizado o localizado, 
debido a vasodilatación y congestión capilar. 
Etnobotánica: rama de la botánica que estudia la interacción entre las plantas y los seres 
humanos en las sociedades antiguas y actuales. 
Explante: pequeño fragmento de una planta (hoja, tallo, raíz, yemas, anteras, etc.) para iniciar 
un cultivo in vitro. 
 vi
 
 
Extracto: producto sólido o espeso obtenido por evaporación del disolvente utilizado para 
extraer sustancias de algún material (vegetal o animal). 
Fito-reguladores: sustancias naturales (fito-hormonas) o artificiales que controlan el 
crecimiento y desarrollo de una planta. 
Herbolaria: práctica terapéutica en la que se utilizan plantas medicinales. 
Hidroponía: técnica de cultivo de plantas con la adición de soluciones nutritivas que no 
incluye el uso de tierra. 
Íleon: tercera porción del intestino delgado de los mamíferos que se encuentra entre el 
yeyuno y el ciego. 
Índice: expresión numérica de la relación entre dos cantidades. 
Inducción: provocar el estímulo para obtener una respuesta. 
Irradiancia: es el flujo de energía radiante recibido por unidad de superficie plana. 
Laparotomía: operación quirúrgica que consiste en abrir las paredes abdominales. 
Liofilizar: separar el agua de una sustancia, o de una disolución, mediante congelación y 
posterior sublimación a presión reducida del hielo formado. 
Macerar: mantener sumergido algún material sólido en un líquido a temperatura ambiente, 
con el fin de ablandarlo o de extraer de él las sustancias solubles. 
Medio: la suma de las influencias externas que modifican el crecimiento, la estructura y 
reproducción de los organismos en un lugar dado. 
Metabolitos secundarios: sustancias producidas por las plantas que tienen un papel muy 
importante en su adaptación al ambiente. 
Micropropagación: procedimiento que consiste en la multiplicación vegetativa in v o para 
regenerar nuevas plantas a partir de un explante. 
itr
Neurotransmisor: sustancia liberada selectivamente de una terminal nerviosa por la acción de 
un potencial de acción, que transmite los impulsos nerviosos en la sinapsis. 
Nudo: La parte de un tallo donde una o más hojas están pegadas, donde se encuentra la 
yema axilar. 
 vii
 
 
Peat moss: materia orgánica seca proveniente de musgos que se utiliza en la preparación de 
sustratos para cultivo. 
Plántula: planta joven que resulta de la germinación de la semilla. 
Potencial hídrico: es el potencial químico del agua en un sistema o parte de un sistema, 
expresado en unidades de presión, comparado con el potencial químico del agua pura a la 
presión atmosférica y a las mismas temperaturas y altura, y con el potencial químico del agua 
de referencia fijado en cero. 
Solución Tyrode: solución isotónica. 
Sustentabilidad: es un proceso que hace referencia a una forma de desarrollo en la que se 
busca el bienestar humano sin dañar el equilibrio del ambiente y sus recursos naturales. 
Sustrato:material que sirve de soporte a una planta. 
Totipotencia: se refiere a que cada célula vegetal tiene la misma información genética que le 
permite desarrollar por sí misma un individuo idéntico a la planta de la cual se derivó. 
Vermiculita: material volcánico (silicato de aluminio) utilizado en la preparación de sustratos 
para cultivo, que tiene la característica de retener hasta cuatro veces su peso en agua. 
Yema: tallo embriónico protegido por hojas jóvenes y es el sitio de crecimiento ubicado en la 
punta de las ramas (yema apical) o en los nudos (yema axilar). 
 viii
 
 
 
RESUMEN 
 
Aristolochia elegans Mast. es una planta que crece de manera silvestre en México y que 
se utiliza en la medicina tradicional para aliviar los efectos de la picadura de alacrán. Como 
una alternativa biotecnológica de producción, en este trabajo se estableció la metodología 
para la micropropagación de A. elegans, que incluyó las siguientes etapas: desinfestación, 
inducción de brotes, enraizamiento y elongación; así como aclimatización a condiciones ex 
vitro (mediante un sistema hidropónico). Posteriormente, las plantas se cultivaron en 
invernadero y al término de cinco meses se cosecharon las partes aéreas y raíces. Una 
vez seco el material vegetal, se obtuvieron extractos con metanol y hexano. Finalmente, 
como un indicativo de la actividad farmacológica anti-veneno de alacrán, se aplicaron 
diferentes concentraciones de los extractos en un modelo biológico in vi ro; en el que se 
evaluó la respuesta de relajación en íleon aislado de cobayo previamente contraído por 
efecto del veneno de alacrán Centruroides limpidus limpidus. 
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Los principales resultados fueron los siguientes: se obtuvieron plántulas asépticas por la 
germinación de semillas desinfestadas mediante un protocolo establecido en este trabajo, 
que incluyó lavados con detergente, etanol e hipoclorito de sodio. Las plántulas asépticas 
se utilizaron como fuente de explantes. El tratamiento con BAP 10 µM indujo la formación 
del mayor número de brotes por explante (3.1 en promedio); mientras que con AIB 1.5 µM 
se indujo la mayor formación del número de raíces por brote (12 en promedio). La 
aclimatización mediante el sistema hidropónico permitió obtener el 100 % de supervivencia 
de las plantas en condiciones ex vitro y las plantas en el invernadero alcanzaron una altura 
de 1.33 m después de cinco meses de cultivo. Se obtuvo mayor rendimiento en los 
extractos con metanol que con hexano. En la evaluación farmacológica in vitro, con la 
mayor concentración de los extractos aplicados (300 µg/ml), se alcanzaron valores en el 
intervalo de 42 al 73 % de relajación, semejantes a los reportados con extractos de raíces 
de plantas silvestres. Se concluye que con la metodología establecida para la propagación 
in vit o de A. elegans y su crecimiento en invernadero, se obtuvieron plantas que contienen 
los metabolitos secundarios con la capacidad de relajar en íleon aislado de cobayo, la 
contracción inducida por efecto del veneno de alacrán (C. limpidus limpidus), de manera 
semejante a la reportada para plantas silvestres. 
– 1 – 
 
 
 
ABSTRACT 
 
Aristolochia elegans Mast. is a plant that grows wild in Mexico and is used in folk medicine 
to alleviate the effects of scorpion sting. As a biotechnological alternative of production, in 
this work was established the methodology for the micropropagation of A elegans that 
included the following stages: disinfestation, shoot induction, rooting and elongation; as 
well as acclimatization to ex-vi ro conditions (using a hydroponic system). Further, the 
plants were cultivated in the greenhouse and at the end of five months the aerial parts and 
roots were harvested. Once the vegetal material was air dried, extracts were obtained with 
methanol and hexane. Finally, as an indicative of the pharmacological action as anti-
scorpion venom, different concentrations of the extracts were applied in a in vit o biological 
model, that consisted in evaluating the response of relaxation in isolated guinea-pig ileum 
(contracted by the effect of scorpion venom Centruroides limpidus limpidus). 
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-
 
The main results were: aseptic plantlets were obtained by germination of disinfested seeds 
by means of the established protocol in this work that included washes with detergent, 
ethanol and sodium hypochlorite. The aseptic plantlets were used as a source of explants. 
The treatment with BAP 10 µM induced the formation of the highest number of shoots for 
explant (3.1 on the average); while the maximum number of roots by explant (12 on the 
average) was induced with IBA 1.5 µM. The acclimatization by means of the hydroponic 
system allowed obtaining 100% of survival of the plants in ex-vi ro conditions and the plants 
in the greenhouse reached a height of 1.33 m after five months of cultivation. The yield of 
the extracts with methanol was higher than the obtained with hexane. In the 
pharmacological in-vitro test, values in the range of 42 to 73 % of relaxation were reached 
with the highest concentration of the applied extracts (300 µg/ml), similar to those reported 
with root extracts of wild plants. It was concluded that with the methodology established for 
the in vitro propagation of A. elegans and growth in the greenhouse, were obtained plants 
that contain secondary metabolites with the ability to relax the isolated guinea-pig ileum, 
previously contracted by effect of the scorpion venom (C. limpidus limpidus), in a similar 
way to the one reported for wild plants. 
– 2 – 
 
11 
iinnttrroodduucccciióónn 
INTRODUCCIÓN 
 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El alacranismo se considera un problema de salud pública en México donde ocho especies 
tóxicas para el ser humano se encuentran distribuidas a lo largo de su territorio y todas 
ellas pertenecen al género Centruroides (Figura 1). La especie Centruroides limpidus 
limpidus Karsch. es la segunda en orden de toxicidad y se localiza en la región que abarca 
todo el estado de Morelos y parte de Guerrero, México, Puebla y Michoacán (Dehesa y 
col., 1995). La presencia de C. limpidus limpidus se ve reflejada en los altos índices de 
morbilidad por picaduras de alacrán reportados para dichos estados, entre los que resalta 
Morelos donde se presenta la mayor tasa de incidencias a nivel nacional (Secretaría de 
Salud, 2004). 
 
 
 
 
C. suffusus suffusus 
C. sculpturatus y pallidiceps 
C. limpidus limpidus 
C. limpidus tecomanus 
C. infamatus infamatus 
C. elegans 
C. noxius 
Figura 1. Distribución en México de las especies de alacranes de mayor peligro 
para los humanos, todas pertenecientes al género Centruroides (Adaptado de 
Dehesa y co ., 1995). l
r r t
 
 
Durante muchos años la medicina tradicional mexicana ha usado plantas para el 
tratamiento de la picadura de alacrán, incluyendo especies pertenecientes al género 
A istolochia. La etimología griega del término A is olochia podría ser ‘aristokeia, que da a 
luz los mejores hijos’, lo que se relaciona con uno de sus principales usos que es el de 
favorecer el parto y contribuir a la expulsión de la placenta (Camacho, 1990). 
– 3 – 
INTRODUCCIÓN 
 
En náhuatl, estas plantas se conocen con el nombre de ‘ lacopatli, vara o junquillo 
medicinal’ (Rojas, 1998). Francisco Hernández (1959) hace referencia de varios tlacopatli 
y de sus aplicaciones como remedio en sus estudios realizados entre los años 1571-1576; 
pero es notorio que no mencionó la pretendida propiedad contra veneno, o como remedio 
al momento del parto; lo cual no se sabe si atribuirla a que los indígenas ocultaron esas 
propiedades, o que Hernández no consideró esas plantas como remedio efectivo para 
tales casos (Martínez, 1959). 
t
.
 
Aristolochia elegans Mast. es una especie originaria de Brasil. En México se conoce 
comúnmente como ‘guaco’, ‘pato’ o ‘tlacopatli’, donde crece de manera silvestre en varios 
estadosde la república. A. elegans podría ser la especie vegetal más usada en el estado 
de Morelos para el tratamiento de picaduras de alacrán (Monroy y Castillo, 2000; Jiménez, 
2004). Se ha demostrado mediante pruebas de laboratorio que las raíces de plantas 
silvestres de A elegans tienen la capacidad de antagonizar algunos efectos causados por 
el veneno de alacrán (Jiménez, 2004); esta propiedad resulta interesante para el desarrollo 
de nuevos productos que permitan ofrecer una alternativa de solución a este problema de 
salud como un tratamiento efectivo, económico, fácil de obtener, almacenar y administrar. 
 
Nuestro país es reconocido como uno de los de mayor riqueza vegetal en el mundo, pues 
se estima que existen más de 30 mil especies de plantas en su territorio. De esta 
diversidad vegetal, se han registrado alrededor de 4 mil especies con atributos 
medicinales; lo que ha llevado a México a ser clasificado en el 2° lugar a nivel mundial en 
cuanto a riqueza de plantas medicinales (Conabio, 1998). Por otro lado, se estima que el 
80% de la población mexicana usa plantas medicinales y la frecuencia de su uso puede 
ser cotidiana o esporádica, dependiendo de la región y del nivel socioeconómico de la 
población (Taddei y col., 1999; Castellanos, 2002). En las zonas rurales se utilizan 
frecuentemente plantas como A. elegans para el tratamiento de los efectos del 
envenenamiento por picadura de alacrán, debido a que los alacranes viven en las 
cercanías de las viviendas y la atención médica es escasa. 
 
Sin embargo, es preocupante saber que más del 90 % de las plantas medicinales que se 
utilizan en México son de origen silvestre y que no existen programas agro-biológicos para 
hacer un uso racional y sustentable de este recurso vegetal; por lo que su colecta 
– 4 – 
INTRODUCCIÓN 
 
indiscriminada ha contribuido a la reducción de las poblaciones en su hábitat natural. 
Particularmente, plantas como A. elegans son más susceptibles a la desaparición debido a 
que de ella se aprovecha principalmente la raíz. 
 
Por otro lado, se sabe que el uso de plantas medicinales de origen silvestre no siempre 
garantiza la efectividad terapéutica (Castellanos, 2002), debido a la variabilidad en sus 
componentes químicos; lo que se atribuye a diferentes factores inherentes a la planta, 
ambientales o de manejo al ser colectadas en campo (Wheeler y col., 1992; Veerporte y 
Beck, 1998; Raskin y col., 2002). 
 
El panorama que se presenta parece contraponer los esfuerzos de conservación de 
nuestra riqueza biológica y el aprovechamiento de los conocimientos etnobotánicos 
heredados de nuestros antepasados; lo cual nos conduce al siguiente cuestionamiento: 
¿Qué desarrollo tecnológico puede contribuir con la conservación de la forma tradicional 
de uso de este recurso vegetal, que a su vez también contribuya a evitar la desaparición 
de esta especie en estado silvestre? 
 
La micropropagación es una alternativa biotecnológica mediante la cual se puede obtener 
un suministro continuo y uniforme de plantas homogéneas, sanas, vigorosas y en menor 
tiempo al que requiere la planta para multiplicarse en condiciones naturales (Rout y col., 
2000; Rates, 2001; Chawla, 2002); lo que además puede contribuir a la conservación de 
las poblaciones en su hábitat natural. De esta manera, mediante el cultivo en invernadero 
de plantas micropropagadas de A. elegans se puede disponer de un suministro de plantas 
homogéneas con la capacidad de presentar actividad farmacológica semejante a la que 
presentan individuos en estado silvestre, como se ha demostrado en especies de otros 
géneros. 
– 5 – 
 
22 
aanntteecceeddeenntteess 
ANTECEDENTES 
2.1 PLANTAS MEDICINALES 
 
México es reconocido como uno de los países con mayor riqueza vegetal en el mundo, ya 
que se estima que existen más de 30 mil especies de plantas en su territorio. Esta 
diversidad vegetal se ha originado gracias a su ubicación geográfica con una amplia gama 
de climas y suelos. Otra característica importante de nuestro país es su gran diversidad 
cultural, que combinada con la riqueza biológica, favorecieron el valioso conocimiento 
etnobotánico de las plantas; lo que ha llevado a México a ser clasificado en el 2° lugar a 
nivel mundial en cuanto a riqueza de plantas medicinales con alrededor de 4 mil especies 
registradas (Conabio, 1998). La medicina tradicional en nuestro país es una importante 
manifestación cultural, y se estima que 80 millones de personas (80 % de la población) 
utilizan plantas medicinales; de las cuales 20 millones recurren exclusivamente a la 
medicina tradicional y el resto combinan su uso con la medicina institucional (Estrada y 
Morales, 2002). 
 
A pesar de que la investigación sobre el uso de plantas medicinales ha tenido una amplia 
trayectoria a lo largo de la historia de México, el rescate y validación de estos 
conocimientos son recientes; esta situación ha retrasado la incorporación de sus productos 
como medicamentos en la medicina moderna de nuestro país (Rivera, 1999; Estrada y 
Morales, 2002). En la actualidad se ha incrementado el interés a usar terapias alternativas, 
especialmente aquellas derivadas de plantas (Conabio, 1998; Rates, 2001); lo cual se 
puede atribuir a diferentes factores como: 
 
▫ La ineficiencia de la medicina institucional en muchos casos. 
▫ La dificultad para personas de bajos recursos de tener acceso a los tratamientos 
farmacológicos convencionales. 
▫ provoca 
 
▫ ión primaria de la salud con costos 
accesibles a la mayor parte de la población. 
El abuso y/o uso incorrecto de medicamentos de origen sintético que
efectos colaterales o secundarios en las personas que los consumen.
▫ La tendencia a creer que todos los productos naturales son inocuos. 
La herbolaria se puede utilizar para la atenc
 
– 6 – 
ANTECEDENTES 
Desafortunadamente, la sobreexplotación de las plantas medicinales está conduciendo a 
la desaparición de las especies de su hábitat natural; ya que más del 90 % de las plantas 
edicinales que se usan en México son de origen silvestre, y no existe una regulación 
den alimentar de ellas, lo cual indica una 
xicidad inusual y una estrecha relación evolutiva entre la planta y el insecto (Rojas, 2000; 
os de bioprospección, pero al mismo tiempo buscar los mecanismos para no 
obreexplotar los recursos biológicos en los diferentes ecosistemas (Massieu y Chapela, 
ralmente, como en el conocimiento de las condiciones de su cultivo, lo que 
ervirá para contribuir con la conservación de las poblaciones silvestres (Pelt, 1992; Bye y 
ol., 1995). 
m
legal para su uso personal. 
 
Pero quizá la mayor amenaza a la conservación de las plantas medicinales es la alteración 
de su hábitat natural (Craker, 1999); por lo que también es importante considerar el papel 
que tienen algunas especies dentro de los ecosistemas que forman parte. El ejemplo más 
ilustrativo se tiene en la India, donde Aristolochia indica es una especie medicinal que ha 
sido declarada en peligro de extinción, lo cual ha colocado a la mariposa Tros aristolochae 
(‘cola de golondrina’) también en riesgo, ya que ésta deposita sus huevecillos sobre la 
planta; la cual no solo sirve como fuente de alimento para sus orugas, sino que éstas 
aprovechan las sustancias químicas para utilizarlas como defensa contra sus 
depredadores. De hecho, la mayoría de las orugas de la tribu Troidini se alimentan 
exclusivamente del follaje de plantas de la familia Aristolochiaceae; y aparentemente 
pocos insectos además de la tribu Troidini se pue
to
Sime y Feeny, 2000; Mebs y Schneider, 2002). 
 
En este sentido, es importante buscar el aprovechamiento de la biodiversidad a través de 
proyect
s
2002). 
 
La necesidad de conservar plantas medicinales para los usos tradicionales, modernos y 
futuros, requiere de muchos esfuerzos tanto en el hábitat donde las plantas medicinales 
crecen natu
s
c
 
 
 
 
– 7 –ANTECEDENTES 
2.2 IMPORTANCIA DE LOS METABOLITOS SECUNDARIOS 
 
De manera general, las plantas producen una gran variedad de compuestos químicos 
involucrados en sus interacciones ecológicas llamados ‘metabolitos secundarios’ 
(Veerporte y Beck, 1998). Las funciones del metabolismo secundario se pueden referir 
como mediadoras de la interacción de las plantas con el medio donde se desarrollan 
como: interacciones planta-insecto, planta-microorganismo y planta-planta; estas 
interacciones pueden desempeñar funciones de defensa (contra animales herbívoros, 
microbios patógenos y virus), funciones de señal (atracción de animales polinizadores o 
ispersores de semillas), y/o alelopáticos (fenómenos de competencia entre especies 
stos bioactivos ha sido poco estudiada o se desconoce (Craker, 1999); sin 
como: 
 
▫ ntrar diferencias entre plantas de diferentes 
▫ Tejidos, órganos y estados de desarrollo. En la mayoría de las plantas la 
síntesis y acumulación de metabolitos secundarios esta regulada en espacio y 
mente varía en los diferentes 
tejidos y órganos de la planta y en algunos casos, se ha observado que existe 
▫ 
tivos, que se convierten a compuestos 
d
vegetales por espacio, luz y nutrientes), (Wink, 1999; Wink, 2003). 
 
Aunque los metabolitos secundarios son muy comunes en el reino vegetal, esto no 
significa que todas las plantas pueden producir cualquier metabolito. Para la mayoría de 
las especies medicinales la relación entre los factores ambientales y la producción de 
compue
embargo, se ha observado que en general su contenido es variable y depende de factores 
Ecotipos o razas. Se pueden enco
poblaciones de una especie, e incluso diferentes genotipos entre individuos de 
la misma población. (Wink, 1999). 
tiempo; esto es, el perfil de los compuestos normal
una variación estacional e incluso diurna. 
Estado de salud. Una planta herida o infectada puede contener compuestos que 
no están presentes normalmente en plantas intactas y sanas; esto puede ser 
por la presencia de precursores inac
activos por mecanismos de respuesta al estímulo; o bien, porque los 
compuestos son sintetizados en el momento que se requieren para la defensa 
(Veerporte y Beck, 1998; Wink, 2003). 
– 8 – 
ANTECEDENTES 
▫ 
 a los diferentes cambios del medio (temperatura, precipitación 
pluvial, luz, altitud, tipo de suelo, etc.) con variaciones durante su ciclo de 
n la industria farmacéutica (Bye y col., 1992). Cabe señalar que las 
ondiciones de cosecha y procesamiento de las plantas también pueden influir en el 
encionó anteriormente, diferentes factores pueden afectar su 
omposición química. Para asegurar esa composición y por lo tanto la eficacia de las 
lantas medicinales se requiere de cultivos uniformes en condiciones estandarizadas 
 
otipotencia’ de las células vegetales, que significa que cada una de ellas tiene la misma 
Medio. Es la suma de las influencias externas que modifican el crecimiento, la 
estructura y reproducción de los organismos en un lugar dado. Las plantas son 
susceptibles
desarrollo, lo que incluye la producción de metabolitos secundarios (Estrada y 
col., 1992). 
 
Una cantidad importante de metabolitos secundarios como alcaloides, terpenoides, 
flavonoides, entre otros, han sido aprovechados por el hombre de diversas maneras: por 
ejemplo, para la producción de colorantes, insecticidas, saborizantes, fragancias y 
estimulantes (Wink, 1999; Veerporte y Memelink, 2002). Adicionalmente, sus propiedades 
farmacológicas son la base del uso de las plantas en la medicina tradicional, así como de 
su explotación e
c
contenido de metabolitos secundarios del producto destinado para ser explotado 
comercialmente. 
 
Las plantas pueden ser la fuente renovable más abundante y de menor costo para la 
obtención de metabolitos secundarios complejos con propiedades farmacológicas; sin 
embargo, como se m
c
p
(Raskin y col., 2002). 
 
 
2.3 MICROPROPAGACIÓN 
 
Micropropagación, propagación por cultivo de tejidos y propagación in vitro son sinónimos 
de un procedimiento que consiste en la multiplicación vegetativa in vitro para regenerar 
nuevas plantas a partir de un ‘explante’ que es un pequeño fragmento de cualquier parte 
de la planta (hoja, tallo, raíz, yemas, anteras, etc.). Este procedimiento se basa en la
‘t
– 9 – 
ANTECEDENTES 
información genética que le permite desarrollar por sí misma un individuo completo 
idéntico a la planta de la cual se derivó (Lozoya, 1985; Robert y col., 1993; Chawla, 2002). 
 
La micropropagación puede llevarse a cabo por diferentes procedimientos; sin embargo, 
como el principal objetivo de la micropropagación es multiplicar con eficacia una planta 
produciendo individuos idénticos a la planta madre, los procesos más comúnmente 
empleados son: a) la embriogénesis directa a partir de algún explante y, b) el cultivo de 
yemas que es el método más comúnmente utilizado. En ambos casos se obtienen 
rocesos eficientes de multiplicación y con estabilidad genética ya que se evitan las 
a micropropagación difiere de otros métodos convencionales de propagación en que las 
condicio ép
micropropagación 
 
ase 0 Inducción. El explante es cortado de la planta, desinfestado y sembrado 
 
ase 1 Multiplicación. Los brotes inducidos en la fase anterior son cortados y 
 
Fase 3 
as plantas requieren 
ser aclimatizadas, mediante una reducción gradual de la humedad para 
de microorganismos (Robert y col., 1993). 
p
diversas fases que se tienen con los tejidos desdiferenciados conocidos como callos 
(Robert y col., 1993). 
 
L
nes as ticas de cultivo son esenciales para tener éxito. El proceso de 
se puede dividir en cuatro fases: 
F
en un medio de cultivo. En este medio se induce la formación de brotes 
adventicios o de la embriogénesis. 
F
resembrados para incrementar el número de individuos. Este proceso 
puede repetirse varias veces. 
 
Fase 2 Enraizamiento. El total de brotes obtenidos de la fase anterior son 
tratados para inducir la formación de raíces y formar plantas completas. 
Transplante. Las plantas salen del ambiente in vitro para iniciar su 
desarrollo en condiciones externas. En esta fase, l
que las plantas no mueran por pérdida excesiva de agua o por el ataque 
 
– 10 – 
ANTECEDENTES 
Son var
importante
 
▫ El origen del explante (raíz, tallo, hojas, etc.) y la edad fisiológica de la fuente 
 
▫ 
lativa a la concentración de auxinas induce la 
formación de brotes y por el contrario, alta concentración de auxinas relativa a la 
concentración de citocininas induce la formación de callos y en algunos casos 
 
▫ Factores físicos tales como: el pH del medio de cultivo; la iluminación, tanto la 
aria; ya que el proceso está estrechamente ligado a la producción de plantas libres 
e patógenos. Incluso se pueden establecer procesos de micropropagación para obtener 
e una sola 
lanta madre en cuestión de meses. Sin embargo, es muy importante tomar en cuenta la 
fraestructura del sistema que es su principal desventaja, ya que se requiere personal 
de energía y equipo de laboratorio (Lozoya, 1985). 
 
ios los factores que determinan la inducción de brotes y raíces; algunos de los más 
s son: 
del explante, ya que los tejidos jóvenes tienen mayor capacidad de 
diferenciación que los viejos. 
La combinación de fito-reguladores para estimular una característica particular 
del crecimiento y desarrollo a partir de los explantes. Las auxinas y las 
citocininas son las más comúnmente empleadas. En general, una alta 
concentración de citocininas re
de raíces (Robert y col., 1993). 
duración diurna (fotoperíodo) como la calidad (longitud de onda e intensidad) y 
la temperatura que dependerá de la especie (Lozoya, 1985; Rout y col., 2000). 
 
La utilidad de la micropropagación con fines comerciales se basa en la uniformidad 
genética del material, evitándose las variaciones genotípicas propias de poblaciones 
generadas porsemilla sexual en muchas especies. Otras ventajas de la técnica son la 
disponibilidad de la planta todo el año, y la obtención de material de alta calidad 
fitosanit
d
plantas libres de virus (Lozoya, 1985; Robert y col., 1993; Villarreal, 1993; Rout y col., 
2000). 
 
En teoría, es posible producir cientos de miles de individuos clonales a partir d
p
in
capacitado, gran suministro 
 
– 11 – 
ANTECEDENTES 
2 4
ias de ellas son endémicas; debido a la semejanza de su 
orfología a muchas de ellas se les conoce comúnmente como ‘guaco’, ‘pato’ o ‘tlacopatli’ 
lacrán e inductor de contracciones uterinas (El-Tahir, 1991); 
ntiasmático, contra mordedura de serpiente, infecciones generales, inducción de aborto 
9), contra veneno de serpientes 
eyes, 1995; Otero y col., 2000), tratamiento contra el SIDA (Achenbach y col., 2002), y 
ca por su uso medicinal y como plantas de ornato. Al respecto, 
ólo tres estudios con plantas del mismo género se encontraron disponibles en la 
bibliogra
 
a) 
n 
. GÉNERO Aristolochia 
 
Aristolochia es el género más grande de la familia Aristolochiaceae con aproximadamente 
550 especies distribuidas en gran parte del mundo. En México existen cerca de 65 
especies de Aristolochia y var
m
(Martínez, 1959; Kelly, 2000). 
 
A las especies de este género, se les atribuyen diversas propiedades terapéuticas, entre 
las que se pueden mencionar: purgante, antihelmíntico, antipirético, emenagogo, antídoto 
contra veneno de a
a
(Lemos y col., 1993). 
 
Recientemente se han reportado varios estudios de la actividad biológica de plantas 
pertenecientes a este género como: citotóxico (Mongelli y col., 2000), antimicrobiano y 
citotóxico (Murillo y col., 2001), antiespasmódico (Haruna y Choudhury, 1997), 
antiinflamatorio (Hutt y Houghton, 1998), antifúngico (Gadhi y col., 2001), antibacteriano 
(Shafi y col., 2002), insecticida (Broussalis y col., 199
(R
contra veneno de alacrán (Rojas, 2002; Jiménez, 2004). 
 
Existen escasos reportes de micropropagación de las especies de éste género, a pesar de 
su importancia económi
s
fía consultada: 
En A. indica, mediante el uso de ácido naftalenacético (ANA) 0.5 µM + 6-
bencilaminopurina (BAP) 13.3 µM en el medio MS, se obtuvieron de 2 a 3 
brotes por explante en 4 subcultivos de 28 días. Se indujo la formación de 
raíces con ácido indolbutírico (AIB) 2.46 µM en el medio, con lo que se logró un 
85 % brotes enraizados. Después de su aclimatización en un medio líquido co
– 12 – 
ANTECEDENTES 
vermiculita como soporte, las plantas se transfirieron a tierra y se cultivaron en 
 
 
b) 
nudos a partir de uno. La inducción de raíces se logró con la adición de AIB 2.5 
 
 
c) edio de 4.2 brotes por explante 
mediante el uso de BAP 2.0 µM en el medio MS. La inducción de raíces se 
logró con la adición al medio de ácido indolacético AIA 5.0 µM, logrando un 24 
o raizados (Svensson, 2000). 
 
ia de Brasil, la cual se 
ncuentra distribuida en el continente americano desde Florida (en E.U.) hasta Argentina 
 de diámetro de color verde-limón cuando inmadura, parda cuando madura. 
emillas numerosas, planas, ovaladas, de 3-6.5 mm de largo, 2-5 mm de ancho, 0.5 mm 
de grueso, la testa delgada, aceitosa, brillante, lisa, el endospermo abundante, el embrión 
pequeño. 
 
invernadero, donde se logró el 90 % de supervivencia (Manjula y col., 1997). 
En A. fimbriata, mediante el uso de BAP 5.0 µM en el medio MS, se logró el 
crecimiento de un solo brote (3.79 cm de largo), con el que se obtuvieron 8 
µM al medio (MS al 50 %), con lo que se lograron poco mas de 10 raíces por 
brote; mientras que ANA solo indujo la formación de callos (Bravo y col., 1999). 
En A. manchuriensis, se reportó un prom
% de br tes en
 
2.5 Aristolochia elegans 
 
Aristolochia elegans Mast., sin. A. littoralis, es una especie originar
e
(Ortega y Ortega, 1997); aunque también se reporta su cultivo como planta ornamental en 
algunos países como Egipto y Taiwán (El-Sebakhy y col., 1984). 
 
Ortega (1997), describe las plantas de esta especie con las siguientes características: 
Lianas perennes, de 1-5 m de largo, el tallo rugoso. Hojas acorazonadas-triangulares, de 
3.5-12.5 cm de largo, 4.5-12 cm de ancho. Flores axilares, solitarias de 14.5-27 cm de 
largo, color verde-cremoso y púrpura (Figura 2). Cápsula cilíndrica, de 2.5-5 cm de largo, 
0.7-2.5 cm
S
– 13 – 
ANTECEDENTES 
 
 
Figura 2. Flor de Aristolochia elegans 
 
 
En México se ha identificado la presencia de esta especie en estado silvestre 
principalmente, en zonas desde los 380 hasta los 700 m sobre el nivel del mar; dentro de 
vegetación de tipo bosque caducifolio, bosque de encino, selva mediana subperenifolia y 
selva baja caducifolia en los estados de Nuevo León, Tamaulipas, Estado de México, 
Morelos, Chiapas y Veracruz (Ortega y Ortega, 1997). Sus nombres comunes más 
conocidos son igualmente, guaco, pato y tlacopatli y su época de floración es de Marzo a 
Julio. 
 
Son amplios los estudios fitoquímicos que se han realizado en esta especie, de la que se 
han identificado hasta 142 compuestos (Cuadro 1), muchos de los cuales podrían estar 
relacionados con las diferentes propiedades terapéuticas que se le atribuyen. 
 
 
 
 
 
– 14 – 
ANTECEDENTES 
Cuadro 1. Compuestos quím cos encontrados en A. elegans. i
PARTE DE 
LA PLANTA COMPUESTOS REFERENCIA
hoja y raíz Bisbencilisoquinolinas: (-)-temuconina y (-)-(R,R)-7´-
O-metilcuspidalina 
Alcaloide aporfínico: magnoflorina 
Alantoína 
 
El-Sebakhy, 1984
1989
hoja, raíz 
y tallo 
 
 
 
Se identificaron 58 compuestos volátiles: 
4 monoterpenos (p.ej. α y β-pineno) 
5 monoterpenos oxigenados (p.ej. 1,8 cineol, borneol 
y acetato de bornilo) 
28 sesquiterpenos (p.ej. cariofileno) 
18 sesquiterpenos oxigenados (p.ej. nerolidol) 
 
Vila y col., 1997
hoja, raíz 
y tallo 
Ácidos aristolóquicos (AA): AA I, AA D y aristolósido 
Dímero (diterpeno+AA): Aristolina 
Metilesteres de AA: metilester de AA Ia, AA IV, AA D, 
metil aristoloquiato 
Aporfinas: magnofolina, oxonuciforina, 
isomoschatolina, 4,5dioxodehidroasimilobina 
Isoquinolinas: aristoquinolina A, B, C, pericampilinona-
A, coridaldina, talifolina, nortalifolina, N-metil-
coridaldina 
Aristolactamas: Aristolactama E, A II, A IIIa, C N-β-D-
glucósido, A IIIa -6-O-β-D-glucósido, 9-
metoxiaristolactama, isoaristolactama 
Esteroides: β-sitosterol, β-sitosterilglucósido, 
felocriseina 
Sesquiterpenoides: Aristololido 
Diterpenoides: ent-kauran-16β,17-diol, ent-16β,17-
epoxikauran, 
ent-kaur-15-en-17-ol, ent-15β,16-epoxikauran-17-ol 
Tetralonas: Aristelegona A, B, C, D 
Amidas: N-trans-feruloiltiramina, N-cis-feruloiltiramina, 
N-trans-cinamiltiramina, N-p-trans-cumariltiramina 
Lignanos: (-)-cubebina, α-metilcubebina, β-
metilcubebina, (-)-hinokinina, (-)-5’’-
metoxihinokinina, (-)-kobusina, (+)-medioresinol, 
aristelegina A, B, C 
Bifenil éteres: ácido 4-metoxi-3-4’-oxidibenzoico 
Aristogina A, B, C, D, E, F 
Bencenoides: metilparabeno, metilvainillato, p-
hidroxibenzaldehido, vainillina, metil4-hidroxi-
metoxicinamato, ácido cinámico, 
ω-hidroxipropioguayacona, ficusol 
 
Wu y col., 2000
2002
Shi y col., 2004
– 15 – 
ANTECEDENTES 
2.6 ENVENENAMIENTO POR PICADURA DE ALACRÁN 
 
El veneno de los alacranes es producido por glándulas que se localizan en la cola. Al 
ocurrir el piquete, el veneno se inyecta subcutáneamente y posteriormente se distribuye a 
otras partes del cuerpo a través del sistema circulatorio (Hutt y Houghton, 1998). Se trata 
de una mezcla compleja de diferentes sustancias entre las que se encuentran proteínas, 
péptidos, aminoácidos libres y aminas activas entre otros (Osnaya y col., 2001; Rojas, 
2002); sin embargo, los componentes responsables de la toxicidad del veneno son 
principalmente los péptidos. Los péptidos, también llamados neurotoxinas, están formados 
por 30-80 residuos de aminoácidos y tienen como blanco los canales iónicos de Na+, K+, 
Cl- yCa2+ en las membranas de células excitables (como las nerviosas y musculares); la 
acción de estas toxinas en los canales iónicos provoca muchos de los síntomas tóxicos del 
veneno. 
 
Particularmente la toxicidad del veneno de la especie Centruroides limpidus limpidus Kash, 
reside principalmente en péptidos de 60-70 residuos de aminoácidos; los cuales son 
altamente estables por su bajo peso molecular y por 4 puentes disulfuro que consolidan su 
estructura tridimensional. Estos péptidos afectan los canales iónicos de sodio (Na+) 
modificando sus mecanismos de apertura y cierre. Como resultado de esto, ocurre la 
alteración de la transmisión de impulsos nerviosos en los sitios presinápticos de los 
nervios colinérgicos y adrenérgicos, favoreciendo la liberación súbita y masiva de 
acetilcolina y catecolaminas respectivamente; lo que provoca a su vez alteraciones 
funcionales de diversos órganos y tejidos (Possani y col., 1999). 
 
Los efectos principales de la intoxicación se da en los sistemas cardiovascular y 
respiratorio pero también hay estimulación de las actividades del sistema nervioso 
simpático y parasimpático, lo que explica la mayoría de los síntomas clínicos del 
envenenamiento. El veneno contiene además hialuronidasa que aumenta la permeabilidad 
capilar para facilitar su absorción y 5-hidroxitriptamina (serotonina) de la que depende la 
producción de dolor y edema en el sitio de la picadura (Montoya, 1996; Possani y col., 
1999; Osnaya y col., 2001). 
 
– 16 – 
ANTECEDENTES 
En condiciones de laboratorio, la toxicidad del veneno depende principalmente de la 
especie del alacrán; por ejemplo, C. limpidus limpidus presenta una dosis letal en ratones 
de 0.61 a 3.31 mg de veneno por kg de peso corporal (promedio 2 mg/kg), para reducir en 
un 50 % la población de animales de experimentación (parámetro conocido como DL50). 
Otras especies como C. noxius, muestra una DL50 de 0.26 mg/kg; en otras palabras, es 
casi 10 veces más letal (Dehesa y col., 1995). Sin embargo, también es muy importante 
considerar las características de los animales de experimentación (generalmente ratones) 
como la cepa, el sexo y la edad (Padilla y col., 2003). 
 
Diferentes factores pueden contribuir a la variación de los efectos del envenenamiento por 
la picadura de alacrán, como son: la especie del alacrán, la condición de la glándula 
venenosa al momento de la picadura, la ruta de inyección, el número de picaduras, la parte 
del cuerpo que sufrió la picadura, la cantidad de veneno inyectada, y la época del año; 
además de factores propios de la víctima como: la edad, peso, estado nutricional y estado 
de salud (Rangel y Gómez, 1997; Hutt y Houghton, 1998, Padilla y col., 2003). 
 
Generalmente la población más afectada son los menores de edad sin distinción por el 
género; las picaduras son más frecuentes en los miembros inferiores, ocurren 
principalmente durante la noche (lo que demuestra sus hábitos nocturnos ya que durante 
el día se esconden) y las picaduras son más frecuentes durante la temporada primavera-
verano (Marzo a Julio), lo que coincide con la temporada de su reproducción (Montoya, 
1996; Rangel y Gómez, 1997; Osnaya y col., 2001). Las manifestaciones leves son dolor, 
eritema e inquietud; además de entumecimiento y salivación excesiva, sensación de 
hormigueo nasal y palpitaciones. El cuadro severo se manifiesta con fiebre, distensión 
abdominal, movimientos oculares rápidos y visión borrosa; se acompañan de vómito, 
sudoración profusa, insuficiencia cardiaca, edema pulmonar y choque. Los cuadros 
severos también pueden acompañarse de convulsiones (Rangel y Gómez, 1997). 
 
El anti-veneno de alacrán usado en México contiene fragmentos de anticuerpos 
purificados [F(ab´)2]; este anti-veneno se obtiene a partir de suero de caballos hiper-
inmunizados con los venenos de los alacranes más peligrosos. El producto al ser 
liofilizado, tiene la ventaja de que no requiere refrigeración y se puede mantener a 
temperatura ambiente por varios meses por debajo de los 37 °C. El anti-veneno de alacrán 
– 17 – 
ANTECEDENTES 
debe ser usado solo cuando se observen síntomas moderados o severos; y en general, 
dos ámpulas son suficientes para controlar incluso casos severos. No obstante, dado que 
el suero antialacrán proviene de anticuerpos de caballo, constituye a su vez un antígeno 
ajeno al huésped y se corre el riesgo de alguna reacción anafiláctica (Osnaya y col., 2001; 
Rojas, 2002). 
 
 
2.7 PLANTAS USADAS EN EL TRATAMIENTO DE PICADURA DE ALACRÁN 
 
El uso de plantas para aliviar los efectos de picaduras de alacrán es común en las 
regiones donde existen alacranes, principalmente de países subdesarrollados. Hutt y 
Houghton (1998) reportaron un total de 141 especies de 53 familias de plantas de 
diferentes partes del mundo, a las que se les ha atribuido esta propiedad. La supuesta 
propiedad anti-veneno de alacrán de estas plantas puede estar relacionada con diferentes 
actividades, ya que los efectos terapéuticos de los productos naturales generalmente son 
el resultado de mas de un compuesto activo y el resultado final puede deberse a diferentes 
efectos (aditivos, complementarios, sinérgicos, antagónicos) de sus componentes. 
(Blumenthal, 2000; Stermitz y col., 2000; Raskin y col., 2002; Loew y Kaszkin, 2002). 
 
Sin embargo, son muy escasos los estudios para validar la efectividad de dichas 
propiedades, para identificar los compuestos activos y sus mecanismos de acción contra el 
efecto del veneno (Rojas, 2002; Jiménez 2004). El demostrar la efectividad de estas 
plantas contra picaduras de alacrán es una tarea para países como México que sufre de 
éste problema de salud y que tiene a su disposición recursos vegetales para explotarlos de 
una manera racional. 
 
 
2.8 GÉNERO Aristolochia EN EL TRATAMIENTO DE PICADURA DE ALACRÁN 
 
Las plantas del género Aris olochia son ampliamente usadas en México para contrarrestar 
los efectos del envenenamiento por picadura de alacrán (y otros animales ponzoñosos). Lo 
anterior quedó establecido en los resultados de una encuesta realizada a nivel nacional 
para conocer las plantas medicinales mas frecuentemente utilizadas por los terapeutas 
t
– 18 – 
ANTECEDENTES 
tradicionales, donde se mencionó el uso del ‘guaco’ para alivio de este padecimiento en 18 
sitios (aproximadamente el 50 % del total) donde se aplicó la encuesta (Lozoya y col., 
1987). 
 
Como ejemplo, se puede mencionar la receta del uso de tlacopatli que describe Rojas 
(1998): “… la raíz fresca o seca (10 g) se remoja en un cuarto de litro de alcohol durante 20 
días, éste alcohol se unta en el piquete 2 o 3 veces”; aunque también otras recetas 
recomiendan ingerir la infusión o tintura como lo menciona Cabrera (1996): “Tlacopatle. 
Remedio: tomar uno o dos gramos de polvo de la raíz, o hacer una infusión con 20 grs. de 
la misma en un litro de agua y tomar una tac ta. También puede prepararse una tintura con 
50 grs. de la raíz machacada en 200 grs. de alcohol de caña puro, que se dejan reposar 
durante una semana. Tomar una cucharadita cada hora, con un poco de agua”. 
i
r t
r
r
 
El veneno de alacrán al ser inyectado ejerce una fuerte respuesta de inflamación en la 
víctima; por lo tanto, no es de sorprender que ciertas plantas con propiedades anti-
inflamatorias como las del género A is olochia sean recomendadas para aliviar la picadura 
(Hutt y Houghton, 1998). Es interesante que algunas plantas usadas para tratar el 
envenenamiento por mordeduras de serpientes sean también usadas para dar alivio contra 
picaduras de alacrán; dentro de este grupo se encuentran muchas especies del género 
A istolochia. El ácido aristolóquico, un componente común de éste género, se ha 
observado que interactúa con enzimas de venenos de serpientes como la fosfolipasa-A2 
(PLA2), donde actúa como inhibidor no competitivo. PLA2 participa en la liberación de 
ácidos grasos de fosfolípidosde membrana de la posición sn-2 (especialmente 
araquidonato), necesarios para la biosíntesis de los eicosanoides; los cuales están 
implicados en la cascada de reacciones de enfermedades inflamatorias (Chandra y col., 
2002). Puesto que las fosfolipasas tienen un papel importante en la respuesta de 
inflamación y dolor, la inhibición de su actividad podría aliviar de manera similar esos 
síntomas en el envenenamiento por picadura de alacrán (Hutt y Houghton, 1998; Rojas, 
2002). 
 
En particular, con respecto al uso de A. elegans como anti-veneno de alacrán, Jiménez 
(2004) realizó una investigación con extractos de raíces de plantas silvestres en pruebas 
farmacológicas tanto in vivo como in vit o. Los resultados mostraron en general, que los 
– 19 – 
ANTECEDENTES 
extractos antagonizaron los efectos del veneno de Centruroides limpidus limpidus en los 
modelos experimentales estudiados. Al respecto, A. elegans podría ser la especie vegetal 
más frecuentemente usada para el tratamiento de picaduras de alacrán en el estado de 
Morelos (Monroy y Castillo, 2000; Jiménez, 2004); aunque otros autores han reportado su 
uso también contra picaduras de animales ponzoñosos (Avilés y Suárez, 1994) y como 
anticrotálico Rojas (2002). 
 
 
2.9 EVALUACIÓN FARMACOLÓGICA 
 
Una prueba farmacológica se aplica en un sistema biológico para conocer el efecto que le 
provoca la interacción con una sustancia (extracto crudo, fracciones parcialmente 
purificadas o compuestos puros) y puede ser mediante algún modelo in vivo o in vit o. Las 
especies comúnmente utilizadas en animales intactos son los ratones, ratas y en algunos 
casos gatos y cobayos; en tanto que en las pruebas in vi ro normalmente se utilizan 
preparaciones aisladas de órganos o tejidos, y existen muchas modalidades dependiendo 
del sistema fisiológico que se desea probar. 
r
t
r
 
El modelo del ‘íleon aislado de cobayo’ se fundamenta en la capacidad de contracción del 
íleon y es muy empleado para el estudio in vit o de los efectos de diferentes sustancias 
como antiespasmódicas y en el sistema nervioso parasimpático. Sus principales ventajas 
son: a) las contracciones son relativamente simples y rápidas de registrar, y b) se 
requieren pequeñas cantidades de los compuestos. Sin embargo, la complejidad de los 
posibles sitios y mecanismos de acción hace difícil la tarea de elucidar la manera exacta 
en la cual la sustancia produce o inhibe las contracciones en el órgano (Samuelsson, 
1991; Williamson y col., 1998). 
 
El intestino delgado en los mamíferos está constituido de tres partes: duodeno, yeyuno e 
íleon; el íleon es la parte más larga y constituye aproximadamente el 55 % de la longitud 
total. La parte más externa del intestino se conoce como serosa. Bajo la serosa se 
encuentran dos capas de músculo liso: en la primera las células musculares están 
orientadas longitudinalmente, mientras que en la segunda están orientadas de forma 
circular. Posteriormente se encuentra la submucosa y la mucosa. 
– 20 – 
ANTECEDENTES 
Los intestinos contienen un sistema nervioso intrínseco: el sistema entérico (SE); pero 
además contienen fibras nerviosas de origen extrínseco. Las fibras nerviosas y los 
ganglios del SE están arregladas en varios plexos, que se encuentran en todas partes del 
tubo digestivo y se extienden desde la parte del músculo liso del estómago hasta la parte 
interna del esfínter anal. Los dos plexos dominantes son el plexo mientérico que se 
encuentra entre las capas longitudinales y circulares de músculo y el plexo submucoso que 
se encuentra dentro del tejido conectivo de la submucosa. Grupos de fibras nerviosas 
conectan los ganglios en los plexos y forman redes continuas. La principal característica 
del SE es la presencia de muchas diferentes substancias neurotransmisoras: acetilcolina, 
noradrenalina, 5-hidroxitriptamina, sustancia P, etc. (Samuelsson, 1991). 
 
Existen varias razones para considerar por separado el SE como una división específica 
del sistema nervioso autónomo además de las divisiones del simpático y parasimpático: 
 
▫ El SE es relativamente independiente del control central. El daño al sistema en 
las rutas extrínsecas tiene poco efecto en las funciones digestivas. 
 
▫ El número de neuronas en este sistema (107-108), es equivalente al número 
total de neuronas en la médula espinal. 
 
▫ Existen al menos diez diferentes tipos de terminales nerviosas en el SE. 
ste cambio de estado 
uede ser registrado durante todo el tiempo en que dura la prueba. 
 
Las células musculares de un fragmento aislado del tejido están bajo la influencia de 
señales de este SE y su estado contráctil depende del balance de la información que lo 
controla (de estímulo o inhibición) transmitido mediante neurotransmisores, hormonas, 
autacoides y otras sustancias; y este balance puede ser alterado por diferentes 
compuestos. La adición de un compuesto bioactivo al baño en el cual está suspendido el 
fragmento aislado del íleon, puede causar un cambio en el estado contráctil de los 
músculos, provocando una contracción o relajación del tejido. E
p
 
 
 
– 21 – 
ANTECEDENTES 
Los cambios provocados por el o los compuestos bioactivos pueden ser el resultado de 
ferentes mecanismos: 
 
▫ ón de neurotransmisores. 
 
▫ La interferencia con segundos mensajeros, p.ej. adenosina monofosfato (AMP) 
 influyen en los niveles de 
 
▫ La acción directa sobre las células del músculo liso. 
 
▫ Tratándose de extractos, los efectos pueden ser una combinación de diferentes 
mecanismos, ya que son mezclas generalmente de una gran cantidad de 
sustancias desconocidas. 
di
La interferencia en la liberación o desactivaci
 
▫ La acción directa del compuesto en los receptores de los transmisores ó en los 
receptores para las hormonas o autacoides. 
o guanosina monofosfato (GMP) cíclicos, los cuales
calcio que participan de manera muy importante en la contracción muscular. 
– 22 – 
 
33 
jjuussttiiffiiccaacciióónn 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
JUSTIFICACIÓN 
 
La disminución de las poblaciones silvestres de Aristolochia elegans es una consecuencia 
de la colecta indiscriminada para uso medicinal. La micropropagación y cultivo en 
invernadero de ésta especie, es una alternativa biotecnológica para la obtención de 
plantas sanas y homogéneas; con lo que se puede disponer de material vegetal para 
futuras investigaciones de su aplicación en el tratamiento de la picadura de alacrán, lo que 
además puede contribuir a evitar la desaparición de las poblaciones en estado silvestre. 
 
En esta investigación se propone que mediante la micropropagación y cultivo de A. 
elegans se pueden obtener plantas con capacidad de antagonizar en íleon de cobayo, el 
efecto de contracción inducido por veneno de alacrán, semejante a la reportada de plantas 
silvestres; lo cual será un indicativo de su efectividad terapéutica como anti-veneno de 
alacrán. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
– 23 – 
 
44 
oobbjjeettiivvooss 
 
 
 
 
 
4.1 Objetivo general 
 
 • Determinar si los extractos de las plantas de Aris olochia elegans Mast. (obtenidas 
por micropropagación y crecidas en invernadero), tienen la capacidad de relajar el 
íleon de cobayo contraído por efecto del veneno de alacrán Centruroides limpidus 
limpidus Karsch, de manera semejante a la reportada para plantas silvestres. 
t
r
r
 
4.2 Objetivos particulares 
 
• Establecer las condiciones de desinfestación y germinación in vit o de semillas de 
A. elegans. 
 
• Establecer las condiciones de micropropagación de A. elegans a partir de yemas 
axilares y apicales. 
 
• Obtener plantas por cultivo in vit o y aclimatizarlas a condiciones ex vitro mediante 
un sistema hidropónico. 
 
• Obtener extractos metanólicos y hexánicos de las plantas cultivadas. 
 
• Evaluar el efecto relajante de los extractos en íleon aislado de cobayo, contraído 
por veneno de alacrán C. limpidus limpidus.– 24 – 
 
55 
mmaatteerriiaalleess 
yy mmééttooddooss 
MATERIALES Y MÉTODOS 
5.1 MATERIALES 
 
5.1.1 Material biológico 
 
Se utilizaron semillas de plantas de A. elegans cultivadas en la parcela experimental del 
Centro de Investigación Biomédica del Sur-IMSS en el Municipio de Xochitepec, Morelos. 
Estas plantas fueron identificadas previamente por personal del herbario del IMSSH y 
registradas con el número HPMIMSS13595. 
 
5.1.2 Reactivos y material de laboratorio 
 
Todos los reactivos usados fueron grado analítico de las marcas Merck, Sigma, Baker y 
Mallinkrodt; el material de vidrio fue el común de laboratorio. 
 
5.2 METODOLOGÍA EXPERIMENTAL. 
 
En la Figura 3 se muestra el diagrama de flujo de las etapas experimentales. Cabe 
mencionar que las etapas correspondientes a la micropropagación, aclimatización y cultivo 
en invernadero fueron realizadas en el Laboratorio de Cultivo de Células Vegetales y en el 
Invernadero del CeProBi en Yautepec, Morelos; mientras que la obtención de los extractos 
de las plantas micropropagadas y la prueba farmacológica se efectuaron en las 
instalaciones del CIBIS-IMSS en Xochitepec, Morelos. 
 
Colecta de 
semillas 
Plántulas 
asépticas Desinfestación Germinación
Factorial 
(explantes y fito-
reguladores) 
Aclimatización Enraizamiento Multiplicación
Transferencia a 
invernadero 
Obtención de 
extractos 
Cosecha Prueba farmacológica 
en íleon de cobayo
 
 
Figura 3. Diagrama de flujo del desarrollo experimental. 
– 25 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
5.3 MICROPROPAGACIÓN Y CULTIVO 
 
5.3.1 Condiciones generales de preparación de medio de cultivo 
 
El medio de cultivo basal empleado fue el MS (Murashige y Skoog, 1962). En la 
preparación del medio de cultivo, antes de la adición del agar, se ajustó el pH 
(Potenciómetro Jenco Electonics, LTD mod. 1671) a un valor de 5.8 (con HCl 0.1 N). 
Todos los componentes del medio fueron mezclados antes de la esterilización. La 
esterilización se llevó a cabo en autoclave (AESA, modelo C.V. 250) a una temperatura de 
120 °C durante 20 min. En los diferentes experimentos cada unidad experimental (UE) 
consistió de un frasco de vidrio transparente tipo ‘gerber’ (6.0 cm de diámetro y 6.0 cm de 
altura con tapa de plástico) conteniendo el medio de cultivo (20 ml) y los explantes. Las 
condiciones generales en la cámara de incubación fueron: temperatura de 25±2 °C, 16 
horas de fotoperíodo con una irradiancia de 310 µmol m-2 s-1 (luxómetro Mavolux digital 
B400, Bélgica) generados con lámparas de luz blanca fluorescente. 
 
5.3.2 Desinfestación de semillas 
 
Con la finalidad de obtener plántulas asépticas, se buscaron las condiciones de 
desinfestación de semillas; para ello se siguió el proceso señalado en la Figura 4. 
 
 
b1) tratamientos con 
etanol al 70 % 
a) lavado de semillas con 
sol. detergente 1 % b) enjuague 
 
 
i
desionizada; c) inmersión de las semillas a diferentes tratamientos con soluciones de 
Figura 4. D agrama de flujo de la desinfestación de semillas. 
 
 
En la primera etapa se aplicó el siguiente proceso: a) lavado con solución de detergente al 
1% p/v en agua desionizada durante 30 min; b) tres enjuagues sucesivos con agua 
c) tratamientos con 
NaClO d) enjuague e) siembra b2) enjuague 
1ª etapa
2ª etapa 
– 26 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
hipoclorito de sodio (NaClO) de acuerdo a lo que se describe en el Cuadro 2; d) enjuague y 
e) siembra en medio nutritivo. 
 
 
Cuadro 2. Tratamientos para la desinfestación de semillas de A. elegans mediante la 
 
TRATAMIENTO (% re) 
combinación de tres concentraciones de NaClO con tres tiempos de inmersión. 
NaClO Tiempo de inmersión 
cloro lib (min) 
 
A 
10 
10 
10 
B 
C 
D 
E 
F 
G 
H 
I 
 
0.5 
0.5 
0.5 
1.0 
1.0 
1.0 
1.5 
1.5 
1.5 
 
5 
15 
5 
15 
5 
15 
 
on base en los resultados de la primera etapa, se eligió un solo tratamiento de acuerdo 
n la desinfestación se trabajó con lotes de 25 semillas. La aplicación de las soluciones de 
dentro de ella. 
 
C
con el porcentaje de desinfestación y de germinación obtenido. En la segunda etapa se 
modificó el proceso en el inciso (b) de la Figura 4, donde se aplicaron tratamientos con una 
mezcla de etanol al 70 % v/v en agua desionizada con tres tiempos de inmersión: 1, 3 y 5 
min previos al tratamiento en NaClO. El proceso finalizó con el enjuague y la siembra de 
las semillas en el medio de cultivo. 
 
E
lavado, desinfestante y enjuague se hicieron en una proporción de 1 ml de solución por 
semilla tratada. La solución de detergente y de NaClO se prepararon a partir de los 
productos comerciales Roma® y Cloralex® respectivamente; éste último con un contenido 
de cloro libre de 6 %. Las semillas en contacto con las soluciones de etanol se agitaron 
manualmente, mientras que con las soluciones de NaClO se utilizó un agitador magnético. 
Los lavados con detergente, etanol y los enjuagues respectivos se realizaron fuera de la 
campana; mientras que la inmersión en NaClO y la siembra de las semillas se realizaron 
– 27 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
En la siembra se utilizó el medio MS al 50 % de concentración de nutrientes, sacarosa al 
1.5 % (p/v) y agar al 0.4 % (p/v). Se colocaron cinco semillas (NSS = número de semillas 
% SD = NSD x 100 NSS (1) 
na vez que comenzó la germinación (emergencia de la radícula), se incubaron las 
plántulas en una irradiancia de 310 µmol m s y 16 horas de fotoperíodo. 
manas de edad. Los explantes se obtuvieron por cortes de 
s plántulas en segmentos de 0.5 cm de longitud que contenían la yema apical y 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Representación de los sitios de corte en las plántulas para obtener los 
explantes. 
 
sembradas) sobre el medio de cultivo en cada unidad experimental (UE). Cada tratamiento 
se aplicó en tres UE en la primera etapa y en seis en la segunda. Las cuales se 
mantuvieron dentro de la cámara de incubación durante dos semanas en oscuridad; al 
término de este tiempo se realizó la evaluación del número de semillas desinfestadas 
(NSD). Se consideraron como desinfestadas a aquellas semillas en las que no se observó 
crecimiento de microorganismos a su alrededor. El porcentaje de semillas desinfestadas 
(% SD) se obtuvo mediante la siguiente ecuación: 
 
÷
 
U
-2 -1
 
5.3.3 Inducción de brotes 
 
Se utilizaron plántulas de 8 se
la
segmentos de tallo de 1 cm con un solo nudo que incluía la yema axilar (Figura 5). 
 
 
 
 
 
yema axilar
yema apical
– 28 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
Se pla ción 
últiple, donde se evaluaron las variab EXPLANTE (yemas apicales y yemas 
ión se realizó al cumplirse la sexta semana de incubación; para lo cual se contó 
l número total de brotes en cada unidad experimental (TBU). El índice de brotes por 
 
Cuadro 3. Tratamientos con los fito-reguladores ANA y/o BAP para la inducción de 
brotación múltiple en dos tipos de explante (yemas apicales y yemas axilares). 
nteó un diseño experimental bifactorial para obtener la respuesta de brota
les: TIPO DEm
axilares) y TRATAMIENTOS CON LOS FITO-REGULADORES ANA y BAP; éstos se adicionaron al 
medio de cultivo en las concentraciones como se indica en el Cuadro 3, donde se incluyó 
también un control sin fito-reguladores. Se utilizó el medio MS al 100 % de concentración 
de nutrientes, sacarosa al 3.0 % (p/v) y agar al 0.8 % (p/v). En cada UE se sembraron tres 
explantes (NES = número de explantes sembrados) y cada tratamiento se realizó por 
triplicado. 
 
La evaluac
e
explante (IBE) se obtuvo mediante la siguiente ecuación: 
 
IBE = TBU ÷ NES (2) 
 
 
ANA BAP 
TRATAMIENTO
Concentración (µM) 
 
1 
 
0.0 
 
5.0 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
8 
0.0 
0.0 2.5 
0.0 
0.5 
0.5 
0.5 
0.5 
0.0 
10.0 
0.0 
2.5 
5.0 
10.0 
 
 
as diferentes fases que se siguieron para la micropropagación de A. elegans, se 
presentan en la Figura 6. 
L
re
 
– 29 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
 
Multiplicación 
Inducción de 
brotesExplantes 
asépticos 
Aclimatización
Elongación y 
enraizamiento 
Transferencia 
al sustrato 
Figura 6. Esquema en el que se muestran las diferentes fases de 
 
.3.4 Multiplicación y elongación de brotes 
a multiplicación se realizó con diez explantes colocados en medio de cultivo con el 
.3.5 Inducción de raíces 
imultáneamente a la elongación de brotes y con base en los trabajos reportados sobre 
micropropagación de A. elegans. 
 
5
 
L
tratamiento que presentó el mayor rendimiento, incubados durante 4 semanas y al término 
de éste período, se separaron los brotes mayores a 0.5 cm para subcultivarse. La etapa de 
multiplicación concluyó al terminar el segundo período de cultivo y todos los brotes 
resultantes se sembraron en medio de cultivo sin fito-reguladores para su elongación; en el 
que permanecieron durante 3 semanas. 
 
5
 
S
inducción de raíces en otras especies de Aristolochia, se desarrolló un diseño experimental 
para definir las condiciones de inducción de raíces en brotes de A. elegans. Para ello se 
– 30 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
utilizaron plántulas asépticas de 6 semanas de edad, de las que se cortaron las yemas 
axilares, que se sembraron en el medio de cultivo MS al 100 % de concentración de 
nutrientes, sacarosa al 3.0 %, agar al 0.8 % y los fito-reguladores: ácido indolbutírico (AIB) 
y ANA en diferentes concentraciones de acuerdo con el Cuadro 4. 
 
 
Cuadro 4. Tratamientos con los fito-reguladores AIB y ANA para la inducción de 
 
AIB ANA 
raíces en explantes de yemas axilares. 
TRATAMIENTO
Concentració ) n (µM
 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
7 
8 
9 
 
0.0 
 
0.0 
0.5 
1.5 
2.5 
5.0 
0.0 
0.0 
0.0 
0.0 
0.0 
0.0 
0.0 
0.0 
0.5 
1.5 
2.5 
5.0 
 
ada UE consistió en la siembra de 2 explantes (NES = número de explantes sembrados) 
IRE = TRU ÷ NES (3) 
 
l término de la prueba de inducción de raíces, los brotes elongados se transfirieron al 
 
C
y cada tratamiento se realizó con cuatro UE. La evaluación se hizo al cumplirse la sexta 
semana de incubación y para ello se contó el número total de raíces en cada unidad 
experimental (TRU). El índice de raíces por explante (IRE) se obtuvo mediante la siguiente 
ecuación: 
 
A
medio de cultivo adicionado con el tratamiento que indujo el mayor número de raíces. 
 
 
 
– 31 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
5.3.6 Aclimatización 
as plantas enraizadas se aclimatizaron mediante el método desarrollado por Ventura 
a aclimatización se hizo al exponer gradualmente las plantas a las condiciones ex vitro, 
urante el proceso de apertura de la cubierta de plástico, se tomaron lecturas de humedad 
÷ HR) (4) 
 
Donde T se debe expresar en ° K (Salisbury y Cleon, 1994). 
 
L
(1998; 2001). Éste consistió en un sistema hidropónico, conformado por un frasco de vidrio 
que contenía solución nutritiva de Hoagland (Hoagland y Arnon, 1950), el pH se ajustó a 
5.5. Después el frasco se tapó con papel aluminio, al que se le hizo un corte en forma de 
‘V’ de 1 cm por lado para insertar la raíz, de esta forma el sistema radical quedó inmerso 
en la solución. La parte aérea de las plantas se cubrió con una bolsa de plástico 
transparente de 10 x 20 cm (Figura 6). La bolsa quedó boca abajo y se sujetó con una liga 
cubriendo la planta; de esta forma se creó un ambiente semi-hermético en el sistema 
hidropónico. 
 
L
para ello, se hicieron perforaciones circulares de 0.6 cm de diámetro en la bolsa (parte 
superior), con una perforadora manual (en cada perforación se obtienen dos orificios: uno 
de cada lado de la bolsa). La apertura gradual se realizó de la siguiente manera: en el 
transcurso de la primera semana las bolsas se mantuvieron intactas; al cumplirse la 
primera semana, se realizó una perforación y uno de los orificios se cubrió con cinta 
adhesiva para dejar sólo uno abierto; al cumplirse la segunda semana se abrió el orificio 
que estaba cubierto. Al término de la tercera semana se realizó la segunda perforación; al 
cumplirse la cuarta semana se realizó la tercera y cuarta perforación; finalmente en la 
quinta semana se abrió totalmente la bolsa mediante un corte con tijeras, de manera que 
las plantas quedaron expuestas a las condiciones de la cámara de cultivo: 16 h de 
fotoperíodo con irradiancia de 310 µmol m-2 s-1, temperatura de 25 ± 2°C y humedad de 45-
48 % HR (termo-higrómetro digital Cole Parmer modelo PT8708). 
 
D
de la cámara de incubación y dentro del sistema hidropónico de diez plantas. Con estos 
valores se determinó el potencial hídrico (Ψ) atmosférico en la cámara y dentro del sistema 
hidropónico, mediante la siguiente ecuación: 
 
Ψ (MPa) = –1.06 T log (100 
– 32 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
Cabe mencionar que al cumplirse el primer mes de aclimatización se cambió la solución 
on la finalidad de comparar los parámetros mencionados, se obtuvo la velocidad 
VE = (VNF (t2 – t1) (5) 
 
.3.7 Cultivo en invernadero y cosecha 
e utilizó un sustrato preparado en el invernadero con una mezcla de peat-moss, agrolita y 
as plantas del sistema hidropónico se transfirieron a vasos de unicel de 0.2 l de 
contenida en los frascos por solución recién preparada; en estas condiciones las plantas 
se mantuvieron hasta cumplirse el segundo mes. Durante la aclimatización (tiempo 0, 1 y 2 
meses), se evaluaron los siguientes parámetros de crecimiento: 1) número de nudos, 2) 
número de raíces secundarias (las formadas en la interfase raíz-tallo), 3) longitud de la raíz 
y 4) longitud de la parte aérea (desde la interfase raíz-tallo hasta la yema apical). 
 
C
específica (VE) de cambio de cada uno, mediante los valores numéricos de los parámetros 
evaluados al final de cada tiempo (VNF) y los del inicio (VNI) en los intervalos de tiempo: 
0-1 mes (t1 y t2) y de 1-2 meses (t1 y t2), de acuerdo con la siguiente ecuación: 
 
 – VNI) ÷
5
 
S
vermiculita en una relación 3:1:1 respectivamente. El pH se ajustó dentro del intervalo de 
6.0-6.5, mediante el uso de óxido de calcio (CaO), el cual se agregó en polvo sobre la 
mezcla seca. La medición de pH se realizó de la siguiente manera: se pesaron 5 g de la 
mezcla seca y se agregaron 50 ml de agua desionizada; se filtró sucesivamente con gasa 
y papel filtro de poro grande; finalmente se midió el pH del filtrado. Una vez ajustado el pH, 
el sustrato se esterilizó en autoclave durante 1 h a 120 °C. 
 
L
capacidad que contenían el sustrato estéril. Una vez plantadas, se agregaron en cada vaso 
50 ml de la misma solución nutritiva utilizada en el sistema hidropónico. Debido a la 
heterogeneidad de la altura de las plantas y para facilitar su manejo, se realizó una poda 
en todas ellas, dejándolas con una altura de 0.1 m. Las plantas contenidas en los vasos de 
unicel se mantuvieron durante 3 semanas dentro del laboratorio; posteriormente, se 
transfirieron a macetas de 2 l de capacidad cuyo volumen fue cubierto con el sustrato 
antes descrito. 
 
– 33 – 
MATERIALES Y MÉTODOS 
En estas macetas, al inicio y al cumplimiento de cada mes se agregaron 100 ml de la 
solución nutritiva de Hoagland; además de los riegos con agua de la llave una vez por 
semana. En cada maceta se colocó un tutor de madera (1.20 m aprox.) que sirvió como 
guía a la planta. Las macetas se colocaron dentro del invernadero sobre una mesa (2.50 x 
1.20 m) que tenía una altura de 0.70 m del piso. 
 
Adicionalmente, se colocó una red (tela de malla de apertura muy fina) para cubrir el 
espacio sobre la mesa (1.5 m de altura) donde se desarrollaron las plantas; esto sirvió de 
barrera física para evitar la invasión de insectos. En estas condiciones de cultivo las 
plantas se mantuvieron durante 5 meses. Durante el período de cultivo en el invernadero, 
se obtuvieron lecturas de temperatura, humedad e irradiancia. 
 
En la cosecha, se cortó la parte aérea y la raíz de cada planta a partir de la interfase tallo–
raíz. Las raíces se separaron manualmente del sustrato y tanto las raíces como

Otros materiales