ALVARADO-DE-LEON--SERGIO-DANIEL

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TRABAJO ESCRITO CORRESPONDIENTE A LA OPCIÓN DE TITULACIÓN: 
CURRICULAR 
EN LA MODALIDAD DE: 
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN 
 
 
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA DE BIOTECNOLOGÍA 
TÍTULO DEL TRABAJO: 
 MICROENCAPSULACION DE UN EXTRACTO ACUOSO DE 
CAPULIN (Prunus serotina) EMPLEANDO SECADO POR 
ASPERSION Y MEZCLAS DE ALMIDON DE MALTODEXTRINA Y 
CHINCHAYOTE 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
INGENIERO EN ALIMENTOS 
PRESENTA: 
SERGIO DANIEL ALVARADO DE LEÓN 
Ciudad de México a, 14 Diciembre de 2016 
 
 
 
DIRIGIDA POR: DR. JORGE YAÑEZ FERNANDEZ 
 DR. MIGUEL AGUILAR MÉNDEZ 
 
 
NMBRE DIRECTOR(ES) 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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ÍNDICE 
RESUMEN .................................................................................................................... 1 
1. INTRODUCCIÓN ...................................................................................................... 2 
2. ANTECEDENTES. .................................................................................................... 2 
2.1. CAPULÍN. .............................................................................................................. 2 
2.1.1. DISTRIBUCIÓN DEL CAPULÍN EN MÉXICO..................................................... 3 
2.1.2. DENOMINACIONES DEL FRUTO. ..................................................................... 3 
2.1.3. FORMAS DE PROPAGACIÓN. .......................................................................... 4 
2.1.4. USOS. ................................................................................................................ 4 
2.2. COMPUESTOS BIOACTIVOS. ............................................................................. 4 
2.2.1. COMPONENTES BIOACTIVOS DEL CAPULÍN. ............................................... 5 
2.2.1.1. POLIFENOLES ................................................................................................ 5 
2.2.1.2. ANTIOXIDANTES. ........................................................................................... 7 
2.2.1.3. FLAVONOIDES. .............................................................................................. 7 
2.2.1.4. ANTOCIANINAS. ............................................................................................ 7 
2.3 ENCAPSULACIÓN. ................................................................................................ 8 
2.4 MÉTODOS DE ENCAPSULACIÓN. ....................................................................... 9 
2.4.1 MICROENCAPSULACIÓN. ............................................................................... 11 
2.4.2 INCLUSIÓN MOLECULAR. ............................................................................... 11 
2.4.3 COACERVACIÓN. ............................................................................................ 11 
2.4.4 EXTRUSIÓN. ..................................................................................................... 12 
2.4.5 SECADO POR ENFRIAMIENTO/CONGELAMIENTO. ...................................... 12 
2.4.6 COBERTURA POR LECHO FLUIDIZADO. ....................................................... 12 
2.4.7 ATRAPAMIENTO POR LIPOSOMAS. .............................................................. 12 
2.4.8 SECADO POR ASPERSIÓN. ............................................................................ 13 
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2.4.8.1 MATERIALES EMPLEADOS PARA LA MICROENCAPSULACIÓN. ............ 13 
2.4.8.2. ALMIDÓN. ..................................................................................................... 14 
2.4.8.3. MODELOS DE FORMACIÓN DEL GRANULO DE ALMIDÓN. ..................... 15 
2.4.8.4. FORMACIÓN DEL GRANULO DE ALMIDÓN. .............................................. 15 
3. JUSTIFICACIÓN. ................................................................................................... 17 
4. OBJETIVOS. .......................................................................................................... 18 
4.1 OBJETIVO GENERAL. ........................................................................................ 18 
4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS................................................................................. 18 
5. METODOLOGÍA Y MATERIALES. ........................................................................ 19 
5.1. METODOLOGÍA .................................................................................................. 19 
5.2. EXTRACCIÓN DE ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ............................................ 21 
5.3. CARACTERIZACIÓN DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ............................... 21 
5.3.1 DETERMINACIÓN DE HUMEDAD DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ......... 21 
5.3.2 PROPIEDADES DE FLUJO DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ................... 21 
5.3.2.1. DENSIDAD APARENTE DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ..................... 21 
5.3.2.2. DENSIDAD EMPACADA DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. .................... 22 
5.3.2.3 ÍNDICE DE CARR DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ............................... 22 
5.3.2.4 COCIENTE DE HAUSNER DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. .................. 22 
5.3.2.5 ANGULO DE REPOSO DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ....................... 22 
5.3.3. MORFOLOGÍA GRANULAR DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ................. 23 
5.3.4. DETERMINACIÓN DE CAPACIDAD DE HINCHAMIENTO Y SOLUBILIDAD DEL 
ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ................................................................................. 23 
5.3.5. DETERMINACIÓN DE CAPACIDAD DE RETENCIÓN DE AGUA DEL ALMIDÓN 
DE CHINCHAYOTE.................................................................................................... 24 
5.3.6. DETERMINACIÓN DE CENIZAS DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. .......... 24 
5.3.7. FIBRA CRUDA DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ...................................... 25 
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5.3.8. DETERMINACIÓN DE GRASA DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ............. 25 
5.4. OBTENCIÓN DEL EXTRACTO ACUOSO DE CAPULÍN. ................................... 25 
5.5. CARACTERIZACIÓN DEL EXTRACTO ACUOSO. ............................................ 25 
5.5.1. DETERMINACIÓN DE SOLIDOS SOLUBLES TOTALES (°BRIX) .................. 25 
5.5.2. DETERMINACIÓN DE PH. ............................................................................... 26 
5.5.3. DETERMINACIÓN DE ACIDEZ TITULABLE. .................................................. 26 
5.5.4. DETERMINACIÓN DE AZUCARES TOTALES. ............................................... 26 
5.5.5. DETERMINACIÓN DE ACTIVIDAD ANTIOXIDANTE POR EL MÉTODO DE DPPH.
 ................................................................................................................................... 27 
5.5.6. DETERMINACIÓN DE POLIFENOLES TOTALES POR EL MÉTODO DE FOLIN-
CIOCALTEU. .............................................................................................................. 28 
5.6. SECADO DE MEZCLA DE DISPERSIONES CON EL EXTRACTO ACUOSO ... 29 
5.7. CARACTERIZACIÓN DEL MICROENCAPSULADO .......................................... 29 
5.7.1. DETERMINACIÓN DE ACTIVIDAD ACUOSA. ................................................ 30 
5.7.2. DETERMINACIÓN DE HUMEDAD. .................................................................. 30 
5.7.3. DETERMINACIÓN DE SOLUBILIDAD. ............................................................ 30 
5.7.4. DETERMINACIÓN DE LA MORFOLOGÍA DE LOS MICROENCAPSULADOS.30 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN. .............................................................................. 31 
6.1. CARACTERIZACIÓN DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. ............................... 31 
6.1.1. DETERMINACIÓN DE HUMEDAD, GRASA, CENIZA, FIBRA CRUDA. .......... 31 
6.1.2. PROPIEDADES DE FLUJO. ............................................................................32 
6.1.3. MORFOLOGÍA Y BIRREFRINGENCIA DEL GRANULO. ................................ 34 
6.1.4. CAPACIDAD DE HINCHAMIENTO, SOLUBILIDAD Y CAPACIDAD DE 
RETENCIÓN DEL AGUA. .......................................................................................... 36 
6.2. CARACTERIZACIÓN DEL EXTRACTO ACUOSO DE CAPULÍN. ...................... 38 
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6.2.1. SOLIDOS SOLUBLES TOTALES, ACIDEZ TITULABLE, AZUCARES TOTALES.
 ................................................................................................................................... 38 
6.2.4. ACTIVIDAD ANTIOXIDANTE. Y POLIFENOLES TOTALES. .......................... 39 
6.3. RENDIMIENTO DEL PROCESO DE ENCAPSULACIÓN POR EL MÉTODO DE 
SECADO POR ASPERSIÓN. ..................................................................................... 40 
6.4. DETERMINACIÓN DE HUMEDAD, ACTIVIDAD ACUOSA Y SOLUBILIDAD DEL 
ENCAPSULADO. ....................................................................................................... 40 
6.5. ANÁLISIS DE LOS COMPUESTOS BIOACTIVOS DEL CAPULÍN. ................... 41 
6.6. MORFOLOGÍA DE LOS MICROENCAPSULADOS. ........................................... 43 
7. CONCLUSIONES. .................................................................................................. 45 
8. PERSPECTIVAS. ................................................................................................... 45 
9. REFERENCIAS. ..................................................................................................... 46 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Índice de figuras. 
FIGURA 1. FRUTOS DEL ÁRBOL DE CAPULÍN. ......................................................................... 3 
FIGURA 2. CLASIFICACIÓN DE POLIFENOLES ......................................................................... 6 
FIGURA 3. ESTRUCTURA DE LOS PRINCIPALES FLAVONOIDES. ................................................ 7 
FIGURA 4. ESTRUCTURA DE LAS PRINCIPALES ANTOCIANINAS. .............................................. 8 
FIGURA 5. ESQUEMA DE FORMACIÓN DEL GRANULO DE ALMIDÓN. ........................................ 16 
FIGURA 6. ETAPAS DE LA METODOLOGÍA PARA MICROENCAPSULAR UN EXTRACTO ACUSO DE 
CAPULÍN. ................................................................................................................... 19 
FIGURA 7. DETERMINACIONES PARA LA CARACTERIZACIÓN DE ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE, 
EXTRACTO ACUOSO Y MICROENCAPSULADOS. .............................................................. 20 
FIGURA 8. MICROSCOPIA DE LUZ BLANCA DE LOS GRÁNULOS DE ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. 35 
FIGURA 9. MICROSCOPIA DE LUZ POLARIZADA DEL GRANULO DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE.
 ................................................................................................................................. 35 
FIGURA 10. GRÁFICO DE LA SOLUBILIDAD DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE RESPECTO A LA 
TEMPERATURA. .......................................................................................................... 37 
FIGURA 11. GRÁFICO DE HINCHAMIENTO DEL GRANULO DE ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE 
RESPECTO A LA TEMPERATURA. .................................................................................. 37 
FIGURA 12. MICROGRAFÍA DEL MICROENCAPSULADO CON MEZCLAS DE ALMIDÓN (7%) Y 
MALTODEXTRINA (3%). ............................................................................................... 44 
FIGURA 13. MICROGRAFÍA DEL MICROENCAPSULADO CON MEZCLAS DE ALMIDÓN (5%) Y 
MALTODEXTRINA (5%). ............................................................................................... 44 
FIGURA 14. MICROGRAFÍA DEL MICROENCAPSULADO CON MEZCLAS DE ALMIDÓN (3%) Y 
MALTODEXTRINA (7%). ............................................................................................... 44 
FIGURA 15. MICROGRAFÍA DEL MICROENCAPSULADO CON MALTODEXTRINA (10%) ............... 44 
 
 
 
 
 
 
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Índice de tablas. 
TABLA 1. TÉCNICAS DE ENCAPSULACIÓN CON SUS AGENTES ENCAPSULANTES Y 
COMPONENTES BIOACTIVOS QUE PROTEGEN. ............................................................... 10 
TABLA 2. CLASIFICACIÓN DE AGENTES ENCAPSULANTES UTILIZADOS PARA 
MICROENCAPSULAR. ................................................................................................... 14 
TABLA 3. TEMPERATURAS DE CALENTAMIENTO DE LAS SOLUCIONES PARA DETERMINAR 
CAPACIDAD DE HINCHAMIENTO Y SOLUBILIDAD. ............................................................ 23 
TABLA 4. CONCENTRACIÓN Y VOLÚMENES PARA LA PREPARACIÓN DE LAS DILUCIONES DE LA 
CURVA ESTÁNDAR DE ÁCIDO ASCÓRBICO. .................................................................... 27 
TABLA 5. PORCENTAJE DE LAS CONCENTRACIONES DE LOS AGENTES ENCAPSULANTES PARA 
LA PREPARACIÓN DE LAS DISPERSIONES CON EL EXTRACTO ACUOSO. ........................... 29 
TABLA 6. RESULTADOS DE QUÍMICO PROXIMAL DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE. .................. 31 
TABLA 7. PROPIEDADES DE FLUJO DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE ..................................... 32 
TABLA 8. ESCALA DE FLUIDEZ RESPECTO AL RANGO DEL ÍNDICE DE CARR. .......................... 33 
TABLA 9. ESCALA DE FLUIDEZ RESPECTO AL RANGO DEL COCIENTE DE HAUSNER. ............... 33 
TABLA 10. CLASIFICACIÓN DE LOS POLVOS RESPECTO AL RANGO DE ÁNGULO DE REPOSO ... 34 
TABLA 11. CAPACIDAD DE HINCHAMIENTO Y PORCENTAJE DE SOLUBILIDAD DEL ALMIDÓN DE 
CHINCHAYOTE. ........................................................................................................... 36 
TABLA 12. CAPACIDAD DE RETENCIÓN DE AGUA DEL ALMIDÓN DE CHINCHAYOTE.................. 38 
TABLA 13. CARACTERIZACIÓN DEL EXTRACTO ACUOSO Y FRUTO DEL ÁRBOL DE CAPULÍN. .... 39 
TABLA 14. RENDIMIENTOS DE LOS MICROENCAPSULADOS EMPLEANDO SECADO POR 
ASPERSIÓN. ............................................................................................................... 40 
TABLA 15. CARACTERÍSTICAS FISICOQUÍMICAS DE LOS MICROENCAPSULADOS. .................... 41 
TABLA 16. POLIFENOLES TOTALES DE LOS MICROENCAPSULADOS. ..................................... 42 
TABLA 17. ACTIVIDAD ANTIOXIDANTE DE LOS MICROENCAPSULADOS. .................................. 43 
 
 
 
 
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Resumen 
El fruto de capulín contiene compuestos bioactivos los cuales promueven estados 
saludables y prevención de enfermedades. Algunos de los compuestos con actividad 
bioactiva son los polifenoles que desempeñan un papel importante tanto en las plantas 
como en los alimentos y que son usados principalmente como colorantes o antioxidantes. 
Algunos de estos componentes del capulín que aportan una importante actividad 
antioxidante son los flavonoides como kamferol, quercetina y antocianinas. Sin embargo, 
una limitante de estos componentes bioactivos es su baja estabilidad a cambios de 
temperatura, tensión de oxígeno y la luz entre otros. Al respecto los procesos de 
encapsulación se presentan como una alternativa para mantener la actividad la actividad 
de las moléculas antes mencionadas 
Es por eso que en el presente proyecto se evaluó el efecto del proceso de 
microencapsulación por secado por aspersión en las propiedades físicas y fisicoquímicas 
de un extracto acuoso de capulín (EAC). Para esto se realizaron diferentes formulaciones 
de almidón de chinchayote- maltodextrina (ACH-MAL). Bajo un diseño de mezclas 
Simplex Lattice, con 8 corridas experimentales donde las mezclas de ACH-MAL fueron 
de 7.5 a 2.5 respectivamente. El proceso de secado se realizó en un equipo BÜCHI Mini 
Spray Dryer B-290, empleando una temperatura de entrada de 120°C., flujo de 15% y 
aspiración de 100%. Los resultados mostraron el mejor rendimiento de 89.13% siendo un 
encapsulado con 10% de maltodextrina, también la muestra mostro la mejoractividad 
acuosa (0.268), humedad (2.21%) y solubilidad (75.43%). 
Por otra parte el microencapsulado que se desarrolló con 10% maltodextrina presento 
menor perdida de polifenoles totales con respecto a los demás microencapsulados 
mostrando una concentración de 73.97mg AG/ml. La muestra que mostro mejor actividad 
antioxidante fue una mezcla de almidón de chinchayote (7%) y maltodextrina (3%) 
teniendo un porcentaje de inhibición de 46.61%. 
Concluyendo: La corrida 3 no cambio su capacidad antioxidante respecto al extracto 
acuso siendo del 45.06%. Por ende las corridas con mezclas de almidón de chinchayote 
con maltodextrina favorecen a la estabilidad de la capacidad antioxidante, mientras que 
las corridas con mezclas con mayor contenido de maltodextrina favorecen a los 
polifenoles totales. 
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1. Introducción 
En México hay una gran variedad de frutos que tienen una importante actividad 
antioxidante y contenido de fenoles denominados como compuestos bioactivos los cuales 
son constituyente de los alimentos que aportan efectos benéficos a la salud. 
Un fruto con gran potencial antioxidante es el fruto del árbol de capulín el cual sus 
compuestos bioactivos han sido el objeto de numerosos estudios debido y su efecto 
benéfico en la prevención de enfermedades cronicodegenerativas, como las 
cardiovasculares y cáncer. Además una función importante en la industria de los 
alimentos es que su presencia puede limitar el deterioro por reacciones de oxidación 
extendiendo la vida útil de estos productos (García et.al., 2009), también podría ser 
utilizado para la obtención de colorantes debido a su alto contenido de antocianinas. Por 
otro lado en estudios recientes se ha detectado en el capulín flavonoides como kamferol, 
quercetina y antocianinas, los cuales le aportan una importante actividad antioxidante al 
fruto de capulín. Estos compuestos bioactivos no son muy estables a los efectos 
medioambientales como la luz, temperatura, pH y el oxígeno. 
En la actualidad existen diferentes tecnologías que permiten la estabilidad de estos 
compuestos bioactivos, una de estas tecnologías es la microencapsulación. Donde el 
agente encapsulante confiere las propiedades de protección del compuestos activo. 
2. Antecedentes. 
2.1. Capulín. 
El capulín es un árbol que puede alcanzar 12 metros de altura, su corteza es rojiza y las 
hojas alargadas, tiene flores pequeñas que se agrupa en forma de racimos. Origina frutos 
en forma de pequeños globos color purpura, con hueso de forma ovalada. El fruto maduro 
es muy dulce y algo astringente (CONAFOR, 2016). 
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Figura 1. Frutos del árbol de capulín. 
2.1.1. Distribución del capulín en México. 
Habitan en climas cálidos, semicálidos, semisecos y templados. En México se le 
encuentra en zonas montañosas (Comisión nacional forestal, 2016), con altitud de 2500 
metros o más. En México se produce en los estados de Guanajuato, Jalisco, Chiapas, 
Chihuahua, Coahuila, Durango, Hidalgo, Morelos, Oaxaca, Querétaro, San Luis Potosí, 
Tamaulipas, Veracruz y la Ciudad de México (CONAFOR, 2016). 
2.1.2. Denominaciones del fruto. 
Nombres comunes en México: Capulín, Capulín Blanco (Rep. Mex.); Capulín (Mesa 
Central); Cerezo (Ario de Rosales, Mich.); Shencua, Shengua, Xengua (l. tarasca, Mich.); 
Cusabi (l. tarahumara, Chih.); Uasiqui, Jeco (l. guarigia, Chih.); Pakshumk (l. mixe, Oax.); 
T-nundaya (l. mixteca, Oax.); Tzu'uri (l. cora, Nay.); Paté, Shimal-ma-lu (l. chontal, Oax.); 
Capuli taunday (l. zapoteco, Oax.); Xeugua (Mich.); Detze, Ghohto (l. Otomí) (CONABIO, 
2016). 
 
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2.1.3. Formas de propagación. 
Se propaga por diferentes medios como la siembra directa con semillas, el estacado, los 
cortes de tallo y los injertos de yema. Cuando los frutos son maduros se cosechan de 
forma manual, normalmente se recogen uno por uno para no dañarlos, después se 
colocan en contenedores de plástico o carrizo y se cubren con las ramas del mismo árbol 
o de otras hierbas para ser trasladadas a los centros de venta o fabricas para ser 
procesados (CONAFOR, 2016). 
2.1.4. Usos. 
Se puede consumir en fresco o transformado en varios productos como bebidas dulces, 
helados, jalea, mermelada, jarabe y miel (CONAFOR, 2016). La corteza del árbol de 
capulín y sus hojas se usan como expectorante, antiespasmódico, sedante, febrífugo y 
para combatir diarreas. 
2.2. Compuestos bioactivos. 
Son constituyentes nutricionales extra que se encuentran en los alimentos en pequeñas 
cantidades que generan beneficios a la salud humana. También son referidos como 
nutracueticos. Están constituidos por un amplio rango de compuesto químicos con 
diferentes estructuras, actividad fisiológica, y masa moléculas entre 200 y 1000 Da 
(Pennington, 2002). 
Los compuestos bioactivos típicos son: carotenoides (α-carotenoides, β-carotenoides, 
licopeno, luteína), flavonoides (flavonoides, flavonas, isoflavonas, flavanoles, 
antocianinas), ácidos fenólico (ácido cinámico, ácido cafeico, ácido clorogénico, ácido 
cumárico, ácido ferúlico, ácido cítrico, ácido elágico, hidroxitirosol, tirosol, la oleuropeína), 
esteroles vegetales (β-sitosterol, campesterol, fitosteroles, saponina, escualeno, 
sigmasterol, estanol), resveratrol, probióticos, omega-3 ácidos grasos (ácido a-linoleico), 
proteínas, Compuestos orgánicos de azufre (alilo, sulfuros dialicos), índoles y 
monoterpenos (limoneno, alcohol perílico) (Drioli et. al., 2016). 
 
 
 
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2.2.1. Componentes bioactivos del capulín. 
El capulín es altamente valorado por ayudar a contrarrestar los efectos de las 
enfermedades como hipertensión, dolores estomacales, infecciones bucales, diarrea, 
paludismo, bronquitis, y tos al igual que ayuda a prevenir cáncer. Esto es debido al 
contenido de componentes bioactivos de los cuales estudios recientes han revelado que 
en las hojas contiene kamferol, quercetina, isorramentina glucósidos, ácido ursólico y 
derivados y prunasina que en su mayoría son antioxidantes (Biessesls et. al., 1974). 
También han sido aislados glucósidos cianogénicos como la amigdalina y prunasina en 
las semillas. En la cascara del fruto contiene antocianinas. 
2.2.1.1. Polifenoles 
Son sustancias importantes presentes en las plantas y alimentos que les confiere una 
importante capacidad antioxidante a estos y algunos su pigmentación. Dentro de los 
polifenoles descritos en las plantas se pueden clasificar en diferentes clases atendiendo el 
número de carbonos e hidroxilos que los constituyen y su estructura. Asimismo existen 
formas solubles simples, o completamente insolubles, como las ligninas. Los compuestos 
fenólicos de la dieta se pueden clasificar de siguiente manera: 
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Figura 2. Clasificación de polifenoles 
Ácidos Fenólicos 
Ácidos hidroxibenzoico 
Ácido gálico, P-ácido, 
hidroxibenzoico 
Ácidos hidroxicinámicos 
Ácido coumárico, ácido 
caféico, ácido ferúlico, 
ácido clorogénico 
Flavonoides 
Flavonoles 
Flavonas 
Flavanoles 
Flavanonas 
Antocianinas 
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2.2.1.2. Antioxidantes. 
Los antioxidantes es toda sustancia que retrasa o previene el deterior, daño o destrucción 
provocados por una oxidación. 
2.2.1.3. Flavonoides. 
Son compuestos fenólicos y metabolitos secundarios biológicamente activos, pigmentos 
naturales presentes en frutas y vegetales (Wach et .al., 2005), normalmente como 
conjugados en formas glicosiladas o bien esterificadas, pero también pueden aparecer en 
su forma libre (agliconas), especialmente por el procesado de los frutos. Los flavonoides 
presentes en los frutos protegen al organismo del daño producido por agentes oxidantes 
(Martínez, 2002).Figura 3. Estructura de los principales flavonoides. 
2.2.1.4. Antocianinas. 
Es un subgrupo de los flavonoides y es uno de los grupos de pigmentos más ampliamente 
distribuidos en el mundo vegetal. Son responsables de una amplia gama de colores en 
los vegetales y plantas, que incluyen el azul, purpura, violeta, magenta, rojo y naranja. Se 
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consideran flavonoides por que tiene el esqueleto carbonado C6C3C6 característico. 
(Badui, 2006). Comúnmente tienen dos enlaces dobles en el anillo heterocíclico y un 
hidroxilo en posición 3, y polimerizan fácilmente, dando lugar a compuestos conocidos 
como taninos que a su vez se clasifican en taninos condensados (proantocianidinas) y 
taninos hidrolizables (elagitaninos y galotaninos) (Seeram et .al., 2007). Un incremento del 
pH por encima de 4 produce una disminución del color de antocianinas y antocianidinas. 
Otros cambios de color se producen como consecuencia de la oxidación de las 
antocianinas produciéndose un oscurecimiento en los frutos (Murkovic, 2003). 
 
Figura 4. Estructura de las principales antocianinas. 
2.3 Encapsulación. 
La encapsulaciones un proceso en donde delgadas películas, generalmente de materiales 
poliméricos son aplicadas a pequeñas partículas sólidas, liquidas, o gotas de gases que 
permiten atrapar estos componentes un matrices homogéneas o heterogéneas para su 
protección. Este método es muy utilizado para atrapar componentes activos y liberarlos 
bajo condiciones controladas. En la industria alimenticia el uso de esta tecnología es una 
práctica común, encontrando en forma encapsulada: antioxidantes, aminoácidos, 
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vitaminas, minerales, colorantes, enzimas y edulcorantes con el fin de mejorar su 
estabilidad dentro de los alimentos. (Deladino et. al., 2007). La encapsulación ofrece 
numerosos beneficios ya que añade un valor agregado al alimento, una mayor estabilidad 
entre los diferentes componentes así como la protección de un componente activo contra 
la luz, humedad, la temperatura, los daños mecánicos, la permeabilidad y la reactividad 
(al pH y/o a la presencia de sales) que pueden deteriorarlo (Wang et. al., 2004; kashappa 
et. al., 2005). Fang y Bhandari (2010), mencionan que la encapsulación de compuestos 
bioactivos involucra 3 pasos primordiales: 
1. La formación de una pared alrededor del material encapsulado. 
2. Aseguramiento de filtraciones no deseadas. 
3. Aseguramiento que los materiales no deseados tengan contacto con el producto 
encapsulado. 
El tamaño de partículas formadas a través de la encapsulación pueden ser clasificadas 
como: macro (>5000 µm), micro (1-5000 µm) y nano (<1 µm) (Jafari et. al., 2008). 
2.4 Métodos de encapsulación. 
Se clasifican en procesos físicos (secado por aspersión, extrusión, y recubrimiento por 
aspersión), fisicoquímicos (coacervación simple o compleja y atrapamiento en liposomas), 
químicos (polimerización interracial e inclusión molecular) (Ré, 1998). 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Tabla 1. Técnicas de encapsulación con sus agentes encapsulantes y componentes 
bioactivos que protegen. 
Técnicas de encapsulación Biopolímeros Componentes activos 
Secado por aspersión Maltodextrina, goma 
arábiga, diferentes 
aislados de proteínas, 
caseinato de sodio, 
polisacárido de soya 
soluble, β-ciclodextrina, 
goma de mezquite 
Aceite de naranja, acetato 
de linalol, cardamomo, d-
limoneno 
Inclusión molecular β-ciclodextrina Linalol, aceite de cascara 
de naranja, d-limoneno, 
aceite de limón, sabor café 
natural y sintético 
Coacervación Gelatina, polifosfato de 
sodio, goma arábiga 
Aceite de romero, aceite 
de menta, teobromina 
Extrusión Maltodextrina, azúcar 
simple o almidón 
modificado 
Sabores, vitamina C, 
colorantes 
Secado por 
enfriamiento/congelamiento 
Aceites vegetales 
hidrogenados o aceites de 
bajo punto de fusión 
Aditivos alimentarios 
sólidos, sabores solidos 
Cobertura por lecho 
fluidizado 
Hidrocoloides, polímeros 
solubles en disolvente, 
carbohidratos simples 
Sólidos, por lo general 
producto farmacéuticos 
Adaptada de kashappa et al. (2005) 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 11 
 
2.4.1 Microencapsulación. 
La microencapsulación es una técnica mediante la cual pequeñas gotas liquidas, películas 
gaseosas o sólidas, se recubren con una pared polimérica porosa conteniendo una 
sustancia activa. El termino microencapsulación en la industria de alimentos se refiere a la 
encapsulación de sustancias de bajo peso molecular o de pequeñas cantidades de 
determinados compuestos (Parra, 2011). 
La selección de la técnica de microencapsulación adecuada se rige por las propiedades 
físicas y químicas del núcleo y el recubrimiento así como la aplicación que se le dará a las 
microcápsulas obtenidas. Los materiales de recubrimiento normalmente son materiales 
capaces de formar películas y se pueden seleccionar de una amplia variedad de 
polímeros naturales o sintéticos dependiendo el compuesto a encapsular (Desai et al, 
2005). 
2.4.2 Inclusión molecular. 
También conocida como encapsulación molecular, utiliza ciclodextrinas las cuales tienen 
un centro hidrofóbico mientras que la superficie exterior es hidrofílica, estos forman 
complejos por inclusión o por huésped anfitrión. Donde el principal mecanismo es la 
formación de complejos por inclusión de analito: provocan un equilibrio dinámico en el 
cual el agua u otro compuesto, son reemplazados en la cavidad de la molécula de 
ciclodextrina. La inclusión se puede acabo por 2 métodos el primero consiste en la 
cristalización de la molécula huésped y la ciclodextrina, después un disolvente menos 
hidrofóbico que la molécula huésped se mezcla con los componentes dando una 
acomplejación de la molécula huésped hacia el centro de la ciclodextrina y la molécula 
huésped junto con la ciclodextrina son mezcladas con agua hasta conseguir el equilibrio. 
El segundo método involucra la forma gaseosa de la molécula huésped en una solución 
de ciclodextrina (Romberger et. al., 1998; Pszcola, 1998). 
2.4.3 Coacervación. 
La coacervación consiste en la formación de una solución coloide con el material a 
encapsular y el material encapsulante, en donde se provoca una fase de separación 
inducida por un cambio de temperatura, pH, o fuerza iónica. Esto es debido a que las 
cargas se orientan y disminuye la solubilidad del coloide convirtiéndose en un sistema 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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bifásico, logrando una cobertura y atrapamiento del material activo disperso, finalmente la 
cobertura es solidificada por medios térmicos o entrecruzamiento (Yañez et. al., 2002). 
2.4.4 Extrusión. 
La microencapsulación por extrusión se lleva a cabo por la formación de una emulsión del 
material encapsulante y el acarreador por medio de un dado a alta presión. Es uno de los 
procesos más usados, después del secado por aspersión (Risch et. al., 1998). 
2.4.5 Secado por Enfriamiento/congelamiento. 
Es una técnica variante del secado por aspersión consiste en el enfriamiento o 
congelamiento del material a encapsular mezclado con el acarreador por medio de aire 
frio, las microcápsulas se producen por nebulización de la suspensión. Los acarreadores 
utilizados en el proceso son aceites vegetales en algunos casos aceites vegetales 
hidrogenados, la reducción de temperatura produce una solidificación del acarreador 
formando una pared la cual forma una capsula que contiene la sustancia activa (Jackson, 
1991). 
2.4.6 Cobertura por lecho fluidizado. 
Esta técnica consiste en suspender partículas sólidas en aire a alta velocidad dentro de 
una cámara con temperatura y humedad controlada, donde el material encapsulante es 
atomizado (Brazel, 1999). 
2.4.7 Atrapamiento por liposomas. 
Untipo de capsula con más propiedades versátiles y menos fragilidad que aquellas 
hechas de grasa es el de los liposomas. Son empleados para la liberación de vacunas 
enzimas y vitaminas en el cuerpo. Consisten en una o más capas de lípidos no tóxicos y 
aceptables en los alimentos (Gorski, 1994; Hoch. 1997). 
Los liposomas son vesículas que se forman cuando películas de fosfolípidos son 
dispersadas en un medio acuoso, al igual que las membranas naturales, los liposomas 
son selectivamente permeables a iones. La encapsulación es formada cuando a solución 
acuosa de la sustancia activa es mezclada con la película de lípido. Estructuralmente 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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existen tres tipos de liposomas: multilamelar, vesículas de un compartimiento y 
macrovesículas (Yáñez et. al., 2002). 
2.4.8 Secado por Aspersión. 
Es un método ampliamente aplicado para secar soluciones acuosas y orgánicas, al igual 
que es usado para la industria química y alimentaria. Leche en polvo, resina acrílica oxido 
de aluminio, antibióticos, bentonita, plasma sanguíneo, catalizadores (Ni, Zn), café 
instantáneo, detergentes, enzimas, flavorizante, fungicidas, herbicidas, proteína vegetal 
hidrolizada, sílica Gel, vitaminas A, B2, E, sorbitol y tintes son algunos productos que se 
someten a un proceso de secados por aspersión. La importancia en la industria 
alimentaria es que se puede utilizar para conservar los alimentos, como un método de 
secado rápido. También reduce el peso y volumen de la solución a secar. 
El secado por aspersión consiste en la evaporación de la humedad de un alimento 
atomizado mezclando el spray y el medio de secado. El medio de secado generalmente 
es aire. El secado se debe mantener hasta que el contenido de humedad deseada s 
alcanza en las partículas de rociado y el producto se separa del aire. La mezcla rociada 
suele ser un solvente, emulsión, suspensión o dispersión. 
Para la encapsulación primero se forma una dispersión del acarreador con el material 
activo, después la dispersión es atomizada por una boquilla o disco, las capsulas son 
colectadas posteriormente (Yáñez, 2002). 
2.4.8.1 Materiales empleados para la microencapsulación. 
También son llamados acarreadores, tiene como función formar una pared protectora que 
contendrá al compuesto bioactivo o en casos generales contendrá al agente activo o a 
encapsular. Son clasificados por el siguiente orden: 
 
 
 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Tabla 2. Clasificación de agentes encapsulantes utilizados para microencapsular. 
Categoría Material encapsulante 
Carbohidratos 
Almidón, maltodextrina, 
quitosano, solidos de 
jarabe de maíz, almidón 
modificado y ciclodextrinas 
Celulosa 
Carboximetil celulosa, 
metilcelulosa y etilcelulosa. 
Gomas 
Goma acacia, agar, 
alginato de sodio y 
carragenina 
Lípidos 
Cera, parafina, cera de 
abejas, aceites y grasas 
Proteína 
Gluten, caseína, gelatina, 
albumina y péptidos 
 (Adaptada de Desai y Park (2005) 
2.4.8.2. Almidón. 
El almidón se denomina como un carbohidrato de reserva de energía de las plantas, se 
puede encontrar en las células de altas plantas como plastidios (amiloplastos y 
cloroplastos), en semillas y tubérculos en mayor proporción como maíz, papa, trigo, y 
tapioca, pequeñas cantidades en arroz, sorgo, camote, arrurruz, sagu, frijol mungo (varia 
del tipo de cereal el contenido de almidón 60-75%). El almidón está conformado por dos 
polímeros: amilosa (lineal enlaces α 1-4) y amilopectina (ramificado enlaces α 1-6), la 
amilosa es una cadena lineal de unidades. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 15 
 
2.4.8.3. Modelos de formación del granulo de almidón. 
El almidón está compuesto de finas laminillas, cada una está compuesta por cerca de 100 
hélices de doble cadena, cada uno con alrededor de 20 unidades de glucosa. Las dobles 
hélices son muy densas con un alto grado de regularidad como en un cristal. 
Las estructuras laminares y Superhelice de amilopectina son, sin embargo, sólo una 
pequeña parte de todo el cuadro. En una escala más grande (microscópica), se sabe que 
los gránulos de almidón están formados por la alternancia de depósitos amorfos y 
semicristalinos, entre 100 y 800 nm de espesor. Estas estructuras se denominan anillos 
de crecimiento (The European journal for science, 2016). 
Los gránulos de almidón crecen por superposición, la capa nueva depositada por fuera 
varia de espesor según la cantidad de carbohidrato disponible, estas capas son llamadas 
anillos de crecimiento los cuales se originan durante diferentes fases de la biosíntesis de 
los gránulos de almidón en que alterna la deposición de capas cristalinas de almidón con 
una capa amorfa de almidón. Estas capas probablemente son producidas por las 
fluctuaciones en el tipo o modo de las deposición de almidón durante la biosíntesis, por 
decir, los granulo de almidón de papa muestran mejores anillos de crecimiento cuando 
están completamente hidratados y cuando el almidón es secado estos desparecen 
(Hanssen et.al., 1953). 
2.4.8.4. Formación del granulo de almidón. 
Inicia con una unidad de glucosa la cual unidad a 20 unidades más forma una doble hélice 
después sigue un conjunto de cerca de 100 doble hélices formando laminillas o 
Superhelices las cuales conforman los blockets y anillos de crecimiento, los cuales 
finalmente definen el granulo de almidón. En la siguiente imagen describe este 
crecimiento hasta el granulo. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Figura 5. Esquema de formación del granulo de almidón. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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3. Justificación. 
La técnica de microencapsulación por secado por aspersión ha sido empleada 
industrialmente con la finalidad de dar un valor agregado a los productos a través de la 
protección y transporte. Por otro lado las ventajas con que cuenta esta técnica, se ven 
afectadas o controladas por el material encapsulante o pared que es el que confiere la 
protección a los componentes bioactivos; siendo esta la principal razón por la que 
continuamente se evalúan nuevos agentes encapsulantes que permitan mantener las 
propiedades bioactivas de las moléculas atrapadas. Por otro lado México cuenta con una 
gran variedad de frutos con potencial actividad biológica que no han sido aprovechados y 
por ende no tienen un importante valor comercial; tal es el caso del fruto del árbol de 
capulín, del cual que se reporta que posee una un importante actividad antioxidante 
debido a componentes bioactivos como son polifenoles y particularmente antocianinas, 
donde estas últimas pueden tener una potencial aplicación como ingredientes en e área 
de los alimentos y un importante impacto en la salud por sus propiedades bioactivas. 
Debido a lo anterior en el presente proyecto se plantea la evaluación de las propiedades 
de pared que puede presentar el almidón de chinchayote, como una alternativa de 
encapsulación de los componentes bioactivos del fruto del árbol de capulín, los cuales 
pudieran tener una potencial aplicación en el área de alimentos y farmacia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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4. Objetivos. 
4.1 Objetivo general. 
 Microencapsular un extracto acuoso de capulín por secado por aspersión 
empleando almidón de chinchayote y maltodextrina como agentes encapsulantes. 
4.2 Objetivos específicos. 
 Obtener y caracterizar almidón chinchayote 
 Obtener y caracterizar un extracto acuoso de capulín 
 Microencapsular un extracto acuoso de capulín empleando secado por aspersión y 
utilizando mezclas de almidón de chinchayote y maltodextrina 
 Evaluar la capacidad antioxidante del extracto acuoso de capulín antes y después 
de microencapsular. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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5. Metodología y materiales.5.1. Metodología 
 
Figura 6. Etapas de la metodología para microencapsular un extracto acuso de capulín. 
Etapa 1 
Extracción y 
caracterización 
de almidón de 
chinchayote 
Etapa 2 
obtención y 
caracterización 
del extracto 
acuoso 
Etapa 3 
Micro-
encapsulación 
y 
caracterización 
del extracto 
acuoso 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Figura 7. Determinaciones para la caracterización de almidón de chinchayote, extracto 
acuoso y microencapsulados. 
 
 
 
Caracterización 
del almidón de 
chinchayote 
*Determinación de 
humedad. 
*Propiedades de flujo. 
*Morfología granular. 
*Capacidad de 
hinchamiento y 
solubilidad. 
*Capacidad de enlace 
con el agua. 
*Determinacion de 
Grasas 
*Determinacion de 
cenizas 
*Determinacion de 
fibra cruda 
Caracterización 
del extracto 
acuoso de capulín 
*Grados Brix. 
*Determinación de 
pH. 
*Acidez titulable. 
*Azucares Totales. 
*Actividad 
antioxidante. 
*Polifenoles Totales 
*Determinación de 
humedad. 
Caracterización 
del micro 
encapsulado 
*Actividad acuosa. 
*Determinación de 
humedad. 
*Determinación de 
solubilidad. 
*Polifenoles totales 
*Actividad 
antioxidante. 
*Microscopia 
electronica de 
barrido 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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5.2. Extracción de almidón de Chinchayote. 
Para la extracción de almidón primero se procede a lavar el tubérculo, después se 
desinfecta con hipoclorito 10 ppm durante 10 minutos. Se pela el tubérculo y se corta en 
cuadros de 2 cm aproximadamente. Se procede a triturar con agua en una relación 1:1 
con respecto al volumen, después el extracto acuoso se filtra con unas mallas de número 
30, 50 y 60. El residuo es triturado nuevamente y filtrado repitiendo se una vez más para 
el residuo restante después de este segundo triturado se desecha el residuo. Una vez 
obtenido el filtrado se realizan 3 o hasta 4 lavados con agua en una relación 1:4 con 
respecto al volumen. Después el material decantado se seca a 60°C durante 1 o 2 días. 
Se obtiene una masa seca la cual se tritura hasta pasar por una malla de número 200. 
5.3. Caracterización del almidón de Chinchayote. 
Se realizó una caracterización de las propiedades fisicoquímicas del almidón de 
Chinchayote en las que se evalúa la calidad del polvo con las propiedades de flujo, 
propiedades químicas con un análisis químico proximal, sus características físicas como 
su morfología granular, solubilidad y capacidad de enlace con el agua. 
5.3.1 Determinación de humedad del almidón de Chinchayote. 
Se utilizó el método 10.064 de la A.O.A.C. con modificación, donde se pesaron muestras 
de 1g en charolas o platillos de aluminio previamente pesadas a peso constante, 
posteriormente las muestras fueron llevadas a una estufa a una temperatura de 60°C 
durante 24h 
5.3.2 Propiedades de flujo del almidón de Chinchayote. 
Para determinar la fluidez de un polvo se realizan una serie de métodos que 
describiremos a continuación (Juliano et. al., 2006). 
5.3.2.1. Densidad aparente del almidón de Chinchayote. 
Se define como la masa de un polvo dividida entre el volumen aparente y se expresa 
como g/cm3. Para realizar la determinación se coloca el polvo de masa conocida sin 
compactar en una probeta graduada de 10ml de peso conocido hasta la marca de 10ml 
(Juma, 2000; Niro Analytical Methods, 2009). 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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5.3.2.2. Densidad empacada del almidón de Chinchayote. 
Se denomina como la cantidad de masa total de polvo con respecto al volumen de polvo 
compactado y se expresa en g/cm3. Se determinó midiendo el volumen del polvo de masa 
conocida después de llenar una probeta de masa conocida de 10 ml con el polvo y 
golpeándola 100 veces sobre una superficie dejando caer la probeta una altura de 5 cm. 
(Jumah, 2000) 
5.3.2.3 Índice de Carr del almidón de Chinchayote. 
También llamado índice de compresibilidad el evalúa la capacidad de flujo del polvo 
comparando la densidad aparente con la densidad empacada del polvo (Shah et. al., 
2008) y se calcula con la siguiente ecuación: 
𝐼𝐶 = (
𝐷𝑎 − 𝐷𝑒
𝐷𝑎
) ∗ (100) 
 Ecuación 1 
Dónde: Da=densidad aparente De=Densidad empacada 
5.3.2.4 Cociente de Hausner del almidón de Chinchayote. 
El cociente de Hausner es la relación de la densidad empacada y la densidad aparente 
descrita en la siguiente ecuación (Shah et. al., 2008): 
𝐶𝐻 =
𝐷𝑒
𝐷𝑎
 
 Ecuación 2 
Dónde: Da=densidad aparente De= densidad empacada 
5.3.2.5 Ángulo de reposo del almidón de Chinchayote. 
El ángulo de reposo es una medida empírica del flujo de sólidos, para determinar este 
parámetro se mide el ángulo formado por el polvo con respecto a la horizontal. Para la 
determinación se toman 5g de polvo y se deja caer suavemente por un embudo el cual es 
colocado a 10cm de altura sobre una superficie horizontal, después el polvo forma un 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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montículo al cual se le medirá el radio formado y su altura para proceder hacer el cálculo 
del ángulo que se describe en la siguiente ecuación (Moreira et. al., 2009): 
𝐴𝑛𝑔𝑢𝑙𝑜 𝜃 = 𝑎𝑟𝑐 tan 
𝐴
𝑟
 
 Ecuación 3 
Dónde: A= altura del montículo r=radio del montículo 
5.3.3. Morfología granular del almidón de Chinchayote. 
Se determinó haciendo una dispersión de almidón de Chinchayote en agua destilada al 
0.1% relación w/v. después se observó la dispersión. Las imágenes fueron tomadas con 
una cámara Leica DFC310FX y objetivos 40X y 60X acoplados al microscopio Leica 
DM500B, además, las imágenes fueron analizadas con el software Leica Application Suite 
(LAS AF). 
5.3.4. Determinación de capacidad de hinchamiento y solubilidad del almidón de 
Chinchayote. 
Se colocó 0.4g de almidón de chinchayote en un tubo de centrifugación con 40ml de agua 
destilada. Se preparan 6 soluciones acuosas y se calientan por 30 minutos a diferentes 
temperaturas que muestra la siguiente tabla: 
Tabla 3. Temperaturas de calentamiento de las suspensiones para determinar capacidad 
de hinchamiento y solubilidad. 
Suspensión 
acuosa 
Temperatura (°C) 
1 0 
2 50 
3 60 
4 70 
5 80 
6 90 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 24 
 
Se deja enfriar a temperatura ambiente y se centrifuga por 15 minutos a 3000 
revoluciones por minuto. El sobrenadante se recupera cuidadosamente y el sedimento 
es pesado. Una vez obtenido el sobrenadante se seca en una estufa a 110°C durante la 
noche y se pesa el sobrenadante seco, para obtener la capacidad de hinchamiento y el 
porcentaje de solubilidad se utilizaron las siguientes formulas (Nadiha et. al., 2010): 
𝐶𝑎𝑝𝑎𝑐𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 ℎ𝑖𝑛𝑐ℎ𝑎𝑚𝑖𝑒𝑛𝑡𝑜 (
𝑔
𝑔
) =
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑠𝑒𝑑𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 ℎ𝑢𝑚𝑒𝑑𝑜
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑎𝑙𝑚𝑖𝑑ó𝑛 
 
 Ecuación 4 
𝑆𝑜𝑙𝑢𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑(%) = (
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑠𝑜𝑏𝑟𝑒𝑛𝑎𝑑𝑎𝑛𝑡𝑒 𝑆𝑒𝑐𝑜
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑎𝑙𝑚𝑖𝑑ó𝑛
) ∗ 100 
 Ecuación 5 
5.3.5. Determinación de capacidad de retención de agua del almidón de 
Chinchayote. 
La capacidad de enlace con el agua fue determina con 1g de almidón de chinchayote 
suspendida en 20ml de agua destilada, la suspensión fue agitada por 1 hora. Después se 
centrifugo a 2200rpm por 10 minutos. El almidón depositado o decantado fue drenado por 
10 minutos y después pesado, también se pesó la solución drenada (Medcalf et. al., 
1965). La capacidad de enlace con el agua fue calculada a partir de la siguiente ecuación: 
𝐶𝐸𝐴% = (𝑝𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑠𝑜𝑙𝑢𝑐𝑖𝑜𝑛 𝑑𝑟𝑒𝑛𝑎𝑑𝑎 − 𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑒𝑛𝑒𝑑𝑜𝑟) ∗ 100 
 Ecuación 6 
5.3.6. Determinación de cenizas del almidón de Chinchayote. 
Se utilizó el método 13.006 de la A.O.A.C. de 1960 el cual describe que se toma una 
muestra seca de 3g a 5g y se coloca en una capsula de porcelana previamente pesada a 
peso constante después se llevó a ignición la muestras, posteriormentese coloca en una 
mufla a 550°C durante 6h. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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5.3.7. Fibra cruda del almidón de Chinchayote. 
Se utilizó el método 22.040 de la A.O.A.C. de 1960 el cual consiste en usar 2g de 
muestra seca y desengrasada, la cual se somete a una digestión acida con ácido sulfúrico 
0.255N a ebullición durante 30 minutos, después se filtra con un papel filtro Whattman No. 
40 sin cenizas y se ajusta el pH a 7, posteriormente se realiza una digestión alcalina con 
hidróxido de sodio 0.313N a ebullición durante 30 minutos, después se procede a filtrar, 
posteriormente se toma el filtro y se seca a 110°C y se deja enfriar. Después se lleva a 
ignición en una capsula de porcelana previamente pesada a peso constante para llevarlo 
a una mufla a 600°C durante 20 minutos. 
5.3.8. Determinación de grasa del almidón de Chinchayote. 
Se efectúo el método 22.033 de la A.O.A.C. de 1960 el cual describe que se toman 2g de 
muestra seca y se coloca en un cartucho de celulosa previamente pesado, y se coloca en 
un sistema soxhlet, se condensa durante 4 horas, posteriormente se toma el matraz con 
el residuo de grasas y se coloca en una estufa a 60°C durante 24 horas. 
5.4. Obtención del extracto acuoso de capulín. 
Para obtener el extracto acuoso se utilizó 100g de pulpa de capulín previamente 
macerada sin semilla y se mezcla con 500ml de agua destilada. Después se centrifugó en 
una centrifuga IEC HN-SII a 3000 rpm durante 5 minutos y se realiza un filtrado con vacío 
y papel filtro Whatman número 1. El filtrado es congelado a -60 ºC en oscuridad hasta su 
uso. 
5.5. Caracterización del extracto acuoso. 
Para la caracterización del extracto acuoso de capulín se utilizaron las siguientes 
determinaciones. 
5.5.1. Determinación de solidos solubles totales (°Brix) 
Se tomó una gota del extracto acuso de capulín y se deposita en un refractómetro de 
Abbe previamente calibrado. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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5.5.2. Determinación de pH. 
Se tomaron 50 ml del extracto acuoso y se depositó en un vaso de precipitados de 100ml 
y se tomó lectura con un potenciómetro HANNA 
5.5.3. Determinación de acidez titulable. 
Se homogenizan 20 g de muestra con 100 ml de agua destilada, se toma una alícuota de 
5ml de la solución y se diluye en 50ml, se agrega 1 ml de indicador de fenolftaleína y se 
titula con una solución de hidróxido de sodio 0.01N. La acidez titulable se calcula con la 
siguiente ecuación (Alencaster, 1997): 
%𝑎𝑐𝑖𝑑𝑜 𝑔𝑎𝑙𝑖𝑐𝑜 =
𝑇 ∗ 𝑁 ∗ 𝑉 ∗ 170.14
𝑀 ∗ 𝑃 ∗ 10
 
 Ecuación 7 
 Dónde: 
 T=ml de NaOH usados en la titulación 
 N=Normalidad de la solución de NaOH 
 V=Volumen del filtrado 
 M=alícuota del filtrado tomada para la titulación 
 P=Peso de la muestra en gramos 
 174.14=Peso equivalente del ácido gálico 
 10=factor de conversión 
5.5.4. Determinación de azúcares totales. 
Se utilizó el método de ácido fenol sulfúrico. Se realizó una dilución de la muestra 1:7000. 
Se tomó 500µl y se adiciono en un tubo de ensaye después se agrega 500µl de fenol al 
5% (v/v) e inmediatamente se agrega 2.9 ml de ácido sulfúrico y se agita vigorosamente 
se deja reposar 15 minuto y se tomó lectura de la absorbancia a 490nm. 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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5.5.5. Determinación de actividad antioxidante por el método de DPPH. 
Una alícuota de 500ml de extracto fue mezclado con 125µl de Tris-HCl (PM 7.4, 0.1M). A 
esta solución se le agregaron 500µl d DPPH (0.16 mg/ml). Después de 30 minutos de 
reposo en la oscuridad la absorbancia fue leída a 517nm. El porcentaje de inhibición fue 
calculado con la siguiente ecuación (Molyneux, 2004): 
𝑃𝑜𝑟𝑐𝑒𝑛𝑡𝑎𝑗𝑒 𝑑𝑒 𝑖𝑛ℎ𝑖𝑏𝑖𝑐𝑖𝑜𝑛 = (1 −
𝐴𝑏𝑠𝑜𝑟𝑏𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎
𝐴𝑏𝑠𝑜𝑟𝑏𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑑𝑒𝑙 𝑏𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜
) ∗ 100 
 Ecuación 8 
Previamente a la ejecución del ensayo se preparó estándares y muestras como se indica 
a continuación: 
 Solución madre de ácido ascórbico 1mg/ml preparamos 10ml con metanol. 
 Para la preparación de DPPH, utilizamos 8 mg de DPPH y lo aforamos con 
metanol hasta 50ml. 
 Preparamos diluciones del estándar y la muestra para realizar la curva tipo usando 
como solvente metanol como indica la siguiente tabla: 
Tabla 4. Concentración y volúmenes para la preparación de las diluciones de la curva 
estándar de ácido ascórbico. 
Concentración Solución madre (µl) Solvente (µl) 
0 - 2000 
10 20 1980 
25 50 1950 
50 100 1900 
75 150 1850 
100 200 1800 
125 250 1750 
150 300 1700 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 28 
 
 
5.5.6. Determinación de polifenoles totales por el método de Folin-Ciocalteu. 
El contenido fenólico fue calculado a partir de la capacidad de reducción del reactivo de 
Folin-Ciocalteu con algunas modificaciones (Waterhouse, 2002) y utilizando ácido gálico 
como estándar. Un volumen de muestra de 20µl fue adicionado a 1.4ml de agua destilada, 
seguido de 100µl de reactivo de Folin-Ciocalteu (2M). la solución se dejó reposar a 
temperatura ambiente. Posteriormente se adicionaron 300µl de una solución de carbonato 
de sodio al 20% (m/v) y 180µl de agua destilada. Después de 100 minutos de reposo en la 
oscuridad, la absorbancia fue determinada a una longitud de onda de 760nm. Los 
resultados se expresaron como el peso equivalente de ácido gálico en mg/ml de extracto 
(Cicco et. al., 2009). 
 Preparación de solución de ácido gálico: se disolvieron 0.5g de ácido gálico en 
10ml de etanol después se aforo la solución a 100 ml con agua desionizada 
 Preparación de estándares para la curva tipo: Se tomaron alícuotas de 250µl, 
500µl, 1250µl, 2500µl para aforarse a 25ml. 
 Preparación de solución de carbonato de sodio: se disuelve 50g de carbonato de 
sodio anhidro en 200ml de agua destilada y lleva a ebullición. Después de enfriar 
adicionar unos cuantos cristales de carbonato de sodio y dejar reposar 24 horas a 
temperatura ambiente. Filtrar con un papel filtro Whatman número 1 y adicionar 
agua hasta completar 250ml. 
5.6. Microencapsulación. 
El proceso de microencapsulación se llevó acabo por medio de un secador por aspersión 
a una temperatura de entrada de 120°C, una temperatura de salida de 79°C ± 1°C, 
aspiración de 100% y un flujo de la bomba de 15%. 
 
 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 29 
 
5.6. Secado de mezcla de dispersiones con el extracto acuoso 
Se realizó un diseño de experimentos simplex lattice quadratic donde se realizaron 8 
mezclas de diferentes concentraciones, las cuales se dispersaron en 100 ml de extracto 
acuoso de capulín que se muestra en la siguiente tabla: 
Tabla 5. Porcentaje de las concentraciones de los agentes encapsulantes para la 
preparación de las dispersiones con el extracto acuoso. 
Experimento Almidón de chinchayote % Maltodextrina % 
1 10 0 
2 5 5 
3 0 10 
4 7 3 
5 10 0 
6 0 10 
7 3 7 
8 5 5 
 
La preparación de las suspensiones se realizó en 2 etapas. En la primera etapa se 
dispersó el almidón de chinchayote y maltodextrina en un volumen de 100ml con una 
concentración al doble de la tabla a 55°C con agitación durante 30 minutos. En la 
segunda etapa se prepara la primera dispersión con 100ml de extracto acuoso de capulín 
en un dispersor (ULTRA TURRA T25 digital) a 7000 rpm durante 5 minutos. 
Posteriormente la dispersión es llevada al secador por aspersión bajo las condiciones 
antes mencionada. 
5.7. Caracterización del microencapsulado 
Para la caracterización del polvo microencapsulado se tuvo que liberar los componentes 
bioactivos a través de la siguiente metodología: Se coloca 50mg del microencapsulado en 
tubo ependor con 1 ml de agua destilada y se agita durante 3 minutos, posteriormente se 
toman 0.5ml y se mezcla con 1ml de etanol en un tubo ependor y se agita durante 3 
minutos, después se centrifuga a 13200rpm durante 2 minutos y se toma 0.5ml deAlvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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sobrenadante se coloca en un tubo eppendorf con 1ml de etanol y se agita durante 3 
minutos, se centrifuga a 13200rpm y se recupera el sobrenadante. 
5.7.1. Determinación de actividad acuosa. 
Para la determinación de actividad acuosa se utilizó un higrómetro Aqua Lab Series 3 TE. 
Donde se utilizamos 2 gramos de muestra los cuales se depositaban en una celda y se 
introduce al equipo y se obtiene de forma directa el valor de actividad de agua. 
5.7.2. Determinación de humedad. 
Se utilizó el método 10.064 de la A.O.A.C. con modificación, donde se pesaron muestras 
de 0.1g en charolas o platillos de aluminio previamente pesadas a peso constante, 
posteriormente las muestras fueron llevadas a una estufa a una temperatura de 60°C 
durante 24h 
5.7.3. Determinación de solubilidad. 
Se disolvió 0.1g de muestra en 10ml de agua destilada a 30°C, después se centrifuga a 
3000rpm por 5 minutos, después se toma una alícuota de 25ml del sobrenadante y se 
coloca en una caja Petri, posteriormente se seca en una estufa durante 5 horas a 105°C 
(shittu et.al., 2007). La solubilidad se calcula con la siguiente formula: 
𝑆𝑜𝑙𝑢𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑(%) = (
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑠𝑜𝑏𝑟𝑒𝑛𝑎𝑑𝑎𝑛𝑡𝑒 𝑆𝑒𝑐𝑜
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑎𝑙𝑚𝑖𝑑ó𝑛
) ∗ 100 
 Ecuación 9 
5.7.4. Determinación de la morfología de los microencapsulados. 
Se realizó una microscopia electrónica de barrido para caracterizar morfológicamente los 
microencapsulados. La determinación se realizó en un microscopio electrónico de barrido 
JEOL JSM.6390LV. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 31 
 
6. Resultados y discusión. 
6.1. Caracterización del almidón de chinchayote. 
6.1.1. Determinación de humedad, grasa, ceniza, fibra cruda. 
Se evaluó la humedad, contenido de cenizas, grasas y fibra cruda del almidón de 
chinchayote. Los resultados obtenidos fueron comparados con lo reportado por 
Hernández et.al. (2010) quíen aíslan y caracterizan el almidón de chinchayote, como se 
muestra en tabla 7. 
Tabla 6. Resultados de químico proximal del almidón de chinchayote. 
Determinación Valor Referencia* 
Humedad 5.56% ± 0.27 4.7% ± 0.08 
Grasas 0.40% ± 0.05 0.34% ± 0.03 
Cenizas 0.36% ± 0.01 0.39% ± 0.01 
Fibra cruda 0.36% ± 0.02 
(Hernández et.al., 2010). 
Como observamos la humedad, contenido de grasas, cenizas del almidón de Chinchayote 
tienen un valores muy cercanos a los reportados por Hernández et.al (2010), quienes 
extraen y caracterización almidón, que denominan de “chayote mexicano” (chinchayote). 
No obstante, la pequeña diferencia en los resultados obtenidos en este trabajo y los 
reportados pueden ser debidos al variaciones en métodos de aislamiento del almidón, a la 
diferencia entre tiempo y temperatura de secado; también puede ser atribuido a la 
variabilidad del tubérculo y región donde se cultivó. 
 
 
 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 32 
 
6.1.2. Propiedades de flujo. 
Las propiedades de flujo sirven para evaluar la calidad del polvo con que se trabaja al 
igual que determina la fluidez del polvo dependiendo de los resultados que se presentan 
en dicho polvo. Con respecto a lo anterior se realizaron 5 pruebas diferentes para la 
evaluación del polvo o del almidón de chinchayote dando los siguientes resultados que se 
muestran en la tabla 8. 
 
Tabla 7. Propiedades de flujo del almidón de chinchayote 
Determinación Valor 
Densidad aparente (kg/m
3) 665.78 ± 9.72 
Densidad empacada ( kg/m
3) 811.86 ± 5.16 
Índice de Carr (Adimensional) 22.55 ± 1.53 
Coeficiente de Hausner 1.22 ± 0.01 
Ángulo de reposo (º) 40.31 ± 0.83 
 
El conocimiento de la densidad de los polvos tiene una gran relevancia en el área de 
alimentos debido que en estudios relacionados con las propiedades de los materiales y 
procesos industriales se realizan a partir de estas ajustes de las condiciones de 
almacenamiento, procesamiento, envasado y distribución. Por tanto las propiedades de 
flujo son importantes para la determinación del comportamiento de los polvos en su 
aplicación (Thalberg et.al, 2004). La densidad empacada es una medida de las 
características de empacado de las partículas sólidas, el almidón de chinchayote presenta 
una densidad empacada de 0.811 g/cm3 es decir las partículas tiende a la esfericidad. 
Este resultado se ve influenciado por el tamaño y forma de la partícula, también 
dependen de la preparación, el tratamiento y almacenamiento de la muestra es decir de la 
forma en que se manipuló (Farmacopea, 2016). La compresibilidad del polvo o índice de 
Carr y el cociente de Hausner se evalúan con la densidad aparente y la densidad 
empacada. En la tabla 9 se indica los valores del índice de Carr y sus valores de fluidez. 
 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Tabla 8. Escala de fluidez respecto al intervalo del índice de Carr. 
Rangos del índice de Carr Fluidez 
<10 Excelente 
11-15 Buena 
16-22 Regular 
>38 Poca 
(Shah et. al., 2008). 
El índice de el índice de compresibilidad y el índice de Hausner son medidadas que expresan la 
propensión del un polvo a la compresión; como tales son medidad de la capacidad de 
asentamiento de un polvo (Farmacopea, 2016). Según lo reportado por Shah et. al., ( 2008), 
se puede observar (tabla 8) que el almidón de Chinchayote tiene un valor de fluidez tipo 
regular. El índice de Carr también evalúa la compresibilidad del polvo. El cociente de 
Hausner evalúa la cohesión reflejada por la fricción de las partículas (Thalberg et. al., 
2004). En la tabla 10 se muestra los valores de fluidez que representa cada rango de 
cociente de Hausner. 
Tabla 9. Escala de fluidez respecto al intervalo del cociente de Hausner. 
Rangos de índice de Hausner Fluidez 
<1.25 Buena 
1.26-1.39 Regular 
>1.4 Poca 
 (Barbosa et.al., 2005) 
Los polvos con un cociente de Hausner mayor a 1.4 son altamente cohesivos. Como 
observamos en la tabla 8 el cociente de Hausner para el almidón es menor a 1.25 lo que 
refleja propiedades de buena fluidez. El ángulo de reposo está relacionado con la fricción 
entre las partículas y con la resistencia al movimiento entre estas (Ileleji et. al.,2008) en la 
siguiente tabla se muestra una clasificación de los polvos con respecto al valor del ángulo 
de reposo. 
 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Tabla 10. Clasificación de los polvos respecto al intervalo de ángulo de reposo 
Angulo de reposo Fluidez 
10°-30° Excelente flujo 
31°-45° Libre de flujo 
46°-60° Poco cohesivos 
(Santomaso et. al., 2003) 
El valor del Angulo de reposo del almidón de chinchayote es de 40.31 como muestra la 
tabla 8 evaluando este valor en la tabla 11 el polvo obtenido tiene un libre flujo 
6.1.3. Morfología y birrefringencia del gránulo. 
En la figura 9 se puede apreciar la morfología del granulo de almidón de chinchayote, los 
cuales se caracterizan por tener una forma irregular (poligonales, cónicas y angulares) y 
en algunos casos se llegan apreciar gránulos con forma esférica. La birrefringencia en los 
gránulos de almidón se muestra por la incidencia de luz polarizada sobre estos, donde se 
puede formar una cruz de malta. Lo cual indicara si tiene un alto orden molecular dentro 
del granulo. Las cadenas de la amilopectina son las responsables de las regiones 
cristalinas dentro del gránulo, mientras que la región amorfa está formada por puntos 
ramificados de la amilopectina y por la amilosa (Zobel, 1988). Cuando las regiones 
cristalinas se reducen, también se reduce el ordenamiento molecular y por ende hay una 
pérdida de birrefringencia. En la figura “9” observamos los gránulos de almidón de 
chinchayote con un aumento de 60x en un campo polarizado, donde, en el campo 
polarizado observamos la presencia de cruz de malta en los gránulos de almidón 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 35 
 
 
Figura 8.Microscopia de luz transmitida de los gránulos de almidón nativo de 
Chinchayote. 
 
 
Figura 9. Microscopia de luz polarizada del gránulo de almidón nativo de Chinchayote. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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El ordenamiento molecular de los almidones en relación al contenido amilosa-
amilopectina puede predecir el comportamiento reológicos de los almidones en 
suspensión y como geles. Por otro lado los gránulos de almidón son relativamente densos 
e insolubles en agua fría, dando lugar a la formación de dispersiones con concentración 
del 35% de baja viscosidad facilitando el secado por aspersión (Dendy et.al., 2004). 
6.1.4. Capacidad de hinchamiento, solubilidad y capacidad de retención del agua. 
Como se observa en la tabla 12 la solubilidad es reportada como una ración de volumen 
del granulo de almidón hinchado con respecto al volumen del almidón seco a diferentes 
temperaturas la capacidad de hinchamiento varía entre 3.29 y 10.63 g/g, donde en la 
temperatura de 80°C se obtuvo una gran capacidad de hinchamiento. La solubilidad se 
expresó en porcentaje presentando un mayor valor a una temperatura de 80°C. La 
capacidad de retención de agua se evaluaron 6 muestras de almidón de Chinchayote de 
mismo peso como indica la metodología dando como resultado 65.14% ±0.74 de 
retención de agua. 
Tabla 11. Capacidad de hinchamiento y porcentaje de solubilidad del almidón de 
chinchayote. 
Temperatura (°C) Solubilidad (%) Capacidad de 
hinchamiento (g/g) 
0 80.05 ± 0.62 3.02 ± 0.67 
50 81.93 ± 0.92 5.0 ± 0.0 
60 83.05 ± 3.93 4.75 ± 0.46 
70 92.71 ± 1.24 10.44 ± 1.31 
80 95.49 ± 0.21 10.63 ± 0.77 
90 94.96 ± 1.79 8.66 ± 0.57 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Figura 10. Gráfico de la solubilidad del almidón de Chinchayote respecto a la 
temperatura. 
 
Figura 11. Gráfico de hinchamiento del gránulo de almidón de chinchayote respecto a la 
temperatura. 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
20 50 60 70 80 90
So
lu
b
ili
d
ad
 (
%
) 
Temperatura (°C) 
0
2
4
6
8
10
12
14
20 50 60 70 80 90
H
in
ch
am
ie
n
to
 (
g/
g)
 
Temperatura (°C) 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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El poder de hinchamiento se relaciona con la capacidad de adsorción de agua de cada 
almidón. Como se ha descrito los almidones nativos son insolubles en agua por debajo de 
su temperatura de gelatinización, pero cuando los gránulos se someten a calentamiento 
progresivamente en agua, se alcanza un punto donde comienzan a hincharse 
irreversiblemente. Al hincharse los gránulos de almidón aumentan la viscosidad de las 
dispersiones (Tscheuschner, 2001). Por esta razón se determinan estas propiedades 
físicas para establecer los parámetros para dispersar las mezclas de almidón de 
chinchayote y maltodextrina las cuales fueron con agitación a 50°C para evitar la 
temperatura de gelatinización. 
Tabla 12. Capacidad de retención de agua del almidón de Chinchayote. 
Muestra Capacidad de retención de agua (%) 
1 64.42 
2 66.71 
3 64.64 
4 64.87 
5 65.25 
6 64.95 
 
6.2. Caracterización del extracto acuoso de capulín. 
Se realizó una caracterización fisicoquímica del capulín evaluando grados Brix, acidez 
titulable, azucares totales, actividad antioxidante, determinación de polifenoles totales, 
para poder comparar si presenta una gran pérdida de la actividad antioxidante durante el 
proceso de microencapsulación empleando secado por aspersión. Al igual que se 
caracterizó morfológicamente los microencapsulados por medio de una microscopia 
electrónica de barrido 
6.2.1. Solidos solubles totales, acidez titulable, azucares totales. 
Se realizó una caracterización fisicoquímica al fruto y ala extracto acuoso, donde 
observamos que hay una disminución en estas propiedades a excepción del pH. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Tabla 13. Caracterización del extracto acuoso y fruto del árbol de capulín. 
Determinación Fruto Extracto *Reportado 
Solidos solubles totales (°Brix) 16.66 ± 0.28 1.83 ± 0.28 --------------- 
pH 4.56 ± 0.03 4.56 ± 0.00 3.96 ± 0.25 
Azúcares totales (mg/ml ) 177.52 ± 2.65 44.20 ± 6.20 ------------- 
Acidez titulable (% Ácido gálico) 1.92 ± 0.11 1.28 ± 0.02 1.1 
*Jiménez et. al., 2011 
Existen 3 factores importantes que afectan el contenido nutricional de los alimentos, tales 
como el factor genético, ambiental y prácticas cotidianas (Barret et.al., 2005). 
Genético: las diferencias radican en la composición de las plantas así como su calidad y 
su potencial de supervivencia una vez cosechados. 
Ambientales: los factores como luz, temperatura y el viento, son variables que interactúan 
directamente con la calidad nutricional de los frutos. Por ejemplo la temperatura se asocia 
al grado de transpiración de la planta afectando en esta la absorción de minerales y en su 
metabolismo. 
Prácticas cotidianas: este se relaciona con el tipo de suelo, nutrientes del suelo y su 
disponibilidad agua, poda y control de pesticidas. 
6.2.4. Actividad antioxidante. y polifenoles totales. 
La actividad antioxidante reportada para el extracto acuso fue de 45.06% ± 9.09 de 
inhibición del DPPH y 140.01 mg de ácido ascórbico/ml ± 28.75. Mientras que en la literatura 
reportan 51.38% de inhibición del DPPD. 
La cantidad de polifenoles totales en el extracto acuoso fue de 199.87mg AG/ml. Mientras 
que en la literatura es de 746.00 mg AG/ml es posible que la disminución tan drástica del 
contenido de polifenoles se deba al grado de madurez del fruto ya que en los frutos 
inmaduros se encuentra una mayor proporción de flavonoides (Barret et.al., 2005). 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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6.3. Rendimiento del proceso de encapsulación por el método de secado por 
aspersión. 
En la tabla 14 se muestran los resultados obtenidos para el rendimiento de recuperación 
de microencapsulado en todos los experimentos ensayados. Se observa que el 
experimento número 8 correspondiente a 10% maltodextrina, presento el valor más alto. 
Mientras que el menor rendimiento se observó en el experimento 1 el cual corresponde a 
una composición de 10% almidón de Chinchayote. Los resultados indicaron que el 
rendimiento se ve afectado de forma positiva a medida que la concentración de 
maltodextrina se incrementa en la mezcla de agente acarreador. 
Tabla 14. Rendimientos de los microencapsulados empleando secado por aspersión. 
Corrida Rendimiento (%) 
1 28.99 
2 29.47 
3 31.01 
4 46.85 
5 30.29 
6 58.85 
7 87.83 
8 89.13 
 
6.4. Determinación de humedad, actividad acuosa y solubilidad del encapsulado. 
Los microencapsulados presentaron humedades muy bajas entre un intervalo de 1.78 a 
4.05, lo cual es un resultado favorable, ya que los reportados en la literatura son entre 2% 
a 8% (Baudelaire, 2013). Por otra parte también se obtuvieron bajas actividades de agua 
lo cual representa que las interacciones biológicas y químicas son menos probables. 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Un factor importante en los encapsulados es la solubilidad, ya que se necesita que la 
capsula sea fácilmente destruida o que pueda liberar fácilmente el material activo por 
disolución en un solvente debido a su alta solubilidad. También se observa que a 
concentraciones más altas de almidón de Chinchayote disminuyen el porcentaje de 
solubilidad y mientras el porcentaje de maltodextrina aumente incrementa la solubilidad de 
los encapsulados. 
 
Tabla 15. Características fisicoquímicas de los microencapsulados. 
Muestra Aw Humedad (%) Solubilidad (%) 
1 0.285 ± 0.001 4.05 ± 0.14 7.62 ± 0.37 
2 0.312 ± 0.003 3.98 ± 0.12 14.57 ± 1.02 
3 0.285 ± 0.003 1.78 ± 0.06 55.92 ± 0.86 
4 0.314 ± 0.005 4.49 ± 0.15 64.15 ± 1.52 
5 0.336 ± 0.002 2.45 ± 0.40 52.57 ± 1.34 
6 0.275 ± 0.003 3.54 ± 0.07 15.30 ± 0.29 
7 0.345 ± 0.002 2.66 ± 0.20 62.85 ± 1.95 
8 0.268 ± 0.004 2.21 ± 0.0775.43 ± 0.15 
 
6.5. Análisis de los compuestos bioactivos del capulín. 
Como se observa en la tabla 16 el contenido de polifenoles se redujo respecto al del 
extracto acuoso que fue de 199.87 mg A. Gálico/ml este comportamiento se debe al proceso 
de secado ya que a la temperatura utilizada para el secado por aspersión es de 120°C. 
Sin embargo en se ha reportado que en la microencapsulación de extractos acuoso de 
nanche empelando secado por aspersión se mantiene el contenido de polifenoles totales 
a temperaturas de 110°C a 120°C y hay un decremento a temperaturas de 125°C a 175°C 
(Lozada, 2016), también se ha argumentado que a medida que aumenta la temperatura 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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puede ocurrir una la polimerización o la síntesis de compuestos fenólicos explicando que 
se puede presentar un aumento de polifenoles a temperaturas altas como de 175°C 
(Mishra et.al., 2014). Los resultados obtenidos por Ferrari et.al. (2010), reportan que las 
temperatura afecta negativamente al contenido de fenoles debido a que se genera una 
degradación y oxidación ocasionada por las temperaturas altas. 
 
Tabla 16. Polifenoles totales de los microencapsulados. 
Corrida Polifenoles totales (mg A. Gálico/ml) 
1 114.87 ± 4.34 
2 118.52 ± 8.55 
3 113.62 ± 3.37 
4 137 ± 1.51 
5 128.62 ± 5.20 
6 105.75 ± 2.34 
7 120.62 ± 1.88 
8 109.75 ± 4.44 
 
Como se puede observar en la tabla 17 la actividad antioxidante o porcentaje de inhibición 
de DPPH presenta un bajo decremento respecto al extracto acuoso de capulín siendo 
este de 45.06%. También se puede apreciar en la mezcla del experimento (7% almidón 
de Chinchayote y 3%maltodextrina ) no presenta cambios respecto al extracto acuoso. 
Los microencapsulados con una composición mayor de almidón de chinchayote presentan 
una menor perdida de actividad antioxidante comparándose con los microencapsulado 
con una composición mayor de maltodextrina. Por otro lado los resultados obtenidos por 
Lozano (2016), reporta que a menores concentraciones de maltodextrina se obtiene una 
mayor capacidad antioxidante en los microencapsulados. Ahmed et.al., analizaron 
microencapsulados utilizando papa dulce. 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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Tabla 17. Actividad antioxidante de los microencapsulados. 
Corrida % de inhibición de DPPH Concentración (mg A. Ascórbico/ml) 
1 42.40 ± 2.72 60.79 ± 4.58 
2 43.56 ± 2.49 63.26 ± 4.19 
3 46.61 ± 2.17 68.39 ± 3.66 
4 40.77 ± 6.06 58.58 ± 10.19 
5 42.29 ± 3.82 61.13 ± 6.43 
6 38.45 ± 5.29 54.67 ± 8.90 
7 41.94 ± 3.82 60.54 ± 10.34 
8 36.80 ± 2.96 51.89 ± 4.98 
 
Mishra et.al. (2014), menciona que el contenido de fenoles afecta la capacidad 
antioxidante obteniendo comportamientos similares al contenido de polifenoles totales ya 
que al aumentar la temperatura en un rango de 125°C a 175°C se observa una pérdida de 
actividad antioxidante. El autor también menciona que la exposición a altas temperaturas 
afecta o puede afectar la estructura de compuestos fenólicos causando degradación y por 
ende una pérdida de la actividad antioxidante. 
6.6. Morfología de los microencapsulados. 
En las figuras 12-15 se muestra la morfología de los microencapsulados bajo diferentes 
composiciones de almidón de Chinchayote y maltodextrina. En estas figuras se puee 
observar que capsulas con 10% de almidón forman aglomerados entre las 
microcápsulas con gran tamaño, mientras que las microcápsulas con 10% maltodextrina 
son de menor tamaño. Por otra parte los microencapsulados con mezclas de almidón y 
maltodextrina muestran diferentes tamaños y menos aglomerados. En las micrografías se 
presentaron formas irregulares, esto se debe al proceso de secado ya que se utilizó la 
función de pulso de limpieza a causa de que el material a secar era muy viscoso, lo cual 
genera un cambio de presión en la alimentación y en las aspersión. Alamilla-Beltran et.al. 
(2005), reporta que a temperaturas bajas hay un mejor grado de contracción en las 
partículas producidas ocasionando que el tamaño de partícula sea menor. 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
 Página 44 
 
 
Figura 12. Micrografía del 
microencapsulado con mezclas de 
almidón (7%) y maltodextrina (3%). 
 
Figura 13. Micrografía del 
microencapsulado con mezclas de 
almidón (5%) y maltodextrina (5%). 
 
Figura 14. Micrografía del 
microencapsulado con mezclas de 
almidón (3%) y maltodextrina (7%). 
 
Figura 15. Micrografía del 
microencapsulado con maltodextrina 
(10%)
 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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7. Conclusiones. 
Las dispersiones de almidón deben prepararse con temperaturas menores a 60°C. 
Los mejores rendimientos respecto a los polvos obtenidos por secado por aspersión 
fueron aquellos que tenían únicamente maltodextrina, mientras los rendimientos más bajo 
se presentaron al emplear solo almidón de Chinchayote. 
 Los microencapsulados obtenidos presentaron un intervalo de humeada de 1.78-4.49%, 
los cuales se encuentran dentro de lo que la literatura marca como polvos estables. 
 La el contenido de fenoles y la actividad antioxidante no cambio significativamente por 
efecto del proceso de secado. 
La mayor concentración de maltodextrina mejora significativamente la actividad 
antioxidante y el contenido de polifenoles en los microencapsulados obtenidos. 
La morfología de las microcápsulas depende de la composición de la muestra, 
concluyendo que a mayor cantidad de almidón de chinchayote en las mezclas los 
microencapsulados son de mayor tamaño y forman aglomerados, mientras que las 
mezclas que contiene mayor contenido de maltodextrina se presentan microencapsulados 
de menor tamaño. La forma de las microcápsulas depende de las condiciones del proceso 
de encapsulación. Las microcápsulas de todas las muestras son de forma irregular debido 
a la función pulso de limpieza durante el secado, la temperatura, ya que cuando se utiliza 
la función pulso de limpieza el material o las gotas dispersadas salen a diferente presión 
generando deformidades y la temperatura genera colapsamientos cuando es alta. 
8. Perspectivas. 
En el presente proyecto se evaluó al almidón de Chinchayote nativo, el cual confirió 
buenas propiedades de protección como material pared. Sin embargo, estas propiedades 
encapsulante pueden ser mejoradas por medio de algunas modificaciones químicas o 
enzimáticas que permitan competir con la maltodextrina, para obtener mejores 
propiedades respecto a la capacidad antioxidante y contenido de polifenoles. 
 
 Alvarado De León Sergio Daniel; (2016) 
 
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9. Referencias. 
 
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