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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
 
 
CENTRO DE DESARROLLO DE PRODUCTOS 
BIÓTICOS 
 
 
OBTENCIÓN DE ALMIDÓN RESISTENTE POR TRATAMIENTO 
EN AUTOCLAVE A PARTIR DE ALMIDÓN DE PLÁTANO 
MODIFICADO: CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA, 
MORFOLÓGICA Y ESTRUCTURAL. 
 
 
TESIS QUE PRESENTA: 
 
Alejandro Aparicio Saguilán 
 
Para obtener el grado de Doctorado en Ciencias en Desarrollo 
de Productos Bióticos 
 
DIRECTOR DE TESIS: DR. LUIS ARTURO BELLO PÉREZ 
 
 
Yautepec, Morelos 2007 
 
 
 
 
 
 
 
 
Este trabajo fue realizado en el laboratorio de control de calidad del Departamento 
de Desarrollo tecnológico del centro de Desarrollo de Productos Bióticos del 
Instituto Politécnico Nacional, bajo la dirección del Dr. Luís Arturo Bello Pérez. 
 
El trabajo de investigación fue realizado gracias al apoyo económico otorgado por 
la beca institucional del Instituto Politécnico Nacional (IPN) y del Programa 
Institucional de Formación de Investigadores (PIFI). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 i
Agradecimientos 
 
Al Departamento de Desarrollo Tecnológico del Centro de Desarrollo de 
Productos Bióticos por otorgarme las facilidades para la realización de este 
trabajo de investigación. 
 
Al Dr. Luís Arturo Bello Pérez por haberme permitido formar parte de su grupo 
de investigación y su apoyo en la dirección del presente trabajo de tesis. 
 
A mi comité tutorial: Dr. Juscelino Tovar Rodríguez, Dra. Perla Osorio Díaz, Dra. 
Rosalva Mora Escobedo y el Dr. Miguel G. Velázquez del Valle por sus valiosas 
observaciones para el mejoramiento del trabajo de investigación. 
 
A la M en C. Mirna Ma. Sánchez Rivera por su valioso apoyo en la realización 
de la parte de Cromatografía de líquidos de alta resolución por exclusión de 
tamaño (CLARET), y por brindarme su amistad. 
A mi gordita hermosa (Kary) por su paciencia, comprensión y compañía durante 
los momentos difíciles. 
A mis amigos y compañeros de planta piloto Rocío C, Edith, Polo, Juan Pablo, 
Paúl, Rodolfo, José Juan, Ing. Francisco, Rubicita, Marfe,Heidi, Lorenita, Denise, 
Yunia, Alondra, Maribel, Carolina, Vicente, Andrés, Roselis por brindarme su 
amistad. 
A Jenny por su amistad, apoyo y cariño que siempre me ha brindado. 
 
 
 
 ii
Dedicatoria 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A mi SEÑOR JESUCRISTO por darme 
la vida y haberme permitido cumplir una 
de mis metas, siendo mi fortaleza y torre 
fuerte en los momentos difíciles en mi 
vida. 
A mis PADRES LORENZA Y 
SANTIAGO por el apoyo que siempre me 
han brindado y sus sabios consejos, los 
cuales siempre me ayudan a salir 
adelante. 
A mis HERMANOS EN CRISTO que 
siempre me llevan en sus oraciones y me 
fortalecen con la palabra de Dios 
 iii
 
Índice 
 
 
Agradecimientos 
Dedicatoria 
Índice 
Índice de cuadros 
Índice de figuras 
Resumen 
Abstract 
1. Introducción 
I 
ii 
iii 
vi 
vii 
ix 
x 
1 
2. Antecedentes 
 2.1. El plátano 4 
 2.2. Generalidades del almidón 6 
 2.2.1. Amilasa 9 
 2.2.2. Amilopectina 13 
 2.3. Estructura de los gránulos de almidón 16 
 2.4. Tratamientos térmicos del almidón en exceso de agua 19 
 2.4.1. Gelatinización 19 
 2.4.2. Retrogradación 22 
 2.5. Digestión del almidón 23 
 2.6. Almidón resistente (AR) 24 
 2.6.1. Factores que afectan la formación del AR 
 2.6.1.1. Efecto del contenido de amilosa en la formación 
del AR 
 2.6.1.2. Tiempo y temperatura de almacenamiento 
26 
 
26 
 27 
 2.6.1.3. Ciclos de autoclave/enfriamiento 28 
 2.6.1.4. Lípidos 28 
 2.7. Efectos fisiológicos del AR 29 
 2.8. Proceso de obtención de AR 31 
 2.9. Modificación química del almidón 
 2.9.1. Lintnerización 33 
 iv
 2.9.2. Entrecruzamiento 34 
 
3. Justificación 36 
 
4. Objetivos 
 4.1. General 37 
 4.2. Especifico 37 
 
5. Materiales y métodos 
 5.1. Aislamiento del almidón 38 
 5.2. Modificación química 
 5.2.1. Lintnerización 39 
 5.2.2. Entrecruzamiento 39 
 5.2.2.1. Determinación de fósforo 39 
 5.3. Obtención del AR por autoclave 41 
 5.4. Análisis químico proximal 42 
 5.5. Contenido de amilosa 42 
 5.6. Determinación del AR 43 
 5.6.1. Determinación de AR usando el método de Goñi 43 
 5.6.2. Determinación de AR asociado a fibra dietética 44 
 5.7. Perfil de hinchamiento y solubilidad 45 
 5.8. Comportamiento de la pasta 46 
 5.9. Propiedades térmicas del AR 47 
 5.10. Caracterización morfológica 
 5.9.1. Microscopía electrónica de barrido 47 
 5.10. Caracterización estructural del AR 
 5.10.1. Cromatografía de líquidos de alta resolución por exclusión 
de tamaño (CLARET) 
 
48 
 5.10.2. Difracción de rayos X 49 
 
6. Análisis estadístico 49 
 
 v
7. Resultados y discusión 50 
 
 7.1. Lintnerización 
 7.1.1. Análisis químico proximal 50 
 7.1.2. Contenido de amilosa 50 
 7.1.3. Determinación de AR 52 
 7.1.3.1. Determinación de AR por el método de Goñi 52 
 7.1.4. Propiedades térmicas del AR 53 
 7.1.5. Perfil de hinchamiento y solubilidad 56 
 7.1.6. Comportamiento de las pastas 61 
 7.1.7. Caracterización morfológica 
 7.1.7.1. Microscopía electrónica de barrido 64 
 7.1.8. Caracterización estructural del AR 
 7.1.8.1. Cromatografía de líquidos de alta resolución por 
exclusión de tamaño 
 
70 
 7.1.8.2. Difracción de rayos X 73 
 7.2. Entrecruzamiento 
 7.2.1. Análisis químico proximal 76 
 7.2.2. Contenido de AR asociado a fibra dietética 78 
 7.2.3. Propiedades térmicas del AR 79 
 7.2.4. Perfil de hinchamiento y solubilidad 82 
 7.2.5. Caracterización morfológica 
 7.2.5.1. Microscopía de electrónica de barrido 85 
 7.2.6. Caracterización molecular del AR 
 7.2.6.1. Cromatografía de líquidos de alta resolución por 
exclusión de tamaño (CLARET) 
 
89 
 7.2.6.2. Difracción de rayos X 92 
 
8. Conclusiones 95 
9. Literatura citada 98 
10. Anexos 
 10.1. Abreviaturas 116 
 vi
Índice de Cuadros 
 
Pág 
1. Características del gránulo de almidón pertenecientes de diferentes 
especies botánicas. 
 
8 
2. Proporción del material cristalino en diferentes fuentes de almidón. 17
3. Cambios en la composición química de almidón debido al proceso de 
lintnerización. 
 
51
4. Propiedades térmicas del almidón nativo de plátano, nativo-autoclave, 
lintnerizado y lintnerizado-autoclave y Novelose 330. 
 
54
5. Masa molar (MM) del almidón nativo de plátano, con tratamiento en 
autoclave, lintnerizado, y lintnerizado-autoclave. 
 
71
6. Composición química y contenido de almidón resistente del almidón de 
plátano entrecruzado y entrecruzado-autoclave. 
 
77
7. Propiedades térmicas del almidón de plátano entrecruzado y entrecruzado-
autoclave. 
 
80
8. Masa molar (MM) del almidón nativo de plátano, con tratamiento en 
autoclave, entrecruzado, entrecruzado-autoclave. 
 
90
 
 
 
 
 
 
 vii
Índice de Figuras 
Pág. 
1. Estructura química de la molécula de amilosa. 10 
2. Modelo de grupos para la estructura de la amilopectina. 15 
3. Patrones de difracción de rayos X para diferentes almidones: almidón 
nativo de plátano, almidón de plátano con tratamientoen autoclave, 
almidón de plátano lintnerizado, almidón de plátano lintnerizado-
autoclave. 
 
 
 
18 
4. Perfiles de hinchamiento de diferentes almidones: almidón nativo de 
plátano, con tratamiento en autoclave, lintnerizado y lintnerizado-
autoclave. 
 
 
57 
5. Perfiles de solubilidad de diferentes almidones: almidón nativo de 
plátano, con tratamiento en autoclave, lintnerizado y lintnerizado-
autoclave. 
 
 
60 
6. Perfiles de pastas en microviscoamilografo Brabender del almidón 
nativo de plátano y lintnerizado. 
 
63 
7. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón 
nativo de plátano. 
 
65 
8. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón 
plátano lintnerizado. 
 
66 
9. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón 
plátano sometido a diferentes ciclos en autoclave. 
 
68 
10. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón 
plátano lintnerizado-autoclave. 
 
69 
 viii
11. Patrones de difracción de rayos X para diferentes almidones: almidón 
de plátano nativo, almidón de plátano con tratamiento en autoclave, 
almidón lintnerizado de plátano, almidón lintnerizado-autoclave de 
plátano. 
 
 
 
74 
12. Perfiles de hinchamiento de diferentes almidones: almidón nativo de 
plátano, con tratamiento en autoclave, entrecruzado y entrecruzado-
autoclave. 
 
 
83 
13. Perfiles de solubilidad de diferentes almidones: almidón de plátano 
nativo, con tratamiento en autoclave, entrecruzado y entrecruzado-
autoclave. 
 
 
84 
 
14. Fotomicrografías de microscopía electrónica de barrido del almidón 
entrecruzado. 
 
86 
15. Fotomicrografías de microscopía electrónica de barrido del almidón 
entrecruzado-autoclave. 
 
88 
16. Patrones de difracción de rayos X para diferentes almidones: almidón 
de plátano nativo, almidón de plátano con tratamiento en autoclave, 
almidón de plátano entrecruzado, almidón de plátano entrecruzado-
autoclave. 
 
 
 
93 
 
 
 
 
 
 
 ix
Resumen 
 
 
El almidón es la principal fuente de energía en la dieta humana, este 
polisacárido es de gran importancia ya que se ha demostrado que una fracción 
de almidón presente en los alimentos resiste al ataque de las enzimas 
digestivas en el intestino delgado, esta fracción es llamada almidón resistente 
(AR), para finalmente ser fermentado en el colon, donde tiene efectos 
benéficos en la salud previniendo cáncer de colon. Por lo tanto debido a los 
efectos positivos que proporciona el AR en la salud y la posibilidad de usar 
tratamientos tecnológicos para incrementar la cantidad de AR en los alimentos 
mediante modificación química del almidón ha llamado la atención durante las 
últimas décadas a nivel de trabajo experimental e industrial. En este trabajo se 
modificó químicamente el almidón nativo usando dos métodos: a) lintnerización 
y b) entrecruzamiento y una vez modificados químicamente fueron sometidos a 
consecutivos tratamientos en autoclave-enfriamiento para obtener un polvo 
enriquecido en AR y se llevó acabo su caracterización fisicoquímica, morfológica 
y estructural. Las muestras en autoclave tuvieron un contenido de AR más alto 
que su contraparte nativa, pero la lintnerización permitió desarrollar 
proporciones más altas de AR (19% bs). Las muestras en autoclave mostraron 
valores similares de hinchamiento (α = 0.05) a las temperaturas medidas. 
Estos productos ricos en AR exhibieron más baja solubilidad que sus 
correspondientes materiales nativos. La temperatura de pico de la transición 
térmica fue de 155.52 y 145.85 °C para almidón nativo y lintnerizado-autoclave, 
respectivamente. Estos valores indican que los productos ricos en AR tienen 
una marcada estabilidad térmica. El comportamiento de pasta de los productos 
con AR fue menos pronunciado a comparación a su contraparte nativa. Por lo 
tanto, su uso potencial como ingrediente en alimento procesado no debe 
impactar la viscosidad del producto final. Los productos enriquecidos con AR 
podrían ser convenientes para la formulación de alimentos funcionales. El 
almidón nativo mostró un patrón de difracción tipo A, sin embargo, la 
lintnerización no mostró cambios significativos en el patrón de difracción, en la 
morfología de los gránulos la lintnerización no presentó una degradación 
significativa de los gránulos. En cuanto a la masa molar la lintneriación mostró 
valores similares al almidón nativo. Por otro lado, El almidón entrecruzado 
mostró altos contenidos de AR4 (94.68 %) en comparación al almidón nativo 
(1.51 %); sin embargo, el proceso en autoclave disminuyó el contenido de AR 
(85.35 %), debido a un rompimiento de algunos enlaces cruzados, haciendo al 
almidón parcialmente digerible. El almidón entrecruzado presentó contenidos de 
proteína y lípidos bajos en comparación al almidón nativo, sin embargo, el 
contenido de cenizas aumentó, debido a la fosforilación del almidón nativo. Las 
muestras entrecruzadas y entrecruzado/autoclave exhibieron valores bajos de 
hinchamiento durante el calentamiento; por otro lado, la solubilidad fue mayor. 
La temperatura de gelatinización para el almidón entrecruzado fue alta 
comparada con el almidón nativo. Los tratamientos en autoclave disminuyeron 
la temperatura y la entalpía de gelatinización, mostrando una menor estabilidad 
térmica. Esto indica que su aplicación podría estar limitada a productos 
alimenticios sin calentamiento durante su preparación. 
 x
Abstract 
 
 
Starch is the main energy source in the human diet, this polysaccharide is of 
great importance, since it has been demonstrated that a fraction of starch 
present in foods, resists the attack of the digestive enzymes in the small 
intestine. This fraction is called resistant starch (RS), for finally be fermented in 
the colon, where it has beneficial effect to the healthy, as preventing colon 
cancer. Therefore, due to the positive effects that the RS provides to health and 
the possibility of using technology treatments for increasing the level RS in the 
foods, from the chemical modification of starch has gotten the attention during 
last decades, to level of experimental work and industry. In this work the native 
starch was modified chemically using two methods: a) lintnerization and b) 
cross-linking, once chemically modified, starch was subjected to consecutive 
autoclaving-cooling treatments to obtain a powder enriched in RS and was 
carried out its physicochemical, morphology and structure characterization. The 
autoclaved samples (RS-enriched products) showed similar swelling values 
(α=0.05) at the temperatures assessed. These RS-rich products exhibited lower 
solubility than the corresponding raw material. The peak temperatures of the 
thermal transition were 155.52 and 145.85 °C for native autoclaved and 
lintnerized- autoclaved, respectively. These values indicate that RS products 
have marked thermal stability. The pasting behavior of the RS products was 
less pronounced than that of the raw counterpart. Hence, their potential use as 
ingredient in processed food should not impact the final product viscosity. 
These RS-enriched products appear suitable for the formulation of functional 
foods. The native starch showed an A-type diffraction pattern, however, the 
lintnerization did not cause significant changes in the diffraction pattern, in the 
morphology of the granules the lintnerization did not present a significant 
degradation of the granule. Respect to the molar mass, the lintnerization 
showed similar values to the native starch. On the other hand, Cross-linked 
starch showed higher RS4 content (94.68 %) than its raw counterpart (1.51 %); 
however, the autoclaving process decreased the RS content (85.35 %), due to 
breaking of cross-linking, making the starch more digestible. The cross-linked 
starch presented protein and lipid contents lower than its native counterpart, 
however, the ash content increased due to native starch phosphorilation. Thecross-linked and autoclaving/cross-linked samples exhibited low swelling values 
during heating; on the other hand, the solubility was higher. The gelatinization 
temperature for cross-linked starch was higher than its native starch. The 
autoclaving treatment decreased the temperature and enthalpy of 
gelatinization, showing lower thermal stability. This indicates that its 
application could be limited to food products without heating during their 
preparation. 
 
 
 
 
 
 
 
1
1. Introducción 
Los carbohidratos son el componente mayoritario de la dieta. Entre ellos el 
almidón es el más abundante. A los carbohidratos se les atribuye una función 
principalmente energética; sin embargo, hay otros aspectos a los que no se les 
ha prestado suficiente atención y pueden tener repercusiones importantes en la 
salud. 
Ante las nuevas tendencias de alimentación y las demandas de los 
consumidores, se desarrollan nuevas líneas de productos especiales por sus 
efectos sobre la salud y que proporcionan un concepto de vida más integral y 
confortable, estos son los productos nutracéuticos o funcionales. Con el uso de 
éstos, se busca principalmente modificar formulaciones con ingredientes 
mejorados y crear con ellos opciones alimenticias para los consumidores. 
Por lo tanto, debido a esto, se ha buscado disminuir la digestibilidad del 
almidón, lo que significa, aumentar la cantidad de almidón resistente (AR) 
presente en un alimento. 
El AR es un componente que se encuentra en diversos alimentos que son 
consumidos por todo el mundo (Crawford, 1987). Desde el punto de vista de la 
salud, la importancia del AR ha cobrado gran interés durante los últimos años, 
pues se le ha etiquetado como agente terapéutico (Bello-Pérez y col. 2001) ya 
que algunos estudios realizados han demostrado ciertos beneficios a la salud 
(Heijnen y col., 1998; Hylla y col., 1998). 
Debido a esto, en la actualidad se buscan fuentes de almidón con altos niveles 
de AR o incrementar estos niveles en fuentes convencionales, para ello una de 
las alternativas es mediante una modificación química, las cuales son prácticas 
 
2
comerciales que dan una extensión de usos al almidón en los procesos 
alimenticios. 
El término modificación del almidón incluye aquel material que ha sido sometido 
a uno o más tratamientos físicos, químicos, fisicoquímicos o enzimáticos, donde 
se promueven alteraciones de los gránulos y/o en su estructura molecular. La 
magnitud de la resistencia está relacionada al grado y tipo de modificación, la 
magnitud de la gelatinización del gránulo, y el tipo de enzima. Por lo tanto, el 
entrecruzamiento y la lintnerización podrían ser una alternativa para 
incrementar los niveles de AR en el almidón nativo. El entrecruzamiento del 
almidón es practicado industrialmente para estabilizar la estructura granular y 
para restringir el hinchamiento. Sin embargo, el nivel de entrecruzamiento de 
los almidones usados como espesantes en los alimentos es muy bajo como para 
que este tipo de almidón sea resistente al ataque de la enzima α-amilasa 
(Wurzburg y Vogel 1984; Ostergard y col. 1988). El incremento en el grado de 
entrecruzamiento de los gránulos de almidón podría evitar la entrada de la α-
amilasa (peso molecular de 50-60 kDa) (Colonna y col. 1992). La lintnerización 
es una modificación por ácidos, se produce haciendo reaccionar una suspensión 
al 40 % de almidón con HCl (1 M) o H2SO4 (2.2 M ó 15 %), los ácidos hidrolizan 
los enlaces glucosídicos α-1,4 y α-1,6. La hidrólisis ocurre preferentemente en 
las regiones amorfas de los gránulos, permaneciendo las cristalinas 
relativamente intactas, produciendo cadenas lineales, las cuales favorecen al 
fenómeno de retrogradación y éste a su vez la formación de almidón resistente. 
Esto explica porqué las técnicas de modificación química han llamado la 
 
3
atención durante las últimas décadas, a nivel de trabajo experimental e 
industrial. 
Además, se conoce que el almidón de plátano es por si mismo resistente a la 
hidrólisis por las enzimas digestivas (Faisant y col., 1995). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4
2. Antecedentes 
2.1. El plátano 
Los bananos y plátanos son plantas comprendidas dentro de las 
Monocotiledóneas. Pertenecen a la familia botánica Musáceae y está en el 
orden Scitamineae. La familia Musáceae está constituida por los géneros Musa 
y Ensete. El género Ensete se reproduce por semilla, es de uso ornamental y 
hábitat subtropical. El genero Musa está formado por cuatro secciones: 
Australimusa, Callimusa, Rhodochlamys y Eumusa. La sección Eumusa es la de 
mayor importancia económica y difusión geográfica, ya que en ella se incluyen 
los bananos y plátanos comestibles. En esta sección, las especies silvestres 
Musa acuminata y Musa balbisiana son las más importantes porque por 
hibridación y poliploidía dieron origen a los plátanos y bananos cultivados. Los 
cuales se clasifican modernamente en grupos que indican la contribución 
genotípica y el grado de ploidía 
 con que está constituido cada clon o cultivar (INIFAP, 2003). 
El plátano tiene su origen en Asia, siendo conocido en el Mediterráneo desde el 
año 650 d. c. La especie llegó a Canarias en el siglo XV y desde allí fue llevado 
a América en el año 1516. El plátano macho y el bananito son propios del 
Sudoeste Asiático, su cultivo se ha extendido a muchas regiones de 
Centroamérica y Sudamérica, así como de África subtropical, constituyendo la 
base de la alimentación de muchas regiones tropicales. 
El plátano es producido en gran cantidad en áreas tropicales y subtropicales. La 
producción mundial de Musa en 2003 fue estimada en 102 millones de 
 
5
toneladas (MT) de las cuales alrededor del 68 % fue clasificado como bananos 
y el 32 % como plátanos (FAO, 2003). 
Los principales países exportadores de bananos son: Ecuador, Costa Rica, 
Colombia, Panamá, Guatemala, Honduras, Filipinas y México. En el continente 
americano, este frutal se encuentra distribuido en la parte Norte, Centro y Sur 
de América, en donde las condiciones ecológicas propician su desarrollo, siendo 
Brasil el máximo productor. El plátano es el cuarto cultivo de frutas más 
importante del mundo. Los países de Latinoamérica y las islas del Caribe 
proporcionaron más del 80 % de la exportación total mundial (15 millones de 
toneladas). Los cuatro principales países bananeros (Ecuador, Costa Rica, 
Filipinas y Colombia) exportaron los dos tercios de la producción mundial 
(FAO, 2003). Alrededor de la quinta parte de toda la cosecha de plátanos viene 
a ser desechada. Cuando los racimos del plátano llegan a la estación central de 
colección, los plátanos muy dañados son eliminados ya que podrían causar una 
contaminación microbiana de los racimos. Los plátanos rechazados son 
normalmente desechados inadecuadamente. Se hacen esfuerzos para usar 
estos plátanos escogidos en alimento animal y productos como hojuelas, polvo 
y botanas, pero ellos son usados únicamente hasta cierto nivel para este 
propósito debido al bajo valor de estos productos. Los consumidores del Norte 
lo aprecian sólo como un postre, pero constituye una parte esencial de la dieta 
diaria para los habitantes de más de cien países tropicales y subtropicales. 
En México los principales estados productores son Chiapas, Veracruz, Tabasco, 
Nayarit, Michoacán, Colima, Oaxaca, Guerrero y Jalisco, los cuales se agrupan 
en tres regiones productoras: Región del Golfo de México (Tabasco, Veracruz y 
 
6
Oaxaca) que ocupa el 41% de la superficie, Región del Pacifico Centro (Colima, 
Michoacán, Jalisco, Guerrero y Nayarit). 
La pulpa del plátano verde contiene alrededor del 70-80 % de almidón en peso 
seco, el cual es un porcentaje comparable al endospermo de los granos de maíz 
y a la pulpa de papa (Zhang y col., 2005); además, contiene cantidades casi 
insignificantes de proteínas y de grasas. La ceniza es relativamenterica en 
potasio, magnesio, sodio y fósforo. 
 
2.2. Generalidades del almidón 
El almidón es el principal carbohidrato de reserva de la mayoría de los 
productos agrícolas y probablemente es el segundo carbohidrato más 
abundante en la naturaleza después de la celulosa. Desde el punto de vista 
nutricional, el almidón es el componente mayoritario en la dieta de las 
poblaciones humanas. Este polisacárido representa una fracción importante en 
un gran número de productos agrícolas, como los cereales (maíz, trigo, arroz) 
cuyo contenido de almidón varia del 30 al 80%, leguminosas (fríjol, chícharo, 
haba) con un 25 a 50% de almidón, tubérculos (papa, yuca) en los que el 
almidón representa entre un 60 a 90%, y en algunas frutas como el plátano y 
el mango, que en su estado verde o inmaduro alcanzan contenidos de almidón 
de hasta 70% en base seca (Guilbot y Mercier, 1985; Bello-Pérez y Paredes-
López, 1999). El almidón está organizado en partículas discretas conocidas 
como gránulos, cuya morfología y composición química son características de 
cada especie. La variación de tamaño en los gránulos de almidón va de 0.5 y 
100 µm. Los gránulos más grandes están presentes en la papa (15 a 100 µm) 
 
7
(Cuadro 1) (Lineback, 1984), y los más pequeños en las especies de amaranto 
(0.8 a 2.5µm) (Paredes López y col., 1990). El tamaño de partícula, incluyendo 
la distribución de tamaño, es una de las características que más afectan las 
propiedades funcionales de los gránulos de almidón. 
Cuando el almidón es aislado de algunas de las fuentes antes mencionadas, es 
utilizado en diversos alimentos para modificar la textura y la consistencia de los 
alimentos. Se ha observado que no sólo la cantidad de almidón es importante 
para la textura de los alimentos, sino también el tipo de almidón, ya que la 
composición y propiedades del almidón varían con la fuente del que se deriva 
(Biliaderis, 1991). 
Por otro lado, la versatilidad, el suministro constante y su bajo costo, hacen al 
almidón un ingrediente valioso en la industria de alimentos. Algunas de las más 
recientes aplicaciones industriales del almidón incluyen su uso como sustituto 
de grasa en alimentos bajos en calorías, espesante o de consistencia para 
proporcionar características de viscosidad y como materia prima para la 
producción de almidón resistente, pero también funciona como un adhesivo, 
enlazador, agente encapsulante, formador de película, agente gelificante, 
retenedor de agua y texturizante (Mauro, 1996). 
 
 
 
 
 
 
 
8
Cuadro 1. Características del gránulo de almidón pertenecientes de diferentes 
especies botánicas. 
 
 
 
Fuente: Lineback, (1984); Guilbot y Mercier, (1985); Paredes-López y col., (1990); 
Pérez-Sira, (1997); Carcea y Acquistucci, (1997). 
 
 
 
 
 
Fuente de 
Almidón 
Tamaño 
promedio (µm) 
Forma 
Amilopectina 
(%) 
Amaranto 1 Poligonal 75-99 
Maíz 20 Poligonal 75 
Maíz ceroso 30 Poligonal 97-99 
Papa 35 Ovalada 80 
Tapioca 18 Truncada, redonda 89 
Trigo 25 Ovalada, truncada 73 
Arroz 7 Redonda, poligonal 83 
Cebada 23 Redonda, elíptica 78 
Plátano 10-40 Elíptica 70-75 
Sorgo 35 Esférica 75 
Centeno 28 Redonda o lenticular 73 
Avena 7 Poliédrica 77 
 
9
Los gránulos de almidón cuando se extraen y se secan tienen la apariencia de 
un polvo blanco y son insolubles en agua fría. En forma general, presentan una 
composición química con 0.06-0.53 % de proteína, 0.05-0.8 % de lípidos y 
0.07-1.4 % de cenizas y el resto lo forma el almidón propiamente dicho 
(Guilbot y Mercier, 1985). Los gránulos de almidón en su forma nativa 
contienen una cantidad apreciable de agua, aproximadamente del 10 al 12 %, 
la misma que es muy importante con relación a las propiedades fisicoquímicas y 
al modo de reacción del gránulo. 
 
2.2.1. Amilosa 
El almidón está compuesto por dos biopolímeros diferentes en su estructura: la 
amilosa y amilopectina. La amilosa (Figura 1) es un polímero esencialmente 
lineal, formado por unidades de D-glucosa unidas por enlaces α-(1-4). Su peso 
molecular varia entre 150,000 a 1,000,000 Daltones dependiendo del origen 
biológico y la longitud de la cadena o grado de polimerización (GP), éste último 
fluctúa entre 500 a 6000 unidades de glucosa que pueden estar distribuidas en 
1 a 20 cadenas (Hizukuri y col., 1989). Muchas de las propiedades pueden 
explicarse en la habilidad de la amilosa de adoptar diferentes estructuras 
moleculares. En soluciones acuosas neutras, la estructura normal es la de una 
espiral. 
 
 
 
 
 
10
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Estructura química de la molécula de amilosa (Parker y Rink, 
2001). 
 
 
 
 
 
 
11
La amilosa tiene la capacidad de interactuar con el yodo que produce un 
complejo de inclusión helicoidal, teniendo aproximadamente seis moléculas de 
glucosa por giro, en el cual la molécula de yodo está en la cavidad central 
helicoidal del polisacárido. Este complejo da un color azul con una absorción 
máxima a las longitudes de onda entre 620 a 680 nm. La amilosa puede formar 
complejos con los lípidos en las regiones superficiales del gránulo. Es conocido 
que este tipo de complejo inhibe la degradación del almidón por enzimas como 
la fosforilasa, α-amilasa y β-amilasa. Otros investigadores han reportado que la 
amilosa y los lípidos coexisten independientemente dentro del gránulo y sólo 
forman complejos una vez que la gelatinización se ha llevado a cabo (Morrison, 
1988). 
Los modelos más recientemente propuestos para la amilosa han designado 
estructuras tipo A y estructuras tipo B que han tomado como base la formación 
de una doble hélice enrollada hacia la izquierda cada 6 unidades y 
empaquetadas paralela y antiparalelalmente. En la estructura A esta doble 
hélice está empaquetada en una unidad monoclínica con 8 moléculas de agua y 
en la estructura tipo B, las dobles hélices están empacadas en una forma 
hexagonal más abierta, con 36 moléculas de agua por celda unitaria (∼27 % 
de hidratación) el 50 % de agua está ligada estrechamente a las cadenas y la 
otra mitad ligada a otras moléculas de agua (Perera y col., 1997). La simetría 
es diferente también en cada uno de los tipos, ya que la unidad repetitiva en la 
forma A es maltotriosa y en la forma B es la maltosa (Buleón y col., 1998). 
 
12
Por su contenido de amilosa, los almidones se pueden clasificar en diferentes 
grupos como son los almidones cerosos que tienen muy poca cantidad de 
amilosa (almidón de amaranto), alrededor de 1-2 %, los normales que 
contienen entre 17-24 % de amilosa y los altos en amilosa que contienen 70 % 
o más de este polímero (Moore y col., 1984). A la molécula de amilosa se le ha 
atribuido las propiedades gelificantes, así como la principal responsable de la 
retrogradación del almidón. La retrogradación es favorecida por la presencia de 
cadenas de polímero lineal. Un alto contenido de amilosa, la presencia de 
amilopectina tratada con enzima desramificante pululanasa (Berry, 1986), o 
amilopectina hidrolizada por medio ácido pueden incrementar la formación de 
puentes de hidrógeno Inter e intrahelicoidales en el almidón retrogradado y así 
la formación de almidón resistente. En pan, por ejemplo, Siljestrom y Asp 
(1985), mostraron que bajo condiciones de humedad limitada que prevalecen 
en la manufactura de éste, el almidón resistente se forma por la retrogradación 
de la amilosa. Algunos autores han sugerido que la longitud de las cadenas de 
amilosa retrogradada en el AR tipo III tienen un promedio de grado de 
polimerización (GP) entre 22 y 65 residuos glucosídicos, demostrando que estas 
cadenas son completamente lineales. Por lo tanto, el AR tipo III consiste 
básicamente de segmentos lineales de α-(1-4) glucanos organizados en una 
estructura cristalina (Eerlingen y col. 1993). En condiciones experimentales, se 
ha demostrado que muestras aisladas de AR, presentan estructurascristalinas 
tipo B y con longitudes de cadenas cortas de amilosa (GP 18-26). Sin embargo, 
una estructura tipo A se ha obtenido cuando el AR se preparó a partir de geles 
procesados a 100ºC por algunas horas (Eerlingen y col., 1993). Estos autores 
 
13
sugieren que las fracciones de amilosa con bajos GP (menor de 100) contienen 
una concentración relativamente alta de cadenas que no poseen las 
dimensiones críticas para su incorporación a la estructura cristalina y esto 
resulta en una disminución del rendimiento de AR. Debido a esta semejanza en 
las longitudes de cadenas de amilosa retrogradada en los AR, se proponen dos 
mecanismos de formación de AR en las soluciones acuosas de amilosa: una 
formación micelar por la agregación de numerosas moléculas de amilosa en una 
región cristalina, la cual esta compuesta por estructuras hexagonales en forma 
de hélices en las que se presentan patrones de difracción de rayos X tipo B, 
interdispersada con regiones amorfas pudiéndose unir a otras cadenas de 
amilosa. Otra es la formación de AR en estructuras en dos dimensiones o 
laminar donde las cadenas en los dobles enlaces es amorfa y el centro de la 
lamina es cristalina (Eerlingen y col., 1993). 
 
2.2.2. Amilopectina 
Es el componente ramificado del almidón formado por cadenas de residuos α-
D-glucopiranósidos (entre 17 y 23 unidades) unidos principalmente por enlaces 
α-(1 → 4) y α-(1 → 6) en los puntos de ramificación. La amilopectina puede 
degradarse por acción de la enzima β-amilasa en las uniones α-(1 → 4) 
produciendo dextrinas β-limite (que son las cadenas residuales que contienen 
los puntos de ramificación) y, después poder ser atacados por las enzimas 
pululanasa o isoamilasa que actúan en los enlaces α-(1 → 6) produciendo 
maltosa y dextrinas. El peso molecular de la amilopectina varía entre 50 y 500 x 
106 Daltons. Estas variaciones están influenciadas por el origen botánico del 
 
14
almidón, el método empleado para el fraccionamiento del almidón a amilosa y 
amilopectina y, el método usado para determinar la masa molar. El tamaño tan 
grande de esta molécula genera algunos problemas en la determinación de la 
masa molar, los cuales se han ido superando con las recientes técnicas 
desarrolladas (por ejemplo, las técnicas de dispersión de luz, 
ultracentrifugación) (Bello-Pérez y col., 1996). Robin y col., (1974) propusieron 
un modelo para la amilopectina basado en la estructura de racimo o grupo 
(Cluster). Las cadenas A – y B – son lineales y tienen un GP de 15 – 20 y 35 – 
45, respectivamente. Las cadenas B – forman la columna de la amilopectina y 
se extiende sobre dos o más racimos, cada racimo contiene de dos a cuatro 
cadenas A – estrechamente asociadas (Figura 2). Los racimos asociados de 
cada cadena A – son primeramente responsables de la región cristalina dentro 
del gránulo. Las áreas amorfas se presentan en intervalos de 0.6-0.7 nm y 
contienen la mayor cantidad de enlaces α-(1-6) siendo relativamente 
susceptibles al ataque enzimático y a la hidrólisis ácida. Dependiendo de la 
fuente, la amilopectina es el principal componente en la mayoría de los 
almidones (entre 70-80%), alcanzando en ciertos casos, niveles de hasta 98-
99% en los almidones tipo cerosos. Debido a esto, la amilopectina es quizás el 
componente que tiene mayor importancia en términos de las propiedades del 
almidón. 
 
 
15
Cadena A 
GP 35-45
Área cristalina 1 
Área amorfa 2 
α-(1,4)
α-(1,6)
Cadena B 
Grupo reductor
Cluster 
GP 15-20 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Modelo de grupos para la estructura de la amilopectina (Robin y col., 
1974). 
 
 
 
16
Por lo tanto, esta molécula ha sido estudiada ampliamente en su ramificación, 
tamaño molecular, longitud de las cadenas internas y externas (Thurn y 
Burchard, 1985; Zobel, 1988; Bello-Pérez, y col., 1998). 
 
2.3. Estructura de los gránulos de almidón 
Los almidones presentan estructuras cristalinas y no cristalinas; la relación 
entre ellas es el principal factor que determina las propiedades del almidón. 
Este concepto general fue propuesto en los años 20s y ha sido extendido para 
describir los niveles de complejidad estructural del gránulo de almidón (Oates 
1997). 
El grado de cristalinidad dentro de los gránulos de almidón se ha reportado por 
diversos autores. En el Cuadro 2 se presentan las variaciones en la cristalinidad 
de diferentes fuentes de almidón utilizando la técnica de difracción de rayos-X. 
Se ha demostrado que los almidones de cereales muestran un patrón de 
difracción tipo A, los tubérculos un patrón tipo B, algunos tubérculos y granos 
un patrón tipo C y los complejos de amilosa - lípido el tipo V (Figura 3). Estas 
diferencias en los patrones de difracción en las diferentes fuentes de almidón se 
deben al arreglo radial de las cadenas de amilopectina. Dicho arreglo, está 
constituido por una región con puntos de ramificación y otra conteniendo 
dobles hélices ordenadas, compuestas de cadenas cortas de amilopectina 
(Buleón y col., 1998). La amilosa presenta diferentes grados de polimerización y 
se encuentra en las zonas amorfas, donde se mantiene unida entre sí, por 
enlaces de hidrógeno, pero posee menos movilidad intramolecular que la 
amilopectina, mientras que las dobles hélices se encuentran en las regiones 
cristalinas. 
 
17
Cuadro 2. Proporción del material cristalino en diferentes fuentes de almidón. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fuente Cristalinidad (%) Referencia 
Maíz Cheetham y Tao (1998) 
0% amilosa 42 “ 
28% amilosa 30 “ 
56% amilosa 20 “ 
84% amilosa 17 “ 
Maíz normal 43 Cooke y Gidley (1992) 
Maíz ceroso 37-43 Paris y col., (1999) 
Papa 26 Yusuph y col., (2003) 
Trigo 36 “ 
Arroz 51 “ 
Avena 37 “ 
Chicharos 20 “ 
Cebada normal 24 Tang y col., (2002) 
 
18
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3. Patrones de difracción de rayos X, para diferentes almidones 
(Hizukuri, 1986). 
 
 
 
 
 
 
19
En general, los almidones con patrones de difracción del tipo B o C presentan 
mayor resistencia a la hidrólisis por la amilasa pancreática y esto se debe al 
arreglo cristalino de las cadenas de amilopectina. Esta resistencia afecta la 
digestibilidad de los alimentos ricos en almidón que se consumen crudos como 
los plátanos y de alimentos procesados como los biscuits donde el almidón esta 
gelatinizado de manera incompleta (Betancur, 2001). 
 
2.4. Tratamiento térmico del almidón en exceso de agua 
Durante el procesamiento de los productos que contienen almidón al ser 
sometido a un calentamiento, este polisacárido tiende a sufrir cambios en su 
estructura, los cuales están relacionados con el fenómeno de gelatinización y 
retrogradación. 
 
2.4.1. Gelatinización 
La gelatinización es el termino usado para describir eventos moleculares 
asociados con el calentamiento de almidón en agua, el cual cambia de una 
forma semi-cristalina (la cual no es completamente digerible) a una forma 
eventualmente amorfa (digerible) (Tester y Debon, 2000). Los eventos 
moleculares que ocurren durante la gelatinización son el colapso o rompimiento 
del orden molecular dentro del gránulo de almidón, manifestado por cambios 
irreversibles tales como el hinchamiento del gránulo, disolución de los cristales 
nativos, pérdida de la birrefringencia y la solubilización de amilosa (Atweel y 
col. 1988). La temperatura a la que se pierde la estructura cristalina de los 
gránulos y por lo tanto, la birrefringencia es reconocida como la temperatura de 
gelatinización (Ziegler y col., 1993; Wurzburg, 1986). Cuando el gránulo alcanza 
 
20
esta temperatura, la amilosa se difunde hacia el agua y la amilopectina queda 
dentro del gránulo para finalmente perder su estructura. La amilosa fuera del 
gránulo forma una malla y produce un gel. El hinchamiento de los gránulos de 
almidón que se presenta durante la gelatinización provoca que la viscosidad del 
mediose incremente. Este proceso es endotérmico y se requiere de 
aproximadamente 10 mJ/mg de almidón para llevarlo a cabo, como lo han 
demostrado estudios de Calorimetría Diferencial de Barrido (CDB) (Biliaderis, 
1991). 
Durante la gelatinización el orden molecular dentro de los gránulos es destruido 
gradual e irreversiblemente, la temperatura de gelatinización es característica 
para cada tipo de almidón y depende fundamentalmente de la transición vítrea 
de la fracción amorfa del almidón (Eerlingen y Delcour, 1995); por ejemplo, las 
temperaturas de gelatinización reportadas para algunos almidones son: papa 
(55.7 °C), trigo (47.6 °C), maíz (50.1 °C), arroz, (51.0 °C) y yuca (61-71 °C) 
(Singh y col., 2003). La fase inicial del proceso de gelatinización y el intervalo 
durante el cual se lleva a cabo es gobernada principalmente por la 
concentración de almidón en solución, el método de observación, origen y 
forma del gránulo, y la homogeneidad dentro del grano (Rodríguez y col., 
2001). 
La gelatinización puede ser evaluada por medio de técnicas basadas en 
principios físicos y químicos: 
a) Métodos de la pérdida de birrefringencia. Es una técnica microscópica que se 
basa en la determinación de la perdida de la propiedad de birrefringencia 
cuando los gránulos de almidón son gelatinizados. Generalmente, se utiliza un 
 
21
microscopio con luz polarizada equipado con un calentador por ejemplo del tipo 
Kofler (Watson, 1964). 
b) Método viscosimétrico. En el sentido estricto esta técnica no mide la 
viscosidad, si no una propiedad relacionada con ella conocida como 
consistencia. Es ampliamente utilizada para determinar el grado de 
gelatinización, la temperatura inicial y la consistencia máxima, así como el 
tiempo de cocimiento y los cambios de consistencia durante los procesos de 
calentamiento y enfriamiento de las pastas de almidón. Se utilizan equipos 
como el viscoamilógrafo Brabender y el analizador rápido de la viscosidad (RVA) 
y a la temperatura a la cual se produce un incremento en el valor de la 
consistencia se le denomina como temperatura de formación de pasta 
(Pomeranz, 1991; Cañizares, 1994). 
c) Método de difracción de rayos X. Ha sido utilizado para diferenciar almidones 
de cereales y tubérculos, así como para diferenciar los cambios en la 
cristalinidad de los gránulos del almidón producidos por tratamientos físicos o 
químicos. Esta técnica puede aplicarse debido a que durante el fenómeno de 
gelatinización, se observa una completa destrucción de la integridad cristalina, 
por lo que se ha usado como una herramienta para medir la extensión de la 
gelatinización (Zobel, 1964; Chinachoti y col., 1990). 
d) Método iodométrico. Se basa en la formación del complejo amilosa-yodo que 
produce un color azul brillante que es una característica muy usada para medir 
el contenido de amilosa, pero que también ha sido empleado para determinar la 
temperatura inicial de gelatinización de los almidones mediante un cambio de 
 
22
coloración rojiza en una suspensión acuosa de almidón nativo a un color azul 
verdoso cuando el almidón comienza su gelatinización (Cañizares y col., 1993). 
e) Método de calorimetría diferencial de barrido (CDB). Esta técnica se ha 
aplicado para medir el calor de la gelatinización de los almidones y de sus 
componentes (amilosa y amilopectina). Se indica que es la forma más exacta 
de medir el fenómeno de gelatinización, ya que se basa en detectar los cambios 
de flujo de calor asociados con transiciones de primer orden (fusión) y de 
segundo orden (transición vítrea) de materiales poliméricos (Reid y col., 1993). 
 
2.4.2. Retrogradación 
La retrogradación se puede ver como el fenómeno opuesto a la gelatinización. 
Cuando la pasta de almidón gelatinizado se enfría lentamente, las moléculas de 
amilosa van a tener el suficiente tiempo para alinearse, de tal manera que 
puedan formar varios enlaces de puentes de hidrogeno entre cadenas paralelas 
adyacentes (Lineback y Rasper, 1988); a este fenómeno se le conoce con el 
nombre de retrogradación. La retrogradación del almidón ocurre en dos 
procesos: rápida gelificación de la amilosa por la formación de segmentos de 
doble hélices y lenta recristalización de cadenas cortas de amilopectina. 
A pesar de que la amilosa y la amilopectina están sujetas a la retrogradación, 
parece ser que la amilopectina es la molécula que más influye en los cambios 
que se suscitan en los alimentos que contiene almidón cuando se almacenan. La 
retrogradación es un proceso complejo y depende de muchos factores tales 
como, tipo de almidón, concentración del almidón, régimen de calentamiento y 
 
23
enfriamiento, pH, y presencia de solutos tales como lípidos, sales y azúcares 
(Swinkels, 1985). 
 Existe una cantidad considerable de datos experimentales obtenidos con 
calorimetría diferencial de barrido (CDB) y difracción de rayos X que sugieren 
que la principal causa del envejecimiento del pan es la retrogradación del 
almidón. No obstante se han realizado numerosas investigaciones al respecto 
sobre este fenómeno, el mecanismo exacto de la retrogradación 
particularmente a nivel molecular, aún no está claro. La retrogradación se 
manifiesta por la formación de cristales que afectan la textura, la aceptabilidad 
y la digestibilidad de los alimentos que contienen almidón. 
 
2.5. Digestión del almidón 
La digestión del almidón en el organismo humano consiste en tres fases: una 
intraluminal, la fase de microvellocidades y la de absorción de la glucosa. En la 
fase intraluminal inicia la digestión del almidón en la cavidad oral, mediante la 
acción de la α-amilasa salival, la cual es secretada por las glándulas parótidas. 
A pesar de las condiciones ácidas que prevalecen en el jugo gástrico, las 
amilasas salivales retienen cierta actividad cuando pasan del estómago al 
duodeno. La contribución de la amilasa salival al total de la actividad amilolítica 
es de un 15 % en individuos sanos (Skude y Ihse 1976). 
En especies monogástricas, la enzima principal en la digestión del almidón es la 
α-amilasa. Cuando se incuba con una dispersión de almidón ella actúa sobre la 
amilosa y amilopectina rompiendo los enlaces α- (1 → 4) liberando glucosa, 
maltosa y dextrinas (polímeros de glucosa con GP 1-7) (Sievert y col., 1991). La 
 
24
glucosa es absorbida directamente a través de la mucosa intestinal del íleon, 
mientras que los disacáridos y oilgosacáridos son atacados por las enzimas 
glucosidasas y disacaridasas. Estas enzimas están presentes en los bordes de 
las células y se producen por las glándulas de Liebert Kuhn del epitelio 
intestinal (Bjorck, 1996; Annison, 1994). Estas enzimas rompe los enlaces α- (1 
→ 4) y α- (1 → 6) de las cadenas α-glucano, por consiguiente remueve 
sucesivamente las unidades de glucosa a partir del extremo no reductor. 
La última etapa de la digestión tiene lugar a partir de la absorción de la glucosa 
a través de los enterocitos al torrente sanguíneo, la cual es entonces 
transportada al hígado y entra en la recirculación alcanzando el tejido periférico 
a través de la acción de la insulina. Esta hormona es secretada por el páncreas 
en respuesta al incremento de la glucosa en sangre; el incremento de la 
insulina plasmática puede actuar para regular el nivel de glucosa con un 
estrecho intervalo, estimulando la síntesis y almacenamiento de glucógeno en 
los músculos y en el hígado. Una reducción en la disponibilidad del almidón a 
las enzimas puede reducir la glucosa sanguínea posprandial y la respuesta 
insulinémica (Bjorck, 1996). 
 
2.6. Almidón resistente (AR) 
Hasta hace algunos años, se pensaba que prácticamente todo el almidón que 
se consumía era digerido y absorbido en el intestino delgado. Hoy en día se ha 
comprobado que aproximadamente entre el 8 y el 10% del almidón contenido 
en la dieta resiste el ataque enzimático de las secreciones intestinales. Estealmidón es conocido como Almidón Resistente (AR). El almidón resistente es 
 
25
definido fisiológicamente como la suma del almidón y los productos de su 
degradación que no son absorbidos en el intestino delgado de individuos sanos 
(EURESTA, 1992). Las razones de la resistencia a la degradación de las 
amilasas en el intestino delgado son numerosas y causadas tanto por las 
características estructurales del almidón como por la forma física del alimento. 
El AR fue clasificado originalmente en tres tipos (Englyst y Cummings, 1986) 
pero una cuarta clasificación fue adicionada. 
AR1: Almidón físicamente inaccesible, éste se encuentra encapsulado dentro de 
las paredes celulares de las plantas. Este tipo de almidón, puede ser 
encontrado en granos parcialmente molidos, semillas y leguminosas. 
AR2: Gránulos de almidón nativo, éste se encuentra en alimentos sin cocinar 
que contienen almidón sin cocinar, la gran densidad y cristalinidad parcial 
reducen la susceptibilidad enzimática (Gallart y col., 1992). 
AR3: Es una fracción de almidón, que se forma después de ciertos tratamientos 
de calor-humedad. Este tipo de almidón puede ser encontrado en pan, papas 
cocidas y enfriadas, así como en frijoles o chícharos enlatados (Sievert y 
Pomeranz, 1989). La elaboración y almacenamiento de estos productos 
generan el fenómeno de retrogradación que, a su vez, crea una estructura que 
no puede ser hidrolizada por las enzimas. 
AR4: La resistencia enzimática de éste tipo de almidón es debido a una 
modificación química o térmica. La formación de enlaces glucosídicos diferentes 
en los enlaces α (1→ 4) o α (1→ 6) por tratamiento térmico, reducen la 
disponibilidad para las enzimas amilolíticas. También los enlaces cruzados o la 
 
26
presencia de algunos sustituyentes (por ejemplo, hidroxipropilos) pueden 
reducir la digestibilidad del almidón. 
La formación de AR ocurre rápidamente en almidones con altos niveles de 
amilosa (Sievert y Pomeranz, 1989) debido a que cadenas largas de α-glucano 
son necesarias para formar las estructuras cristalinas. Por otro lado, la 
retrogradación y la formación de AR podrían también ocurrir en almidones 
cerosos cuando son calentados y enfriados. Los cambios que ocurren en la 
estructura de los almidones durante el calentamiento y enfriamiento han sido 
estudiados ampliamente debido a su gran influencia sobre las propiedades 
funcionales de los alimentos. Por otro lado, este procesamiento del almidón es 
de considerable importancia nutricional debido a su menor digestibilidad en el 
tracto intestinal. 
 
2.6.1. Factores que afectan la formación de AR 
Varios factores pueden afectar la formación de AR en alimentos procesados: el 
contenido de amilosa, la humedad, el tiempo y temperatura de almacenamiento 
de los geles de almidón, los ciclos de calentamiento/enfriamiento y la presencia 
de lípidos. 
 
2.6.1.1. Efecto del contenido de amilosa en la formación de AR 
Existe una correlación entre el contenido de amilosa y la producción de AR en 
almidones retrogradados (Siljeström y col., 1989; Pomeranz, 1992). En cuanto 
al tamaño de las cadenas de amilosa y la formación de AR, Eerlingen y col., 
(1993) concluyeron que diversos tamaños de amilosa inducen la producción de 
 
27
AR con un grado de polimerización (GP) entre 19 y 26, y con un patrón de 
cristalinidad tipo B. Por otro lado, los productos patentados con altos 
contenidos en AR en la industria son preparados a partir de almidón de maíz 
con alto contenido de amilosa. 
2.6.1.2. Tiempo y temperatura de almacenamiento 
La producción de AR en almidones gelatinizados depende en forma importante 
del tiempo y de la temperatura. Algunos estudios mostraron que la formación 
de fracciones de almidón altamente resistente, como en el caso de amilosa 
retrogradada, obedecen a una cinética de formación de cristales, en la cual la 
nucleación es favorecida a temperaturas por debajo de la temperatura de 
fusión de los cristales (150 ºC), pero encima de la temperatura de transición 
vítrea (-5 ºC). Por otro lado, temperaturas de 100 ºC inducen la formación de 
una estructura cristalina resistente con un patrón de difracción de rayos X tipo 
A, la cual se forma cuando el almidón es incubado por muchas horas, mientras 
que a temperaturas bajas (0 ºC y 68 ºC), puede ocurrir la formación de 
cristales resistentes con un patrón tipo B. Berry (1986) y Siljeström y col. 
(1988) observaron una dependencia entre el tiempo de almacenamiento y la 
formación de AR en geles concentrados de varios almidones que fueron 
sometidos a tratamientos en autoclave. De acuerdo con Colonna y col., (1992) 
y Van Soest y col., (1994), la retrogradación de amilosa es un proceso rápido 
que ocurre en apenas unas horas, al contrario de la retrogradación de la 
amilopectina que es un proceso lento, pudiendo tardar muchos días. Así, es 
posible que la formación de AR en función del tiempo de almacenamiento sea 
controlada por la amilopectina. 
 
28
2.6.1.3. Ciclos de autoclave/enfriamiento 
En un estudio realizado por Pomeranz (1992) usando varios tipos de almidones, 
verificó que el número de ciclos de autoclave/enfriamiento ejerció un gran 
efecto en la producción de AR. Aumentando los ciclos de 1 a 20 el rendimiento 
del AR aumentó por encima del 40 %. Estos resultados son comparados con los 
reportados por Siljeström y col., (1989) quienes observaron que los fragmentos 
de las cadenas con un GP de aproximadamente 65 favoreció la formación de 
AR. Las alteraciones de las estructuras de los gránulos en función a los 
números de ciclos en autoclave fueron estudiadas por Sievert y Pomeranz 
(1989), a través de microscopia electrónica de barrido. Después del primer 
ciclo, la estructura granular desapareció y se formaron conglomerados porosos. 
Después del cuarto ciclo estas estructuras porosas pasaron a ser más 
compactas. 
 
2.6.1.4. Lípidos 
Varios estudios realizados sobre el efecto de los lípidos en la formación de AR 
en almidones sometidos a tratamiento hidrotérmico, seguido de un 
enfriamiento, mostraron que la adición de lípidos en exceso (1 g de lípido por 
10 g de amilomaíz) disminuyó los niveles de AR. Esto es atribuido a la 
formación de complejos amilosa-lípidos (Czuchajowska y col., 1991). Tanto los 
lípidos adicionados como los endógenos, aunque están presentes en bajas 
cantidades (1.2 %), disminuyen las cantidades de AR producidas en los geles 
de almidón a través de la formación de los complejos con la amilosa, resultando 
menores cantidades de amilosa disponible para formar doble hélices resistentes 
 
29
a la hidrólisis enzimática. Sin embargo, también se postula que estos complejos 
pueden ser resistentes a la hidrólisis enzimática (Pomeranz, 1992). 
 
2.7. Efectos fisiológicos del AR 
Los efectos fisiológicos de los carbohidratos indigeribles dependen de la 
interacción de las bacterias con los carbohidratos y con sus productos de 
fermentación. Se pueden observar efectos en la composición de la flora 
bacteriana y en su actividad enzimática, cambios en las condiciones ecológicas 
del intestino y repercusiones positivas y negativas en el huésped. La mayor 
parte de los efectos se relacionan directa o indirectamente con la producción de 
los ácidos grasos de cadena corta (AGCC). 
La fermentación colónica supone un aporte calórico importante para el 
crecimiento bacteriano y para el huésped. Se considera que el valor energético 
de los carbohidratos fermentables es de 2 Kcal (8.4 KJ) / g (Livesey, 1990; Oku, 
1996). En individuos sanos, la energía procedente de los AGCC aporta entre el 
5 y el 10 % de los requerimientos energéticos totales del individuo, pero en 
pacientes con problemas intestinales y de mala absorción constituyen una 
fuente de energía más significativa (Royall y col., 1990). 
Los AGCC hacen disminuir el pH intestinal y ejerce un efecto vasodilatador local 
(Rombeau y col. 1990),por lo que se incrementa la absorción de agua y sales 
en el intestino grueso (Lutz y Scharrer, 1991). La mayor reabsorción de agua 
protege frente a la diarrea, lo cual es especialmente importante en individuos 
intolerantes a la lactosa, en los que se ha comprobado que una estimulación del 
proceso fermentativo mejora la sintomatología y además permite digerir en 
 
30
parte lactosa gracias a la acción glucosídica de algunas enzimas bacterianas 
(Hertzler y Saviano, 1996; Jiang y Saviano, 1997). 
Los AGCC también constituyen estímulos químicos de la motilidad intestinal, 
que junto con los estímulos mecánicos producidos por el incremento de gases y 
la masa bacteriana, estimulan la velocidad de tránsito (Richadson y col 1991). 
A los carbohidratos fermentables se les atribuye un efecto protector en la 
evolución de las neoplasias colónicas. Este efecto puede ser consecuencia de la 
conjunción de varios mecanismos: 
1. Efecto inhibidor del butírico en el crecimiento de células tumorales de 
mamíferos (Scheppach y col. 1992; Van Munster y Nagengast, 1993; McIntyre y 
col., 1993; Clausen, 1995). 
2. Dilución del contenido intestinal debido a la producción de gases de 
fermentación y el aumento de la masa bacteriana. Con la dilución se disminuye 
la probabilidad de contacto entre los agentes carcinógenos y las células 
epiteliales del intestino. 
3. Menor producción de agentes carcinógenos. Cuando se estimula el 
crecimiento bacteriano se incrementan los requerimientos de nitrógeno de la 
microflora intestinal, por lo que disminuye la producción de amonio que puede 
ser considerado como un agente de crecimiento para células neoplásicas 
(Cummings & Macfarlane, 1991). Así mismo, también disminuye la producción y 
eliminación de otros agentes co-carcinógenos, tales como compuestos fenólicos 
e indólicos (Cummings & Macfarlane, 1991). 
 
31
4. El pH ácido inhibe la actividad de enzimas implicados en el metabolismo y 
eliminación de ácidos biliares secundarios y metabólicos de éstos, que son 
considerados como agentes promotores del crecimiento tumoral (Rémésy y col., 
1993). 
 
2.8. Procesos de obtención de AR 
Debido a la ya mencionada importancia atribuida al AR en la salud y en la 
prevención de ciertas enfermedades, diferentes grupos de investigación así 
como industrias se han dado a la tarea de desarrollar procesos que permitan la 
obtención de materiales ricos en AR, los cuales puedan ser adicionados como 
ingredientes en diversos productos alimenticios. Puesto que los almidones 
resistentes tipo I y tipo II son muy sensibles al procesado industrial (Tovar, 
1994), la estrategia fundamental que se ha empleado para producir AR es 
favorecer la retrogradación del almidón, ya que dicho proceso esta 
correlacionado positivamente con el aumento en el contenido de las fracciones 
indigestibles tipo III (Björck & Asp, 1996). Sin embargo, la propensión a 
generar fracciones resistentes por esta vía, varía ostensiblemente entre 
almidones de distinto origen botánico (Tovar y col., 2002), hecho que debe ser 
considerado a la hora de planificar procesos a gran escala. 
Firmas industriales han desarrollado diversos productos que se encuentran 
disponibles comercialmente tal es el caso de Novelose® de la empresa National 
Starch (EEUU). En general, los procesos que se están utilizando y se 
encuentran patentados producen un polvo de alto contenido de AR mediante la 
aplicación de múltiples ciclos de calentamiento en autoclave y enfriamiento a 
 
32
temperaturas alrededor de 4°C (Würsch, 1999). Otros utilizan una 
desramificación previa del almidón para obtener cadenas polisacáridas más 
cortas, las cuales presenten mayor tendencia a la retrogradación y por lo tanto 
se favorece el desarrollo de un mayor contenido de AR. Sin embargo, el 
problema aquí es controlar el grado de desramificación del almidón para 
obtener un producto final con el mayor contenido de AR, ya que hay evidencias 
que indican que cuando la longitud de la cadena es muy corta se retarda la 
reorganización de las moléculas poliméricas y por lo tanto la retrogradación del 
almidón resulta atenuada (Yuan y col., 1993). 
Por otro lado, tratamientos hidrotérmicos, como la extrusión, pueden también 
ser utilizados con el mismo propósito, con la ventaja de que con este tipo de 
equipo el proceso es continuo y podría ahorrar costo de mano de obra, 
rindiendo mayor producción. Sin embargo, los contenidos de AR en los 
productos obtenidos hasta este momento son menores a los encontrados con 
autoclave, pero se están dirigiendo esfuerzos para encontrar condiciones y 
fuentes de almidón que permitan obtener productos con mayores contenidos de 
AR (González-Soto y col., 2004). 
Además de las modificaciones físicas, como la ya citada extrusión, diversas 
modificaciones químicas del almidón pueden conllevar cambios notables en el 
contenido de AR (Tovar y col., 1999). Se reportó que cuando el almidón es 
sometido a modificaciones químicas como la litnerización y el entrecruzamiento 
se incrementa sustancialmente el contenido de AR (Shin y col., 2003). 
 
 
 
33
2.9. Modificación química. 
2.9.1. Lintnerización 
La lintnerización es una modificación por ácidos la cual se produce haciendo 
reaccionar una suspensión al 40 % de almidón con HCl o H2SO4. Los ácidos 
hidrolizan los enlaces glucosídicos α-1,4 y α-1,6. La hidrólisis ocurre 
preferentemente en las regiones amorfas de los gránulos permaneciendo las 
cristalinas relativamente intactas, produciendo cadenas lineales, las cuales 
favorecen al fenómeno de retrogradación y éste a su vez la formación de 
almidón resistente (Thomas y Atwell, 1999). Lemhann y col. (2003), evaluaron 
el contenido de AR a partir de almidón de chícharo mediante una 
desramificación enzimática y una hidrólisis ácida durante uno y siete días. Ellos 
encontraron una alta producción de AR a un día de hidrólisis (51.3 %) en 
comparación a los siete días de hidrólisis (19.7 %). Ellos reportan que esto es 
debido a que los siete días de hidrólisis hay una alta degradación molecular, lo 
cual no permite la generación de longitudes de cadenas óptimas para que se 
lleve a cabo el fenómeno de retrogradación. 
Shin y col., (2004) investigaron las características estructurales del AR 
obtenidos a partir de almidón de diferentes tubérculos, los cuales fueron 
hidrolizados con HCl 1N a 35 ºC por 8 h seguido por un tratamiento autoclave-
enfriamiento. El contenido de AR osciló entre 5.4 a 22.7 % dependiendo de la 
fuente y del tipo de tratamiento. Los parámetros de gelatinización del AR 
aislado a partir de almidón hidrolizado parcialmente con ácido en autoclave-
enfriamiento seguido por un tratamiento calor-humedad (TCH) mostró valores 
altos de entalpía (∆H) y una baja temperatura de pico (Tp) comparado con el 
 
34
AR no hidrolizado con ácido. Esto es debido al incremento en el contenido de 
las dobles hélice, que fue mayor en las regiones amorfas que en la cristalina. 
Los patrones de difracción de rayos X del AR de papa y camote aislado a partir 
de almidón hidrolizado parcialmente con autoclave-enfriamiento mostraron 
distintos picos a 15, 25, 27 y 28 º, los cuales disminuyeron por el TCH, 
indicando cambios en los componentes de la estructura del almidón durante la 
hidrólisis ácida parcial, autoclave-enfriamiento y TCH. Estos resultados sugieren 
que la hidrólisis ácida parcial, autoclave-enfriamiento y TCH son un buen 
método para incrementar el contenido de AR del almidón de tubérculos. 
 
2.9.2. Entrecruzamiento 
Quizás el tipo de técnica más común en la modificación química es el 
entrecruzamiento, la derivatización del almidón usando un agente químico bi o 
polifuncional que es capaz de reaccionar con dos o más grupos hidroxilos 
diferentes sobre los mismos o diferentes polímeros de almidón. El almidón 
entrecruzado es típicamente fabricado por reacciones alcalinas (pH 7.5-12) con 
un agenteaprobado (a menudo en presencia de sal). Entre los químicos 
aprobados y usados para almidón entrecruzado son trímetafosfato de sodio, 
trípolifosfato de sodio, y una mezcla de anhídrido acético. La temperatura de 
reacción es típicamente entre 25- 50°C. 
Los enlaces covalente entrecruzados refuerzan la estructura granular dando 
como resultado, que los almidones entrecruzados sean resistentes a altas 
temperaturas, condiciones ácidas, se mejoran las propiedades de textura y 
 
35
viscosidad, evita la entrada de las moléculas de α-amilasa dentro del gránulo 
haciéndolo resistente al ataque de estas enzimas. 
Woo y Seib (2002), prepararon AR por fosforilación a partir de almidón de trigo 
usando mezclas de un agente químico como trímetafosfato de sodio con 
trípolifosfato de sodio (TMFS-TPFS) en proporciones de 1:99 a 99:1, 
encontrando que al incrementar la proporción de trímetafosfato de sodio éste 
presenta una mejor fosforilación del almidón hasta un 0.32 % de fósforo y el 
contenido de AR también incrementó hasta 75.6 %. Por lo tanto, ellos 
concluyen que el trímetafosfato de sodio presenta una mejor fosforilación del 
almidón que el trípolifosfato de sodio, incrementando la resistencia a la 
digestión enzimática. 
Shin y col., (2003) prepararon AR a partir de almidón de trigo, almidón de trigo 
entrecruzado y lintnerizado con tratamientos en autoclave/enfriamiento 
(realizaron tres ciclos). La muestras lintnerizadas mostraron un contenido de AR 
del 15 % después de los diferentes ciclos autoclave/enfriamiento, estos 
resultados fueron mayores que la del almidón de trigo sin modificar (2.4 %), 
esto se debió a la presencia de pocas ramificaciones en los almidones 
lintnerizados lo cual probablemente permita la asociación entre las cadenas de 
almidón. Por otro lado, el almidón de trigo entrecruzado mostró valores altos de 
AR (73 %); sin embargo, después de ser sometido a diferentes ciclos en 
autoclave/enfriamiento el contenido de AR disminuyó (16 %), ellos reportaron 
que durante el tratamiento en autoclave la presión y la cocción destruyó la 
cristalinidad granular, la cual aparentemente incrementó la accesibilidad de la 
α-amilasa a los AR3 del AR4. 
 
36
3. Justificación 
Diversos grupos de investigación en el mundo han buscado fuentes alternativas 
para el aislamiento de almidón con ciertas características para alguna aplicación 
específica o ser útil como materia prima para la obtención de AR. El plátano 
macho (Musa paradisiaca L.) podría ser una buena alternativa ya que presenta 
un alto contenido de almidón en su estado inmaduro, además algunos autores 
han reportado que el plátano es el alimento natural con el mayor contenido de 
AR. 
En la actualidad no existen estudios reportados sobre la producción de AR 
mediante una modificación química a partir de almidón de plátano (Musa 
paradisíaca L.), ya que únicamente se han realizados estudios en almidón de 
chícharo y trigo, y en el caso del almidón de plátano se ha utilizado la especie 
Musa acuminata para la obtención de AR mediante una desramificación 
enzimática. 
La modificación química (entrecruzamiento y lintnerización) podrían ser una 
buena alternativa para incrementar el contenido de AR y obtener un polvo rico 
con esta fracción. El cual puede ser utilizado como un ingrediente nutracéutico. 
 
 
 
 
 
 
37
4. Objetivos 
4.1. General: 
Obtener un producto enriquecido en AR a partir de almidón de plátano (Musa 
paradisíaca L.) modificado químicamente, y caracterizarlo fisicoquímica y 
estructuralmente. 
 
4.2. Específicos: 
 Modificar químicamente el almidón de plátano nativo mediante 
litnerización. 
 Modificar químicamente el almidón de plátano nativo mediante 
entrecruzamiento. 
 Obtener almidón resistente mediante cocción en autoclave, utilizando 
ciclos de calentamiento-enfriamiento a partir del almidón nativo y 
modificado químicamente. 
 Caracterización fisicoquímica, morfológica y estructural del almidón 
resistente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
38
5. Materiales y métodos 
 
5.1. Aislamiento del almidón de plátano 
Para la obtención del almidón a partir de plátano macho se siguió la 
metodología basada en el proceso a escala piloto probado por Flores-
Gorosquieta y col., (2004). El plátano se obtuvo del mercado de Cuautla, 
Morelos, México, en estado fisiológico inmaduro. Se trabajó con lotes de 50 kg, 
se eliminó la cáscara y se molió en una licuadora tipo industrial marca Inter 
modelo L1-3 (12 L de capacidad) en lotes de 0.6 partes de fruto (3.6 kg) con 1 
parte (6 L) de solución de ácido cítrico al 0.3 % (p/v) para evitar la oxidación 
del fruto. Se procedió a pasar la mezcla por una tamizadora eléctrica marca 
Testing Equipment, Mod. RNU y mallas (Lab. Test Sieve) No. 40 (0.425 mm), 
100 (0.15 mm), 200 (0.075 mm), 270 (0.053 mm) y 325 (0.045 mm), en cada 
malla el residuo se lavó con agua hasta que el líquido de salida no contenía 
aparentemente residuos de almidón. El sobrenadante se pasó a una centrífuga 
por lotes marca Veronesi, Mod. SAT 130, el líquido se desechó y los sólidos 
(almidón) contenidos en el tazón fueron diluidos con agua y se pasaron de 
nuevo por las mallas No. 40, 100, 200, 270, 325 y se volvió a centrifugar, 
realizándose tres veces el proceso completo, posteriormente se procedió a 
deshidratar en el secador por aspersión marca Niro Atomizer Tipo 230 EA 11 
No. 21. El polvo se recolectó, se pesó y se almacenó hasta su uso posterior. 
 
 
 
 
 
39
5.2. Modificación química del almidón 
 
5.2.1. Lintnerización 
La lintnerización del almidón se llevó acabo por el método propuesto por Shin y 
col. (2003). Se pesaron 0.5 kg de almidón de plátano y se le adicionaron 0.4 L 
de HCl 1 M a 35 °C por 6 h con agitación a 50 rpm. Después de este tiempo se 
le adicionó 0.4 L de NaOH 1 M a pH 6.0. Los sólidos del almidón se lavaron 6 
veces utilizando en cada ocasión 1.5 L de agua destilada. Posteriormente se 
secó en una estufa Imperial V (Lab-line, NJ, USA) a 50 ºC por 20-24 horas. 
 
5.2.2. Entrecruzamiento 
El almidón entrecruzado fue preparado usando el método de Seib y Woo 
(1999). Se pesaron 50 g de almidón, se adicionaron 70 mL de agua, 11 g de 
trímetafosfato de sodio, 5.6 g de trípolifosfato de sodio y 10 g de sulfato de 
sodio. Se ajustó el pH de esta mezcla a 11.5 adicionando hidróxido de sodio 1 
M. Esta suspensión se agitó con una propela y se calentó con una resistencia a 
45 °C por 3 h. Después la suspensión se neutralizó a pH 6.5 adicionando HCl 1 
M. El almidón se obtuvo por centrifugación en una centrífuga Veronesi (Mod. 
SAT 130) y se lavó con agua. La suspensión se secó en una estufa Imperial V 
(Lab-line, NJ, USA) a 50 ºC durante toda la noche, para obtener el almidón 
modificado. 
 
5.2.2.1. Determinación de fósforo 
Una muestra representativa (no mayor de 20 g molida si fuera necesario) 
conteniendo no más de 40 mg de fósforo es pesado con exactitud en un crisol 
Vycor de 10 mL. Se Adicionaron 10 mL de una solución de acetato de zinc al 10 
 
40
%, distribuyendo la solución uniformemente a través de la muestra agregando 
agua si es necesario. La muestra es evaporada hasta sequedad en un baño 
maría a ebullición, posteriormente se calentó en una parrilla hasta carbonizarla 
completamente, y después se calentó por 2 h en una mufla a 550 ºC. 
El crisol se enfrió a temperatura ambiente, y el residuo fue humectado con la 
adición precavida de 3 mL de ácido nítrico al 29 %. La muestra fue nuevamente 
evaporada para secarla en un baño maría y se deshidrató completamente por 
un breve calentamiento en una parrilla, y el crisol fue devuelto a la mufla a 550 
ºC alrededor de 30 min. Después del enfriamiento a temperatura ambiente, las 
orillas de los crisoles se lavaron con 10 mL de ácido nítrico al 29 % seguido por 
la adición de 15 mL de agua. El crisol se tapó con un vidrio de reloj, el residuo 
de la solución se calentó a ebullicióny se mantuvo la temperatura por 10 min. 
Después de enfriar a temperatura ambiente, la solución fue filtrada a través de 
un papel filtro Whatman No. 1 dentro de un matraz volumétrico de un tamaño 
seleccionado para proporcionar una concentración final de 1-4 mg de fósforo 
por 25 mL. La transferencia se completó con la adición de 4 porciones de 10 mL 
de agua destilada, y la solución se diluyó a un volumen y se mezcló 
completamente. 
Se tomó una alícuota (no mayor de 2.5 mg de fósforo) y se adicionó dentro de 
un matraz volumétrico de 100 mL. En otro matraz se adicionaron 25 mL de 
agua (blanco). Los siguientes reactivos fueron adicionados a ambos matraces 
en el siguiente orden, mezclándolos después de cada adición: 10 mL de ácido 
nítrico al 29 %, 10 mL de una solución de vanadato de amonio al 0.25 %, y 10 
mL de molibdato de amonio al 5 %. Los matraces fueron aforados con agua 
 
41
hasta su volumen, mezclándolos y dejándolos en reposo 10 min. Las muestras 
fueron leídas en el espectrofotómetro a una absorbancia de 460 nm. La 
concentración de fósforo (mg/100mL) en la muestra es leída de la curva de 
calibración. 
 
 
Cálculo: 
% Fósforo = 
1000
100
KKKKKKKK
KKKKK
xmuestraladepesoxalicuotavolumen
xdiluciónvolumenxP 
 
Donde: 
P = Contenido de fósforo (mg/100mL) la curva de calibración. 
% Fosfato (PO4) = % Fósforo x 3.065. 
 
Curva estándar 
Alícuotas de 5.0, 10.0, 15.0, 20.0, y 25.0 mL de una solución estándar de 
fósforo conteniendo 0.5, 1.0, 1.5, 2.0, y 2.5 mg de fósforo, respectivamente, 
fueron colocadas en matraces volumétrico de 100 mL. Se preparó un blanco 
con 25 mL de agua. Se procedió como se mencionó en el método anterior 
(5.2.2.1.). La curva de calibración se obtuvo graficando la absorbancia contra 
contenido de fósforo (mg/100 mL). 
 
5.3. Obtención de AR por autoclave 
Para la preparación de AR por autoclave se usó el método propuesto por Berry 
(1986). Se pesaron 60 g del almidón y se mezclaron con 210 mL de agua, la 
dispersión de almidón se sometió a calentamiento en autoclave a 121 °C por 1 
 
42
h. Posteriormente se enfrió a temperatura ambiente y se almacenó a 4 °C por 
24 h. Este procedimiento se realizó tres veces, después del cual se liofilizó, se 
molió y se tamizó por malla 150 U. S. Se almacenó en recipientes cerrados 
hasta su caracterización. 
 
5.4. Análisis químico proximal: 
La humedad (14.004), proteína (2-057) y lípidos (7.056) se determinaron de 
acuerdo a las técnicas recomendadas por el AOAC, (1980). La determinación de 
cenizas se realizó por el método 32.10 de la AACC, (2000). 
 
5.5. Contenido de amilosa 
El contenido de amilosa se determinó de acuerdo al método propuesto por 
Hoover y Ratnayake, (2002). Este método se basa en la afinidad que tiene la 
amilosa para formar complejos con yodo. El complejo coloreado formado puede 
ser cuantificado colorimétricamente. Se pesaron 20 mg de almidón (BS), se 
disolvieron en 80 mL de dimetilsulfoxido al 90% (m/v) en viales con tapa. El 
contenido de los viales se agitó vigorosamente por 20 min y luego se calentó en 
un baño de agua con agitación durante 15 min a 85 ° C. Los viales se dejaron 
enfriar a temperatura ambiente, y el contenido se diluyó con agua a 25 mL en 
un matraz volumétrico. Se midió 1 mL de la solución anterior el cual se mezcló 
con 5 mL de solución I2/KI (I2 0.025M y KI 0.0065M) y luego se ajustó a un 
volumen final de 50 mL en un matraz volumétrico. Las muestras se dejaron 
reposar 15 min a temperatura ambiente y se leyeron a una absorbancia de 600 
nm. Para la preparación del testigo se siguió el mismo procedimiento pero sin 
 
43
incluir el almidón. Se elaboró una curva tipo mezclando diferentes relaciones de 
amilosa:amilopectina de papa, y haciendo un análisis de regresión lineal se 
obtuvo la ecuación de regresión de la cual se calculó la concentración de 
amilosa de la muestra en estudio. 
 
5.6. Determinación de almidón resistente. 
 
5.6.1. Almidón resistente usando el método de Goñi. 
 
Para la determinación de almidón resistente en el almidón nativo y lintnerizado, 
lintnerizado- autoclave se utilizó la metodología descrita por Goñi y col., (1996). 
Este método permite determinar el contenido de almidón indigestible en 
muestras vegetales tal y como se ingieren. Inicialmente se realiza una hidrólisis 
proteica con pepsina a pH ácido para emular las condiciones estomacales, 
seguida de la hidrólisis del almidón digestible con α-amilasa pancreática, 
durante 16 h y a pH cercano a la neutralidad. Una vez eliminados los productos 
de hidrólisis tras centrifugación, en el residuo permanece la fracción de almidón 
indigestible. Para esto, se pesaron 100 mg de muestra en un tubo de 
centrífuga, se agregaron 10 mL de regulador de KCl-HCl con pH 1.5 y 200 µL 
de solución de pepsina (250 mg de enzima en 2.5 mL de regulador de KCl-HCl). 
Se incubaron en un baño de agua a 40 °C durante 60 min con agitación 
constante, posteriormente se dejó enfriar a temperatura ambiente. Se 
adicionaron 9 mL regulador de trismaleato pH 6.9 y 1 mL de solución de α-
amilasa (360 mg de enzima en 9 mL de regulador de trismaleato). Se incubaron 
durante 16 h en baño a 37 °C con agitación constante. Pasado este tiempo, se 
centrifugaron las muestras durante 15 min a 3000 x gn y se descartó el 
 
44
sobrenadante; el residuo se lavó con 10 mL de agua y se descartó nuevamente 
el sobrenadante. Se adicionaron 3 mL de agua destilada al residuo y 3 mL de 
KOH 4 M (preparado ese mismo día), la mezcla se mantuvo en agitación 
constante durante 30 min a temperatura ambiente. Se agregaron 5.5 mL de HCl 
2M y 3 mL de regulador de acetato de sodio, se ajustó el pH a 4.75, se 
adicionaron 80 µL de amiloglucosidasa. Se incubaron por 45 min en un baño de 
agua a 60 °C con agitación constante. Se centrifugaron por 15 min a 3000 x gn, 
se recolectó el sobrenadante en un matraz aforado de 50 mL. Se tomaron 50 
µL de muestra para determinar la glucosa liberada por digestión enzimática, 
mediante el método de glucosa/oxidasa peroxidasa leyendo las densidades 
ópticas de las muestras a 510 nm. 
 
5.6.2. Determinación del AR asociado a fibra dietética. 
El AR fue determinado usando el kit Sigma TDF-100A para el método 991.43 de 
la Asociación de Químicos Analíticos Oficiales (AOAC 2000), no se hizo ninguna 
corrección para proteína y cenizas en el residuo no digerible. Esta técnica se 
fundamenta en utilizar una combinación de enzimas: ∝-amilasa termoestable, 
amiloglucosidasa y proteasa, para digerir y eliminar almidón y proteínas; 
quedando el material no digerible (fibra) el cual se filtra y pesa. 
El almidón (1.0 g, en base seca) se dispersó en una solución de buffer MES-
TRIS 0.05 M (400 mL, pH 8.2) en un vaso de precipitado de 400 mL, y se 
agregó la solución termo estable de α-amilasa (50 µL). El vaso de precipitado 
fue cubierto con papel de aluminio y fue colocado en un baño de agua a 95-100 
°C por 35 min, tiempo durante el cual los contenidos fueron agitados 
suavemente cada 5 min de manera manual. Después del enfriamiento a 60 °C, 
 
45
se agregó la proteasa (100 µL) y la mezcla se incubó por 30 min con agitación 
a baja velocidad. La solución se ajustó a un pH 4.0-4.7 agregando una solución 
de HCl 0.56 M (4.0-4.5 mL), y posteriormente se agregó la solución de 
amiloglucosidasa (300 µL). Después de la incubación por 30 min, se agregaron 
4 volúmenes de etanol al 95% (≈ 200 mL, precalentado a 60 °C), y la mezcla 
se dejó por 1 h a temperatura ambiente. El precipitado se colectó en una cama 
de tierra de diatomáceas (1.0 g como un filtro de ayuda) sobre un crisol de 
vidrio (porosidad núm. 2) el cual se puso a peso constante con anterioridad 
(105 ºC). El residuo insoluble se lavó con etanol al 78% (15 mL, dos veces), 
etanol absoluto y acetona. El crisol con el residuo se secó toda la noche en una 
estufa de convección forzada a 105 °C, y posteriormente se enfrió a 
temperatura