Estrutura da Comunidade de Neuroptera em Cultivo de Limão Mexicano

Vista previa del material en texto

Av. Hidalgo 935, Colonia Centro, C.P. 44100, Guadalajara, Jalisco, México 
bibliotecadigital@redudg.udg.mx - Tel. 31 34 22 77 ext. 11959 
UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA 
COORDINACIÓN GENERAL ACADÉMICA 
Coordinación de Bibliotecas 
Biblioteca Digital 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
La presente tesis es publicada a texto completo en virtud de que el autor 
ha dado su autorización por escrito para la incorporación del documento a la 
Biblioteca Digital y al Repositorio Institucional de la Universidad de Guadalajara, 
esto sin sufrir menoscabo sobre sus derechos como autor de la obra y los usos 
que posteriormente quiera darle a la misma. 
UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA 
Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias 
DOCTORADO EN CIENCIAS EN ECOFISIOLOGÍA Y 
RECURSOS GENÉTICOS 
Estructura de la comunidad de Neuroptera (Insecta) en 
cultivo de limón mexicano [Citrus aurantifolia Christm. 
(Swingle)] en Tecomán, Colima, México 
Tesis 
Que para obtener el grado de 
Doctor en Ciencias en Ecofisiología y Recursos Genéticos. 
Presenta 
Mariza Araceli Sarmiento Cordero 
DIRECTOR 
Beatriz Rodríguez Vélez 
CO-DIRECTOR 
Atilano Contreras Ramos 
La Venta del Astillero, Zapopan, Jalisco 31 de marzo de 2020 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
Al Posgrado en Ciencias en Ecofisiología y Recursos Genéticos de la Universidad de 
Guadalajara, por impulsar y contribuir en el crecimiento de sus alumnos, y por el apoyo 
económico que me brindó para promover el conocimiento científico que se desarrolla en 
la universidad y en nuestro país. 
 
A los miembros de mi Comité Tutor: Dr. Martín Huerta Martínez y Dra. Claudia A. 
Uribe Mú por su invaluable apoyo en mi formación en el posgrado, por sus atinadas 
observaciones y sugerencias en la construcción y mejora del trabajo de investigación; a 
mi co-director Dr. Atilano Contreras Ramos por su confianza, guía y apoyo. De manera 
muy especial a mi directora, Dra. Beatriz Rodríguez Vélez por su amistad e invaluable 
apoyo brindado en todo momento a lo largo del proyecto. 
 
Agradezco también al Centro Nacional de Referencia de Control Biológico por el apoyo 
brindado para la superación de su personal. Así como, a Rodolfo Cancino por su gran 
apoyo en la confirmación de la determinación de los ejemplares Chrysopidae, de igual 
forma a Yesenia Marquez por su apoyo con la familia Hemerobiidae. También quiero 
agradecer a mis compañeros y amigos del trabajo por su entusiasmo José Manuel 
Rodríguez, Carlos Rodríguez, Lupita Serna y Mónica Barajas. 
 
A mis amigas incondicionales, con las que he viajado, he reído y nos hemos 
acompañado en la tristeza Isabel Márquez y Patricia Casabal, gracias por su presencia y 
aliento durante esta etapa; también a las mujeres de voces sabias Alicia Mejía y Celia 
Mendoza, por su ejemplo y por impulsarme a ser cada día mejor. 
 
De manera especial agradezco a mi muy querida y cada vez más grande familia, que 
siempre están al pendiente y por sus palabras de ánimo. A mi abuelita Loida Méndez 
que es el sostén y cohesión de la familia a sus casi 98 años, a mis tíos, primos, sobrinos, 
sobrino-nietos, por los que ya no están y por los que vienen en camino. Con especial 
cariño y admiración a mi papá (José Sarmiento), por ser el copiloto en varias de mis 
aventuras; de igual modo a mis hermanos (Josias y Nahúm) a quienes quiero y aprecio 
mucho porque estamos aprendiendo a caminar juntos, a mi cuñada Jazmín y mis 
queridísimos sobrinos (Yarazet y Joasim) que son mi todo... con especial dedicatoria a 
todas las mujeres de mi familia, incluyendo a mis ancestros, del cual formo parte. 
 
 
 
 
ÍNDICE 
RESUMEN ........................................................................................................................ i 
ABSTRACT ..................................................................................................................... ii 
INTRODUCCIÓN GENERAL ........................................................................................ 1 
ANTECEDENTES ........................................................................................................... 3 
Familia Chrysipodidae .............................................................................................. 5 
Familia Hemerobiidae .............................................................................................. 5 
Familia Coniopterygidae .......................................................................................... 6 
JUSTIFICACIÓN ......................................................................................................... 7 
OBJETIVO GENERAL ............................................................................................... 7 
OBJETIVOS PARTICULARES .................................................................................. 8 
HIPÓTESIS .................................................................................................................. 8 
ÁREA DE ESTUDIO Y METODOLOGÍA ................................................................ 8 
Área de estudio ......................................................................................................... 8 
Trabajo de campo ..................................................................................................... 9 
Secado, disección e identificación morfológica ..................................................... 10 
Literatura citada ...................................................................................................... 11 
CAPÍTULO 1. ................................................................................................................ 18 
Two new species and a key to the dustywings of Mexico (Neuroptera, 
Coniopterygidae) ........................................................................................................ 18 
Introduction ................................................................................................................ 19 
Materials and methods ................................................................................................ 20 
Taxonomy ................................................................................................................... 21 
Key to adult males of Coniopterygidae from Mexico (modified from Sziráki 2011). . 26 
References .................................................................................................................. 30 
CAPÍTULO 2. ................................................................................................................ 32 
Community structure of Neuroptera (Insecta) in Mexican lime orchard in Colima, 
Mexico ........................................................................................................................ 32 
Introducction ............................................................................................................... 34 
Material and method ................................................................................................... 37 
Results ........................................................................................................................ 39 
Discussion ................................................................................................................... 44 
References .................................................................................................................. 46 
CAPÍTULO 3. ................................................................................................................ 53 
Revisión de Neuroptera (Insecta) asociados a las huertas de cítricos en México y el 
mundo ......................................................................................................................... 53 
Introducción ................................................................................................................ 55 
 
 
 
Material y método .......................................................................................................56 
Resultados ................................................................................................................... 56 
Discusión .................................................................................................................... 83 
Conclusión .................................................................................................................. 85 
Literatura citada .......................................................................................................... 86 
DISCUSIÓN GENERAL ............................................................................................. 104 
CONCLUSIÓN GENERAL ......................................................................................... 107 
Literatura citada ........................................................................................................ 108 
 
 
Lista de cuadros 
Capítulo 2 
Table 1. Chrysopidae, Coniopterygidae and Hemerobiidae species associated to the 
citrus orchard in Mexico. .................................................................................................................. 35 
Table 2. List of species of the families Chrysopidae, Coniopterygidae, and 
Hemerobiidae (Neuroptera) present in a Mexican lime orchard in Tecomán, Colima 
(bold typeface = new record for citrus worldwide; * = new record for the state of 
Colima). ................................................................................................................................................. 39 
Table 3. Diversity analysis of Chrysopidae, Coniopterygidae, and Hemerobiidae in a 
Mexican lime orchard in Tecomán, Colima. .............................................................................. 40 
 
Capítulo 3 
Cuadro 1. Listado de especies de Chrysopidae, Hemerobiidae, Coniopterygidae, 
Myrmeleonthidae y Mantispidae (Neuroptera) en cítricos a nivel mundial. Modificado 
de Szentkiralyi 2001 y Miller et al. 2004 (en negritas las registradas para México, 
d
Reportada como depredador, 
cd
Evaluada su capacidad de depredación en laboratorio, 
op
Considerada plaga, *Referencia de asociación entre depredador-presa, **Referencia 
de capacidad de depredación)…………………………………………………………..58 
 
Lista de figuras 
Antecedentes y Método 
Figura 1. Larva y adulto de Chrysopidae (tomado de internet, larva: en wikipedia.org; 
adulto: jardinplantas.com). .................................................................................................................. 5 
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051745
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051745
 
 
 
Figura 2. Larva y adulto de Hemerobiidae (tomado de internet, larva: 
www.terrain.net.nz; adulto: picssr.com). ........................................................................................ 6 
Figura 3. Larva y adulto de Coniopterygidae (tomado de internet: www.flickr.com). .... 7 
Figura 4. Localización del área de estudio en el municipio de Tecomán (señalado con 
un punto negro). ..................................................................................................................................... 9 
Figura 5. Los diferentes métodos de muestreo empleados en este estudio, a) trampa 
Malaise; b) red de barrido; c) platos amarillos y d) fumigación de dosel (fotos cortesía 
de la CIE). ............................................................................................................................................. 10 
 
Capítulo 1 
Figure 1. Neoconis szirakii sp. n., male. (A, B) habitus, dorsal; (C, D, E) genitalia, 
dorsal; (F, G) genitalia, lateral; (H) genitalia, ventral; (I, J K) genitalia, caudal; (L) 
internal genitalia, ventrolateral; (M) internal genitalia, lateral. A = holotype. .............. 21 
Figure 2. Coniopteryx josephus sp. n., male. (A, B) habitus, lateral; (C, D) genitalia, 
lateral; (E, F) genitalia, caudal; (G, H) hypandrium, ventral; (L, J) genitalia, dorsal; (K) 
internal genitalia, dorsal; (L) genitalia, ventral; (M) paramere and penis, lateral. J, L = 
holotype. ......................................................................................................................... 23 
Figure 3. Aleuropteryx spp. (A) A. maculipennis, male habitus, lateral; (B) A. 
maculipennis, male genitalia, lateral; (C) A. maculipennis, male internal genitalia, 
ventral; (D) A. simillima, male habitus, lateral; (E) A. simillima, male internal genitalia, 
lateral. ............................................................................................................................. 24 
Figure 4. Coniopteryx (C.) spp., male. (A) C. minuta, habitus, lateral; (B) C. minuta, 
genitalia, lateral; (C) C. palpalis, habitus, lateral; (D) C. palpalis, genitalia, lateral; (E) 
C. palpalis, genitalia, caudal. .......................................................................................... 25 
Figure 5. Coniopteryx spp., male. (A) C. (C.) westwoodi, habitus, lateral; (B) C. (C.) 
westwoodi, genitalia, ventro-caudal; (C) C. (Xeroconiopteryx) diversicornis, habitus, 
lateral; (D) C. (X.) diversicornis, genitalia, caudal. ........................................................ 26 
Figure 6. Coniopterygidae spp., male. (A) Parasemidalis fuscipennis, habitus, lateral; 
(B) P. fuscipennis, genitalia, lateral;(C) Conwentzia barretti, habitus, lateral; (D) C. 
barretti, genitalia, lateral. ............................................................................................... 29 
Figure 7. Semidalis spp., male. (A) S. arnaudi, habitus, lateral; (B) S. arnaudi, 
genitalia, lateral; (C) S. hidalgoana, habitus, lateral; (D) S. hidalgoana, genitalia, lateral; 
(E) S. hidalgoana, genitalia, caudal. ............................................................................... 30 
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051746
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051746
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051747
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051748
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051748
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051749
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051749
file:///C:/Posgrado_Mza/Tesis_UdG/Tesis/Tesis%20Mariza%2025022020.docx%23_Toc34051749
 
 
 
Capítulo 2 
Figure 1. The observed diversity of orders 0 (
0
D), 1 (
1
D), and 2 (
2
D), and abundance of 
the Chrysopidae (a), Coniopterygidae (b), and Hemerobiidae (c) throughout the samplig 
period in Mexican lime orchard in Tecomán, Colima……………………….................43 
 
Capítulo 3 
Figura 1. Estados productores de cítricos en México (en gris = estados citrícolas, 
círculo negro = estados donde han sido realizados muestreos de neurópteros). .............. 57 
 
 
i 
 
RESUMEN 
El estudio fue llevado a cabo en un cultivo de limón Mexicano, sin tratamiento químico. 
La colecta se realizó por 13 meses, de mayo de 2013 a junio de 2014. El muestreo fue 
mensual y se utilizaron cinco técnicas de captura: trampa Malaise, red de golpeo, red 
aérea, platos amarillos y fumigación de dosel. En total fueron colectados 508 
ejemplares, de tres familias y 21 especies. La familia Chrysopidae fue la más dominante 
(12 especies y 427 ejemplares), seguida de Coniopterygidae (seis especies y 75 
ejemplares) y Hemerobiidae (tres especies y seis ejemplares). De los cuales, todas las 
especies de Chrysopidae ya habían sido reportadas en cítricos a nivel mundial y en 
México, con excepción de Leucochrysa americana, es nuevo registro para el estado de 
Colima. Cuatro especies de Coniopterygidae fueron nuevos registros para cítricos a 
nivel mundial y para el estado; adicionalmente,dos especies fueron descritas. De la 
familia Hemerobiidae fueron registradas dos especies en cítricos a nivel mundial y, 
Notiobiella mexicana y Sympherobius subcostalis fueron nuevos registros en cítricos en 
nuestro país y para el estado. El valor estimado de riqueza fue de 26 especies, de las 
cuales fueron recolectadas el 80.7%, por lo que, el esfuerzo de muestreo fue 
representativo. Y la diversidad alfa verdadera fue de 7 especies efectivas, es decir, 
presentan muchas especies raras y pocas especies dominantes. De acuerdo con la 
abundancia temporal, las tres familias compartieron valores máximos durante el primer 
periodo de brotación vegetativa (noviembre – marzo), cuando existe una mayor 
disponibilidad de recursos (artrópodos fitófagos); no así para los Coniopterygidae, 
donde su mayor diversidad la presentó durante abril a mayo, conforme a la diversidad 
del orden 2. Mientras que, durante el segundo periodo de brotación (junio – septiembre) 
disminuyen los valores de diversidad. Después de la revisón bibliográfica, México 
registra tres familias, 20 géneros y 44 morfoespecies, donde la familia Chrysopidae fue 
la que presentó mayor riqueza (30), seguida de Coniopterygidae (siete) y Hemerobiidae 
(cuatro); solo el 18% de los neurópteros es asociado a algunas plagas de importancia en 
cítricos del país. A nivel mundial son registradas cinco familias, 34 géneros y 174 
morfoespecies; la familia Chrysopidae registró una mayor riqueza (104), seguida de 
Coniopterygidae (34), Hemerobiidae (33), Myrmeleonthidae (dos especies), y 
Mantispidae (una especie). Solo el 57% de los neurópteros son asociados a alguna de 
plaga en cítricos. La abundancia de algunas especies, en determinados períodos nos 
indicaría el potencial que tendrían como agentes de control biológico. 
 
ii 
 
ABSTRACT 
The study was conducted in a Mexican lime orchard, with no chemical treatment. Field 
surveys were carried out during 13 months, from May 2013 to June 2014. Sampling was 
carried out monthly using 5 collecting techniques: Malaise trap, sweeping net, aerial 
net, yellow pan traps, and canopy fogging. A total of 508 specimens were collected, 
from three families and 21 species. The Chrysopidae family was the most dominant (12 
species and 427 specimens), followed by Coniopterygidae (six species and 75 
specimens) and Hemerobiidae (three species and six specimens). Of which, all 
Chrysopidae species had already been reported in citrus worldwide and in Mexico, with 
the exception of Leucochrysa (Nodita) americana, which is a new record for the state of 
Colima. Four species of Coniopterygidae were new records for citrus worldwide and for 
the state; additionally, two species were described. From the Hemerobiidae family, two 
species were registered for citrus worldwide and Notiobiella mexicana and 
Sympherobius subcostalis were new citrus records in our country and for the state. The 
estimated richness value was 26 species, of which 80.7% were collected, so the 
sampling effort was representative. And the true alpha diversity was seven effective 
species, it means, there are many rare and few dominant species. According to the 
temporary abundance, the three families shared maximum values during the first 
vegetative sprouting period of the lemon trees (November - March), when there is a 
greater availability of resources (phytophagous arthropods); not so for the 
Coniopterygidae, where its greatest diversity was presented during April to May, 
according to the diversity of the order 2. While, during the second period of sprouting 
(June - September), diversity values decrease. After the literature review, Mexico 
records three families, 20 genera and 44 morpho species, where the Chrysopidae family 
presented the greatest richness (30), followed by Coniopterygidae (seven) and 
Hemerobiidae (four). Only 18% of neuroptera are associated with some important pests 
in citrus of the country. Globally, five families, 34 genera and 174 morpho species are 
registered; the Chrysopidae family recorded greater richness (104), followed by 
Coniopterygidae (34), Hemerobiidae (33), Myrmeleonthidae (two species), and 
Mantispidae (one species). Only 57% of neuroptera are associated with some plague in 
citrus. The abundance of some species, in certain periods would indicate the potential 
they would have as biological control agents. 
 
 
1 
 
INTRODUCCIÓN GENERAL 
Los Neuroptera (también conocidos como Planipennia), constituyen uno de los 
órdenes más pequeños y primitivos de insectos holometábolos, cuyo registro fósil data 
del Pérmico tardío y el Jurásico (Grimaldi y Engel 2005). Los integrantes del orden 
Neuroptera son de cuerpo blando y presentan dos pares de alas membranosas, 
usualmente exhiben muchas venas transversales así como ramas terminales de las venas 
longitudinales (Borror et al. 1992). La mayoría de las familias son terrestres, con 
excepción de Sisyridae que en estado de larva son acuáticos; en general, los adultos y 
las larvas son depredadores por lo que son considerados buenos candidatos en 
programas de control biológico en cultivos agrícolas (New 2001a, Oswald et al. 2002). 
Se conocen a nivel mundial alrededor de 6000 especies de Neuroptera en 15 
familias (New 2001a), las cuales se distribuyen en las regiones templadas y tropicales, 
alcanzando su mayor diversidad en los ecosistemas de bosques tropicales y 
probablemente su mayor abundancia en zonas desérticas y en una gran variedad de 
hábitats templados (bosques, pastizales o patios urbanos) (Oswald et al. 2002). Para 
México se reconocen 10 familias repartidas en 349 especies, lo cual representa 
alrededor del 6% de la fauna mundial (Contreras-Ramos y Rosas 2014). Sin embargo, 
en México los neurópteros han sido poco estudiados debido a la carencia de 
especialistas, por tanto la mayoría de las revisiones taxonómicas provienen de otros 
países (Oswald et al. 2002). Si bien, la mayoría de estudios se ha centrado en tres 
familias Chrysopidae, Hemerobiidae y Coniopterygidae, el conocimiento biológico de 
estas familias es disímil. La familia Chrysopidae ha recibido la mayor atención, debido 
a su importancia económica como depredadores de una gran diversidad de hemípteros 
fitófagos; sólo otra familia, aparte de Hemerobiidae, se ha tomado en seria 
consideración, Coniopterygidae (New 2001a, Penny 2002, Pantaleoni 2007). 
La mayoría de las especies de estas familias viven en los árboles o arbustos, 
pocas especies se desarrollan en los cultivos, pero las que lo hacen pueden ser muy 
abundantes y comunes (Duelli 2001). En el caso del cultivo de los cítricos, el número 
relativamente alto de especies del género Citrus y la larga historia de este cultivo, ha 
permitido que numerosos artrópodos fitófagos se adaptaran a estos árboles frutales y 
llegaran a convertirse en plaga (Szentkirályi 2001a). 
México se encuentra entre los mayores productores de cítricos, en 2018 fue el 
primer productor de limón en el mundo (2, 533,176 toneladas) (SIAP 2019a). Dentro de 
los principales estados productores de limón mexicano o agrio [Citrus aurantifolia 
 
2 
 
Christm. (Swingle)] se encuentran Michoacán, Colima, Querétaro y Oaxaca (SIAP 
2018). 
La expansión de áreas cultivadas ha traído como consecuencia un incremento en 
los problemas fitosanitarios, principalmente por sus condiciones como monocultivos, 
dado que proporcionan alimento y refugio para pocas especies bien adaptadas que 
cubren un amplio rango de diversidad. Este es especialmente el caso de las especies 
fitófagas, donde establecen su enorme población e incrementan convirtiéndose en 
organismos presa, el recurso alimenticio de diferentes especies carnívoras (Stelzl y 
Devetak 1999). 
Las plagas más frecuentes en los cítricos son del orden Hemiptera de la familia 
Aleyrodidae, las cuales se alimentan absorbiendo la savia a través del envés de las 
hojas, como la mosquita blanca, Dialeurodescitri (Ashmead), mosquita blanca de alas 
nebulosas, Dialeurodes citrifolii (Morgan), mosquita blanca lanosa, Aleurothrixus 
floccosus (Maskell), y mosca prieta de los cítricos, Aleurocanthus woglumi (Ashby) 
(Garza 2000). Otras plagas con poblaciones importantes en determinadas épocas del año 
son el pulgón negro y verde de los cítricos, Toxoptera aurantii Boyer de F. y Aphis 
spiraecola Patch (Hemiptera, Aphidade) respectivamente; escama de la nieve de los 
cítricos (Unaspis citri (Comstock)) (Hemiptera, Diaspididae); piojos harinosos, 
Planococcus citri (Risso), Pseudococcus citri (Hemiptera, Pseudococcidae); escama 
armada y blanda, Saessetia coffeae (Walker) y Coccus hesperidum (L.) (Hemiptera, 
Coccidae); minador de la hoja de cítricos, Phyllocnistis citrella Stainton (Lepidoptera, 
Gracillariidae); araña roja, Eutetranychus sp. (Acarina, Tetranychidae); arador de los 
cítricos, Phyllocoptruta oleivora Ashmead (Acarina, Eriophyidae), entre otras 
(COELIM-Col. 2002). Además, la detección de nuevas plagas exóticas como la 
enfermedad Huanglongbing (HLB), que a partir del 2010 fue registrada en Colima, 
siendo el municipio de Tecomán el mayor productor que se ha visto afectado por la 
presencia de dicha enfermedad también conocida como dragón amarillo (o 
enverdecimiento de los cítricos), que ha sido considerada una de las enfermedades más 
graves en este sector agrícola a nivel mundial (Hall 2008, Manzanilla-Ramírez et al. 
2015). El vector responsable es el psílido asiático de los cítricos (Diaphorina citri 
Kuwayama), quien transmite la bacteria Candidatus Liberibacter asiaticus (además de 
las especies C. Liberibacter americanus y C. Liberibacter africanus), causando daños 
directos en los árboles, al extraer grandes cantidades de savia de las hojas y peciolos, 
reduciendo así su producción (alrededor del 50%), e incluso ocasionando su muerte 
 
3 
 
(Flores et al. 2010, Manzanilla-Ramírez et al. 2015). Para el 2013, el 100% de los 
árboles en Colima presentaban los síntomas del HLB lo que provocó la caída de la 
producción de limón mexicano en el estado (Robles-González et al. 2017). 
Dado el elevado número de especies de presas potenciales dentro de este 
agroecosistema, supondríamos que se espera un ensamblaje similar de especies 
depredadoras y parasitoides. La mayoría de la información existente de las familias 
Chrysopidae, Coniopterygidae y Hemerobiidae que se encuentran en los cultivos de los 
cítricos ha sido generada principalmente en países europeos, pero la conexión entre 
áfidos y depredadores en cultivos de cítricos ha sido poco estudiada, así como la 
actividad estacional y sincronicidad con el patrón de distribución temporal de las plagas 
(Szentkirályi 2001a). En México, estudios recientes de enemigos naturales en cultivos 
de cítricos sólo hacen mención de la presencia de la familia Chrysopidae, conocidos 
como eficientes depredadores por su habilidad de las larvas en la búsqueda de alimento, 
por ser generalistas y por tener una alta tasa de sobrevivencia en los agroecosistemas 
(Freitas y Penny 2001). 
Por ello, el conocer la composición de especies de enemigos naturales asociados 
con los cultivos y su estacionalidad ayudará en su conservación (Albuquerque et al. 
2001, Szentkirályi 2001b), conocimiento base en el buen manejo y control de dichas 
plagas en programas de control biológico, principalmente para el control biológico por 
conservación. 
 
ANTECEDENTES 
La citricultura en México es considerada como una de las principales actividades 
del sector primario, siendo el limón, por su volumen de producción uno de los cítricos 
más importantes (SIAP 2018). En 2002 el estado de Colima era conocido como “la 
capital mundial del cítrico”, ya que aportaba alrededor del 50% de la producción 
nacional y generaba empleos para 20 mil familias (COELIM-Col. 2002); actualmente el 
estado de Colima es el segundo productor de limón mexicano, con 21.1% (SIAP 2018). 
En el caso del municipio de Tecomán, en 2018 concentraba alrededor del 62% de la 
superficie del estado con cultivo de limón y tiene una producción anual de 169,142 
toneladas (SIAP 2019b). 
La introducción del género Citrus (familia Rutaceae) al continente americano 
ocurrió durante los siglos XVI-XVIII, comprende más de 30 especies y durante cientos 
 
4 
 
de años se han convertido en uno de los árboles frutales cultivados más conocidos y de 
mayor importancia económica (Szentkirályi 2001a). 
Las plagas más frecuentes en los cítricos son ácaros (Acari), escamas o 
cochinillas del tronco y follaje (Hemiptera: Coccoidea), trips (Thysanoptera), picudos 
(Coleoptera: Curculionidae), minador de los cítricos (Lepidoptera: Gracillariidae), 
áfidos (Hemiptera: Aphididae), entre otras. De las anteriores, los áfidos, alrededor de 20 
especies, representan el grupo de insectos de mayor importancia económica 
(Szentkirályi 2001a); no sólo causan daños directos sobre los árboles, también 
indirectamente, ya que actúan como vectores de algunos virus y bacterias. 
Este elevado número de especies de presas potenciales, sugiere que se podría 
esperar un ensamblaje similar de especies de Neuroptera asociadas a los huertos de 
cítricos. Hasta el momento, se reconocen alrededor de 76 especies de Chrysopidae en 
cítricos, 18 especies de Hemerobiidae (Monserrat 1990, Carnard 2001, Freitas y Penny 
2001, Szentkirályi 2001a, Kondo et al. 2015), y 11 especies de Coniopterygidae 
(Quayle 1912, Badgley et al. 1955, Monserrat 1984, 1994, 2002, Sarmiento-Cordero y 
Contreras-Ramos 2019). En cítricos de México son registrados 20 especies de 
Chrysopidae, tres especies de Coniopterygidae y una especie de Hemerobiidae 
(Monserrat 1984, 1990, Tauber 2004, Ruíz et al. 2006, Ramírez 2007, López-Arroyo et 
al. 2010, Cortez et al. 2011, Lozano y Jasso 2012, Cortez-Mondaca et al. 2016, 
Sarmiento-Cordero y Contreras-Ramos 2019). Las especies características de 
Norteamérica son del género Chrysoperla [principalmente Chrysoperla externa (Hagen) 
y Chrysoperla plorabunda (Fitch)], mientras que en Sudamérica el género 
representativo es Ceraeochrysa; en cambio, para la familia Hemerobiidae los géneros 
más característicos fueron Hemerobius y Sympherobius (Szentkirályi 2001a); y para 
Coniopterygidae son Coniopteryx, Conwentzia y Semidalis (Fleschner 1952, Jeppson et 
al. 1975). 
De las tres familias mencionadas, Hemerobiidae y Coniopterygidae son poco 
conocidas en nuestro país, aunque se reconozcan a nivel mundial como insectos 
benéficos eficaces. En la mayoría de los trabajos realizados en diferentes cultivos 
sobresale la familia Chrysopidae, donde el género Chrysoperla (complejo carnea 
principalmente) ha dominado la investigación en Europa, mientras que el resto de las 
especies han sido reportadas en menor grado. Lo mismo ha sucedido en Asia 
(Chrysoperla complejo carnea, Chrysopa pallens (Rambur), Chrysopa abbreviata 
(Curtis) y Brinckochrysa scelestes Banks), África [Chrysoperla congrua (Walker) y el 
5 
género Ceratochrysa), Australia [Malla signatus (Schneider)], Norte América 
[Chrysoperla plorabunda principalmente, Chrysoperla rufilabris Burmeister y 
Ceraeochrysa cubana (Hagen)], y para Centro y Sudamérica [Chrysoperla externa y 
Ceraeochrysa cincta (Schneider)] (Duelli 2001). 
Familia Chrysipodidae 
También conocidos como crisópidos verdes es la más diversa de las tres familias 
consideradas como candidatos para agentes de control biológico. Se han descrito 
alrededor de 1200 especies en el mundo y para México se han registrado 100 especies 
en 14 géneros; presentan una amplia distribución pero algunos géneros muestran una 
distribución restringida y endemismo en varios continentes (New 2001b, Contreras-
Ramos y Rosas 2014). Son insectos de tamaño mediano (6.5 – 35 mm), de color verde 
claro y ojos verdes o dorados; los adultos se alimentan de néctar y polen (Fig. 1); 
algunas larvas presentan proyecciones torácicas y sedaslargas para sujetar los 
esqueletos secos de sus presas y desechos sobre sus cuerpos, lo cual les permite 
protegerse de depredadores y parásitos (Penny 2002). El género Chrysoperla es 
comúnmente encontrado en las áreas cultivadas en casi todo el mundo y es el más 
utilizado en programas de control biológico; en estado larval son depredadoras y en 
estado adulto se alimentan de la mielecilla de los áfidos y de polen. La proporción de 
especies que habitan en la vegetación baja, la capa herbácea, es mucho mayor que en 
cualquier otro género de crisópidos. Así, muchas especies de este género juegan un rol 
dominante en el control biológico de plagas en los cultivos (Duelli 2001). 
Familia Hemerobiidae 
A pesar de que se considera que la mayoría de las larvas son depredadoras, 
relativamente pocas especies han atraído la atención como agentes de control biológico 
(New 2001b). Este grupo presenta una amplia distribución, con excepción de algunos 
Figura 1. Larva y adulto de Chrysopidae (tomado de internet, larva: en wikipedia.org; adulto: 
jardinplantas.com). 
6 
subgrupos; se reconocen alrededor de 600 especies a nivel mundial y para México se 
conocen 50 especies en ocho géneros (Monserrat 2003, Contreras-Ramos y Rosas 
2014). La mayoría de las especies son de color café, pequeñas (4 – 12 mm), las 
características importantes se encuentran en la venación del ala: vena Rs (sector Radial) 
y la MA (Media y Anal) parcialmente fusionadas, aparentemente con múltiples ramas 
de Rs, al menos dos o hasta doce (Fig. 2), sin dejar a un lado la estructura de los 
genitales del macho adulto (Oswald et al. 2002). Los géneros comúnmente encontrados 
en los agroecosistemas y en ambientes silvestres son Hemerobius, Megalomus, 
Nusalala y Sympherobius (Lara 2002, Lara y Freitas 2003, Lara et al. 2010); sin 
embargo, los que han recibido mayor atención han sido Hemerobius y Micromus por lo 
que, la importancia de algunos géneros pequeños como agentes de control biológico no 
se puede descartar (New 2001b). 
Familia Coniopterygidae 
Tradicionalmente ha sido tratada como un linaje aparentemente aislado dentro 
del orden, externamente difiere de las demás familias. Comprende cerca de 540 especies 
en 23 géneros y para México se registran 43 especies (Oswald et al. 2002, Sziráki 2011, 
Sarmiento-Cordero y Contreras-Ramos 2019). Son de tamaño pequeño (5 mm o menos 
de envergadura alar), cuerpo y alas a menudo cubierto con cera blanca o grisácea (de 
ahí su nombre común “dusty wings” o “alas polvosas”), la venación del ala está 
fuertemente reducida con el área costal angosta y con dos o pocas venas costales 
transversales no bifurcadas (Fig. 3), pocas venas transversales (con sus excepciones), y 
su particular estructura de los genitales (Meinander 1972). En las huertas de cítricos, 
principalmente en Europa, los coniopterígidos son considerados un importante factor de 
limitación de las poblaciones de ácaros, áfidos, cochinillas y mosquita blanca; además 
de ser la familia más abundante, tanto en número de especies como de ejemplares 
recolectados, siendo las especies Conwentzia psociformis (Curtis) y Semidalis 
Figura 2. Larva y adulto de Hemerobiidae (tomado de internet, larva: www.terrain.net.nz; adulto: 
picssr.com). 
 
7 
 
aleyrodiformis (Stephens) las más frecuentemente encontradas e incluso en diversos 
cultivos (Alvis et al. 2003, Leon y Garcia 2005). 
A nivel mundial, la composición de especies de estas familias en los diferentes 
agroecosistemas no depende del tipo de cultivo, sino de la composición regional de las 
especies; en otras palabras, no hay especie particular para el cultivo de algodón, trigo, 
alfalfa, maíz, etc., pero en cada continente o subcontinente existe un conjunto diferente 
de especies presentes en los cultivos (Duelli 2001). Al mismo tiempo, la abundancia de 
algunas especies en ciertos cultivos sugiere que podría merecer un estudio más 
profundo y destaca, una vez más, que la mayoría de las especies empleadas en el control 
de plagas son los de la fauna mejor conocida (New 2001b). 
 
JUSTIFICACIÓN 
La diversidad de la fauna benéfica en cultivos de cítricos es poco conocida 
incluso a nivel mundial; si bien, existe información sobre las diferentes plagas, la 
carencia de estudios globales enfocados en la composición y función de los insectos 
benéficos nativos en estos cultivos es enorme. En el caso de México, han sido 
registradas algunas especies de depredadores, pero en la mayoría de los casos, sólo es 
mencionado el género, como en la familia Coccinellidae (Coleoptera) y Chrysopidae 
(Manzanilla-Ramírez et al. 2015). Por ello, conocer la comunidad de insectos 
entomófagos, como los neurópteros, permitirá diseñar o mantener los sistemas agrarios 
con capacidad de autorregulación que eviten la contaminación, degradación del 
ambiente y al mismo tiempo obtener un producto de calidad (Landis et al. 2000). 
 
OBJETIVO GENERAL 
Analizar la estructura de la comunidad de neurópteros de importancia económica 
(familias Chrysopidae, Coniopterygidae y Hemerobiidae) asociados al limón mexicano 
en Tecomán, Colima. 
 
Figura 3. Larva y adulto de Coniopterygidae (tomado de internet: www.flickr.com). 
8 
OBJETIVOS PARTICULARES 
 Conocer la composición de las familias Chrysopidae, Coniopterygidae y
Hemerobiidae asociadas al limón mexicano en Tecomán, Colima.
 Conocer la distribución temporal y espacial de las familias Chrysopidae,
Coniopterygidae y Hemerobiidae a lo largo de un año.
 Dilucidar la relación de la diversidad de las familias Chrysopidae, Coniopterygidae
y Hemerobiidae en cultivos de limón mexicano.
HIPÓTESIS 
Si la composición de las comunidades de las familias Chrysopidae, Coniopterygidae y 
Hemerobiidae asociadas al cultivo de limón mexicano [Citrus aurantifolia Christm. 
(Swingle)] en Tecomán, Colima responden en términos de su riqueza y abundancia a la 
presencia del recurso alimenticio y a los factores ambientales, entonces será posible 
detectar patrones de distribución temporal para este grupo de neurópteros en dicho 
cultivo. 
ÁREA DE ESTUDIO Y METODOLOGÍA 
Como parte del proyecto de investigación “Estudio de la entomofauna asociada 
al limón mexicano en Tecomán, Colima” de la Colección de Insectos Entomófagos del 
Centro Nacional de Referencia de Control Biológico en Tecomán, Colima (CIE-
CNRCB), fueron revisados y analizados los neurópteros colectados durante un año 
(mayo de 2013 a junio de 2014) en un agroecosistema citrícola. 
Área de estudio 
La localidad muestreada fue un huerto de limón mexicano [Citrus aurantifolia 
Christm. (Swingle)], ubicado dentro del municipio de Tecomán en la localidad de 
Tecolapa entre las coordenadas 18° 58’ 45.98” N y 103° 50’ 27.14” O, con una 
elevación de 81 msnm (Fig. 4). El huerto abarca un área de 10 hectáreas y consta de 
2,000 árboles de limón, distribuidos en 50 hileras de 40 árboles, sembrados a una 
distancia de 5m entre árbol y 10m entre hilera. El muestreo se llevó a cabo 
mensualmente por el periodo de un año y los métodos empleados fueron: trampa 
Malaise, red de barrido, red aérea, platos amarillos y fumigación de dosel. 
9 
 
Trabajo de campo 
Fue colocada una trampa Malaise de tipo bidireccional (Townes 1972), entre los 
árboles de una fila y operó en el mismo lugar durante cada período de recolección (siete 
días de cada mes). La trampa presenta un recipiente recolector que contiene alcohol al 
70% como preservador (Fig. 5a). 
La recolección con la red de barrido y aérea se llevó a cabo un día al mes (el 
primer día que se colocaba la trampa Malaise), consistía en dar 100 redazos en la hierba 
y en el caso de los árboles, se recolectaba sobre una hilera y cada mes se seleccionaba 
una hilera diferente (Fig. 5b), para cada una de las redes. El mismo día, se colocaron 10 
platos amarillos tipo Moericke con aproximadamente 750 ml de agua con tres gotas de 
jabón líquido (para romper la tensiónsuperficial del agua), se colocaron debajo del 
dosel a nivel de suelo en diferentes hileras, las cuales operaron por 24 horas en el 
mismo lugar durante cada período de recolección (Fig. 5c). 
Para el método de fumigación de dosel se eligió un árbol al azar por mes, la 
fumigación se llevó a cabo con Cipermetrina a una dosis de 3 ml por litro de agua, el 
árbol fue cercado anticipadamente para evitar que los insectos derribados por el químico 
fueran desplazados por el viento, también se colocaron plásticos debajo del dosel para 
recuperar los insectos sacrificados (Fig. 5d). Los ejemplares se encuentran depositados 
y almacenados en recipientes con alcohol etílico al 80% en la CIE-CNRCB. 
Colima 
Figura 4. Localización del área de estudio en el municipio de Tecomán (señalado con un punto negro). 
 
10 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Secado, disección e identificación morfológica 
Algunos ejemplares de las familias Chrysopidae y Hemerobiidae fueron 
sometidos a un proceso de secado llamado de punto crítico (Noyes 2016). Antes de 
meterlos a la cámara de punto crítico, los ejemplares fueron sometidos a un proceso de 
deshidratación progresiva a través de una serie de alcoholes de 70%, 80%, 90% y 100% 
durante 30 minutos en cada uno de ellos. Una vez en la cámara de punto crítico, se 
sustituyó el alcohol de los ejemplares por el CO2 líquido a baja presión y por efecto de 
calor pasa a la fase gaseosa. Finalmente el gas del CO2 se extrae, lo que permite que el 
ejemplar no colapse y permanezca en las mejores condiciones. 
La determinación de las especies fue realizada utilizando caracteres de la 
morfología externa de los adultos como la cabeza, alas (venación), abdomen y de 
manera importante los genitales de los machos. En el caso de los genitales femeninos 
particularmente en Coniopterygidae y algunas especies de Chrysopidae, que no 
presentan en principio caracteres externos visibles que permitan su determinación a 
nivel de especie (Meinander 1972, Freitas et al. 2009), fue llevada por asociación con 
los machos, es decir, se basó en la presencia de ambos sexos en la misma trampa, 
asociándose éstos por similitudes en tamaño, patrón de coloración, características de las 
antenas y alas; por lo que en algunos casos fueron determinadas sólo a nivel de género. 
Para la observación de los genitales de ambos sexos, fue realizado el 
procedimiento de maceración descrito para cada familia (Meinander 1972, Oswald 1993 
y Freitas et al. 2009). De manera general, fue realizado un corte paralelo 
aproximadamente entre el IV y V segmento abdominal. Posteriormente, el segmento 
a b 
c d 
Figura 5. Los diferentes métodos de muestreo empleados en este estudio, a) trampa Malaise; b) red de 
barrido; c) platos amarillos y d) fumigación de dosel (fotos cortesía de la CIE). 
11 
abdominal terminal fue tratado en una solución de KOH (hidróxido de potasio) al 10% a 
100
o
C sin llegar al punto de ebullición, por espacio de media hora para Chrysopidae y
Hemerobiidae y cinco minutos para Coniopterygidae. Terminado este tiempo fueron 
enjuagadas las estructuras con agua destilada para eliminar el exceso de KOH y tejido, 
con ayuda de la punta de una aguja de disección se extrajo el contenido. Las estructuras 
genitales se guardaron en microtubos de polipropileno transparente con tapón de 1.5 ml 
con glicerina. Finalmente, fueron colocados en el mismo alfiler junto con el ejemplar; lo 
mismo sucedió con los ejemplares que se encuentran en alcohol, fueron depositados el 
microtubo en el mismo criovial con taparrosca (de 5 ml) en alcohol al 80% que contiene 
al ejemplar. 
La estructura de los genitales fueron observados en glicerina utilizando un porta 
objeto escavado, con ayuda de un microscopio estereoscópico Discovery V20 Zeiss con 
un objetivo 1.5x. Para la identificación fueron utilizadas las siguientes claves 
taxonómicas para cada familia: Brooks y Barnard (1990), Oswald (1993), Brooks 
(1994), Monserrat (2002), Penny (2002), Tauber (2004), Freitas et al. (2009), Tauber y 
De Léon (2001) y Sziráki (2011). 
Literatura citada 
Albuquerque, G. S., Tauber, C. A. and Tauber, M. J. 2001. Chrysoperla externa and 
Ceraeochrysa spp.: potential for biological control in the New World tropics and 
subtropics. pp. 408-423. En P. McEwen, T. R. New y A. E. Whittington (Eds.), 
Lacewings in the crop environment. Cambridge University Press, New York, 
USA. 546 p. 
Alvis, L., Villalba, M., Marzal, C. and Garcia-Marí, F. 2003. Identification and 
abundance of Neuropteran species associated with citrus orchards in Valencia, 
Spain. Integrated Control in Citrus Fruit Crops, IOBC wprs Bulletin 26(6): 185-
190. 
Badgley, M. E., Fleschner, C. A. and Hall, J. C. 1955. The biology of Spiloconis 
picticornis Banks (Neuroptera: Coniopterygidae). Psyche 62: 75-81. 
Borror, D. J., Triplehorn, C. A. and Johnson, N. F. 1992. An introduction to the study of 
insects. Sixth Edition, Saunders College Publishing, USA. 875 p. 
Brooks, S. J. 1994. A taxonomic review of the common green lacewing genus 
Chrysoperla (Neuroptera: Chrysopidae). Bulletin of The Natural History Museum 
Entomology Series 63(2): 137-210. 
 
12 
 
Brooks, S. J. and Barnard, P. C. 1990. The green lacewings of the world: a generic 
review (Neuroptera: Chrysopidae). Bulletin of the British Museum of Natural 
History Entomology 59(2): 117-286. 
Carnard, M. 2001. Natural food and feeding habits of lacewings. pp. 116-129. En P. 
McEwen, T. R. New y A. E. Whittington (Eds.), Lacewings in the crop 
environment. Cambridge University Press, New York, USA. 546 p. 
COELIM-Col. (Consejo Estatal del Limón Mexicano de Colima). 2002. Diagnóstico 
del sistema producto limón mexicano en Colima. Proyecto de Fomento Citrícola, 
Tecomán, Colima, 145 p. 
Contreras-Ramos, A. y Rosas, M. V. 2014. Biodiversidad de Neuroptera en México. 
Revista Mexicana de Biodiversidad, Supl. 85: S264-S270. DOI: 
10.7550/rmb.32677 
Cortez M., E., Lugo, A. N. E., Pérez, M. J. y Apodaca, S. M. A. 2011. Primer reporte de 
enemigos naturales y parasitismo sobre Diaphorina citri Kuwayama en Sinaloa, 
México. Revista Científica UDO Agrícola 11(1): 97-103. 
Cortez-Mondaca, E., López-Arroyo, J. I., Rodríguez-Ruíz, L., Partida-Valenzuela, M. 
P. y Pérez-Márquez, J. 2016. Especies de Chrysopidae asociadas a Diaphorina 
citri Kuwayama en cítricos y capacidad de depredación en Sinaloa, México. 
Revista de Ciencias Agrícolas 7(2): 363-374. 
Duelli, P. 2001. Lacewings in field crops. pp. 158-171. En P. McEwen, T. R. New y A. 
E. Whittington (Eds.), Lacewings in the crop environment. Cambridge University 
Press, New York, USA. 546 p. 
Fleschner, C. A. 1952. Dustywings on citrus. California Agriculture. 4 p. 
Flores V., R., Robles, G. M. M., Velázquez, M. J. J. y Manzanilla, R. M. A. 2010. 
Situación actual del Huanglongbing (HLB) en limón mexicano bajo las 
condiciones agroecológicas de Colima. pp. 1 – 20. En VI Simposio Internacional 
Citrícola y 1
er
 Simposio Internacional sobre el Mejoramiento Genético de 
Cítricos. Tecomán, Colima, México. 
Freitas, S. and Penny, N. D. 2001. The Green lacewings (Neuroptera: Chrysopidae) of 
Brazilian agro-ecosystems. Proceedings of the California Academy of Sciences 
52(19): 245-395. 
Freitas, S., Penny, N. D. and Adams, P. A. 2009. A revision of the new world genus 
Ceraeochrysa (Neuroptera: Chrysopidae). Proceeding of the California Academy 
of Sciences Ser. 4, 16(60): 503-610. 
13 
Garza, G. E. 2000. Programas y desarrollo de control biológico en México. pp. 47-57. 
En Memorias Principios básicos en control biológico de plagas de cítricos y 
hortalizas. Secretaría de Desarrollo Rural del Gobierno del Estado de Colima 
(SEDER), Comité Estatal de Sanidad Vegetal de Colima. 
Grimaldi, D. and Engel, M. S. 2005. Evolution of the insects. Cambridge University 
Press, New York, USA. 755 p. 
Hall, D. G. 2008. Biological control of Diaphorina citri. 7 pp. En:I Taller 
Internacional sobre Huanglongbing de los cítricos (Candidatus Liberibacter spp) 
y el psílido asiático de los cítricos (Diaphorina citri). Hermosillo, Sonora, 
México. 
Jeppson, L. R., Keifer, H. H. and Baker, E. W. 1975. Chapter 5: Biological enemies of 
mites. pp. 75-90. En L. R. Jeppson, H. H. Keifer y E. W. Baker (Eds.), Mites 
injurious to economic plants. University of California Press, London, England. 
614 p. 
Kondo, T., González, F. G., Tauber, C., Guzmán, S. Y. C., Vinasco, M. A. F. and 
Forero, D. 2015. A checklist of natural enemies of Diaphorina citri Kuwayama 
(Hemiptera: Liviidae) in the departamento of Valle del Cauca, Colombia and the 
world. Insecta Mundi 0457: 1-14. 
Landis, D. A., Gurr, G. M. and Wratten, S. D. 2000. Habitat management to conserve 
natural enemies of arthropod pests in agriculture. Annual Review of Entomology 
45: 175-201. 
Lara, R. R. I. 2002. Caracterização morfológica de algumas espécies de hemerobiídeos 
(Neuroptera, Hemerobiidae) associadas a cultivos de algodão, café, citros, erva-
mate, milho, soja e sorgo. Tesis de Maestría. Faculdade de Ciências Agrárias e 
Veterinárias, Universidad Estadual Paulista. São Paulo, Brasil. 
Lara, R. I. R. y Freitas, S. 2003. Caracterização morfológica de espécies de Hemerobius 
Linnaeus, 1758 (Neuroptera, Hemerobiidae) associadas a cultivo de café (Coffea 
arabica L.), milho (Zea mays L.) e erva-mate (Ilex paraguariensis St. Hill.). 
Revista Brasileira de Entomologia 47 (3): 427-434. 
Lara, R. I. R., Perioto, N. W. y Freitas, S. 2010. Diversidade de hemerobiídeos 
(Neuroptera) e suas associações com presas em cafeeiros. Pesquisa Agropecuária 
Brasileira 45 (2): 115-123. 
Leon, N. y Garcia, M. F. 2005. Los neurópteros coniopterígidos como depredadores de 
plagas en cítricos. Levante Agricola 4
o
 Trimestre 1-6 p.
14 
López-Arroyo, J. I., González-Hernández, A., Reyes-Rosas, M. A., Rodríguez-Guerra, 
R., Lozano-Contreras, M., Jasso-Argumedo, J., Cortez-Mondaca, E. y Loera-
Gallardo, J. (2010). Avances de investigación para el control biológico de 
Diaphorina citri (Hemiptera: Psillidae) en la citricultura de México. pp. 86-98. En 
R. Sánchez M., M. A. Miranda S., H. J. Muñoz F., M. B. N. Lara C. y V. M. Coria 
A. (Eds.), Memoria de los simposios dentro del XXXIII Congreso Nacional de 
Control Biológico. Sociedad Mexicana de Control Biológico, Uruapan, 
Michoacán, México. 
Lozano, C. M. G. y Jasso, A. J. 2012. Identificación de enemigos naturales de 
Diaphorina citri Kuwayama (Hemiptera: Psyllidae) en el estado de Yucatán, 
México. Fitosanidad 16(1): 5-11. 
Manzanilla-Ramírez, M. A., Robles-González, M. M., Velázquez-Monreal, J. J. y 
Orozco-Santos, M. 2015. Manejo integral del cultivo de limón mexicano en un 
escenario de alta incidencia de HLB. Folleto para productores. SAGARPA 
INIFAP-CIRPAC, Campo Experimental Tecomán, Colima. México. 48 p. 
Meinander, M. 1972. A revision of the family Coniopterygidae (Planipennia). Acta 
Zoologica Fennica 136: 1-357. 
Monserrat, V. J. 1984. Contribución al conocimiento de coniopterígidos de México 
(Neuroptera, Planipennia, Coniopterygidae). EOS: Revista Española de 
Entomología 60: 211-222. 
Monserrat, V. J. 1990. Systematic studies on Hemerobiidae (Insecta: Neuroptera). pp. 
67-88. En M. W. Mansell y H. Aspöck (Eds.), Proceedings of the Third 
International Symposium on Neuropterology. Berg en Dal, Kruger National 
Park, 1988, Preotoria, R.S.A. 
Monserrat, V. J. 1994. Nuevos datos sobre los Coniopterigidos de las Regiones 
Paleártica y Afrotropical (Neuroptera: Coniopterygidae). Graellsia 50: 109-127. 
Monserrat, V. J. 2002. Family Hemerobiidae. pp. 238-251 (text), 398-418 (figures). En 
N. D. Penny (Ed.). A guide to the Lacewings (Neuroptera) of Costa Rica. 
Proceedings of the California Academy of Sciences 53(4): 161-457. 
Monserrat, V. J. 2003. Contribución al conocimiento de los hemeróbidos de Patagonia y 
Tierra del Fuego (Insecta, Neuroptera, Hemerobiidae). Graellsia 59(1): 37-56. 
New, T. R. 2001a. Introduction to the Neuroptera: what are they and how do they 
operate?. pp. 3-5. En P. McEwen, T. R. New y A. E. Whittington (Eds.), 
15 
Lacewings in the crop environment. Cambridge University Press, New York, 
USA. 546 p. 
New, T. R. 2001b. Introduction to the systematics and distribution of Coniopterygidae, 
Hemerobiidae, and Chrysopidae used in pest management. pp. 6-28. En P. 
McEwen, T. R. New y A. E. Whittington (Eds.), Lacewings in the crop 
environment. Cambridge University Press, New York, USA. 546 p. 
Noyes, J. S. 2016. Universal Chalcidoidea Database. Natural History Museum, London 
[en línea]. [Fecha de consulta 19 de julio de 2016]. Disponible en 
http://www.nhm.ac.uk/our-science/data/chalcidoids/database/ 
Oswald, J. D. 1993. Revision and cladistics analysis of the world genera of the family 
Hemerobiidae (Insecta: Neuroptera). Journal New York Entomological Society 
101(2): 143-299. 
Oswald, J. D., Contreras-Ramos, A. and Penny, N. D. 2002. Neuroptera (Neuropterida). 
pp. 559-581. En B. J. Llorente, J. J. Morrone y E. González S. (Eds.), 
Biodiversidad, Taxonomía y Biogeografía de Artrópodos de México: Hacia una 
síntesis de su conocimiento, Vol. III.Universidad Nacional Autónoma de 
México, México, D.F. 690 p. 
Pantaleoni, R. A. 2007. Perspectivas del uso de Raphidioptera y Neuroptera 
(Coniopterygidae) como agentes de control biológico. pp. 106-126. En L. A. 
Rodríguez- del-Bosque y H. C. Arredondo-Bernal (Eds.), Teoría y Aplicación del 
Control Biológico. Sociedad Mexicana de Control Biológico, México. 303 p. 
Penny, N. D. 2002. Family Chrysopidae. pp. 187-227. En N. D. Penny (Ed.), A guide to 
the lacewings (Neuroptera) of Costa Rica. Proceedings of the California 
Academy of Sciences 53(4): 161-457. 
Quayle, H. J. 1912. Red spiders and mites of citrus trees. University of California 
Agriculture Experimental Station Bulletin 234: 481-530. 
Ramírez, D. M. 2007. Distribución, abundancia, diversidad y atributos bioecológicos 
de especies de Chrysopidae (Neuroptera) asociadas a frutales del centro y norte 
de México. Tesis Doctoral. Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad 
Autónoma de Nuevo León, México. 
Robles-González, M. M., Orozco-Santos, M., Manzanilla-Ramírez, M. A., Velásquez-
Monreal, J.J. y Carrillo-Medrano, S. H. 2017. Efecto del HLB sobre el 
rendimiento de limón mexicano en Colima, México. Revista Mexicana de 
Ciencias Agrícolas 8(5): 1101-1111. 
16 
Ruíz C., E., Coronado, B. J. M. A. y Myartseva, S. N. 2006. Situación actual del manejo 
de las plagas de los cítricos en Tamaulipas, México. Manejo Integrado de 
Plagas y Agroecología (Costa Rica) 78: 94-100. 
Sarmiento-Cordero, M. A. y Contreras-Ramos, A. 2019. Two New species and a key to 
the dustywings of Mexico (Neuroptera, Coniopterygidae). Zootaxa 4671(1): 
551-563. https://doi.org/10.11646/zootaxa.4671.4.6 
Stelzl, M. and Devetak, D. 1999. Neuroptera in agricultural ecosystems. Agriculture, 
Ecosystems and Environment 74: 305-321. 
Szentkirályi, F. 2001a. Lacewings in fruit and nut crops. pp. 172-238. En P. McEwen, 
T. R. New y A. E. Whittington (Eds.), Lacewings in the crop environment. 
Cambridge University Press, New York, USA. 546 p. 
Szentkirályi, F. 2001b. Ecology and habitat relationships. pp. 82-115. En P. McEwen, 
T. R. New and A. E. Whittington (Eds.), Lacewings in the crop environment. 
Cambridge University Press, New York, USA. 546 p. 
Sziráki, G. 2011. Coniopterygidae of the world: Annotated check-list and identification 
keys for living species, species groups and supra specific taxa of the family. 
Lambert Academic Publishing, Saarbrücken. 249 p. 
SIAP (Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera). 2018. Atlas 
Agroalimentario 2012-2018. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo 
Rural, Pesca y Alimentación. Formato digital, última consulta: 21 de mayo de 
2019 https://nube.siap.gob.mx/gobmx_publicaciones_siap/ 
SIAP (Servicio deInformación Agroalimentaria y Pesquera). 2019a. Panorama 
Agroalimentario 2019. Secretaría de Agricultura y Desarrollo Rural. Formato 
digital, última consulta: 10 de febrero de 2020 
https://nube.siap.gob.mx/gobmx_publicaciones_siap/ 
SIAP (Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera). 2019b. Avances de 
siembra y cosechas. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, 
Pesca y Alimentación. Formato digital, última consulta: 29 de mayo de 2019 
https://www.gob.mx/siap/acciones-y-programas/produccion-agricola-33119 
Tauber, C. A. 2004. A systematic review of the genus Leucochrysa (Neuroptera: 
Chrysopidae) in the United States. Annals of the Entomological Society of 
America 97: 1129-1158. 
 
17 
 
Tauber, C. A. and De Léon, T. 2001. Systematics of green lacewings (Neuroptera: 
Chrysopidae): Larvae of Ceraeochysa from Mexico. Annals of the 
Entomological Society of America 94: 197-209. 
Townes, H. 1972. A light-weight Malaise trap. Entomological News 83: 239-247. 
 
18 
CAPÍTULO 1. 
Two new species and a key to the dustywings of Mexico (Neuroptera, Coniopterygidae) 
Dos nuevas especies y clave para los coniopterígidos de México (Neuroptera, 
Coniopterygidae) 
La familia Coniopterygidae en México está representada por 41 especies (Oswald et al. 
2002, Sziráki 2011). En el presente artículo son descritas dos nuevas especies Neoconis 
szirakii sp. n. y Coniopteryx (Scotoconiopteryx) josephus sp. n. encontradas en cultivos 
de cítricos en Tecomán, Colima; así como, los encontrados en el bosque tropical 
caducifolio en los estados de Jalisco, Morelos y Oaxaca; incrementando el número de 
especies registradas para México a 43. Las descripciones e ilustraciones están basadas 
en la genitalia del macho. También, es proporcionada una clave para las especies de 
Coniopterygidae de México. 
Mariza Araceli Sarmiento-Cordero & Atilano Contreras-Ramos. 2019. Two new species 
and a key to the dustywings of Mexico (Neuroptera, Coniopterygidae). Zootaxa 
4671(1): 551-563 
ZOOTAXA
ISSN 1175-5326 (print edition)
ISSN 1175-5334 (online edition)
Accepted by D. Bowles: 26 Aug. 2019; published: 19 Sept. 2019 551
Zootaxa 4671 (1): 551–563
https://www.mapress.com/j/zt/
Copyright © 2019 Magnolia Press
Article
https://doi.org/10.11646/zootaxa.4671.4.6
http://zoobank.org/urn:lsid:zoobank.org:pub:E4FC17A7-79B2-42BB-BB30-3B367B8A8BA3
Two new species and a key to the dustywings of Mexico (Neuroptera, 
Coniopterygidae)
MARIZA ARACELI SARMIENTO-CORDERO1 & ATILANO CONTRERAS-RAMOS2
1Posgrado en Ecofisiología y Recursos Genéticos, Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Gua-
dalajara, Km. 15.5 carretera Guadalajara-Nogales, Las Agujas, Nextipac, Zapopan, Jalisco, Mexico. marizilla@hotmail.com
2Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma de Mexico, Depto. de Zoología, Apdo. Postal 70-153, 04510 Mexico, Ciudad 
de México, Mexico. 
Corresponding author: Atilano Contreras-Ramos (acontreras@ib.unam.mx)
Abstract
Two new species of Coniopterygidae are described from Mexico: Neoconis szirakii sp. n. and Coniopteryx 
(Scotoconiopteryx) josephus sp. n., increasing the number of recorded species of dustywings from Mexico to 43. 
Descriptions and illustrations are based primarily on male genitalia. A key to the known species of Coniopterygidae from 
Mexico is included.
Keywords: Coniopteryx, Neoconis, Nearctic, Neotropics, taxonomy, biodiversity
Resumen
Se describen dos nuevas especies de Coniopterygidae de México: Neoconis szirakii sp. n. y Coniopteryx (Scotoconiopteryx) 
josephus sp. n., incrementado el número de especies registradas para México a 43. Las descripciones e ilustraciones se 
basan principalmente en la estructura de los genitales del macho. Se incluye una clave para las especies conocidas de 
Coniopterygidae de México.
Palabras clave: Coniopteryx, Neoconis, región Neártica, región Neotropical, taxonomía, biodiversidad
Introduction
Most species records and descriptions of the Coniopterygidae (dustywings) of Mexico were published during the 
1970’s and 80’s. After the world revision of the family by Meinander (1972), only a few faunistic studies and de-
scriptions of new taxa have been published. The most recently described Mexican species was Semidalis faulkneri 
Meinander (1990) from the state of Sinaloa. Monserrat & Bayo (1995) reported the diversity of Coniopterygidae for 
Mexico, its abundance, and the host plants where some species of the genera Coniopteryx, Semidalis, and Conwet-
zia were collected. Oswald et al. (2002) evaluated the status of knowledge of the Neuroptera of Mexico, including 
Coniopterygidae, listed 36 species, provided state-level distributions for each, and estimated that Mexican diversity 
should reach up to about 50 species. Recently, Sziráki (2011) published a world species list and key for the family, 
recording a total of 41 species in Mexico. In the present contribution, two new species in the genera Coniopteryx 
and Neoconis are described and illustrated, increasing the number of species in Mexico to 43. Both new species 
were identified from previous sampling in tropical dry forest in western Mexico, however they were reencountered 
from more recent sampling at a Mexican lime agroecosystems in Colima state (2013–2014), during part of the first 
author’s doctoral thesis work. A key to the males of known species of dustywings in Mexico is included, adapted 
from Sziráki’s (2011) comprehensive key. One species, Coniopteryx obscura Navás, 1934 for which the male geni-
talia are not known, was not included in the key.
19
SARMIENTO-CORDERO & CONTRERAS-RAMOS552 · Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press
Materials and methods
Specimens examined in this study were collected with different sampling techniques (mentioned in the material ex-
amined section) through survey work in the Mexican states of Colima, Jalisco, Morelos, and Oaxaca. All specimens 
were preserved in 80% ethyl alcohol. For detailed observation of genitalia, the last three to four abdominal segments 
were removed and placed in a 5% solution of potassium hydroxide (KOH) at room temperature for approximately 
20–30 minutes. Structures were then washed with distilled water and stored in microtubes with glycerin. Terminol-
ogy follows Meinander (1972) and Sziraki (2011). Primary reference for species identification was Sziraki (2011), 
with new species status corroborated with original descriptions. Photos were taken with an AxioCam MRc5 Zeiss 
camera attached to a Discovery V20 Zeiss stereomicroscope, and an Action Cam Cc1 camera attached to a Carl 
Zeiss Axio Scope A1 compound microscope; stereomicroscope photos were assembled using Auto-Montage ZE-
Npro 2012 software, with further editing with Adobe Photoshop. Drawings were made freehand on the basis of 
taken photos, then they were edited with Adobe Photoshop. Reference to figures with capital “F” (i.e., Fig.) referes 
to original figures in this paper, while lower case (i.e., fig.) refers to figures from cited sources. In the key, Semidalis 
frommeri sensu Meinander (1975) refers to an undescribed species misidentified by Meinander (Sziráki 2011), not 
the true S. frommeri Meinander (1974).
Abbreviations: 
Aph—apophysis
Apo—apodeme
Epr—ectoproct
Gs—gonarcus
Hy—hypandrium
Ip—inner projection of style
Mai—median incision of processus terminalis 
Mxpl—maxillary palp
Ope—outer processus of ectoproct 
P—penis
Pa—paramere
Pap—processus apicalis of paramere
Pl—processus lateralis of hypandrium
Plic—plicatura
Pmv—processus medioventralis
Pt—processus terminalis of hypandrium
Pv—processus ventralis of paramere
Pvl—processus ventrolateralis
Spi—processus with a spine
Sty—stylus
Tv—inner transverse plate
Vlh—ventral line of hypandrium
IX—ninth sternite process
Specimens are deposited in the following institutions:
CNIN Colección Nacional de Insectos, Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma 
de México, Mexico City.
CIE Colección de Insectos Entomófagos, CentroNacional de Referencia de Control 
Biológico, Tecomán, Colima, Mexico.
20
TWO NEW SPECIES OF CONIOPTERYGIDAE IN MEXICO Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press · 553
Taxonomy
Genus Neoconis Enderlein, 1929
Type species: Helicoconis pistrix Enderlein, 1906
 Neoconis is distributed in the Neotropics and southern part of the Nearctic region. Considering the new species 
herein described, this genus includes 16 species, four of them recorded in Mexico (cf., Sziráki 2011).
Neoconis szirakii Sarmiento-Cordero & Contreras-Ramos, sp. n.
urn:lsid:zoobank.org:act:DA220CDE-B9FD-4760-99D1-24B5DE9A0C7E
(Fig. 1)
FIGuRE 1. Neoconis szirakii sp. n., male. (A, B) habitus, dorsal; (C, D, E) genitalia, dorsal; (F, G) genitalia, lateral; (H) geni-
talia, ventral; (I, J, K) genitalia, caudal; (L) internal genitalia, ventrolateral; (M) internal genitalia, lateral. A = holotype.
21
SARMIENTO-CORDERO & CONTRERAS-RAMOS554 · Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press
Material examined. Holotype: Male, 80% alcohol and glycerine: MEXICO, Jalisco, El Limón, San Buenaventura, 
19º 47’ 0.614” N, 104º 03’ 0.324” W, 720 m, 09.ii.1997, blacklight trap 1, S. Zaragoza, F. Noguera, E. González, E. 
Ramírez (CNIN).
 Paratype. Colima, Tecomán, Tecolapa, 18º 58’ 44.3” N, 103º 50’ 25” W, 88 m, 04-05.iii.2014, yellow pan trap, 
Mexican lime trees, J.M. Rodríguez, J. Morfín, B. Rodríguez, 1 male (CIE).
 Diagnosis. Male abdominal segment IX with a wide, sclerotized process, with a pair of long claw-like inner 
projections underneath, appearing ventrally joined to distal end of each paramere and curved upwards; penis slightly 
longer than parameres, with obtuse distal end passing margin of segment IX; stylus apically hooked, with a small 
median protuberance of subtriangular shape.
 Description (n = 2). Adult male. Head. Head capsule brown, eyes black. Antenna 27–28 segmented, scape and 
pedicel each nearly 1.5 times longer than wide, flagellar segments slightly longer than wide, pale brown, scape and 
pedicel darker, flagellum with ordinary hairs. Thorax. Dark to pale brown. Legs pale brown, femur slightly darker. 
Wings. Elongate; forewing length 2.6–2.8 mm, hindwing length 2.3–2.7 mm. Membrane grayish to pale brown, 
semi-translucent, forewing with pattern of brown round-oval spots between veins along margin, pair of diffuse spots 
on Rs at both sides of radial crossvein, and spot at M on M-Cu1 crossvein (Figs. 1A, B). Hindwing unpatterned. Male 
genitalia. Tergite IX, sternite IX, and ectoproct fused, their limits undefined, ectoproct less sclerotized (Figs. 1G, 
I); segment IX with well-developed anterior apodeme (Fig. 1G). A wide, sclerotized process with hairs and small 
spine in middle of segment IX, underneath a pair of long claw-like inner projections apparently joined ventrally to 
each distal end of parameres, spines directed dorsally (Figs. 1F, M, J, K). Ventromedian process simple, with two 
ventrolateral smaller processes, all with tufts of long, dorsally curved hairs. Penis tubular, hollow, slightly longer 
than parameres (Figs. 1C, D, E), open dorsally at both ends; obtuse distal end slightly passing margin of segment IX 
(Fig. 1H), anterior ends slightly pointed; slightly curved downwards in lateral view. Parameres long, rod-like, joined 
posteriorly to stylus. Stylus apically hooked, with a small, subtriangular ventromedian protuberance (Figs. 1L, M).
 Comments. The male genitalia of the new species are similar to Neoconis inexpectata Meinander 1972, but the 
distribution of spines differs. There is one spine on the lateral process of the new species and the rest appear joined 
to the distal end of the parameres, while in N. inexpectata spines completely join the process of segment IX. Also, 
the forewing of N. szirakii, new species, is patterned, while the forewing of N. inexpectata lacks markings. The 
holotype, an older specimen, has slightly faded.
Habitat. Tropical dry forest (Jalisco) and Mexican lime orchard (Colima).
Phenology. February, March.
Etymology. This species is dedicated to Dr. György Sziráki, Hungarian Natural History Museum, for his im-
portant contribution to the knowledge of the family Coniopterygidae.
Distribution. Known only from the western Mexican states of Colima and Jalisco.
Genus Coniopteryx Curtis, 1834
Type species: Coniopteryx (Coniopteryx) tineiformis Curtis, 1834
 Coniopteryx has a worldwide distribution. Considering the new species herein described, this genus includes 
222 species in six subgenera (Coniopteryx s. str., Holoconiopteryx, Metaconiopteryx, Protoconiopteryx, Scoto-
coniopteryx, and Xeroconiopteryx), with sixteen species recorded in Mexico (cf., Sziráki 2011, 2015; Martins & 
Amorim 2016).
Coniopteryx (Scotoconiopteryx) josephus Sarmiento-Cordero & Contreras-Ramos, sp. n.
urn:lsid:zoobank.org:act:00F72A82-EBB3-4C72-A4DF-47B301A7BACA
(Fig. 2)
Material examined. Holotype: Male, 80% alcohol and glycerine: MEXICO, Morelos, Tlaquiltenango, 2.5 Km N, 
4 Km W Huautla, Estación CEAMISH, 18º 07’ 7.51” N, 99º 02’ 07.90” W, 940 m, 15.ii.1996, blacklight trap 1, S. 
Zaragoza, F. Noguera, E. González, E. Ramírez, 1 male (CNIN).
22
TWO NEW SPECIES OF CONIOPTERYGIDAE IN MEXICO Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press · 555
FIGuRE 2. Coniopteryx josephus sp. n., male. (A, B) habitus, lateral; (C, D) genitalia, lateral; (E, F) genitalia, caudal; (G, H) 
hypandrium, ventral; (I, J) genitalia, dorsal; (K) internal genitalia, dorsal; (L) genitalia, ventral; (M) paramere and penis, lateral. 
J, L = holotype.
23
SARMIENTO-CORDERO & CONTRERAS-RAMOS556 · Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press
FIGuRE 3. Aleuropteryx spp. (A) A. maculipennis, male habitus, lateral; (B) A. maculipennis, male genitalia, lateral; (C) A. 
maculipennis, male internal genitalia, ventral; (D) A. simillima, male habitus, lateral; (E) A. simillima, male internal genitalia, 
lateral.
 Paratypes. MEXICO, Morelos, Tlaquiltenango, 2.5 Km N, 4 Km W Huautla, Estación CEAMISH, 18º 27’ 
53.59” N, 99º 02’ 21.32” W, 940 m, 13.xii.1995, blacklight trap 3, S. Zaragoza, F. Noguera, E. González, E. Ramírez 
(CNIN); Morelos, Tlaquiltenango, 2.5 Km N, 4 Km W Huautla, Estación CEAMISH, 18º 27’ 49.28” N, 99º 02’ 
15.05” W, 940 m, 16.xii.1995, blacklight trap 2, S. Zaragoza, F. Noguera, E. González, E. Ramírez, 1 male (CNIN); 
same but 15.ii.1996, blacklight trap 2, S. Zaragoza, F. Noguera, E. González, E. Ramírez, 1 male (CNIN); Morelos, 
Tlaquiltenango, 2.5 Km N, 4 Km W Huautla, Estación CEAMISH, 18º 27’ 53.59” N, 99º 02’ 21.32” W, 940 m, 
15.ii.1996, blacklight trap 3, S. Zaragoza, F. Noguera, E. González, E. Ramírez, 1 male (CNIN); Oaxaca, Santa 
María Huatulco, 2 Km entrada Parque Nacional Huatulco, Estación El Sabanal, 15º 46’ 10.7” N, 96º 11’ 39.4” W, 
103 m, 02.vi.2005, blacklight trap 1, S. Zaragoza, F. Noguera, E. González, E. Ramírez, 1 male (CNIN); Colima, 
Tecomán, Tecolapa, 18º 58’ 44.3” N, 103º 50’ 25” W, 88 m, 12.vii.2013, J.M. Rodríguez, J. Morfín, B. Rodríguez, 
1 male, canopy fogging, Mexican lime trees (CIE); same but, 11.xi.2013, J.M. Rodríguez, J. Morfín, B. Rodríguez, 
1 male, beat sheet on trees (CIE); same but, 02.xii.2013, J.M. Rodríguez, J. Morfín, B. Rodríguez, 1 male (CIE); 
same but, 02.i.2014, J.M. Rodríguez, J. Morfín, B. Rodríguez, 1 male (CIE); same but, 06.v.2014, J.M. Rodríguez, 
J. Morfín, B. Rodríguez, 1 male (CIE).
 Diagnosis. Hypandrium three times taller than wide in lateral view. Processus terminalis narrow, strongly point-
ed, as long as hypandrium. Parameres anteriorly, slightly bending downwards, slightly widened posteriorly, with 
pointed end in lateral view.
 Description (n = 10). Adult males. Head. Head capsule brown, eyes black. Antenna 29–31 segmented, brown, 
scape and pedicel slightly longer than wide; basal flagellar segments slightly longer than wide, distal ones as long 
as wide; scale-like hairs distally on pedicel and on flagellar segments, spirally arranged, ordinary hairs also present. 
Thorax. Brown, with pattern of dark brown shoulder spots. Legs uniformlypale brown. Wings. Forewing length 
2.0–2.5 mm, hindwing length 1.5–2.0 mm. Membrane pale brown, semitranslucent Figs. 2A, B). Male genitalia. 
24
TWO NEW SPECIES OF CONIOPTERYGIDAE IN MEXICO Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press · 557
Gonarcus and hypandrium joined (Figs. 2E, F); hypandrium three times higher than wide in lateral view (Figs. 2C, 
D), without processus terminalis. Ventrally complete anterior apodeme of hypandrium sharply curved backwards 
medially, reaching the strongly sclerotized base of median incision (Figs. 2G, H). Remaining processus terminalis 
as long as hypandrium, narrow and strongly pointed distally, anteromedially slightly widened in caudal view. Apical 
median incision long and narrow, parallel, U-shaped (Fig. 2G). Processus lateralis reduced, processus intermedialis 
absent. Gonarcus narrow (Fig. 2F); ventral apodeme well-sclertized and complete. Stylus fused into an arch under-
neath parameres (Figs. 2I, J, K). Parameres dorsally flattened in both ends, slightly bending downwards anteriorly, 
distal end apparently hollow, round-shaped, pointed in lateral view (Figs. 2L, M). Penis sclerotized, as two parallel 
rods strongly curved downwards (Fig. 2M).
FIGuRE 4. Coniopteryx (C.) spp., male. (A) C. minuta, habitus, lateral; (B) C. minuta, genitalia, lateral; (C) C. palpalis, habi-
tus, lateral; (D) C. palpalis, genitalia, lateral; (E) C. palpalis, genitalia, caudal.
 Comments. Coniopteryx josephus, new species, is similar to C. isthmicola Meinander 1972, but with hypan-
drium generally narrower in lateral view, apex of parameres rounded, spoon-shaped, and directed caudally, while in 
C. isthmicola apex of parameres is pointed and bent sharply downwards in lateral view; also, parameres are rather 
25
SARMIENTO-CORDERO & CONTRERAS-RAMOS558 · Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press
broad in caudal view in the new species, while in C. isthmicola those are very thin in caudal view, and curved 
downwards. One specimen of the new species, from Morelos, presented an interrupted apodeme in the hypandrium, 
however other traits matched the species.
Habitat. Tropical dry forest (Morelos, Oaxaca) and Mexican lime orchard (Colima).
Phenology. February, May, June, July, November, December.
Etymology. Named, with gratitude, for the first author’s father, Mr. José Sarmiento.
Distribution. Colima, Morelos, Oaxaca.
FIGuRE 5. Coniopteryx spp., male. (A) C. (C.) westwoodi, habitus, lateral; (B) C. (C.) westwoodi, genitalia, ventro-caudal; (C) 
C. (Xeroconiopteryx) diversicornis, habitus, lateral; (D) C. (X.) diversicornis, genitalia, caudal.
Key to adult males of Coniopterygidae from Mexico (modified from Sziráki 2011).
1. Abdomen with plicaturae, only lateral plicaturae present on the abdominal sternites (Fig. 1B; Meinander 1972, fig. 16C; John-
son 1977, fig. 4)…Aleuropteryginae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
1’. Abdomen without plicaturae…Coniopteryginae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11
2. Hindwing with Radial cross-vein bit R2+3 (Meinander 1972, figs. 88E, 89G; Johnson 1977, fig. 3); wings in some cases short-
ened or absent…Fontenelleini . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
2’. Hindwing with Radial cross-vein bit the stem or fork of Rs (Meinander 1972, fig. 13D); wings normally developed…Aleurop-
terygini…Aleuropteryx… . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7
3. Sternite 7 of males with plicaturae (Johnson 1977, fig. 4); M not thickened at base of seta in the forewing; sternite 8 of males
enlarged and heavily sclerotized (Johnson 1977, fig. 7); parameres fused with ectoprocts (Johnson 1977, fig. 6) . . . . . . . . . . .
26
TWO NEW SPECIES OF CONIOPTERYGIDAE IN MEXICO Zootaxa 4671 (4) © 2019 Magnolia Press · 559
 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Bidesmida morrisoni Johnson
3’. Sternite 7 of males without plicaturae (Fig. 1B; Meinander 1972, fig. 88A); M thickened at the base of seta in the forewing 
(Meinander 1972, fig. 88E); sternite 8 of males unsclerotized; parameres not fused with ectoprocts, but fused with the styli 
(Figs. 1L, 1M; Meinander 1972, fig. 86A)…Neoconis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
4. Forewing membrane hyaline along margin (Meinander 1972, fig. 88E); ninth abdominal segment with prominent spines (Mei-
nander 1972, fig. 88B) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Neoconis inexpectata Meinander
4’. Forewing membrane with dark spots between longitudinal veins along distal edge of the wing (Fig. 1B; Meinander 1972, fig.
89G; Monserrat 1985, fig. 1); ninth abdominal segment with one or three spines (Figs. 1J, I, K; Monserrat 1985, fig. 2) . . . . 5
5. Ninth abdominal segment with short apophyses with prominent spines (Monserrat 1985, fig. 2) . . . Neoconis unam Monserrat
5’. Ninth abdominal segment without apophyses (Fig. 1K; Meinander 1972, fig. 89B) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6
6. Styli a dorsal long bar and a shorter ventral one, medially connected by a narrow bridge (Meinander 1972, fig. 89F); an apparent
narrow bridge connects dorsal rods of styli above penis (Meinander 1972, fig. 89E) . . . . . . . .Neoconis marginata Meinander
6’. Styli undivided, with a small median protuberance, apically hooked in lateral view (Figs. 1K, M); styli appearing connected
ventrally to distal end of parameres (Figs. 1L, M) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Neoconis szirakii sp. n. 
7. Penis ending in a single spine (Meinander 1972, fig. 16F) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Aleuropteryx unicolor Meinander
7’. Penis ending in two or three spines (Fig. 3C; Meinander 1972, figs. 13C, 14D) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8
8. Penis ending in two short spines (Meinander 1972, fig. 14C; Meinander 1974, fig. 3B); apohyses of ninth sternite long and slen-
der (Meinander 1972, fig. 14D), if apophyses are short, they are slightly curved inwards in ventral view (Fig. 3C; Meinander
1974, figs. 2B, 3B) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9
8’. Penis ending in three spines (Meinander 1972, fig. 13C); apohyses of ninth sternite short and straight in ventral view (Fig. 3C;
Meinander 1972, fig. 13C) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Aleuropteryx maculipennis Meinander
9. Two short spines of penis situated side by side (Fig. 3E; Meinander 1972, fig. 14C) . . . . . . .Aleuropteryx simillima Meinander
9’. One spine of penis situated above the other (Meinander 1974, fig. 2A) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10
10. Spines of penis directed caudally in lateral view (Meinander 1974, fig. 3C); wing membrane distinctly spotted (Meinander
1974, fig. 3D) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . Aleuropteryx punctata Meinander
10’. Spines of penis directed upwards in lateral view (Meinander 1974, fig. 2A); wing membrane without spots, unicolored grey 
(Meinander 1974, fig. 2D) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .Aleuropteryx longipennis