Evaluación citotóxica de polisacáridos en suplementos alimenticios de Aloe vera

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UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA 
COORDINACIÓN GENERAL ACADÉMICA 
Coordinación de Bibliotecas 
Biblioteca Digital 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
La presente tesis es publicada a texto completo en virtud de que el autor 
ha dado su autorización por escrito para la incorporación del documento a la 
Biblioteca Digital y al Repositorio Institucional de la Universidad de Guadalajara, 
esto sin sufrir menoscabo sobre sus derechos como autor de la obra y los usos 
que posteriormente quiera darle a la misma. 
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UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA 
CENTRO UNIVERSITARIO DE LA CIÉNEGA 
 
División de Desarrollo Biotecnológico 
 
 
 
 
 
 
 
Maestría en Ciencias con orientación en 
Ciencias Biológicas y Agropecuarias 
 
Evaluación citotóxica de polisacáridos en suplementos 
alimenticios de Aloe vera 
 
Presenta: 
IBQ. Michelle Nicole Salazar Zúñiga 
 
Directora: 
Dra. Zaira del Rocío López López 
 
Co-director: 
Dr. Peter Knauth 
 
 
Ocotlán, Jalisco, marzo 2020 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA 
CENTRO UNIVERSITARIO DE LA CIÉNEGA 
DIVISIÓN DE DESARROLLO BIOTECNOLÓGICO 
MAESTRÍA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS 
ORIENTACIÓN: BIOTECNOLOGÍA 
 
 
 
 MAESTRIA EN CIENCIAS BIOLOGICAS Y AGROPECUARIAS 
ORIENTACION: BIOTECNOLOGIA 
 
PRESENTA: IBQ. Michelle Nicole Salazar Zúñiga 
DIRECTORA: Dra. Zaira del Rocío López López 
CO-DIRECTOR: Dr. Peter Knauth 
COMITÉ DE SEGUIMIENTO: 
Dr. Rayn ClarencAarland 
Dr. Javier Gustavo Acevedo Hernández 
 
TESIS PARA OBTENCIÓN DE GRADO 
Evaluación citotóxica de polisacáridos en 
suplementos alimenticios de Aloe vera 
 
 
	
  	
  	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
	
  
Este trabajo fue realizado gracias al 
apoyo del Consejo Nacional de Ciencia 
y Tecnología (CONACYT) con el 
otorgamiento de la beca CVU 887258, 
al laboratorio de Biología Celular del 
Centro Universitario de la Ciénega 
(CUCI) y al laboratorio de Ingeniería 
Química de la Universitat de les Illes 
Balears (UIB). 
	
  
	
  
 
 
Dedicatoria 
 
 
 
 
 
Este trabajo es dedicado a Dios por permitirme estar para realizar una de mis metas y darme 
la fortaleza de enfrentar los retos diarios. A mi familia que siempre están ahí para 
apoyarme, a mita por su amor y mi crianza, a mi chiqui por su amor y apoyo que como 
equipo afrontamos las distintas circunstancias, a mis amigos y a la vida porque siempre me 
recuerde que “dejar de luchar es comenzar a morir” y que nunca debo abandonar mis metas 
y sueños. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Agradecimientos 
 
 
Para la realización de este trabajo de tesis quiero agradecer primeramente a la Dra. Zaira 
López por su enseñanza, confianza y paciencia durante el proceso de selección y durante el 
proceso de maestría, al Dr. Peter Knauth por todas sus enseñanzas y paciencia en el 
laboratorio y en las materias impartidas. 
A la Dra. María Eugenia Sánchez por su guía y apoyo durante el proceso de maestría, y a 
todos mis maestros que me impartieron clases durante el posgrado y que con sus 
enseñanzas, experiencias y conocimiento enriquecieron mis conocimientos y habilidades. 
Así como a la coordinación de maestría liderada por el Dr. Melesio Lomeli. 
Quiero agradecer también a todas aquellas personas que hicieron de mi estancia una 
experiencia maravillosa y gratificante la cual me ayudo a crecer de manera profesional y 
personal en distintos aspectos de mi vida, a los Drs. Antoni Femenia, Carmen Rosello, 
Susana Simal , Valeria Eim que aparte es una gran amiga y Esperanza Dalmau, que siempre 
me acogieron, me dieron su apoyo y enseñanza, a mis compañeras de laboratorio que 
también se convirtieron en amigas: Cristina Reche que siempre contagiaba su a alegría y 
conocimiento, Monica Umaña que en el laboratorio fue una maestra, a Beatriz Rayo y 
Carme Molinas por su apoyo en el laboratorio. 
A Dios por permitirme estar, cursar esta maestria y finalizarla. A mi familia que en todo 
momento han estado, a mi chiqui por no siempre apoyarme, a mis amigos por su amistad y 
relajación. Y a los que no están pero me dieron un amor incondicional y formaron parte de 
lo que hoy soy: Mi papá Martin, mi abue Maca, mi amiga y hermana Hatty y mi conejo 
Darwin. 
A la experiencia de realizar una maestría que a pesar de lo difícil y complicado del proceso, 
fue una experiencia llena de aprendizaje y pasión, a este tema que le dedique tiempo y 
esfuerzo y que me hizo enamorarme aún mas de “los porqué de la vida”. 
 
¡Gracias totales! 
1 
 
ÍNDICE 
Índice de figuras .............................................................................................................................. 4 
Índice de tablas ................................................................................................................................ 6 
Antecedentes ....................................................................................................................................... 8 
Introducción ...................................................................................................................................... 11 
Clasificación Botánica............................................................................................................... 11 
Propiedades terapéuticas de A. vera .............................................................................................. 14 
Estudios sobre actividad biológica de extractos crudos de A. vera ............................................... 15 
Estudios sobre actividad biológica de productos procesados de A. vera ...................................... 16 
Procesos industriales usados para la deshidratación de productos naturales................................. 17 
Influencia del calor en compuestos bioactivos .............................................................................. 19 
Influencia del calor en polisacáridos ............................................................................................. 21 
Caracterización biológica de los polisacáridos de A. vera ............................................................ 23 
Justificación ....................................................................................................................................... 24 
Hipótesis ............................................................................................................................................ 24 
Objetivo general ................................................................................................................................ 25 
Objetivos específicos .................................................................................................................... 25 
Metodología ...................................................................................................................................... 25 
1.1 Obtención y preparación de muestras ..................................................................................... 26 
1.1.1 Obtención de muestras crudas .......................................................................................... 26 
1.1.2 Deshidratación de muestras .............................................................................................. 26 
1.1.3 Muestras deshidratadas e industriales .............................................................................. 27 
1.2 Caracterización química de muestras deshidratadas e industriales ......................................... 28 
1.3 Microscopía (SEM) ................................................................................................................. 28 
1.4 Obtenciónde residuo insoluble en alcohol (AIR) ................................................................... 29 
1.5 Obtención de azúcares neutros ................................................................................................ 30 
1.5.1 Hidrólisis .......................................................................................................................... 30 
1.5.2 Reducción y acetilación ................................................................................................... 31 
1.5.3 Análisis por GC-FID ........................................................................................................ 31 
2 
 
1.5.4 Análisis de ácidos urónicos .............................................................................................. 32 
1.5 Grado de metil esterificación de las pectinas (DME) .............................................................. 33 
1.6 Determinación del grado de acetilación del acemanano por RMN ......................................... 34 
1.7 Propiedades funcionales .......................................................................................................... 34 
1.7.1 Hinchamiento (Swelling (SW)) ........................................................................................ 35 
1.7.2 Capacidad de retención de agua (WRC) .......................................................................... 35 
1.7.3 Capacidad de retención de aceite (FAC) .......................................................................... 35 
2 Estudios in vitro ......................................................................................................................... 36 
2.1 Crecimiento celular ................................................................................................................. 36 
2.2 Condiciones de cultivo para HT29 (células humana adenocarcinoma colorrecteral) ............. 36 
2.3 Preparación de muestras de A. vera ........................................................................................ 36 
2.4 Viabilidad celular .................................................................................................................... 37 
2.4.1 WST-1 .............................................................................................................................. 38 
2.4.2 Técnica de Absorción de Rojo Neutro (NRU) ................................................................. 38 
2.4.3 Necrosis ............................................................................................................................ 39 
2.4.4 Azul de tripán o de tripano (trypan blue en inglés) .......................................................... 39 
3. Resultados ..................................................................................................................................... 40 
3.1 Rendimiento de muestras deshidratadas.................................................................................. 40 
3.2 Viabilidad de la línea celular HT-29 frente a las muestras deshidratadas e industriales ......... 40 
3.2.1 HT-29 expuesta a A60 ...................................................................................................... 41 
3.2.2 HT-29 expuesta a A60(b) ................................................................................................. 42 
3.2.3 HT-29 expuesta a A80 ...................................................................................................... 44 
3.2.4 HT-29 expuesta a A100 .................................................................................................... 45 
3.2.5 HT-29 expuesta a ILL ...................................................................................................... 46 
3.2.6 HT-29 expuesta a ILF ...................................................................................................... 48 
3.2.7 HT-29 expuesta a muestras no deshidratadas sometidas a diferentes temperaturas ......... 48 
3.3 Morfología estructural de las muestras deshidratadas e industriales....................................... 50 
3.3.1 SEM en muestras de A60, A80 y A100 ........................................................................... 50 
3.3.2 SEM muestras ILF e ILL ................................................................................................. 51 
3 
 
3.3.3 Obtención del residuo insoluble en alcohol (AIR) ........................................................... 52 
3.3.4 Determinación de monosacáridos .................................................................................... 53 
3.3.4.1 Determinación de monosacáridos en muestras deshidratadas ....................................... 53 
3.3.4.2 Análisis de azúcares en muestras de AIRs .................................................................... 54 
3.3.5 Determinación del grado de metil esterificación .............................................................. 56 
3.3.6 Determinación del grado de acetilación del acemanano por RMN .................................. 56 
3.3.7 Determinación de las propiedades funcionales ................................................................ 58 
3.3.7.1 Determinación de hinchamiento (Swelling, Sw) ........................................................... 58 
3.3.6.2 Determinación de la capacidad de retención (WRC) .................................................... 59 
3.3.6.3 Determinación de la capacidad de retención de aceite (FAC)....................................... 59 
3.4 HT-29 expuesta a los polisacáridos ......................................................................................... 60 
3.4.1 HT-29 expuesta a AA60 ................................................................................................... 60 
3.4.2 HT-29 expuesta a AA80 ................................................................................................... 62 
3.4.3 HT-29 expuesta a AA100 ................................................................................................. 64 
3.4.4 HT-29 expuesta a AILF .................................................................................................... 66 
4. Discusión ....................................................................................................................................... 69 
4.1 Rendimiento y modificaciones entre las muestras deshidratadas ........................................... 69 
4.2 Efecto celular frente a componentes modificados en el gel de A. vera ................................... 69 
4.3 Exposición a polisacáridos ...................................................................................................... 71 
Conclusiones ..................................................................................................................................... 73 
Referencias ........................................................................................................................................ 74 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
Índice de figuras 
Figura 1.- Aloe vera (Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry) .......................................... 12 
Figura 2.-Partes del A. vera (Modificado de Power of Aloe vera) ................................................... 13 
Figura 3.-Diagrama de flujo general de la metodología. ................................................................. 25 
Figura 4.-Proceso previo a la deshidratación, donde A muestra el plantío de A. vera, en B se 
pueden observar las hojas cortadas y lavadas, mientras que el proceso de fileteo se observa en C y 
finalmente las bandejas con A. vera cortado en cubos (D). .............................................................. 27 
Figura 5.-Deshidratación de A. vera en horno eléctrico (A), mientras que en B se observa el 
homogeneizado del deshidratado obtenido utilizando un mortero. .................................................. 27Figura 6.-Disco con muestras para observación de SEM. ............................................................... 28 
Figura 7.-Proceso para la obtención de AIR .................................................................................... 29 
Figura 8.-Muestras en proceso de hidrólisis. ................................................................................... 31 
Figura 9.-Patrones para GC-FID. .................................................................................................... 32 
Figura 10.-Celdas de ácidos urónicos. ............................................................................................. 33 
Figura 11.-Tubos Wilmad con muestras para RMN. ........................................................................ 34 
Figura 12.-Tubos con muestra para propiedades funcionales. ........................................................ 35 
Figura 13.-Ejemplo de placas PS tanto de 12 pocillos (A) como de 96 pocillos (B). ....................... 36 
Figura 14.- Placa de 12 pocillos con indicaciones de preparación. ................................................ 37 
Figura 15.- El color de estas muestras deshidratadas fue cambiando conforme a la temperatura, 
dando un color más claro a 60 °C (A60 figura 15A) y oscureciendo hasta llegar a pardo en 100 °C 
(A100 figura 15C) mientras que las muestras industriales ILF e ILL mostraron un color amarillento 
(ILF figura 15D). ............................................................................................................................. 40 
Figura 16.-Actividad metabólica de HT-29 tratada con A60, determinada por WTS.1.. ................. 41 
Figura 17.-Células HT-29 expuestas a A60 después de 24h a la concentración de 3x (A) y 1x(B), 
con la técnica de TB cualitativa, objetivo 10X. ................................................................................. 42 
Figura 18.-Actividad metabólica de HT-29 expuesta a A60 (b) determinada por WST-1. ............... 43 
Figura 19.-Células HT-29 expuestas a A60(b) por 24 h, a concentraciones de 3x (A) y 0.3x (B), 
determinadas mediante la técnica TB con objetivo 10X. .................................................................. 43 
Figura 20.-Actividad metabólica de HT-29 expuesta a A80 determinada por WST-1. .................... 44 
Figura 21.-Células HT-29 expuestas a A80, después de 24 h de exposición, donde A y B fueron 
sometidas a concentraciones de 1x, objetivos de 10 y 40X respectivamente, observando 
crecimientos irregulares (B). Mientras que C fueron células HT-29 expuestas a concentraciones 
0.1x, objetivo 10 X. Todas mediante técnica TB. .............................................................................. 45 
file:///C:/Users/ROJO/Downloads/TESIS%20MNSZ_maestria(4)-ZL.doc%23_Toc34305400
5 
 
Figura 22.-Actividad metabólica de HT-29 expuesta a A100 por 24h y determinada por WST-1. .. 45 
Figura 23.-Células HT-29 expuestas a A100 durante 24 determinación con TB y objetivo 10X. (A) 
control positivo células HT-29 sin tratamiento (happy cells), (B) control negativo células tratadas 
con H2O2 (exposición durante 2 h), (C) células HT-29 expuestas a A100 a 0.3x y (D) células HT-
29 expuestas a A100 en concentraciones de 3x. ............................................................................... 46 
Figura 24.-Actividad metabólica de células HT-29 expuestas a ILL durante 24 h, determinada por 
WST-1. ............................................................................................................................................... 47 
Figura 25.-Células HT-29 expuestas a ILL después de 24 h, (A) expuesta a concentraciones 1x y 
(B) expuesta a concentraciones 3x, con técnica TB, objetivo 10X. ................................................... 48 
Figura 26.-Viabilidad celular de HT-29 expuesta por 24h al gel de A. vera húmeda (100 ° C), 
determinada por la técnica WST-1. ................................................................................................... 49 
Figura 27.-(A) HT-29 expuesta al gel de A. vera (60 °C) 1 x; (B) a gel de A. vera a 3x, (C) a gel A. 
vera (80 °C) 1x, (D) a gel de A. vera 3x; (E) a gel de A. vera (100 °C) 1x, (F) a gel de A. vera 3x. 50 
Figura 28.-Micrografías de muestras obtenidas donde A60 (A) a 100X y (B) a 300X, A80 (C) a 
100X y (D) a 300x, finalmente A100 (E) a 100X y (F) a 300X. ........................................................ 51 
Figura 29.-Micrografías de las muestras ILF (A) a 100X, (B) a 300X, (C) a 500X e ILL (D) a 100X, 
(E) a 300X y (F) a 500X. ................................................................................................................... 52 
Figura 30.-Espectro de RMN
1
H del acemanano en muestras AA60, AA80 y AA100. ...................... 57 
Figura 31.- Espectro de RMN
1
H de acemanano en muestras AILF e ILL. ...................................... 58 
Figura 32.-Actividad metabólica de HT-29 expuesta a la muestra AA60 determinada por WST-1. 61 
Figura 33.-Células HT-29 expuestas a AA60 durante 24 h. Técnica NRU con un tiempo de 
exposición 2 h, a una concentración de 1x (A) y 0.1x (B), objetivo 10X. Técnica TB con exposición 
menor a 5 min a una concentración de 3x (C) objetivo 10X y a una concentración de 0.3x (D) con 
objetivo 40X. ..................................................................................................................................... 62 
Figura 34.-Actividad metabólica de HT-29 expuesta a la muestra de AA80, determinada con la 
técnica WST-1. .................................................................................................................................. 63 
Figura 35.-Células HT-29 expuestas a la muestra AA80 después de 24 h, a concentraciones de 1x 
(A) y 0.1x (B) mediante la técnica NRU, objetivo 10X. Y mediante la técnica TB a concentraciones 
de 3x (C) objetivo 10X y 0.3x objetivo 40X. ...................................................................................... 64 
Figura 36.-Actividad metabólica de HT-29 expuesta a la muestra AA100, determinada por WST-1.
 ........................................................................................................................................................... 65 
Figura 37.-Células HT-29 expuestas a la muestra AA100 después de 24 h, con técnica NRU a 
concentraciones de 1x (A) objetivo 40x y 0.3x (B) con objetivo 10X. Con técnica TB a 
concentraciones de 3x (C) objetivo 40X y a 0.1x (D) con objetivo 10X. .......................................... 66 
Figura 38.-Actividad metabólica de HT-29 expuesta a AILF determinada por WST-1. .................. 67 
6 
 
Figura 39.-.-Células HT-29 expuestas a la muestra AILF durante 24 h, con la técnica NRU a 
concentraciones de 1x (A) y 0.3x (B) objetivo 10X, mientras que con la técnica TB a 
concentraciones de 3x (C) y 0.3 (D) objetivo 10X. ........................................................................... 68 
 
Índice de tablas 
Tabla 1.- Producción de Aloe vera en México, modificado de (CIMMYT, 2007) .......................... 11 
Tabla 2.-Principios bioactivos de Aloe vera ...................................................................................... 13 
Tabla 3.- Influencia del calor sobre compuestos bioactivos. ............................................................ 19 
Tabla 4.-Influencia del calor sobre A. vera y sus compuestos bioactivos. ........................................ 21 
Tabla 5 .-Descripción de la muestras utilizadas. ............................................................................... 30 
Tabla 6.-Muestras utilizadas en la determinación de ácidos urónicos. ............................................. 33 
Tabla 7.-Concentraciones y equivalencia a las que se trabajó. ......................................................... 37 
Tabla 8.-Rendimiento de muestras deshidratadas. ............................................................................40 
Tabla 9.-Rendimientos de las distintas muestras de AIRs obtenidas. ............................................... 52 
Tabla 10.-Cuantificación en porcentajes de los monosacáridos presentes en las muestras 
deshidratadas e industriales. .............................................................................................................. 53 
Tabla 11.-Azúcares principales de la pared celular. .......................................................................... 54 
Tabla 12.-Contenido de fibra en muestras deshidratadas e industriales. ........................................... 54 
Tabla 13.-Relación de azúcares totales en AIRs ............................................................................... 55 
Tabla 14.-Azúcares estructurales en AIRs. ....................................................................................... 55 
Tabla 15.-Fibra contenida en AIRs ................................................................................................... 56 
Tabla 16.-Grado de metil esterificación. ........................................................................................... 56 
Tabla 17.-Grado de acetilación y % de desacetilación del acemanano. ............................................ 57 
Tabla 18.-Resultados de hinchamiento (Sw) de las muestras originales. .......................................... 58 
Tabla 19.-Resultados de hinchamiento (Sw) de muestras de AIRs................................................... 59 
Tabla 20.-Resultados WRC de muestras originales .......................................................................... 59 
Tabla 21.-Resultados WRC de AIRs. ................................................................................................ 59 
Tabla 22.-Resultados de retención de aceite de muestras originales. ................................................ 59 
Tabla 23.- Resultados de retención de aceite de AIRs ...................................................................... 60 
Tabla 24.-Comparación global. ......................................................................................................... 72 
7 
 
Índice de abreviaturas 
 
 A. vera: Aloe vera 
 APH: Altas Presiones Hidrostáticas 
 ATCC: American Type Culture Collection (Colección Americana de Cultivos Tipo) 
 CEI-RD: Centro de Exportación e Inversión de la República Dominicana 
 DMEM: Dulbecco´s Modified Eagle Medium 
 ELISA: Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay (Ensayo por inmunoabsorción 
ligado a enzimas) 
 EtOH: Etanol 
 FBS: Fetal bovine serum 
 FRAP: Ferric Reducing Antioxidant Power (Capacidad reductora/antioxidante del 
hierro) 
 FT-IR: Infrarrojos por Transformada de Fourier 
 GC-MS: Gas Chromatography coupled to Mass Spectrometry (Cromatografía de 
Gases acoplado a espectrometría de Masas) 
 GEA: Gesellschaft für Entstaubungsanlagen (industria líder proveedora para 
industrias de alimentos y tecnología) 
 LDH: Lactate dehydrogenase (Lactato deshidrogenasa) 
 LN2: Nitrógeno líquido 
 MNR: Magnetic Nuclear Resonance [Resonancia Magnética Nuclear (RMN)] 
 NRU: Neutral Red Uptake (Absorción de rojo neutro) 
 ORAC: Oxygen Radical Apsortion Capacity (Capacidad de Absorción de Radicales 
de Oxígeno) 
 PBS: Buffer fosfato salino 
 PPMV-1: Pigeon Paramyxovirus type 1 (paramixovirus de paloma tipo 1) 
 PS: Poliestireno 
 RH: Relative humidity (Humedad Relativa, Hr) 
 WST-1: Water Soluble Tetrazolium Salt (Sales de Tetrazolio) 
 
 
 
 
 
8 
 
Antecedentes 
 
Desde la antigüedad se han utilizado plantas para fines medicinales; a partir de sus 
extractos acuosos se han preparado pócimas para curaciones, cuyas propiedades 
terapéuticas fueron atribuidas de acuerdo con su forma, color o hábitat. La humanidad fue 
adquiriendo este conocimiento de forma empírica que ha sido transmitido de generación en 
generación principalmente de manera verbal (Marcano et al., 2002). Por ello, algunas 
plantas han mostrado una gran variedad de beneficios terapéuticos que han acaparado el 
mercado internacional. 
Aloe vera es una planta que representa ganancias económicas a nivel mundial en diferentes 
ámbitos, por ejemplo en 2009 los países más importantes en cuanto a la importación de 
Aloe vera y otras plantas, fueron Estados Unidos con el 14.2% de la importaciones 
mundiales (237.7 millones de dólares), Alemania con 10% (168.05 millones) y Japón con 
7.8% (131.47 millones). En cuanto a exportaciones de plantas de A. vera (2009), entre los 
países que destacaron se encontraba China con 28.7% de la exportaciones mundiales 
(432.47 millones de dólares), Alemania con 7.5% (113.23 millones), y la India con 7.1% 
(106.27 millones). Además, cabe mencionar que en cuanto a productos procesados de A. 
vera se exportaron en ese mismo año 111.26 toneladas (1,182.6 millones) de jugos de Aloe 
vera y extractos vegetales, siendo los principales exportadores China con 25.6% (303.24 
millones de dólares), Alemania con 11.2% (132 millones) y Estados Unidos con 8.9% 
(105.2 millones) (CEI-RD, 2011). Con estos datos podemos percatarnos que Aloe vera es 
una planta con grandes derrames económicos en cuanto a importaciones por países que 
cuentan con la tecnología industrial para desarrollar productos alimenticios, cosméticos y 
farmacéuticos, que una vez que realizan el proceso se convierten en los principales 
exportadores de estos productos llevándolos a distintos países. 
Toda la producción y movilidad de Aloe vera o comúnmente conocido como sábila, se debe 
a las propiedades que se le atribuyen como emoliente, cicatrizante, coagulante, hidratante, 
antialérgico, desinfectante, antiinflamatorio, astringente, colerético, reguladora de la 
digestión (Saludeo, 2018) entre otras, y desde la antigüedad se le ha utilizado como 
tratamiento para combatir irritaciones, picaduras de insectos y quemaduras en la piel 
(Rodríguez-Domínguez et al., 2006). Debido a estas propiedades atribuidas se han 
realizado diversos estudios con extractos crudos para probar su efectividad. Dentro de los 
estudios más recientes fue determinar el efecto antibacterial y antioxidante (Nejatzadeh-
Barandozi, 2013) con extracto etanólico al 95% de gel de Aloe, siendo la fase orgánica la de 
interés ya que mostraba una gran cantidad de polifenoles y alcaloides, la actividad 
antibacteriana fue evaluada mediante la técnica de difusión de disco con agar papa dextrosa 
sin embargo los organismos probados (Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes, 
Pseudomonas aeruginosa y Escherichia coli) no mostraron sensibilidad ante el extracto; 
pero a la par se demostró que el extracto si posee capacidad antioxidante, que fue 
comprobado mediante los análisis ORAC y FRAP. Por otro lado, Ferro et al. (2003) 
demostraron susceptibilidad de dos bacterias Shigella flexneri y Streptococcus pyogenes 
9 
 
frente a extractos etanólicos al 95% de gel de A. vera, utilizando el extracto acuoso de A. 
vera en 30 ratones inmunizados contra el virus de hepatitis B evaluando la respuesta 
humoral, el tratamiento consistía en inyectarles 0.2 mg/kg de extracto de A. vera 
diariamente a un grupo durante 6 meses, la medición de los anticuerpos se realizó por la 
técnica ELISA llegando a concluir que el extracto de A. vera acuoso no tiene efecto desde 
el punto de vista celular sino humoral pero que conjuntamente resulta en una importante 
actividad antiviral. Otro estudio sobre las propiedades terapéuticas evaluadas ha sido la 
capacidad emoliente, Rodríguez-Domínguez et al. (2006) analizaron a 90 pacientes con 
distintas afecciones entre las que destacaba la psoriasis; el método utilizado era variable en 
tiempo, duración y evolución del tratamiento, que constaba de una preparación de A. vera 
en crema (concentración del 50%) que tenía que untarse 3 veces al día durante 15-60 días, 
obteniendo resultados de mejora de un 47% y un 45% de curación. 
Es importante mencionar que entre los componentesmayoritarios presentes en especies del 
género Aloe, se encuentran los polisacáridos, los cuales representan cerca del 20% de los 
sólidos totales presentes en el gel de Aloe (Hirosshi, 1986). Por ejemplo en el Aloe 
arborescens Miller fueron detectados glucosa (mayoritario), galactosa, arabinosa y trazas 
de xilosa (Larionova et al., 2004). En cuanto al gel de A. vera se han detectado y aislado 
varios polisacáridos (60%), incluyendo al acemanano compuesto principalmente por 
monómeros de manosa (T’Hart et al., 1989; Femenia et al., 1999), además de encontrar 
galactosa, arabinosa, sustancias pécticas y ácido glucurónico (Mandal y Das, 1980). En 
varios estudios la manosa se ha identificado como el monómero más importante presente en 
el gel de A. vera con un 52% (Rodríguez-Domínguez et al., 2006; Yagi et al., 1984), 
mientras que otros géneros han reportado la ausencia de éste, la composición de los 
polisacáridos (glucosa (26%), galactosa (3.5%), xilosa (1.3%) (Rodríguez-Domínguez et 
al., 2006)) también es variable según el lugar de cultivo y época del año (Ovodova, 1975), 
encontrando a su vez a las sustancias pécticas como el mayoritario (Ni et al., 2004). Las 
pectinas forman un grupo complejo de polisacáridos, que están constituidas de ácido 
galacturónico unidas por enlaces α (1-4) (Brandao y Andrade, 1999). Otros polisacáridos 
presentes en el gel de A. vera son: glucomanano y acemanano (Pasco et al., 2001); el 
primero es un polisacárido, del tipo heteropolisacárido, el cual presenta una estructura 
química compuesta por D-manosa y D-glucosa (en una relación 8:5), unidas por enlaces β 
(1-4) (Hu et al., 2003). Además de estar presentes un grupo pequeño de polisacáridos 
llamados antraquinonas entre las cuales se encuentrán presentes aloína, resistannol y 
barbaloin (Surjushe et al. 2008; Ferraro 2009). Las diferencias mencionadas se deben 
principalmente a los diferentes lugares geográficos en donde se desarrolla la planta de A. 
vera (Grindlay y Reynolds, 1986). 
Debido a la abundancia e importancia de los polisacáridos en A. vera se han realizado 
diversos estudios como el de Yagi en 1977 quien comprobó el efecto inhibidor del 
polisacárido aislado e identificado como β-D manano parcialmente acetilado de la especie 
Aloe arborescens, contra el sarcoma implantado en ratones 180 (Yagi, 1977). Por otro lado, 
en el 2001 García López et al. realizaron un estudio genotóxico con un polisacárido no 
específico de A. vera, demostraron que el polisacárido de gel de Aloe no fue mutagénico en 
10 
 
un sistema Salmonella/microsoma, mientras que en el ensayo in vivo no se observó 
respuesta genotóxica en las concentraciones estudiadas, además concluyen que pudiera ser 
considerado como un agente potencial en la quimioprevención del cáncer (García López et 
al., 2001). En otro estudio Quezada et al. (2017) evaluaron las propiedades prebióticas de 
dos polisacáridos de A. vera (acemananos y fructanos); el estudio fue realizado in vitro 
comparando la inducción del crecimiento microbiano por la de la inulina (FOS comercial) 
contra los acemananos y fructanos, siendo estos últimos los mejores estimulantes para la 
producción de microorganismos prebióticos. El resultado de la digestión anaeróbica de las 
heces humanas en un bioreactor demostró que los fructanos estimularon la mayor 
producción de Bifidobacterium spp. y ácidos grasos de cadena corta; con esto concluyeron 
que ambos polisacáridos de A. vera tienen potenciales prebióticas. 
Cabe resaltar que en muchos estudios los efectos observados pueden resultar del sinergismo 
de 75 componentes presentes en A. vera, ya que existen distintos estudios donde solo se ha 
utilizado el extracto y este presenta mayor actividad antimicrobiana que cuando se utilizan 
polisacáridos (Urch D. Aloe vera-Nature’s Gift. Blackdown Publications, 1999). 
Por otro lado Chen et al. (2003) reportaron haber utilizado células humanas de leucemia 
(HL-60) evaluando el efecto apoptótico frente a Aloe-emodin (1,8-dihydroxy-3-
hydroxymethyl-9,10-anthracenedione) que es una hidroxiantraquinona, demostrando que a 
concentraciones de 20-25 µM de Aloe-emodin las células vivas se ven afectadas, para la 
determinación de la etapa en que se inducía la inhibición, se utilizaron el análisis de 
citometría de flujo y la electroforesis en gel que confirmó la fragmentación de ADN por la 
apoptosis inducida de Aloe-emodina en células, además observando el aumento de células 
en fase G2/M, mediante el análisis de inmunotransferencia se realizó la detección de 
ciclinas A, B1 y E; y el aumento de p27. También señalaron que, a altas concentraciones, el 
Aloe-emodin inducía citotoxicidad para líneas celulares de eritroleucemia (Chen et al., 
2003). Este mismo compuesto en otros estudios in vitro dio como resultado la inducción de 
actividad mutagénica y genotóxica (Westendorf et al., 1990). Pero también se informó que 
la Aloe-emodina no induce citotoxicidad en L 1210 células de leucemia (Driscoll, 1974). 
Cabe resaltar que en la mayoría de estudios realizados con A. vera han sido analizando sus 
extractos crudos, sin embargo existen muy pocos estudios utilizando productos comerciales 
de esta planta que en esa presentación es como tienen mayor demanda por el consumidor. 
En un estudio reciente realizado a productos comerciales de A. vera, los resultados no 
fueron tan alentadores como se esperaba, esto por todas las atribuciones y usos benéficos 
que representa así que también cuenta con registros de daño citológico; por ejemplo López 
et al. (2017) evaluaron los efectos citotóxicos de suplementos alimenticios de Aloe vera en 
células HeLa con muestras a concentraciones de 300 μg/mL, donde el metabolismo de la 
célula se vio prácticamente disminuido en más del 50%. 
Por lo que resulta interesante el centrarse en el estudio de suplementos alimenticios de A. 
vera y conocer su composición y estructura, así como sus efectos bioactivos y adversos del 
componente principal. Ya que la deshidratación es el proceso térmico principal para 
obtener los suplementos alimenticios, que durante este incremento de temperatura algunos 
11 
 
constituyentes sufren modificaciones que pueden estar generando productos que pueden 
afectar el metabolismo celular. 
Introducción 
 
México no aparece como uno de los principales productores a nivel mundial de A. vera 
pero el tamaño de producción no es nada despreciable, ya que en 2006 su producción total 
fue de 70 762 toneladas (CIMMYT, 2007), destacando Tamaulipas con el 70% como uno 
de los principales estados productores a nivel nacional (tabla 1). 
Tabla 1.- Producción de Aloe vera en México, modificado de (CIMMYT, 2007) 
Estado % 
Tamaulipas 70.0 
Yucatán 16.5 
San Luis Potosí 8.4 
Veracruz 2.0 
Puebla 1.6 
Morelos 1.4 
Zacatecas 0.1 
Nacional 100 
 
Clasificación Botánica 
La categoria taxonómica de Aloe vera (Castro, 2004) es: 
 Reino: Plantae 
 División: Magnoliophyta 
 Clase: Liliopsida 
 Orden: Liliales 
 Familia: Liliaceaes 
 Género: Aloe 
 Especie: Aloe vera 
 Nombre común: sábila 
12 
 
El género de Aloe tiene 581 especies aceptadas (The Plant List, 2018), A. vera fue descrita 
por primera vez por Carl von Linné en 1753 (Linnaei C., 1753), y la primera clasificación 
de los Aloes se realizó en la Isla de Barbados y fue realizada por el botánico Miller 
(Grindlay y Reynolds, 1986), reportando que el Aloe barbadensis es originario de esa zona 
y fue introducido al mundo como producto del comercio marítimo en el caribe. El nombre 
proviene del griego “aloệ” y árabe “alloeh”, que significa: “la sustancia amarga brillante”, 
la palabra vera proviene del latín y significa: “verdad” (Boudreau y Beland., 2006; Surjushe 
et al., 2008). 
 
Las características de A. vera son (Reynolds y Dweck, 
1999; Choi y Chung, 2003; Ramachandra y Srinivasa, 
2008).: 
 Tiene hojas perennes en forma de roseta 
 Alcanza hasta 50 cm dealtura 
 
 
 
 
Las especies más populares son Aloe barbadensis Miller (Aloe vera), Aloe aborescens y 
Aloe chinensis (Bozzi et al., 2007). Aloe barbadensis es considerada la de mayor actividad 
biológica ya que cuenta con más reportes de compuestos bioactivos (Joshi, 1997; WHO, 
1999; Yagi et al., 1998). El nombre aceptado actualmente es Aloe vera (L.) Burm. F. o 
mayormente nombrada Aloe vera (Vinson et al., 2005). Pero la planta se ha conocido bajo 
distintos nombres coloquial y científicamente (Reynolds, 2004): 
 Sábila 
 Aloe vera 
 Aloe curacao 
 Aloe barbadensis 
Normalmente se separa en 2 productos: látex de Aloe (jugo de Aloe) y gel de Aloe (Bozzi et 
al., 2007). El Aloe vera es una especie xerofita y suculenta, originaria específicamente de la 
península de Arabia (Rahda y Laxmipriya, 2015; Vega et al., 2005); se le ha identificado 75 
principios activos (tabla 2) (Rahda y Laxmipriya, 2015); presenta compuestos fenólicos, 
principalmente cromonas y antraquinonas, ubicados en la capa interna de las células 
epidermales (Lucini et al., 2014); el parénquima gelatinoso (gel) e incoloro está constituido 
principalmente por agua, mucilagos, ácidos y sales orgánicas, enzimas, saponinas, taninos, 
Figura 1.- Aloe vera (Journal of 
Pharmacognosy and Phytochemistry) 
13 
 
trazas de alcaloides y vitaminas. En cuanto a los compuestos fenólicos presentes en Aloe 
vera le dan un carácter antioxidante (Franco-Quino et al., 2016). 
 
Figura 2.-Partes del A. vera (Modificado de Power of Aloe vera) 
Más específicamente, el látex de Aloe es conocido por su propiedad como laxante, los 
constituyentes principales y activos son los derivados del hidroxiantraceno como las 
antraquinonas, glucósidos de aloína A y B (Saccu et al., 2001). El gel de Aloe se encuentra 
en la parte interna de las hojas frescas (Reynolds y Dweck, 1999), constituido 
principalmente por agua (>98%) y polisacáridos (pectinas, celulosa, hemicelulosa, 
glucomanano, acemanano y derivados de manosa), el acemanano es considerado el 
componente bioactivo del gel de Aloe (Djeraba y Quere, 2000; Femenia et al., 1999). 
Normalmente el gel se comercializa en polvo concentrado (Bozz et al., 2006), 
tradicionalmente el gel es utilizado como tópico (heridas, irritaciones leves, quemaduras) o 
internamente para el tratamiento de úlceras, estreñimiento, tos, diabetes y artritis (Eshun y 
He, 2004; Vogler y Ernst, 1999). 
Tabla 2.-Principios bioactivos de Aloe vera 
Principios bioactivos de Aloe vera recopilado de Shelton 1991, Vogler y Ernst 1999, Vega 
et al. 2005, Surjushe et al. 2008, Ferraro 2009. 
Polisacáridos Aminoácidos Vitaminas Minerales Enzimas Fitohormonas 
Manosa Arginina Tiamina 
(B1) 
Calcio Catalasa Auxinas 
Glucomanano Lisina Riboflavina 
(B2) 
Fósforo Oxidasa Giberelinas 
Acemanano Valina Niacina 
(B3) 
Zinc Amilasa 
Ácido 
glucurónico 
Fenilalanina Ácido 
fólico (B9) 
Hierro Lipasa 
14 
 
Manosa-6-
fosfato 
Isoleucina Ácido 
ascórbico 
(C ) 
Sodio Fosfatasa 
alcalina 
 
Algenógeno Leucina Alfa-
tocoferol 
(E) 
Magnesio Peroxidasa 
C-glucosil 
cromona 
Treonina Retinol (A) Manganeso Carboxipeptidasa 
Celulosa Metionina Cromo a 
Aldopentosas Cobre 
Antraquinonas 
Aloemodina 
Resistannol 
Barbaloin 
 
Sin embargo, es bien sabido que las diferentes condiciones de cultivo, así como las 
diferentes partes, edad de la planta y el método de extracción pueden afectar 
considerablemente su composición química (Chithra et al., 1998). La recolección destinada 
a la industria farmacéutica, cosmética y alimentaria es con plantas adultas de entre 3 y 5 
años de edad, esto para obtener pulpa de Aloe de buena calidad (Reynolds y Dweck, 1999; 
Choi y Chung, 2003; He et al., 2005; Bozzi et al., 2007). 
Propiedades terapéuticas de A. vera 
 
El Aloe vera durante siglos fue utilizada por sus propiedades medicinales y terapéuticas sin 
ningún entendimiento claro o análisis científico de cada una de sus propiedades (Eshun y 
He, 2004). Una gran variedad de actividades biológicas ha sido confirmada con estudios 
científicos, por ejemplo, su acción desinfectante, antiviral, antibacterial, laxante, protección 
contra la radiación, antiinflamatorio e inmunoestimulatorio (Ni et al., 2004). Se destaca su 
actividad contra enfermedades de la piel, como dermatitis, psoriasis y contra los daños de la 
irradiación, también ayuda a las afecciones en los ojos principalmente producida por 
inflamación. Por otro lado, ayuda en los desórdenes intestinales, tales como estreñimiento 
atribuyéndole acción antidisentérica, antihemorroidal y colerética (Martinez et al., 1996; 
Chanfrau et al., 2000; Serrano, 2005). El gel de Aloe vera también mejora la cicatrización 
de heridas en forma dosis-dependiente y reduce el edema y dolor (Davis et al., 1986; Davis 
et al., 1987). Además el gel de A. vera es usado como un producto dermatológico y como 
un agente beneficioso para la piel, al aportar suavidad y tersura, propiedades que son 
15 
 
aprovechadas en la industria cosmetológica y farmacéutica. Por otra parte, éste gel es 
utilizado en varias bebidas como suplemento dietético (Vega et al., 2005). 
Por otro lado en 2006 Davis et al., realizaron estudios en humanos que muestran los efectos 
benéficos del A. vera en el tratamiento de síndrome de intestino irritable (SII) y en la colitis 
ulcerativa. Los resultados de este estudio mostraron que la ingestión de A. vera es segura y 
que podría beneficiar a los pacientes con diarrea predominante o con estreñimiento por SII. 
También se ha trabajado con modelos murinos como lo hicieron Kosif et al. (2008); 
investigaron el efecto del gel de Aloe vera en el sistema nervioso central de ratas albino 
Wistar y los resultados indicaron que el gel de A. vera no tiene ningún efecto tóxico en las 
neuronas ni en las células gliales del sistema nervioso central. Sin embargo, la relación 
entre las células de Purkinje y el tejido circundante del cerebelo se redujo 
considerablemente en el grupo tratado, lo que podría causar un cambio entre la conexión de 
las células y afectando parámetros fisiológicos. Además Kim et al. en 2009 utilizaron 
ratones con 4 semanas de edad que fueron alimentados con una dieta alta en grasas y baja 
en carbohidratos y se les administró el gel de A. vera durante 8 semanas. La administración 
del gel de Aloe disminuyó los niveles de glucosa en sangre de los ratones y disminuyó el 
tamaño de los adipocitos. Con este estudio se demostró que la administración oral del gel 
de A. vera a un modelo in vivo puede ser usado en el tratamiento de diabetes Mellitus tipo 
II, que después podría escalarse a seres humanos. 
Estudios sobre actividad biológica de extractos crudos de A. vera 
 
Es importante que al utilizar extractos crudos se tome en cuenta principalmente al 
pretratamiento de la planta, el crecimiento, riego, edad al momento de la cosecha, los 
métodos de extracción, condiciones de almacenamiento, uso de componentes frescos o 
secos, todo lo cual incide en la variabilidad del contenido de sus componentes (Chandegara 
y Varshney, 2013; Yaron et al., 1993). 
En el gel de A. vera se concentran la mayoría de los principios activos, es por ello que 
existen muchos trabajos de extractos acuosos, etanólico y clorofórmico de Aloe vera, donde 
por ejemplo se demuestra que son capaces de disminuir el edema, la acumulación de 
neutrófilos e inhibir la producción de prostaglandinas ocasionadas por una lesión en la pata 
de rata (Vázquez et al., 1996). Estos extractos acuosos también han ayudado a la 
comparación de micronutrientres de frutas con esta planta para la evaluación de 
propiedades antioxidantes, como se demostró con la naranja la cual tiene 3000 veces menos 
concentración que A. vera, además que esta última contiene mayor cantidad de calcio y 
potasio que cuentan con la capacidad de reducir radicales librescombinada con otras 
sustancias como vitamina C y E (Dominguez-Fernandez et al., 2012; Loots et al., 2007). 
Aunque otros estudios con extractos crudos de A. vera, han evaluado la inhibición 
bacteriana y fungicida Candida albicans, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa y 
Staphylococcus aureus (Reyes de Fuentes y Fernandez Da Silva, 2014); concluyendo que 
16 
 
estos tuvieron una inhibición total por lo que proponen este extracto como alternativa 
natural contra infecciones de estos microorganismos. De manera similar Alarcon et al. en 
2016 evaluaron dos extractos de A. vera contra bacterias patógenas como Helicobacter 
pylori, Escherichia coli, Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus y Streptococcus 
mutants, evaluando a distintas concentraciones los extractos crudos, siendo H. pylori la 
bacteria más sensible ya que fue la que presentó inhibición en el crecimiento. 
Pero también se han realizado estudios contra virus como lo hicieron en 2016 Rezazadeh et 
al.; ellos probaron extractos crudos de A. vera contra virus de herpes simple (HSV-1), 
demostrando que los extractos causaron un efecto inhibitorio contra el HSV-1 en 
concentraciones de 0.2-5% en línea celular Vero, concluyendo que podría ser la pauta para 
un tratamiento tópico contra las infecciones orales de HSV-1. Además se probaron 
extractos de Aloe vera para evaluar sus propiedades antivirales contra PPMV-1 en palomas 
domésticas infectadas, el efecto más inhibitorio se observó en las palomas que se les 
administró el extracto de A. vera a 300 mg/kg de peso corporal, concluyendo con la 
posibilidad de utilizar los extractos de Aloe vera como antivirales (Dziewulska et al., 
2018). 
Estudios sobre actividad biológica de productos procesados de A. vera 
 
La industria farmacéutica resalta lo más importante en el uso A. vera en ungüentos, 
cápsulas y tabletas, cosmética en cremas, lociones, champús, jabones, entre otros 
(Domínguez-Fernández et al., 2012), aunque la industria alimentaria también ha adicionado 
A. vera a productos como leche, yogurt, confitería y jugos, siendo utilizados 
específicamente para alimentos funcionales que no contengan efectos laxantes 
(Ramachandra y Srinivasa, 2008). Además la industria alimentaria cuenta con estudios 
como el de Serrano Olmos en 2017 quien observó el efecto del extracto de gel liofilizado 
de A. vera en Listeria monocytogenes en la elaboración de queso campesino, y aunque 
concluye que, si hubo inhibición de esta bacteria a concentraciones mayores de 80%, 
resalta que no hubo cambio sensorial alguno entre muestras tratadas con y sin A. vera. 
Además Ahluwalia et al. en 2016 realizaron un estudio in vitro para determinar los efectos 
de dos productos con A. barbadensis bien definidos: Extractos AVH200® y AVE200, y los 
aplicaron en células T de sangre humana, observando que AVH200® es más efectivo en 
comparación con AVE200 para reducir la activación y proliferación de células T, 
concluyendo que AVH200® tiene el potencial de reducir la activación, proliferación y 
secreción de citosinas de células T en sangre humana sana, sugieren un efecto supresor para 
estas células. El producto AVH200® al parecer es solo gel de Aloe deshidratado a bajas 
temperatura no especificadas, hecho polvo en concentración de 200:1, libre de pesticidas y 
solventes, esta información fue obtenida de la página Thorne quien es la empresa 
responsable. Además con AVH200® se realizó un programa piloto para la evaluación de 
los efectos de este producto sobre el síndrome del intestino irritable (SII) en 68 adultos 
diagnosticados con este padecimiento, obteniendo resultados de 55% de mejoramiento en 
17 
 
cuanto a los síntomas sin observar efectos adversos graves, resaltando que se necesitan 
hacer más estudios para determinar la eficacia real de este producto (Storsrud et al., 2015). 
En el caso de la industria farmacéutica y cosmética posee diversidad de estudios, por 
ejemplo para el caso de quemaduras el A. vera tiene un efecto similar en la aceleración y 
mejoría de la cicatrización de heridas; en un estudio realizado con ratas quemadas con agua 
caliente, el Aloe vera incrementó la reepitelización y disminución del tamaño de la 
quemadura en poco tiempo (Hosseinimehr et al., 2010). También en la dermatitis atópica se 
ha visto que el A. vera puede modular la respuesta inmunológica al incrementar los niveles 
de la inmunoglobulina E y la regulación de citocinas antiinflamatorias como las 
interleucinas 5 y 10 (Kim et al., 2010). Es por ello que Najafian et al. en 2018 evaluaron 
Plantavera (gel de Aloe) para demostrar la eficacia de la cicatrización en el caso de úlcera 
de pie diabético; Plantavera redujo la úlcera significativamente y sin mostrar efectos 
secundarios, concluyendo que Plantavera parecía ser un tratamiento efectivo, barato y 
seguro, pero de igual manera resaltan la necesidad de realizar más estudios para comprobar 
propiedades de cicatrización. En otro estudio similar se comparó sulfadiazina de plata, 
contra gel y jugo de Aloe, para evaluar el proceso de cicatrización de heridas en perros y 
gatos, concluyendo que el Aloe vera fue más efectivo que la sulfadiazina de plata, al 
acelerar el encogimiento de la herida, reduciendo el tiempo de curación y disminuyendo la 
gravedad de las lesiones asociadas (Drudi et al., 2018). 
A. vera ha resultado tan importante en distintos productos, para certificaciones de calidad 
en México la única restricción es que los suplementos alimenticios contengan menos de 10 
ppm/kg de la antraquinona aloína u otro ingrediente prohibido (COFEPRIS, 2017), sin 
mencionar la evaluación de los procedimientos utilizados y la repercusión en estos 
productos. 
Procesos industriales usados para la deshidratación de productos naturales 
 
La UNESCO en 2005 elaboró una guía para el uso de cocinas, hornos y secadores solares 
para deshidratar frutas, legumbres, hortalizas, plantas y carnes. Dando como beneficio la 
conservación de alimentos y aprovechar la energía principalmente. En cuanto a los 
secadores solares recomienda tener cuidado con la humedad presente en los alimentos y el 
tiempo de exposición es de los más duraderos, ya que puede ser perjudicial en cuanto a su 
calidad (pérdida del color natural, destrucción de vitaminas y valor nutritivo). La obtención 
de los productos comerciales de A. vera con frecuencia, implica algún tipo de tratamiento, 
por ejemplo, molienda, calefacción o deshidratación, que provocan modificaciones 
irreversibles en el gel (Kim et al., 1998). Debido a los distintos procesamientos 
inadecuados en los productos comercializados de A. vera, los ingredientes activos pueden 
ser modificados incluso eliminados principalmente por el proceso de secado (Izaguirre et 
al., 2013). Es por eso que distintas organizaciones comparten las condiciones y pasos 
limitantes en estos procesos por ejemplo la GEA (Gesellschaft für Entstaubungsanlagen, 
industria líder proveedora para industrias de alimentos y tecnología) sugiere la liofilización 
como el más adecuado para productos farmacéuticos y cosméticos, mientras que para 
18 
 
productos alimenticios el secado por atomización. Igualmente la GEA en 2015 sugiere el 
fileteado como pretratamiento para el secado, para proseguir con un proceso de corte y 
trituración, así la pulpa es deshidratada a 50 °C con una adición de enzimas para romper la 
viscosidad. No solo organizaciones se preocupan por estos procesos también existe 
distintas investigaciones científicas y estudios que respaldan los procesos inadecuados de 
A. vera, los cuales causan alteraciones en su constitución química. Domínguez-Fernández 
et al. en 2012 realizaron la técnica de extracción de Aloe vera mediante el lavado inmediato 
de las hojas con agua y jabón, para posteriormente separar de manera mecánica las hojas y 
obtener el filete de gel, realizaron una decoloración con carbón activado y de esta manera 
lograron retirar la aloínay antraquinonas; el líquido obtenido fue concentrado para reducir 
la cantidad de agua y junto con otros procesos obtener un polvo (Ramachandra y Srinivasa, 
2008; He et al., 2005), mientras que Domínguez-Fernández et al. (2012) comentaron que el 
uso de enzimas como glucosa oxidasa y catalasa inhiben el crecimiento de organismos 
aerobios del gel, además de que existen otras medidas de esterilización en frío como la 
exposición de este a la luz ultravioleta seguido de una microfiltración. También sugieren 
técnicas como la pasteurización con temperaturas de 85 a 95 °C por 1 o 2 minutos, para 
posteriormente bajar la temperatura a 5 °C y mantenerla durante 10 a 15 segundos. Además 
Minjares-Fuentes et al. (2017) evaluaron los efectos sobre el acemanano de Aloe vera, 
frente distintos procesos industriales como secado por pulverización, congelación 
industrial, ventana de refractancia y sequedad de zona radiante; los procesos de secado 
provocaron que el rendimiento en seco de A. vera se viera reducido. No solo en las 
industrias farmacéuticas y alimenticias se utiliza el secado de A. vera técnicas por medio de 
secadores de tambor, horno y secado convectivo forzado han sido usadas sobre todo en 
productos textiles recubiertos con Aloe, como en guantes de uso doméstico o industriales 
(Bae y Kim, 1998; Cheng y Chen, 2009; Chou, 2002; Xu y Zhao, 2003). El secado por 
aspersión es un método ampliamente utilizado para concentrar y preservar los extractos de 
Aloe proporcionando un menor daño en la actividad biológica de los productos obtenidos, 
en comparación con el secado convectivo con aire forzado (Dominguez-Fernandez et al., 
2012). 
Para productos semiterminados de A. vera destacan procesos como calentamiento, 
deshidratación y molienda (fricción entre las partículas) (Dominguez-Fernandez et al., 
2012), mientras que para la conservación del gel de A. vera el secado convectivo bajo 
condiciones controladas, el secado por aspersión y la liofilización son los principales 
métodos (Dominguez-Fernandez et al., 2012). Además, la liofilización es un proceso donde 
se aplican bajas temperaturas para la remoción del agua del gel lo que permite conservar 
adecuadamente la actividad biológica del Aloe y en consecuencia obtener productos finales 
de alta calidad (Dominguez-Fernandez et al., 2012). 
Algo importante que se ha reportado es que la actividad biológica del gel de Aloe 
permanece esencialmente intacta cuando el gel es calentado a 65 °C por periodos menores a 
15 minutos. Periodos extendidos o elevadas temperaturas han resultado en alta reducción de 
19 
 
los niveles de actividad biológica (Dominguez-Fernandez et al., 2012). Por lo tanto, para 
mejorar la calidad de los productos se han enfocado en desarrollar técnicas de extracción 
para preservar los compuestos activos del Aloe vera (Moore y McAnalley, 1995; Cerqueira 
et al., 1999; He et al., 2005; Bozzi et al., 2007; Ramachandra et al., 2008). Dado que el gel 
al ser expuesto a la presencia de oxígeno se oxida, se ha optado por el uso de procesos de 
combinación con frío y calor (Dominguez-Fernandez et al., 2012), debido a que se 
descompone por reacciones enzimáticas y crecimiento de bacterias, exceso de agua y 
presencia en un grado elevado de azúcares, siendo lo mejor el procesar de inmediato el gel 
después de su extracción (Dominguez-Fernandez et al., 2012). 
La aplicación de nuevas tecnologías ha sido investigada para sustituir, mejorar, modificar o 
complementar las alternativas convencionales empleadas en el procesamiento de materiales 
biológicos incluido el gel de Aloe. Estas tecnologías incluyen las Altas Presiones 
Hidrostáticas (APH), calentamiento óhmico, pulsos eléctricos, microondas, radiación 
gamma y ultrasonido; con el uso de estas nuevas tecnologías se ha logrado garantizar la 
inocuidad alimentaria, así como la preservación de características sensoriales y 
nutricionales, con la finalidad de obtener productos similares a los alimentos frescos 
(Hoover et al., 1989; Mackey et al., 1994; Fernandez et al., 2001; Deliza et al., 2005; 
McInerney et al., 2007). 
Influencia del calor en compuestos bioactivos 
 
El efecto del calor sobre distintos compuestos es diferente y debemos entender que para 
algunos es un efecto benéfico y para otros no (tabla 3). 
Tabla 3.- Influencia del calor sobre compuestos bioactivos. 
Compuesto Resumen del efecto 
Carotenoides (licopenos) 
 
 
Aumenta su biodisponibilidad con la 
cocción, ya que el licopeno se absorbe 
mejor a través de las grasas y aceites, por su 
liposolubilidad, y el calor al permitir que se 
rompan las paredes celulares del fruto, 
aumenta la liberación del compuesto y se 
facilita su absorción (Solorzano, 2006). 
 
Compuestos fenólicos A los compuestos fenólicos en maíz dulce 
como lo demostró Dewanto et al., 2002, 
luego de aplicar temperaturas a 115 ºC por 
25 minutos se incrementó el contenido de 
ácido ferúlico a 55% y fenoles totales en 
20 
 
54%; indicando que durante el tratamiento 
térmico se produce una liberación de los 
fenoles conjugados de la matriz del 
alimento. 
Mientras Randhier et al., (2008) quienes 
indicaron que los compuestos fenólicos 
aumentan de manera efectiva cuando la 
temperatura se encuentra entre 60 y 80 ºC, y 
cuando excede los 100 ºC se produce una 
pérdida debido a su descomposición por 
efecto del calor, con lo que se contradice en 
lo que determinaron Dewanto et al 2002 en 
la primera parte de esta descripción. 
Compuesto polifenólicos Al respecto Katsube et al. (2009) estudiaron 
la estabilidad de los compuestos 
polifenólicos en las hojas de mora (Morus 
alba L.) secadas a 60 ºC y 70 ºC, 
encontrando que el secado a 60 ºC no 
influye en el contenido de compuestos 
polifenólicos, mientras que en hojas que 
fueron secadas a 70 ºC disminuyó 
significativamente. 
Folatos Estos compuestos son sensibles a la luz, al 
calor y son fácilmente oxidables, de manera 
que la cocción supone una destrucción de 
hasta un 80% de los mismos (Luckock, 
2000; Mebart, 2006). 
Ácido linoleico La oxidación del ácido linoleico es 
inespecífica y catalizada por el calor (50 
ºC), por lo que la adición de extractos que 
contengan antioxidantes, favorece el retraso 
de la decoloración del β-caroteno por 
inhibición de la oxidación del ácido 
linoleico (Laguerre et al., 2007). 
 
21 
 
Influencia del calor en polisacáridos 
 
Como se explicó anteriormente el calor causa distintos efectos sobre los compuestos 
químicos. Dado que en A. vera los polisacáridos, entre los más abundantes el acemanano, 
son los principales constituyentes, así como principales compuestos bioactivos, además por 
la estructura molecular no serían exentos de algunas modificaciones similares a las 
explicadas anteriormente. El acemanano es considerado el polisacárido con más 
propiedades atribuidas resaltando la propiedad inmunitaria que al parecer resulta ser 
únicamente de este compuesto (Femenia et al., 1999; Mandal y Das, 1980; McConaughy et 
al., 2008ab). Temperaturas entre 60-65°C son frecuentemente utilizadas en la industria 
alimentaria para llevar a cabo una pasteurización y con ello resolver el problema de la vida 
de anaquel que provoca grandes pérdidas económicas, sin embargo rangos de temperaturas 
superiores a 60 °C pueden alterar o modificar las estructuras químicas (tabla 4) provocando 
con ello una serie de consecuencias desde el cambio de las características organolépticas, 
cambio de textura e incluso pueden ser tóxicas. 
Tabla 4.-Influencia del calor sobre A. vera y sus compuestos bioactivos. 
Temperaturas usadas Proceso Efectos 
APH a temperatura 
ambientes 
Utilizado como 
pretratamiento para evaluar 
la capacidad antioxidantes 
de A. vera en relación con el 
uso de APH. 
APH incrementa los 
coeficientes de difusión de 
agua, las velocidades de 
secado, cambios importantes 
en la microestructura, y 
proporciona productos mássuaves y con una mayor 
capacidad antioxidante con 
respecto a las muestras sin 
tratamiento (Vega et al., 
2011a) 
Evaluación sobre la 
presencia de 
microorganismos. 
Los resultados mostraron 
que muestras tratadas a 400 
y 500 MPa por 1, 3 y 5 min 
presentaron niveles 
indetectables de los 
microorganismos 
monitoreados (Vega et al., 
2011b). 
4, 15 y 40 °C En una mezcla de 
polisacáridos se evaluó el 
efecto de la temperatura 
sobre la velocidad de 
precipitación y porcentajes 
El incremento de la 
temperatura disminuye el 
rendimiento del almidón a 
un pH ácido, pero ayuda a 
una precipitación más 
22 
 
de almidón. rápida. Por lo que se 
concluye que a 4 y 15 ºC el 
rendimiento del almidón es 
mayor (Parra-Huertas et al., 
2012). 
10, 20, 30, 40 y 50 ºC Evaluación de propiedades 
fisicoquímicas de extractos 
de gel de A. vera sometidos 
a procesos de secado por 
aspersión, congelación 
industrial, ventanas de 
refractancia y secado de 
zonas radiantes. 
Ocurrieron modificaciones 
fisicoquímicas que se vieron 
ligadas al incremento de la 
temperatura, modificaciones 
estructurales en el 
acemanano, principalmente 
en el grado de desacetilación 
(Minjares-Fuentes et al., 
2016). 
60 °C En polisacáridos 
deshidratados de A. vera se 
evaluaron las 
modificaciones físico-
químicas causadas por las 
temperaturas. 
Concluyendo que a 
temperaturas mayores a 60 
ºC causan desacetilaciones y 
muestran un aumento en el 
peso molecular por lo que 
estas modificaciones 
podrían tener efecto en la 
bioactividad (Femenia et al. 
2003). 
70 °C Evaluación de la actividad 
inmunomoduladora del jugo 
de A. vera, observando que 
cuando este se somete a 
temperaturas superiores a 70 
ºC la capacidad 
inmunomoduladora se ve 
disminuida. 
Concluyendo que el 
tratamiento de calor es 
necesario para preservar el 
jugo de A. vera por mayor 
tiempo, la temperatura a 
usar debe ser menor a 70 ºC 
para evitar afectación a sus 
propiedades bioactivas 
(Shaik et al., 2018). 
59-90 °C Evaluación de la 
temperatura respecto a los 
parámetros cinéticos del 
secado convectivo del gel de 
A. vera. 
Observando que reduce la 
capacidad antioxidante del 
gel con el incremento de la 
temperatura del aire de 
secado (Miranda et al., 
2009). 
 
23 
 
Los tratamientos con calor utilizados para el procedimiento de los extractos de A. vera 
(tabla 4) (Minjares-Funtes et al., 2017) como son secado, secado por aspersión, 
liofilización industrial, secado por ventana de refractancia y secado por zona radiante 
causaron una disminución en el contenido de acemanano, además de causar desacetilación 
en las unidades de manosa, viéndose reflejada la disminución de propiedades funcionales 
como retención y absorción de agua y absorción de grasa; con lo que Mijares-Fuentes et al. 
concluyen que todas estas alteraciones pueden tener un efecto negativo en las propiedades 
benéficas atribuidas; y con base a lo anterior se puede pensar que someter el gel de A. vera 
a temperaturas mayores a 60 °C puede causar modificaciones ligadas no solo a la reducción 
de la actividad biológica sino también a la aparición de propiedades citotóxicas. Además 
debido a la abundancia de polisacáridos que se presentan en A. vera es necesario evaluar las 
modificaciones químicas que suceden para la obtención de productos deshidratados 
utilizados como suplementos alimenticios, en la etapa de tratamiento térmico. Esto con el 
fin de identificar si los polisacáridos presentes después del proceso térmico muestran un 
potencial citotoxicológico. 
Caracterización biológica de los polisacáridos de A. vera 
 
A los polisacáridos se les considera que juegan un papel inhibidor de la inflamación debido 
a que en algunos estudios se ha demostrado que el acemanano cuenta con reacciones 
específicas que incluyen la estimulación de la respuesta antigénica de los linfocitos, así 
como la estimulación para la formación de leucocitos, tanto en el bazo y la médula ósea de 
ratones que fueron sometidos a irradiaciones. Se pensaba que los efectos de 
inmunomodulación están vinculados a las glicoproteínas, es decir, las lecitinas, que se 
encuentran en el gel de Aloe vera (Reynolds y Dweck, 1999). Otro punto a tomar en cuenta 
es lo estudiado por Zacatecas-Ibáñez et al. (2016) quienes evaluaron la composición de 
acemanano presente en Aloe vera cultivado en la región de la Comarca Lagunera de 
Durango bajo diferentes niveles de estrés hídrico; con el fin de incrementar la producción 
de polisacáridos, logrando que el tratamiento que utilizaron con 40% en la reducción de 
riego para lograr el estrés hídrico, la planta presentó más de 10% de rendimiento de 
polisacáridos frente al tratamiento de control sin estrés. Resumiendo, así que el estrés 
hídrico podría ser un factor determinante en el rendimiento de los polisacáridos presentes 
en los extractos crudos, pero no así en los productos procesados. 
Aunado a este último estudio Chang et al. en 2010 evaluaron las concentraciones de los 
polisacáridos en Aloe arborescens de diferentes partes de la planta, con el fin de reconocer 
la parte con mayor concentración de polisacáridos. Las partes evaluadas fueron el jugo de 
gel, jugo de la piel o corteza y la flor; arrojando como resultado que la corteza contiene 2.4 
más veces polisacárido que el gel, además 59.1% (gel) y el 79.8% (corteza) representan 
polisacáridos neutros, en las flores el 85.2% eran polisacáridos ligeramente ácidos; del gel 
y corteza los principales monómeros fueron ácido glucurónico, galactosa (63.7% en la 
corteza), glucosa (81% en el gel), manosa y xilosa con proporciones variables. Mientras 
que en la flor el 16.4% fue ácido glucorónico, además de galactosa, glucosa (40%) y 
manosa. 
24 
 
Los productos de A. vera comercializados como suplementos alimenticios son obtenidos 
por diferentes procesos de secado (aerosol, liofilización, deshidratación por horno etc.) 
cuyo rango de temperatura puede ser entre 60 y 80 °C, donde los monosácaridos sufren 
modificaciones como reducción en su peso molecular en el caso de manosa y galactosa, así 
como la reducción en el grado de acetilación de este mismo componente de 40 a 70 % 
(Minjares-Fuentes et al. 2017); cuando estas modificaciones ocurren, surge un 
cuestionamiento sobre la pérdida de las actividades biológicas atribuidas a estos 
componentes, de las pocas evidencias científicas que respaldan este cuestionamiento fue lo 
demostrado por López et al. (2019 ), quienes evaluaron la capacidad inmunomoduladora de 
tres productos comerciales ILG, WLP e ILF siendo esta última la más interesante, todos se 
probaron en células CaCo-2 y THP-1; ILF consiste en gel de A. vera deshidratado a 
aproximadamente 80 °C, pulverizado y rico en fibra; como resultados obtuvieron que 
CaCo-2 mostró una CL50 a concentraciones de 1 g/L y menores de la recomendadas para su 
consumo, mientras que THP-1 a concentraciones de 250 mg/L mostró una disminución del 
40% de liberación de IL-10, además realizaron tratamiento con carbón activado a ILF lo 
que causó un aumento en la actividad inmunomoduladora de 3.1 veces y la disminución de 
la citotoxicidad. Pero aun con todos estos estudios falta evidencia científica que relacione la 
citotoxicidad con los polisacáridos. 
Planteamiento del problema 
 
El gel de Aloe vera es sometido a tratamientos térmicos durante los procesos de 
deshidratación para su obtención como suplementos alimenticios, esto provoca 
modificaciones en sus constituyentes principalmente en los polisacáridos promoviendo una 
actividad citotóxica. 
Justificación 
 
Dado los cambios estructurales que puede sufrir el Aloe vera por los tratamientos térmicos, 
los antecedentes que demuestra la actividad citotóxica de los suplementos alimenticios de 
A. vera y a que no existen normas que regulen la acción térmica sobre los productos, es 
necesario evaluar la actividad toxicológicade estos deshidratados y centrarse en los 
metabolitos de mayor abundancia que son los polisacáridos. 
Hipótesis 
 
Los polisacáridos de cadena larga en suplementos alimenticios procesados por belt-dry son 
causantes del efecto citotoxicológico. 
25 
 
Objetivo general 
 
Determinar el efecto citotoxicológico in vitro de los polisacáridos de cadena larga (tratados 
térmicamente) en suplementos alimenticios de Aloe vera. 
Objetivos específicos 
 
1. Obtener los filetes de A. vera y deshidratarlos a 3 diferentes temperaturas por el 
proceso de belt-dry 60, 80 y 100 ºC para así obtener las muestras pulverizadas. 
2. Determinar la viabilidad o efecto necrótico en las células HT-29 expuestas a las 3 
muestras sometidas y obtenidas a diferentes temperaturas. 
3. Obtener los polisacáridos de la muestra potencialmente citotóxica. 
4. Determinar la viabilidad o efecto necrótico en las células HT-29 expuestas a cada 
una de las muestras obtenidas de polisacáridos 
 
Metodología 
 
Metodología general: 
 
Figura 3.-Diagrama de flujo general de la metodología. 
26 
 
1.1 Obtención y preparación de muestras 
Las muestras utilizadas fueron hojas de A. vera que primeramente fueron cortadas y lavadas 
con jabón y agua, después se retiró el exceso de agua de las hojas con papel absorbente. 
Posteriormente se procedió a retirar la corteza de las hojas evitando tocar los tricomas 
donde se encuentra la aloína. Se obtuvo el gel (parte cristalina y gelatinosa) en porciones de 
100 g, que fueron pasteurizadas a 60 °C durante 30 min (Dominguez-Fernandez et al., 
2012). 
1.1.1 Obtención de muestras crudas 
En cuanto a la obtención de estas muestras adicionales, después de la pasteurización de 
bandejas de aluminio con las muestras de A. vera, fueron sometidas en un autoclave a 60, 
80 y 100 °C por 30 min. Obteniendo las muestras A. vera húmedo 60, 80 y 100 °C, que 
después fueron procesadas en un triturador previamente desinfectado, para llegar a una 
concentración de 3x se tomó en cuenta el porcentaje de masa seca obtenido de las muestras 
A60, A80 y A100. Las muestras fueron guardadas en tubos tipo Falcon de 50 mL en 
refrigeración para su posterior uso (Dominguez-Fernandez et al., 2012). 
1.1.2 Deshidratación de muestras 
Para llevar a cabo la deshidratación de las muestras, bandejas de aluminio con 100 g fueron 
colocadas en hornos eléctricos a 60, 80 y 100 ºC (A60, A80 y A100 respectivamente) para 
lograr su deshidratación total, hasta obtener un peso constante de cada una. Una vez 
deshidratadas fueron almacenadas en un lugar seco y oscuro hasta su uso para ensayos 
posteriores (Dominguez-Fernandez et al., 2012). 
 
 
A B 
27 
 
 
Figura 4.-Proceso previo a la deshidratación, donde A muestra el plantío de A. vera, en B se pueden observar las hojas 
cortadas y lavadas, mientras que el proceso de fileteo se observa en C y finalmente las bandejas con A. vera cortado en 
cubos (D). 
1.1.3 Muestras deshidratadas e industriales 
Las muestras con las que se realizaron los posteriores ensayos fueron obtenidas a partir de 
A. vera como anteriormente se describió y muestras industriales descritas a continuación. 
Muestras obtenidas por deshidratación de A. vera: 
 60 °C (A60) 
 80 °C (A80) 
 100 °C (A100) 
Además de agregar 2 muestras de origen industrial, la primera de ellas tiene un alto 
contenido en fibra como lo describe López et al. (2017) y la segunda fue una muestra de A. 
vera liofilizada de origen comercial que a diferencia de ILF (100x) ésta se encuentra a una 
concentración de 200x y solo se sometió a un proceso de liofilización sin dar más detalles. 
 ILF (alto nivel de fibra, deshidratada por belt-dry) 
 ILL (bajo nivel de fibra, muestra comercial liofilizada) 
 
 
Figura 5.-Deshidratación de A. vera en horno eléctrico (A), mientras que en B se observa el homogeneizado del 
deshidratado obtenido utilizando un mortero. 
A 
C D 
B 
28 
 
1.2 Caracterización química de muestras deshidratadas e industriales 
La caracterización química fue realizada durante una estancia de 6 meses en la Universitat 
de les Illes Balears en España, en el departamento de Ingeniería Química con el Dr. Antoni 
Femenia Marroig responsable del Laboratorio de Ingeniería Agroalimentaria. Los objetivos 
incluidos en el plan de trabajo fueron los siguientes: 
 Extraer los polisacáridos de cada muestra sometida a las diferentes temperaturas 
(A60, A80 y a100), así como las muestras industriales (ILF e ILL) y cuantificar los 
azúcares detectados por cromatografía de gases 
 Análizar el grado de acetilación de los acemananos por resonancia magnética 
nuclear (RMN) de las muestras deshidratadas e industriales 
Para lograr y superar los objetivos fue necesario realizar las siguientes actividades: 
o Observar las muestras deshidratadas e industriales por Microscopía Electrónica de 
Barrido (SEM por sus siglas en inglés) 
o Obtención del residuo insoluble en alcohol (AIR por sus siglas en inglés): 
Extracción de polisacáridos y fibra 
o Análisis de azúcares neutros (Cromatografía de gases) 
o Análisis de ácidos urónicos (Método espectrofotométrico) 
o Propiedades funcionales: Swelling, Water Retention Capacity, Fat Adsorption 
Capacity (Hinchamiento, Capacidad de retención de agua y adsorción de aceite) 
o FTIR (DME - grado de metil esterificación de los polisacáridos pécticos) 
o MNR (Determinación del grado de acetilación del acemanano) 
 
 
1.3 Microscopía (SEM) 
La microscopía electrónica de barrido es una técnica de preparación y descripción de 
objetos vistos con un microscopio, con el fin de aportar información por medio de 
micrografías (González et al., 2014). Las muestras de A. vera fueron trituradas y colocadas 
en el disco de observación (2 mg aproximadamente), utilizando pegatinas especiales para 
fijarlas y la observación se llevó a cabo a 100 y 300X de aumento. Las muestras sometidas 
a observación por SEM fueron las muestras deshidratadas e industriales descritas en el 
apartado 1.1.3. 
 
Figura 6.-Disco con muestras para observación de SEM. 
29 
 
1.4 Obtención de residuo insoluble en alcohol (AIR) 
El objetivo de esta técnica es la extracción de azúcares y fibra de las muestras descritas en 
el apartado 1.1 utilizando la metodología (Owino et al., 2004; Viuda-Martos et al., 2015) 
que fue modificada en relación a la cantidad de fibra presente en las diferentes muestras. A 
continuación se describe la metodología que se llevó a cabo para obtener los AIRs: 
1) Se pesaron 5 g de muestra (homogeneizada) y se transvasaron a un matraz 
Erlenmeyer, añadiendo 100 mL de etanol 85% (v/v). Se homogeneizó con un 
ultraturrax y se llevó a ebullición (para inactivar las enzimas). De nuevo se 
homogeneizó con ultraturrax y llevó a ebullición, se dejó enfriar y se filtró con 
papel Whatman GF-C (de fibra de vidrio). 
2) La mezcla anterior (pasta que es el resultado de la fibra) se transvasó a otro matraz 
Erlenmeyer y de nuevo se añadió 100 mL de etanol al 85% (v/v). Volviendo a 
homogeneizar con ultraturrax y se llevó a ebullición, se dejó enfriar y se filtró con 
papel Whatman GF-C (de fibra de vidrio). 
3) La pasta se transvasó a un matraz Erlenmeyer y se añadió 100 mL de etanol 
absoluto. Se repitió el proceso de homogeneizar con ultraturrax y se llevó a 
ebullición, para después dejar enfriar y filtrar nuevamente con papel Whatman GF-
C (de fibra de vidrio). 
4) Se lavó la pasta con acetona 2 ó 3 veces, utilizando un volumen aproximado al 
embudo Büchner para blanquearla (aproximadamente 10 mL). 
5) La pasta se dejó secar en una campana de extracción durante 24 h. Para calcular el 
rendimiento se pesó y se redujo el tamaño de partícula con un molinillo, después se 
almacenó en frascos herméticos dentro de un desecador a temperatura ambiente. 
 
Figura 7.-Proceso para la obtención de AIR 
Después de someter las muestras originales al tratamiento para extraer el residuo insoluble 
de alcohol (AIR)