Atividade antibiótica e antifúngica de Actinobacterias cultiváveis

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La presente tesis es publicada a texto completo en virtud de que el autor 
ha dado su autorización por escrito para la incorporación del documento a la 
Biblioteca Digital y al Repositorio Institucional de la Universidad de Guadalajara, 
esto sin sufrir menoscabo sobre sus derechos como autor de la obra y los usos 
que posteriormente quiera darle a la misma. 
UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA 
 
 Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias 
 
 
Actividad antibiótica, antifúngica 
y efecto sobre la fisiología algal de 
Actinobacterias cultivables 
aisladas del coral Pocillopora 
verrucosa del Pacífico mexicano: 
probando la hipótesis de función 
de defensa 
 
Tesis 
que para obtener el grado de 
 
 
Maestro en Ciencias en 
Biosistemática y Manejo de 
Recursos Naturales y Agrícolas 
 
 
Presenta 
 
Andrés de Jesús López Gervacio 
 
 
Zapopan, Jalisco Octubre de 2020
UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA 
 
 Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias 
 
 
Actividad antibiótica, antifúngica y efecto 
sobre la fisiología algal de Actinobacterias 
cultivables aisladas del coral Pocillopora 
verrucosa del Pacífico mexicano: probando la 
hipótesis de función de defensa 
 
Tesis 
que para obtener el grado de 
 
Maestro en Ciencias en Biosistemática y Manejo de 
Recursos Naturales y Agrícolas 
 
Presenta 
Andrés de Jesús López Gervacio 
 
DIRECTOR 
Dra. Amayaly Becerril Espinosa 
 
 
 
Zapopan, Jalisco Octubre de 2020
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEDICATORIAS: 
 
A dos energías hermosas que estuvieron conmigo. Que el águila guíe su camino. 
 
A mi madre por estar siempre y por no perderme la fe, un paso más. 
 
 
 
 
Durante el desarrollo de este trabajo se contó con el apoyo económico del Consejo 
Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT). A través de la beca nacional de Maestría 
No. 925124. Proyecto de Ciencia Básica 257987 CB2015 - CONACyT. Proyecto 
Cátedras CONACyT 2196. 
También con el apoyo económico de la Universidad de Guadalajara PROSNI-2018 
otorgado a la Dra. Amayaly Becerril Espinosa. 
Proyecto nuevo profesor de tiempo completo UDG-PTC-1460. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
A la Universidad de Guadalajara y al Centro Universitario de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias (CUCBA) por ser mi encuentro de inicio con la investigación científica. 
Gracias especialmente a mi directora de tesis la Dra. Amayaly Becerril Espinosa por todo 
lo que me ha enseñado académica y personalmente y por su apoyo en todo momento, 
gracias por confiar en mí. 
Al Dr. Héctor Ocampo Alvarez por ser un gran ejemplo para mí en la ciencia y por su 
tiempo dedicado en este proyecto, gracias por tus palabras y amistad todo este tiempo y 
por enseñarme que todo es posible haciendo lo correcto siempre. 
Al Dr. Fabian Rodríguez Zaragoza por su apoyo y motivación siempre en mi camino 
académico, gracias por dejarme ser parte de tu equipo y por tus conocimientos y 
enseñanzas. 
Al Dr. Manuel Ayón Parente por ser parte del jurado y contribuir con sus observaciones y 
sugerencias en este trabajo cada semestre hasta el final. 
Al Dr. Antonio Almazán Becerril por ser parte del jurado y por sus correcciones y 
sugerencias en el escrito. 
Al M.C Eduardo Juárez y a todo su equipo de investigación del Laboratorio de 
Ecosistemas Marinos y Acuicultura (LEMA) por su colaboración, buena vibra y apoyo. 
A mi amiga M.C Martha A. Lara González por su enseñanza desde clases y por sus 
consejos en el laboratorio todos estos años. 
Al Dr. Francisco Choix Ley por sus consejos y participación en este proyecto. 
A mi linda Miriam por apoyarme, motivarme y por sobre todo siempre estar conmigo. 
 
 
 
A mis compañeros y amigos del laboratorio que siempre me apoyaron Rodrigo, Mario, 
Felipe, Fernanda, Paola, Alejandro, Saul, Mayra, Liz, Quetza, Cande, Álvaro gracias por 
su aprecio y por su ayuda. 
A mis amigos de infancia y de pandemia Bart, Gummy, IMany, Edwin, Alan, Bru, 
Yellow, Tania, Valeria, Víctor Hugues y Uli un abrazo mis hermanos. 
Salud y buenas vibras para todos ……¡¡¡ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
I 
 
ÍNDICE 
 
Índice de figuras……………………………...…….........................................................IV 
Índice de cuadros………………………………………………………………...…..…VII 
Resumen………………………………………………………………………......…....VIII 
1. Introducción ................................................................................................................. 1 
2. Antecedentes ................................................................................................................ 4 
2.1 Actinobacterias marinas ....................................................................................... 4 
2.2 Actinobacterias en el coral ................................................................................... 6 
2.3 Importancia de las actinobacterias en los corales............................................... 10 
3. Hipótesis .................................................................................................................... 13 
4. Objetivo general ........................................................................................................ 14 
4.1 Objetivos particulares ......................................................................................... 14 
5. Materiales y Métodos ................................................................................................ 15 
5.1 Recolecta de corales P. verrucosa...................................................................... 15 
5.2 Pretratamiento de las muestras de coral ............................................................. 17 
5.3 Aislamiento de actinobacterias........................................................................... 17 
5.4 Reacción Gram ................................................................................................... 19 
5.5 Requerimiento de agua de mar ........................................................................... 19 
5.6 Morfotipos .......................................................................................................... 19 
5.7 Identificación molecular de las actinobacterias cultivables del coral P. verrucosa 
 ………………………………………………………………………………….20 
 
 
II 
 
5.7.1 Extracción de ADN ..................................................................................... 20 
5.7.2 PCR 16S ribosomal ..................................................................................... 20 
5.7.3 Análisis filogenético ................................................................................... 21 
5.8 Bioactividad de las actinobacterias cultivables ................................................. 22 
5.8.1 Capacidad biosintética, amplificación de secuencias cetosintetasa (KS) .. 22 
5.8.2 Cepas de actinobacterias usadas para probar bioactividad ........................ 23 
5.8.3 Obtención de extractos orgánicos ............................................................. 23 
5.8.4 Bioensayo de actividad antibacteriana ....................................................... 24 
5.8.5 Bioensayo de actividad antifúngica ........................................................... 24 
5.8.6 Bioensayo de actividad antialgal ............................................................... 25 
5.8.6.1 Análisis del crecimiento celular ..............................................................27 
5.8.6.2 Microscopia celular y viabilidad celular ................................................. 28 
6. Resultados .................................................................................................................. 29 
6.1 Actinobacterias cultivables del coral P. verrucosa ........................................... 29 
6.2 Recuperación de cepas aisladas y morfotipos por sitio ..................................... 30 
6.3 Recuperación de cepas aisladas y morfotipos por Pre-tratamiento de muestra 31 
6.4 Recuperación de cepas y morfotipos por medios de cultivo ............................. 32 
6.5 Análisis filogenético de las actinobacterias cultivables del coral P. verrucosa 33 
6.6 Bioactividad de las actinobacterias cultivables ................................................. 44 
6.6.1 Análisis de presencia de las secuencias biosintéticas KS ........................... 44 
 
 
III 
 
6.6.2 Actividad antibiótica y antifúngica ............................................................. 44 
6.6.3 Actividad antialgal ...................................................................................... 45 
6.6.3.1 Efecto algicida de actinobacterias cultivables asociadas a P. verrucosa. 45 
6.6.3.2 Efecto algicida de la cepa X48 aislada de P. gigantea............................ 48 
7. Discusión ................................................................................................................... 52 
7.1 Actinobacterias cultivables ................................................................................ 52 
7.2 Aislamiento selectivo de ACC ........................................................................... 53 
7.3 Bioactividad de actinobacterias de coral ............................................................ 53 
7.4 Importancia ecológica de la bioactividad de las Actinobacterias ...................... 55 
8. Conclusiones .............................................................................................................. 57 
9. Referencias ................................................................................................................ 59 
 
 
IV 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1. Área de estudio: Pacifico Central Mexicano (PCM). ...................................... 16 
Figura 2. Condiciones de PCR para la amplificación del gen 16S ribosomal. ............... 21 
Figura 3. Condiciones para la amplificación de las secuencias KS I.............................. 23 
Figura 4. Esquema del método utilizado para la detección del efecto algicida de 
actinobacterias cultivables en la cianobacteria Arthrospira maxima y la microalga 
Chlamydomonas sp. .......................................................................................................... 27 
Figura 5. Número total de cepas aisladas y morfotipos por sitio. .................................. 30 
Figura 6. Número total de cepas aisladas y morfotipos de actinobacterias por 
pretratamiento. .................................................................................................................. 31 
Figura 7. Número total de cepas aisladas y morfotipos de actinobacterias por medio de 
cultivo. .............................................................................................................................. 32 
Figura 8. Número total de morfotipos de actinobacterias por medio de cultivo............. 33 
Figura 9. Árbol filogenético de unión al vecino más cercano (Neighbor-joining) obtenido 
por análisis de matriz a distancia de secuencias del gen 16S rRNA, que muestra la 
relación de las cepas tipo del género Nocardiopsis y las cepas similares reportadas en 
GenBank con las cepas NBAM42 Ta2, NBAM29 Ta3, NBAM28 Ta6 y NBAM56 Ta13 
aisladas en este estudio. .................................................................................................... 36 
Figura 10. Árbol filogenético de unión al vecino más cercano (Neighbor-joining) 
obtenido por análisis de matriz a distancia de secuencias del gen 16S rRNA, que muestra 
la relación de las cepas tipo del género Kocuria y las cepas similares reportadas en 
GenBank con la cepa NBAM47 Ta5 aislada en este estudio. ........................................... 37 
 
 
V 
 
Figura 11. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas 
tipo del género Microbacterium y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa 
NBAM15 Ta9 aislada en este estudio. .............................................................................. 38 
Figura 12. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas 
tipo del género Salinispora y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa 
NBAM18 Ta8 aislada en este estudio. .............................................................................. 39 
Figura 13. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas 
tipo del género Sanguibacter y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa 
NBAM33 Ta4 aislada en este estudio. .............................................................................. 40 
Figura 14. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas 
tipo del género Micrococcus y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa 
NBAM30 Ta4 aislada en este estudio. .............................................................................. 41 
Figura 15. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas 
tipo del género Saccharopolyspora y las cepas similares reportadas en GenBank con la 
cepa NBAM40 Ta7 aislada en este estudio. ..................................................................... 42 
Figura 16. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas 
tipo del género Streptomyces y las cepas similares reportadas en GenBank con las cepas 
NBAM52 Ta1, NBAM54 Ta10, NBAM49 Ta11, NBAM55 Ta12 y NBAM50 Ta14 
aisladas en este estudio. .................................................................................................... 43 
Figura 17. Amplificación de las secuencias cetosintetasa (KS) por PCR de los morfotipos 
aislados. ............................................................................................................................. 44 
Figura 18. Curva de crecimiento a las 72 horas de la microalga Chlamydomonas sp. 
contra las actinobacterias cultivables asociadas a P. verrucosa. ...................................... 46 
 
 
VI 
 
Figura 19. Curva de crecimiento a las 72 horas de la cianobacteria Arthrospira maxima 
contra las actinobacterias cultivables asociadas a P. verrucosa. ...................................... 47 
Figura 20. Observación al microscopio 40x de los cultivos analizados a las 72 horas 
contra las actinobacterias asociadas a P. verrucosa. A) Arthrospira maxima, B) 
Chlamydomonas sp. .......................................................................................................... 48 
Figura 21. Curva de crecimiento a las 72 horas de la microalga Chlamydomonas sp. .... 49 
Figura 22. Curva de crecimiento a las 72 horas de la cianobacteria Arthrospira maxima.
........................................................................................................................................... 50 
Figura 23. Análisis de crecimiento celular: C) Observación en microscopio óptico 40x 
del efecto algicida de la actinobacteria X48 sobre la cianobacteria modelo Arthrospira 
maxima, D) Tratamiento del cultivo de Chlamydomonas sp., con la actinobacteria X48 al 
inicio y al final del experimento. ...................................................................................... 51 
 
 
 
 
 
 
VII 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
 
Cuadro 1. Actinobacterias cultivables asociadas a corales duros alrededor del mundo.. . 7 
Cuadro 2. Medios de cultivo para el aislamiento de actinobacteriascultivables: A1 C+G, 
M1 y M2. .......................................................................................................................... 18 
Cuadro 3. Composición de medios de cultivo para cianobacterias y microalgas. ......... 26 
Cuadro 4. Caracterización de Morfotipos por morfología y color de la colonia. .......... 29 
Cuadro 5. Comparación de las secuencias parciales del 16S ribosomal de las bacterias 
aisladas con las secuencias de las bacterias tipo reportadas en el NCBI. ......................... 34 
Cuadro 6. Actividad antibiótica y antifúngica de los extractos probados de las 
actinobacterias del coral P. verrucosa. ............................................................................. 45 
 
 
 
 
 
 
 
 
VIII 
 
 
RESUMEN 
 
Las Actinobacterias son un componente importante en el microbioma de los corales, su 
abundancia en el microbioma coralino es del 4–10% y su función en los corales parece 
ser muy amplia, aunque no se ha definido claramente. Debido a que poseen un genoma 
muy grande con una gran variedad de genes que codifican para múltiples antibióticos y 
enzimas, se cree que actúan como defensa química contra organismos patógenos, que 
participan también en la asimilación de nutrimentos y recientemente, se sugirió que 
interaccionan simbióticamente bioestimulando a las microalgas endosimbióticas del coral 
(Symbiodinium sp.), entre otras funciones. El interés por entender las funciones de las 
actinobacterias en el coral, así como explorar su capacidad de utilización biotecnológica 
es cada vez mayor en la comunidad científica. Por ello, el objetivo de este estudio fue 
aislar e identificar filogenéticamente actinobacterias cultivables asociadas al coral 
Pocillopora verrucosa, para evaluar su capacidad biosintética y su actividad biológica 
relacionada con la función de defensa química de las actinobacterias para el coral. Los 
corales fueron recolectados en seis sitios del Pacifico Central Mexicano y se probaron 
diferentes estrategias para el aislamiento selectivo de estas bacterias. Posteriormente, las 
actinobacterias aisladas se identificaron por secuenciación del 16S ribosomal, se 
criopreservaron y almacenaron en el cepario del Laboratorio de Ecología Molecular, 
Microbiología y Taxonomía (LEMITAX). A una submuestra de las bacterias aisladas se 
le realizaron bioensayos para determinar su actividad antibiótica, antifúngica y algicida. 
Los resultados evidenciaron que el pre-tratamiento a las muestras, así como el uso de 
medios selectivos son necesarios para aislar selectivamente el mayor número de cepas de 
Actinobacterias. Se logró aislar un total de 29 cepas que se relacionaron a siete familias 
del Orden Actinomycetales las cuales se asemejan a las especies Streptomyces pactum, 
Streptomyces chumphonensis, Streptomyces albidoflavus, Streptomyces qinglanensis, 
Streptomyces diastaticus subsp. ardesiacus, Nocardiopsis aegyptia, Nocardiopsis 
halotolerans, Nocardiopsis dassonvillei subsp. albirubida, Kocuria oceani, Micrococcus 
luteus, Saccharopolyspora cebuensis, Microbacterium paraoxidans, Salinispora 
 
 
IX 
 
arenicola y Sanguibacter inulinus. Destacando tres cepas con un porcentaje de similitud 
< 98.9% a secuencias de cepas tipo, por lo cual es probable que correspondan a especies 
no descritas, relacionadas altamente a Streptomyces quinglanensis y a Nocardiopsis 
halotolerans. Todas las cepas identificadas fueron positivas a la amplificación por PCR 
de secuencias policetidos sintetasas (PKS), lo que indica que estas cepas tienen la 
capacidad de biosintetizar múltiples metabolitos secundarios; Seis de las cepas aisladas 
del coral P. verrucosa, no mostraron actividad antibiótica, antifúngica, ni algicida. En 
contraste, una cepa aislada del coral submasivo Pavona gigantea; mostró un efecto 
algicida selectivo contra la cianobacteria Arthrospira maxima. Se sugiere una posible 
función de defensa y protección de la actinobacteria en este coral contra cianobacterias de 
la región PCM. Los resultados obtenidos en este trabajo, dan la pauta para continuar 
estudiando las cepas de actinobacterias aisladas desde diferentes perspectivas 
biotecnológicas, ecológicas entre otras. 
 
Palabras clave: Actinobacterias marinas, bacterias de coral, efecto algicida, 
cianobacterias, microalgas. 
 
 
ABSTRACT 
 
 
Actinobacteria are an important component in the coral microbiome, their abundance in 
the coral microbiome is 4-10%, and their role in corals appears to be very broad, although 
it has not been clearly defined. Because they have a very large genome with a great 
variety of genes that code for multiple antibiotics and enzymes, it is believed that they act 
as a chemical defense against pathogenic organisms, which also participate in the 
assimilation of nutrients and it was recently suggested, that they interact symbiotically by 
biostimulating coral endosymbiotic microalgae (Symbiodinium sp.), among other 
functions. The interest in understanding the functions of actinobacteria in coral, as well as 
exploring their capacity for biotechnological use, is growing in the scientific community. 
Therefore, the objective of this study was to isolate and identify cultivable actinobacteria 
 
 
X 
 
phylogenetically associated with the coral Pocillopora verrucosa, to evaluate their 
biosynthetic capacity and their biological activity related to the chemical defense function 
of actinobacteria for the coral. The corals were collected in six sites in the Central 
Mexican Pacific and different strategies were tested for the selective isolation of these 
bacteria. Subsequently, the isolated actinobacteria were identified by 16S ribosomal 
sequencing, cryopreserved and stored in the Laboratory of Molecular Ecology, 
Microbiology and Taxonomy (LEMITAX) strain. Bioassays were performed on a 
subsample of the isolated bacteria to determine their antibiotic, antifungal and algicide 
activity. The results showed that the pre-treatment of the samples, as well as the use of 
selective media are necessary to selectively isolate the largest number of Actinobacteria 
strains. A total of 29 strains were isolated that were related to seven families of the Order 
Actinomycetales, which resemble the species Streptomyces pactum, Streptomyces 
chumphonensis, Streptomyces albidoflavus, Streptomyces qinglanensis, Streptomyces 
diastaticus subsp. ardesiacus, Nocardiopsis aegyptia, Nocardiopsis halotolerans, 
Nocardiopsis dassonvillei subsp. albirubida, Kocuria oceani, Micrococcus luteus, 
Saccharopolyspora cebuensis, Microbacterium paraoxidans, Salinispora arenicola and 
Sanguibacter inulinus. Highlighting three strains with a percentage of similarity < 98.9% 
to sequences of type strains, for which it is likely that they correspond to undescribed 
species, highly related to Streptomyces quinglanensis and Nocardiopsis halotolerans. All 
identified strains were positive to PCR amplification of polyketide synthetases (PKS) 
sequences, indicating that these strains have the ability to biosynthesize multiple 
secondary metabolites; Six of the isolates of coral P. verrucosa did not show antibiotic, 
antifungal, or algicide activity. In contrast, an isolated strain of the submassive coral 
Pavona gigantea; showed a selective algicidal effect against the cyanobacterium 
Arthrospira maxima. A possible defense and protection function of actinobacteria in this 
coral against cyanobacteria from the PCM region is suggested. The results obtained in 
this work give the guideline to continue studying the isolated strains of actinobacteria 
from different biotechnological and ecological perspectives, among others. 
 
Key words: Marine actinobacteria, coral bacteria, algicide effect, cyanobacteria, 
microalgae. 
 
 
1 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
Los corales albergan una gran diversidad de microorganismos que colonizan varios 
compartimentos dentro y fuera del coraldesde el mucus, tejido, cavidad gástrovascular y 
exoesqueleto (Ainsworth et al., 2015; Bourne et al., 2016; Rosenberg y Zilber-rosenberg 
2018). En cada parte del coral estas comunidades microbianas difieren en su diversidad y 
abundancia, lo que ha sugerido una especialización funcional (Oppen y Blackhall 2019). 
Algunos de estos microrganismos realizan interacciones simbióticas que son 
fundamentales para el éxito ecológico de los corales (Pernice et al., 2019), porque 
contribuyen a la salud, nutrición y resiliencia del coral (Bourne et al., 2016). La 
composición microbiana puede responder a múltiples factores bióticos y abióticos, como 
son: la especie de coral hospedero, variables ambientales, estructura y condición del 
hábitat, diferencias geográficas e intervención humana (Yang et al., 2017). Sin embargo, 
algunos grupos bacterianos del microbioma son altamente específicos tanto de la especie 
como del compartimento del coral (Cai et al., 2018). Específicamente los miembros del 
Phylum Actinobacteria conforman uno de estos grupos que tienen especificidad alta por 
tejidos internos de los corales, por lo que posiblemente poseen una función importante en 
ellos (Ainsworth et al., 2015; Sun et al., 2016). Se ha observado, que las bacterias 
patógenas aumentan y la composición de actinobacterias cambia ante el incremento de la 
temperatura en el coral Acropora digitifera (Gajigan et al., 2017). Además, se ha visto 
que el aumento de la cobertura de algas o cianobacterias en el arrecife, suele coincidir 
con la disminución de actinobacterias en los corales (Zaneveld et al., 2016). 
En los estudios sobre Actinobacterias Cultivables de Corales (ACC) se destaca su 
diversidad, pero sobre todo la producción de metabolitos secundarios bioactivos con 
diversas propiedades antibacterianas, citotóxicas, antifúngicas, neurológicas, 
anticancerígenas, antialgales y antivirales (Valli et al., 2012; Karuppiah et al., 2016). El 
género Streptomyces es uno de los más estudiados por producir metabolitos secundarios 
nuevos, como los policetidos clorados estreptocloritidos y los tiazoles que tienen 
actividad antimicrobiana, antifúngica y citotoxicidad (Fu et al., 2013). Otros compuestos 
sintetizados por Streptomyces como triptamina y triptolina tienen actividad algicida 
(Zhang et al., 2016). En los corales duros Porites lutea, Galaxea fascicularis y Acropora 
 
 
2 
 
millepora las ACC tienen una bioactividad alta contra los patógenos de coral Vibrio 
alginolyticus y Vibrio coralliilyticus (Li et al., 2014). En otros corales como Coscinaraea 
columna, Platygyra daedalea y Porites harrisoni, las actinobacterias se han aislado 
selectivamente del tejido interno y mucus del coral (externo del coral), las cuales han 
evidenciado una actividad antimicrobiana contra bacterias Gram negativas y Gram 
positivas, sugiriendo un potencial antimicrobiano dentro y fuera de la superficie del coral 
(Mahmoud y Kalendar 2016). Esto ha dado la pauta para proponer la hipótesis de que 
este Phylum puede producir metabolitos secundarios bioactivos como una función 
potencial de defensa química ante patógenos del coral (Bai et al., 2011; Zaneveld et al., 
2016; Mahmoud y Kalendar, 2016). 
En el Pacífico Central Mexicano (PCM) el coral duro Pocillopora verrucosa es el 
constructor principal de arrecifes de la región (Reyes et al., 2013). Estudios 
metagenómicos previos muestran una diversidad amplia de bacterias asociadas al tejido y 
mucus de P. verrucosa del PCM (Hernández et al., 2017), pero son pocos los estudios de 
la diversidad cultivable de actinobacterias asociadas a este coral, y son aún menos los 
trabajos que estudian la capacidad metabólica y biológica de actinobacterias aisladas de 
P. verrucosa. 
En este sentido, este trabajo aisló actinobacterias cultivables asociadas a P. verrucosa en 
seis sitios localizados en el Pacífico Central Mexicano, para estudiar si estas presentan la 
capacidad de biosintetizar metabolitos secundarios y si tienen actividad antibiótica, 
antifúngica y/ o algicida. Cabe destacar que él estudió actual ha implicado un gran reto, 
ya que la abundancia de Actinobacterias en corales es 4-8% (Hernández et al., 2017). 
Además, la tasa de crecimiento de actinobacterias es más lenta que la de bacterias gram 
negativas, por lo que los protocolos de pretratamiento y aislamiento selectivo de estas 
bacterias demuestran que, para su aislamiento, cultivó y estudio, se requiere de una gran 
habilidad técnica en laboratorio. A pesar de este gran reto, los resultados son 
significativos y representan avances importantes que van desde el crecimiento del acervo 
de cepas de actinobacterias del cepario LEMITAX, su identificación molecular precisa y 
la caracterización de su potencial producción de metabolitos secundarios. Los resultados 
obtenidos en este estudio son relevantes y tienen implicaciones ecológicas y 
 
 
3 
 
biotecnológicas. Además, apoyan la hipotesis de que las actinobacterias tienen un papel 
de defensa química en el coral. 
 
 
 
 
 
4 
 
2. ANTECEDENTES 
 
2.1 Actinobacterias marinas 
Los primeros estudios de actinobacterias marinas fueron en 1989 por el grupo de 
investigación liderado por William Fenical del Instituto de Oceanología Scripps, CA 
U.S.A. quienes aislaron del sedimento marino las primeras cepas de actinobacterias que 
tenían la característica de crecer únicamente en medios de cultivo con agua de mar 
(Jensen et al., 1991). Posteriormente, los estudios basados en las herramientas 
moleculares de la época, revelaron que esas actinobacterias eran distintas de todas las 
especies de la familia Micromonosporaceae y que estaban estrechamente relacionadas al 
género Micromonospora por lo que se sugirió que pertenecían a un nuevo género 
propuesto como Salinospora (Mincer et al., 2002). 
Desde esas fechas a la actualidad, las investigaciones en Actinobacterias marinas son 
muy diversas y van desde estudios de su distribución, diversidad, posible función 
ecológica y su potencial uso biotecnológico. Las investigaciones utilizan diferentes 
técnicas como son el análisis genómico por huella genética, secuenciación, técnicas de 
hibridación de ADN, construcción de bibliotecas metagenómicas, secuenciación de 
próxima generación (NGS), metaproteómica, metatranscriptómica, metabolómica, 
cromatografía líquida de alta presión (HPLC), espectrometría de masas y análisis de 
resonancia magnética nuclear (RMN). Esto ha ayudado a complementar la labor de 
análisis y caracterización de estas bacterias (Udwary et al., 2007; Dhakal et al., 2017; 
Bauermeister et al., 2018; Sekurova et al., 2019). 
Un gran número de actinobacterias marinas detectadas por métodos metagenómicos, se 
han catalogado como cepas viables, no cultivables (Ramamurthy et al., 2014). Sin 
embargo, en la actualidad se emplean múltiples estrategias en el laboratorio que imitan el 
entorno natural de estas bacterias tanto en nutrimentos, oxigeno, pH, temperatura, entre 
otras variables y condiciones, que han permitido un mayor éxito en el aislamiento de 
actinobacterias marinas que antes eran catalogadas como no cultivables (Tiwari y Gupta 
2013; Subramani, 2019). 
 
 
5 
 
Las actinobacterias marinas se han encontrado asociadas al sedimento marino, agua de 
mar, pasto marino, esponjas, corales, peces, cangrejos, pepinos de mar, moluscos, 
ascidias, algas y otros sustratos marinos (Baskaran et al., 2017). Asimismo, estas 
bacterias se han adaptado a vivir en diferentes condiciones de estrés marino como: la 
presión hidrostática, temperaturas altas y bajas, salinidad y competencia con otros 
microrganismos (Debbab et al., 2010; Braddock, 2019; Kasanah y Triyanto 2019). Las 
actinobacterias participan en varios procesos geológicos y ecológicos fundamentales en el 
océano, como el mejoramiento de parámetros físicos y protección del entorno, el reciclaje 
orgánico, mineralización de sedimentos, inmovilizaciónde nutrimentos y degradación 
del material orgánico con la secreción de enzimas extracelulares como quitinasas, 
ligninasa, pectinasas y xilanasas, además, de que algunos géneros pueden degradar los 
hidrocarburos del petróleo (Sheikm et al., 2018; Gobalakrishnan et al., 2018). 
Por otra parte, su uso biotecnológico potencial es muy amplio, por ejemplo 39% de los 
compuestos obtenidos de actinobacterias marinas tienen actividad citotóxica, 31% 
antimicrobiana, 20% actividad neurológica, antifouling, antiinflamatoria, antioxidante, 
inhibidora, antimalaria, anti VIH y un 10% poseen otras bioactividades (Baskaran et al., 
2017). También, diversos géneros de actinobacterias presentan actividad para el control 
de las poblaciones de algas y cianobacterias dañinas (An et al., 2015; Zhang et al., 2015; 
Yu et al., 2019; Kong et al., 2020). Algunas enzimas e inhibidores de enzimas producidas 
por estas bacterias, tienen un papel importante en la industria de textiles, comida, papel, 
cuero, cosméticos, procesos de fermentación, tratamiento de aguas residuales, entre otras 
(Salwan y Sharma 2019). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
2.2 Actinobacterias en el coral 
En los corales Pocillopora damicornis y Pocillopora verrucosa, las actinobacterias tienen 
una abundancia de 4% (Hernández et al., 2017), en el mucus del coral Fungia granulosa 
es del 7% (Kooperman et al., 2007), en Porites astreoides es 6% (Wegley et al., 2007), 
Paragorgea arborea, Plumarella superba y Cryogorgia koolsae es del 10% (Gray et al., 
2011), Porites lutea, Galaxea fascicularis y Acropora millepora < 10% (Li et al., 2013) y 
en Acropora palmata es 7% (Sánchez y Falcòn 2019). Sin embargo, para tener un mejor 
entendimiento de la función de estas bacterias en corales, es importante aislarlas, 
cultivarlas y estudiarlas. 
El inicio de las investigaciones relacionadas a ACC fue en 1991 durante una expedición 
liderada por William Fenical en el Golfo de California, a bordo del buque de 
investigación ORV John lsaacs (SIO), quienes recolectaron un coral gorgonio del género 
Pacifigorgia de donde se aisló la primera cepa de actinobacteria. Esa bacteria pertenecía 
al género Streptomyces sp. y tenía la capacidad de biosintetizar dos nuevas lactonas 
citotóxicas de ocho anillos, llamadas octalactinas A y B (Tapiolas et al., 1991). A partir 
de entonces, se ha logrado aislar diferentes especies de actinobacterias ya conocidas y 
nuevas asociadas a corales duros (Cuadro 1), resaltando las especies nuevas como: 
Janibacter corallicola aislada del coral Acropora gemmifera en Palau, Filipinas 
(Kageyama et al., 2007), Prauserella corallicola, descubierta en el coral duro Galaxea 
fascicularis en los arrecifes de Luhuitou en China (Wu et al., 2014), Myceligenerans 
cantabricum aislada de un coral solitario de aguas profundas de la familia Caryophillidae 
en el Cañón Aviles en la Costa Asturiana en España (Sarmiento et al., 2015); 
Rhodococcus electrodiphilus aislada de un coral desconocido en la costa Shivrajpur en la 
India (Ramaprasad et al., 2019). 
 
 
 
 
 
 
7 
 
Cuadro 1. Actinobacterias cultivables asociadas a corales duros alrededor del mundo. 
* actinobacterias aisladas por primera vez a partir de corales. 
 
Coral (Duro) 
 
Localidad 
 
Actinobacterias aisladas 
 
Referencia 
 
 
Acropora 
cervicornis 
 
Isla Bidong, 
Terengganu, Malasia 
 
Actinomyces sp. 
Micrococcus roseus 
Micrococcus sp. 
Micrococcus varians 
 
 
Kalimutho et al. 
(2007) 
Acropora clathrata 
 
Porites compressa 
Kuwait, Golfo 
Arábigo, 
Océano Índico 
 
Dietzia maris 
Gordonia bronchialis 
Gordonia lacunae 
Kocuria flava 
Micrococcus luteus 
Mycobacterium 
chlorophenolicum 
 
Al-dahash y 
Mahmoud (2012) 
Acropora digitifera Isla Hare, Golfo de 
Mannar, India 
Actinobacterium sp. 
Micrococcus luteus 
Propionibacterium sp. 
Streptomyces akiyoshinensis 
Streptomyces rochei 
 
Brachybacterium sp. 
Brevibacterium sp. 
Kocuria rosea 
Kocuria flavus 
 
Curtobacterium sp. 
Kocuria sp. 
Micrococcus sp. 
Propionibacterium sp. 
Streptomyces sp. 
 
Nithyanand y 
Pandian (2009) 
 
 
 
 
Nithyanand y 
Pandian (2009 a) 
 
 
 
Nithyanand et al. 
(2011) 
 
Acropora 
gemmifera 
Angauru Coral 
Garden 
Palau, Filipinas 
Janibacter corallicola* 
 
 
Kageyama et al. 
(2007) 
 
Acropora 
hyacinthus 
 
Isla Tutuila, 
Bahía Vatia, 
Samoa Americana, 
Océano Pacifico 
 
Brachybacterium 
paraconglomeratum 
Kocuria rhizophila 
Kytococcus sedentarius 
Microbacterium paraoxydans 
Micrococcus luteus 
 
 
Wilson et al. 
(2012) 
 
Continua Cuadro 1. 
 
 
 
8 
 
Acropora millepora 
 
 
Arrecifes de Luhuitou 
Sanya, provincia de 
Hainan, China 
 
Brevibacterium epidermidis 
Cellulosimicrobium funkei 
Gordonia sp. 
Jiangella gansuensis 
Microbacterium ginsengisoli 
Microbacterium paraoxidans 
Micromonospora aurantiaca 
Nocardiopsis flavescens 
Nocardiopsis yanglingensis 
Pseudonocardia 
ammoniooxydans 
Pseudonocardia 
carboxydivorans 
Streptomyces fimicarius 
 
Li et al. (2014) 
Acropora palmata Arrecife Looe Key, 
Santuario Marino 
Nacional Florida 
Keys, EUA 
Kocuria sp. 
 
 
 
 
Ritchie, (2006) 
 
Coral de la familia 
Caryophillidae 
Cañón Avilés, Costa 
asturiana, España 
Myceligenerans 
cantabricum* 
 
 Sarmiento et al. 
(2015) 
Catalaphyllia sp. Osaka, Japón Micrococcus sp. 
 
Sharma et al. 
(2020) 
 
Coscinaraea 
columna 
 
Kuwait, Golfo 
Arábigo, 
Océano Índico 
 
 
Arthrobacter sp. 
Brevibacterium sp. 
Cellulomonas sp. 
Dermacoccus sp. 
Devriesea sp. 
Kocuria sp. 
Micrococcus sp. 
Nocardia sp. 
Rhodococcus sp. 
Streptomyces sp. 
 
 
Mahmoud y 
Kalendar (2016) 
Desmophyllum sp. Cañón Avilés, Costa 
asturiana, España 
Streptomyces cyaneofuscatus 
 
 
Braña et al. (2014) 
Diploria strigosa 
 
Isla Aguja, Panamá 
 
Micrococcus yunnanensis 
Nocardiopsis alba 
 
Càrdenas et al. 
(2012) 
Fungia scutaria Golfo de Eilat, Mar 
rojo, 
Océano Índico 
Dermatophilus congolensis 
Kocuria sp. 
Kytococcus sedentarius 
Micrococcus luteus 
 
Lampert et al. 
(2006) 
Galaxea fascicularis Isla Peucang, Ujung 
Kulon, Indonesia 
 
Arthrobacter nicotianae 
Agroccoccus jenensis 
Kocuria sp. 
Microbacterium sp. 
Sabdono et al. 
(2005) 
 
 
Continua Cuadro 1. 
 
 
9 
 
 Arrecifes de Luhuitou 
Sanya, provincia de 
Hainan, China 
 
 
Prauserella coralliicola* 
 
Amycolatopsis sp. 
Brachybacterium 
paraconglomeratum 
Brevibacterium epidermidis 
Brevibacterium picturae 
Gordonia sp. 
Jiangella alba 
Jiangella gansuensis 
Microbacterium aerolatum 
Micrococcus yunnanensis 
Micromonospora aurantiaca 
Nocardiopsis alba 
Nocardiopsis dassonvillei 
subsp. albirubida 
Nocardiopsis flavescens 
Prauserella marina 
Pseudonocardia kongjuensis 
Streptomyces fimicarius 
Streptomyces variabilis 
Tsukamurella pulmonis 
 
Wu et al. (2014) 
 
Li et al. (2014) 
Lophelia pertusa 
 
Cañón Avilés, Costa 
asturiana, España 
Streptomyces carnosus 
Streptomyces sp. 
 
 
Braña et al. (2014), 
(2017) 
Sarmiento et al. 
(2017) 
 
Platygyra carnosus Parque Marino Hoi 
Ha Wan, China 
Rothia amarae 
 
 
Chiu et al. (2011) 
Platygyra daedalea Kuwait, Golfo 
Arábigo, 
Océano Índico 
 
Agrococcus sp. 
Arthrobacter sp. 
Brachybacterium sp. 
Brevibacterium sp. 
Cellulomonas sp. 
Dietzia sp. 
Kinecoccus sp. 
Kocuria sp. 
Marmoricola sp. 
Micromonospora sp. 
Microbacterium sp. 
Ornithinimicrobium sp. 
Rhodococcus sp. 
Streptomyces sp. 
 
Mahmoud y 
Kalendar (2016) 
Porites harrisoni Kuwait, Golfo 
Arábigo, 
Océano Índico 
Arthrobacter sp. 
Brevibacterium sp. 
Marmoricola sp. 
Microbacterium sp. 
Micrococcus sp. 
Nocardia sp. 
Kocuria sp. 
Rhodococcus sp. 
Streptomyces sp. 
Mahmoud y 
Kalendar (2016) 
 
Continua Cuadro 1. 
 
 
10 
 
Porites lobata 
 
Costas del PacíficoCentral Mexicano 
Salinispora arenicola 
 
 
Ocampo et al. 
(2020) 
Porites lutea 
 
Arrecifes de Luhuitou 
Sanya, provincia de 
Hainan, China 
 
Brachybacterium 
paraconglomeratum 
Brevibacterium epidermidis 
Brevibacterium picturae 
Cellulosimicrobium funkei 
Gordonia sp. 
Gordonia westfalica 
Micromonospora aurantiaca 
Mycobacterium gilvum 
Mycobacterium parafortuitum 
Mycobacterium vanbaalenii 
Nocardiopsis yanglingensis 
Streptomyces rutgersensis 
Streptomyces variabilis 
Streptomyces 
viridodiastaticus 
 
Rothia amarae 
 
Li et al. (2014) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Li et al. (2017) 
Porites panamensis 
 
 
Golfo de California, 
México 
 
Costas del Pacífico 
Central Mexicano 
Kocuria turfanensis 
 
 
Salinispora arenicola 
González et al. 
(2019) 
 
Ocampo et al. 
(2020) 
 
Siderastrea siderea Isla Aguja, Panamá Brevibacterium linens 
Leucobacter komagatae 
Microbacterium 
arabinogalactanolyticum 
Microbacterium oxydans 
Càrdenas et al. 
(2012) 
 
 
 
Tubastraea coccinea 
 
 
 
Bahía Zhao’an, 
Mar del Este de 
China 
Brevibacterium fermense 
Dietzia sp. 
 
Kocuria palustris 
Micromonospora echinospora 
Streptomyces sampsonii 
Streptomyces variabilis 
 
 
 
 
Yang et al. (2013) 
 
2.3 Importancia de las actinobacterias en los corales 
 
El Phylum Actinobacteria son organismos clave que potencialmente mantienen la salud 
de los corales (Webster y Gorsuch, 2020). Una de las funciones posibles de estas 
bacterias es como un arma de defensa química contra patógenos de los corales (Zaneveld 
et al., 2016; Mahmoud y Kalendar, 2016). Debido a que biosintetizan un espectro amplio 
de metabolitos secundarios bioactivos contra otros microorganismos incluyendo bacterias 
 
 
11 
 
patógenas de corales (Nithyanand y Pandian, 2009; Yang et al., 2013; Li et al., 2014; 
Sheikh et al., 2018). Se ha reportado que la estructura microbiana y en particular este 
Phylum, cambia cuando los corales están enfermos. Por ejemplo, en los corales Diploria 
strigosa y Siderastrea siderea cuando están enfermos por la peste blanca, hay un 
aumento de actinobacterias cultivables relacionadas a los géneros Brevibacterium 
(especie B. linens), Microbacterium, Micrococcus y Leucobacter (Càrdenas et al., 2012). 
En cambio, las actinobacterias cultivables únicamente pertenecen al género Micrococcus 
en corales sanos (Càrdenas et al., 2012). Otro estudio demuestra que las actinobacterias 
del género Rothia se han detectado solo en corales enfermos con anomalías de 
crecimiento esquelético de la especie Platygyra carnosus en el Parque marino Hoi Ha 
Wan, Hong Kong (Chiu et al., 2011). La especie R. amarae es productora del 
autoinductor 2, molécula de señalización que utilizan las bacterias para la comunicación 
de célula a célula, lo que es considerado como un papel fundamental en la estructuración 
de la comunidad microbiana del mucus del coral al responder al estrés ambiental, por lo 
que es probable que estas bacterias beneficien al coral (Li et al., 2017). 
En diferentes estudios se reporta que las ACC presentan bioactividad antibiótica y 
antifúngica. Aproximadamente el 51.6% de ACC en Antipathes dichotoma (coral blando) 
tienen actividad antibiótica contra los patógenos de los corales Micrococcus luteus y 
Pseudoaltermonas piscida, así como actividad antifúngica contra Aspergillus versicolor y 
Aspergillus sydowii (Zhang et al., 2012). En otros estudios, las ACC Lophelia pertusa 
presentan una gran actividad antibiótica contra patógenos clínicos resistentes (Sarmiento 
et al., 2017). También, las ACC aisladas de un coral duro de la familia Poritidae 
biosintetizan compuestos con actividad contra los hongos patógenos Aspergillus flavus y 
Candida albicans (Nurkhasanah y Radjasa 2016). Asimismo, representantes de este 
Phylum tienen la capacidad de producir compuestos como un potencial algicida 
importante para controlar y regular distintas poblaciones de algas y cianobacterias (Bai et 
al., 2011; Zheng et al., 2013; An et al., 2015; Kim et al., 2015; Phankhajon et al., 2016; 
Yu et al., 2019). 
Se ha reportado que las ACC presentan actividad inhibidora contra la formación de 
biopelículas. Por ejemplo, las Actinobacterias S. akiyoshinensis, S. rochei, 
Propionibacterium sp., Actinobacterium sp. y Micrococcus luteus aisladas del mucus del 
 
 
12 
 
coral Acropora digitifera actúan contra la formación de biopelículas del patógeno 
Streptococcus pyogenes, proporcionando un mecanismo para reducir la hidrofobicidad de 
la biopelícula y afectar la colonización de bacterias que puedan ser dañinas en el coral 
(Nithyanand et al., 2010). 
Se ha visto que las ACC pertenecientes a los géneros Brachybacterium sp., 
Brevibacterium sp. y Kytococcus sp. son degradadores de pesticidas organofosforados 
utilizados en las prácticas agrícolas, una actividad de protección al coral contra la 
contaminación por pesticidas (Sabdono y Radjasa 2008). En los corales Acropora 
clathrata y Porites compressa cerca del 23% de ACC pueden desempeñar también un 
papel importante en la degradación y reducción de la toxicidad del aceite y petróleo (Al-
dahash y Mahmoud 2012). 
 
 
 
 
13 
 
3. HIPÓTESIS 
 
Estudios recientes indican la presencia de un microbioma asociado a los corales 
esclereactinios, el cual está conformado por un microbioma núcleo o permanente y uno 
de transición. En ambos microbiomas se han encontrado integrantes del Phylum 
Actinobacteria. Se ha especulado que una función muy importante de este Phylum es la 
defensa contra microrganismos patógenos. En este sentido se plantea que las 
actinobacterias asociadas al coral Pocillopora verrucosa desempeñan una función de 
defensa ante patógenos, por lo tanto, pueden llegar a producir moléculas bioactivas con 
actividad antibiótica, antifúngica o un efecto algicida. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
14 
 
 
4. OBJETIVO GENERAL 
 
• Identificar filogenéticamente actinobacterias cultivables asociadas al coral P. 
verrucosa del Pacifico Central Mexicano, para evaluar su capacidad biosintética y 
actividad biológica. 
 
4.1 Objetivos particulares 
• Aislar e identificar las actinobacterias cultivables asociadas al coral P. 
verrucosa. 
• Evaluar el potencial bioactivo de las actinobacterias recuperadas por medio de 
la presencia de secuencias cetosintetasa (KS). 
• Evaluar la actividad antibiótica, antifúngica y algicida de actinobacterias 
cultivables asociadas al coral P. verrucosa. 
• Comparar la actividad algicida de una ACC de P. gigantea contra las ACC de 
P. verrucosa del Pacifico Central Mexicano. 
 
 
15 
 
 
5. MATERIALES Y MÉTODOS 
5.1 Recolecta de corales P. verrucosa 
La recolecta de los corales P. verrucosa, se realizó por buceo autónomo en seis sitios de 
muestreo con ecosistemas de coral localizados en el Pacífico Central Mexicano (Figura 
1): 
 
A. Punto B, Colima (PB) (19º5’55.21’’N, 104º23’24.47’’O) 
B. Carrizales, Colima (CRZ) (19º3’28.87’’N, 104º15’40.25’’O) 
C. Cuastecomates, Jalisco (CUM) (19º13’2.46’’N, 104º43’4.66’’O) 
D. Santuario Islas de Bahía de Chamela, Jalisco (BCH) (21º18’14.71’’N, 
105º29’35.87’’O) 
E. Parque Nacional Islas Marietas, Nayarit (IMN) (20º41’54.1’’N, 
105º34’58.1’’O) 
F. Parque Nacional Isla Isabel, Nayarit (PNII) (21º50’39.62’’N, 
105º52’46.96’’O) 
 
En cada sitio se tomó un fragmento de P. verrucosa de 5-10 cm de longitud y se colocó 
en una bolsa de plástico con agua de mar que circulaba alrededor del coral. Una vez 
puestas las muestras en la embarcación, se enjuagaron con agua de mar estéril con el 
propósito de retirar el moco exudado por el organismo y los microorganismos intrusos o 
contaminantes. Después las muestras se mantuvieron a 4ºC hasta su procesamiento en el 
Laboratorio de Ecología Molecular, Microbiología y Taxonomía (LEMITAX) del Centro 
Universitario de Ciencias Biológicasy Agropecuarias (CUCBA), Universidad de 
Guadalajara, Jalisco. Posteriormente las muestras fueron trabajadas inmediatamente para 
el cultivo microbiológico y aislamiento de cepas. 
 
 
 
 
16 
 
 
Figura 1. Área de estudio y sitios de muestreo en el Pacifico Central Mexicano (PCM). 
Códigos de sitios: PB es Punto B, Colima; CRZ es Carrizales, Colima; CUM es 
Cuastecomates, Jalisco; BCH es Santuario Islas de Bahía Chamela, Jalisco; IMN es Parque 
Nacional Islas Marietas, Nayarit; PNII es Parque Nacional Isla Isabel, Nayarit. 
(Recuperado y modificado de ArcGIS Online 2020). Esri, HERE, Garmin, FAQ, NOAA, 
USGS, EPA. ‘’Océanos’’ (mapa base). Escala no vista. ‘’Área de estudio: Pacifico Central 
Mexicano’’. 24 de marzo del 2020. Recuperado de https://www.arcgis.com/index.html. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://www.arcgis.com/index.html
 
 
17 
 
5.2 Pretratamiento de las muestras de coral 
 
En el laboratorio, los fragmentos de P. verrucosa de cada sitio, se lavaron y enjuagaron 
nuevamente con agua de mar filtrada y esterilizada para eliminar el mucus de coral. 
Después el tejido se despegó del coral con el uso de un cepillo y agua de mar estéril. 
Posteriormente se realizaron los siguientes pre-tratamientos: 
1) El tejido se secó en campana de flujo laminar durante 48 horas (tejido estampado = 
TE), 
2) El tejido se diluyó por diluciones seriadas hasta 1 x 10-6 (tejido dilución = TD). 
3) El esqueleto de coral sin tejido se secó durante 72 horas en una campana de flujo 
laminar y después se macero hasta obtener polvo (esqueleto de coral = C). 
 
5.3 Aislamiento de Actinobacterias 
 
Cada muestra por separado y por pre-tratamiento fueron inoculadas sobre tres medios de 
cultivo A1 C+G, M1 y M2 para el aislamiento de actinobacterias (Cuadro 2) (Mincer et 
al., 2002). Las muestras secas resultantes del pretratamiento TE y C fueron inoculadas 
por la técnica de estampado en placa (Mincer et al., 2002). Las muestras del 
pretratamiento TD se inocularon con 80 µl de la dilución 106. Todas las cajas se 
incubaron a 28°C por cuatro semanas hasta la presencia de colonias sobre las placas. Una 
vez que se desarrollaron las colonias, se seleccionaron aquellas que presentaban 
características morfológicas diferentes como: mucosas, micelio o hifas. Todas las cepas 
seleccionadas fueron aisladas y purificadas sobre medio de cultivo A1 (10 g L–1 de 
almidón, 2 g L–1 de peptona, 4 g L–1 de extracto de levadura, 18 g L–1 de agar 
bacteriológico y 1 L agua de mar). A las cepas puras se les asignó un código de cepario 
(NBAM), se criopreservaron en glicerol al 33% y se almacenaron a -80ºC. 
 
 
 
 
 
 
 
18 
 
 
Cuadro 2. Medios de cultivo para el aislamiento de actinobacterias cultivables: A1 C+G, 
M1 y M2. 
MEDIO DE CULTIVO 
 
 
 
A1 C+G 
 
 
Almidón 
 
1 g L–1 
Peptona 0.2 g L–1 
Extracto de levadura 0.4 g L–1 
Ciclohexamida 100 µg mL –1 
Gentamicina 5 µg mL–1 
Agar bacteriológico 18 g L–1 
Agua de mar 
 
1 L 
M1 
 
 
K2CR2O7 50 µg mL –1 
Ácido nalidíxico 25 µg mL –1 
Ciclohexamida 75 µg mL –1 
Agar bacteriológico 18 g L–1 
Agua de mar 1 L 
 
M2 
 
 
Triptona 0.6 g L–1 
Glucosa 0.3 g L–1 
Casaminoácidos 1.0 g L–1 
Ácido nalidíxico 25 µg mL –1 
Ciclohexamida 100 µg mL –1 
Agar bacteriológico 18 g L–1 
Agua de mar 
 
1 L 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
5.4 Reacción Gram 
Para determinar la pared celular de cada cepa, todas las cepas aisladas fueron analizadas 
por la técnica de reacción Gram siguiendo el método descrito por (Powers, 1995). 
• Primero, en el centro de un portaobjetos se agregaron 20 µl de una colonia pura en 
fase liquida y exponencial. 
• Después se agregaron 50 µl de hidróxido de potasio (KOH) al 3%, sobre la 
colonia en el portaobjetos. 
Una muestra viscosa indica bacterias Gram negativas, en cambio, las bacterias Gram 
positivas no se ven afectadas en la reacción. 
 
5.5 Requerimiento de agua de mar 
 
Todas las cepas aisladas se inocularon en placas con medio de cultivo A1 preparado con 
agua destilada y estéril. Después las placas se dejaron en incubación durante tres semanas 
a 28°C. La presencia visible de colonias desarrolladas se consideró como indicador de 
cepas que no requieren agua de mar para su crecimiento, por el contrario, la ausencia de 
colonias se consideró como cepas que requieren agua de mar para su crecimiento. 
 
5.6 Morfotipos 
 
Las cepas purificadas se agruparon según su morfología colonial, prueba de 
requerimiento de agua de mar y reacción Gram. A cada grupo de aislados se le nombro 
“morfotipo”. De cada morfotipo se seleccionó una cepa representativa para su posterior 
identificación molecular, análisis de actividad antibiótica, antifúngica y algicida. 
 
 
 
 
 
20 
 
5.7 Identificación Molecular de las Actinobacterias cultivables 
del coral P. verrucosa 
 
5.7.1 Extracción de ADN 
 
El ADN genómico de cada aislado bacteriano se extrajo con el kit de extracción 
'DNeasy® Blood and Tissue Kit' Cat. N.º 69506 de acuerdo con el protocolo sugerido por 
el fabricante (Qiagen Corp. Ca. USA). Los productos finales obtenidos de ADN se 
visualizaron en geles de agarosa al 1% teñidos durante 30 minutos con el colorante 
SYBR® Green. Los geles fueron visualizados en el fotodocumentador INFINITY-ST5 
con el uso del programa Vision Capt. 
 
5.7.2 PCR 16S ribosomal 
 
La amplificación del gen 16S ribosomal se realizó por medio de la reacción en cadena de 
la polimerasa (PCR) con los siguientes cebadores (Lane, 1991; Marchesi et al., 1998; 
Galkiewicz y Kellogg 2008): 
: 
 
• FC27 (5’-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG -3) 
• RC1492 (5’-TACGGCTACCTTGTTACGACTT-3) 
 
 
La reacción de amplificación se realizó utilizando el kit Dream Taq Green Master Mix 
(2X) (#K1081) de Thermo Scientific. Las condiciones para la amplificación del gen 16S 
ribosomal por PCR, se realizaron con las especificaciones de Gontang et al.,(2007) y 
Soria et al., (2012) (Figura 2). Las muestras obtenidas se visualizaron en geles de agarosa 
al 1% teñidos con el colorante SYBR® Green durante 30 minutos en oscuridad total, 
después los geles se observaron en el fotodocumentador INFINITY-ST5 con el programa 
Vision Capt. Una vez comprobadas la obtención de las bandas de los productos 
 
 
21 
 
amplificados, las muestras de PCR se purificaron con el kit Wizard® SV Gel and PCR 
Clean-Up System, siguiendo las indicaciones del proveedor. Los productos finales de 
PCR amplificados y purificados fueron secuenciados en La Unidad de Síntesis y 
Secuenciación de ADN del Instituto de Biotecnología, UNAM. 
 
 
 
 
Figura 2. Condiciones de PCR para la amplificación del 16S ribosomal. (Gontang et al., 
2007; Soria et al., 2012). 
 
5.7.3 Análisis filogenético 
 
Las secuencias obtenidas se ensamblaron con el programa Chromas Pro v1.5. La 
asignación taxonómica se realizó con el algoritmo BLAST que se encuentra disponible en 
la base de datos del GENBANK (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi). Los árboles 
filogenéticos se construyeron con el algoritmo “neighbor-joining” (vecino más cercano) 
con 1000 réplicas, en el programa MEGA7, empleando las secuencias del GENBANK de 
las cepas tipo reportadas y/o validadas en International Journal of Systematic and 
Evolutionary Microbiology. 
 
 
 
https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi
 
 
22 
 
5.8 Bioactividad de las actinobacterias cultivables 
 
5.8.1 Capacidad biosintética, amplificación de secuencias cetosintetasa (KS) 
 
Una forma de conocer el potencial biosintético de metabolitos secundarios en las 
actinobacterias es a través de conocer sus genes biosintéticos (PKS; policétidosintetasa). 
Los PKS están formados por unidades catalíticas llamadas módulos y dentro de cada 
módulo hay varias enzimas que codifican en suma para la estructura de los metabolitos 
secundarios. Ya se conoce el tamaño y la secuencia de los PKS que participan en la 
síntesis de lamayoría de los antibióticos y metabolitos secundarios. 
Para determinar la presencia o ausencia de los dominios PKS de nuestras cepas aisladas, 
se realizó la amplificación de las secuencias cetosintetasa (KS) por PCR, empleando los 
cebadores degenerados (Ayuso-Sacido y Genilloud 2005; Edlund et al., 2011): 
 
• PKSRb (‘5-GTSCCSGTSCCGTGSGCCTCSA-3’) 
• PKSFa (5’-CCSCAGSAGCGCSTSTTSCTGGA-3) 
 
 
La reacción de la PCR se realizó utilizando el kit Dream Taq Green Master Mix (2X) 
(#K1081) de Thermo Scientific. Las condiciones de PCR se muestran en la (Figura 3). 
 
 
 
 
23 
 
 
 
Figura 3. Condiciones para la amplificación de las secuencias KS I. 
 
 5.8.2 Cepas de Actinobacterias usadas para probar bioactividad 
 
Los bioensayos de bioactividad antibiótica y antifúngica se realizaron en seis cepas de 
ACC aisladas en este trabajo provenientes del coral P. verrucosa (cepas NBAM28, 
NBAM29, NBAM33, NBAM40, NBAM47 y NBAM52). La bioactividad antibiótica se 
probó contra dos bacterias patógenas multirresistentes conocidas; una cepa de bacteria 
Gram-negativa (Escherichia coli) y una bacteria Gram-positiva (Staphylococcus aureus). 
 
 
5.8.3 Obtención de extractos orgánicos 
Las cepas puras se cultivaron en 100 mL de medio líquido A1, a 28ºC y 210 rpm por 
ocho días. Después de la incubación se agregó resina Amberlite XAD7HP (20 g L–1 de 
cultivo) y se dejó en agitación constante por 24 h. Al final, cada extracto orgánico se 
obtuvo con el uso de acetona (Becerril et al., 2013, Mincer et al., 2002). 
 
 
 
 
 
 
24 
 
5.8.4 Bioensayo de actividad antibacteriana 
 
Cada extracto orgánico obtenido fue probado contra patógenos bacterianos con el método 
de dilución en placas de 96 pocillos. Las cepas patógenas fueron cultivadas en medio de 
cultivo liquido Caldo LB (Luria Broth) y puestas en incubación a 37°C hasta su fase 
exponencial. Como controles positivos se utilizó como antibiótico Gentamicina y como 
control negativo dimetil sulfoxido (DMSO) a la misma concentración. Los extractos 
fueron disueltos en (DMSO) a una concentración final de 10 mg mL–1. Las muestras y los 
controles fueron puestos en los pocillos de la microplaca y se incubaron durante 24 horas. 
Se realizó la lectura de cada muestra y control en un lector de placa ELISA (Multiskan 
FC versión 1.01.14) con un barrido simple dentro de un intervalo de absorbancia de 492 
nm al principio y al final del experimento (Torres et al., 2012). 
 
5.8.5 Bioensayo de actividad antifúngica 
 
La actividad antifúngica de los extractos obtenidos se realizó por el método de 
inoculación masiva con dos hongos fitopatógenos (Fusarium sp. y Pestalotiopsis sp.). 
Cada patógeno fue inoculado en medio de cultivo liquido Agar papa dextrosa (APD) 
hasta alcanzar su fase exponencial. A continuación, se realizó la inoculación de cada 
muestra en cajas de medio solido APD. Los extractos orgánicos fueron diluidos a 10 mg 
mL–1 y se agregó 80 µl de extracto en el centro de cada caja con el hongo en 
crecimiento y se incubaron durante 24 horas a 28°C, la aparición de halos de inhibición 
indicó señal positiva por parte del extracto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
5.8.6 Bioensayo de actividad antialgal 
 
Para la detección de actinobacterias cultivables con efecto algicida se seleccionaron seis 
cepas de ACC. De las cuales cinco pertenecieron a las aisladas en este trabajo del coral 
P. verrucosa (cepas NBAM52, NBAM29, NBAM33, NBAM47 y NBAM40) y 
adicionalmente se probó una actinobacteria del coral P. gigantea, cepa X48 del cepario 
del LEMITAX. Para la evaluación de la actividad antialgal se utilizó una cianobacteria 
(Arthrospira maxima) y una microalga verde (Chlamydomonas sp.). Ambas cepas de 
microalgas fueron donadas por el Laboratorio de Ecosistemas Marinos y Acuicultura 
(LEMA), CUCBA, U de G, por el M. en C Eduardo Juárez. El medio de cultivo 
utilizado para el crecimiento de la cianobacteria fue el medio Zarrouk modificado 
(Vonshak et al., 1982) y el medio de cultivo para la Chlamydomonas sp. fue el medio 
F2 (Andersen 2005) (Cuadro 3). 
 
La prueba antialgal consistió en la adición de un inoculo del cultivo de la actinobacteria 
equivalente al 10% del volumen total de cada uno de los cultivos de las microalgas 
probadas (Luo et al., 2013; X. Yang et al., 2014; Zhang et al., 2018). Los cultivos se 
mantuvieron con aireación continua a temperatura de 27°C y una intensidad de luz de 200 
µmol fotón m-2 s-1. Además de los tratamientos con cada uno de las actinobacterias 
probadas, se preparó un control negativo, adicionando al cultivo algal medio A1 estéril 
(Figura 4). Cada uno de los tratamientos y el control negativo se realizaron por triplicado. 
La identificación de actividad alguicida se realizó mediante conteo celular, cambios en la 
densidad óptica y la observación microscópica de las células algales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
26 
 
 
Cuadro 3. Composición de medios de cultivo para cianobacterias y microalgas. 
MEDIO DE CULTIVO 
 
ZARROUK modificado Vonshak et al 1982 CANTIDAD DH2O L–1 
NaCl 1.0 g 
K2SO4 1.0 g 
KNO3 3.0 g 
KH2PO4 0.5 g 
NaHCO3 16.8 g 
EDTA 0.08 g 
FeSO4.7H2O 0.01 g 
MgSO4.7H2O 0.20 g 
Solución de elementos traza A* 1 mL 
Solución de elementos traza B** 1 mL 
SOLUCIÓN ELEMENTOS TRAZA A* 
H3BO3 2.86 g 
MnCl2 1.81 g 
ZnSO4.7H2O 0.22 g 
CuSO4.5H2O 0.079 g 
MoO3 0.015 g 
SOLUCIÓN ELEMENTOS TRAZA B** 
NH4VO3 22.96 mg 
K2Ca (SO4)4 · 24 H2O 96.0 mg 
NiSO4. 7H2O 47.85 mg 
Na2WO4 · 2H2O 17.94 mg 
Te2 (SO4)2 40.0 mg 
Co (NO3)2 · 6H2O 
 
43.98 mg 
F2 Andersen 2005 CANTIDAD dH2O L–1 
NaNO3 75 g L–1 1 mL 
NaH2PO4 · 2H2O 5 g L–1 1 mL 
Na2SIO3 · 9H2O 30 g L–1 1 mL 
Solución de metales traza ------- 1 mL 
Solución de vitaminas ------- 0.5 mL 
METALES TRAZA 
Na2-EDTA·2H2O ------- 4.36 g 
FeCl3 · 6H2O ------- 3.15 g 
CuSO4 · 5H2O 9.8 g L–1 1 mL 
ZnSO4 · 7H2O 22 g L–1 1 mL 
CoCl2 · 6H2O 10 g L–1 1 mL 
MnCl2 · 4H2O 180 g L–1 1 mL 
Na2MoO4 · 7H2O 6.3 g L–1 1 mL 
SOLUCIÓN DE VITAMINAS 
Tiamina · HCl (Vitamina B1) ------- 200 mg 
Biotina (Vitamina H) 1 g L–1 1 mL 
Cianocobalamina (Vitamina B12) 
 
1 g L–1 1 mL 
 
 
27 
 
5.8.6.1 Análisis del crecimiento celular 
 
El crecimiento celular de los bioensayos se monitoreó por densidad óptica a las 0, 24, 48, 
72 hrs de cada experimento en un espectrofotómetro marca HASH, a una longitud de 
onda de 464 nm para Arthrospira maxima y 700 nm para Chlamydomonas sp. (Yu et al., 
2018). 
 
 
Figura 4. Esquema del método utilizado para la detección del efecto algicida de 
actinobacterias cultivables en la cianobacteria Arthrospira maxima y la microalga 
Chlamydomonas sp. Códigos: T1: Tratamiento; CP: Control positivo; CN: Control 
negativo. 
 
 
 
28 
 
5.8.6.2 Microscopia celular y viabilidad celular 
 
Con una pipeta estéril se tomaron 100 µl de cada cultivo y se colocaron en un 
portaobjetos limpio. Después las muestras se observaron en un microscopio óptico a 40x 
durante todo el experimento. Esto con el propósito de observar algún efecto de inhibición 
o lisis celular de cada bacteria sobre los cultivos (Bai et al., 2011). La observación de un 
cambio en la membrana celular de cada microorganismo se consideró como valor 
positivo de efecto antialgal de la actinobacteria sobre la cianobacteria o la microalga de 
estudio (Zhang et al., 2018). 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
6. RESULTADOS 
 
6.1 Actinobacterias cultivables del coral P. verrucosa 
 
En total se recuperaron 29 cepas de bacterias asociadas al tejido y esqueleto del coral P. 
verrucosa. Estas bacterias se agruparon en 14 morfotipos distintos. De las cuales, nueve 
presentaron hifas, cuatro fueron mucosas y solo una por micelio sustrato, todos los 
morfotipos presentaron diferentes pigmentaciones como gris, amarillo, rosa, blanco, 
beige, crema y rojo algunas colonias presentaron coloración de hifas y esporas (negras, 
blancas) (Cuadro 4).Cuadro 4. Caracterización de Morfotipos por morfología y color de la colonia. 
 
MORFOTIPO 
 
HIFAS 
 
MICELIO 
 
MUCOSA 
 
CARACTERÍSTICAS 
DE LA COLONIA 
 
 
Ta1 
 
 
+ 
 
- 
 
- 
 
Crema/ Hifas color crema 
Ta2 
 
+ - - Beige/ Hifas cafés/ Esporas blancas 
Ta3 
 
+ - - Beige / Hifas blancas / Esporas blancas 
Ta4 
 
- - + Amarillo Canario 
Ta5 
 
- - + Rosa/ Seca 
Ta6 
 
+ - - Beige / Hifas blancas / Esporas color 
crema 
Ta7 
 
+ - - Beige / Hifas blancas / Rugosa 
Ta8 
 
- + - Amarillo / Esporas negras 
Ta9 
 
- - + Rosa / Rugosa 
Ta10 
 
+ - - Crema/ Hifas cafés/ Esporas color 
naranja 
Ta11 
 
+ - - Verde/ Hifas beige/ Esporas blancas 
Ta12 
 
+ - - Gris claro / Hifas blancas / Esporas 
blancas 
Ta13 
 
Ta14 
- 
 
+ 
- 
 
- 
+ 
 
- 
Crema/ Hifas gris claro/ Esporas blancas 
 
Rojo/ Hifas blancas/ Esporas blancas 
 
 
 
30 
 
6.2 Recuperación de cepas aisladas y morfotipos por sitio 
 
El número de cepas aisladas por sitio fue variable. El mayor número de cepas aisladas se 
obtuvo en el sitio CRZ mientras que en el sitio CUM solo se obtuvo una cepa. Respecto 
al número de morfotipos, los sitios CRZ y PB presentaron mayor diversidad (Figura 5). 
 
 
 
Figura 5. Número total de cepas aisladas y morfotipos por sitio. Códigos: PB es Punto B; 
CRZ es Carrizales; CUM es Cuastecomates; BCH es Bahía de Chamela; IMN es Islas 
Marietas; PNII es Parque Nacional Isla Isabel. 
 
 
 
 
 
 
31 
 
6.3 Recuperación de cepas aisladas y morfotipos por Pre-tratamiento de 
muestra 
 
Con el pre-tratamiento tejido estampado (TE) se obtuvo el mayor número de cepas 
aisladas (22 cepas) y la mayor cantidad de morfotipos (13 morfotipos). Respecto al pre-
tratamiento tejido diluido (TD) se obtuvo la menor recuperación tanto de cepas como de 
morfotipos. Por su parte, cuando se usó el esqueleto de coral (C) se obtuvo cuatro cepas 
diferentes entre ellas (Figura 6). 
 
Figura 6. Número total de cepas aisladas y morfotipos de actinobacterias por 
pretratamiento. Códigos: TE = tejido estampado; TD = tejido dilución; C = esqueleto de 
coral. 
 
 
 
 
 
 
32 
 
6.4 Recuperación de cepas y morfotipos por medios de cultivo 
 
En el medio de cultivo A1 G+C se aislaron más cepas con morfología colonial propia de 
actinobacterias (22 cepas). Por el contrario, en el medio de cultivo M2 se pudo recuperar 
solo tres cepas (Figura 7). El mayor número de morfotipos se obtuvo en el medio A1 
(G+C) con 12 morfotipos, mientras que los medios de cultivo M1 y M2 produjeron tres 
morfotipos cada uno (Figura 8). La aparición de una gran variedad de morfotipos en los 
diferentes medios de cultivo, utilizados con diferentes composiciones de nutrientes, 
refleja las preferencias de nutrientes de las cepas aisladas (Figura 8). 
 
Figura 7. Número total de cepas aisladas y morfotipos de actinobacterias por medio de 
cultivo. 
 
 
 
 
 
33 
 
 
Figura 8. Número total de morfotipos de actinobacterias por medio de cultivo. 
 
6.5 Análisis filogenético de las Actinobacterias cultivables del coral P. 
verrucosa 
 
A partir de los 14 morfotipos se realizó la identificación molecular de 15 cepas aisladas a 
nivel de especie con base al 16S ribosomal. Los 14 morfotipos pertenecieron a la clase 
Actinobacteria, al orden Actinomycetales y a las familias Streptomycetaceae (cinco 
cepas), Nocardiopsaceae (cuatro cepas), Micrococcaceae (dos cepas), 
Pseudonocardiaceae (una cepa), Microbacteriaceae (una cepa), Micromonosporaceae 
(una cepa) y Sanguibacteraceae (una cepa). Las 15 cepas presentaron un porcentaje de 
similitud del 97–100% a las especies Streptomyces pactum, Streptomyces 
chumphonensis, Streptomyces albidoflavus, Streptomyces qinglanensis, Streptomyces 
diastaticus subsp. ardesiacus, Nocardiopsis aegyptia, Nocardiopsis halotolerans, 
Nocardiopsis dassonvillei subsp. alborubida, Kocuria oceani, Micrococcus luteus, 
Saccharopolyspora cebuensis, Microbacterium paraoxidans, Salinispora arenícola y 
 
 
34 
 
Sanguibacter inulinus. En el Cuadro 5 se indica el porcentaje de la identidad de secuencia 
de similitud a secuencias de cepas tipo de cada especie. 
 
Cuadro 5. Comparación de las secuencias parciales del 16S ribosomal de las bacterias 
aisladas con las secuencias de las bacterias tipo reportadas en el NCBI. 
Cepa Morfotipo Pariente más cercano 
(número de acceso en NCBI) 
T = Cepa tipo 
pb Gaps % de similitud 
NBAM47 Ta5 
 
Kocuria oceani 
(JF346427) T 
1387 1/1387 1379/1387 
(99.42%) 
NBAM15 Ta9 Microbacterium paraoxidans 
(AJ491806) T 
1350 1/1350 1337/1350 
(99.04%) 
NBAM30 Ta4 
 
Micrococcus luteus 
(AF542073) T 
1325 0/1325 1321/1325 
(99.7%) 
NBAM28 Ta6 
 
Nocardiopsis aegyptia 
(NR025589) T 
1391 2/1391 1384/1391 
(99.5%) 
NBAM56 Ta13 
 
Nocardiopsis dassonvillei 
subsp. albirubida 
(X97882) T 
1383 0/1383 1379/1383 
(99.71%) 
NBAM42 Ta2 
 
Nocardiopsis halotolerans 
(AJ290448) T 
1382 3/1382 1362/1382 
(98.55%) 
NBAM29 Ta3 
 
Nocardiopsis halotolerans 
(AJ290448) T 
1391 1/1391 1375/1391 
(98.85%) 
NBAM40 Ta7 
 
Saccharopolyspora cebuensis 
(EF030715) T 
1382 3/1382 1373/1382 
(99.34%) 
NBAM18 Ta8 
 
Salinispora arenícola 
(AY040619) T 
1377 1/1377 1373/1377 
(99.7%) 
NBAM33 Ta4 
 
Sanguibacter inulinus 
(X79451) T 
1374 0/1374 1368/1374 
(99.56%) 
NBAM49 Ta11 
 
Streptomyces albidoflavus 
(AB184255) T 
1395 2/1395 1382/1395 
(99.07%) 
NBAM52Ta1 
 
Streptomyces chumphonensis 
(AB738400) T 
1364 0/1364 1355/1364 
(99.34%) 
NBAM50 Ta14 
 
Streptomyces diastaticus subsp. 
ardesiacus 
(DQ026631) T 
1384 2/1384 1371/1384 
(99.06%) 
NBAM54 Ta10 
 
Streptomyces quinglanensis 
(HQ660227) T 
1398 5/1398 1356/1398 
(97 %) 
NBAM55 Ta12 Streptomyces pactum 
(AB184398) T 
1396 1/1396 1394/1396 
(99.86 %) 
 
 
 
35 
 
Es interesante resaltar que las Actinobacterias aisladas de P. verrucosa presentaron una 
similitud muy alta con secuencias de cepas reportadas en GENBANK aisladas en 
diferentes estudios. 
Las cepas NBAM42 Ta2, NBAM29 Ta3, NBAM28 Ta6 y NBAM56 Ta13 relacionadas al 
género Nocardiopsis fueron diferentes entre ellas. De estas, las cepas NBAM42 Ta2 y 
NBAM29 Ta3 presentaron un porcentaje de similitud entre ellas del 98.6% y 
características morfológicas distintas; Además, las secuencias mostraron valores de 
similitud de un 98.98% a 99.57% con bacterias reportadas en esponjas marinas, peces, 
sedimentos marinos y suelos desérticos (Figura 9). La cepa NBAM28 Ta6 estuvo 
relacionada a la especie Nocardiopsis aegyptia un 99.5%, aislada en el sedimento marino 
de Egipto (Sabry et al., 2004), esta cepa mostró entre un 99.5%-99.64% de similitud con 
cepas aisladas de distintos hábitats como sedimentos marinos, suelos salinos con altas y 
moderadas concentraciones de sal y lagos con altas concentraciones de sulfato de 
magnesio (Figura 9). NBAM56 Ta13 estuvo relacionado 99.71% de similitud a la especie 
Nocardiopsis dassonvillei subsp. albirubida aislada de sedimentos marinos en Rusia 
(Evtushenko et al., 2000). Asimismo, tuvo relación de un 99.86% con cepas aisladas y 
reportadas en tierra de relaves de plomo-zinc, plantas de té, lodo marino, agua de mar, 
sedimentos marinos y esponjas (Figura 9). 
El análisis filogenético realizado a la cepa NBAM47 Ta5 indicó que esta secuencia 
pertenece al género Kocuria, relacionado a la especie Kocuria oceani con un 99.42% de 
similitud, esta cepa tipo fue aislada de una pluma hidrotermal a 2800 m de profundidad 
en la India (Zhang et al., 2017). También, la cepa NBAM47 Ta5 mostró entre un 99.57% 
y 99.71% de similitud con cepas aisladas de esponjas marinas, dinoflagelados, 
hemípteros, suelos contaminados de diesel y sedimentos marinos de aguas profundas 
(Figura 10). 
La cepa NBAM15 Ta9 perteneció a la especie Microbacterium paraoxydans, mostrando 
un 99.04% de identidad con esta cepa aislada en un estudio de pacientescon leucemia 
(Laffineur et al., 2003) (Figura 11). 
La cepa NBAM15 Ta9 mostró un 99.19% de identidad con cepas relacionadas a suelos 
de la Antártida, avispillas parasitoides, esponjas marinas, sedimentos colectados en aguas 
profundas y otras usadas en la expresión y clonación de genes en laboratorio (Figura 11). 
 
 
36 
 
 
Figura 9. Árbol filogenético de unión al vecino más cercano (Neighbor-joining) obtenido por 
análisis de matriz a distancia de secuencias del gen 16S rRNA, que muestra la relación de 
las cepas tipo del género Nocardiopsis y las cepas similares reportadas en GenBank con las 
cepas NBAM42 Ta2, NBAM29 Ta3, NBAM28 Ta6 y NBAM56 Ta13. La secuencia de 
Sphaerobacter thermophilus se usó como grupo externo. Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos 
indican el origen de cada cepa. ○ Agua de mar, ≈ Aire, ∆ Coral, □ Esponja, ◊ Humano, ᶱ 
Lago, + Lodo marino, Ω Metalurgia, ⁕ Planta, ● Sedimento marino, ◄ Suelo árido, ⁘ Suelo 
de marisma, ▼ Suelo salino, ▲ Suelo terrestre. 
 
 
 
37 
 
 
Figura 10. Árbol filogenético de unión al vecino más cercano (Neighbor-joining) obtenido 
por análisis de matriz a distancia de secuencias del gen 16S rRNA, que muestra la relación 
de las cepas tipo del género Kocuria y las cepas similares reportadas en GenBank con la 
cepa NBAM47 Ta5 aislada en este estudio. La secuencia de Sphaerobacter thermophilus se 
usó como grupo externo. Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos indican el origen de cada 
cepa. ○ Agua de mar, ▬ Agua residual, ≈ Aire, ■ Artrópodo, α Cianobacteria, ◘ Colección, 
∆ Coral, σ Dinoflagelado, □ Esponja, ◊ Humano, ^ Mangle, ⁕ Planta, " Pluma hidrotermal, 
► Suelo contaminado, ● Sedimento marino, ◄ Suelo árido, ▼ Suelo salino. 
 
 
38 
 
 
Figura 11. Figura 11. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las 
cepas tipo del género Microbacterium y las cepas similares reportadas en GenBank con la 
cepa NBAM15 Ta9 aislada en este estudio. La secuencia de Sphaerobacter thermophilus se 
usó como grupo externo. Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos indican el origen de cada 
cepa. ○ Agua de mar, ▬ Agua residual, ≈ Aire, ■ Artrópodo, ◘ Colección, ∆ Coral, ꞉ Cultivo 
microbiológico contaminado, □ Esponja, ◊ Humano, + Lodo marino, ^ Mangle, ⁕ Planta, ═ 
Producción de alimentos, ● Sedimento marino, ▲ Suelo terrestre. 
 
 
39 
 
La cepa NBAM18 Ta8 se relacionó filogenéticamente con la especie Salinispora 
arenícola aislada en el sedimento marino del Golfo de California (Jensen et al., 1991; 
Becerril et al., 2013) y con los corales P. gigantea y Porites lobata de las costas del PCM 
(Ocampo et al., 2020) (Figura 12). 
 
 
 
 
Figura 12. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas tipo 
del género Salinispora y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa NBAM18 
Ta8 aislada en este estudio. La secuencia de Sphaerobacter thermophilus se usó como grupo 
externo. Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos indican el origen de cada cepa. ∆ Coral, □ 
Esponja, ● Sedimento marino. 
 
La cepa NBAM33 del morfotipo Ta4 se relacionó a la especie Sanguibacter inulinus con 
una similitud del 99.56%, esta cepa fue aislada por primera vez en muestras de vacas 
sanas (Pascual et al., 1996), además esta cepa mostró relaciones del 99.71 al 99.93% de 
similitud con cepas reportadas en GENBANK provenientes del intestino de peces, en los 
tubérculos de las papas y otras encontradas en ambientes terrestres e hipersalinos (Figura 
13). 
 
 
40 
 
 
Figura 13. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas tipo 
del género Sanguibacter y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa NBAM33 
Ta4 aislada en este estudio. La secuencia de Sphaerobacter thermophilus se usó como grupo 
externo. Códigos: Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos indican el origen de cada cepa. ⌂ 
Bovino, ∆ Coral, « Pez, ⁕ Planta, ⁜ Glaciar, ● Sedimento marino, ▼ Suelo salino, ▲ Suelo 
terrestre. 
La cepa NBAM30 del morfotipo Ta4 se relacionó filogenéticamente a la especie 
Micrococcus luteus con un 99.7% de identidad, la especie Micrococcus luteus (Cohn 
1872) debido a sus características quimio taxonómicas y bioquímicas se divide en tres 
biovares: el biovar I está representado por la cepa tipo de Micrococcus luteus; biovar II 
representado por la cepa D7 = DSM 14234 = CCM 4959; y biovar III representado por la 
cepa Ballarat = DSM 14235 = CCM 4960. (Wieser et al., 2002). Además, esta cepa 
NBAM30 Ta4 mostró valores del 100% de similitud con secuencias de cepas aisladas en 
estudios de promoción de crecimiento en plantas, sedimentos, en el intestino de 
abejorros, en los suelos de la tumba del emperador Yang de Sui, piel humana, 
coleópteros, biopelículas en el agua de mar, y en el drenaje de minas de magnetita 
(Figura 14). 
 
 
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Figura 14. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas tipo 
del género Micrococcus y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa NBAM30 
Ta4 aislada en este estudio. La secuencia de Sphaerobacter thermophilus se usó como grupo 
externo. Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos indican el origen de cada cepa. ○ Agua de 
mar, ≈ Aire, ■ Artrópodo, ◘ Colección, ∆ Coral, ◊ Humano, ═ Producción de alimentos, º 
Sal, # Sedimento, ◄ Suelo árido, ► Suelo contaminado, ▲ Suelo terrestre. 
 
La cepa NBAM40 Ta7 se relacionó un 99.3% a la especie Saccharopolyspora cebuensis 
aislada de una esponja marina en Filipinas (Pimentel et al., 2008), esta cepa mostró 
porcentajes del 99.56 a 99.78% de identidad con cepas aisladas de esponjas marinas y 
sedimentos (Figura 15). 
 
 
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Figura 15. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas tipo 
del género Saccharopolyspora y las cepas similares reportadas en GenBank con la cepa 
NBAM40 Ta7 aislada en este estudio. La secuencia de Sphaerobacter thermophilus se usó 
como grupo externo. Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos indican el origen de cada cepa. ○ 
Agua de mar, ∆ Coral, □ Esponja, ⁕ Planta, ▲ Suelo terrestre. 
 
Los morfotipos Ta1, Ta10, Ta11, Ta12 y Ta14 pertenecieron al género Streptomyces, la 
cepa NBAM52 Ta1 se relacionó 99.34% con la cepa tipo Streptomyces chumphonensis 
aislada en sedimentos del mangle en la provincia de Chumphon en Tailandia 
(Phongsopitanun et al., 2014). La cepa NBAM54 Ta10 se relacionó un 97% con la 
especie Streptomyces qinglanensis aislada del sedimento del mangle en China (Hu et al., 
2012). NBAM49 Ta11 obtuvo una similitud del 99.07% con la especie Streptomyces 
albidoflavus (Rossi Doria 1891; Waksman 1948; Skerman et al., 1980). NBAM55 Ta12 
un 99.86% a la especie Streptomyces pactum (Bhuyan, 1962) y NBAM50 Ta14 se 
relacionó un 99.06% a la especie Streptomyces diastaticus subsp. ardesiacus (Krainsky, 
1914; Pridham, 1958; Skerman et al., 1980), estas últimas aisladas de suelos terrestres 
(Figura 16). 
 
 
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Figura 16. Árbol filogenético del gen 16S rRNA, que muestra la relación de las cepas tipo 
del género Streptomyces y las cepas similares reportadas en GenBank con las cepas 
NBAM52 Ta1, NBAM54 Ta10, NBAM49 Ta11, NBAM55 Ta12 y NBAM50 Ta14 aisladas en 
este estudio. La secuencia de Sphaerobacter thermophilus se usó como grupo externo. 
Códigos: T= cepa tipo. Los símbolos indican el origen de cada cepa. ◘ Colección, ∆ Coral, ? 
Desconocido, □ Esponja, Ξ Gasterópodo, ^ Mangle, Ȣ Molusco, «Pez, ⁕ Planta, # Sedimento, 
● Sedimento marino, ▼ Suelo salino, ▲ Suelo terrestre. 
 
 
 
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6.6 Bioactividad de las Actinobacterias cultivables 
 
6.6.1 Análisis de presencia de las secuencias biosintéticas KS 
 
Los productos de amplificación por PCR de las secuencias KS de las 29 cepas aisladas en 
este estudio, y la cepa X48 del coral P. gigantea fueron positivos. En todas las cepas se 
obtuvieron productos de amplificación con bandas que presentaron entre 400 y 600 pares 
de bases, lo que indica