Viabilidade de sementes de borojó

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INCIDENCIA DE MICROORGANISMOS ASOCIADOS EN LA VIABILIDAD DE 
SEMILLAS DE BOROJÓ (Alibertia patinoi) 
 
 
 
 
 
 
 
MARGARITA ROSA MARROQUÍN GUZMÁN 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
FACULTAD DE CIENCIAS 
PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGÍA 
SANTIAGO DE CALI 
2009 
INCIDENCIA DE MICROORGANISMOS ASOCIADOS EN LA VIABILIDAD DE 
SEMILLAS DE BOROJÓ (Alibertia patinoi) 
 
 
 
 
 
 
 
MARGARITA ROSA MARROQUÍN GUZMÁN 
 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
FACULTAD DE CIENCIAS 
PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGÍA 
SANTIAGO DE CALI 
2009 
INCIDENCIA DE MICROORGANISMOS ASOCIADOS EN LA VIABILIDAD DE 
SEMILLAS DE BOROJÓ (Alibertia patinoi) 
 
 
MARGARITA ROSA MARROQUÍN GUZMÁN 
 
 
Trabajo de grado presentado como requisito parcial para optar al título de 
Bióloga con mención en Botánica 
 
 
Director 
CELINA TORRES GONZÁLEZ 
Ingeniera agrónoma, MSc. 
 
Codirector 
ALBA MARINA TORRES GONZÁLEZ 
Bióloga, Ph. D. 
 
 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
FACULTAD DE CIENCIAS 
PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGÍA 
SANTIAGO DE CALI 
2009 
ii 
 
Nota de aprobación 
 
El trabajo de grado titulado “Incidencia de microorganismos asociados en la 
viabilidad de semillas de borojó (Alibertia patinoi)”, presentado por la estudiante 
MARGARITA ROSA MARROQUÍN GUZMÁN, para optar al título de Bióloga con 
mención en Botánica, fue revisado por el jurado y calificado como: 
 
Aprobado 
 
 
 
_______________________________ 
Celina Torres González 
Director 
 
 
_______________________________ 
Alba Marina Torres González 
Codirector 
 
 
_______________________________ 
Jurado 
iii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“A mis padres y hermano, por su amor y 
dedicación a lo largo de toda mi vida” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iv 
 
AGRADECIMIENTOS 
A Alba Marina Torres y Celina Torres por su dirección en la elaboración de este 
trabajo. 
 
A la comunidad de Guamía y en especial a ACOPAG, por su disposición y apoyo 
en las salidas de campo. A Colciencias y la Gobernación del Valle por el apoyo 
económico brindado. 
 
A Diego José Osorio, Maritza Acosta, Ana Cristina Bolaños, María Esther 
Cardona, Philip Silverstone, herbario CUVC, Diego Fernando Escobar, Katherine 
Muñoz y todo el grupo de trabajo de los Laboratorios de Biología y Microbiología 
de la Universidad del Valle. 
 
A los profesores del Programa Académico de Biología por su valiosa contribución 
a mi formación como profesional. 
 
A Luz Mery Guzmán, Héctor Marroquín, Héctor Fabio Marroquín por su apoyo 
incondicional. 
 
 
 
 
 
v 
 
TABLA DE CONTENIDO 
Página 
1. RESUMEN ..........................................................................................................1 
2. INTRODUCCIÓN ................................................................................................2 
3. MARCO TEÓRICO .............................................................................................5 
3.1. Aspectos taxonómicos ..................................................................................5 
3.1.1. Clasificación taxonómica ........................................................................6 
3.1.2. Descripción botánica ..............................................................................7 
3.1.3. Distribución geográfica ...........................................................................7 
3.2. La semilla de borojó ......................................................................................8 
3.2.1. Germinación de semillas ........................................................................9 
3.2.2. Germinación y desarrollo de plántulas ..................................................10 
3.2.3. Estructuras esenciales de las plántulas eudicotiledóneas .....................13 
3.2.3.1. Raíz .............................................................................................13 
3.2.3.2. Hipocotilo .....................................................................................13 
3.2.3.3. Cotiledones ..................................................................................14 
3.2.3.4. Epicotilo .......................................................................................14 
3.2.3.5. Sistema apical .............................................................................15 
3.3. Cultivo de borojó en Colombia ....................................................................15 
3.3.1. Aspectos fitosanitarios ..........................................................................16 
3.3.2. Uso del fruto .........................................................................................18 
3.4. Microorganismos asociados a semillas .......................................................19 
3.5. Viabilidad de las semillas infectadas ...........................................................21 
4. OBJETIVOS .....................................................................................................24 
4.1. General .......................................................................................................24 
4.2. Específicos .................................................................................................24 
5. MATERIALES Y MÉTODOS.............................................................................25 
5.1. Localización del estudio ..............................................................................25 
5.2. Detección y aislamiento de microorganismos .............................................26 
5.2.1. Identificación de microorganismos fúngicos ..........................................27 
vi 
 
5.2.2. Identificación de microorganismos bacterianos.....................................28 
5.2.2.1. Tinción de Gram ..........................................................................30 
5.2.2.2. Crecimiento anaeróbico ...............................................................30 
5.2.2.3. Tinción de esporas ......................................................................30 
5.2.2.4. Medio de cultivo YDC ..................................................................31 
5.2.2.5. Medio de cultivo King B Agar (KB) ...............................................31 
5.2.2.6. Producción de ureasa ..................................................................31 
5.2.3. Análisis de datos ..................................................................................32 
5.3. Pruebas de patogenicidad ..........................................................................32 
5.3.1. Aislamientos inoculados .......................................................................32 
5.3.2. Material vegetal ....................................................................................32 
5.3.3. Preparación del inóculo e inoculación ...................................................33 
5.3.4. Evaluación del material vegetal inoculado ............................................33 
5.4. Contenido de humedad de las semillas ......................................................35 
5.5. Prueba de germinación ...............................................................................36 
5.5.1. Germinación normal .............................................................................38 
5.5.2. Análisis de datos ..................................................................................38 
5.6. Prueba topográfica de tetrazolium...............................................................39 
6. RESULTADOS .................................................................................................41 
6.1. Detección de microorganismos ...................................................................41 
6.1.1. Identificación de los microorganismos ..................................................41 
6.1.2. Frecuencia relativa de los géneros identificados...................................46 
6.2. Pruebas de patogenicidad ..........................................................................496.3. Contenido de humedad de las semillas .......................................................51 
6.4. Germinación total ........................................................................................51 
6.4.1. Coeficiente de velocidad de germinación (CVG) y tiempo medio de 
germinación ...................................................................................................53 
6.5. Germinación normal ....................................................................................56 
6.6. Prueba TZC de las semillas no germinadas ................................................58 
7. DISCUSIÓN ......................................................................................................60 
vii 
 
8. CONCLUSIONES .............................................................................................67 
9. LITERATURA CITADA .....................................................................................70 
Anexo A ...............................................................................................................76 
Anexo B ...............................................................................................................79 
Anexo C ...............................................................................................................82 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
viii 
 
LISTA DE FIGURAS 
Página 
 
FIGURA 1: (a) Corte longitudinal de una semilla de borojó (b) Embrión de la 
semilla observado en el estereoscopio ...................................................................9 
 
FIGURA 2: Germinación hipógea y epígea (modificado de Bewley & Black 
1985).....................................................................................................................12 
 
FIGURA 3: Daño ocasionado por Penicillium sp. en frutos de borojó cosechados 
en la vereda Guamía (Buenaventura) ...................................................................17 
 
FIGURA 4: Localización de la vereda Guamía (Buenaventura, Valle del Cauca). 
Se encuentra limitada por la vereda Limones al oeste, el Río Piedras al norte y la 
vereda San Marcos al este en la zona de amortiguamiento al parque Nacional 
Natural Farallones de Cali (Adaptado de IGAC 2003) ...........................................26 
 
FIGURA 5: Diferenciación de los géneros de bacterias más comunes en 
aislamientos de plantas (modificado de Schaad et al. op.cit.) ...............................29 
 
FIGURA 6: (a) Plántulas de borojó en la casa de malla de la estación experimental 
del Departamento de Biología. (b) Plántulas con bolsas plásticas 
humedecidas.(c) Sistema de riego utilizado durante la inoculación. (d) Inoculación 
por inyección .........................................................................................................34 
 
FIGURA 7: Semillas de borojó en rollos de papel humedecidos para pruebas de 
germinación ..........................................................................................................37 
 
FIGURA 8: Ciclo diario de temperatura y luminosidad al que fueron sometidas las 
semillas durante la prueba de germinación ...........................................................37 
 
FIGURA 9: Corte longitudinal realizado a las semillas de borojó para la prueba 
topográfica de tetrazolium .....................................................................................40 
 
Figura 10. Frecuencia relativa (%) del número de microorganismos presentados en 
cada una de las cajas de Petri ..............................................................................41 
 
FIGURA 11: Frecuencia relativa (%) de los géneros de hongos y bacterias 
identificados en las semillas sin desinfectar ..........................................................47 
ix 
 
FIGURA 12: Frecuencia relativa (%) de los géneros de hongos y bacterias 
identificados en las semillas desinfectadas ...........................................................48 
 
FIGURA 13: Frecuencia relativa (%) de los géneros comunes en los dos 
tratamientos ..........................................................................................................49 
 
FIGURA 14: Fusarium sp. morfotipo 1, aislado de tejidos enfermos de plántulas de 
borojó ....................................................................................................................50 
 
FIGURA 15: (a) Marchitamiento en plántula de borojó ocasionado por Fusarium 
sp. morfotipo 1. (b) Plántula de borojó inoculada con agua destilada estéril 
(control) .................................................................................................................51 
 
FIGURA 16: Porcentaje de germinación total en cada uno de los tratamientos.....52 
 
FIGURA 17: Sincronía en la germinación de las semillas evaluadas ....................53 
 
FIGURA 18: Apariencia de las semillas durante la germinación ............................54 
 
FIGURA 19: Distribución del porcentaje de germinación observado a través de los 
70 días ..................................................................................................................55 
 
FIGURA 20: Plántulas de borojó normales luego de 70 días en la cámara de 
germinación ..........................................................................................................57 
 
FIGURA 21: Plántulas de borojó anormales luego de 70 días en la cámara de 
germinación ..........................................................................................................57 
 
FIGURA 22: Porcentaje de germinación normal de cada uno de los 
tratamientos ..........................................................................................................58 
 
Figura 23. Prueba TZC. (a) Embrión viable de semilla no germinada (b) Embrión 
no viable de semilla no germinada. (c) Eje hipocotilo-radicular no viable (d) 
Cotiledones no viables ..........................................................................................59 
 
FIGURA 24: Diferenciación del género Xanthomonas de acuerdo con las pruebas 
propuestas por Schaad et al. (op. cit.). (a) Xanthomonas sp. en agar nutritivo 
aislada en el tratamiento SD (b) Tinción de Gram (bacilo Gram negativo). (c) 
x 
 
Crecimiento anaeróbico negativo. (d) No fluorescencia en KB. (e) Colonias 
amarillas en YDC. (f) Ureasa negativa ..................................................................79 
 
FIGURA 25: Diferenciación del género Corynebacterium de acuerdo con las 
pruebas propuestas por Schaad et al. (op. cit.). (a) Corynebacterium sp. en agar 
nutritivo aislada en el tratamiento SD (no posee micelio aéreo) (b) Tinción de Gram 
(bacilo Gram positivo). (c) Tinción de esporas: sin esporas ..................................79 
 
FIGURA 26: Diferenciación del género Erwinia de acuerdo con las pruebas 
propuestas por Schaad et al. (op. cit.). (a) Erwinia sp. en agar nutritivo aislada en 
el tratamiento SD (b) Tinción de Gram (bacilo Gram negativo). (c) Crecimiento 
anaeróbico positivo. (d) Colonias blancas en YDC. ...............................................80 
 
FIGURA 27: Diferenciación del género Bacillus de acuerdo con las pruebas 
propuestas por Schaad et al. (op. cit.). (a) Bacillus sp. en agar nutritivo aislada en 
el tratamiento DD (b) Tinción de Gram (bacilo Gram positivo). (c) Tinción de 
esporas (verdes). (d) Crecimiento anaeróbico negativo. .......................................80 
 
FIGURA 28: Diferenciación del género Xanthomonas de acuerdo con las pruebas 
propuestas por Schaad et al. (op. cit.). (a) Xanthomonas sp. en agar nutritivo 
aislada en el tratamiento DD (b) Tinción de Gram (bacilo Gram negativo). (c) 
Crecimiento anaeróbico negativo. (d) No fluorescencia en KB. (e) Colonias 
amarillas en YDC. (f) Ureasa negativa. .................................................................81 
 
FIGURA 29: Diferenciación del género Corynebacterium de acuerdo con laspruebas propuestas por Schaad et al. (op. cit.). (a) Corynebacterium sp. en agar 
nutritivo aislada en el tratamiento DD (no posee micelio aéreo) (b) Tinción de 
Gram (bacilo Gram positivo). (c) Tinción de esporas: sin esporas.........................81 
 
FIGURA 30: Penicillium sp. (a) Hongo desarrollándose sobre la semilla de borojó 
(b) Colonia en PDA. (c) Observación en el microscopio (400X) de la morfología del 
micelio y estructuras fructificantes. ........................................................................82 
 
FIGURA 31: Aspergillus sp. morfotipo 1. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes. ........82 
 
FIGURA 32: Aspergillus sp. morfotipo 2. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en 
el microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes. ....83 
 
FIGURA 33: Rhinocladiella sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes. ........83 
 
xi 
 
FIGURA 34: Fusarium sp. morfotipo 1. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes. 
(c) Macroconidias ..................................................................................................84 
 
FIGURA 35: Curvularia sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el microscopio 
(400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .............................84 
 
FIGURA 36: Trichoderma sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .........85 
 
FIGURA 37: Penicillium sp. (a) Hongo desarrollándose sobre la semilla de borojó 
(b) Observación en el microscopio (400X) de la morfología del micelio y 
estructuras fructificantes .......................................................................................85 
 
FIGURA 38: Colonias de Aspergillus spp. en PDA y observación en el 
microscopio (400X) de la morfología de los micelios y estructuras fructificantes. 
(a) Morfotipo 3 (b) Morfotipo 4 (c) Morfotipo 5 .......................................................86 
 
FIGURA 39: Scopulariopsis sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .........86 
 
FIGURA 40: Observación en el microscopio (400X) de la morfología del micelio 
estéril no identificado ............................................................................................87 
 
FIGURA 41: Verticillium sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .........87 
 
FIGURA 42: Fusarium sp. morfotipo 2. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .........88 
 
FIGURA 43: Chalaropsis sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .........88 
 
FIGURA 44: Stemphylium sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .........89 
 
FIGURA 45: Curvularia sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el microscopio 
(400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .............................89 
 
FIGURA 46: Trichocladium sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el 
microscopio (400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .........90 
xii 
 
 
FIGURA 47: Bipolaris sp. (a) Colonia en PDA. (b) Observación en el microscopio 
(400X) de la morfología del micelio y estructuras fructificantes .............................90 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xiii 
 
LISTA DE TABLAS 
Página 
 
TABLA 1: Contenido nutricional en 100 gramos de parte comestible de borojó ...19 
 
TABLA 2: Escala general de enfermedad (Castaño-Zapata 1989) ........................35 
 
TABLA 3: Descripción y clasificación de los microorganismos fúngicos aislados en 
el tratamiento SD (Barnett & Hunter 1998, Castaño-Zapata 2005, FUNGAL 
DATABASES, NOMENCLATURE AND SPECIES BANKS 
<http://www.mycobank.org/> consulta: 13 marzo 2009) ........................................43 
 
TABLA 4: Descripción y clasificación de los microorganismos fúngicos aislados en 
el tratamiento DD (Barnett & Hunter 1998, Castaño-Zapata 2005, FUNGAL 
DATABASES, NOMENCLATURE AND SPECIES BANKS 
<http://www.mycobank.org/> consulta: 13 marzo 2009) ........................................44 
 
TABLA 5: Descripción y clasificación de las bacterias aisladas en los dos 
tratamientos SD y DD ...........................................................................................46 
 
TABLA 6: Evaluación de las plántulas de borojó inoculadas con microorganismos 
aislados de semillas ..............................................................................................50 
 
TABLA 7: Contenido de humedad de las semillas recién extraídas de los frutos ..51 
 
TABLA 8: CVG y tiempo medio de germinación de las semillas en los dos 
tratamientos ..........................................................................................................55 
 
TABLA 9: Evaluación de los supuestos de normalidad y homogeneidad de 
varianzas (α=0.05) para CVG y germinación normal .............................................56 
 
TABLA 10: Análisis de varianza (α=0.05) de los datos obtenidos para CVG y 
germinación normal en los dos tratamientos .........................................................56 
 
TABLA 11: Reacción de los embriones de las semillas no germinadas con el 
TZC .......................................................................................................................59 
 
 
1 
 
1. RESUMEN 
En esta investigación se caracterizaron los microorganismos asociados a semillas 
de borojó y se evaluó la incidencia de éstos sobre la viabilidad de las semillas, con 
el objetivo de mejorar las técnicas de germinación y cultivo. La detección de 
microorganismos se realizó para dos tratamientos: semillas sin desinfectar y 
semillas desinfectadas. Con los microorganismos aislados, se hicieron pruebas de 
patogenicidad para validar su capacidad infectiva sobre plántulas de borojó. Se 
determinó la viabilidad de las semillas con las pruebas topográficas de tetrazolium, 
contenido de humedad y de germinación normal. Los hongos fueron los 
microorganismos más frecuentes en los dos tratamientos, en especial los 
pertenecientes a los géneros Penicillium y Aspergillus. Sólo un microorganismo 
aislado de la testa de las semillas, perteneciente al género Fusarium ocasionó 
síntomas severos en las plántulas de borojó inoculadas. Las semillas de borojó 
desinfectadas y sin desinfectar germinaron rápidamente y de manera asincrónica. 
El coeficiente de velocidad de germinación, el porcentaje de germinación total y el 
número de plántulas normales desarrolladas no fue estadísticamente diferente 
entre los dos tratamientos. Por lo tanto, la presencia tanto de hongos como de 
bacterias, no tuvo ningún detrimento en la germinación, sugiriendo una adaptación 
de las semillas a germinar en presencia de los microorganismos, mientras las 
semillas sean viables y vigorosas, es decir que germinen rápidamente y produzcan 
plántulas normales. 
 
 
 
2 
 
2. INTRODUCCIÓN 
El borojó (Alibertia patinoi (Cuatrec.) Delprete & C. Persson) es un frutal que se 
distribuye en las zonas cálidas y húmedas del Pacífico colombiano, en donde las 
condiciones ambientales, sombrío natural y demás factores ecológicos, actúan e 
influyen en la producción de esta especie (Martínez et al. 2007). 
 
En los últimos años, el borojó ha atraído la atención a nivel nacional debido a los 
componentes nutricionales de su fruta y a las propiedades afrodisiacas que se le 
atribuyen. Investigacionesrelacionadas con aspectos agronómicos demuestran las 
bondades de esta especie como cultivo promisorio (Sánchez & Rodríguez 1996, 
Arenas et al.1985, Mejía 1983), que genera empleo para muchos pobladores de la 
Costa Pacífica y, en algunos casos, constituye una valiosa fuente de ingreso para 
el sustento de grandes familias (Olarte 1996). 
 
Ricker et al. (1997) analizaron el borojó desde el punto de vista económico y 
concluyen que es probable encontrar numerosas áreas en el Chocó, donde la 
siembra de árboles de A. patinoi es económicamente más competitiva que la 
siembra de especies maderables comerciales. Sin embargo, este frutal ha sido 
poco estudiado y se carece de información básica acerca de la ecología y 
fisiología de esta especie. 
 
La mayoría de estudios de A. patinoi que se han llevado a cabo se han 
concentrado en resolver las dificultades ocasionadas por la dioicidad de la 
especie, ya que los sexos sólo se diferencian fenotípicamente antes de la floración 
3 
 
(Giraldo et al. 2004, Sánchez & Rodríguez 1996). Estas investigaciones han sido 
muy importantes debido al reconocido potencial de este cultivo promisorio. No 
obstante, se han dejado a un lado los aspectos fitosanitarios que pueden estar 
influyendo en el rendimiento y productividad de la especie. 
 
Los problemas fitosanitarios en las semillas de especies forestales ocasionan 
importantes pérdidas económicas, debido a que afectan su comercialización, 
pueden destruir parcial o totalmente lotes, infectar sustratos de germinación o 
transmitir enfermedades y diseminarlas de una región a otra (Arguedas et al. 
2003). En este contexto, es fundamental generar información sobre los diferentes 
microorganismos presentes en las estructuras reproductivas de dichas especies y 
determinar los daños que éstos ocasionan. 
 
Dalling (2002) establece que cerca de la mitad de las semillas producidas por más 
del 90% de todas las especies de árboles del bosque tropical mueren antes de 
germinar presas de animales y microorganismos. Otros autores afirman que los 
daños causados por los hongos reducen en un 2% la producción total de semillas 
en el mundo (Ramírez 1966, Neegaard 1977, Agarwal & Sinclair 1987). 
 
Con el objetivo de mejorar las técnicas de germinación y de cultivo, en esta 
investigación se caracterizaron los microorganismos asociados a semillas de 
borojó y se evalúo la incidencia de éstos sobre la viabilidad de las semillas. De 
esta manera, se aporta información que no había sido registrada en estudios 
4 
 
previos para esta especie, que contribuyen al aprovechamiento final de la fruta 
como fuente alimenticia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
3. MARCO TEÓRICO 
3.1. Aspectos taxonómicos 
El científico Víctor Manuel Patiño fue el primero en introducir el borojó a la 
literatura oficial en su informe sobre la región del Bajo Calima a la secretaría de 
Agricultura del Valle del Cauca en 1946 (Mejía 1983). Cuatrecasas, a partir de 
material floral colectado en dicha zona por V. M. Patiño, publicó en 1950 el género 
Borojoa con B. patinoi como especie tipo (Ricker et al. 1997). 
 
Posteriormente, Cuatrecasas (1953) examinó las relaciones existentes entre 
Borojoa y géneros estrechamente relacionados como Alibertia y Thieleodoxa. El 
autor realizó la separación de Borojoa y Alibertia con base en características del 
fruto y la morfología floral y transfirió algunas especies de estos dos géneros a 
Borojoa. Sin embargo, tres décadas después Robbrecht & Puff (1986) propusieron 
la conformación del grupo Alibertia en donde incluían seis géneros de especies 
neotropicales que compartían la característica de poseer flores unisexuales 
(Alibertia, Amaioua, Borojoa, Duroia, Genipa y Kutchubaea). 
 
Los recientes análisis moleculares incluyen a todas las especies de Alibertia, 
excepto A. hispida Ducke en un solo clado. Este clado se encuentra divido en dos 
subclados. En uno de éstos, se agrupan varias especies de Alibertia (incluida la 
especie tipo A. edulis (Rich.) A. Rich. ex DC.), tres especies de Borojoa (incluida la 
especie tipo B. patinoi) y Randia tessmannii Standl. En el otro subclado solo se 
agrupan especies de Alibertia. Esta división también está soportada por caracteres 
6 
 
morfológicos como el tamaño de la corola, número de lóbulos en la corola, la 
apertura del polen (porado vs. colporado) y el tamaño del fruto (Persson 2000). 
 
3.1.1. Clasificación taxonómica 
El borojó, actualmente conocido como A. patinoi pertenece a la familia Rubiaceae, 
del orden de las Gentianales (APG II 2003). Esta familia posee una distribución 
cosmopolita, aunque la mayoría de sus especies se encuentra en los trópicos; en 
ella se incluyen representantes de interés económico como el café, gardenias 
(jardinería) y los quinos (propiedades terapéuticas) (Barreno et al. 1997). 
 
El género Alibertia contiene alrededor de 35 especies, caracterizadas por ser 
árboles o arbustos, con hojas pequeñas y una sobresaliente estípula triangular 
acuminada (Gentry 1996). 
 
La clasificación taxonómica del borojó de acuerdo con la base de datos de 
nomenclatura del Missouri Botanical Garden- TROPICOS (< 
http://mobot.mobot.org/cgi-bin/search_vast?onda=N50275537> consulta: 16 
febrero 2009) es la siguiente: 
 
Reino: Plantae 
División: Angiosperma 
Clase: Eudicotiledónea 
Subclase: Euastéridos I 
 
7 
 
Orden: Gentianales 
Familia: Rubiaceae 
Género: Alibertia 
Especie: A. patinoi 
 
3.1.2. Descripción botánica 
Es un árbol que alcanza una altura entre 3 -6 m, de raíz axonomorfa, resistente y 
muy superficial. Las hojas son opuestas, subcoriáceas, elíptico-lanceoladas con 
un pequeño acumen en el ápice. Los entrenudos son estipulados y las estípulas 
opuestas, lanceoladas y persistentes (Velasco 1987). A. patinoi es una planta 
dioica, es decir, cada individuo alberga un solo sexo presentándose éstos en 
racimos terminales cuando son masculinos y solitarios cuando son femeninos. El 
fruto es una baya generalmente globosa con formas circulares y piriformes, de 
color verde y café cuando está maduro. Las semillas son casi triangulares y su 
número varía con el tamaño del fruto (Mejía 1983). 
 
3.1.3. Distribución geográfica 
El borojó es una especie que se distribuye en las zonas cálidas y húmedas del 
Pacífico colombiano, específicamente en la región comprendida entre las cuencas 
de los ríos Naya (al sur del Departamento del Cauca), Calima, Anchicayá, Raposo, 
Dagua y sus respectivos afluentes en el Departamento del Valle del Cauca, en el 
trapecio formado por los ríos Atrato, San Juan y Baudó. En la actualidad, está 
diseminado en todo el territorio colombiano, incluyendo la Amazonía, la zona 
8 
 
cafetera y el Magdalena Medio, ya que se adapta desde los 0 hasta 500 msnm 
(Patiño 2002, Bernal et al. 1999, Velasco 1987). 
 
3.2. La semilla de borojó 
Una semilla es el resultado de la fertilización y maduración de un óvulo. Consta de 
un embrión que se desarrolla en plántula después de la germinación, de un tejido 
nutritivo en la mayoría de los casos, y de una cubierta protectora, la testa, que 
recubre a ambos (Bewley & Black 1985). La semilla de A. patinoi se caracteriza 
por poseer una testa delgada; un embrión que se observa a simple vista al realizar 
un corte longitudinal, y ocupa aproximadamente una octava parte del endospermo 
(figura 1a). Al examinar el embrión en el estereoscopio se distinguen las 
estructuras esenciales de las futuras plántulas (figura 1b). 
 
Externamente, la semilla es dura, lisa y puede tener diferentes formas (alargadas, 
redondas, achatadas o subidas en el centro) y tamaños de 0.8 cm de largo-0.5 cm 
de ancho y 1.0 cm de largo- 0.7 cm de ancho (Velasco 1987). 
 
De acuerdo con Velasco (1987) un fruto de A. patinoi puede tener de 7-643 
semillas, con un peso promedio de 0.33 g y vigor germinativo de 80%. Mejía 
(1983) analizó21 frutos y halló un promedio de 330 semillas, con un peso de 
0.156 g cada una. 
 
9 
 
 
Figura 1. (a) Corte longitudinal de una semilla de borojó. (b) Embrión de la semilla 
observado en el estereoscopio. 
 
3.2.1. Germinación de semillas 
Se han propuesto diferentes definiciones para explicar y delimitar el evento de 
germinación. Para Bewley & Black (1985) la germinación comienza con la toma de 
agua por parte de la semilla (imbibición) y culmina cuando el eje embrionario 
(generalmente la radícula) empieza a elongarse. Este proceso incluye numerosos 
eventos como cambios estructurales a nivel celular, respiración, síntesis de 
macromoléculas, diferenciación celular, entre otros. En este contexto, el desarrollo 
de la plántula se inicia cuando la germinación termina. Sin embargo, otros autores 
consideran que la emergencia de las estructuras esenciales a partir del embrión 
de la semilla debe considerarse como parte de la germinación y no como eventos 
pos germinativos (ISTA 1999, Instituto Nacional de Semillas y Plantas de Vivero 
1979). 
 
Para efectos de la presente investigación se tuvo en cuenta la definición de 
Bewley & Black (1985) para obtener el porcentaje de germinación total y además, 
Testa 
Endospermo 
Embrión 
Cotiledones 
Hipocotilo 
Radícula a b 
Plúmula 
10 
 
se evaluó el desarrollo de las semillas germinadas como el porcentaje de plántulas 
normales, teniendo en cuenta los parámetros establecidos por el ISTA (1999). 
 
3.2.2. Germinación y desarrollo de las plántulas 
Las semillas viables generalmente comienzan a germinar cuando se las sitúa en 
condiciones adecuadas de humedad, temperatura, oxígeno y, en algunos casos, 
luz (Holl 1999). De los factores mencionados, la humedad y la temperatura son los 
más determinantes en el proceso germinativo. Cuando la humedad no es limitante, 
tanto la tasa como el porcentaje de germinación son controlados por la 
temperatura. Para cada especie existe un intervalo de temperaturas dentro del 
cual el proceso de germinación puede completarse en un tiempo razonable 
(Heydecker 1977). 
 
Inicialmente las semillas absorben agua, los tejidos se hinchan y la cubierta 
seminal se vuelve blanda y elástica. La raíz primaria atraviesa la cubierta seminal 
y se alarga con rapidez; los pelos radicales son abundantes, por lo general, desde 
los primeros estados de desarrollo. Posteriormente se forman las raíces 
secundarias. El desarrollo del sistema apical se produce a continuación. Los 
cotiledones son llevados por encima del suelo (germinación epígea) o pueden 
permanecer en el suelo, al interior de la cubierta seminal (germinación hipógea) 
(Instituto Nacional de Semillas y Plantas de Vivero 1979). 
 
El borojó, así como muchas especies agrícolas, hortícolas y leñosas, presentan 
germinación epígea. Después de emerger la raíz primaria, se alarga el hipocotilo, 
11 
 
forma un arco y finalmente empuja los cotiledones y la joven yema por encima del 
suelo. Los cotiledones se tornan verdes, se expanden y constituyen los primeros 
órganos fotosintéticos de la plántula. Posteriormente se produce el desarrollo del 
epicotilo y yema terminal (figura 2b) (Bewley & Black 1985, Agarwal & Sinclair 
1987). 
 
La germinación hipógea se presenta en la mayoría de las monocotiledóneas, 
algunas leguminosas de semillas grandes y ciertas especies forestales (Instituto 
Nacional de Semillas y Plantas de Vivero 1979). Existe muy pequeña elongación 
del hipocotilo y los cotiledones permanecen dentro de la cubierta seminal en el 
suelo. En las eudicotiledóneas, así como en algunas monocotiledóneas, el 
epicotilo se alarga, normalmente forma un arco y empuja la joven yema por 
encima de la superficie del suelo (figura 2a). En muchas otras monocotiledóneas 
hipógeas parece no existir alargamiento del epicotilo. En contraste con la 
germinación epígea, los primeros órganos fotosintéticos son la primera o primeras 
hojas verdaderas, que se desarrollan de la plúmula (Bewley & Black 1985, 
Agarwal & Sinclair 1987). 
 
 
 
12 
 
 
Figura 2. Germinación hipógea y epígea (modificado de Bewley & Black 1985). 
Hojas 
primarias 
Radícula 
Cotiledones 
Hojas 
primarias 
Epicotilo 
Raíz 
primaria 
Enganche 
plumular 
Cotiledones 
vacios 
a. Germinación hipógea (Vicia faba L.) 
b. Germinación epígea (Phaseolus vulgaris L.) 
Cotiledones 
Epicotilo 
Hipocotilo 
Hojas 
primarias 
Hipocotilo 
Testa Cotile-
dones 
13 
 
3.2.3. Estructuras esenciales de las plántulas eudicotiledóneas 
3.2.3.1. Raíz 
Las principales funciones del sistema radicular son fijar la planta al suelo, absorber 
agua y sales disueltas, y conducir éstas a los cotiledones y yema. Las raíces 
pueden también especializarse en almacenar sustancias de reserva (Barreno et al. 
1997). 
 
La primera raíz de la plántula, la raíz primaria, es por lo general blanca, delgada y 
de rápido alargamiento. Dispone por lo general de numerosos pelos radicales, que 
aumentan sensiblemente la superficie de absorción. En un estado posterior (que 
varía considerablemente según el género) se producen raíces secundarias, bien 
como las raíces laterales que emergen de la raíz primaria o como raíces 
adventicias que emergen de otras partes de la plántula (Instituto Nacional de 
Semillas y Plantas de Vivero 1979). 
 
3.2.3.2. Hipocotilo 
El hipocotilo es la parte del eje de la plántula situada inmediatamente por encima 
de la raíz primaria y que va hasta el punto de unión de los cotiledones (figura 2). 
Por lo general no se distingue externamente con claridad la transición entre la raíz 
primaria y el hipocotilo, pero normalmente se produce un cambio interno. Los 
tejidos conductores del hipocotilo forman un eslabón vital entre la raíz y los 
cotiledones y sistema apical en relación con la transferencia de agua y sales en 
sentido ascendente y de materiales de reserva en sentido inverso (Instituto 
Nacional de Semillas y Plantas de Vivero 1979). 
14 
 
3.2.3.3. Cotiledones 
Los cotiledones tienen como función mantener la plántula al principio de su vida, 
suministrándole los elementos nutritivos almacenados o fotosintetizados por ellos 
(Barreno et al. 1997). Posteriormente esta función se realiza por las hojas foliares 
que se van desarrollando. En muchos casos, los cotiledones crecen 
considerablemente de tamaño cuando sobrepasan la superficie del suelo. Pueden 
ser sésiles o tener peciolos, y generalmente son más simples de forma que las 
hojas foliares que le siguen (Instituto Nacional de Semillas y Plantas de Vivero 
1979). 
 
3.2.3.4. Epicotilo 
El epicotilo es la porción del eje de la plántula comprendidas entre el punto de 
unión de los cotiledones y el de la primera hoja foliar (o par de hojas) (figura 2). En 
las especies con germinación hipógea, el epicotilo crece considerablemente y lleva 
a la luz, por encima del suelo, al sistema apical junto con las primeras hojas 
foliares. A veces en especies con germinación hipógea, el epicotilo porta varias 
hojuelas por debajo de las primeras hojas verdaderas. En las especies con 
germinación epígea el alargamiento del epicotilo durante el periodo de duración 
del ensayo suele ser muy pequeño. Los tejidos conductores del epicotilo unen el 
sistema apical, situado por encima de él, con los cotiledones, hipocotilo y sistema 
radicular, situados por debajo del mismo (Instituto Nacional de Semillas y Plantas 
de Vivero 1979). 
 
 
15 
 
3.2.3.5. Sistema apical 
El sistema apical es el extremo superior del eje de la plántula. Es el principal punto 
de crecimiento apical y consta del meristemo apical y las hojas iniciales. Estas 
hojas lo envuelven y lo protegen, formando así la yema terminal (Instituto Nacional 
de Semillas y Plantas de Vivero 1979). 
 
3.3. Cultivo de borojó en Colombia 
El borojó ha llegado a desarrollar características de monocultivo en pequeñas 
parcelas de las localidades de Lloró-Chocó (ríoAtrato) y en las de Raspadura y 
San Pablo (istmo de San Pablo entre los ríos San Juan y Atrato) (Mejía 1983). 
 
La producción de Lloró es consumida en Quibdó; la de San Pablo y Raspadura se 
vende en Istmina y Condoto. Algunos frutos llegan por encargo a Cali, Medellín y 
Bogotá. La producción de los bajos Baudó, San Juan, Calima, Anchicayá y raposo 
se comercializa en Buenaventura, pero, en general, el arbusto se cultiva en 
número pequeño en el huerto de cada casa en el Pacífico central colombiano, con 
fines de autoconsumo (Mejía 1983, Constantino et al.1998). 
 
Los campesinos siempre lo asocian con otros frutales como chontaduro, árbol del 
pan, guamos, plátano y banano. De esta manera, proporcionan la sombra 
necesaria para que esta especie del sotobosque se desarrolle adecuadamente 
(Velasco 1987, García & Gómez 1993). 
 
16 
 
Generalmente, el borojó se desarrolla a temperaturas por encima de 26°C y 
precipitaciones que oscilan entre 2.500 y 11 000 mm anuales, sobre suelos bien 
drenados y algunos pobremente drenados, en relieves con pendientes que oscilan 
entre 7%-75%, desarrollados sobre arcillas y gravillas que descansan sobre un 
estrato muy profundo de limolitas. El borojó crece a un pH del suelo entre 4.3-5.2, 
con alto contenido de aluminio intercambiable, baja capacidad de intercambio 
catiónico (CIC) y baja saturación de bases, en suelos con alto contenido de carbón 
orgánico en el primer horizonte y deficientes en fósforo, potasio, calcio, magnesio, 
cobre, boro, manganeso y zinc (Reina 1998). 
 
Se puede propagar por semilla sexual o asexual. La semilla sexual germina antes 
de los 40 días y se traslada a bolsas plásticas en estado de plántula, debe durar 
en vivero hasta los 10 meses y posteriormente se siembra en el campo, en donde 
previamente se ha establecido el sombrío definitivo y el transitorio (Arenas et al. 
1985). Para la propagación asexual se utilizan ramas con sus hojas que pueden 
sembrarse directamente en el campo o someterse a previo enraizamiento 
(Sánchez & Rodríguez 1996). 
 
3.3.1. Aspectos fitosanitarios 
En la actualidad se presentan diversas sintomatologías en la planta de borojó 
ocasionados por factores bióticos y fisiogénicos. Entre los daños de origen 
fisiogénico se encuentra la incidencia directa de los rayos solares, que ocasiona 
manchas negras y posterior cuarteadura y engrosamiento en la epidermis del 
fruto, provocando su deterioro hasta en un 40% (Arenas et al. 1985, Mejía 1983). 
17 
 
El principal daño de origen biótico lo ocasiona la hormiga arriera Atta cephalotes L. 
que ataca las hojas, tanto a nivel de vivero como de plantación, desde el estado 
de plántula hasta el fruto en estado adulto (Arenas et al. 1985, Velasco 1987). 
 
Además se han observado síntomas en diferentes tejidos de la planta, similares a 
los de Corticium koleroga (Cooke) Höhn y Colletotrichum spp. El daño causado 
por este último, se caracteriza por círculos concéntricos, estructuras visibles, 
manchas redondas de bordes irregulares y con necrosamiento por el envés y 
parcial por el haz, afectando hasta la nervadura principal, de color café a pardo 
oscuro (Velasco 1987, Londoño 1999). 
 
En estado de pos cosecha aparece Penicillium sp. que causa daño al fruto, 
aunque no pasa el epicarpio (figura 3). Además, se ha encontrado Aspergillus 
niger Tiegh. en frutos cuya maduración ha sido inducida (Velasco 1987). 
 
 
Figura 3. Daño ocasionado por Penicillium sp. en frutos de borojó cosechados en 
la vereda Guamía (Buenaventura). 
 
 
18 
 
3.3.2. Uso del fruto 
En las poblaciones de la costa Pacífica y la Amazonía el borojó tiene diversos 
usos en procesos agroindustriales y medicinales. En la agroindustria se utiliza 
para la elaboración de jugos, helados, néctares, mermeladas, vinos, compotas, 
jaleas y bocadillos (Erazo 1999, Mejía 1983). La detección de fitoalexinas en el 
borojó se ha considerado como uno de los usos potenciales de esta especie, ya 
que en la mayoría de los casos dichos compuestos han demostrado poseer acción 
antifúngica y bactericida (Echeverry et al. 1981). 
 
La fruta es popularmente apreciada como reguladora de las funciones del 
estómago y de los riñones. Se utiliza para controlar la hipertensión, como 
cicatrizante de heridas, bebida refrescante y se le atribuyen propiedades 
afrodisíacas (Bernal et al. 1999). Anteriormente la pulpa era utilizada por los 
indígenas ubicados en la parte alta del río San Juan para embalsamar los 
cadáveres (Velasco 1987). 
 
Los análisis de laboratorio indican que el borojó podría ocupar el primer lugar del 
mundo entre las frutas carnosas por su contenido en fósforo (tabla 1). Jiménez y 
Restrepo (1987) aseguran que el uso más importante de esta fruta es combatir la 
desnutrición, debido a que en estudios realizados por los autores se concluyó que 
una libra de pulpa de borojó equivale a tres libras de carne. 
 
 
 
19 
 
Tabla 1. Contenido nutricional en 100 gramos de parte comestible de borojó. 
Detalle 
Publicaciones 
Patiño (1950) Romero (1961) Villalobos (1978) 
Calorías - 93.0 - 
Agua (%) - 64.7 55.0-69.0 
Carbohidratos (%) 24.7 24.7 23.0-32.0 
Azúcares totales (%) - - 4.2-7.8 
Azúcares reductoras (%) - - 2.9-6.0 
Fibra (%) - 8.3 10.0-15.0 
Cenizas (%) - 1.2 0.8-1.2 
Proteínas (%) 1.1 1.1 0.8-1.3 
Grasas (%) 0.02 0 0.7-1.0 
Calcio (mg) 23.0 25.0 - 
Fósforo (mg) 40.0 160.0 - 
Hierro (mg) 0.2 1.5 - 
Tiamina 25 gamas 0.3 mg - 
Riboflavina 76 gamas 0.1 mg - 
Niacina - 2.3 mg - 
Ácido ascórbico (mg) - 3.0 - 
Vitamina C (mg) 3.0 3.1 - 
Acidez (g ácido cítrico/100 g) - - 3.0-6.0 
Sólidos solubles a 2°C - - 29.0-41.0 
pH a 20°C - - 2.8-3.0 
 
3.4. Microorganismos asociados a semillas 
Los hongos constituyen el grupo más grande de patógenos asociados a las 
semillas. Su presencia en estas estructuras reproductivas depende principalmente 
de las condiciones ambientales a las que se encuentren sometidas (Agarwal & 
Sinclair 1987). Cuando la humedad relativa del medio ambiente alcanza un 75%, 
la mayoría de semillas alcanzan un equilibrio de 14% de humedad (base húmeda). 
Con este porcentaje de humedad las esporas de los hongos contenidas en las 
semillas germinan y se desarrollan; este proceso se acelera a medida que la 
temperatura es superior a 25°C (Ramírez 1966). 
 
Los hongos pueden hallarse tanto al interior como al exterior de la semilla. Los 
hongos que se encuentran en el interior se localizan especialmente en regiones 
20 
 
húmedas y calientes. La mayor parte de estos hongos inician su ataque cuando la 
semilla está en proceso de desarrollo o de maduración (Neegaard 1977). Muchas 
de estas especies son formas parásitas que en el campo pueden atacar a otras 
partes de la planta, además de la semilla (Agrios 2005). Entre los hongos más 
comunes que se localizan al interior de la semilla se encuentran: 
Helminthosporium sp, Gibberella sp., Diplodia sp. y Colletotrichum sp. (Agarwal & 
Sinclair 1987, Christensen 1972). 
 
La distribución de los hongos que se desarrollan superficialmente en la semilla es 
muy amplia. Esto se debe a que las pequeñas esporas son fácilmente llevadas por 
el viento de un lugar a otro. Además, constituyen un grupo de organismos 
adaptados a vivir en una gran diversidad de condiciones, tanto climáticas como 
alimenticias. Entre las especies más comunes, pertenecientes a este grupo de 
hongos, se encuentran varios representantes de los géneros Aspergillus, 
Penicillium y Rhizopus (Christensen 1972). 
 
A diferencia de los hongos, las bacterias son microorganismos menos frecuentes 
en las semillas, sin embargo, ciertas especies son responsables de devastadoras 
enfermedades (Neegaard 1977, Bewley & Black 1985). Las bacterias que infectan 
las semillas de sus especies hospedantes pueden ser llevadas en o sobre ellas a 
distancias variables mediante cualquiera de los agentes de dispersión de las 
semillas (Agrios op. cit.). 
 
21Entre las enfermedades ocasionadas por las bacterias se encuentra la marchitez 
vascular, producida generalmente por los géneros Pseudomonas y Erwinia. Estas 
bacterias se multiplican en el interior de los haces vasculares de las plantas, 
bloqueando el paso de agua y nutrimentos de las raíces hacia los tejidos aéreos 
de la misma (Castaño-Zapata & Del Río 1997). 
 
Los tizones y manchas foliares o de fruto son ocasionados por los géneros 
Xanthomonas, Pseudomonas y Erwinia; mientras que los tumores y agallas son 
producidos principalmente por bacterias del género Agrobacterium). Estos tumores 
se forman en la parte baja del tallo (a veces en las ramas bajas) de las plantas 
afectadas en respuesta a la inoculación de metabolitos sintetizados por las 
bacterias (Castaño-Zapata & Del Río 1997). 
 
3.5. Viabilidad de las semillas infectadas 
La viabilidad de las semillas puede alterase por factores genéticos, fisiológicos, 
citológicos, mecánicos o por la presencia de diferentes organismos, entre los que 
se encuentran las bacterias y los hongos. El desarrollo de estos microorganismos, 
en algunos casos, contribuye al calentamiento y descomposición de las semillas. 
Las enzimas producidas por los hongos, por ejemplo, atacan a los carbohidratos, 
grasas y proteínas de la semilla y deterioran su calidad. En estas condiciones la 
acidez de las semillas se incrementa y la capacidad para germinar decrece lenta o 
rápidamente hasta desaparecer (Agarwal & Sinclair 1987). 
 
22 
 
Investigaciones realizadas con semillas de especies de importancia económica 
han demostrado que la mayoría de los microorganismos presentes en las semillas 
se convierten en patógenos cuando se inicia el proceso de germinación. En soya, 
los hongos Cercospora kikuchii (Matsumoto & Tomoy) Gardner y Macrophomina 
phaseolina (Tassi) Goid. reducen en un 12% y 59%, respectivamente, la 
emergencia de plántulas; mientras que Diaporthe phaseolorum var. sojae 
(Lehman) Wehm. y Phomopsis spp. disminuyen proporcionalmente la germinación 
de las semillas a medida que la infección aumenta (Kmetz et al. 1974). 
 
Sharma & Sohi (1975) demostraron que las semillas de tomate infectadas con 
Phytophthora parasitica Dastur generalmente no germinan, y las que si lo hacen 
mueren en estado de plántula por el daño causado por este microorganismo. En 
semillas de arroz, Alternaria zinniae Pape es responsable de la muerte de las 
semillas antes de la emergencia y enfermedades en las plántulas después de la 
emergencia (Gambogi et al. 1976). Las bacterias Corynebacterium michiganense 
(Smith) Jensen en pimentón y Bacillus subtilis (Ehrenberg) Cohn en garbanzo y 
soya, reducen la germinación en el campo de las semillas infectadas 
naturalmente. 
 
Los focos infecciosos creados por las enfermedades transmitidas a través de la 
semilla pueden afectar el desarrollo de otras plantas (Alonso et al. 1995). En este 
contexto, los perjuicios ocasionados por los agentes patógenos asociados a las 
semillas no se limitan sólo a pérdidas directas de la población de plantas en el 
23 
 
campo, sino que conllevan una serie de implicaciones que, de manera más 
acentuada, pueden llevar a daños irreversibles de todo un sistema agrícola (Ridao 
2003). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
4. OBJETIVOS 
4.1. General 
Caracterizar los microorganismos asociados a las semillas de A. patinoi en 
plantaciones de Guamía, Buenaventura (Valle del Cauca) y determinar su 
incidencia en la viabilidad de las semillas. 
 
4.2. Específicos 
Examinar las estructuras externas e internas de la semilla para determinar la 
presencia de microorganismos asociados a la misma. 
 
Realizar pruebas de patogenicidad en plántulas de A. patinoi para establecer la 
relación de los microorganismos aislados en semillas con los síntomas observados 
en órganos externos 
 
Evaluar la viabilidad de las semillas mediante pruebas topográficas de tetrazolium 
y de germinación normal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
5. MATERIALES Y MÉTODOS 
5.1. Localización del estudio 
Las semillas utilizadas fueron extraídas de frutos de borojó colectados en 
plantaciones de la vereda Guamía, situada en la antigua vía Simón Bolívar a 32 
kilómetros del municipio de Buenaventura (figura 4). Guamía es una zona de 
policultivos de vega y bosques de colinas bajas con distintos grados de 
intervención antrópica; se encuentra ubicada sobre las márgenes del río 
Anchicayá a 70 msnm. Por sus condiciones climáticas de alta temperatura (27°C), 
alta humedad relativa (96% HR) y alta precipitación pluvial anual de más de 7000 
mm/año, es considerada como un bosque muy húmedo tropical (bmh-T), con 
transición a bosque pluvial tropical (bp-T) según la clasificación de Holdrige (De 
las Salas 1987; Constantino et al. 1998). 
 
Las semillas recién extraídas fueron homogenizadas y escogidas de manera 
aleatoria para cada una de las pruebas y tratamientos. Se eliminaron previamente 
sus impurezas y se lavaron con agua destilada, con el fin de quitar los residuos de 
pulpa de fruta adheridos a la testa. 
26 
 
 
Figura 4. Localización de la vereda Guamía (Buenaventura, Valle del Cauca). Se 
encuentra limitada por la vereda Limones al oeste, el Río Piedras al norte y la 
vereda San Marcos al este en la zona de amortiguamiento al parque Nacional 
Natural Farallones de Cali (Adaptado de IGAC 2003). 
 
5.2. Detección y aislamiento de microorganismos 
Las pruebas de detección de microorganismos se realizaron en el Laboratorio de 
Sanidad Vegetal del departamento de Biología, en la Universidad del Valle (sede 
Meléndez). Las semillas fueron evaluadas utilizando dos tratamientos: semillas sin 
desinfectar (SD) y semillas desinfectadas (DD). Cada tratamiento contaba con 800 
semillas, distribuidas en 160 réplicas de 5 semillas cada una. 
 
En el Tratamiento DD las semillas fueron desinfectadas con alcohol al 96%, por 
30 segundos, solución de hipoclorito de sodio al 5%, por 30 segundos y lavado 
con agua destilada estéril por cuatro veces. En el tratamiento SD las semillas se 
lavaron por cuatro ocasiones con agua destilada estéril. Una vez se les aplicó el 
Vía Simón 
Bolívar 
Guamía 
Buenaventura 
 N 
27 
 
tratamiento correspondiente, las semillas fueron llevadas a la cámara de flujo 
laminar (Labconco), donde se secaron con papel absorbente estéril y se colocaron 
en el medio de cultivo Sabouraud (Merck). Las cajas fueron incubadas en la 
oscuridad (Incubadora Kryoven) a 30°C por 72 horas en el Laboratorio de sanidad 
vegetal. 
 
Después de este período de incubación, las colonias diferenciadas 
morfológicamente en cada tratamiento fueron aisladas y purificadas para su 
posterior identificación. Para los microorganismos bacterianos presentes en las 
semillas se utilizó el medio de cultivo Agar Nutritivo (Merck) y para los hongos 
Agar Papa Dextrosa (PDA, Merck). 
 
Por cada microorganismo aislado, se realizó un seguimiento continuo que 
consistió en un análisis cualitativo macroscópico en el que se tuvo en cuenta 
textura, topografía y color de las colonias fúngicas; para las bacterias se tuvo en 
cuenta el color, configuración, margen y elevación de las colonias. 
 
5.2.1. Identificación de microorganismos fúngicos 
Las diferentes colonias aisladas de las semillas de borojó se incubaron en la 
oscuridad a 30°C por siete días, tiempo en el cual los microorganismos ocuparon 
gran parte de la caja de Petri y la mayoría se encontraban esporulados. Las 
colonias que no tenían esporas después de este período de incubación fueron 
expuestas a luz fluorescente por 12 horas, sembradas en agar agua o agar 
zanahoria. 
28 
 
De cada aislamiento esporulado se realizaron micropreparados con azul de 
lactofenol y se observó la morfología del micelio y las estructuras fructificantes, en 
el microscopio (OLYMPUS CH30) con un aumento de 400X. Para la identificación 
de loshongos se utilizaron las claves, descripciones y esquemas propuestos para 
la identificación morfológica de hongos por Barnett & Hunter (1998) y Castaño-
Zapata (2005). 
 
A partir de cada hongo se cortaron trozos de micelio con PDA y se depositaron en 
tubos de ensayo con agua destilada estéril, con el objetivo de conservar las cepas 
a una temperatura ambiente y contribuir a la colección de hongos del Laboratorio 
de sanidad vegetal. 
 
5.2.2. Identificación de microorganismos bacterianos 
Las colonias aisladas fueron incubadas en la oscuridad a 30°C por 48 horas en 
agar nutritivo. Una vez se obtuvieron colonias individuales, se iniciaron una serie 
de pruebas propuestas por Schaad et al. (2001) para la diferenciación de géneros 
bacterianos (Figura 5). Estas pruebas se realizaron en el laboratorio de 
microbiología de la Universidad del Valle (sede Meléndez). Cada aislamiento se 
encuentra conservado a una temperatura ambiente en agua destilada estéril, en el 
laboratorio de sanidad vegetal. 
29 
 
 
Figura 5. Diferenciación de los géneros de bacterias más comunes en 
aislamientos de plantas (modificado de Schaad et al. op. cit.). 
Colonias 
amarillas en YDC 
Crecimiento en DlM 
Agar 
Agrobacterium Acidovorax 
Burkholderia 
Ralstonia 
Crecimiento a 
33°C en YDC 
Xylophilus Xanthomonas 
Xanthomonas Xylophilus 
Utiliza Arginina y 
Betaina 
+ 
Ralstonia 
Acidovorax 
Crecimiento a 40°C + - 
Burkholderia 
d 
Acidovorax Ralstonia 
 Pseudomonas Agrobacterium, Xanthomonas, 
Xylophilus, Burkholderia, 
Acidovorax, Ralstonia 
- Colonias amarillas en YDC 
Xanthomonas 
c 
Xylophilus 
Agrobacterium, Acidovorax, 
Burkholderia, Ralstonia 
+ Ureasa - - 
Formación de Endosporas - + 
Erwinia, Pantoea, Xylophilus, 
Acidovorax, Burkholderia, 
Ralstonia, Pseudomonas, 
Xanthomonas, Agrobacterium 
Tinción de Gram + - 
Coryneform, 
Bacillus, 
Clostridium, 
Streptomyces 
 
Crecimiento Anaeróbico - + 
Erwinia 
a
 
Pantoea 
- + 
 Pantoea Erwinia 
Agrobacterium 
Acidovorax 
Burkholderia 
Ralstonia 
Pseudomonas 
Xanthomonas 
Xylophilus 
Pigmento 
Fluorescente en 
KB - + 
 Bacillus 
Clostridium 
b 
 
Coryneform 
Streptomyces 
 Crecimiento 
Anaeróbico 
Micelio aéreo 
a 
Las colonias de Pantoea citrea y algunas cadenas de P. 
agglomerans son generalmente blancas. 
b
 Las células de Clostridium con esporas son generalmente 
abultadas, mientras que las de Bacillus no. 
c
 Las colonias de Xanthomonas cassavae y dos patovares 
de X. campestris son de color blanco. 
d
 Burkholderia andropogonis es negativa para arginina y 
betaina. Sin embargo, es oxidasa negativa, mientras que 
Ralstonia y Acidovorax son positivas. 
+ 
- + + 
- 
- + 
- + 
Streptomyces Coryneform 
Clostridium Bacillus 
30 
 
5.2.2.1. Tinción de Gram 
Se prepararon extendidos de cada una de las colonias bacterianas en portaobjetos 
y se dejaron secar al aire. El extendido se fijó a la placa pasándolo cuatro veces 
sobre la llama del mechero para que no fuera arrastrado durante la tinción. 
Posteriormente, el preparado se colocó sobre un soporte de tinción y se cubrió con 
solución de cristal-violeta durante un minuto, se lavó con agua destilada e 
inmediatamente después se adicionó solución de yodo (Lugol de Gram) durante 
un minuto. Se lavó nuevamente con agua destilada y se agregaron varias gotas de 
alcohol- acetona; después de diez segundos, se lavó y se cubrió con el colorante 
de contraste (safranina) durante un minuto. La placa se llevó al microscopio 
(OLYMPUS CH30) y se observó en el objetivo de 100X. Las bacterias Gram 
positivas se observaron de color violeta y las Gram negativas rojo o rosadas. 
 
5.2.2.2. Crecimiento anaeróbico 
Con cada bacteria se inocularon dos tubos que contenía el medio de cultivo 
descrito en el anexo A para esta prueba. Posteriormente, se cubrió toda la 
superficie del medio inoculado con vaselina líquida estéril, formando una capa de 
aproximadamente 5 mm de grosor. El cambio de color de azul a amarillo en el 
medio inoculado se reportó como positivo para crecimiento anaeróbico 
(fermentación). 
 
5.2.2.3. Tinción de esporas 
En portaobjetos se realizaron extendidos de cada una de las colonias bacterianas 
y se cubrieron con tiras de papel filtro. Las placas se bañaron con una solución 
31 
 
acuosa de verde de malaquita al 5% y se calentaron al vapor durante seis minutos 
sin dejar secar. Posteriormente se lavaron con agua destilada y se cubrieron con 
solución de safranina al 0.5 % durante 30 segundos. Las placas se observaron al 
microscopio en el objetivo de 100X. Las células bacterianas se colorearon de color 
rojo y las esporas se observaron de color verde, generalmente esféricas y al 
interior de las células. 
 
5.2.2.4. Medio de cultivo YDC 
El medio de cultivo para esta prueba se preparó de acuerdo a lo indicado en el 
anexo A. Por cada una de las bacterias se prepararon dos cajas de Petri. Una vez 
sembradas, fueron incubadas en la oscuridad a 30°C por 48 horas. Se reportó el 
crecimiento y características de la colonia en este medio. Para la diferenciación de 
Xanthomonas spp., las cajas se incubaron a 33°C por el mismo período de tiempo. 
 
5.2.2.5. Medio de cultivo King B Agar (KB) 
El medio de cultivo para esta prueba se preparó de acuerdo a lo indicado en el 
anexo A. Por cada una de las bacterias se prepararon dos cajas de Petri. Una vez 
sembradas, fueron incubadas en la oscuridad a 30°C por 48 horas. Se reportó el 
crecimiento y características de la colonia en este medio. 
 
5.2.2.6. Producción de ureasa 
Las bacterias fueron sembradas en cada uno de los tubos mediante la técnica de 
estría. Por cada bacteria se inoculó un tubo control, el cual contenía el medio 
basal sin urea (anexo A). La producción de ureasa se evidenció por el incremento 
32 
 
en la alcalinidad del medio, lo cual provocó el cambio de color amarillo a rosado. 
 
5.2.3. Análisis de datos 
Los microorganismos detectados fueron clasificados como fitopatógenos, 
saprófitos o parásitos de hongos (antagónicos). Los datos obtenidos fueron 
analizados mediante estadística descriptiva, utilizando como herramientas la 
frecuencia relativa manifestada por cada género e histogramas. 
 
5.3. Pruebas de patogenicidad 
5.3.1. Aislamientos inoculados 
Se inocularon seis microorganismos fúngicos y tres bacterianos aislados de la 
testa de las semillas. De los microorganismos obtenidos a partir de las semillas 
DD se inocularon 11 hongos y tres bacterias. Los aislamientos seleccionados para 
las pruebas de patogenicidad presentaron una alta frecuencia en cada uno de los 
tratamientos o se encontraron reportados como fitopatógenos en la literatura. 
 
5.3.2. Material vegetal 
Los aislamientos fueron inoculados en plántulas de borojó, obtenidas en un 
semillero ubicado en la vereda Guamía (Buenaventura). Las plántulas se 
trasladaron a una casa de malla en la estación experimental de Biología 
(Universidad del Valle, sede Meléndez). Antes de realizar las pruebas, el material 
vegetal se sometió a un periodo de adaptación (60 días aproximadamente). 
El sistema de riego de la casa de malla se activó todos los días, con el propósito 
de brindar la humedad necesaria para el buen desarrollo de las plántulas. 
33 
 
5.3.3. Preparación de inóculo e inoculación 
Para los hongos se utilizó suspensiones acuosas de esporas ajustadas a una 
concentración de 1x10
6
 esporas/ml. En el caso de las bacterias, se adicionó 20 ml 
de agua destilada estéril a cada caja de Petri y con un asa de argolla se diluyó la 
superficie que contenía las colonias. Una vez se obtuvo una solución homogénea, 
se filtró el contenido de la caja en un tubo de ensayo. La inoculación se realizó con 
inyectores estériles de 1 cm3. 
 
Un día previo a la inoculación, las plántulas se cubrieron con bolsas plásticas 
humedecidas con el objetivo de crear un microclima propicio para el desarrollo delos microorganismos. Los tratamientos o aislamientos inoculados se distribuyeron 
utilizando un diseño completamente aleatorio, con tres repeticiones y un control 
(plántula inoculada con agua destilada estéril) por cada uno (figura 6). 
 
5.3.4. Evaluación del material vegetal inoculado 
La evaluación de cada plántula se realizó con base a la escala general de 
enfermedad (tabla 2) propuesta por Castaño-Zapata (1989). Se hicieron revisiones 
cada siete días durante tres semanas y se calculó la severidad (área de tejido 
afectado) de las plántulas que expresaron algún síntoma. 
 
A partir de los tejidos enfermos se cortaron trozos de unos 5 mm que abarcaran 
tanto tejido enfermo como tejido sano. Se lavaron durante 30 segundos en alcohol 
al 96% para romper la tensión superficial. Luego se sumergieron en hipoclorito de 
sodio al 5% por el mismo periodo de tiempo y se lavaron por dos ocasiones con 
34 
 
agua destilada estéril. Una vez se le quitó el exceso de agua con papel absorbente 
a cada una de las muestras, se transfirieron a las cajas de Petri con PDA. Se 
realizaron dos repeticiones para cada una de las muestras. Las cajas fueron 
incubadas a 30°C. 
 
 
 
 
Figura 6. (a) Plántulas de borojó en la casa de malla de la estación experimental 
del Departamento de Biología. (b) Plántulas con bolsas plásticas humedecidas. (c) 
Sistema de riego utilizado durante la inoculación. (d) Inoculación por inyección. 
 
 
a b 
c d 
35 
 
Tabla 2. Escala general de enfermedad (Castaño-Zapata 1989). 
Grados Severidad (%) Descripción 
0-3 0-5 Expresión favorable 
4-6 6-25 Reacciones intermedias 
7-9 Mayor a 25 Reacción de susceptibilidad 
 
5.4. Contenido de humedad de las semillas 
Se utilizaron 60 semillas recién extraídas de los frutos, distribuidas en cuatro 
réplicas de 15 semillas cada una. Inicialmente las semillas fueron maceradas 
(trituradora KRUPS) y pesadas (balanza Mettler Toledo AL 204). La muestra 
macerada fue sometida a una temperatura constante de 130°C por 15 minutos y 
fue pesada nuevamente (presecado). Posteriormente, el macerado se expuso a la 
misma temperatura, durante una hora (secado) y se determinó su peso final. El 
contenido de humedad se calculó como el porcentaje de peso perdido en el 
presecado y secado (ecuación 1 y 2) (ISTA 1999). 
 
 
Donde, 
M1: Peso (g) de la caja de Petri vacía. 
M2: Peso (g) de la caja de Petri con las semillas maceradas. 
M3: Peso (g) de la caja de Petri con las semillas maceradas y secadas. 
 
 
 
36 
 
Donde, 
S1: Contenido de Humedad (%) después de presecado. 
S2: Contenido de Humedad (%) después de secado. 
 
5.5. Prueba de germinación 
La prueba de germinación se realizó en el laboratorio de semillas, ubicado en la 
estación experimental del departamento de Biología de la Universidad del Valle. 
Se utilizó un diseño completamente aleatorio, en el que 480 semillas fueron 
distribuidas en ocho réplicas de 60 semillas por tratamiento (SD y DD). Las 
semillas tratadas fueron colocadas sobre una doble capa de papel toalla (Scott 
duramax) humedecida con agua destilada y se cubrieron con otra capa del mismo 
papel. Posteriormente, se formaron rollos y se dispusieron dentro de bolsas 
transparentes impermeables (figura 7). 
 
Las 960 semillas se incubaron en cámara de germinación (Kryoven) a una 
temperatura alternada diaria de 26°C durante 16 horas en la oscuridad y a 31°C 
por ocho horas en la luz (figura 8). Los rollos fueron humedecidos con agua 
destilada una vez por semana. 
 
Las semillas se revisaron cada dos días durante 70 días; se registró el número de 
semillas germinadas en cada revisión (radícula mayor a 3 mm) y se halló el índice 
de sincronía (Z) para cada tratamiento utilizando la ecuación 3 (Ranal & García de 
Santana 2006). 
 
37 
 
 
Donde, 
Cni, 2: Combinación de semillas germinadas en el tiempo i. 
ni: Número de semillas germinadas en el tiempo i. 
 
 
Figura 7. Semillas de borojó en rollos de papel humedecidos para pruebas de 
germinación. 
 
 
 
Figura 8. Ciclo diario de temperatura y luminosidad al que fueron sometidas las 
semillas durante la prueba de germinación. 
Oscuridad Oscuridad 
Luz Luz 
38 
 
5.5.1. Germinación normal 
El desarrollo de las semillas germinadas se evaluó como el porcentaje de 
plántulas normales a los 70 días de incubación. Se consideraron plántulas 
normales aquellas que a partir de su embrión han desarrollado las estructuras 
esenciales de las plántulas (ISTA 1999). Para el caso de las plantas 
eudicotiledóneas, como el borojó, las estructuras esenciales son la raíz, el 
hipocotilo, los cotiledones y el sistema apical (Instituto Nacional de Semillas y 
Plantas de Vivero 1979). 
 
5.5.2. Análisis de datos 
Se calculó el coeficiente de velocidad de germinación (Nichols & Heydecker 1968, 
Bewley & Black 1985) y el tiempo medio de germinación (Ranal & García de 
Santana 2006) para cada tratamiento (ecuación 4 y 5, respectivamente). 
 
 
Donde, 
fi: número de semillas germinadas (no acumuladas) en el día i. 
xi: número de días desde que se inició la prueba. 
k: último día de germinación. 
 
 
Donde, 
39 
 
ti: tiempo en el que comenzó el experimento hasta la i-enésima observación. 
ni: número de semillas germinadas (no acumuladas) en el día i. 
k: último día de germinación. 
 
Con los porcentajes de germinación total, normal y los coeficientes de velocidad 
de germinación se evaluaron los supuestos de normalidad (Shapiro-Wilk Test) y 
homogeneidad de varianzas (Bartlett's Test). Mediante un análisis de varianza 
(ANOVA) se determinó si los datos obtenidos en los dos tratamientos presentaban 
diferencias estadísticamente significativas. En el caso en el que no se cumplió con 
los dos supuestos evaluados, se realizó una prueba no paramétrica (Kruskal-
Wallis One-Way) para determinar dichas diferencias. El análisis de los datos se 
efectuó en el programa Statistix versión 8.0 (Analytical Software, St. Paul, Minn). 
 
5.6. Prueba topográfica de tetrazolium (TZC) 
Se realizó un corte longitudinal a cada semilla evaluada, de tal manera que el 
embrión quedó totalmente expuesto (figura 9) y fueron sumergidas en agua 
destilada por un periodo de 24 horas, a una temperatura aproximada de 20°C. 
Posteriormente, se trasladaron a un recipiente con la solución de tetrazolium al 
0.01%, en donde permanecieron por 24 horas, a una temperatura de 30°C en la 
oscuridad. Cada semilla fue revisada en el estereoscopio (LEYCA 2000); las 
semillas no viables carecían de la coloración roja que revela si los procesos de 
reducción se están llevando a cabo en las células vivas. 
 
40 
 
La metodología implementada para esta prueba resultó ser la adecuada para 
evaluar la viabilidad de las semillas de borojó luego de una serie de ensayos 
preliminares. 
 
 
Figura 9. Corte longitudinal realizado a las semillas de borojó para la prueba 
topográfica de tetrazolium. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Embrión 
41 
 
6. RESULTADOS 
6.1. Detección de microorganismos 
Las semillas que no fueron desinfectadas manifestaron el crecimiento de algún 
microorganismo en el 95.0% de las 160 cajas de Petri en las que fueron 
evaluadas; de esta proporción la mayoría presentaban dos colonias 
morfológicamente diferenciadas y sólo una caja presentó cinco colonias diferentes. 
En contraste, en el 34.4% de las semillas desinfectadas no se evidenció la 
presencia de microorganismos y en la mayoría de estas semillas solo creció una 
colonia (figura 10). 
 
 
Figura10. Frecuencia relativa (%) del número de microorganismos presentados en 
cada una de las cajas de Petri. 
 
6.1.1. Identificación de los microorganismos 
Se detectaron cincogéneros de microorganismos fúngicos y tres bacterianos 
asociados a la testa de las semillas, aislados del tratamiento SD. En el 66.0% de 
42 
 
las semillas desinfectadas se detectaron 11 géneros de hongos, un micelio estéril 
no identificado y tres géneros de bacterias. 
 
Las figuras del anexo B ilustran los resultados que permitieron la diferenciación de 
los géneros bacterianos de acuerdo con la metodología implementada. Las 
características de los hongos descritos en las tablas 3 y 4 se observan 
detalladamente en las figuras pertenecientes al anexo C. 
 
La totalidad de los géneros bacterianos identificados en los dos tratamientos están 
reportados en la literatura como fitopatógenos (tabla 5) (Schaad et al. op. cit.). En 
el caso de los hongos asociados a la testa de las semillas (tabla 3), el 86.4% de 
los géneros son patógenos de plantas o saprófitos y el 13.6% son saprófitos, 
generalmente de madera (Rhinocladiella sp.) (Barnett & Hunter 1998). 
 
De los 11 géneros fúngicos asociados al interior de las semillas (tabla 4) sólo 
Scopulariopsis sp. y Trichocladium sp. están reportados como hongos saprófitos 
del suelo. El 54.0% de los aislamientos son hongos fitopatógenos o saprófitos; 
mientras que Trichoderma sp. y algunas especies de Verticillium sp. se 
caracterizan por ser parásitos de otros hongos o saprófitos (Barnett & Hunter 
1998). 
 
 
 
 
43 
 
Tabla 3. Descripción y clasificación de los microorganismos fúngicos aislados en el 
tratamiento SD (Barnett & Hunter 1998, Castaño-Zapata 2005, FUNGAL 
DATABASES, NOMENCLATURE AND SPECIES BANKS 
<http://www.mycobank.org/> consulta: 13 marzo 2009). 
Clasificación taxonómica 
Características 
Macroscópicas 
Características microscópicas 
Orden: Eurotiales 
Familia: Trichocomaceae 
Género: Penicillium sp. 
Textura polvosa de color 
gris claro en el centro y 
blanco alrededor 
(conidias); topografía 
rugosa de color crema. 
Conidióforos emergen del micelio 
simple, ramificados cerca al ápice, 
penicilados, terminan en un grupo de 
fiálidas. Conidias hialinas o 
brillantemente coloreadas en masa, 
unicelulares, la mayoría globosas u 
ovoides, en cadenas secas 
basipétales. 
Orden: Eurotiales 
Familia: Trichocomaceae 
Género: Aspergillus sp. 
- Morfotipo 1: Textura 
algodonosa de color café 
claro y algunas partes 
blancas; topografía lisa 
de color crema. 
-Morfotipo 2: Textura 
granular de color amarillo 
con negro en el centro y 
blanco en los extremos 
(conidias); topografía lisa 
de color crema. 
Conidióforos simples, terminan en un 
hinchamiento globoso, con fiálidas 
en el ápice. Conidias unicelulares, 
globosas, a menudo coloreadas en 
masa. 
Orden: Chaetothyriales 
Familia: 
Herpotrichiellaceae 
Género: Rhinocladiella sp. 
Textura afelpada, gris; 
topografía cerebriforme 
de color gris oscuro. 
Conidióforos simples y oscuros. 
Conidias hialinas, generalmente 
unicelulares, de forma oblonga-
elipsoidal. 
Orden: Hypocreales 
Familia: Nectriaceae 
Género: Fusarium sp. 
 
-Morfotipo 1: Textura 
granular, blanca; 
topografía lisa de color 
crema. 
Conidióforos variables, delgados, 
simples o gruesos, cortos, 
ramificados irregularmente o 
produciendo un manojo de fiálidas 
individuales o agrupadas en 
esporodoquios. Conidias hialinas, 
variables, principalmente de dos 
clases: macroconidias y 
microconidias. Se observaron 
macroconidias con varias células, 
ligeramente curvadas o dobladas en 
extremos agudos, típicamente en 
forma de canoa. 
Orden: Pleosporales 
Familia: Pleosporaceae 
Género: Curvularia sp. 
Textura afelpada de color 
gris oscuro; topografía 
lisa azulosa. 
Conidióforos cafés, la mayoría 
individuales, conidias apicales o 
sobre nuevos puntos en crecimiento 
simpodial. Conidias oscuras, células 
claras en los extremos, de tres a 
cinco células, más o menos 
fusiformes, típicamente encorvadas, 
con una de las células centrales 
alargadas. 
44 
 
Tabla 4. Descripción y clasificación de los microorganismos fúngicos aislados en el 
tratamiento DD (Barnett & Hunter 1998, Castaño-Zapata 2005, FUNGAL 
DATABASES, NOMENCLATURE AND SPECIES BANKS 
<http://www.mycobank.org/> consulta: 13 marzo 2009). 
Clasificación taxonómica 
Características 
Macroscópicas 
Características microscópicas 
Orden: Hypocreales 
Familia: Hypocreaceae 
Género: Trichoderma sp. 
Textura afelpada, 
blanca, conidias 
verdes y topografía lisa 
de color crema. 
Conidióforos hialinos, muy ramificados, 
no verticilados. Fiálidas simples o en 
grupos. Conidias hialinas, unicelulares, 
ovoides, originadas en racimos 
terminales pequeños, generalmente 
fáciles de reconocer por su rápido 
crecimiento y formación de parces 
verdes de conidias. 
Orden: Eurotiales 
Familia: Trichocomaceae 
Género: Penicillium sp. 
Textura polvosa de 
color gris claro en el 
centro y blanco 
alrededor (conidias); 
topografía rugosa de 
color crema. 
Conidióforos emergen del micelio 
simple, ramificados cerca al ápice, 
penicilados, terminan en un grupo de 
fiálidas. Conidias hialinas o 
brillantemente coloreadas en masa, 
unicelulares, la mayoría globosas u 
ovoides, en cadenas secas basipétales. 
Orden: Eurotiales 
Familia: Trichocomaceae 
Género: Aspergillus sp. 
 
-Morfotipo 3: Textura 
afelpada blanca, 
topografía rugosa de 
color café. Alrededor 
del hongo el PDA se 
torna amarillo oscuro. 
-Morfotipo 4: Textura 
afelpada blanca, 
topografía lisa de color 
crema. 
Morfotipo 5: Textura 
afelpada, en el centro 
rosada y en los 
extremos blanca; 
topografía lisa rosada. 
 
Conidióforos simples, terminan en un 
hinchamiento globoso, con fiálidas en el 
ápice. Conidias unicelulares, globosas, 
a menudo coloreadas en masa. 
Orden: Microascales 
Familia: Microascaceae 
Género: Scopulariopsis 
sp. 
Textura afelpada de 
color blanco con 
algunas manchas 
grises; topografía lisa 
de color rosado. Este 
hongo cambia el color 
del PDA a un color 
fucsia. 
Conidióforos ramificados, conidias 
hialinas, unicelulares, globosas con la 
base truncada, agrupadas en cadenas 
basipetales. 
Micelio estéril 
Textura algodonosa, 
blanca en el centro y 
café claro en los 
extremos; topografía 
lisa de color crema. 
 
Micelio hialino, septado. Conidióforos y 
conidias ausentes. 
45 
 
Orden: Hypocreales 
Familia: Hypocreaceae 
Género: Verticillium sp. 
Textura afelpada, 
verde en el centro y 
blanca en los 
extremos; topografía 
lisa de color crema. 
Conidióforos delgados, ramificados, al 
menos algunas de las ramificaciones o 
fiálidas verticiladas. Conidias de 
ovoides a elipsoidales, hialinas, 
unicelulares, originadas individualmente 
o en pequeños grupos apicales. 
Orden: Hypocreales 
Familia: Nectriaceae 
Género: Fusarium sp. 
 
-Morfotipo 2: Textura 
algodonosa de color 
amarillo, conidias 
blancas; topografía lisa 
de color naranja. 
Conidióforos variables, delgados, 
simples o gruesos, cortos, ramificados 
irregularmente o produciendo un 
manojo de fiálidas individuales o 
agrupadas en esporodoquios. Conidias 
hialinas, variables, principalmente de 
dos clases: macroconidias y 
microconidias. Se observaron 
macroconidias con varias células, 
ligeramente curvadas o dobladas en 
extremos agudos, típicamente en forma 
de canoa. 
Orden: Microascales 
Familia: 
Ceratocystidaceae 
Género: Chalaropsis sp. 
 
Textura algodonosa de 
color gris y algunas 
partes blancas; 
topografía lisa, azul 
oscuro. 
 
Conidióforos oscuros, fiálidas delgadas 
y largas. Conidias hialinas, cilíndricas, 
generalmente en cadenas. 
Orden: Pleosporales 
Familia: Pleosporaceae 
Género: Stemphylium sp. 
Colonias verdes 
oscuras, textura 
afelpada, topografía 
lisa color gris oscuro. 
Conidióforos oscuros, generalmente 
simples, conidias oscuras, con un septo 
longitudinal, variables en forma 
(globosa, elipsoidal u ovoide). 
Orden: Pleosporales 
Familia: Pleosporaceae 
Género: Curvularia sp. 
Textura afelpada de 
color gris oscuro; 
topografía lisa azulosa. 
Conidióforos cafés, la mayoría 
individuales, conidias apicales o